JP6662518B2 - Method for maintaining and expanding intestinal interepithelial lymphocytes in vitro - Google Patents
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- Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
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Description
本発明は、腸上皮間リンパ球をインビトロで維持・増殖させる方法や、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドの製造方法や、該製造方法により製造される、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド等に関する。 The present invention relates to a method for maintaining and expanding intestinal interepithelial lymphocytes in vitro, a method for producing intestinal crypt organoids in which intestinal interepithelial lymphocytes are increased, and an intestinal interepithelial lymphocyte produced by the production method. Related to increased intestinal crypt organoids and the like.
腸内において、最も内側の表面を覆う上皮層は、物質通過の部位としてだけでなく、宿主防御の最前線を構成する免疫応答の活性部位としても機能する。上皮は、陰窩上皮構造の底部に存在する成人幹細胞から生じる異なる種類の腸上皮細胞(IEC)から構成されている。腸上皮組織には、異なる系統の細胞の豊富な集団である、腸上皮間リンパ球(IEL)も存在している。IELは、例えば小腸で、IEC5〜10個あたり、IEL1個の密度で分散しており、IECの基底側の表面と密接に接触している。IELは、不均一な(heterogeneous)T細胞であり、他の末梢T細胞区画よりも多くのγd+T細胞レセプター(TCR)T細胞を含んでいる。IELは、それらの表面マーカー発現に基づいて、タイプaとタイプbのサブセットに分類され、γδT IELは、タイプbのIELの主要な分画を構成する。γδT IELは、上皮バリア機能(非特許文献1及び2)及び粘膜恒常性(非特許文献3)において重要な役割を有することが知られている。αβT IELは、不均一な集団を依然として代表しているものの、宿主防御機構にも貢献している(非特許文献4)。 In the gut, the epithelial layer covering the innermost surface functions not only as a site for substance passage, but also as an active site for the immune response that constitutes the forefront of host defense. The epithelium is composed of different types of intestinal epithelial cells (IEC) that arise from adult stem cells located at the bottom of the crypt epithelial structure. Intestinal epithelial tissue also has an intestinal interepithelial lymphocyte (IEL), a rich population of cells of different lineages. IELs are dispersed in the small intestine at a density of one IEL per 5 to 10 IECs, for example, and are in intimate contact with the basal surface of the IECs. IELs are heterogeneous T cells and contain more γd + T cell receptor (TCR) T cells than other peripheral T cell compartments. IELs are classified into subsets of type a and type b based on their surface marker expression, and γδT IELs constitute the major fraction of type b IELs. γδT IEL is known to have an important role in epithelial barrier function (Non-patent Documents 1 and 2) and mucosal homeostasis (Non-patent Document 3). Although αβT IEL still represents a heterogeneous population, it also contributes to host defense mechanisms (Non-Patent Document 4).
IELは、単離されると、アポトーシスに対する感受性が非常に高くなり(非特許文献5)、それまでの通常のインビトロ培養法では2〜3日間くらいしか維持することができなかったため、IELの機能に関するインビトロ研究は、長い間妨げられていた。そこで、IELをインビトロで維持・増殖できる方法の開発が試みられてきた。例えば、前述の非特許文献5には、単離されたγδ IELをインビトロで培養する際の培養液に、IL−2又はIL−15を添加して培養を行ったところ、IL−15を添加した場合の方が、より多くのγδ IELが得られた旨が記載されている。さらに非特許文献5には、単離されたγδ IELを、IL−15を添加した培養液で培養したところ、該γδ IELが6日目まで増殖した旨が記載されている(非特許文献5の図5A)。しかし、培養から6日目を超えると、生きたγδ IEL数は減少すると共に(非特許文献5の図5A)、アポトーシス率(%)はさらに高くなることから(非特許文献5の図5C)、その後は生きたγδ IEL数が急速に低下していくことが予想される点で、まだ十分実用的とは言えなかった。また、非特許文献5の方法では、γδ IELは増殖させることができているものの、αβ IELは増殖させることができていない(非特許文献5の図1B)。加えて、IELの遊走のインビボ解析ではIELが腸上皮間などを活発に遊走していることが知られているところ(非特許文献6)、非特許文献5の方法で増殖して得られたγδ IELは、そのような活発な遊走を示さないと考えられる。一方、例えば、非特許文献7には、マウス由来の単離IELを、マウス角化細胞株と共培養することによって、該IELを維持する方法が開示されている。しかし、非特許文献7の方法では、IELを維持できるのはせいぜいDay6くらいまでであり、また、IELを増殖させることもできていない(非特許文献7の図4等)。また、非特許文献7では、マウス由来の単離IELをマウス腸上皮細胞株と共培養したり、IL−2、IL−7及びIL−15を含有する上皮細胞培養液でマウス由来IELを培養する等しているが、いずれの培養でも、IELを7日以上維持できてはいない。このように、非特許文献7の方法では、実用レベルでIELを維持、増殖することはできなかった。 When isolated, IEL is very susceptible to apoptosis (Non-Patent Document 5), and it was only possible to maintain it for about two to three days by the conventional in vitro culture method. In vitro studies have been hindered for a long time. Therefore, development of a method capable of maintaining and growing the IEL in vitro has been attempted. For example, in Non-Patent Document 5 described above, IL-2 or IL-15 was added to a culture solution for culturing the isolated γδ IEL in vitro, and IL-15 was added. It is described that a larger amount of γδ IEL was obtained in the case of performing the above. Further, Non-Patent Document 5 describes that when the isolated γδ IEL was cultured in a culture solution to which IL-15 was added, the γδ IEL grew until day 6 (Non-Patent Document 5). FIG. 5A). However, after 6 days from the culture, the number of living γδ IELs decreased (FIG. 5A of Non-Patent Document 5) and the apoptosis rate (%) further increased (FIG. 5C of Non-Patent Document 5). Thereafter, the number of living γδ IELs is expected to decrease rapidly, so that it was not sufficiently practical. In the method of Non-Patent Document 5, although γδ IEL can be proliferated, αβ IEL cannot be proliferated (FIG. 1B of Non-Patent Document 5). In addition, in an in vivo analysis of IEL migration, it is known that IEL actively migrates between the intestinal epithelium and the like (Non-Patent Document 6). The γδ IEL is not expected to show such active migration. On the other hand, for example, Non-Patent Document 7 discloses a method for maintaining an IEL derived from a mouse by co-culturing the isolated IEL with a mouse keratinocyte cell line. However, according to the method of Non-Patent Document 7, the IEL can be maintained at most up to Day 6, and the IEL cannot be proliferated (see FIG. 4 of Non-Patent Document 7). In Non-Patent Document 7, mouse-derived isolated IEL is co-cultured with a mouse intestinal epithelial cell line, or mouse-derived IEL is cultured in an epithelial cell culture solution containing IL-2, IL-7 and IL-15. However, none of the cultures maintained the IEL for more than 7 days. Thus, the method of Non-Patent Document 7 could not maintain and proliferate the IEL at a practical level.
一方、近年の技術の進展により、小腸及び大腸の上皮幹細胞の長期培養が可能になった(非特許文献8〜10及び特許文献1及び2)。例えば、かかる技術により、マウス小腸のIECは、絨毛様区画により並んだ中央内腔(central lumen)を取り囲む陰窩様隆起領域を含む三次元腸内オルガノイドとして、ほぼ永遠に増殖させることができる(非特許文献8)。この方法により増殖したIECは、同系マウスに戻し移植したときに、通常の小腸上皮を再構成することができることが示され、このことから、かかる培養工程が小腸上皮細胞本来の特徴の維持に有害でないことが示された(非特許文献11)。 On the other hand, recent advances in technology have made possible long-term culture of small and large intestinal epithelial stem cells (Non-Patent Documents 8 to 10 and Patent Documents 1 and 2). For example, with such a technique, the IEC of the mouse small intestine can be grown almost forever as a three-dimensional intestinal organoid that includes a crypt-like ridge area surrounding a central lumen lined by villous compartments ( Non-Patent Document 8). IEC grown by this method was shown to be able to reconstitute normal small intestinal epithelium when transplanted back into syngeneic mice, indicating that such a culture step is detrimental to maintaining the intrinsic characteristics of small intestinal epithelial cells (Non-Patent Document 11).
また、前述のように小腸陰窩オルガノイドや大腸陰窩オルガノイドは知られていたが、これらの腸陰窩オルガノイドをIELの維持や増殖に利用することや、IELが増加した腸陰窩オルガノイドについては、これまでに報告はなされていなかった。 As described above, small intestinal crypt organoids and large intestinal crypt organoids were known.However, these intestinal crypt organoids are used for maintaining and proliferating IEL, and for intestinal crypt organoids having increased IEL, , Had not been reported before.
本発明は、腸上皮間リンパ球をインビトロで維持・増殖させる方法や、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドの製造方法や、該製造方法により製造される、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド等を提供することを目的とする。 The present invention relates to a method for maintaining and expanding intestinal interepithelial lymphocytes in vitro, a method for producing intestinal crypt organoids in which intestinal interepithelial lymphocytes are increased, and an intestinal interepithelial lymphocyte produced by the production method. It is intended to provide an increased intestinal crypt organoid and the like.
背景技術に記載されているように、単離されたIELをインビトロで維持・増殖させる(維持及び/又は増殖させる)方法には、不十分な点があった。本発明者らは、上記の背景技術の状況下で鋭意研究を行った結果、以下の(H)〜(L)などの知見を見いだし、本発明を完成させるにいたった。
(H)単離したIELを、小腸陰窩オルガノイドと共に細胞外マトリクスに包埋し、次いで、該小腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で共培養すると、IL−2やIL−7やIL−15を用いない従来の方法と比較して、IELをより長い期間維持することができること。かかる共培養において、培養液中にIL−7及びIL−15のいずれかを添加すると、IL−2やIL−7やIL−15を用いない従来の方法と比較して、IELをより長い期間維持する、又は、IELをより多く増殖させることができること。特に、かかる共培養において、培養液中にIL−2(好ましくはIL−2、IL−7及びIL−15のすべて)を添加すると、IL−2やIL−7やIL−15を用いる従来の方法と比較しても、IELをより長い期間維持する、又は、IELをより多く増殖させることができること。
(I)上記(H)の共培養方法は、共培養の始めに用いたIELと同様の多様性(γδ型とαβ型の割合など)をおおむね維持しつつ、IELを維持及び/又は増殖させることができること。
(J)単離したIELを、大腸陰窩オルガノイドと共に細胞外マトリクスに包埋し、次いで、該大腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液(但し、IL−2、IL−7及びIL−15を含む)中で共培養すると、IELの増加の程度は小腸陰窩オルガノイドと共培養した場合と比較して若干劣るものの、依然として、IELを培養・維持するための優れた方法であること。
(K)上記(H)の共培養方法により得られたIELについてイメージング解析を行ったところ、IELの遊走のインビボ解析に関する非特許文献6に報告されていたように、活発な遊走を示したこと。すなわち、上記(H)の共培養方法によれば、従来の方法により得られたIELよりも、インビボにおけるIELにより近い動態を示すIELを維持・増殖させることができること。
(L)上記(H)や(J)の共培養方法によれば、IELが増加した小腸陰窩オルガノイドや大腸陰窩オルガノイドを製造することができること。
As described in the background art, the method of maintaining and growing (maintaining and / or growing) an isolated IEL in vitro has been insufficient. The present inventors have conducted intensive research in the background art described above, and as a result, have found the following findings (H) to (L) and completed the present invention.
(H) The isolated IEL is embedded in an extracellular matrix together with the small intestinal crypt organoid, and then co-cultured in a culture medium capable of growing the small intestinal crypt organoid, to obtain IL-2, IL-7, IL-7 IEL can be maintained for a longer period of time as compared with the conventional method not using -15. In such a co-culture, when either of IL-7 and IL-15 is added to the culture solution, IEL is maintained for a longer period of time as compared with the conventional method not using IL-2, IL-7 or IL-15. Be able to maintain or grow the IEL more. In particular, in such a co-culture, when IL-2 (preferably all of IL-2, IL-7 and IL-15) is added to the culture solution, the conventional method using IL-2, IL-7 or IL-15 is used. The ability to maintain the IEL for a longer period of time or to grow the IEL more than in the method.
(I) The co-culturing method of (H) allows the IEL to be maintained and / or expanded while generally maintaining the same diversity (such as the ratio between γδ and αβ) as the IEL used at the beginning of the co-culture. What you can do.
(J) The isolated IEL is embedded in an extracellular matrix together with the colon crypt organoid, and then a culture solution capable of growing the colon crypt organoid (provided that IL-2, IL-7 and IL-15 are ), The degree of increase in IEL is slightly superior to that in the case of co-culture with small intestinal crypt organoids, but it is still an excellent method for culturing and maintaining IEL.
(K) When an imaging analysis was performed on the IEL obtained by the co-culturing method of (H) above, it showed active migration as reported in Non-Patent Document 6 concerning in vivo analysis of IEL migration. . That is, according to the co-culturing method of (H), an IEL exhibiting a kinetics closer to an IEL in vivo than an IEL obtained by a conventional method can be maintained and proliferated.
(L) According to the co-culture method of (H) or (J), an intestinal crypt organoid or an intestinal crypt organoid having an increased IEL can be produced.
すなわち、本発明は、
(1)(A)単離された腸上皮間リンパ球を、腸陰窩オルガノイドと共に、細胞外マトリクスに包埋する工程A:及び、(B)前記腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で、前記細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを共培養する工程B: を含むことを特徴とする、腸上皮間リンパ球をインビトロで維持・増殖させる方法や、
(2)(A)単離された腸上皮間リンパ球を、腸陰窩オルガノイドと共に、細胞外マトリクスに包埋する工程A:及び、(B)前記腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で、前記細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを共培養する工程B: を含むことを特徴とする、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドの
製造方法や、
(3)腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液が、IL−2、IL−7及びIL−15から選択される1種又は2種以上を含む、上記(1)又は(2)に記載の方法や、
(4)腸陰窩オルガノイドが小腸陰窩オルガノイドである場合は、小腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液が、分裂促進増殖因子、Wntアゴニスト及びBMP阻害物質を含む培養液であり、腸陰窩オルガノイドが大腸陰窩オルガノイドである場合は、大腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液が、血清アルブミン、Wnt3a、及び、R−スポンジン1を含有し、かつ、血清を含有しない培養液であることを特徴とする、上記(1)〜(3)のいずれかに記載の方法や、
(5)分裂促進増殖因子がEGFであり、WntアゴニストがR−スポンジン1及び/又はWnt−3aであり、BMP阻害物質がNogginであることを特徴とする上記(4)に記載の方法や、
(6)大腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液が、上皮細胞増殖因子(EGF)、肝細胞増殖因子(HGF)、及び、Nogginからなる群から選択される1種又は2種以上をさらに含有することを特徴とする上記(4)又は(5)に記載の方法や、
(7)腸陰窩オルガノイドが小腸陰窩オルガノイドである場合は、細胞外マトリクスが、マトリゲルであり、腸陰窩オルガノイドが大腸陰窩オルガノイドである場合は、細胞外マトリクスがコラーゲンであることを特徴とする上記(1)〜(6)のいずれかに記載の方法や、
(8)上記(2)〜(7)のいずれかに記載の製造方法により製造される、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドに関する。
That is, the present invention
(1) (A) Step A of embedding the isolated intestinal interepithelial lymphocytes together with intestinal crypt organoid in an extracellular matrix: and (B) in a culture solution capable of growing the intestinal crypt organoid A step of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids embedded in the extracellular matrix, wherein the method comprises the steps of:
(2) (A) Embedding the isolated intestinal interepithelial lymphocytes together with the intestinal crypt organoid in an extracellular matrix: A: and (B) in a culture solution capable of proliferating the intestinal crypt organoid And co-culturing the intestinal interepithelial lymphocytes and the intestinal crypt organoid embedded in the extracellular matrix, comprising the steps of: And
(3) The above-mentioned (1) or (2), wherein the culture solution capable of growing intestinal crypt organoids comprises one or more selected from IL-2, IL-7 and IL-15. How and
(4) When the intestinal crypt organoid is a small intestinal crypt organoid, the culture solution capable of growing the small intestinal crypt organoid is a culture solution containing a mitogenic growth factor, a Wnt agonist, and a BMP inhibitor; When the organoid is a colon crypt organoid, it is determined that the culture solution capable of growing the colon crypt organoid is a culture solution containing serum albumin, Wnt3a, and R-spondin 1 and not containing serum. The method according to any one of (1) to (3) above,
(5) mitogenic growth factor is EGF, a Wnt agonist R- spondinl and / or Wnt-3a, Ya method described above SL (4) to BMP inhibitor characterized in that it is a Noggin ,
(6) The culture solution capable of growing colonic crypt organoids further contains one or more selected from the group consisting of epidermal growth factor (EGF), hepatocyte growth factor (HGF), and Noggin The method according to the above ( 4 ) or ( 5) ,
(7) When the intestinal crypt organoid is a small intestinal crypt organoid, the extracellular matrix is Matrigel, and when the intestinal crypt organoid is a large intestinal crypt organoid, the extracellular matrix is collagen. The method according to any one of the above (1) to (6),
(8) An intestinal crypt organoid produced by the production method according to any one of (2) to (7) and having increased intestinal interepithelial lymphocytes.
本発明によれば、腸上皮間リンパ球をインビトロで維持・増殖させることができる。本発明の方法は、L−2やIL−7やIL−15を用いない従来の方法又はL−2やIL−7やIL−15を用いる従来の方法と比較して、IELをより長期間維持すること又はIELをより多く増殖させることができる。また、本発明によれば、γδ IELだけでなく、αβ IELも増殖させることができる。さらに、本発明によれば、IELが増加した腸陰窩オルガノイドを製造することができる。かかる腸陰窩オルガノイドは、腸上皮間リンパ球の運動性に与える影響を評価する方法に利用することができる。本発明によれば、従来のインビトロ培養法で維持・増殖させるよりも、インビボにおけるIELにより近い動態を示すIELを維持・増殖させることができる。 According to the present invention, intestinal interepithelial lymphocytes can be maintained and expanded in vitro. The method of the present invention has a longer IEL compared to the conventional method using no L-2, IL-7 or IL-15 or the conventional method using L-2, IL-7 or IL-15. It can be maintained or the IEL can grow more. Further, according to the present invention, not only γδ IEL but also αβ IEL can be grown. Further, according to the present invention, an intestinal crypt organoid having an increased IEL can be produced. Such intestinal crypt organoids can be used in a method for evaluating the effect on intestinal interepithelial lymphocyte motility. According to the present invention, it is possible to maintain and proliferate an IEL exhibiting a kinetics closer to that of an IEL in vivo than maintaining and proliferating by a conventional in vitro culture method.
<1.腸上皮間リンパ球をインビトロで維持・増殖させる方法>
本発明の「腸上皮間リンパ球をインビトロで維持・増殖させる方法」(以下、単に「本発明の維持・増殖方法」とも表示する。)としては、
(A)単離された腸上皮間リンパ球を、腸陰窩オルガノイドと共に、細胞外マトリクスに包埋する工程A:及び、
(B)前記腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で、前記細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを共培養する工程B:
を含んでいる限り特に制限されない。
<1. Method for maintaining and expanding intestinal interepithelial lymphocytes in vitro>
The “method of maintaining and expanding intestinal interepithelial lymphocytes in vitro” of the present invention (hereinafter, also simply referred to as “maintenance / proliferation method of the present invention”) includes:
(A) Embedding the isolated intestinal interepithelial lymphocytes together with intestinal crypt organoids in an extracellular matrix A:
(B) Step B of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoid embedded in the extracellular matrix in a culture solution capable of growing the intestinal crypt organoid:
Is not particularly limited as long as it includes.
(単離された腸上皮間リンパ球)
上記工程Aにおける「単離された腸上皮間リンパ球」としては、哺乳動物の腸上皮間リンパ球であって、かつ、単離された腸上皮間リンパ球である限り特に制限されず、哺乳動物の腸の上皮から直接単離された腸上皮間リンパ球であってもよいし、かかる腸上皮間リンパ球を維持又は増殖することにより得られた腸上皮間リンパ球であってもよい。また、本発明における「単離された腸上皮間リンパ球」とは、腸上皮間リンパ球を含むそのままの生体組織ではないことを意味し、腸上皮間リンパ球のみから構成され、他の種類の細胞を一切含まない状態の他、腸上皮間リンパ球が生体組織の状態よりも濃縮された細胞混合物も含まれる。かかる細胞混合物としては、腸上皮間リンパ球の含有比率(細胞の個数の割合)が10%以上、20%以上、30%以上、40%以上、50%以上、60%以上、80%以上のものを例示することができる。
(Isolated intestinal interepithelial lymphocytes)
The “isolated intestinal interepithelial lymphocyte” in the above step A is not particularly limited as long as it is a mammalian intestinal interepithelial lymphocyte and is an isolated intestinal interepithelial lymphocyte. It may be intestinal interepithelial lymphocytes directly isolated from the intestinal epithelium of an animal, or may be intestinal interepithelial lymphocytes obtained by maintaining or expanding such intestinal interepithelial lymphocytes. Further, the term "isolated intestinal interepithelial lymphocyte" in the present invention means that it is not an intact living tissue containing intestinal interepithelial lymphocyte, and is composed of only intestinal interepithelial lymphocyte. And a cell mixture in which intestinal interepithelial lymphocytes are more concentrated than in a living tissue. As such a cell mixture, the content ratio of intestinal interepithelial lymphocytes (the ratio of the number of cells) is 10% or more, 20% or more, 30% or more, 40% or more, 50% or more, 60% or more, 80% or more. Things can be exemplified.
本明細書における「腸上皮間リンパ球」としては、小腸上皮間リンパ球、大腸上皮間リンパ球が挙げられ、小腸上皮間リンパ球が好ましく挙げられる。本明細書において「哺乳動物」としては、ヒト、サル、マウス、ラット、ハムスター、モルモット、ウシ、ブタ、ウマ、ウサギ、ヒツジ、ヤギ、ネコ、イヌ等が好適に挙げられ、中でもヒトがより好適に挙げられる。 The “intestinal interepithelial lymphocytes” in the present specification include small intestinal interepithelial lymphocytes and large intestinal interepithelial lymphocytes, and preferably small intestinal interepithelial lymphocytes. In the present specification, "mammals" preferably include humans, monkeys, mice, rats, hamsters, guinea pigs, cows, pigs, horses, rabbits, sheep, goats, cats, dogs, and the like, with humans being more preferable. It is listed.
腸上皮間リンパ球は、哺乳動物の大腸組織や小腸組織から、公知の方法(例えば、Kohyama et al., Proc Natl Acad Sci USA 1999, 96:7451-7455)により単離することができる。より具体的には以下の単離方法が挙げられる。
哺乳動物から採取した腸組織をPBS等の緩衝液で洗い流し、パイエル板を除去した後、薄い(例えば5mm程度の)切片に切断する。その後、Ca、Mgを含まないハンクス平衡塩液に2〜8mM(好ましくは5mM)のエチレン−ジニトリロ四酢酸(EDTA)及び0.3〜2mM(好ましくは1mM)の1,4−ジチオ−D−トレイトール(DTT)を含む容器中で20〜40℃(好ましくは37℃)、10分間〜1時間(好ましくは30分間)、50〜250rpm(好ましくは150rpm)で振盪しながらインキュベートする。次いで、容器内の内容物を、目開き100〜500μm(好ましくは300μm)のナイロンメッシュフィルター及びグラスウールのカラムに通した後、回収された細胞を20〜40%(好ましくは30%)パーコールに懸濁し、10〜30分間(好ましくは20分間)、600〜1000g(好ましくは800g)で遠心分離する。IELは、30分間800g、40/70%パーコール勾配の遠心分離で単離できる。単離したIELは、洗浄し、細胞を計数した後、アッセイに用いてもよい。
Intestinal interepithelial lymphocytes can be isolated from a large intestine tissue or a small intestine tissue of a mammal by a known method (for example, Kohyama et al., Proc Natl Acad Sci USA 1999, 96: 7451-7455). More specifically, the following isolation method can be mentioned.
The intestinal tissue collected from the mammal is washed away with a buffer such as PBS, the Peyer's patch is removed, and cut into thin (eg, about 5 mm) sections. Thereafter, 2-8 mM (preferably 5 mM) ethylene-dinitrilotetraacetic acid (EDTA) and 0.3-2 mM (preferably 1 mM) 1,4-dithio-D- are added to a Hanks balanced salt solution containing no Ca or Mg. Incubate in a container containing threitol (DTT) at 20-40 ° C (preferably 37 ° C) for 10 minutes to 1 hour (preferably 30 minutes) at 50-250 rpm (preferably 150 rpm) with shaking. Next, the contents in the container are passed through a nylon mesh filter having an aperture of 100 to 500 μm (preferably 300 μm) and a glass wool column, and the collected cells are suspended in 20 to 40% (preferably 30%) Percoll. It becomes turbid and centrifuged at 600-1000 g (preferably 800 g) for 10-30 minutes (preferably 20 minutes). IEL can be isolated by centrifugation at 800 g, 40/70% Percoll gradient for 30 minutes. The isolated IEL may be used for assays after washing and cell counting.
上記工程Aに用いる「単離された腸上皮間リンパ球」の数や、「腸陰窩オルガノイド」の数としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されず、前述の「単離された腸上皮間リンパ球」の数としては例えば1.0×102個〜1.0×108個の範囲内、1.0×103個〜1.0×107個の範囲内、1.0×104個〜1.0×106個の範囲内が好ましく挙げられ、前述の「腸陰窩オルガノイド」の数としては例えば10〜10000個の範囲内、50〜200個の範囲内、70〜150個の範囲内が好ましく挙げられる。また、上記工程Aに用いる「単離された腸上皮間リンパ球」の数と、「腸陰窩オルガノイド」の数との比率としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、腸陰窩オルガノイド1個に対して、IELを10個〜10万個の範囲内、100個〜1万個の範囲内、500〜2000個の範囲内が好ましく挙げられる。 The number of “isolated intestinal interepithelial lymphocytes” and the number of “intestinal crypt organoids” used in the above-mentioned step A include the “maintenance / proliferation method of the present invention” and the “production method of the present invention” described later. The number of the above-mentioned “isolated intestinal interepithelial lymphocytes” is, for example, in the range of 1.0 × 10 2 to 1.0 × 10 8 , The number is preferably in the range of × 10 3 to 1.0 × 10 7 , in the range of 1.0 × 10 4 to 1.0 × 10 6 , and as the number of “intestinal crypt organoids” described above. Is preferably in the range of 10 to 10000, in the range of 50 to 200, or in the range of 70 to 150. The ratio of the number of “isolated intestinal interepithelial lymphocytes” to the number of “intestinal crypt organoids” used in the above step A is defined as “the maintenance / proliferation method of the present invention” or “ The IEL is not particularly limited as long as it can be used in the “production method of the present invention”, but the IEL is in the range of 100 to 100,000, 100 to 10,000, and 500 to 2000 per intestinal crypt organoid. Within the range.
(腸陰窩オルガノイド)
上記工程Aにおける「腸陰窩オルガノイド」としては、哺乳動物の腸陰窩オルガノイドである限り特に制限されない。本明細書において「腸陰窩オルガノイド」とは、腸上皮により内面が覆われている中心内腔、及び、外面に突出する複数の陰窩様部位を有する組織構造体を意味する。本明細書における「腸陰窩オルガノイド」として、具体的には、小腸陰窩オルガノイド、大腸陰窩オルガノイドが挙げられ、小腸陰窩オルガノイドが好ましく挙げられる。
(Intestinal crypt organoid)
The “intestinal crypt organoid” in the above step A is not particularly limited as long as it is a mammalian intestinal crypt organoid. As used herein, the term “intestinal crypt organoid” refers to a tissue structure having a central lumen whose inner surface is covered by intestinal epithelium, and a plurality of crypt-like sites projecting to the outer surface. Specific examples of the “intestinal crypt organoid” in the present specification include small intestinal crypt organoids and large intestinal crypt organoids, and preferably include small intestinal crypt organoids.
腸陰窩オルガノイドは、公知の方法により作製することができる。小腸陰窩オルガノイドの作製方法は例えば特許文献1(特開2012−254081号公報)に詳細に記載されており、大腸陰窩オルガノイドの作製方法は例えば特許文献2(国際公開第2013/061608号パンフレット)に詳細に記載されている。 The intestinal crypt organoid can be prepared by a known method. A method for producing a small intestinal crypt organoid is described in detail, for example, in Patent Document 1 (Japanese Patent Application Laid-Open No. 2012-254081), and a method for producing a large intestinal crypt organoid is described, for example, in Patent Document 2 (International Publication No. WO 2013/061608 pamphlet). ) Is described in detail.
小腸陰窩オルガノイドの作製方法は、前述のように、例えば特許文献1に詳細に記載されているが、以下に簡単に説明する。哺乳動物の小腸から、鉗子等を利用して、陰窩を含む小腸組織を採取する。かかる小腸組織から、公知の方法にしたがって、陰窩を単離することができる。例えば、キレート剤(基底膜および間質細胞型とのそれらのカルシウムおよびマグネシウム依存性相互作用から細胞を解放する)と、採取した小腸組織を恒温放置することによって、陰窩を単離することができる。この小腸組織を洗浄した後、硝子スライドで上皮細胞層を粘膜下層から剥離し、細切する。この後、続いて、トリプシンまたは、より好ましくはEDTAおよび/またはEGTA中で恒温放置し、例えばろ過および/または遠心段階を用いて、未消化の小腸組織断片と陰窩由来の単一細胞とを分離する。トリプシンの代わりに、その他のタンパク質分解酵素、例えばコラゲナーゼおよび/またはディスパーゼIを使用することができる。 As described above, the method for producing the small intestinal crypt organoid is described in detail in, for example, Patent Document 1, but will be briefly described below. Small intestinal tissue including crypts is collected from the small intestine of the mammal using forceps or the like. Crypts can be isolated from such small intestinal tissue according to known methods. For example, it is possible to isolate crypts by incubating chelators (which release cells from their calcium and magnesium dependent interactions with basement membrane and stromal cell types) and harvested small intestinal tissue. it can. After washing the small intestine tissue, the epithelial cell layer is peeled off from the submucosal layer with a glass slide and cut into small pieces. This is followed by incubation in trypsin or, more preferably, EDTA and / or EGTA, and the undigested small intestinal tissue fragments and single cells from the crypts, for example using a filtration and / or centrifugation step. To separate. Instead of trypsin, other proteolytic enzymes such as collagenase and / or dispase I can be used.
分離して得られた、小腸陰窩由来の複数種の単一細胞を含む細胞集団は、小腸上皮幹細胞を含んでいる。かかる細胞集団を培養することにより、小腸陰窩オルガノイドを作製することができるが、より効率良く小腸陰窩オルガノイドを作製する観点から、前述の細胞集団から単離した小腸上皮幹細胞を培養することが好ましい。かかる小腸上皮幹細胞は、腸の成体幹細胞のマーカーであるLgr5及び/Lgr6を指標に単離することができる。 The cell population containing multiple types of single cells derived from the small intestine crypt obtained by separation contains small intestinal epithelial stem cells. By culturing such a cell population, a small intestinal crypt organoid can be produced.From the viewpoint of more efficiently producing a small intestinal crypt organoid, it is possible to culture the small intestinal epithelial stem cells isolated from the aforementioned cell population. preferable. Such small intestinal epithelial stem cells can be isolated using Lgr5 and / Lgr6, which are markers of adult intestinal stem cells, as indices.
小腸上皮幹細胞又は、該小腸上皮幹細胞を含む細胞集団は、細胞外マトリクスに包埋して、3次元的に培養することが好ましい。かかる細胞外マトリクスとしては、後述の工程Aにおいて、腸上皮間リンパ球として小腸上皮間リンパ球を用い、腸陰窩オルガノイドとして小腸陰窩オルガノイドを用いる場合に利用する細胞外マトリクスと同様のものが好ましく挙げられる。また、細胞外マトリクスへの包埋方法は、後述の工程Aにおける包埋方法と同様の方法を用いることができる。 The small intestinal epithelial stem cells or a cell population containing the small intestinal epithelial stem cells is preferably embedded in an extracellular matrix and cultured three-dimensionally. As the extracellular matrix, the same as the extracellular matrix used in the case of using intestinal interepithelial lymphocytes as intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids as intestinal crypt organoids in step A described below. Preferred are mentioned. In addition, as a method for embedding in an extracellular matrix, a method similar to the embedding method in step A described below can be used.
小腸陰窩オルガノイドを作製する際の培養液としては、後述の工程Bに用いる培養液のうち、「小腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液」が好ましく挙げられる。ただし、小腸陰窩オルガノイドを作製する際の培養液は、後述の「さらなる任意成分」を含んでいてもよいが、含んでいなくてもよく、製造コストの観点から、含んでいない方が好ましい。 As the culture solution for producing the small intestinal crypt organoid, a “culture solution capable of proliferating the small intestinal crypt organoid” among the culture solutions used in step B described below is preferable. However, the culture solution for producing the small intestinal crypt organoid may contain the “further optional component” described below, but may not contain it, and is preferably not contained from the viewpoint of production cost. .
小腸陰窩オルガノイドを作製する際の培養条件としては、小腸陰窩オルガノイドを作製し得る限り特に制限されないが、培養温度として、例えば30〜40℃の範囲内、好ましくは36〜38℃の範囲内、より好ましくは37℃を好適に例示することができる。また、培養期間としては例えば4〜12日間が挙げられ、5〜10日間が好ましく挙げられ、6〜7日間がより好ましく挙げられる。培養液の交換は適当な時期に行うことが好ましい。培養液の交換頻度としては、小腸陰窩オルガノイドを作製し得る限り特に制限されないが、例えば1〜5日間経過毎、好ましくは2〜3日間経過毎とすることができる。 Culture conditions for producing the small intestinal crypt organoid are not particularly limited as long as the small intestinal crypt organoid can be produced, but the culture temperature is, for example, in the range of 30 to 40 ° C, preferably in the range of 36 to 38 ° C. , More preferably 37 ° C. The culture period is, for example, 4 to 12 days, preferably 5 to 10 days, and more preferably 6 to 7 days. The exchange of the culture solution is preferably performed at an appropriate time. The frequency of exchanging the culture solution is not particularly limited as long as the small intestinal crypt organoid can be prepared, and may be, for example, every 1 to 5 days, preferably every 2 to 3 days.
一方、大腸陰窩オルガノイドの作製方法は、前述のように、例えば特許文献2に詳細に記載されているが、以下に簡単に説明する。哺乳動物の大腸から、鉗子等を利用して、陰窩を含む大腸組織を採取する。かかる大腸組織から、公知の方法にしたがって、陰窩を単離することができる。例えば、キレート剤(基底膜および間質細胞型とのそれらのカルシウムおよびマグネシウム依存性相互作用から細胞を解放する)と、採取した大腸組織を恒温放置することによって、陰窩を単離することができる。この大腸組織を洗浄した後、硝子スライドで上皮細胞層を粘膜下層から剥離し、細切する。この後、続いて、トリプシンまたは、より好ましくはEDTAおよび/またはEGTA中で恒温放置し、例えばろ過および/または遠心段階を用いて、未消化の大腸組織断片と陰窩由来の単一細胞とを分離する。トリプシンの代わりに、その他のタンパク質分解酵素、例えばコラゲナーゼおよび/またはディスパーゼIを使用することができる。 On the other hand, as described above, a method for producing a colonic crypt organoid is described in detail in, for example, Patent Document 2, but will be briefly described below. From the large intestine of a mammal, large intestine tissue including crypts is collected using forceps or the like. Crypts can be isolated from such large intestine tissue according to known methods. For example, it is possible to isolate crypts by incubating the harvested colon tissue with chelators (releasing cells from their calcium and magnesium dependent interactions with basement membrane and stromal cell types). it can. After washing the colon tissue, the epithelial cell layer is detached from the submucosal layer with a glass slide and cut into small pieces. This is followed by incubation in trypsin or, more preferably, EDTA and / or EGTA to separate undigested colon tissue fragments and crypt-derived single cells using, for example, a filtration and / or centrifugation step. To separate. Instead of trypsin, other proteolytic enzymes such as collagenase and / or dispase I can be used.
分離して得られた、大腸陰窩由来の複数種の単一細胞を含む細胞集団は、大腸上皮幹細胞を含んでいる。かかる細胞集団を培養することにより、大腸陰窩オルガノイドを作製することができるが、より効率良く大腸陰窩オルガノイドを作製する観点から、前述の細胞集団から単離した大腸上皮幹細胞を培養することが好ましい。かかる大腸上皮幹細胞は、腸の成体幹細胞のマーカーであるLgr5及び/Lgr6を指標に単離することができる。 The cell population containing multiple single cells derived from colon crypts obtained by separation contains colon epithelial stem cells. By culturing such a cell population, colonic crypt organoids can be produced, but from the viewpoint of more efficiently producing colonic crypt organoids, it is possible to culture colonic epithelial stem cells isolated from the aforementioned cell population. preferable. Such colonic epithelial stem cells can be isolated using Lgr5 and / Lgr6, which are markers for intestinal adult stem cells, as an indicator.
大腸上皮幹細胞又は、該大腸上皮幹細胞を含む細胞集団は、細胞外マトリクスに包埋して、3次元的に培養することが好ましい。かかる細胞外マトリクスとしては、後述の工程Aにおいて、腸上皮間リンパ球として大腸上皮間リンパ球を用い、腸陰窩オルガノイドとして大腸陰窩オルガノイドを用いる場合に利用する細胞外マトリクスと同様のものが好ましく挙げられる。また、細胞外マトリクスへの包埋方法は、後述の工程Aにおける包埋方法と同様の方法を用いることができる。 The colonic epithelial stem cells or a cell population containing the colonic epithelial stem cells is preferably embedded in an extracellular matrix and cultured three-dimensionally. Examples of such extracellular matrix include those similar to the extracellular matrix used in the case of using colonic epithelial lymphocytes as intestinal interepithelial lymphocytes and colonic crypt organoids as intestinal crypt organoids in step A described below. Preferred are mentioned. In addition, as a method for embedding in an extracellular matrix, a method similar to the embedding method in step A described below can be used.
大腸陰窩オルガノイドを作製する際の培養液としては、後述の工程Bに用いる培養液のうち、「大腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液」が好ましく挙げられる。ただし、大腸陰窩オルガノイドを作製する際の培養液は、後述の、IL−2、IL−7及びIL−15から選択される1種又は2種又は3種を含んでいてもよいが、含んでいなくてもよく、製造コストの観点から、含んでいない方が好ましい。 As the culture solution for preparing the colonic crypt organoid, a “culture solution capable of proliferating the colonic crypt organoid” out of the culture solution used in Step B described below is preferable. However, the culture solution for preparing the colonic crypt organoid may contain one, two, or three selected from IL-2, IL-7, and IL-15 described below. However, from the viewpoint of manufacturing cost, it is preferable not to include it.
大腸陰窩オルガノイドを作製する際の培養条件としては、大腸陰窩オルガノイドを作製し得る限り特に制限されないが、培養温度として、例えば30〜40℃の範囲内、好ましくは36〜38℃の範囲内、より好ましくは37℃を好適に例示することができる。また、培養期間としては例えば4〜12日間が挙げられ、5〜10日間が好ましく挙げられ、6〜7日間がより好ましく挙げられる。培養液の交換は適当な時期に行うことが好ましい。培養液の交換頻度としては、大腸陰窩オルガノイドを作製し得る限り特に制限されないが、例えば1〜5日間経過毎、好ましくは2〜3日間経過毎とすることができる。 The culture conditions for preparing the colonic crypt organoid are not particularly limited as long as the colonic crypt organoid can be prepared, but the culture temperature is, for example, in the range of 30 to 40 ° C, preferably in the range of 36 to 38 ° C. , More preferably 37 ° C. The culture period is, for example, 4 to 12 days, preferably 5 to 10 days, and more preferably 6 to 7 days. The exchange of the culture solution is preferably performed at an appropriate time. The exchange frequency of the culture solution is not particularly limited as long as the colon crypt organoid can be produced, and may be, for example, every 1 to 5 days, preferably every 2 to 3 days.
本発明に用いる腸陰窩オルガノイドは、初代培養により得られる腸陰窩オルガノイドであってもよいし、初代培養の培養物(例えば腸陰窩オルガノイド)から採取した細胞を継代培養して得られる腸陰窩オルガノイドであってもよいし、継代培養の培養物(例えば腸陰窩オルガノイド)から採取した細胞を継代培養して得られる腸陰窩オルガノイドであってもよい。継代の時期や頻度としては、腸陰窩オルガノイドを作製し得る限り特に制限されないが、腸上皮幹細胞等の集団(好ましくは腸陰窩オルガノイド)が大きくなってきたタイミングで適宜行うことができ、例えば、4〜12日間経過後又は経過毎、好ましくは6〜10日間経過後又は経過毎とすることができる。継代の方法としては、腸上皮幹細胞等を維持又は増幅し得る限り特に制限されず、細胞外基質から分離した腸上皮幹細胞等(例えば腸陰窩)を、新たな細胞外基質と共存させる方法を例示することができ、中でも、半固形化した細胞外基質(好ましくはマトリゲルやコラーゲン)を分解酵素(好ましくはコラゲナーゼなど)等により分解又は冷却により解重合して分離して得られた腸上皮幹細胞等(例えば腸陰窩)を、新たな細胞外基質に包埋させる方法を好適に例示することができる。 The intestinal crypt organoid used in the present invention may be an intestinal crypt organoid obtained by primary culture, or obtained by subculturing cells collected from a primary culture (eg, intestinal crypt organoid). It may be an intestinal crypt organoid, or may be an intestinal crypt organoid obtained by subculturing cells collected from a subcultured culture (eg, intestinal crypt organoid). The passage time and frequency are not particularly limited as long as intestinal crypt organoids can be produced, but can be appropriately performed at a timing when the population of intestinal epithelial stem cells or the like (preferably, intestinal crypt organoids) has increased, For example, after 4 to 12 days or every time, preferably after 6 to 10 days or every time. The passaging method is not particularly limited as long as the intestinal epithelial stem cells and the like can be maintained or expanded, and a method of coexisting intestinal epithelial stem cells and the like (for example, intestinal crypts) separated from the extracellular matrix with a new extracellular matrix Intestinal epithelium obtained by separating a semi-solidified extracellular matrix (preferably Matrigel or collagen) by decomposing it with a degrading enzyme (preferably collagenase or the like) or depolymerizing it by cooling to separate it A preferred example is a method of embedding stem cells and the like (for example, intestinal crypts) in a new extracellular matrix.
(本発明における工程A)
本発明における工程Aとしては、単離された腸上皮間リンパ球を、腸陰窩オルガノイドと共に、細胞外マトリクスに包埋する工程である限り特に制限されず、例えば、ウェル等の培養容器内において、単離された腸上皮間リンパ球、腸陰窩オルガノイド及び細胞外マトリクスを共存させつつ、細胞外マトリクスを重合させる方法が好ましく挙げられ、中でも、単離された腸上皮間リンパ球と腸陰窩オルガノイドの混合物を、ウェル等の培養容器内に入れた後、該培養容器内に細胞外マトリクスを添加し、該細胞外マトリクスを重合させる方法がより好ましく挙げられる。
(Step A in the present invention)
The step A in the present invention is not particularly limited as long as it is a step of embedding the isolated intestinal interepithelial lymphocytes together with the intestinal crypt organoid in an extracellular matrix, and for example, in a culture vessel such as a well. Preferred is a method of polymerizing extracellular matrix while coexisting with isolated intestinal interepithelial lymphocytes, intestinal crypt organoid and extracellular matrix. A more preferred method is to put a mixture of fossil organoids into a culture vessel such as a well, and then add an extracellular matrix to the culture vessel to polymerize the extracellular matrix.
好ましい態様として、上記工程Aより前に、単離された腸上皮間リンパ球と、腸陰窩オルガノイドとを、腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液(好ましくはDMEM培養液)中で10分間〜2時間、好ましくは20分間〜1時間、培養することが好ましい。 In a preferred embodiment, before the above step A, the isolated intestinal interepithelial lymphocytes and the intestinal crypt organoid are cultured in a culture solution capable of growing the intestinal crypt organoid for 10 minutes (preferably, a DMEM culture solution). It is preferable to culture for 22 hours, preferably for 20 minutes to 1 hour.
(本発明における工程B)
本発明における工程Bとしては、腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で、「細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイド」を共培養する工程である限り特に制限されない。
(Step B in the present invention)
Step B in the present invention is not particularly limited as long as it is a step of co-culturing “intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoid embedded in extracellular matrix” in a culture solution capable of growing intestinal crypt organoids. Not done.
本発明の工程Bにおける共培養の培養条件としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、培養温度として、例えば30〜40℃の範囲内、好ましくは36〜38℃の範囲内、より好ましくは37℃を好適に例示することができる。また、培養期間としては特に制限されないが、例えば4〜14日間が挙げられ、腸上皮間リンパ球を増殖させる場合は、より多くの腸上皮間リンパ球を得る観点から7〜14日間が好ましく挙げられ、8〜13日間がより好ましく挙げられる。また、後述するように、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドを製造する場合は、工程Bの培養期間として3〜7日間が好ましく挙げられ、5〜7日間がより好ましく挙げられる。 The culturing conditions for the co-culture in step B of the present invention are not particularly limited as long as they can be used for the “maintenance / proliferation method of the present invention” and the “production method of the present invention” described below. A range of 40 ° C, preferably a range of 36 to 38 ° C, and more preferably 37 ° C can be suitably exemplified. The culture period is not particularly limited, but may be, for example, 4 to 14 days. In the case of growing intestinal interepithelial lymphocytes, from the viewpoint of obtaining more intestinal interepithelial lymphocytes, 7 to 14 days are preferable. And more preferably 8 to 13 days. In addition, as described below, when producing an intestinal crypt organoid having increased intestinal interepithelial lymphocytes, the culture period of step B is preferably 3 to 7 days, more preferably 5 to 7 days.
本発明の工程Bにおける共培養において、培養液の交換は適当な時期に行うことが好ましい。培養液の交換頻度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば1〜5日間経過毎、好ましくは2〜3日間経過毎とすることができる。 In the co-culture in the step B of the present invention, it is preferable that the culture solution is changed at an appropriate time. The frequency of exchanging the culture solution is not particularly limited as long as it can be used for the “maintenance / proliferation method of the present invention” or the “production method of the present invention” described below. For example, every 1 to 5 days, preferably 2 to 3 days It can be every day.
本発明の工程Bにおける共培養において、腸陰窩オルガノイドは交換しなくてもよいが、腸上皮間リンパ球をより長期間維持し又はより多く増殖させる観点から、あるいは、腸上皮間リンパ球がより多く増加した腸陰窩オルガノイドを得る観点から、適当な時期に交換することが好ましい。腸陰窩オルガノイドの交換頻度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば5〜8日間毎、好ましくは6〜7日間毎とすることができる。 In the co-culture in the step B of the present invention, the intestinal crypt organoid may not be replaced, but from the viewpoint of maintaining or increasing the intestinal interepithelial lymphocytes for a longer period, From the viewpoint of obtaining a more increased intestinal crypt organoid, it is preferable to replace at an appropriate time. The exchange frequency of the intestinal crypt organoid is not particularly limited as long as it can be used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” or the “production method of the present invention” described below. For example, every 5 to 8 days, preferably 6 to It can be every 7 days.
腸陰窩オルガノイドを交換する方法としては特に制限されないが、例えば、共培養物中のIELを単離した後、かかるIELを、別途培養した腸陰窩オルガノイドと共に細胞外マトリクスに包埋して、腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で共培養を継続する方法が挙げられる。なお、共培養物中のIELを単離する方法としては以下のような方法が挙げられる。共培養中の「細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイド」を培養液中から取りだした後、細胞外マトリクスを冷却やコラゲナーゼ等で解重合や分解などして、腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを分取する。遠心分離後、上清画分(画分1)を回収する。また、沈殿物を氷上の緩衝液中でインキュベートし、しばらく静置した後、上清画分(画分2)を回収する。さらに、その沈殿物を激しいピペット操作などで破壊し、メッシュフィルター(例えば目開き40μm)を通過させたものを画分3とする。画分1〜3はいずれもIELを含む懸濁液である。画分1〜3のいずれかを用いてもよいが、画分1〜3を合わせることにより、共培養物中からIELをより効率良く単離することができる。 The method of exchanging the intestinal crypt organoid is not particularly limited.For example, after isolating the IEL in the co-culture, the IEL is embedded in an extracellular matrix together with the separately cultured intestinal crypt organoid, A method of continuing co-culture in a culture solution capable of growing intestinal crypt organoids may be mentioned. In addition, as a method of isolating the IEL in the co-culture, the following method can be mentioned. After removing `` intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids embedded in extracellular matrix '' from the culture solution during co-culture, the extracellular matrix is cooled and depolymerized or decomposed with collagenase, etc. Separate interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids. After centrifugation, the supernatant fraction (fraction 1) is collected. The precipitate is incubated in a buffer solution on ice, allowed to stand for a while, and then the supernatant fraction (fraction 2) is collected. Further, the precipitate is destroyed by vigorous pipetting or the like, and the fraction passed through a mesh filter (for example, openings of 40 μm) is referred to as fraction 3. Fractions 1 to 3 are all suspensions containing IEL. Any of fractions 1 to 3 may be used, but by combining fractions 1 to 3, IEL can be more efficiently isolated from the co-culture.
(工程Bの培養液)
本発明の工程Bにおける培養液(以下、単に「工程Bの培養液」とも表示する。)としては、腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液である限り特に制限されない。工程Bにおける培養液は血清を含有していてもよいし、含有していなくてもよいが、含有していないことが好ましい。本発明によれば、血清を用いずとも、IELを長期間維持でき、又はIELをより多く増殖することができる。
(Culture solution of step B)
The culture solution in the step B of the present invention (hereinafter, also simply referred to as “the culture solution in the step B”) is not particularly limited as long as it is a culture solution capable of growing intestinal crypt organoids. The culture solution in step B may or may not contain serum, but preferably does not contain serum. According to the present invention, IEL can be maintained for a long period of time or IEL can be proliferated more without using serum.
工程Bの培養液は、基本培養液成分(糖類などの炭素源、アミノ酸などの窒素源、無機塩)に加えて、以下の必須成分を含む。かかる必須成分は、腸陰窩オルガノイドが小腸陰窩オルガノイドである場合は、分裂促進増殖因子、Wntアゴニスト及びBMP阻害物質(以下、これら3成分をまとめて、単に「小腸必須3成分」とも表示する。)であり、腸陰窩オルガノイドが大腸陰窩オルガノイドである場合は、血清アルブミン、Wnt3a、及び、R−スポンジン1(以下、これら3成分をまとめて、単に「大腸必須3成分」とも表示する。)である。 The culture solution of step B contains the following essential components in addition to the basic culture solution components (carbon sources such as sugars, nitrogen sources such as amino acids, and inorganic salts). When the intestinal crypt organoid is a small intestinal crypt organoid, such essential components are mitogenic growth factors, Wnt agonists, and BMP inhibitors (hereinafter, these three components are collectively referred to simply as “small intestinal essential three components”). ), And when the intestinal crypt organoid is a colonic crypt organoid, serum albumin, Wnt3a, and R-spondin 1 (hereinafter, these three components are collectively referred to as simply “the three essential components of the large intestine”) ).
上記の基本培養液成分としては、培養する腸上皮間リンパ球や腸陰窩オルガノイドが同化し得る糖類等の炭素源や、かかる腸上皮間リンパ球や腸陰窩オルガノイドが消化し得るアミノ酸等の窒素源や、無機塩などを好適に例示することができる。かかる基本培養液成分は当業者に公知のものや、市販のもの(例えば、Invitrogen社製のもの)を使用することができ、具体的には、MEM(Minimum Essential Medium)、BME(Basal Medium Eagle)、 DMEM(Dulbecco's Modified Eagle Medium)、EMEM(Eagle's minimal essential medium)、IMDM(Iscove's Modified Dulbecco's Medium)、GMEM(Glas- gow's MEM)、F12(Ham's F12 Medium)、DMEM/F12、RPMI1640、BMOC-3 (Brinster's BMOC-3 Medium)、CMRL−1066、L−15(Leibovitz's L-15 medium)、McCoy’s 5A、Media 199、MEM αMedia、MCDB105、MCDB131、MCDB153、MCDB201、Williams’ medium E、Advanced MEM、Advanced DMEM、Advanced DMEM/F−12、Advanced RPMI1640、などの培養液を用いることができる。本発明においては、Advanced DMEM/F−12(Invitrogen社製)などを好適に例示することができる。また、上記のアミノ酸としては、グルタミンを好適に例示することができる。 Examples of the basic culture solution component include carbon sources such as saccharides that can be assimilated by intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids and amino acids that can be digested by such intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids. Preferable examples include a nitrogen source and an inorganic salt. As the basic culture solution components, those known to those skilled in the art and commercially available ones (for example, those manufactured by Invitrogen) can be used. Specifically, MEM (Minimum Essential Medium), BME (Basal Medium Eagle) ), DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium), EMEM (Eagle's minimal essential medium), IMDM (Iscove's Modified Dulbecco's Medium), GMEM (Glass-gow's MEM), F12 (Ham's F12 Medium), DMEM / F12, RPMI-3640, BMOC-3 (Brinster's BMOC-3 Medium), CMRL-1066, L-15 (Leibovitz's L-15 medium), McCoy's 5A, Media 199, MEM αMedia, MCDB105, MCDB131, MCDB153, MCDB201, Williams' medium E, Advanced MEM, Advanced DMEM, Advanced DMEM / F- 2, Advanced RPMI1640, it is possible to use the culture solution, such as. In the present invention, Advanced DMEM / F-12 (manufactured by Invitrogen) and the like can be preferably exemplified. Glutamine is a preferred example of the amino acid.
(小腸必須3成分)
腸上皮間リンパ球(すなわち、小腸上皮間リンパ球又は大腸上皮間リンパ球、好ましくは小腸上皮間リンパ球)と小腸陰窩オルガノイドを共培養する場合、工程Bの培養液は、小腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液である。小腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液は、小腸必須3成分(分裂促進増殖因子、Wntアゴニスト及びBMP阻害物質)を含有する。
(3 essential components of small intestine)
When the intestinal interepithelial lymphocytes (ie, small intestinal interepithelial lymphocytes or large intestinal interepithelial lymphocytes, preferably small intestinal interepithelial lymphocytes) and small intestinal crypt organoids are co-cultured, the culture solution of step B comprises small intestinal crypt organoids Is a culture solution that can proliferate. The culture solution capable of growing the small intestinal crypt organoid contains three components of the small intestine essential (mitogenic growth factor, Wnt agonist and BMP inhibitor).
小腸必須3成分のうちの1つである上記の分裂促進増殖因子としては、上皮増殖因子(EGF)、形質転換増殖因子−α(TGF−α)、繊維芽細胞増殖因子(FGF)、及び、脳由来神経栄養因子(BDNF)からなる群から選択される1種又は2種以上の分裂促進増殖因子が好ましく挙げられ、中でも、EGFやFGFがより好ましく挙げられ、中でも、EGFが最も好ましく挙げられる。なお、FGFとしては、FGF2(bFGF)、FGF7(ケラチン生成細胞増殖因子(KGF)とも呼ばれる)及びFGF10から選択される1種又は2種以上が好ましく挙げられ、FGF7及び/又はFGF10がより好ましく挙げられる。分裂促進増殖因子の好ましい組合せとしては、「EGF単独」や、「EGF及びFGF7」や、「EGF及びFGF10」が挙げられる。 The mitogenic growth factor, which is one of the three essential components of the small intestine, includes epidermal growth factor (EGF), transforming growth factor-α (TGF-α), fibroblast growth factor (FGF), and One or more mitogenic growth factors selected from the group consisting of brain-derived neurotrophic factor (BDNF) are preferred, among which EGF and FGF are more preferred, and EGF is most preferred. . In addition, as the FGF, one or more selected from FGF2 (bFGF), FGF7 (also called keratinocyte growth factor (KGF)) and FGF10 are preferable, and FGF7 and / or FGF10 are more preferable. Can be Preferred combinations of mitogenic growth factors include “EGF alone”, “EGF and FGF7”, and “EGF and FGF10”.
腸上皮間リンパ球と小腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液における分裂促進増殖因子の濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、EGFの場合、例えば、5〜500ng/mLの範囲内、好ましくは10〜250ng/mLの範囲内、より好ましくは20〜125ng/mLの範囲内、さらに好ましくは30〜70ng/mLの範囲内が挙げられる。同様の濃度をFGF(好ましくはFGF10やFGF7)に対して適用することができる。複数種のFGFを使用する場合は、FGFの前述の濃度範囲は、使用するFGFの総濃度を示す。上記工程Bの培養中、1〜3日ごと(好ましくは2日ごと)に分裂促進増殖因子を培養液に添加することが好ましい。 The concentration of the mitogenic growth factor in the culture solution of step B in the case of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and small intestinal crypt organoids includes the "method of maintaining and growing the present invention" and the "method of producing the present invention" There is no particular limitation as long as it can be used for EGF, but in the case of EGF, for example, within the range of 5 to 500 ng / mL, preferably within the range of 10 to 250 ng / mL, more preferably within the range of 20 to 125 ng / mL, and still more preferably. Is in the range of 30 to 70 ng / mL. Similar concentrations can be applied to FGF (preferably FGF10 or FGF7). When a plurality of types of FGF are used, the aforementioned concentration range of FGF indicates the total concentration of FGF to be used. During the culture in the step B, it is preferable to add a mitogen to the culture solution every 1 to 3 days (preferably every 2 days).
小腸必須3成分のうちの1つである上記のWntアゴニストとは、細胞中でTCF/LEF介在性の転写を活性化する物質を意味する。Wntシグナル伝達経路は、Wntタンパク質がFrizzled受容体ファミリーの細胞表面受容体に結合し、該受容体にDishevelledファミリータンパク質を放出させることで始まる。Dishevelledファミリータンパク質は通常、β-カテニンシグナル分子を促進するアキシン(Axin)、グリコーゲン合成酵素キナーゼ3(GSK−3)及びAPC(Adenomatous polyposis coli)タンパク質を含む分子の複合体を抑制する。この複合体が抑制されるとβ−カテニンが安定化して核へ入ることが可能となり、核へ入った該β−カテニンはTCF/LEFファミリー転写因子によって転写を促進する。よって、上記のWntアゴニストとしては、Wntファミリータンパク質のありとあらゆるものを含むFrizzled受容体ファミリーメンバーに結合し、活性化する作用を有する物質(狭義のWntアゴニスト)、細胞内β−カテニン分解の阻害物質、及び、TCF/LEFの活性化物質からなる群から選択される1種又は2種以上のWntアゴニストが挙げられる。Wntアゴニストが細胞においてWnt活性を向上させる程度としては特に制限されないが、そのWntアゴニストの存在下でのWnt活性のレベルが、そのWntアゴニストの非存在下でのWnt活性のレベルに対して、割合として10%以上、好ましくは20%以上、より好ましくは30%以上、さらに好ましくは50%以上、より好ましくは70%以上、さらに好ましくは90%以上、最も好ましくは100%以上の向上であることが好適に挙げられる。Wnt活性は、公知の方法により測定することができ、例えばpTOPFLASH及びpFOPFLASH Tcfルシフェラーゼレポーターコンストラクトによって、Wntの転写活性を測定することにより調べることができる(Korinek et al.,1997.Science 275:1784-1787)。 The Wnt agonist, one of the three essential components of the small intestine, refers to a substance that activates TCF / LEF-mediated transcription in cells. The Wnt signaling pathway begins with the Wnt protein binding to a cell surface receptor of the Frizzled receptor family, causing the receptor to release a Dishevelled family protein. Dishevelled family proteins usually suppress a complex of molecules including Axin, which promotes β-catenin signaling molecule, glycogen synthase kinase 3 (GSK-3) and APC (Adenomatous polyposis coli) proteins. When this complex is suppressed, β-catenin is stabilized and can enter the nucleus, and the β-catenin that has entered the nucleus promotes transcription by TCF / LEF family transcription factors. Therefore, as the Wnt agonist, a substance having an action of binding to and activating a Frizzled receptor family member including all kinds of Wnt family proteins (a Wnt agonist in a narrow sense), an inhibitor of intracellular β-catenin degradation, And one or more Wnt agonists selected from the group consisting of TCF / LEF activators. The extent to which the Wnt agonist enhances Wnt activity in the cell is not particularly limited, but the level of Wnt activity in the presence of the Wnt agonist is proportional to the level of Wnt activity in the absence of the Wnt agonist. 10% or more, preferably 20% or more, more preferably 30% or more, further preferably 50% or more, more preferably 70% or more, still more preferably 90% or more, and most preferably 100% or more. Are preferred. The Wnt activity can be measured by a known method, for example, by measuring the transcriptional activity of Wnt using a pTOPFLASH and pFOPFLASH Tcf luciferase reporter construct (Korinek et al., 1997. Science 275: 1784- 1787).
上記のWntアゴニストとしては、Wnt−1/Int−1; Wnt−2/Irp(Int−1関連タンパク質); Wnt−2b/13、Wnt−3/Int−4; Wnt−3a(例えばR&D systems社製); Wnt−4; Wnt−5a; Wnt−5b; Wnt−6(Kirikoshi H et al.2001. Biochem Biophys Res Com 283:798-805); Wnt−7a(R&D systems社製); Wnt−7b; Wnt−8a/8d; Wnt−8b; Wnt−9a/14; Wnt−9b/14b/15; Wnt−10a; Wnt−10b/12; Wnt−11及びWnt−16からなる群から選択される1種又は2種以上のWntタンパク質が挙げられる。Wntタンパク質は、分泌糖タンパク質である。ヒトWntタンパク質の概要については、「THE WNT FAMILY OF SECRETED PROTEINS」、R&D Systems Catalog、2004)で提供される。さらに、Wntアゴニストは、分泌タンパク質のR−スポンジン(R-Spondin)ファミリー(これは、Wntシグナル伝達経路の活性化および制御に関わり、4種類のメンバー(R−スポンジン1(NU206,Nuvelo,San Carlos,CA)、R−スポンジン2((R&D systems社製)、R−スポンジン3およびR−スポンジン−4)からなる)及び、高親和性でFrizzled-4受容体に結合し、Wntシグナル伝達経路の活性化を誘導するという点でWntタンパク質のように機能する分泌性制御タンパク質であるノリン(Norrin、ノリー病タンパク質(Norrie Disease Protein)又はNDPとも呼ばれる)(R&D systems社製)を含む(Kestutis Planutis et al.(2007)BMC Cell Biol.8:12)。Wntシグナル伝達経路の小分子アゴニスト、アミノピリミジン誘導体が最近同定されたが、これもまたWntアゴニストとして明確に含まれる(Liu et al.(2005)Angew Chem Int Ed Engl.44,1987-90)。 Wnt-1 / Int-1; Wnt-2 / Irp (Int-1 related protein); Wnt-2b / 13, Wnt-3 / Int-4; Wnt-3a (for example, R & D systems) Wnt-4; Wnt-5a; Wnt-5b; Wnt-6 (Kirikoshi H et al. 2001. Biochem Biophys Res Com 283: 798-805); Wnt-7a (R & D systems); Wnt-7b Wnt-8a / 8d; Wnt-8b; Wnt-9a / 14; Wnt-9b / 14b / 15; Wnt-10a; Wnt-10b / 12; 1 selected from the group consisting of Wnt-11 and Wnt-16. Species or two or more Wnt proteins. Wnt proteins are secreted glycoproteins. An overview of human Wnt proteins is provided in "THE WNT FAMILY OF SECRETED PROTEINS", R & D Systems Catalog, 2004). In addition, Wnt agonists are members of the R-Spondin family of secreted proteins (which are involved in the activation and regulation of the Wnt signaling pathway and four members (R-spondin 1 (NU206, Nuvelo, San Carlos). , CA), R-spondin2 (consisting of (R & D systems), R-spondin3 and R-spondin-4)) and binds with high affinity to the Frizzled-4 receptor and binds to the Wnt signaling pathway. Including Norin (also called Norrin, Norrie Disease Protein or NDP) (R & D systems), a secretory regulatory protein that functions like the Wnt protein in inducing activation (Kestutis Planutis et al.) al. (2007) BMC Cell Biol. 8:12) A small molecule agonist of the Wnt signaling pathway, an aminopyrimidine derivative, has recently been identified and is also Expressly included in the agonist (Liu et al. (2005) Angew Chem Int Ed Engl.44,1987-90).
GSK−3阻害活性を有する既知の物質としては、低分子干渉RNA(siRNA、Cell Signaling)、リチウム(Sigma社製)、ケンパウロン(Biomol International;Leost,M et al.(2000)Eur J Biochem.267, 5983-5994)、6−ブロモインジルビン−3’−アセトキシム(Meijer,L et al.(2003)Chem Biol.10,1255-1266)、SB216763及びSB415286(Sigma-Aldrich社製)、及び、「FRAT−ファミリーメンバー及びアキシンとのGSK−3の相互作用を阻止するFRAT由来ペプチド」が挙げられる。概要は、Meijer et al.(2004)Trends in Pharmacological Sciences 25,471-480により提供される。GSK−3阻害活性のレベルを調べるための方法及びアッセイは当業者にとって公知であり、例えば、Liao et al. 2004, Endocrinology, 145(6):2941-9)に記載のような方法およびアッセイが挙げられる。 Known substances having GSK-3 inhibitory activity include small interfering RNA (siRNA, Cell Signaling), lithium (manufactured by Sigma), kenpaulon (Biomol International; Leost, M et al. (2000) Eur J Biochem. 267). , 5983-5994), 6-bromoindirubin-3′-acetoxime (Meijer, L et al. (2003) Chem Biol. 10, 1255-1266), SB216763 and SB415286 (manufactured by Sigma-Aldrich), and “ FRAT-derived peptides that block the interaction of GSK-3 with FRAT-family members and axin. A summary is provided by Meijer et al. (2004) Trends in Pharmacological Sciences 25,471-480. Methods and assays for determining the level of GSK-3 inhibitory activity are known to those of skill in the art and include, for example, those described in Liao et al. 2004, Endocrinology, 145 (6): 2941-9). No.
好ましい態様において、Wntアゴニストとしては、Wntファミリーのタンパク質、R−スポンジン1〜4、ノリン及びGSK−3阻害物質からなる群から選択される1種又は2種以上が挙げられる。さらに好ましい態様において、Wntアゴニストは、R−スポンジン1を含むか、又は、R−スポンジン1からなる。腸上皮間リンパ球と小腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液におけるR−スポンジン1の濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、50〜5000ng/mLの範囲内、好ましくは100〜2500ng/mLの範囲内、より好ましくは200〜1250ng/mLの範囲内、さらに好ましくは300〜850ng/mLの範囲内、より好ましくは400〜625ng/mL、さらに好ましくは450〜550ng/mLの範囲内、最も好ましくは500ng/mLが挙げられる。上記工程Bの培養中、好ましくは2日ごとにWntファミリーのタンパク質を培養液に添加し、また、好ましくは4日ごとに培養液を新鮮なものに交換する。 In a preferred embodiment, the Wnt agonist includes one or more selected from the group consisting of Wnt family proteins, R-spondins 1-4, norin and GSK-3 inhibitors. In a further preferred embodiment, the Wnt agonist comprises or consists of R-spondin1. The concentration of R-spondin 1 in the culture solution of step B in the case of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and small intestinal crypt organoids includes the “maintaining / proliferating method of the present invention” and the “production method of the present invention” described later. There is no particular limitation as long as it can be used for, for example, within the range of 50 to 5000 ng / mL, preferably within the range of 100 to 2500 ng / mL, more preferably within the range of 200 to 1250 ng / mL, and still more preferably 300 to 850 ng. / Ml, more preferably from 400 to 625 ng / mL, still more preferably from 450 to 550 ng / mL, most preferably 500 ng / mL. During the culture in the step B, the Wnt family protein is preferably added to the culture medium every two days, and the culture medium is preferably replaced with fresh one every four days.
好ましい態様において、Wntアゴニストは、R−スポンジン(好ましくはR−スポンジン1)、Wnt−3a及びWnt−6からなる群から選択される1種又は2種以上であり、さらに好ましくはR−スポンジン(好ましくはR−スポンジン1)及びWnt−3aの両者が挙げられる。この組み合わせは、驚くべきことにオルガノイド形成に対して相乗効果を有するので、特に好ましい。腸上皮間リンパ球と小腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液におけるR−スポンジン(好ましくはR−スポンジン1)の好ましい濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、50〜5000ng/mLの範囲内、好ましくは100〜2500ng/mLの範囲内、より好ましくは200〜1250ng/mLの範囲内、さらに好ましくは300〜850ng/mLの範囲内、より好ましくは400〜625ng/mL、さらに好ましくは450〜550ng/mLの範囲内、最も好ましくは500ng/mLが挙げられる。また、工程Bの培養液におけるWnt−3aの好ましい濃度としては、10〜1000ng/mLの範囲内、好ましくは20〜500ng/mLの範囲内、より好ましくは40〜250ng/mLの範囲内、さらに好ましくは60〜170ng/mLの範囲内、より好ましくは80〜125ng/mL、さらに好ましくは90〜110ng/mLの範囲内、最も好ましくは100ng/mLが挙げられる。 In a preferred embodiment, the Wnt agonist is one or more selected from the group consisting of R-spondin (preferably R-spondin 1), Wnt-3a and Wnt-6, and more preferably R-spondin ( Preferably, both R-spondin 1) and Wnt-3a are used. This combination is particularly preferred because it surprisingly has a synergistic effect on organoid formation. Preferred concentrations of R-spondin (preferably R-spondin 1) in the culture solution of step B when co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and small intestinal crypt organoids include the “maintenance / proliferation method of the present invention”, There is no particular limitation as long as it can be used in the “production method of the present invention” described below, but for example, in the range of 50 to 5000 ng / mL, preferably in the range of 100 to 2500 ng / mL, and more preferably in the range of 200 to 1250 ng / mL. Of these, more preferably within the range of 300 to 850 ng / mL, more preferably within the range of 400 to 625 ng / mL, even more preferably within the range of 450 to 550 ng / mL, and most preferably 500 ng / mL. The concentration of Wnt-3a in the culture solution of step B is preferably in the range of 10 to 1000 ng / mL, preferably in the range of 20 to 500 ng / mL, more preferably in the range of 40 to 250 ng / mL, and furthermore It is preferably in the range of 60 to 170 ng / mL, more preferably in the range of 80 to 125 ng / mL, still more preferably in the range of 90 to 110 ng / mL, and most preferably 100 ng / mL.
小腸必須3成分のうちの1つである上記のBMP阻害物質は、二量体リガンドとして2種類の異なる受容体セリン/スレオニンキナーゼ、I型及びII型受容体からなる受容体複合体に結合する。II型受容体はI型受容体をリン酸化し、その結果、この受容体キナーゼが活性化される。このI型受容体は、続いて特異的な受容体基質(SMAD)をリン酸化し、その結果、シグナル伝達経路によって転写活性が導かれる。 The BMP inhibitor, one of the three essential components of the small intestine, binds as a dimeric ligand to a receptor complex consisting of two different receptor serine / threonine kinases, type I and type II receptors. . The type II receptor phosphorylates the type I receptor, which activates this receptor kinase. This type I receptor then phosphorylates a specific receptor substrate (SMAD), which leads to transcriptional activity through signaling pathways.
BMP阻害物質には、BMP分子に結合して複合体を形成することによって、BMP分子のBMP受容体への結合を阻止又は阻害する物質や、BMP受容体に結合することによって、BMP分子のBMP受容体への結合を阻止又は阻害する物質が含まれる。後者の阻害物質には、BMP受容体のアンタゴニストやインバースアゴニストが含まれ、より具体的には、BMP受容体に結合することによって、BMP分子のBMP受容体への結合を阻止又は阻害する抗体が挙げられる。 BMP inhibitors include substances that block or inhibit the binding of a BMP molecule to a BMP receptor by binding to a BMP molecule to form a complex, and BMPs of a BMP molecule by binding to a BMP receptor. Substances that block or inhibit binding to the receptor are included. The latter inhibitors include BMP receptor antagonists and inverse agonists, and more specifically, antibodies that block or inhibit the binding of BMP molecules to the BMP receptor by binding to the BMP receptor. No.
上記のBMP阻害物質が細胞においてBMP活性を阻害する程度としては特に制限されないが、そのBMP阻害物質の存在下でのBMP活性のレベルが、そのBMP阻害物質の非存在下でのBMP活性のレベルに対して、割合として90%以下、好ましくは80%以下、より好ましくは70%以下、さらに好ましくは50%以下、より好ましくは30%以下、さらに好ましくは10%以下、最も好ましくは0%までの阻害であることが好適に挙げられる。BMP活性は、公知の方法により測定することができ、例えばZilberberg et al.,2007.BMC Cell Biol.8:41に記載されているように、BMPの転写活性を測定することによって、BMP活性を調べることができる。 The degree to which the BMP inhibitor inhibits BMP activity in a cell is not particularly limited, but the level of BMP activity in the presence of the BMP inhibitor is the level of BMP activity in the absence of the BMP inhibitor. To 90% or less, preferably 80% or less, more preferably 70% or less, further preferably 50% or less, more preferably 30% or less, still more preferably 10% or less, and most preferably 0% or less. Is preferred. The BMP activity can be measured by a known method. For example, as described in Zilberberg et al., 2007. BMC Cell Biol. 8:41, the BMP activity can be measured. You can find out.
BMP阻害物質としては、ノギン(Noggin)(Peprotech社製)、コーディン(Chordin)、コーディンドメインを含むコーディン様タンパク質(R&D systems社製)、ホリスタチン(Follistatin)、ホリスタチンドメインを含むホリスタチン関連タンパク質(R&D systems社製)、DANタンパク質、DANシステイン−ノットドメイン(DAN cysteine-knot domain)を含むDAN様タンパク質(R&D systems社製)、スクレロスチン/SOST(R&D systems社製)、デコリン(R&D systems)、及び、α−2マクログロブリン(R&D systems社製)からなる群から選択される1種又は2種以上が挙げられ、中でも、ノギン、DANタンパク質、及び、DAN様タンパク質(サーベラス(Cerberus)及びグレムリン(Gremlin)(R&D systems)を含む)からなる群から選択される1種又は2種以上が好ましく挙げられ、ノギンがより好ましく挙げられる。これらのBMP阻害物質は、BMPリガンドに結合することによって、BMPリガンドがシグナル伝達物質受容体へ結合することを阻害することができる。 BMP inhibitors include Noggin (Peprotech), chordin, chordin-like protein containing chordin domain (R & D systems), follistatin, and follistatin-related protein containing follistatin domain (R & D). systems), DAN protein, DAN-like protein containing DAN cysteine-knot domain (manufactured by R & D systems), sclerostin / SOST (manufactured by R & D systems), decorin (R & D systems), and One or more selected from the group consisting of α-2 macroglobulin (manufactured by R & D systems), among which are Noggin, DAN protein, and DAN-like protein (Cerberus and Gremlin) (Including R & D systems)) or one or more selected from the group consisting of Gerare, noggin may be mentioned more preferably. These BMP inhibitors can inhibit the binding of the BMP ligand to the signal transducer receptor by binding to the BMP ligand.
腸上皮間リンパ球と小腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液におけるBMP阻害物質の濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、BMP阻害物質がノギンである場合、例えば、例えば、1ng/mL〜10μg/mLの範囲内、好ましくは10〜1000ng/mLの範囲内、より好ましくは30〜300ng/mLの範囲内、さらに好ましくは50〜200ng/mLの範囲内、より好ましくは70〜130ng/mLの範囲内が挙げられる。上記工程Bの培養中、好ましくは2日ごとにBMP阻害物質(好ましくはノギン)を培養液に添加し、また、好ましくは4日ごとに培養液を新鮮なものに交換する。 As the concentration of the BMP inhibitor in the culture solution of step B when co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and small intestinal crypt organoids, the “maintenance / proliferation method of the present invention” and the “production method of the present invention” described later There is no particular limitation as long as it can be used, but when the BMP inhibitor is noggin, for example, in the range of 1 ng / mL to 10 μg / mL, preferably in the range of 10 to 1000 ng / mL, more preferably 30 to 300 ng / ML, more preferably in the range of 50 to 200 ng / mL, more preferably in the range of 70 to 130 ng / mL. During the culture in the step B, a BMP inhibitor (preferably noggin) is added to the culture solution preferably every two days, and the culture solution is preferably replaced with fresh one every four days.
(大腸必須3成分)
腸上皮間リンパ球(すなわち、小腸上皮間リンパ球又は大腸上皮間リンパ球、好ましくは大腸上皮間リンパ球)と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合、工程Bの培養液は、大腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液である。大腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液は、大腸必須3成分(血清アルブミン、Wnt3a、及び、R−スポンジン1)を含有する。
(3 essential components of large intestine)
When co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes (ie, small intestinal interepithelial lymphocytes or colon intestinal interepithelial lymphocytes, and preferably intestinal interepithelial lymphocytes), the culture solution of step B comprises colonic crypt organoids Is a culture solution that can proliferate. The culture solution capable of growing colonic crypt organoids contains three essential components of the large intestine (serum albumin, Wnt3a, and R-spondin 1).
大腸必須3成分のうちの1つである上記の血清アルブミンは、哺乳動物の血清に含まれるアルブミンである限り特に制限されず、かかる血清アルブミンとしては、哺乳動物の血清から精製したもの、化学的あるいは生化学的に合成したもの、市販のもの(例えばSigma社製のBSA)のいずれを用いてもよい。血清アルブミンの由来としては、哺乳動物である限り特に制限されないが、ヒト血清アルブミン(human serum albumin;HSA)や、ウシ血清アルブミン(BSA)を好適に例示することができ、中でもBSAをより好適に例示することができる。また、培養する腸上皮間リンパ球や大腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種の哺乳動物に由来する血清アルブミンを用いることも好ましい。 The above-mentioned serum albumin, which is one of the three essential components of the large intestine, is not particularly limited as long as it is albumin contained in the serum of mammals. Examples of such serum albumin include those purified from mammalian serum and those chemically purified. Alternatively, any of biochemically synthesized products and commercially available products (for example, BSA manufactured by Sigma) may be used. The origin of serum albumin is not particularly limited as long as it is a mammal, but human serum albumin (human serum albumin; HSA) and bovine serum albumin (BSA) can be preferably exemplified, and BSA is more preferably used. Examples can be given. It is also preferable to use serum albumin derived from a mammal of the same species as the mammalian species from which the intestinal interepithelial lymphocytes and colon crypt organoids to be cultured are derived.
腸上皮間リンパ球と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液における血清アルブミンの濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、前述の工程Bの培養液において、上限として、30重量%以下(例えば20重量%以下、10重量%以下、5%重量%以下など)が挙げられ、下限として、0.01重量%以上(例えば0.05重量%以上、0.1重量%以上、0.3%以上)が挙げられる。より好ましい濃度としては、0.3%以上3%以下の範囲を挙げることができる。 The concentration of serum albumin in the culture solution of step B in the case of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and colon crypt organoids includes the "maintaining / proliferating method of the present invention" and the "production method of the present invention" described later. There is no particular limitation as long as it can be used. For example, in the culture solution of the above-described step B, the upper limit is 30% by weight or less (eg, 20% by weight or less, 10% by weight or less, 5% by weight or less), and the lower limit. Is 0.01% by weight or more (for example, 0.05% by weight or more, 0.1% by weight or more, 0.3% or more). As a more preferable concentration, a range of 0.3% or more and 3% or less can be mentioned.
大腸必須3成分のうちの1つである上記のWnt3aは、哺乳動物のWNT3A遺伝子によりコードされるタンパク質である限り特に制限されず、かかるWnt3aとしては、例えばパネート細胞などのWnt3産生細胞が産生するものを用いてもよいし、遺伝子工学的に作成した当該遺伝子発現細胞が産生するものを用いてもよいし、化学的あるいは生化学的に合成したもの、市販のもの(例えば、R&D Systems社製のWnt3a)のいずれを用いてもよい。Wnt3aの由来としては、哺乳動物である限り特に制限されないが、ヒトWnt3a(hWnt3a)や、マウスWnt3a(mWnt3a)を好適に例示することができ、中でも、mWnt3aをより好適に例示することができる。また、培養する腸上皮間リンパ球や大腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種の哺乳動物種と同じWnt3aを用いることも好ましい。 The above-mentioned Wnt3a, which is one of the three essential components of the large intestine, is not particularly limited as long as it is a protein encoded by the mammalian WNT3A gene, and such Wnt3a is produced by Wnt3-producing cells such as Paneth cells. May be used, those produced by the gene-expressing cells prepared by genetic engineering, those synthesized chemically or biochemically, and those commercially available (for example, manufactured by R & D Systems, Inc.) Wnt3a) may be used. The origin of Wnt3a is not particularly limited as long as it is a mammal, but human Wnt3a (hWnt3a) and mouse Wnt3a (mWnt3a) can be preferably exemplified, and among them, mWnt3a can be more preferably exemplified. It is also preferable to use Wnt3a, which is the same as the mammalian species from which the intestinal interepithelial lymphocytes or colonic crypt organoids are derived.
腸上皮間リンパ球と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液におけるWnt3aの濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、前述の工程Bの培養液において、上限として、3mg/mL以下(例えば、500μg/mL以下、100μg/mL以下、30μg/mL以下、3μg/mL以下、1μg/mL以下など)が挙げられ、下限として、300pg/mL以上(例えば、1ng/mL以上、3ng/mL以上、10ng/mL以上、30ng/mL以上)が挙げられる。より好ましい最終濃度としては、30ng/mL以上を挙げることができる。 The concentration of Wnt3a in the culture solution of step B when co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and colon crypt organoids is used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” or the “production method of the present invention” described later. Although not particularly limited as long as it can be obtained, for example, in the culture solution of the above-mentioned step B, the upper limit is 3 mg / mL or less (for example, 500 μg / mL or less, 100 μg / mL or less, 30 μg / mL or less, 3 μg / mL or less, 1 μg / mL or less). mL or less), and the lower limit is 300 pg / mL or more (eg, 1 ng / mL or more, 3 ng / mL or more, 10 ng / mL or more, 30 ng / mL or more). A more preferred final concentration is 30 ng / mL or more.
大腸必須3成分のうちの1つである上記のR−スポンジン1は、哺乳動物のRSPO1遺伝子によりコードされるタンパク質である限り特に制限されず、かかるRspo1としては、遺伝子工学的に作成した当該遺伝子発現細胞などのRspo1産生細胞が産生するものを用いてもよいし、化学的あるいは生化学的に合成したもの、市販のもの(例えば、R&D Systems社製のR-Spondin1)のいずれを用いてもよい。Rspo1の由来としては、哺乳動物である限り特に制限されないが、ヒトRspo1(hRspo1)や、マウスRspo1(mRspo1)を好適に例示することができ、中でも、mRspo1をより好適に例示することができる。また、培養する腸上皮間リンパ球や大腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種の哺乳動物に由来するR−スポンジン1を用いることも好ましい。 The above-mentioned R-spondin 1, which is one of the three essential components of the large intestine, is not particularly limited as long as it is a protein encoded by the mammalian RSPO1 gene. Cells produced by Rspo1-producing cells such as expression cells may be used, or those chemically or biochemically synthesized or commercially available (for example, R-Spondin1 manufactured by R & D Systems) may be used. Good. The origin of Rspo1 is not particularly limited as long as it is a mammal, but human Rspo1 (hRspo1) and mouse Rspo1 (mRspo1) can be preferably exemplified, and among them, mRspo1 can be more preferably exemplified. It is also preferable to use R-spondin 1 derived from a mammal of the same species as the mammalian species from which the intestinal interepithelial lymphocytes or colon crypt organoids to be cultured are derived.
腸上皮間リンパ球と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液におけるR−スポンジン1の濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、前述の工程Bの培養液において、上限として、5mg/mL以下(例えば、1mg/mL以下、200μg/mL以下、40μg/mL以下、5μg/mL以下、1μg/mL以下など)であることが挙げられ、下限として、500pg/mL以上(例えば、5ng/mL以上、50ng/mL以上、250ng/mL以上)であることが挙げられる。 The concentration of R-spondin 1 in the culture solution of step B in the case of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and colon crypt organoids includes the “maintaining / proliferating method of the present invention” and the “production method of the present invention” described later. Is not particularly limited as long as it can be used, for example, in the culture solution of the above-mentioned step B, as an upper limit, 5 mg / mL or less (for example, 1 mg / mL or less, 200 μg / mL or less, 40 μg / mL or less, 5 μg / mL or less) , 1 μg / mL or less), and the lower limit is 500 pg / mL or more (eg, 5 ng / mL or more, 50 ng / mL or more, 250 ng / mL or more).
(大腸任意3成分)
腸上皮間リンパ球(すなわち、小腸上皮間リンパ球又は大腸上皮間リンパ球、好ましくは小腸上皮間リンパ球)と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合、工程Bの培養液は、基本培養液成分、及び、大腸必須3成分のみを含んでいてもよいが、それらの成分に加えて、上皮細胞増殖因子(EGF)、肝細胞増殖因子(HGF)、及び、ノギン(Noggin)からなる群から選択される1種、好ましくは2種、より好ましくは3種の成分(以下、かかる3成分を「大腸任意3成分」とも表示する。)をさらに含有することを好適に例示することができる。
(3 components of large intestine)
When co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes (ie, small intestinal interepithelial lymphocytes or large intestinal interepithelial lymphocytes, preferably small intestinal interepithelial lymphocytes) and colonic crypt organoids, the culture solution of step B comprises a basic culture solution component And three essential components of the large intestine, but in addition to those components, selected from the group consisting of epidermal growth factor (EGF), hepatocyte growth factor (HGF), and noggin (Noggin) It can be suitably exemplified that the composition further contains one, preferably two, and more preferably three components (hereinafter, these three components are also referred to as “any three components of the large intestine”).
大腸任意3成分のうちの1つである上記のEGFとしては、哺乳動物のEGF遺伝子によりコードされるタンパク質である限り特に制限されず、かかるEGFとしては、遺伝子工学的に作成した当該遺伝子発現細胞などのEGF産生細胞が産生するものを用いてもよいし、化学的あるいは生化学的に合成したもの、市販のもの(例えば、Peprotech社製のEGF)のいずれを用いてもよい。EGFの由来としては、哺乳動物である限り特に制限されないが、ヒトEGF(hEGF)や、マウスEGF(mEGF)を好適に例示することができ、中でも、mEGFをより好適に例示することができる。また、培養する腸上皮間リンパ球や大腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種の哺乳動物に由来するEGFを用いることも好ましい。 The above-mentioned EGF, which is one of the three components of the large intestine, is not particularly limited as long as it is a protein encoded by a mammalian EGF gene. Any of those produced by EGF-producing cells, such as those produced chemically or biochemically, and those commercially available (for example, EGF manufactured by Peprotech) may be used. Although the origin of EGF is not particularly limited as long as it is a mammal, human EGF (hEGF) and mouse EGF (mEGF) can be preferably exemplified, and among them, mEGF can be more preferably exemplified. It is also preferable to use EGF derived from a mammal of the same species as that of the mammal from which the intestinal interepithelial lymphocytes or colon crypt organoid to be cultured are derived.
腸上皮間リンパ球と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液におけるEGFの濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、前述の工程Bの培養液において、上限として、200μg/mL以下(例えば、40μg/mL以下、8μg/mL以下、2μg/mL以下、200ng/mL以下、40ng/mL以下など)であることが挙げられ、下限として、1pg/mL以上(例えば、8pg/mL以上、100pg/mL以上、1ng/mL以上、10ng/mL以上)であることが挙げられる。また、EGFのより好ましい濃度としては、1ng/mL以上40ng/mL以下の範囲が挙げられる。 The concentration of EGF in the culture solution of step B in the case of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and colon crypt organoids is used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” and the “production method of the present invention” described below. There is no particular limitation as long as it is obtained. For example, in the culture solution of the above-mentioned step B, as an upper limit, 200 μg / mL or less (for example, 40 μg / mL or less, 8 μg / mL or less, 2 μg / mL or less, 200 ng / mL or less, 40 ng / mL or less) mL or less), and the lower limit is 1 pg / mL or more (for example, 8 pg / mL or more, 100 pg / mL or more, 1 ng / mL or more, 10 ng / mL or more). Further, as a more preferable concentration of EGF, a range of 1 ng / mL to 40 ng / mL is exemplified.
大腸任意3成分のうちの1つである上記のHGFとしては、哺乳動物のHGF遺伝子によりコードされるタンパク質である限り特に制限されず、かかるHGFとしては、遺伝子工学的に作成した当該遺伝子発現細胞などのHGF産生細胞が産生するものを用いてもよいし、化学的あるいは生化学的に合成したもの、市販のもの(例えば、R&D Systems社製のHGF)のいずれを用いてもよい。HGFの由来としては、哺乳動物である限り特に制限されないが、ヒトHGF(hHGF)や、マウスHGF(mHGF)を好適に例示することができ、中でも、mHGFをより好適に例示することができる。また、培養する腸上皮間リンパ球や大腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種の哺乳動物に由来するHGFを用いることも好ましい。 The above-mentioned HGF, which is one of the three components of the large intestine, is not particularly limited as long as it is a protein encoded by a mammalian HGF gene. Any of those produced by HGF-producing cells, such as those synthesized chemically or biochemically, and those commercially available (for example, HGF manufactured by R & D Systems) may be used. Although the origin of HGF is not particularly limited as long as it is a mammal, human HGF (hHGF) and mouse HGF (mHGF) can be preferably exemplified, and among them, mHGF can be more preferably exemplified. It is also preferable to use HGF derived from a mammal of the same species as the mammal from which the intestinal interepithelial lymphocytes or colon crypt organoids to be cultured are derived.
腸上皮間リンパ球と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液におけるHGFの濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、前述の工程Bの培養液において、上限として、500μg/mL以下(例えば、100μg/mL以下、20μg/mL以下、4μg/mL以下、500ng/mL以下、100ng/mL以下など)であることが挙げられ、下限として、50pg/mL以上(例えば、500pg/mL以上、5ng/mL以上、25ng/mL以上)であることが挙げられる。また、HGFのより好ましい濃度としては、5ng/mL以上100ng/mL以下の範囲が挙げられる。 The concentration of HGF in the culture solution of step B when co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and colon crypt organoids is used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” or the “production method of the present invention” described later. Although not particularly limited as long as it can be obtained, for example, in the culture solution of the above-mentioned step B, the upper limit is 500 μg / mL or less (for example, 100 μg / mL or less, 20 μg / mL or less, 4 μg / mL or less, 500 ng / mL or less, 100 ng / mL or less). mL or less), and the lower limit is 50 pg / mL or more (for example, 500 pg / mL or more, 5 ng / mL or more, 25 ng / mL or more). A more preferred concentration of HGF is in the range of 5 ng / mL to 100 ng / mL.
大腸任意3成分のうちの1つである上記のノギンとしては、哺乳動物のNOG遺伝子によりコードされるタンパク質である限り特に制限されず、かかるノギンとしては、遺伝子工学的に作成した当該遺伝子発現細胞などのノギン産生細胞が産生するものを用いてもよいし、化学的あるいは生化学的に合成したもの、市販のもの(例えば、R&D Systems社製のNoggin)のいずれを用いてもよい。ノギンの由来としては、哺乳動物である限り特に制限されないが、ヒトノギン(hNoggin)や、マウスノギン(mNoggin)を好適に例示することができ、中でも、マウスノギンをより好適に例示することができる。また、培養する腸上皮間リンパ球や大腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種の哺乳動物に由来するノギンを用いることも好ましい。 The above-mentioned noggin, which is one of the three components of the large intestine, is not particularly limited as long as it is a protein encoded by a mammalian NOG gene. Any of those produced by Noggin-producing cells, such as those produced chemically or biochemically, and those commercially available (for example, Noggin manufactured by R & D Systems) may be used. The origin of Noggin is not particularly limited as long as it is a mammal, but human Noggin (hNoggin) and mouse Noggin (mNoggin) can be preferably exemplified, and mouse Noggin can be more preferably exemplified. It is also preferable to use Noggin derived from a mammal of the same species as the mammalian species from which the intestinal interepithelial lymphocytes or colonic crypt organoids to be cultured are derived.
腸上皮間リンパ球と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合の工程Bの培養液におけるノギンの濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、前述の工程Bの培養液において、上限として、500μg/mL以下(例えば、100μg/mL以下、20μg/mL以下、4μg/mL以下、500ng/mL以下、100ng/mL以下など)であることが挙げられ、下限として、50pg/mL以上(例えば、500pg/mL以上、5ng/mL以上、25ng/mL以上)であることが挙げられる。また、ノギンのより好ましい濃度としては、5ng/mL以上100ng/mL以下の範囲を挙げることができる。 The concentration of noggin in the culture solution of step B in the case of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and colon crypt organoids is used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” and the “production method of the present invention” described later. Although not particularly limited as long as it can be obtained, for example, in the culture solution of the above-mentioned step B, the upper limit is 500 μg / mL or less (for example, 100 μg / mL or less, 20 μg / mL or less, 4 μg / mL or less, 500 ng / mL or less, 100 ng / mL or less). mL or less), and the lower limit is 50 pg / mL or more (for example, 500 pg / mL or more, 5 ng / mL or more, 25 ng / mL or more). A more preferable concentration of Noggin is in the range of 5 ng / mL to 100 ng / mL.
(さらなる任意成分)
工程Bの培養液は、腸上皮間リンパ球(すなわち、小腸上皮間リンパ球又は大腸上皮間リンパ球、好ましくは小腸上皮間リンパ球)と小腸陰窩オルガノイドを共培養する場合であっても、腸上皮間リンパ球(すなわち、大腸上皮間リンパ球又は小腸上皮間リンパ球、好ましくは大腸上皮間リンパ球)と大腸陰窩オルガノイドを共培養する場合であっても、さらなる任意成分を含まなくてもよいが、腸上皮間リンパ球をより長期間維持し又はより多く増殖させる観点から、あるいは、腸上皮間リンパ球がより多く増加した腸陰窩オルガノイドを得る観点から、さらなる任意成分を含むことが好ましい。さらなる任意成分としては、IL−2、IL−7、IL−15、Rhoキナーゼ阻害物質、Notchアゴニスト、抗生物質から選択される1種又は2種以上が挙げられ、中でも、IL−2、IL−7及びIL−15から選択される1種又は2種以上(好ましくは3種)が好ましく挙げられ、中でも、「IL−2」、「IL−2及びIL−7」、「IL−2及びIL−15」及び「IL−2、IL−7及びIL−15」から選択されるいずれかがより好ましく挙げられ、「IL−2、IL−7及びIL−15」が最も好ましく挙げられる。特に、IL−2は、腸上皮間リンパ球をより長期間維持し又はより多く増殖させる点や、腸陰窩オルガノイドにおける腸上皮間リンパ球をより多く増加させる点できわめて優れているため、工程Bの培養液は、任意成分として、少なくともIL−2を含むことが特に好ましく挙げられる。また、上記のRhoキナーゼ阻害物質や、上記のNotchアゴニストは、細胞の生存率や増殖効率を改善する点で好ましい。
(Further optional ingredients)
The culture solution of step B may be used for co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes (ie, small intestinal interepithelial lymphocytes or large intestinal interepithelial lymphocytes, preferably small intestinal interepithelial lymphocytes) and small intestinal crypt organoids. Even when co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes (ie, colonic epithelial lymphocytes or small intestinal interepithelial lymphocytes, preferably colonic epithelial lymphocytes) and colonic crypt organoids, no additional optional components are included. However, from the viewpoint of maintaining or increasing intestinal interepithelial lymphocytes for a longer period of time, or from the viewpoint of obtaining intestinal crypt organoids in which intestinal interepithelial lymphocytes are more increased, an additional optional component may be included. Is preferred. Further optional components include one or more selected from IL-2, IL-7, IL-15, a Rho kinase inhibitor, a Notch agonist, and an antibiotic, among which IL-2, IL- 7 or IL-15, preferably one or more (preferably three), among which "IL-2", "IL-2 and IL-7", "IL-2 and IL" Any one selected from "-15" and "IL-2, IL-7 and IL-15" is more preferable, and "IL-2, IL-7 and IL-15" is most preferable. In particular, IL-2 is extremely superior in maintaining or increasing intestinal interepithelial lymphocytes for a longer period of time and in increasing intestinal interepithelial lymphocytes in intestinal crypt organoids. It is particularly preferable that the culture solution of B contains at least IL-2 as an optional component. In addition, the above-mentioned Rho kinase inhibitor and the above-mentioned Notch agonist are preferable in terms of improving cell survival rate and proliferation efficiency.
上記のIL−2(インターロイキン2)としては、哺乳動物のIL−2である限り特に制限されないが、培養する腸上皮間リンパ球や腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種のIL−2が好ましく挙げられる。かかる哺乳動物のIL−2としては、市販されているIL−2(例えば、Roche社製)を用いてもよいし、GenBank等の配列データベースに開示されているIL−2遺伝子のヌクレオチド配列やアミノ酸配列に基づいて化学的に合成したIL−2を用いてもよいし、前述の配列に基づき、遺伝子組換え技術を利用して作製したIL−2を用いてもよい。 The above-mentioned IL-2 (interleukin 2) is not particularly limited as long as it is mammalian IL-2, and IL-similar to the mammalian species from which intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids are derived are used. 2 is preferred. As the mammalian IL-2, commercially available IL-2 (for example, manufactured by Roche) may be used, or the nucleotide sequence or amino acid of the IL-2 gene disclosed in a sequence database such as GenBank. IL-2 chemically synthesized based on the sequence may be used, or IL-2 produced based on the above-described sequence by using a genetic recombination technique may be used.
工程Bの培養液におけるIL−2の濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、1〜1万U/mLの範囲内、好ましくは10〜1000U/mLの範囲内、より好ましくは30〜300U/mLの範囲内、さらに好ましくは50〜200U/mLの範囲内、より好ましくは70〜130U/mLの範囲内が挙げられる。 The concentration of IL-2 in the culture solution in step B is not particularly limited as long as it can be used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” or the “production method of the present invention” described below. / U, preferably in the range of 10-1000 U / mL, more preferably in the range of 30-300 U / mL, even more preferably in the range of 50-200 U / mL, more preferably 70-130 U / mL. Within the range.
上記のIL−7(インターロイキン7)としては、哺乳動物のIL−7である限り特に制限されないが、培養する腸上皮間リンパ球や腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種のIL−7が好ましく挙げられる。かかる哺乳動物のIL−7としては、市販されているIL−7(例えば、Peprotech社製)を用いてもよいし、GenBank等の配列データベースに開示されているIL−7遺伝子のヌクレオチド配列やアミノ酸配列に基づいて化学的に合成したIL−7を用いてもよいし、前述の配列に基づき、遺伝子組換え技術を利用して作製したIL−7を用いてもよい。 The above-mentioned IL-7 (interleukin 7) is not particularly limited as long as it is mammalian IL-7, and IL-similar to the mammalian species from which intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids are derived 7 is preferred. As the mammalian IL-7, commercially available IL-7 (for example, manufactured by Peprotech) may be used, or the nucleotide sequence or amino acid of the IL-7 gene disclosed in a sequence database such as GenBank. IL-7 chemically synthesized based on the sequence may be used, or IL-7 produced based on the above-described sequence using a gene recombination technique may be used.
工程Bの培養液におけるIL−7の濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、0.1〜1000ng/mLの範囲内、好ましくは1〜100ng/mLの範囲内、より好ましくは3〜30ng/mLの範囲内、さらに好ましくは5〜20ng/mLの範囲内、より好ましくは7〜13ng/mLの範囲内が挙げられる。 The concentration of IL-7 in the culture solution of step B is not particularly limited as long as it can be used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” or the “production method of the present invention” described below. For example, 0.1 to 1000 ng / ML, preferably in the range of 1 to 100 ng / mL, more preferably in the range of 3 to 30 ng / mL, still more preferably in the range of 5 to 20 ng / mL, more preferably in the range of 7 to 13 ng / mL. Within the range.
上記のIL−15(インターロイキン15)としては、哺乳動物のIL−15である限り特に制限されないが、培養する腸上皮間リンパ球や腸陰窩オルガノイドが由来する哺乳動物種と同種のIL−15が好ましく挙げられる。かかる哺乳動物のIL−15としては、市販されているIL−15(例えば、Peprotech社製)を用いてもよいし、GenBank等の配列データベースに開示されているIL−15遺伝子のヌクレオチド配列やアミノ酸配列に基づいて化学的に合成したIL−15を用いてもよいし、前述の配列に基づき、遺伝子組換え技術を利用して作製したIL−15を用いてもよい。 The above-mentioned IL-15 (interleukin 15) is not particularly limited as long as it is mammalian IL-15. However, IL-15 of the same species as the mammalian species from which intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids are derived is used. 15 is preferred. As the mammalian IL-15, commercially available IL-15 (for example, manufactured by Peprotech) may be used, or the nucleotide sequence or amino acid of the IL-15 gene disclosed in a sequence database such as GenBank. IL-15 chemically synthesized on the basis of the sequence may be used, or IL-15 produced on the basis of the above-mentioned sequence using a gene recombination technique may be used.
工程Bの培養液におけるIL−15の濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、0.1〜1000ng/mLの範囲内、好ましくは1〜100ng/mLの範囲内、より好ましくは3〜30ng/mLの範囲内、さらに好ましくは5〜20ng/mLの範囲内、より好ましくは7〜13ng/mLの範囲内が挙げられる。 The concentration of IL-15 in the culture solution of step B is not particularly limited as long as it can be used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” or the “production method of the present invention” described below. For example, 0.1 to 1000 ng / ML, preferably in the range of 1 to 100 ng / mL, more preferably in the range of 3 to 30 ng / mL, still more preferably in the range of 5 to 20 ng / mL, more preferably in the range of 7 to 13 ng / mL. Within the range.
上記工程Bの培養液として、IL−2、IL−7及びIL−15から選択される1種又は2種以上(好ましくは3種)を含む培養液を用いる場合、かかるインターロイキンを1〜3日ごと(好ましくは2日ごと)に培養液に添加することが好ましい。 When a culture solution containing one or more (preferably three) selected from IL-2, IL-7, and IL-15 is used as the culture solution in step B, the interleukin may be 1 to 3 It is preferable to add to the culture solution every day (preferably every two days).
さらなる任意成分の1つである上記のRhoキナーゼ阻害物質としては、Sigma-Aldrich社製のY-27632((R)-(+)-trans-4-(1-アミノエチル)-N-(4-ピリジル)シクロヘキサンカルボキサミド二塩酸塩 一水和物)や、Tocris Bioschience社製のH 1152 dihydrochloride((S)-(+)-2-Methyl-1- [(4-methyl-5-isoquinolinyl)sulfonyl]-hexahydro-1H-1,4-diazepine dihydrochloride)が挙げられ、中でもY-27632が好ましく挙げられる。工程Bの培養液におけるRhoキナーゼ阻害物質の濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、前述の工程Bの培養液において、2〜50μMの範囲内、好ましくは5〜20μMの範囲内が挙げられる。 The Rho kinase inhibitor, one of the further optional components, includes Y-27632 ((R)-(+)-trans-4- (1-aminoethyl) -N- (4 -Pyridyl) cyclohexanecarboxamide dihydrochloride monohydrate) and H 1152 dihydrochloride ((S)-(+)-2-Methyl-1-[(4-methyl-5-isoquinolinyl) sulfonyl]) manufactured by Tocris Bioschience -hexahydro-1H-1,4-diazepine dihydrochloride), among which Y-27632 is preferable. The concentration of the Rho kinase inhibitor in the culture solution of step B is not particularly limited as long as it can be used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” and the “production method of the present invention” described below. In the culture solution of 2 to 50 μM, preferably in the range of 5 to 20 μM.
さらなる任意成分の1つである上記のNotchアゴニストとしては、Jagged 1タンパク質、Delta 1タンパク質、DSLペプチド(Dontu et al.,2004、Breast Cancer Res 6:R605-R615)などが挙げられ、中でも、DSLペプチドが好ましく挙げられる。工程Bの培養液におけるNotchアゴニストの濃度としては、「本発明の維持・増殖方法」や、後述の「本発明の製造方法」に用い得る限り特に制限されないが、例えば、前述の工程Bの培養液において、10〜100μMの範囲内が挙げられる。 Examples of the above Notch agonist, which is one of the further optional components, include Jagged 1 protein, Delta 1 protein, DSL peptide (Dontu et al., 2004, Breast Cancer Res 6: R605-R615), and among others, DSL Peptides are preferred. The concentration of the Notch agonist in the culture solution of step B is not particularly limited as long as it can be used in the “maintenance / proliferation method of the present invention” or the “production method of the present invention” described below. For the solution, the range is 10 to 100 μM.
さらなる任意成分の1つである上記の抗生物質としては、ペニシリン、ストレプトマイシン、ゲンタマイシンなどが挙げられる。 The above-mentioned antibiotics, which are one of the further optional components, include penicillin, streptomycin, gentamicin and the like.
上記工程Bの培養液として、Rhoキナーゼ阻害物質、Notchアゴニスト、抗生物質から選択される1種又は2種以上を含む培養液を用いる場合、それ又はそれらを1〜3日ごと(好ましくは2日ごと)に培養液に添加することが好ましい。 When a culture solution containing one or more selected from Rho kinase inhibitors, Notch agonists, and antibiotics is used as the culture solution in step B, the culture solution is used every 1 to 3 days (preferably 2 days). Is preferably added to the culture solution.
上記工程Bの培養液の調製方法としては、上記の基本培養液成分及び必須3成分(小腸必須3成分又は大腸必須3成分)の他、必要に応じて、大腸任意3成分及び/又はさらなる任意成分を、水やPBSなどの液体溶媒に配合させる方法や、基本培養液成分を含む培養液に、上記の必須3成分(小腸必須3成分又は大腸必須3成分)の他、必要に応じて、大腸任意3成分及び/又はさらなる任意成分を配合させる方法を例示することができる。 As a method for preparing the culture solution in the step B, in addition to the basic culture solution components and the essential three components (small intestine essential components or large intestine essential three components), if necessary, the large intestine optional three components and / or further optional components Ingredients may be mixed with a liquid solvent such as water or PBS, or a culture solution containing a basic culture solution component may contain, in addition to the above-mentioned essential three components (small intestine essential component or large intestine essential three components), if necessary, A method of blending three optional components of the large intestine and / or further optional components can be exemplified.
(共培養物からのIELの単離)
本発明の維持・増殖方法は、工程Bにより得られた共培養物からIELを単離する工程をさらに含んでいなくてもよいが、該工程を含んでいることが好ましい。共培養物からIELを単離する方法としては以下のような方法が挙げられる。共培養中の「細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイド」を培養液中から取りだした後、細胞外マトリクスを冷却やコラゲナーゼ等で解重合や分解などして、腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを分取する。遠心分離後、上清画分(画分1)を回収する。また、沈殿物を氷上の緩衝液中でインキュベートし、しばらく静置した後、上清画分(画分2)を回収する。さらに、その沈殿物を激しいピペット操作などで破壊し、メッシュフィルター(例えば目開き40μm)を通過させたものを画分3とする。画分1〜3はいずれもIELを含む懸濁液である。画分1〜3のいずれかを用いてもよいが、画分1〜3を合わせることにより、共培養物中からIELをより効率良く単離することができる。
(Isolation of IEL from co-culture)
The maintenance / proliferation method of the present invention may not further include a step of isolating IEL from the co-culture obtained in step B, but preferably includes this step. Methods for isolating IEL from co-culture include the following methods. After removing `` intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids embedded in extracellular matrix '' from the culture solution during co-culture, the extracellular matrix is cooled and depolymerized or decomposed with collagenase, etc. Separate interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoids. After centrifugation, the supernatant fraction (fraction 1) is collected. The precipitate is incubated in a buffer solution on ice, allowed to stand for a while, and then the supernatant fraction (fraction 2) is collected. Further, the precipitate is destroyed by vigorous pipetting or the like, and the fraction passed through a mesh filter (for example, openings of 40 μm) is referred to as fraction 3. Fractions 1 to 3 are all suspensions containing IEL. Any of fractions 1 to 3 may be used, but by combining fractions 1 to 3, IEL can be more efficiently isolated from the co-culture.
(本発明の維持・増殖方法により得られる腸上皮間リンパ球)
本発明の維持・増殖方法により得られる「腸上皮間リンパ球」(小腸上皮間リンパ球又は大腸上皮間リンパ球)は、哺乳動物の小腸や大腸の上皮内や、該上皮と粘膜固有層との間などに投与することによって、腸上皮のバリア機能の向上、腸粘膜の恒常性の向上、腸における宿主(哺乳動物)防御機構の向上を図ることができると考えられる。なお、腸上皮のバリア機能の向上や、腸粘膜の恒常性の向上は、腸上皮間リンパ球のうち、主にγδT IELの投与により実現することができ、腸における宿主防御機構は、主にαβT IELの投与により実現することができる。
(Intestinal interepithelial lymphocytes obtained by the maintenance / proliferation method of the present invention)
“Intestinal interepithelial lymphocytes” (small intestinal interepithelial lymphocytes or large intestinal interepithelial lymphocytes) obtained by the maintenance / proliferation method of the present invention can be used in the epithelium of the small intestine or large intestine of mammals or in the epithelium and the lamina propria It is considered that the administration in the middle of the intestine can improve the barrier function of the intestinal epithelium, the homeostasis of the intestinal mucosa, and the host (mammalian) defense mechanism in the intestine. The improvement of the barrier function of the intestinal epithelium and the improvement of homeostasis of the intestinal mucosa can be achieved mainly by administration of γδT IEL among the intestinal interepithelial lymphocytes. This can be achieved by administration of αβT IEL.
<2.腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドの製造方法>
本発明の「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドの製造方法」(本明細書において、単に「本発明の製造方法」とも表示する。)としては、
(A)単離された腸上皮間リンパ球を、腸陰窩オルガノイドと共に、細胞外マトリクスに包埋する工程A:及び、
(B)前記腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で、前記細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを共培養する工程B:
を含んでいる限り特に制限されない。
<2. Method for producing intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes>
The “method for producing intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes” (hereinafter also simply referred to as “the production method of the present invention”) of the present invention includes:
(A) Embedding the isolated intestinal interepithelial lymphocytes together with intestinal crypt organoids in an extracellular matrix A:
(B) Step B of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoid embedded in the extracellular matrix in a culture solution capable of growing the intestinal crypt organoid:
Is not particularly limited as long as it includes.
本発明の製造方法における上記工程A及び工程Bは、特に言及がない限り、前述の本発明の維持・増殖方法における上記工程A及び工程Bとそれぞれ同じ工程である。本発明の製造方法により、「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」をインビトロで製造することができる。 The steps A and B in the production method of the present invention are the same as the above steps A and B in the above-described method of maintaining and growing the present invention, respectively, unless otherwise specified. According to the production method of the present invention, “intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes” can be produced in vitro.
本発明の製造方法は、工程Bにより得られた共培養物から「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」を単離する工程をさらに含んでいなくてもよいが、該工程を含んでいることが好ましい。共培養物から「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」を単離する方法としては特に制限されないが、共培養中の「細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイド」を培養液中から取りだした後、細胞外マトリクスを冷却やコラゲナーゼ等で解重合や分解などして、腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを分取する方法を挙げることができる。 The production method of the present invention may not further include a step of isolating “intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes” from the co-culture obtained in step B. It is preferable to include. The method for isolating “intestinal crypt organoids with increased intestinal interepithelial lymphocytes” from the co-culture is not particularly limited, but the “intestinal interepithelial lymphocytes embedded in the extracellular matrix and After removing the “fossa organoid” from the culture solution, the extracellular matrix may be cooled, depolymerized or decomposed with collagenase or the like, and the interepithelial lymphocytes and the intestinal crypt organoid may be fractionated.
<3.腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド>
本発明の「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」(以下、単に「本発明の腸陰窩オルガノイド」とも表示する。)としては、本発明の製造方法により製造される「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」である限り特に制限されない。本明細書において、「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」とは、単離された腸上皮間リンパ球を用いないこと以外は本発明の製造方法と同じ方法で製造した腸陰窩オルガノイドと比較して、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドであることを意味する。かかる「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」として具体的には、工程Bの培養開始から3日目において、腸陰窩オルガノイド1個あたりの腸上皮間リンパ球の数が、腸上皮間リンパ球と共培養しない場合の腸陰窩オルガノイド1個あたりの腸上皮間リンパ球の数に対して、割合で好ましくは8倍以上、より好ましくは16倍以上、さらに好ましくは32倍以上に増加している腸陰窩オルガノイドを好適に挙げることができる。なお、これらの割合の上限は特に制限されないが、例えば200倍以下、100倍以下などが挙げられる。また、本明細書における「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」には、工程Bの培養開始から3日目において、腸陰窩オルガノイド1個あたりの腸上皮間リンパ球の数が、好ましくは2個以上、より好ましくは4個以上、さらに好ましくは6個以上である腸陰窩オルガノイドを好適に挙げることができる。なお、腸陰窩オルガノイド1個あたりの腸上皮間リンパ球の数の上限は特に制限されないが、例えば36個以下、18個以下などが挙げられる。
<3. Intestinal crypt organoid with increased interepithelial lymphocytes>
The “intestinal crypt organoid with increased interepithelial lymphocytes” (hereinafter, also simply referred to as “intestinal crypt organoid of the present invention”) of the present invention includes “intestinal epithelium produced by the production method of the present invention”. It is not particularly limited as long as it is an intestinal crypt organoid with increased interlymphocytes. As used herein, "intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes" refers to intestinal crypt produced by the same method as the production method of the present invention except that isolated intestinal interepithelial lymphocytes are not used. It means that intestinal interepithelial lymphocytes are increased intestinal crypt organoids as compared to crypt organoids. Specifically, as the “intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes”, the number of intestinal interepithelial lymphocytes per intestinal crypt organoid on the third day from the start of the culture in step B is defined as The number of intestinal interepithelial lymphocytes per intestinal crypt organoid when not co-cultured with interepithelial lymphocytes is preferably 8 times or more, more preferably 16 times or more, and still more preferably 32 times or more in proportion to the number of intestinal interepithelial lymphocytes per one intestinal crypt organoid. Intestinal crypt organoids, which are increasing in number, can be suitably mentioned. The upper limit of these ratios is not particularly limited, but may be, for example, 200 times or less, 100 times or less. The term “intestinal crypt organoid in which intestinal interepithelial lymphocytes are increased” in the present specification includes the number of intestinal interepithelial lymphocytes per intestinal crypt organoid on the third day from the start of the culture in step B. Preferably, the intestinal crypt organoid is preferably 2 or more, more preferably 4 or more, and still more preferably 6 or more. In addition, the upper limit of the number of intestinal interepithelial lymphocytes per intestinal crypt organoid is not particularly limited, and may be, for example, 36 or less, 18 or less.
腸陰窩オルガノイド中の腸上皮間リンパ球の数は、例えば、蛍光標識した抗リンパ球抗体を用いた免疫組織化学染色法によって測定することができる。標識した蛍光の検出は、市販の蛍光イメージング装置を用いて行うことができる。 The number of intestinal interepithelial lymphocytes in the intestinal crypt organoids can be measured, for example, by immunohistochemical staining using a fluorescently labeled anti-lymphocyte antibody. Detection of the labeled fluorescence can be performed using a commercially available fluorescence imaging device.
また、本発明の製造方法により製造される「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」は、哺乳動物(好ましくはヒト)の腸(小腸又は大腸)に移植して用いる腸疾患の予防・治療剤(予防及び/又は治療剤)として利用することができる。本発明の「腸疾患の予防・治療剤」(以下、単に「本発明の予防・治療剤」とも表示する。)としては、本発明の製造方法で製造される「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」を含有している限り特に制限されない。 In addition, the “intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes” produced by the production method of the present invention is used to prevent intestinal diseases used in transplantation into the intestine (small intestine or large intestine) of mammals (preferably humans). -It can be used as a therapeutic agent (prophylactic and / or therapeutic agent). The “prophylactic / therapeutic agent for intestinal disease” of the present invention (hereinafter, also simply referred to as “the prophylactic / therapeutic agent of the present invention”) includes “intestinal interepithelial lymphocyte increased by the production method of the present invention”. The intestinal crypt organoid is not particularly limited.
かかる腸疾患として具体的には、潰瘍性大腸炎、クローン病などの炎症性腸疾患や、化学療法による腸管傷害や、放射線腸炎等を例示することができる。かかる本発明の予防・治療剤を投与すると、「腸(小腸又は大腸)上皮間リンパ球が増加した腸(小腸又は大腸)陰窩オルガノイド」が腸(小腸又は大腸)上皮に生着し、腸(小腸又は大腸)上皮の傷害を予防・治療することができる。 Specific examples of such intestinal diseases include inflammatory bowel diseases such as ulcerative colitis and Crohn's disease, intestinal injury due to chemotherapy, radiation enteritis, and the like. When such a prophylactic / therapeutic agent of the present invention is administered, “intestinal (small or large intestine) crypt organoids with increased interepithelial lymphocytes” engraft in the intestinal (small or large intestine) epithelium, (Small or large intestine) Epithelial injury can be prevented and treated.
本明細書における「腸疾患の予防・治療効果」とは、腸(小腸又は大腸)疾患の予防効果、若しくは、腸(小腸又は大腸)疾患の治療効果、又は、腸(小腸又は大腸)疾患の予防及び治療効果を含み、腸(小腸又は大腸)疾患の予防効果としては、腸(小腸又は大腸)疾患の発症を予防する効果や、腸(小腸又は大腸)疾患の発症を遅延する効果などを含み、腸(小腸又は大腸)疾患の治療効果としては、腸(小腸又は大腸)疾患の症状を改善する効果や、腸(小腸又は大腸)疾患の症状の悪化を防止若しくは遅延する効果などを含む。なお、本発明の「腸疾患の予防・治療剤」における「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」は、通常の腸陰窩オルガノイドとは異なり、腸上皮間リンパ球が増加しているため、通常の腸陰窩オルガノイド(例えば、特許文献2における通常の大腸陰窩オルガノイド)を用いた場合と比較して、腸上皮のバリア機能、腸粘膜の恒常性、及び、腸における宿主(哺乳動物)防御機構から選択される1種又は2種以上(好ましくは3種)の点について向上を図ることができると考えられる。 As used herein, “preventive / therapeutic effect of intestinal disease” refers to a preventive effect of an intestinal (small or large intestine) disease, a therapeutic effect of an intestinal (small intestine or large intestine) disease, or Including preventive and therapeutic effects, preventive effects on intestinal (small or large intestine) diseases include the effects of preventing the onset of intestinal (small or large intestine) diseases and the effects of delaying the onset of intestinal (small or large intestine) diseases The therapeutic effect of intestinal (small or large intestine) disease includes an effect of improving symptoms of intestinal (small or large intestine) disease and an effect of preventing or delaying deterioration of intestinal (small or large intestine) disease. . The “intestinal crypt organoid with increased interepithelial lymphocytes” in the “prophylactic / therapeutic agent for intestinal disease” of the present invention is different from a normal intestinal crypt organoid in that intestinal interepithelial lymphocytes are increased. Therefore, as compared with the case of using a normal intestinal crypt organoid (for example, a normal colon crypt organoid in Patent Document 2), the intestinal epithelial barrier function, intestinal mucosal homeostasis, and intestinal host ( (Mammals) It is considered that one or more (preferably three) selected from defense mechanisms can be improved.
本発明の予防・治療剤の投与対象としては、哺乳動物である限り特に制限されず、中でもヒトをより好適に例示することができる。本発明の予防・治療剤に含有させる「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」が由来する哺乳動物種は、投与対象の哺乳動物種と同種であることが好ましい。 The subject to which the prophylactic / therapeutic agent of the present invention is administered is not particularly limited as long as it is a mammal, and humans can be more preferably exemplified. The mammalian species from which the “intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes” contained in the prophylactic / therapeutic agent of the present invention is preferably the same as the mammalian species to be administered.
本発明の予防・治療剤の投与方法としては、腸疾患を予防・治療し得る限り特に制限されないが、経腸投与、経静脈投与などを例示することができ、中でも、小腸や大腸への経肛門的注腸投与を好適に例示することができる。本発明の予防・治療剤の投与量としては、腸疾患の種類、症状の度合い、投与対象の体重、年齢等にもよるが、1×10〜1×1010/kgの細胞(1〜複数回に分けて投与してもよい)を挙げることができる。 The administration method of the prophylactic / therapeutic agent of the present invention is not particularly limited as long as it can prevent and treat intestinal diseases, and examples thereof include enteral administration, intravenous administration, and the like. Anal enema administration can be suitably exemplified. The dose of the prophylactic / therapeutic agent of the present invention depends on the type of intestinal disease, degree of symptoms, body weight, age of the administration subject, etc., but 1 × 10 to 1 × 10 10 / kg cells (1 to 10 May be administered in divided doses).
本発明の予防・治療剤の調製方法としては、特に制限されず、本発明の製造方法により製造される「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」に、薬学的に許容される通常の担体、賦形剤、希釈剤、pH緩衝剤、生理的食塩水等の水溶性溶剤、塩化ナトリウム、グリセリン、D−マンニトール等の等張化剤、ヒト血清アルブミン等の安定化剤、メチルパラベン等の保存剤、ベンジルアルコール等の局麻剤などの各種調剤用配合成分を配合する方法を例示することができる。また、本発明の予防・治療剤には、投与対象の腸(小腸又は大腸)上皮への生着効率を向上させる観点から、I型〜VIII型の各種コラーゲンやマトリゲルといった細胞外基質成分を、より好ましくはマトリゲルを、配合することが好ましい。この他、本発明の予防・治療剤には、本発明の製造方法により得られる「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」の他に、他の腸疾患の予防・治療剤を併用することもできる。 The method for preparing the prophylactic / therapeutic agent of the present invention is not particularly limited, and a pharmaceutically acceptable normal to the "intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes" produced by the production method of the present invention. Carriers, excipients, diluents, pH buffers, water-soluble solvents such as physiological saline, isotonic agents such as sodium chloride, glycerin, D-mannitol, stabilizers such as human serum albumin, methylparaben, etc. And a method of blending various compounding ingredients such as preservatives and local narcotics such as benzyl alcohol. In addition, the prophylactic / therapeutic agent of the present invention contains an extracellular matrix component such as various types I to VIII collagen and Matrigel from the viewpoint of improving the engraftment efficiency to the intestinal (small or large intestine) epithelium to be administered. More preferably, Matrigel is blended. In addition, in addition to the “intestinal crypt organoid with increased intestinal interepithelial lymphocytes” obtained by the production method of the present invention, a prophylactic / therapeutic agent of the present invention is used in combination with other preventive / therapeutic agents for intestinal diseases. You can also.
<4.腸上皮間リンパ球の運動性に与える影響を評価する方法>
本発明の「腸上皮間リンパ球の運動性に与える影響を評価する方法」(以下、単に「本発明の評価方法」とも表示する。)としては、
(P)本発明の製造方法により製造される「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」(好ましくは小腸陰窩オルガノイド)に被検物質を接触させる工程P:
(Q)工程Pの後に、前記腸陰窩オルガノイドにおける前記腸上皮間リンパ球の運動性を解析する工程Q:
(R)工程Qの解析で得られた運動性を、被検物質を接触させなかった場合の腸陰窩オルガノイドにおける腸上皮間リンパ球の運動性と比較する工程R:
(S)工程Rの比較の結果、工程Qの解析で得られた運動性の方が高い場合は、その被検物質を、腸上皮間リンパ球の運動性を向上させる活性を有する物質であると評価し、工程Qの解析で得られた運動性の方が低い場合は、その被検物質を、腸上皮間リンパ球の運動性を低下させる活性を有する物質であると評価する工程S:
を含んでいる限り特に制限されない。
<4. Method for assessing effect on intestinal interepithelial lymphocyte motility>
The “method of evaluating the effect of intestinal interepithelial lymphocytes on motility” (hereinafter, also simply referred to as “evaluation method of the present invention”) of the present invention includes:
(P) a step P of bringing a test substance into contact with “intestinal crypt organoid with increased interepithelial lymphocytes” (preferably small intestinal crypt organoid) produced by the production method of the present invention:
(Q) analyzing the motility of the intestinal interepithelial lymphocytes in the intestinal crypt organoid after step P:
(R) comparing the motility obtained in the analysis of step Q with the motility of intestinal interepithelial lymphocytes in intestinal crypt organoids without contact with the test substance:
(S) As a result of the comparison in Step R, if the motility obtained in the analysis in Step Q is higher, the test substance is a substance having an activity of improving the motility of intestinal interepithelial lymphocytes. If the motility obtained in the analysis of step Q is lower, the test substance is evaluated as a substance having an activity of reducing motility of intestinal interepithelial lymphocytes S:
Is not particularly limited as long as it includes.
上記工程Pとしては、本発明の製造方法により製造される「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」に被検物質を接触させる工程である限り特に制限されず、例えば、該腸陰窩オルガノイドを培養する培養液に被検物質を添加する方法が挙げられる。 The step P is not particularly limited as long as it is a step of bringing a test substance into contact with the “intestinal crypt organoid having increased intestinal interepithelial lymphocytes” produced by the production method of the present invention. There is a method of adding a test substance to a culture solution for culturing the fossa organoid.
上記工程Qとしては、工程Pの後に、前記腸陰窩オルガノイドにおける前記腸上皮間リンパ球の運動性を解析する工程である限り特に制限されず、例えば、市販の蛍光イメージングにより、腸上皮間リンパ球の運動性を解析する方法が挙げられる。 The step Q is not particularly limited as long as it is a step of analyzing the motility of the intestinal interepithelial lymphocytes in the intestinal crypt organoid after the step P. There is a method of analyzing the motility of a sphere.
上記工程Rとしては、工程Qの解析で得られた運動性を、被検物質を接触させなかった場合の腸陰窩オルガノイドにおける腸上皮間リンパ球の運動性と比較する工程である限り特に制限されない。 The step R is particularly limited as long as the motility obtained in the analysis of the step Q is compared with the motility of intestinal interepithelial lymphocytes in the intestinal crypt organoid in the absence of the test substance. Not done.
上記工程Sとしては、工程Rの比較の結果、工程Qの解析で得られた運動性の方が高い場合は、その被検物質を、腸上皮間リンパ球の運動性を向上させる活性を有する物質であると評価し、工程Qの解析で得られた運動性の方が低い場合は、その被検物質を、腸上皮間リンパ球の運動性を低下させる活性を有する物質であると評価する工程である限り特に制限されない。 In the step S, as a result of the comparison in the step R, when the motility obtained in the analysis in the step Q is higher, the test substance has an activity of improving the motility of intestinal interepithelial lymphocytes. If the motility obtained in the analysis in step Q is lower, the test substance is evaluated as a substance having an activity to reduce motility of intestinal interepithelial lymphocytes. There is no particular limitation as long as it is a step.
腸上皮間リンパ球の運動性を向上させる活性を有する物質は、例えば、腸内の宿主防御機構を活性化させる可能性のある物質等と評価することができ、腸上皮間リンパ球の運動性を低下させる活性を有する物質は、例えば、腸内の宿主防御機構を不活性化させる可能性のある物質等と評価することができる。また、本発明の評価方法は、腸上皮と、腸上皮間リンパ球との動的相互作用(腸上皮と、腸上皮間リンパ球との相互作用であって、かつ、腸上皮間リンパ球の運動性に影響を与える相互作用)を解析するためにも用いることができる。 A substance having an activity to improve the motility of intestinal interepithelial lymphocytes can be evaluated as, for example, a substance that may activate a host defense mechanism in the intestine. A substance having an activity of reducing the activity can be evaluated, for example, as a substance that may inactivate the host defense mechanism in the intestine. In addition, the evaluation method of the present invention relates to a dynamic interaction between intestinal epithelium and lymphocytes between intestinal epithelia (interaction between intestinal epithelium and lymphocytes between intestinal epithelia, and It can also be used to analyze interactions that affect motility.
(本発明のその他の態様)
本発明には、「腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドを、哺乳動物に投与することを特徴とする、腸疾患の予防及び/又は治療方法」、「腸疾患の予防及び/又は治療のための、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイド」、「腸疾患の予防及び/又は治療剤の製造における、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドの使用」も含まれる。
(Other aspects of the present invention)
The present invention provides "a method for preventing and / or treating intestinal disease, comprising administering to a mammal an intestinal crypt organoid having increased intestinal interepithelial lymphocytes", "preventing and / or treating intestinal disease." Includes "intestinal crypt organoids with increased intestinal interepithelial lymphocytes for treatment", "use of intestinal crypt organoids with increased intestinal interepithelial lymphocytes in the manufacture of a prophylactic and / or therapeutic agent for intestinal disease" It is.
以下に実施例により本発明を詳細に説明するが、本発明はこれらの実施例に限定されるものではない。なお、以下の実施例において、インビトロで培養を開始した日にちを、培養後1日目とする。 Hereinafter, the present invention will be described in detail with reference to examples, but the present invention is not limited to these examples. In the following examples, the day when the culture was started in vitro is defined as the first day after the culture.
1.材料と方法
1−1 実験マウス
EGFPがニワトリβ−アクチンプロモーター及びサイトメガロウイルスエンハンサーの制御下で恒常的に発現するEGFP組換えC57BL6マウス(EGFP−tgマウス)(文献「Okabe et al., FEBS Lett 1997, 407:313-319.」参照)は、大阪大学から提供された。また、ROSA26遺伝子座内のヒストンH2BのC末端側に融合したEGFPタンパク質をコードする遺伝子が挿入されたR26−H2B−EGFPマウス(文献「Abe et al., Genesis 2011, 49:579-590.」参照)は、理化学研究所(RIKEN)から提供された(アクセッション番号CDB0203K)。C57BL6バックグラウンドのマウス及び野生型C57BL6マウスは、東京医科歯科大学(TMDU)の動物施設で飼育、維持された。全ての動物実験は、東京医科歯科大学の動物実験委員会の承認を得て行った。
1. Materials and Methods 1-1 Experimental mice EGFP recombinant C57BL6 mice (EGFP-tg mice) in which EGFP is constantly expressed under the control of the chicken β-actin promoter and cytomegalovirus enhancer (Okabe et al., FEBS Lett) 1997, 407: 313-319. ") Was provided by Osaka University. In addition, an R26-H2B-EGFP mouse into which a gene encoding an EGFP protein fused to the C-terminal side of histone H2B in the ROSA26 locus has been inserted (see "Abe et al., Genesis 2011, 49: 579-590.") Was provided by RIKEN (Accession No. CDB0203K). C57BL6 background mice and wild type C57BL6 mice were bred and maintained at an animal facility at Tokyo Medical and Dental University (TMDU). All animal experiments were performed with the approval of the Animal Experiment Committee of Tokyo Medical and Dental University.
1−2 小腸陰窩オルガノイドの調製
小腸陰窩を、非特許文献9記載の方法にしたがって10〜15週齢の野生型C57BL6マウスから単離し、R-spo1(R−スポンジン1)、EGF及びNogginの存在下で培養した。すなわち、約300個の小腸陰窩を、30μL マトリゲル(BD Biosciences社製)に懸濁し、24ウェルプレートに置き、室温でマトリゲルを重合させた後、500ng/mL mRspo1(R&D Systems社製)、20ng/mL mEGF(Peprotech社製)及び100ng/mL mNoggin(R&D Systems社製)を含む500μL Advanced DMEM/F12培養液(Life Technologies社製)(以下、「小腸陰窩オルガノイド培養用培養液」と表示する。)を加えた。なお、培養液は、以下の実験で使用する直前まで2日毎に新しい培養液と交換した。
1-2 Preparation of Small Intestinal Crypt Organoid Small intestinal crypts were isolated from wild-type C57BL6 mice aged 10 to 15 weeks according to the method described in Non-Patent Document 9, and R-spo1 (R-spondin 1), EGF and Noggin were used. Cultured in the presence of That is, about 300 small intestinal crypts were suspended in 30 μL Matrigel (manufactured by BD Biosciences), placed in a 24-well plate, and polymerized at room temperature, and then 500 ng / mL mRspo1 (manufactured by R & D Systems), 20 ng / ML mEGF (manufactured by Peprotech) and 500 μL Advanced DMEM / F12 culture medium (manufactured by Life Technologies) containing 100 ng / mL mNoggin (manufactured by R & D Systems) (hereinafter referred to as “culture medium for small intestinal crypt organoid culture”) .) Was added. The culture solution was replaced with a new culture solution every two days until immediately before use in the following experiments.
1−3 小腸由来のIELの単離
小腸由来IELは、文献(Kohyama et al., Proc Natl Acad Sci USA 1999, 96:7451-7455)に記載の方法にしたがって単離した。すなわち、10〜15週齢のEGFP−tgマウス、又はR26−H2B−EGFPマウスの小腸を、PBSで洗い流し、パイエル板を除去した後5mmの切片に切断した後、Ca、Mgを含まないハンクス平衡塩液に5mMのエチレン−ジニトリロ四酢酸(EDTA)及び1mMの1,4−ジチオ−D−トレイトール(DTT)を含む50mLコニカルチューブ中で37℃、30分間、150rpmで振盪しながらインキュベートし、目開き300μmナイロンメッシュフィルター及びグラスウールのカラムに通した後、回収された細胞を30%パーコールに懸濁し、20分間800gで遠心分離した。IELは、30分間800g、40/70%パーコール勾配の遠心分離で単離した。単離したIELは、洗浄し、細胞を計数した後、アッセイに用いた。なお、マウス1個体当たり、5〜10×106個の生存IELが得られた。また、TCRαβ+のIEL集団と、TCRγδ+のIEL集団は、単離した全IELを抗マウスTCR−β―PE抗体(BioLegend社製)、抗マウスTCR−δ―PECy7抗体(BioLegend社製)及び抗マウスCD3ε−APC抗体(Becton Dickinson社製)で染色した後、FACS ARIAII(Becton Dickinson社製)にてソートすることにより調製した(純度>99%)。
1-3 Isolation of IEL from small intestine IEL from small intestine was isolated according to the method described in the literature (Kohyama et al., Proc Natl Acad Sci USA 1999, 96: 7451-7455). That is, the small intestine of an EGFP-tg mouse or an R26-H2B-EGFP mouse of 10 to 15 weeks of age was washed away with PBS, the Peyer's patch was removed, cut into 5 mm sections, and then Hanks equilibrium containing no Ca or Mg. Incubate in a 50 mL conical tube containing 5 mM ethylene-dinitrilotetraacetic acid (EDTA) and 1 mM 1,4-dithio-D-threitol (DTT) in the saline at 37 ° C. for 30 minutes with shaking at 150 rpm; After passing through a 300 μm nylon mesh filter and a glass wool column, the recovered cells were suspended in 30% Percoll and centrifuged at 800 g for 20 minutes. IELs were isolated by centrifugation at 800 g, 40/70% Percoll gradient for 30 minutes. The isolated IEL was used for the assay after washing and cell counting. In addition, 5 to 10 × 10 6 surviving IELs were obtained per mouse. Further, the IEL population of TCRαβ +, TCRγδ + IEL population is (manufactured BioLegend Co.) isolated total IEL anti-mouse TCR-beta-PE antibody, anti-mouse TCR-δ-PECy7 antibody (BioLegend Co.) and It was prepared by staining with an anti-mouse CD3ε-APC antibody (Becton Dickinson) and sorting by FACS ARIAII (Becton Dickinson) (purity> 99%).
1−4 小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養
上記「1−2 小腸陰窩オルガノイドの調製」の項目に記載の方法にしたがって調製した小腸陰窩オルガノイドを2日間培養した後、Cell Recovery Solution(Corning社製)を添加し、氷上で30分間インキュベートすることにより全マトリゲルを解重合させ、小腸陰窩オルガノイドをマトリゲルから回収し、洗浄した後、小腸陰窩オルガノイド100個と、上記「1−3 小腸由来のIELの単離」の項目に記載の方法にしたがって単離したIEL 1.0×105個とを、24ウェルプレート上の400μL DMEM培養液中で混合した。37℃で30分間インキュベートした後、前記混合物を回収し、1分間200gで遠心分離した後、沈殿物(ペレット)を30μLのマトリゲルに懸濁し、24ウェルプレート上に移した。室温でマトリゲルを重合させた後、小腸陰窩オルガノイド培養用培養液500μL、又は100U/mL 組換えヒトIL−2(Roche社製)、10ng/mL マウスIL−7(Peprotech社製)及び10ng/mL マウスIL−15(Peprotech社製)を含有する小腸陰窩オルガノイド培養用培養液(以下、「+IL−2/IL−7/IL−15小腸陰窩オルガノイド培養用培養液」と表示する。)500μLをウェルに加え、37℃、5%CO2条件下で7日間培養を行った。なお、培養液は、2日毎に新しい培養液と交換した。
1-4 Co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL The small intestinal crypt organoid prepared according to the method described in the section “1-2 Preparation of small intestinal crypt organoid” above was cultured for 2 days, and then Cell Recovery Solution (Corning Was added, and the whole matrigel was depolymerized by incubating on ice for 30 minutes. The small intestinal crypt organoid was recovered from Matrigel, washed, and then 100 small intestinal crypt organoids and the above “1-3 small intestine 1.0 × 10 5 IELs isolated according to the method described in “Isolation of IELs of Origin” were mixed in a 400 μL DMEM culture solution on a 24-well plate. After incubating at 37 ° C. for 30 minutes, the mixture was collected, centrifuged at 200 g for 1 minute, and the precipitate (pellet) was suspended in 30 μL of Matrigel and transferred to a 24-well plate. After polymerizing Matrigel at room temperature, 500 μL of a culture solution for intestinal crypt organoid culture, or 100 U / mL recombinant human IL-2 (Roche), 10 ng / mL mouse IL-7 (Peprotech) and 10 ng / mL Small intestinal crypt organoid culture medium containing mL mouse IL-15 (manufactured by Peprotech) (hereinafter, referred to as “+ IL-2 / IL-7 / IL-15 small intestinal crypt organoid culture medium”) 500 μL was added to the wells, and the cells were cultured at 37 ° C. under 5% CO 2 for 7 days. The culture solution was replaced with a new culture solution every two days.
1−5 小腸陰窩オルガノイドとIELとの共培養物からのIELの単離
上記「1−4 小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法にしたがって小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養を行った後、Cell Recovery Solution(Corning社製)を添加し、氷上で30分間インキュベートすることにより全マトリゲルを解重合させ、小腸陰窩オルガノイドをマトリゲルから回収した後、500gで5分間の遠心分離後、上清画分(画分1)を回収した。また、沈殿画分中に含まれるIELを回収するために、沈殿物を10分間氷上で5mM EDTA/PBS中でインキュベートし、さらに1分間静置することにより沈殿物を堆積させた後、上清画分(画分2)を回収した。さらに、その後に得られた沈殿画分中に含まれるIELを回収するために、沈殿物を激しいピペット操作を行って機械的に破壊し、その後40μmのナイロンメッシュフィルターを通過させたものを画分3とした。画分1〜3を合わせたものをIEL懸濁液とした。なお、7日目以降のIELの培養は、7日目のIEL懸濁液中に含まれるEGFP陽性(+)のIELを、血球計により計数した後、上記「1−4 小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法にしたがって小腸陰窩オルガノイドと共培養することにより行った。
1-5 Isolation of IEL from co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL According to the method described in the section “1-4 Co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL” above, After co-culture, Cell Recovery Solution (manufactured by Corning) was added, and the whole matrigel was depolymerized by incubating on ice for 30 minutes. After recovering small intestinal crypt organoids from Matrigel, the cells were collected at 500 g for 5 minutes. After centrifugation, the supernatant fraction (fraction 1) was collected. Further, in order to recover the IEL contained in the precipitate fraction, the precipitate was incubated in 5 mM EDTA / PBS on ice for 10 minutes, and allowed to stand for 1 minute to deposit the precipitate. The fraction (fraction 2) was collected. Further, in order to collect the IEL contained in the precipitate fraction obtained thereafter, the precipitate was mechanically broken by vigorous pipetting, and then the precipitate passed through a 40 μm nylon mesh filter was fractionated. It was set to 3. The combination of fractions 1 to 3 was used as an IEL suspension. The culture of the IEL after the 7th day was performed by counting the number of EGFP-positive (+) IELs contained in the IEL suspension on the 7th day using a hemocytometer, and then counting the above "1-4 small intestinal crypt organoids". Co-culture with the small intestinal crypt organoid according to the method described in the section of “Co-culture of IEL”.
1−6 免疫組織染色及び小腸陰窩オルガノイドの三次元イメージング解析
上記「1−4 小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法等にしたがって得られた小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養物を、4% パラホルムアルデヒド溶液中で40分間固定処理し、0.2% Triton-X含有PBS溶液中で30分間透過処理した後、2% BSA及び0.2% Triton-Xを含むPBS溶液中で40分間ブロッキング処理を行った(全て室温で処理した)。一次抗体(マウス抗CD3ε抗体[Becton Dickinson社製]、及びマウス抗Cdh1抗体[Santa Cruz Biotechnology社製])を一晩4℃でインキュベートし、一次抗体を認識する蛍光物質で標識した二次抗体(抗マウスAlexa Fluor 488抗体、及び抗マウスAlexa Fluor 594抗体[すべてLife Technologies社製])による抗体反応処理を1.5時間室温で行った。細胞核は、4’,6−ジアミジノ−2−フェニルインドールジヒドロクロリド(DAPI)で染色し、免疫染色試料はその後Vectashield Mounting Medium(Vector Laboratories社製)で封入し、顕微鏡により観察した。小腸陰窩オルガノイドの三次元イメージング解析は、室温でFluoview FV10i システム(Olympus社製)で行い、蛍光画像は、0.85μmのzステップでOlympus 60x対物レンズ(1.35N.A.)を用いて取得した。なお、観察できる最大の深さは250μmであったので、培養又は共培養の開始後2日間培養したオルガノイド全体をカバーするのに十分であった。また、z−スタック画像は、必要に応じてAdobe Photoshopソフトウェアで加工した。
1-6 Immunohistochemical staining and three-dimensional imaging analysis of small intestinal crypt organoid and small intestinal crypt organoid and IEL obtained according to the method described in the section “1-4 Co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL” and the like The co-culture was fixed in a 4% paraformaldehyde solution for 40 minutes, permeabilized in a PBS solution containing 0.2% Triton-X for 30 minutes, and then containing 2% BSA and 0.2% Triton-X. A blocking treatment was performed in a PBS solution for 40 minutes (all were treated at room temperature). A primary antibody (mouse anti-CD3ε antibody [Becton Dickinson] and mouse anti-Cdh1 antibody [Santa Cruz Biotechnology]) was incubated overnight at 4 ° C., and a secondary antibody labeled with a fluorescent substance recognizing the primary antibody ( Antibody reaction treatment with an anti-mouse Alexa Fluor 488 antibody and an anti-mouse Alexa Fluor 594 antibody (all manufactured by Life Technologies) was performed for 1.5 hours at room temperature. Cell nuclei were stained with 4 ', 6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI), and immunostained samples were then mounted with Vectashield Mounting Medium (Vector Laboratories) and observed under a microscope. Three-dimensional imaging analysis of small intestinal crypt organoids was performed at room temperature with a Fluoview FV10i system (Olympus), and fluorescence images were taken at 0.85 μm z steps using an Olympus 60x objective (1.35 NA). I got it. Note that the maximum depth that could be observed was 250 μm, which was sufficient to cover the entire organoid cultured for 2 days after the start of the culture or co-culture. The z-stack image was processed by Adobe Photoshop software as needed.
1−7 フローサイトメトリー
上記「1−3 小腸由来のIELの単離」及び「1−5 小腸陰窩オルガノイドとIELとの共培養物からのIELの単離」の項目に記載の方法にしたがって単離したIELを、0.2% FCS含有PBS溶液中に5×105細胞の濃度で懸濁し、室温で10分間、0.2% FCS含有PBS溶液に1:100で希釈した抗CD16/CD32抗体(BioLegend社製)中でFcRブロッキング処理を行った後、FACS CantoII(BD Biosciences社製)によるフローサイトメトリー解析を行った。前方散乱光(FSC)及び側方散乱光(SSC)の環境(setting)を用いて、サイズ及び粒度に基づいたリンパ球(IEL)と腸上皮細胞(IEC)の分離を行った。また、TCRαβ+のIEL集団(サブセット)と、TCRγδ+のIELサブセットを定義するために、抗TCR−β−PE抗体及び抗TCR−δ−PECy7抗体を、最適濃度で使用した。
1-7 Flow cytometry According to the method described in the above section "1-3 Isolation of IEL derived from small intestine" and "1-5 Isolation of IEL from co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL". The isolated IEL was suspended at a concentration of 5 × 10 5 cells in a PBS solution containing 0.2% FCS and diluted with anti-CD16 / 100 diluted 1: 100 in a PBS solution containing 0.2% FCS for 10 minutes at room temperature. After performing FcR blocking treatment in a CD32 antibody (manufactured by BioLegend), flow cytometry analysis using FACS CantoII (manufactured by BD Biosciences) was performed. Separation of lymphocytes (IEL) and intestinal epithelial cells (IEC) based on size and particle size was performed using forward scatter (FSC) and side scatter (SSC) settings. Further, the TCRarufabeta + of IEL population (subset), to define the IEL subset of TCRganmaderuta +, anti-TCR-beta-PE antibody and anti-TCR-δ-PECy7 antibodies were used at optimal concentration.
また、細胞内染色は、4% パラホルムアルデヒド溶液中で細胞を固定処理し、Perm II試薬(Becton Dickinson社製)で透過処理した後、抗Ki-67-660eFluor抗体(eBioscience社製)又は抗ホスホ-ERK−Alexa647抗体(Cell Signaling社製)存在下で1時間、室温で抗体反応処理を行った。なお、細胞表面染色の場合は、上記抗体反応処理は、4℃で20分間行った。 Intracellular staining is performed by fixing cells in a 4% paraformaldehyde solution, permeating with Perm II reagent (Becton Dickinson), and then using anti-Ki-67-660eFluor antibody (eBioscience) or anti-phospho Antibody reaction treatment was performed at room temperature for 1 hour in the presence of -ERK-Alexa647 antibody (manufactured by Cell Signaling). In the case of cell surface staining, the antibody reaction treatment was performed at 4 ° C. for 20 minutes.
1−8 タイムラプス(Time-lapse)蛍光イメージング
タイムラプス蛍光イメージングは、Insight SSI光源を有する蛍光顕微鏡IX-71(Olympus社製)が組み込まれたDeltaVisionシステム(Applied Precision社製)を用いて行った。すなわち、タイムラプス蛍光イメージングは、細胞を含むガラスボトムディッシュ(glass-bottom culture dish)を、チャンバーで覆われた上記顕微鏡のステージ上に置き、5% CO2及び95% airからなる加湿した既混合ガスが注入され、かつ37℃で温度制御された条件下で行った。イメージングを開始する前に、細胞核を30分間、1μg/mL Hoechst33342(Nacalai Tesque社製)で染色した。また、5μM PD184352は、イメージングを開始する1時間前に培養液に添加した。核及びEGFPの蛍光画像は、CoolSnap ES2デジタルカメラ(Roper Scientific社製)上のUplansApo 20x 対物レンズ(0.75N.A.)により取得した。単一面イメージングは、2時間、20秒間隔で行った。多面イメージングは、10分間、30秒間隔で行い、一度に5μmステップでzスタックを取得した。これらのzスタックの最大強度の投影データを得るためにSoftWorx ソフトウェア(Applied Precision社製)を使用した。
1-8 Time-lapse fluorescence imaging Time-lapse fluorescence imaging was performed using a DeltaVision system (Applied Precision) equipped with a fluorescence microscope IX-71 (Olympus) having an Insight SSI light source. That is, in the time-lapse fluorescence imaging, a glass-bottom culture dish containing cells is placed on a stage of the microscope covered with a chamber, and a humidified mixed gas containing 5% CO 2 and 95% air is placed. Was injected and temperature-controlled at 37 ° C. Prior to starting imaging, cell nuclei were stained with 1 μg / mL Hoechst 33342 (Nacalai Tesque) for 30 minutes. In addition, 5 μM PD184352 was added to the culture solution one hour before the start of imaging. Fluorescence images of nuclei and EGFP were acquired with an UplansApo 20x objective lens (0.75 NA) on a CoolSnap ES2 digital camera (Roper Scientific). Single plane imaging was performed at 20 second intervals for 2 hours. Multi-sided imaging was performed for 10 minutes at 30 second intervals, and z-stacks were acquired in 5 μm steps at a time. SoftWorx software (Applied Precision) was used to obtain the maximum intensity projection data for these z-stacks.
1−9 IEL運動解析
イメージングデータをImaris 7.5(Bitplane社製)ソフトウェアにインポートした。IELの核は、その後Imarisのスポット追跡特徴(spot tracking feature)を使用して個別に判定し、サイズ予測(size estimate)は10μmであった。核の遊走は、ソフトウェアの「自己回帰運動」追跡アルゴリズムによって分析した。1つのトラック(track:軌跡)が、期間全体を通して同じ核に続くことを確認するために、トラックを視覚的に確認した。データセットは、3Dマトリゲル領域(データ獲得スペース)から得た情報からなるものであるが、スポット(核)の判定は、このデータ獲得スペースの表面に達するために十分に近い場合に不正確であることが多かった。このような周辺効果を避けるために、Imarisのフィルタリング機能を使用して外側データ獲得空間よりも10μm短いxyz方向に沿ったエッジを有するより小さい直方体(内側直方体;inner cuboid)を規定した。観察期間の80%を超えてこのInner cuboid内に留まった核のみを統計分析に使用した。平均速度(Mean Speed)、最大速度(Max Speed)、トラックの長さ(track length)、及び核の転位(Displacement of nuclei)の計算は、Imarisソフトウェアを使用して行った。
1-9 IEL Motion Analysis Imaging data was imported into Imaris 7.5 (Bitplane) software. IEL nuclei were then individually determined using the Imaris spot tracking feature with a size estimate of 10 μm. Nuclear migration was analyzed by software "autoregressive motion" tracking algorithm. The tracks were visually checked to ensure that one track (track) followed the same nucleus throughout the period. The data set consists of information obtained from the 3D Matrigel area (data acquisition space), but the determination of the spot (nucleus) is inaccurate if close enough to reach the surface of this data acquisition space. There were many things. In order to avoid such peripheral effects, Imaris' filtering function was used to define a smaller cuboid (inner cuboid) with edges along the xyz direction 10 μm shorter than the outer data acquisition space. Only nuclei that remained in this inner cuboid for more than 80% of the observation period were used for statistical analysis. Calculations of Mean Speed, Max Speed, track length, and Displacement of Nuclei were performed using Imaris software.
1−10 大腸陰窩オルガノイドの調製
大腸陰窩を、特許文献2(国際公開第2013/061608号パンフレット)記載の方法にしたがって、7〜9週齢の野生型EGFP−tgマウスから単離し、血清アルブミン(BSA)、Wnt3a、R−スポンジン1、上皮細胞増殖因子(EGF)、肝細胞増殖因子(HGF)、及び、ノギン(Noggin)の存在下で培養した。すなわち、2000個の大腸陰窩をI型コラーゲン溶液(Nitta Gelatin Inc.社製)200μlに懸濁し、48ウェルプレートに載置した。コラーゲンの重合後、各ウェルに、1%BSA(Sigma社製)、30ng/mlのmWnt3a(R&D Systems社製)、500ng/mlのマウス(m)Rspo1(R&D Systems社製)、20ng/mlのmEGF(Peprotech社製)、50ng/mlのmHGF(R&D Systems社製)及び50ng/mlのmNoggin(R&D Systems社製)を含有する500μlのアドバンストDMEM/F12を加えた(以下、「TMDU培養液」とも表示する。)。この培養液を2日毎に交換した。継代を行うため、XI型コラゲナーゼを含有するDMEMにおいて全ゲルを37℃で5分間消化し、回収した大腸陰窩オルガノイドをBSA含有PBSで洗浄した。この大腸陰窩オルガノイド沈殿物を2mMのEDTA及び0.5%BSAを含有するPBSに懸濁し、激しく振盪した。これにより脱凝集した大腸陰窩オルガノイド小塊をI型コラーゲン溶液と混合して継代培養に使用した。単一細胞から複数細胞よりなる細胞塊までの継代培養に用いる細胞塊の大きさは、顕微鏡下で観察しながらEDTA処理時間を調節した。細胞増殖後の最初の2日間、Rhoキナーゼ阻害剤Y−27632を10μMとなるように培養液に加えた。杯細胞の分化を誘導する場合には、γ−セクレターゼ阻害剤LY−411,575(100nM)で大腸オルガノイドを所定期間にわたり処理した。
1-10 Preparation of Colonic Crypt Organoid The colonic crypt was isolated from a 7-9 week old wild type EGFP-tg mouse according to the method described in Patent Document 2 (WO 2013/061608 pamphlet), and serum The cells were cultured in the presence of albumin (BSA), Wnt3a, R-spondin 1, epidermal growth factor (EGF), hepatocyte growth factor (HGF), and Noggin. That is, 2000 colon crypts were suspended in 200 μl of type I collagen solution (Nitta Gelatin Inc.) and placed on a 48-well plate. After collagen polymerization, 1% BSA (Sigma), 30 ng / ml mWnt3a (R & D Systems), 500 ng / ml mouse (m) Rspo1 (R & D Systems), 20 ng / ml 500 μl of Advanced DMEM / F12 containing mEGF (Peprotech), 50 ng / ml mHGF (R & D Systems) and 50 ng / ml mNoggin (R & D Systems) was added (hereinafter referred to as “TMDU culture”). Also displayed.) The culture was changed every two days. For passage, the whole gel was digested in DMEM containing collagenase type XI at 37 ° C. for 5 minutes, and the recovered colonic crypt organoid was washed with PBS containing BSA. The colonic crypt organoid precipitate was suspended in PBS containing 2 mM EDTA and 0.5% BSA and shaken vigorously. The disaggregated colonic crypt organoid lumps were mixed with a type I collagen solution and used for subculture. The size of the cell mass used for subculture from a single cell to a cell mass consisting of a plurality of cells was adjusted for the EDTA treatment time while observing under a microscope. For the first two days after cell growth, the Rho kinase inhibitor Y-27632 was added to the culture at 10 μM. In order to induce goblet cell differentiation, colon organoids were treated with the γ-secretase inhibitor LY-411,575 (100 nM) for a predetermined period.
1−11 大腸陰窩オルガノイドとIELの共培養
上記「1−10 大腸陰窩オルガノイドの調製」の項目に記載の方法にしたがって調製した大腸陰窩オルガノイドを2日間培養した後、XI型コラゲナーゼを培養液に添加して全ゲルを37℃で5分間消化し、大腸陰窩オルガノイドをコラーゲンから回収した。大腸陰窩オルガノイドをBSA含有PBSで洗浄した後、かかる大腸陰窩オルガノイド100個と、上記「1−3 小腸由来のIELの単離」の項目に記載の方法にしたがって単離したIEL 1.0×105個とを、24ウェルプレート上の400μL DMEM培養液中で混合した。37℃で30分間インキュベートした後、前記混合物を回収し、1分間200gで遠心分離した後、沈殿物(ペレット)をI型コラーゲン溶液(Nitta Gelatin Inc.社製)200μlに懸濁し、24ウェルプレート上に移し、コラーゲンが重合するまで静置した。前述のTMDU培養液にIL−2、IL−7及びIL−15を添加して、100U/mL 組換えヒトIL−2(Roche社製)、10ng/mL マウスIL−7(Peprotech社製)及び10ng/mL マウスIL−15(Peprotech社製)を含有するTMDU培養液(以下、「+IL−2/IL−7/IL−15TMDU培養液」とも表示する。)を調製した。前述のコラーゲンが重合した後、24ウェルプレートの各ウェルに、「+IL−2/IL−7/IL−15TMDU培養液」を500μLずつに加え、37℃、5%CO2条件下で7日間培養を行った。なお、培養液は、2日毎に新しい培養液と交換した。
1-11 Co-Culture of Colon Crypt Organoid and IEL After culturing the colon crypt organoid prepared according to the method described in the section “1-10 Preparation of Colon Crypt Organoid” above for 2 days, XI type collagenase is cultured When added to the solution, the whole gel was digested at 37 ° C. for 5 minutes, and the colonic crypt organoid was recovered from collagen. After washing the colonic crypt organoid with PBS containing BSA, 100 such colonic crypt organoids and IEL 1.0 isolated according to the method described in the above section “1-3 Isolation of IEL derived from small intestine”. × 10 5 were mixed in a 400 μL DMEM culture on a 24-well plate. After incubating at 37 ° C. for 30 minutes, the mixture was collected, centrifuged at 200 g for 1 minute, and the precipitate (pellet) was suspended in 200 μl of type I collagen solution (Nitta Gelatin Inc.), and the mixture was suspended in a 24-well plate. It was transferred to the top and allowed to stand until the collagen polymerized. IL-2, IL-7 and IL-15 were added to the above-mentioned TMDU culture, and 100 U / mL recombinant human IL-2 (Roche), 10 ng / mL mouse IL-7 (Peprotech) and A TMDU culture solution containing 10 ng / mL mouse IL-15 (manufactured by Peprotech) (hereinafter, also referred to as “+ IL-2 / IL-7 / IL-15TMDU culture solution”) was prepared. After the above-mentioned collagen is polymerized, “+ IL-2 / IL-7 / IL-15TMDU culture solution” is added to each well of the 24-well plate in a volume of 500 μL and cultured at 37 ° C. under 5% CO 2 for 7 days. Was done. The culture solution was replaced with a new culture solution every two days.
1−12 大腸陰窩オルガノイドとIELの共培養物からのIELの単離
上記「1−11 大腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法にしたがって大腸陰窩オルガノイドとIELの共培養を行った後、XI型コラゲナーゼを培養液に添加して全ゲルを37℃で5分間消化し、大腸陰窩オルガノイドをコラーゲンから回収した。この後のIELの単離処理及び計数処理は、上記「1−5 小腸陰窩オルガノイドとIELとの共培養物からのIELの単離」の項目に記載の方法にしたがって行った。このようにして、大腸陰窩オルガノイドとIELの共培養物からIELを単離し、及び、IELを計数した。
1-12 Isolation of IEL from co-culture of colon crypt organoid and IEL Co-culture of colon crypt organoid and IEL according to the method described in the section “1-11 Co-culture of colon crypt organoid and IEL” above After culturing, type XI collagenase was added to the culture solution, and the entire gel was digested at 37 ° C. for 5 minutes, and the colonic crypt organoid was recovered from collagen. Subsequent IEL isolation and counting were performed according to the method described in the section “1-5 Isolation of IEL from co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL”. In this way, IEL was isolated from a colonic crypt organoid / IEL co-culture and IEL was counted.
2.結果及び考察
2−1 小腸陰窩オルガノイド中に存在するIELのインビトロ培養
小腸陰窩オルガノイド存在下で、IELをインビトロで培養・維持する方法の開発を行うために、本発明者らは先ず、従来の小腸陰窩オルガノイドの培養方法によって、該小腸陰窩オルガノイドに存在するIELを培養・維持できるかどうかを確認した。上記「1−2 小腸陰窩オルガノイドの調製」の項目に記載の方法にしたがって小腸陰窩オルガノイドを単離・培養し、上記「1−6 免疫組織染色及び小腸陰窩オルガノイドの三次元イメージング解析」の項目に記載の方法にしたがって免疫組織染色を行ったところ、培養後1日目の小腸陰窩オルガノイドにおいてCD3+T細胞(IEL)が検出された(図1Aの矢頭参照)。小腸陰窩オルガノイドにおけるIEL数を計測したところ、小腸陰窩オルガノイド1個当たりのIEL数は0.21±0.06(n=90)であり、IELが検出された小腸陰窩オルガノイドの割合は16%(n=90)であった。一方、培養後3日目及び7日目についても同様に解析したが、小腸陰窩オルガノイドにおいてCD3+T細胞(IEL)は検出されなかった。これらの結果は、従来の小腸陰窩オルガノイドの培養方法では、小腸陰窩オルガノイドに存在するIELを中長期的に培養・維持することはできないことが示された。したがって、通常の当業者であれば、小腸陰窩オルガノイドを、IELの培養・維持に用いるという発想は持つことができなかった。しかし、本発明者らは、通常の当業者の発想にはとらわれずに自由な発想で検討を重ねた結果、小腸組織からIELを単離し、該IELを小腸陰窩オルガノイドと共培養するなどすれば、IELを中長期的に培養・維持できる可能性があるのではないかと考えた。
2. Results and Discussion 2-1 In Vitro Cultivation of IEL Existing in Small Intestinal Crypt Organoid In order to develop a method for culturing and maintaining IEL in vitro in the presence of a small intestinal crypt organoid, the present inventors first used conventional methods. It was confirmed whether or not the IEL present in the small intestinal crypt organoid can be cultured and maintained by the small intestinal crypt organoid culture method described above. The small intestinal crypt organoid is isolated and cultured according to the method described in the section “1-2 Preparation of Small Intestinal Crypt Organoid”, and the above “1-6 Immunohistochemical staining and three-dimensional imaging analysis of small intestinal crypt organoid” is performed. When immunohistochemical staining was performed according to the method described in the section, CD3 + T cells (IEL) were detected in the small intestinal crypt organoids on day 1 after the culture (see the arrowhead in FIG. 1A). When the number of IELs in the small intestinal crypt organoids was measured, the number of IELs per small intestinal crypt organoid was 0.21 ± 0.06 (n = 90), and the proportion of small intestinal crypt organoids in which IEL was detected was It was 16% (n = 90). On the other hand, the same analysis was performed on the third and seventh days after the culture, but no CD3 + T cells (IEL) were detected in the small intestinal crypt organoid. These results indicate that the conventional method for culturing small intestinal crypt organoids cannot culture and maintain the IEL present in small intestinal crypt organoids in the medium to long term. Therefore, a person skilled in the art could not have an idea of using the small intestinal crypt organoid for culturing and maintaining IEL. However, the inventors of the present invention have conducted free studies without being bound by the idea of a person skilled in the art, and as a result, have isolated IEL from small intestine tissue and co-cultured the IEL with small intestinal crypt organoid. For example, I thought that IEL could be cultured and maintained over the medium to long term.
2−2 小腸陰窩オルガノイドとIELとの共培養
小腸組織からIELを単離し、小腸陰窩オルガノイドと共培養した場合に、IELを培養・維持できるかどうか検討した。上記「1−4 小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法にしたがって小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養を小腸陰窩オルガノイド培養用培養液中で行い、培養後3日目において上記「1−6 免疫組織染色及び小腸陰窩オルガノイドの三次元イメージング解析」の項目に記載の方法にしたがって免疫組織染色を行ったところ、EGFP+CD3+T細胞(IEL)が検出された(図1Bの矢頭及び矢印参照)。また、小腸陰窩オルガノイド1個当たりのIEL数は6.9±0.8(n=24)であり、IELが検出された小腸陰窩オルガノイドの割合は100%(n=24)であった。この結果は、単離したIELを小腸陰窩オルガノイドと共培養すると、培養後少なくとも3日目までは効率よくIELを培養・維持できることを示している。また、興味深いことに、EGFP+CD3+T細胞(IEL)は、小腸陰窩オルガノイド内部だけでなく、小腸陰窩オルガノイドと接触しない状態で小腸陰窩オルガノイド外部に存在していた(図1Bの矢印参照)。一方で、単離したIELのインビトロでの生存期間は、サイトカインの補充やTCR刺激がない条件下では、48時間未満の期間に制限されることが報告されている(「Brunner et al., Cell Death Differ 2001, 8:706-714」、及び「Lai et al., J Immunol 1999, 163:5843-5850」参照)。かかる報告と、上記本実施例の結果(培養後少なくとも3日目までは効率よくIELを培養・維持することができた)を総合的に考慮すると、単離したIELを小腸陰窩オルガノイドと共培養する方法は、IL−2やIL−7やIL−15を用いない従来の方法と比較して、IELをより長い期間維持することができることが示された。また、小腸陰窩オルガノイド外部でもIELが生存・維持できることから、一見接触しては見えないこれらIELも、同一培養内に共存する小腸陰窩オルガノイドから生存・維持に関与する作用を受けている可能性が考えられる。
2-2 Co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL The IEL was isolated from the small intestine tissue, and it was examined whether the IEL could be cultured and maintained when co-cultured with the small intestinal crypt organoid. According to the method described in the section of “1-4 Co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL”, co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL was performed in a small intestinal crypt organoid culture medium, and 3 days after the culture. In the above, immunohistochemical staining was performed according to the method described in the item of “1-6 Immunohistochemical staining and three-dimensional imaging analysis of small intestinal crypt organoid”, and EGFP + CD3 + T cells (IEL) were detected ( (See arrowheads and arrows in FIG. 1B). The number of IELs per small intestinal crypt organoid was 6.9 ± 0.8 (n = 24), and the ratio of small intestinal crypt organoids in which IEL was detected was 100% (n = 24). . This result indicates that co-culture of the isolated IEL with the small intestinal crypt organoid allows efficient culture and maintenance of the IEL at least up to three days after the culture. Interestingly, EGFP + CD3 + T cells (IEL) were present not only in the small intestinal crypt organoid but also outside the small intestinal crypt organoid without contact with the small intestinal crypt organoid (arrow in FIG. 1B). reference). On the other hand, it has been reported that the in vitro survival time of the isolated IEL is limited to less than 48 hours under conditions without cytokine supplementation or TCR stimulation (see Brunner et al., Cell Death Differ 2001, 8: 706-714 "and" Lai et al., J Immunol 1999, 163: 5843-5850 "). Considering such a report and the results of the above Example (the IEL was able to be efficiently cultured and maintained at least up to 3 days after the culture), the isolated IEL was co-organized with the small intestinal crypt organoid. It was shown that the method of culturing can maintain the IEL for a longer period of time as compared with the conventional method not using IL-2, IL-7 or IL-15. In addition, since the IEL can survive and maintain outside the small intestinal crypt organoids, these IELs, which seem to be invisible at first glance, may also be affected by survival and maintenance activities from the small intestinal crypt organoids coexisting in the same culture. Sex is considered.
小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養をその後7日目まで行ったものの、検出されるIELの割合は減少した。一方、様々なサイトカインがIELの生存及び増殖に関与することが報告されており、特に、TCRαβ+のIEL集団、及びTCRγδ+のIEL集団をIL−2、IL−7及びIL−15の存在下で培養すると、様々なメカニズムを介してこれらIEL集団の生存期間が延びることが報告されている(非特許文献5、「Inagaki-Ohara et al., Eur J Immunol 1997, 27:2885-2891」、「Lai et al., J Immunol 1999, 163:5843-5850」、「Yada et al., Cell Immunol 2001, 208:88-95」参照)。そこで、IL−2、IL−7及びIL−15存在下でIELと小腸陰窩オルガノイドの共培養を行った場合に、IELの生存期間が延びるかどうか検討した。上記「1−4 小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法、及び、上記「1−5 小腸陰窩オルガノイドとIELとの共培養物からのIELの単離」の項目に記載の方法にしたがって小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養を14日目まで「+IL−2/IL−7/IL−15小腸陰窩オルガノイド培養用培養液」中で行い、培養後1〜14日において上記「1−6 免疫組織染色及び小腸陰窩オルガノイドの三次元イメージング解析」の項目に記載の方法にしたがって免疫組織染色を行ったところ、少なくとも7日目又は14日目までEGFP+CD3+T細胞(IEL)集団の割合は増加したことが示された(図2A〜C参照)。例えば図2Aには、1日目、3日目、7日目と、培養日数が経過するにつれて、IELのEGFP蛍光(図2Aの白い小さな白っぽい点)が増加したことが示されている。また、図2Bには、7日目において、CD3の蛍光(図2B上段)とEGFPの蛍光(図2B下段)の位置が一致しており、IELが、オルガノイドの上皮の細胞間などに存在していることが示されている。また、図2Cには、培養後14日目において、IELのEGFP蛍光(図2Cの白い小さな白っぽい点)が増加したことが示されている。なお、7日目の小腸陰窩オルガノイドは、三次元イメージング解析するには大きすぎたので、上記「1−5 小腸陰窩オルガノイドとIELとの共培養物からのIELの単離」の項目に記載の方法にしたがってIELを単離し、上記「1−7 フローサイトメトリー」の項目に記載の方法にしたがってEGFP+T細胞(IEL)数を測定したところ、6〜7日間でIELの数が約2倍となることが明らかとなった(図3A参照)。この結果は、IELをIL−2、IL−7、及びIL−15存在下で小腸陰窩オルガノイドと共培養すると、少なくとも14日間は、IELが増殖・維持されることを示すとともに、小腸陰窩オルガノイドとの共培養開始後14日目でIELの数を約4倍まで増殖できることを示している。 Although co-culture of small intestinal crypt organoids with IEL was performed until day 7 thereafter, the percentage of IEL detected was reduced. On the other hand, various cytokines have been reported to be involved in the survival and proliferation of IEL, in particular, the presence of TCRarufabeta + of IEL population, and TCRganmaderuta + of IL-2 the IEL population, IL-7 and IL-15 It has been reported that culturing in IEL prolongs the survival time of these IEL populations through various mechanisms (Non-Patent Document 5, "Inagaki-Ohara et al., Eur J Immunol 1997, 27: 2885-2891", See Lai et al., J Immunol 1999, 163: 5843-5850, Yada et al., Cell Immunol 2001, 208: 88-95). Therefore, it was investigated whether the co-culture of the intestinal crypt organoid with the IEL in the presence of IL-2, IL-7 and IL-15 would increase the survival time of the IEL. The method described in the above section “1-4 Co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL” and the above section “1-5 Isolation of IEL from co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL” According to the method described, co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL was performed in “+ IL-2 / IL-7 / IL-15 small intestinal crypt organoid culture medium” until day 14, and 1 to 14 days after culture. In the above, when immunohistochemical staining was performed according to the method described in the item of “1-6 Immunohistochemical staining and three-dimensional imaging analysis of small intestinal crypt organoid”, EGFP + CD3 + T was obtained at least until day 7 or 14. The percentage of the cell (IEL) population was shown to have increased (see FIGS. 2A-C). For example, FIG. 2A shows that EGFP fluorescence of IEL (white small whitish spots in FIG. 2A) increased as days of culture elapsed, on days 1, 3, and 7. FIG. 2B shows that, on day 7, the positions of the fluorescence of CD3 (upper part of FIG. 2B) and the fluorescence of EGFP (lower part of FIG. 2B) coincide with each other, and IEL is present between the cells of the organoid epithelium. Is shown. FIG. 2C shows that the EGFP fluorescence of the IEL (white small whitish point in FIG. 2C) increased on day 14 after the culture. In addition, since the small intestinal crypt organoid on the 7th day was too large for three-dimensional imaging analysis, the item of “1-5 Isolation of IEL from co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL” was used. The IEL was isolated according to the method described, and the number of EGFP + T cells (IEL) was measured according to the method described in the above section “1-7 Flow Cytometry”. It became clear that the number was doubled (see FIG. 3A). The results indicate that co-culture of IEL with small intestinal crypt organoids in the presence of IL-2, IL-7, and IL-15 results in the proliferation and maintenance of IEL for at least 14 days, as well as small intestinal crypts. This shows that the number of IELs can be increased up to about 4 times on the 14th day after the start of the co-culture with the organoid.
次に、小腸陰窩オルガノイドとの共培養により、IEL集団に含まれる特定の細胞集団ではなく、IEL集団全体が増殖することを確認するために、TCRαβ+のIEL集団と、TCRγδ+のIEL集団の増殖を解析した。上記「1−7 フローサイトメトリー」の項目に記載の方法にしたがって、小腸陰窩オルガノイドとの共培養後1日目及び7日目におけるTCRαβ+及びTCRγδ+のIEL集団の比率を測定したところ、1日目と、7日目及び14日目において、これらIEL集団の比率に大きな変化は認められなかった(図3B及びD参照)。また、TCRαβ+及びTCRγδ+のIEL集団において、細胞増殖マーカーであるKi−67の発現を解析したところ、いずれのIEL集団においてもその大部分がKi−67陽性であった(図3C及びE参照)。これらの結果は、小腸陰窩オルガノイドとの共培養により、IEL集団に含まれる特定の細胞集団ではなく、IEL集団全体が増殖することを示している。 Next, by co-culture with small intestinal crypts organoid, rather than a specific cell populations contained in the IEL population, to ensure that the entire IEL population grows, the IEL population of TCRαβ +, TCRγδ + IEL population Was analyzed for growth. According to the method described in item "1-7 Flow Cytometry", the measured ratio of TCRarufabeta + and TCRγδ + IEL population in co day 1 after culture and day 7 of the small intestine crypt organoid, On day 1, and on days 7 and 14, no significant change was observed in the proportions of these IEL populations (see FIGS. 3B and D). In addition, when the expression of Ki-67, which is a cell proliferation marker, was analyzed in the TCRαβ + and TCRγδ + IEL populations, most of the IEL populations were Ki-67 positive (see FIGS. 3C and E). ). These results indicate that co-culture with small intestinal crypt organoids proliferates the entire IEL population, not specific cell populations included in the IEL population.
以上の結果は、IEL集団の多様性に影響を及ぼすことなく、IEL集団をインビトロで増殖・維持できる新規培養システムが開発されたことを示している。 The above results indicate that a new culture system capable of growing and maintaining the IEL population in vitro without affecting the diversity of the IEL population has been developed.
次に、単離したIELを小腸陰窩オルガノイドと共培養して、IELを培養・維持する際に用いるIL−2、IL−7及びIL−15のうち、IELの培養・維持にいずれが必須かを検討した。上記「1−4 小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法にしたがって小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養を小腸陰窩オルガノイド培養用培養液中で行った。ただし、3種のILのうち、いずれか1種のILを用いた実験や、いずれのILも用いない実験も行った。これらの実験におけるILの濃度は、上記「1−4 小腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法における濃度にしたがった。培養後1日目及び7日目において、上記「1−7 フローサイトメトリー」の項目に記載の方法にしたがってEGFP+T細胞(IEL)数を測定した。その結果を図4Aに示す。 Next, the isolated IEL is co-cultured with a small intestinal crypt organoid, and any of IL-2, IL-7 and IL-15 used for culturing and maintaining the IEL is essential for culturing and maintaining the IEL. Was considered. According to the method described in the above section "1-4 Co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL", co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL was performed in a culture solution for small intestinal crypt organoid culture. However, an experiment using any one of the three ILs and an experiment not using any of the ILs were also performed. The concentration of IL in these experiments was in accordance with the method described in the section of “1-4 Co-culture of small intestinal crypt organoid and IEL” above. On the first day and the seventh day after the culture, the number of EGFP + T cells (IEL) was measured according to the method described in the item of “1-7 Flow Cytometry” above. The result is shown in FIG. 4A.
図4Aの結果から分かるように、3種のILのうち、IL−7やIL−15を単独で用いた場合は、培養後7日目(Day7)でIEL数はDay1より減少するものの、3種のILのいずれをも添加しない場合にIELが全く生存できないのと比べ、生存IEL数の改善が見られた。また、3種のILのうち、IL−2を単独で用いた場合は、培養後7日目のIEL数が、培養後1日目のIEL数に対して、約1.8倍にまで増加した。この結果から、3種のILともにIELの生存や増殖を促進する作用を有し、中でもIL−2にこの作用が強いことが示された(図4A)。実際に、3種のIL(IL−2、IL−7及びIL−15)を併用した場合は、培養後7日目のIEL数が、培養後1日目のIEL数に対して、約3倍にまで増加した(図4A)。すなわち、3種のIL(IL−2、IL−7及びIL−15)を併用した場合は、IL−2を単独で用いた場合に対して、培養後7日目のIEL数が、約1.7倍にまで増加した(図4A)。これらの結果から、単離したIELを小腸陰窩オルガノイドと共培養して、IELを培養・維持すること等のためには、3種のILのうち、少なくともIL−2を用いることが特に好ましく、IL−2に加えてさらにIL−7及びIL−15を併用すると、IELの増殖効率の点で顕著な効果が得られることが示された。 As can be seen from the results of FIG. 4A, when IL-7 or IL-15 was used alone among the three ILs, the number of IELs decreased from Day 1 on day 7 after the culturing (Day 7). An improvement in the number of surviving IELs was seen compared to the inability of the IELs to survive without the addition of any of the species ILs. In addition, when IL-2 was used alone among the three ILs, the number of IELs on day 7 after culture increased to about 1.8 times the number of IELs on day 1 after culture. did. From these results, it was shown that all three types of ILs had an effect of promoting the survival and proliferation of IEL, and that IL-2 was particularly strong in this effect (FIG. 4A). In fact, when three kinds of ILs (IL-2, IL-7 and IL-15) are used in combination, the number of IELs on the 7th day after culture is about 3 times less than the number of IELs on the 1st day after culture. It increased by a factor of two (FIG. 4A). That is, when three kinds of ILs (IL-2, IL-7 and IL-15) are used in combination, the number of IELs on day 7 after culturing is about 1 compared to the case where IL-2 is used alone. 0.7-fold (FIG. 4A). From these results, it is particularly preferable to use at least IL-2 of the three types of IL in order to co-culture the isolated IEL with the small intestinal crypt organoid and to culture and maintain the IEL. It was shown that when IL-7 and IL-15 were used in addition to IL-2 and IL-2, a remarkable effect was obtained in terms of IEL growth efficiency.
2−3 大腸陰窩オルガノイドとIELとの共培養
小腸組織から単離したIEL(すなわち、小腸上皮間リンパ球)を、小腸陰窩オルガノイドと共培養した場合だけでなく、大腸陰窩オルガノイドと共培養した場合であっても、IELを培養・維持できるかどうか検討した。
2-3 Co-culture of colonic crypt organoid with IEL IEL isolated from small intestinal tissue (i.e., small intestinal interepithelial lymphocytes) was not only co-cultured with small intestinal crypt organoid, but also co-cultured with large intestinal crypt organoid. It was examined whether the IEL can be cultured and maintained even in the case of culturing.
上記「1−11 大腸陰窩オルガノイドとIELの共培養」の項目に記載の方法にしたがって大腸陰窩オルガノイドとIELの共培養を「+IL−2/IL−7/IL−15TMDU培養液」中で行った。培養後1日目及び7日目にそれぞれ、上記「1−12 大腸陰窩オルガノイドとIELの共培養物からのIELの単離」の項目に記載の方法にしたがってIELを単離し、上記「1−7 フローサイトメトリー」の項目に記載の方法と同様の方法にしたがってEGFP+T細胞(IEL)数を測定した。その結果を図4Bに示す。意外なことに、小腸上皮間リンパ球は、大腸陰窩オルガノイドと共培養した場合であっても、培養・維持できることが示された。6〜7日間でIELの数が約1.86倍となることが明らかとなった(図4B)。IEL数のこの増加の程度は、小腸陰窩オルガノイドと共培養した場合(図3Aの7日目)と比較すると若干劣るものの、かかる方法は、IELを培養・維持するための優れた方法であることが示された。 According to the method described in the above section “1-11 Co-culture of colonic crypt organoid and IEL”, co-culture of colonic crypt organoid and IEL was performed in “+ IL-2 / IL-7 / IL-15TMDU culture solution”. went. On the first day and the seventh day after the culture, respectively, the IEL was isolated according to the method described in the section of “1-12 Isolation of IEL from co-culture of colon crypt organoid and IEL”, and the above “1. The number of EGFP + T cells (IEL) was measured according to a method similar to the method described in the section “-7 Flow Cytometry”. The result is shown in FIG. 4B. Surprisingly, it was shown that small intestinal interepithelial lymphocytes can be cultured and maintained even when co-cultured with colonic crypt organoids. It became clear that the number of IELs increased about 1.86 times in 6 to 7 days (FIG. 4B). Although the extent of this increase in IEL numbers is somewhat inferior to that when co-cultured with small intestinal crypt organoids (day 7 in FIG. 3A), such a method is an excellent method for culturing and maintaining IELs. It was shown that.
2−4 小腸陰窩オルガノイドにおけるIELの運動性解析
次に、上記「1−8 タイムラプス(Time-lapse)蛍光イメージング」及び「1−9 IEL運動解析」の項目に記載の方法にしたがって共培養後3日目におけるIELと小腸陰窩オルガノイド間の動的相互作用について解析したところ、大部分のEGFP+T細胞(IEL)は、高い運動性を有することが示された(図5A参照)。この単一面イメージングでは、正確な三次元的情報を取得することはできなかったものの、焦点が合った画像でも焦点が外れた状態でも移動を示したことから、多くのEGFP+T細胞(IEL)がz軸に沿って遊走することが示された。また、小腸陰窩オルガノイドに接触するIELは、上皮単分子層の基底側に沿ってランダム方向に、その細胞形状を連続的かつ大規模に変化させながら遊走することが示された(図5Aの上段参照)。これらのIELは、その細胞質突起又は構造全体を、上皮細胞間に挿入し、上皮細胞の外側面との接触を可能にした(図5Aの上段参照)。また、小腸陰窩オルガノイドの外側にとどまるIELも運動性を有することが示された。これらのIELのいくつかが、小腸陰窩オルガノイドに向かって遊走し、小腸陰窩オルガノイドと直接接触し、その中に一時的にとどまり、その後出ていく様子が観察された(図5Aの下段参照)。これらの結果は、本発明者らが開発した共培養システムにおいて、IELは、高い運動性を有し、多くのIECと接触することを示している。さらに、IELが、この共培養システムにおいて、小腸陰窩オルガノイドに進入し及び小腸陰窩オルガノイドから退出することができ、IECとの接触状況を変化させることが示された。これは、IELとIECの接触が、IELの生存期間を伸ばしたり、IELの増殖を刺激したりすることにより、IELの全体的な増殖を導くことに関与していることが考えられる。
2-4 Analysis of IEL motility in small intestinal crypt organoids Next, after co-culturing according to the method described in the items of “1-8 Time-lapse fluorescence imaging” and “1-9 IEL motion analysis” above Analysis of the dynamic interaction between the IEL and the small intestinal crypt organoids on day 3 showed that most EGFP + T cells (IELs) had high motility (see Figure 5A). Although this single-plane imaging did not allow accurate three-dimensional information to be obtained, it showed movement in both in-focus and out-of-focus images, and thus many EGFP + T cells (IEL) Migrate along the z-axis. It was also shown that IELs in contact with the small intestinal crypt organoids migrated randomly and along the basal side of the epithelial monolayer, changing their cell shape continuously and on a large scale (FIG. 5A). (See upper section). These IELs inserted their cytoplasmic processes or entire structures between epithelial cells and allowed contact with the outer surface of the epithelial cells (see top row of FIG. 5A). It was also shown that IELs that stayed outside the small intestinal crypt organoid also had motility. Some of these IELs were observed migrating towards the small intestinal crypt organoids, making direct contact with the small intestinal crypt organoids, temporarily staying therein, and then exiting (see lower part of FIG. 5A). ). These results indicate that in the co-culture system developed by the present inventors, IEL has high motility and contacts many IECs. In addition, IELs have been shown to be able to enter and exit small intestinal crypt organoids in this co-culture system, altering IEC contact status. This is thought to be due to the fact that the contact between the IEL and the IEC is involved in leading the overall proliferation of the IEL by extending the survival time of the IEL and stimulating the proliferation of the IEL.
次に、IELの遊走活動を定量的に解析した。EGFP−tgマウス由来のEGFP+T細胞(IEL)を用いた場合には、かかるEGFP+T細胞の非対称で変形した形状、及び量の多さは、特に2つのEGFP+T細胞が極めて接近したときに、適切に個別の細胞の中心を定義することができなかった。このため、融合パートナーヒストンH2Bが局在している核だけがEGFPで標識されるR26−H2B−EGFPマウスに由来するEGFP+T細胞(IEL)を用いて、IELと小腸陰窩オルガノイド間の動的相互作用について解析を行うことにした(図5B参照)。その結果、H2B−EGFP+T細胞(IEL)を野生型オルガノイドと共培養し、10分間、30秒間隔でイメージングを行い、一度に約20枚のzスタック画像を取得したところ、zスタック画像の最大値投影(maximum intensity projection)により、個々の細胞核はこの方法で明確に検出できることが示された(図5C参照)。その結果、小腸陰窩オルガノイドの上皮層に沿って遊走するIELを観察でき、小腸陰窩オルガノイド内や外へと動的に遊走するIELも観察できた。 Next, the migration activity of IEL was quantitatively analyzed. When EGFP + T cells (IEL) derived from EGFP-tg mice were used, the asymmetrically deformed shape and large amount of such EGFP + T cells were particularly close to two EGFP + T cells. Sometimes it was not possible to properly define individual cell centers. For this reason, using EGFP + T cells (IEL) derived from R26-H2B-EGFP mice in which only the nucleus where the fusion partner histone H2B is localized is labeled with EGFP, the movement between the IEL and the small intestinal crypt organoids An analysis was made on the dynamic interaction (see FIG. 5B). As a result, H2B-EGFP + T cells (IEL) were co-cultured with wild-type organoids, imaging was performed at 30-second intervals for 10 minutes, and about 20 z-stack images were acquired at a time. Maximum intensity projection showed that individual cell nuclei could be clearly detected by this method (see FIG. 5C). As a result, IEL migrating along the epithelial layer of the small intestinal crypt organoid was observed, and IEL dynamically migrating into and out of the small intestinal crypt organoid was also observed.
三次元データを復元して、画像処理ソフトウェアを使用してIELの遊走パラメーターを測定した。実際には、空間の表面に達した核の正確でない追跡を避けるために、より小さい空間を定義し、観察期間の80%を超える間その中にとどまった細胞だけを分析した。その結果を図5Bに示す。図5BにおけるIELの遊走の平均速度は5.07±0.27μm/分であり、最大速度は9.67±0.60μm/分であった(図5C、及び表1参照)。 The three-dimensional data was reconstructed and the migration parameters of the IEL were measured using image processing software. In practice, to avoid inaccurate tracking of nuclei that reached the surface of the space, a smaller space was defined, and only cells that remained within more than 80% of the observation period were analyzed. The result is shown in FIG. 5B. The average velocity of IEL migration in FIG. 5B was 5.07 ± 0.27 μm / min and the maximum velocity was 9.67 ± 0.60 μm / min (see FIG. 5C and Table 1).
一方、共焦点顕微鏡を用いてTCRγδ+のIELの運動性パラメーターをインビボで評価したところ、平均速度及び最大速度はそれぞれ3.8±0.1μm/分及び7.7μm/分であることが報告されている(非特許文献6)。本実施例で得られた結果は、上記インビトロでの結果を支持することが示された。また、TCRαβ+のIELと、TCRγδ+のIELの遊走について両者を比較して解析したところ、両者に顕著な違いは認められなかった(図5Dの上段、及び表1参照)。この結果は、TCRαβ+のIELが、本質的にTCRγδ+のIELと同等の運動性を有することを示している。 On the other hand, when the motility parameter of TCRγδ + IEL was evaluated in vivo using a confocal microscope, the average velocity and the maximum velocity were 3.8 ± 0.1 μm / min and 7.7 μm / min, respectively. (Non-Patent Document 6). The results obtained in this example were shown to support the above in vitro results. Further, the TCRarufabeta + of IEL, was analyzed by comparing both the migration of TCRganmaderuta + of IEL, significant differences in both was observed (upper FIG. 5D, and see Table 1). This result, TCRarufabeta + of IEL have essentially shown to have the same mobility and TCRganmaderuta + of IEL.
IELとIECの相互作用に影響を与える因子や要因については、依然として不明な点が多い。インビボ実験において、TNF−αの投与が、TCRγδ+のIELの遊走や上皮組織内における滞留を変更することが報告されている(非特許文献6)。TNF−α(10ng/ml)で前処理し、IELの運動解析を行ったところ、IELの動態に変化は認められなかった。一方、MEK1/MEK2の阻害剤であるPD184352で前処理した上で、IELの運動解析を行ったところ、TCRαβ+のIELの遊走は約20%減少したのに対して、TCRγδ+のIELの遊走については変化が認められなかった(図5Dの下段、及び表1参照)。興味深いことに、フローサイトメトリーによる解析から、ERKのリン酸化は、TCRαβ+のIELと、TCRγδ+のIELの両方のサブセットで同レベルで生じることが示された(図5E参照)。これらの結果は、MEK1/MEK2が同様に全IEL集団で活性化されていても、MEK1/MEK2−ERKカスケードが、細胞間遊走活性に関与しているかどうかは、細胞の種類に依存することを示唆している。このように、本発明者らが開発した共培養システムは、IELとIECのインビトロの相互作用を制御するメカニズムを解析するための有用なツールとなることが期待される。 The factors and factors that influence the interaction between the IEC and the IEC remain largely unclear. In an in vivo experiment, it has been reported that administration of TNF-α alters the migration of TCRγδ + in IEL and retention in epithelial tissue (Non-Patent Document 6). Pretreatment with TNF-α (10 ng / ml) and IEL kinetic analysis revealed no change in IEL kinetics. On the other hand, when IEL motility analysis was performed after pretreatment with PD184352, which is an inhibitor of MEK1 / MEK2, TCRαβ + IEL migration was reduced by about 20%, while TCRγδ + IEL migration No change was observed (see the lower part of FIG. 5D and Table 1). Interestingly, the analysis by flow cytometry, ERK phosphorylation, and TCRarufabeta + of IEL, to occur at the same level in a subset of both TCRganmaderuta + of IEL shown (see FIG. 5E). These results indicate that, even though MEK1 / MEK2 is similarly activated in the entire IEL population, whether the MEK1 / MEK2-ERK cascade is involved in cell-to-cell migration activity depends on cell type. Suggests. Thus, the co-culture system developed by the present inventors is expected to be a useful tool for analyzing the mechanism controlling the in vitro interaction between IEL and IEC.
本発明は、腸上皮間リンパ球をインビトロで維持・増殖させる方法や、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドの製造方法や、該製造方法により製造される腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドを提供することができる。 The present invention relates to a method for maintaining and expanding intestinal interepithelial lymphocytes in vitro, a method for producing intestinal crypt organoids having increased intestinal interepithelial lymphocytes, and an increase in intestinal interepithelial lymphocytes produced by the production method. Intestinal crypt organoids can be provided.
Claims (6)
(B)前記腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で、前記細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを共培養する工程B:
を含むことを特徴とし、
前記腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液が、IL−2、IL−7及びIL−15を含む、腸上皮間リンパ球をインビトロで維持・増殖させる方法。 (A) Embedding the isolated intestinal interepithelial lymphocytes together with intestinal crypt organoids in an extracellular matrix A:
(B) Step B of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoid embedded in the extracellular matrix in a culture solution capable of growing the intestinal crypt organoid:
It is characterized by including
A method for maintaining and growing intestinal interepithelial lymphocytes in vitro, wherein the culture medium capable of growing the intestinal crypt organoid contains IL-2, IL-7 and IL-15.
(B)前記腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液中で、前記細胞外マトリクスに包埋した腸上皮間リンパ球及び腸陰窩オルガノイドを共培養する工程B:
を含むことを特徴とし、
前記腸陰窩オルガノイドを増殖し得る培養液が、IL−2、IL−7及びIL−15を含む、腸上皮間リンパ球が増加した腸陰窩オルガノイドの製造方法。 (A) Embedding the isolated intestinal interepithelial lymphocytes together with intestinal crypt organoids in an extracellular matrix A:
(B) Step B of co-culturing intestinal interepithelial lymphocytes and intestinal crypt organoid embedded in the extracellular matrix in a culture solution capable of growing the intestinal crypt organoid:
It is characterized by including
A method for producing an intestinal crypt organoid having increased intestinal interepithelial lymphocytes, wherein the culture solution capable of growing the intestinal crypt organoid contains IL-2, IL-7, and IL-15.
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