JP3683129B2

JP3683129B2 - Method for producing optically active alcohol

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Publication number: JP3683129B2
Application number: JP19273199A
Authority: JP
Inventors: 宏行永岡
Original assignee: Sanyo Foods Co Ltd
Current assignee: Sanyo Foods Co Ltd
Priority date: 1999-07-07
Filing date: 1999-07-07
Publication date: 2005-08-17
Anticipated expiration: 2019-07-07
Also published as: JP2001019650A

Description

【０００１】
【発明の属する技術分野】
本発明は、卵白又は卵白から分離されたオボアルブミンを固定化したものを触媒として基質から光学活性アルコールを製造する方法に関する。
【０００２】
【従来の技術】
光学活性アルコールは医薬品や農薬等の原料又は中間原料、強誘電性液晶等のファインケミカル分野における合成中間体として極めて重要な物質である。
このような光学活性アルコール等の光学活性物質を生合成するために、従来から１）微生物菌体、２）微生物菌体由来酵素、３）動物組織由来酵素、４）植物培養細胞等を基質と反応させて光学活性アルコールを製造する方法が知られている。
前記１）の微生物菌体を用いる方法としては、培養した菌体を基質と反応させて光学活性アルコールを得る方法があり、例えば特許第２７８４５７８号公報（光学活性１，２−ジオール類の製造方法）が公知である。
また、２）の微生物菌体由来酵素を用いる方法としては遺伝子を導入して培養した菌体の粉砕液を基質と反応させて光学活性アルコールを得る方法があり、例えば特公開１０−２１０９８１号公報（ハロヒドリンより光学活性ジオールへの変換を触媒する新規なタンパク質）が公知である。
【０００３】
また、３）の動物組織由来酵素を用いる方法としては動物組織から分離された蛋白質と基質とを反応させて光学活性アルコールを得る手法があり、例えば特許第２７５６７９０号公報（光学活性なシクロペンテノール誘導体の製造方法）が公知である。
また、４）の植物培養細胞を用いる反応には植物細胞を基質と反応させて光学活性アルコールを得る方法があり、例えば特開平４−２２２５９２（植物培養細胞を用いる光学活性イナベンフイドの製造方法）が公知である。
【０００４】
１）「微生物菌体」を用いる方法は、特許第２７８４５７８号公報（光学活性１，２−ジオール類の製造方法）、特許第２７７４３４１号公報（光学活性２−ヒドロキシ酸誘導体の製造法）で公知のように、微生物菌体を培養条件を適切に設定することにより培養溶液中で増殖させ、この培養液から遠心分離又は濾過により菌体を回収し、該菌体を０．１Ｍリン酸緩衝液（ｐＨ６．５）又は蒸留水等に懸濁した液中で基質のケトン体を不斉還元させて光学活性アルコールを合成するものである。しかしながら、菌体含有酵素の種類が多様であることが原因で、基質変換反応以外の副反応が同時に起こるため、目的とする光学活性アルコールの収率が低く、又、反応生成物を含む溶媒中から単離精製作業を行っても、得られる光学活性アルコールの純度が低いので、ファインケミカル分野での合成中間体として利用しにくい点がある。
【０００５】
２）「微生物由来酵素」を用いる方法は、例えば、特開平１０−２１０９８１号公報（ハロヒドリンより光学活性ジオールへの変換を触媒する新規なタンパク質）に開示されているように、遺伝子組替えの方法でクローン化された遺伝子を菌体内に多数存在する形質転換微生物を用いて光学活性エピハロヒドリン及び光学活性ジオールを製造する方法であるが、これも微生物菌体を用いる方法と反応工程自体に大きな違いはないために基質反応の際に生じる副反応を制御できず、したがって、「微生物菌体」を用いる方法と同様の問題点を有している。更に、遺伝子導入菌株は自然界では異品種であり、ヒトをはじめとする生態系に悪影響を与える危険性があるため、外部環境から隔離する設備や反応残査等の焼却処分等の経費負担が必要である。
【０００６】
また、３）「動物組織由来酵素」は、特許第２７５６７９０号公報（光学活性なシクロペンテノール誘導体の製造方法）等で公知のように、豚の膵臓リパーゼの不斉加水分解反応を用いた光学活性シクロペンテノール誘導体の製造方法があるが、佐竹一夫著「生物学のための有機化学３タンパク質」第１１４−１７２項（朝倉書店発行）に記載されているように動物組織由来酵素は粗酵素であるので、前述の１）、２）と同様に副反応が生じて収率の低下を生ずることは否めない。
【０００７】
また、４）「植物培養細胞」は、特開平４−２２２５９２号公報（植物培養細胞を用いる光学活性イナベンフイドの製造方法）及び特開平８−１０３２８９号公報（植物細胞による立体選択的なα−アルキル−β−ヒドロキシカルボン酸エステルの製造方法）で公知のように、植物含有酵素の種類が多様であることが原因で生ずる基質変換反応以外の副反応により、得られる光学活性アルコールの収率が低いという問題がある。又、植物細胞の培養は全行程において無菌操作の必要性である等の点で育種が難しく、更に１年から２年間の継体培養を繰り返す期間が必要であることや基質と反応させる反応栄養培地液（ＭＳ培地、ＭＳＫ−ＩＩ培地、Ｂ−５培地等）の作製が必要であること等、反応操作が煩雑である。
【０００８】
【発明が解決しようとする課題】
本発明の目的は、上述の問題点を解消するために、卵、特に、世界各国で生産され、かつ、消費されている安価な鶏卵由来の卵白、特にオボアルブミンを光学分割触媒として有機合成化学に応用することにより、生態系に優しく、しかも、反応コストの大幅低減化が可能となり、更には光学純度の高い光学活性アルコールの製造法を提供する点にある。
【０００９】
【課題を解決するための手段】
本発明において、前記光学分割触媒を用いて、高光学純度の光学活性アルコールを得る製造法は、概略、次のような方法を含有するものである。
（１）基質としてのラセミ体アルコールの一方の鏡像体を選択的に酸化してケトンとし、他方の鏡像体を未反応のまま残留させ、光学活性アルコールとして分離する光学活性アルコールを製造する方法。
（２）基質としてケトン分子の不斉還元により光学活性アルコールを製造する方法。
（３）基質としてのラセミ体アルコールのアシル化体の不斉加水分解により光学活性アルコールを製造する方法。
（４）有機溶媒中でラセミ体アルコールの一方の鏡像体を立体選択的にアシル化し、得られたそのアシル化された鏡像体を加水分解して、光学活性アルコールとして分離する光学活性アルコールを製造する方法。
【００１０】
本発明者は上記問題点を解決し、安全かつ平易な方法で高純度の光学活性アルコールを得る方法について鋭意研究を行った結果、卵白及び卵白から分離されたアルブミンから選択された蛋白質を粉末化する第１の工程と、前記蛋白質を固定化する第２の工程と、前記固定化された蛋白質を触媒としてラセミ体アルコール、ケトン及びラセミ体アルコールのアシル化体から選ばれる基質の酵素変換反応を行う第３の工程と、第３の工程により変換した前記反応基質及び反応生成物の混合物を有機溶媒により抽出する第４の工程と、第４の工程の抽出物から光学活性アルコール又は光学活性アルコールのアシル化体を単離精製する第５の工程を組み合わせ、必要によりさらに加水分解することにより、ファインケミカル分野における合成中間体を合成する原料として充分に利用可能な高純度のＲ体又はＳ体の光学活性アルコールが安全かつ平易に得られることを見出し、本発明を完成するに至った。本発明の光学活性アルコールとして適切なものは、１−（４−ブロモフェニル）エタノール、１−（４−クロロフェニル）エタノール、１−フェニルエタノール、１−フェニルプロパノール、１−フェニルブタノール、１−（４−メチルフェニル）エタノール、１−（４−メトキシフェニル）エタノール、１−（４−ニトロフェニル）エタノール、１−（２−ナフチル）エタノール等があげられるが、これに限定されるものではない。
【００１１】
本発明において用い得る卵白又はオボアルブミンとしては、鶏卵由来のものが挙げられるが、鳥類、両生類、魚類の卵アルブミンも同様に用いることができ、鶏卵由来のものに限定するものではない。本発明の触媒は、オボアルブミンを含有する成分であればよく、したがって、卵白そのものも用い得るが、効率的には、卵白から分離されたオボアルブミンを用いることが望ましい。
本発明の第１の工程における粉末化工程においては、卵白から硫酸アンモニウム法、硫酸ナトリウム法などの公知の方法によって分離されたオボアルブミンを、０．１〜５（容量）％のオボアルブミン濃度になるように水に溶解させるか、又は、卵白そのものを用いてオボアルブミン濃度が上記範囲になるように水溶液を調製する。これらの液体を硬質合金製の直径０．３〜４ｍｍの穴から３０〜７０ｋｇ／ｃｍ²の圧力で、直径約５００μｍの液滴として、１３０〜１５０℃の熱風中に非常に微粒子の状態で噴霧し、瞬間的に水分を蒸発させて乾燥を行う噴霧乾燥法を用いて粉末体の卵白又はオボアルブミンを得る。
【００１２】
第２の工程において、該蛋白質を固定化する方法は１）該蛋白質を水不溶性の担体、例えば、セルロース、デキストラン、アガロース等の多糖類の誘導体又はポリアクリルアミドゲル等に結合させる担体結合法、２）該抽出蛋白質を２以上の官能基を有する試薬を用いて該蛋白質間に架橋結合を形成させて固定する架橋法、３）該蛋白質を、ゲル、例えば、アルギン酸塩、デンプン、コンニャク、ポリアクリルアミドゲル及びポリビニルアルコール等のゲルの細かい格子の中に取り入れる（格子型）か、半透膜性の皮膜によって被覆する（マイクロカプセル型）包括法があり、いずれの固定化法も本発明において用いることができる。しかしながら、海草より抽出するアルギン酸の塩を用いた包括固定化法が環境に優しく、かつ、固定化操作が平易な点で最も好ましい。
【００１３】
第３の工程において、原料である基質から光学活性アルコール又は光学活性アルコールのアシル化体を得るための酵素変換方法は、
（１）基質としてのラセミ体アルコールの一方の鏡像体を選択的に酸化してケトンとし、他方の鏡像体を未反応のままの光学活性アルコールとして残留させる方法、
（２）基質としてのケトン分子の不斉還元により光学活性アルコールを得る方法、
（３）基質としてのラセミ体アルコールのアシル化体の不斉加水分解により光学活性アルコールを得る方法、
（４）有機溶媒中で基質としてのラセミ体アルコールの一方の鏡像体をハロゲン化アシル又は酢酸ビニルにより立体選択的アシル化する方法を含有する。
【００１４】
（２）のケトン分子を基質として用いる不斉還元反応では、酵素変換反応の不斉変換反応は１００％に至らず途中で止まってしまうので、反応が止まった時点あるいは止まる前に反応溶液を抽出処理しないと時間の経過に伴い光学純度が低下する。したがって、卵白の種類により適切な反応停止時間を決定する必要があるが、一般に変換率７％以下で反応を終了させると、その生成光学活性アルコールの立体配置と光学純度は、（１）の基質にラセミアルコールを用いた場合と同様であり、
（３）の基質としてのラセミアルコールのアシル化体を用いる反応においては、不斉加水分解反応は、一般に変換率７％を越えると光学純度が低下する。したがって、卵白の種類により適切な反応停止時間を決定する必要があるが、収率は低いけれども、変換率７％以下で反応を終了させた場合、その生成光学活性アルコールの立体配置と光学純度は、（１）の基質にラセミアルコールを用いた場合と同様である。
【００１５】
また、（４）の有機溶媒中のラセミ体アルコールの不斉アシル化を用いる反応は、不斉アシル化反応により得られたアシル化体を、さらに加水分解することにより、光学活性アルコールを得るものである。しかしながら、不斉アシル化反応は変換率５％を越えると光学純度が低下するので、卵白の種類により反応停止時間を決定する必要があるが、一般に変換率５％以下でアシル化反応を終了させたとき、その後の加水分解により得られた生成光学活性アルコールの立体配置と光学純度は、（１）の基質にラセミアルコールを用いた場合と同様である。
【００１６】
本発明においては、（１）のラセミ体アルコールを基質とする一方の鏡像体を選択的に酸化して光学活性アルコールを得る方法が収率などの点から最も好ましい。上記（１）〜（４）の反応温度は、約２５〜４５℃、好ましくは３０〜４０℃が適当であって、約３５℃で行うことが最も好ましい。
また、上記（１）〜（３）の反応においては、極性溶媒として水、非極性溶媒としてはアセトン、メタノール、エタノール等を用いることができるが、極性溶媒の水が最も好ましい。（４）の反応においては、ベンゼン、トルエン、イソプロピルアルコール（ドライ）などの有機溶媒を用い得るが、ベンゼンを用いることが好ましい。
また、反応により得られる光学活性アルコールは、基質の置換基の影響により、Ｓ体又はＲ体となる。
【００１７】
第４の工程において抽出有機溶媒は非反応性溶媒の酢酸エチル、ジエチルエーテル、ジクロロメタン等を用いることができる。
第５の工程において、単離精製を行う操作としてはシリカゲルクロマトグラフ又はシリカゲル薄層クロマトグラフを用いるのが最も好ましいが、特許第２８０４２４７号公報（固定化生体触媒を用いる反応）に記載されているような、反応槽から生成物に富む反応液の一部を抜き出し、生成物の析出温度に設定した晶析槽に移送して生成物を析出させ、濾過により分離後、その母液に基質を添加し、反応槽に戻して反応させる一連の操作を繰り返し、晶析槽に懸濁状の生成物を蓄積させる単離精製方法などの本出願前公知の単離精製方法を用い得る。
【００１８】
【発明の実施の形態】
次に、本発明を実施例に基づき具体的に説明するが、これは説明のためのものであって、これにより、本発明を限定して解すべきでない。
（１）の基質としてのラセミ体アルコールの一方の鏡像体を選択的に酸化して、光学活性アルコールを製造する方法
実施例１（オボアルブミン）
先ず第１の工程として、鶏卵より卵白を分離し、硫酸アンモニウム法にてオボアルブミンを分離し、０．１〜５％のオボアルブミン濃度になるように水に溶解し、噴霧乾燥処理を行い、粉体のオボアルブミンを調製した。また、アルギン酸ナトリウム水溶液はオートクレーブの条件、温度１２１℃、時間２０分で、アルギン酸ナトリウムを水溶液中に溶解して調製した。
【００１９】
次に、第２の工程において、オボアルブミン粉２０ｇに１０倍等量の蒸留水２００ｍｌを加え、更に、５％のアルギン酸ナトリウム水溶液を１．２５倍等量の２５０ｍｌ加えて均一になるまで攪拌し、オボアルブミン・アルギン酸ナトリウム混合溶液を得た。得られたオボアルブミン・アルギン酸ナトリウム混合溶液を、注射器等を用いて０．６％の塩化カルシウム水溶液中に滴下して固定化状態のオボアルブミン含有アルギン酸カルシウムゲルビーズを作製した。更に０．６％塩化カルシウム水溶液中で５時間以上放置してビーズ膜を強固にした。
【００２０】
続いて、第３の工程において、オボアルブミン含有アルギン酸カルシウムゲルビーズを蒸留水にて十分に洗浄し、塩化カルシウム水溶液を除去した後に、用いたオボアルブミン粉の２０倍等量の蒸留水（４００ｍｌ）を反応溶液として添加し、恒温振とう培養器を用いて蒸留水の温度を３５℃にした後、基質ラセミアルコールとして、１−（４−ブロモフェニル）エタノール、１−（４−クロロフェニル）エタノール、１−フェニルエタノール、１−フェニルプロパノール、１−フェニルブタノール、１−（４−メトキシフェニル）エタノール、１−（４−ニトロフェニル）エタノール、１−（２−ナフチル）エタノールを添加し、それぞれ振とう培養器５５ｒｐｍの条件に設定し、基質変換させた。
【００２１】
反応終了後に第４の工程において、ビーズと反応溶媒部分を概略分離し、ビーズを十分に蒸留水等の溶媒で洗浄した後、その洗浄溶媒液と反応基質及び反応生成物を含む反応溶媒部分をジエチルエーテルで抽出した。更に、そのエーテル層を飽和食塩水で洗浄した後、硫酸ナトリウムにより脱水乾燥して放置した。
最後に第５の工程において、ジエチルエーテル層をエバポレーターを用いて除去し、反応基質及び反応生成物を７０〜２３０メッシュのシリカゲルクロマトグラフを用いて、ヘキサン対酢酸エチル９対１の展開溶媒で目的物の光学活性アルコールを単離精製した。
【００２２】
単離した光学活性アルコールは、文献値としてJ. CHEM. SOC. PERKIN TRANS 1 1995 pp. 1295-1298 とPhytochemistry, Vol. 30, No.11, pp. 3595-3597 を参照して得られる（＋又は−）値と得られる光学活性アルコールの旋光度との比較から立体配置が決定でき、高速液体クロマトグラフ（ＨＰＬＣ）の分析条件、キラルセルＯＢ０．４６ｃｍφ×２５ｃｍ（ダイセル化学株式会社製）：３０°、ＵＶ２５４ｎｍ、溶離液：ヘキサン：２−プロパノール＝９：１、流速０．５ｍｌ/ 分によって、基質（±）−１−（４−ブロモフェニル）エタノール、（±）−１−（４−クロロフェニル）エタノール、（±）−１−フェニルエタノール、（±）−１−フェニルプロパノール、（±）−１−フェニルブタノール、（±）−１−（２−ナフチル）エタノールの、又、キラルセルＯＢ０．４６ｃｍφ×２５ｃｍ（ダイセル化学株式会社製）：３０°、ＵＶ２５４ｎｍ、溶媒液：ヘキサン：２−プロパノール＝９：１、流速１．０ｍｌ/ 分によって基質（±）−１−（４−メトキシフェニル）エタノール、（±）−１−（４−ニトロフェニル）エタノールの立体配置Ｓ体とＲ体のリテンションタイムが確認でき、ＨＰＬＣに現れる立体配置Ｓ体とＲ体両鏡像体の積分比率の差を光学純度（e.e.＝enantiomer excess ）として求めた。
【００２３】
以上の機器分析にて、（±）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールのリテンションタイム、Ｓ体；１０．４４７、Ｒ体；１１．０３１、（±）−１−（４−クロロフェニル）エタノールのリテンションタイム、Ｓ体；９．９３６、Ｒ体；１０．３５５、（±）−１−フェニルエタノールのリテンションタイム、Ｓ体；１１．９５８、Ｒ体；１３．１３３、（±）−１−フェニルプロパノールのリテンションタイム、Ｓ体８．１９０，Ｒ体８．９１５，（±）−１−フェニルブタノール、（±）−１−（２−ナフチル）エタノールのリテンションタイム、Ｓ体；１５．６９３、Ｒ体；１７．０４９、（±）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールのリテンションタイム、Ｓ体；９．１６５、Ｒ体；１０．７８１、（±）−１−（４−ニトロフェニル）エタノールのリテンションタイム、Ｒ体；１８．９２３、Ｓ体；１９．５６２をそれぞれ確認した。また、各基質の酸化にて生じる生成４−ブロモアセトフェノン、４−クロロアセトフェノン、アセトフェノン、プロピオフェノン、ブチロフェノン、４−メトキシアセトフェノン、４−ニトロアセトフェノンのリテンションタイム、１３．１１２、１０．３０４、１６．７６３、１６．８４５、１０．７０９、１７．１６９、３７．２０８も同様に確認した。
【００２４】
Ａ．（R ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールの合成
固定化オボアルブミンの（±）−１−（４−ブロモフェニル）エタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（S ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールの立体選択的な酸化に伴う４−ブロモアセトフェノンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収率５４ｍｇで、２７％の収率にて（Ｒ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールが得られた。光学純度は８６％ｅ．ｅ．であった。ＧＣ条件はＨＩＴＡＣＨＩＧ−３５００ガスクロマトグラフ、キャリアーガス、Ｈｅ０．４８ｍｌ/ 分；スピリット比；１/ ５５、オーブン温度；１５０℃、入口温度；２５０℃、出口温度；２５０℃、圧力．１３６ｋＰａ、流量値．４２ｍｌ／分、分析カラム：ＴＣ−５ＨＴ０．２５ｍｍＩ．Ｄ×３０Ｍｄｆ（ジーエルサイエンス株式会社製）で反応追跡と反応終了時の時間を決定した。
【００２５】
Ｂ．（Ｒ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−（４−クロロフェニル）エタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールの立体選択的な酸化に伴う４−クロロアセトフェノンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収量５２ｍｇで、２６％の収率にて（Ｒ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールが得られた。光学純度は９６％ｅ．ｅ．であった。
【００２６】
Ｃ．（Ｒ）−１−フェニルエタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−フェニルエタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−フェニルエタノールの立体選択的な酸化に伴うアセトフェノンへの生変換を経由して、４８時間を要し、収量８２ｍｇで、４１％の収率にて（Ｒ）−１−フェニルエタノールが得られた。光学純度は９３．２％ｅ．ｅ．であった。
【００２７】
Ｄ．（Ｒ）−１−フェニルプロパノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−フェニルプロパノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−フェニルプロパノールの立体選択的な酸化に伴うプロピオフェノンへの生変換を経由して、１５０時間を要し、収量９０ｍｇで、４５％の収率にて（Ｒ）−１−フェニルプロパノールが得られた。光学純度は９０．２％ｅ．ｅ．であった。
【００２８】
Ｅ．（Ｒ）−１−フェニルブタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−フェニルブタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−フェニルブタノールの立体選択的な酸化に伴うブチロフェノンへの生変換を経由して、１７８時間を要し、収量９６ｍｇで、４８％の収率にて（Ｒ）−１−フェニルブタノールが得られた。光学純度は９０．４％ｅ．ｅ．であった。
【００２９】
Ｆ．（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−（４−メトキシフェニル）エタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールの立体選択的な酸化に伴う４−メトキシアセトフェノンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収量５２ｍｇで、２６％の収率にて（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールが得られた。光学純度は１００％ｅ．ｅ．であった。なお、ＨＰＬＣ条件は流速１．０ｍｌ/ 分、ＧＣ条件はオーブン温度を１９０℃に設定した。
【００３０】
Ｇ．（Ｓ）−１−（４−ニトロフェニル）エタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−（４−ニトロフェニル）エタノール（２００ｍｌ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｒ）−１−（４−ニトロフェニル）エタノールの立体選択的酸化に伴う４−ニトロアセトフェノンへの生変換を経由して、３日を要し、収率５０ｍｇで、２５％の収率にて（Ｓ）−１−（４−ニトロフェニル）エタノールが得られた。光学純度は７９％ｅ．ｅ．であった。ＨＰＬＣ条件は流速０．５ｍｌ/ 分、ＧＣ条件はオーブン温度１９０℃に設定した。
【００３１】
Ｈ．（Ｒ）−１−（２−ナフチル）エタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質１−（２−ナフチル）エタノール（２０１ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−（２−ナフチル）エタノールの立体選択的酸化に伴う２−アセトナフトンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収量４８ｍｇで、２４％の収率にて、（Ｒ）−１−（２−ナフチル）エタノールが８５％ｅ．ｅ．の光学純度で得られた。
【００３２】
次に、固定化オボアルブミンを光学分割触媒として用いた上記の光学活性アルコールの合成結果を以下の表に示す。
【表１】

【００３３】
以上から、オボアルブミンがファインケミカル分野における合成中間体を合成する光学分割触媒として有効であり、高純度のR 体又はＳ体の光学活性アルコールが安全かつ平易に得られることを見出した。
【００３４】
実施例２（固定化オボアルブミンの連続再利用の有効性）
実施例１のように第１の工程で調製したオボアルブミン粉を用いた第２〜第５の工程における１回目の有効性については、ファインケミカル分野における合成中間体として充分に利用可能な光学分割触媒として有効であり、高純度のＲ体又はＳ体の光学活性アルコールが安全かつ平易に得られたことを見出した。実施例２は、固定化オボアルブミンの連続再利用の有効性について結果を記す。
【００３５】
Ａ．（Ｒ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−（４−ブロモフェニル）エタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールの立体選択的な酸化に伴う４−ブロモアセトフェノンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収量５４ｍｇ、収率２７％、光学純度、８６〜９１％ｅ．ｅ．で（Ｒ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールが得られた。更に、第４の工程で使用済みの固定化オボアルブミンを基質（±）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールを用いて、再度第３の工程から同様の反応を検討した結果、２２時間の反応時間で光学純度、８６〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールを生合成した。更に、３回目の同様の反応を試みた結果、２０時間の反応時間で８６〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールを生合成した。更に、４回目の同様の反応を試みた結果、１８時間の反応時間で８６〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールを生合成した。
【００３６】
【表２】

【００３７】
Ｂ．（Ｒ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−（４−クロロフェニル）エタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールの立体選択的な酸化に伴う４−クロロアセトフェノンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収量５４ｍｇ、収率２７％、光学純度９３〜９６％ｅ．ｅ．で（Ｒ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールが得られた。更に、第４の工程で使用済みの固定化オボアルブミンを基質（±）−１−（４−クロロフェニル）エタノールを用いて、再度第３の工程から同様の反応を検討した結果、２２時間の反応時間で光学純度、９３〜９６％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールを生合成した。更に、３回目の同様の反応を試みた結果、２０時間の反応時間で、光学純度９３〜９６％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールを生合成した。更に、４回目の同様の反応を試みた結果、１８時間の反応時間で、光学純度９３〜９６％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールを生合成した。
【００３８】
【表３】

【００３９】
Ｃ．（Ｒ）−１−フェニルエタノールの合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−フェニルエタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−フェニルエタノールの立体選択的な酸化に伴うアセトフェノンへの生変換を経由して、４８時間を要し、収量８２ｍｇ、収率４１％、光学純度９３〜９５％ｅ．ｅ．で（Ｒ）−１−フェニルエタノールが得られた。更に、第４の工程で使用済みの固定化オボアルブミンを基質（±）−１−フェニルエタノールを用いて、再度第３の工程から同様の反応を検討した結果、２４時間の反応時間で光学純度９３〜９５％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルエタノールを生合成した。更に、３回目の同様の反応を試みた結果、２２時間の反応時間で光学純度９３〜９５％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルエタノールを生合成した。更に、４回目の同様の反応を試みた結果、２０時間の反応時間で光学純度９３〜９５％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルエタノールを生合成した。
【００４０】
【表４】

【００４１】
Ｄ．（Ｒ）−１−フェニルプロパノールの生合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−フェニルプロパノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−フェニルプロパノールの立体選択的な酸化に伴う４−プロピオフェノンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収量５４ｍｇ、収率２７％、光学純度８６〜９１％ｅ．ｅ．で（Ｒ）−１−フェニルプロパノールが得られた。更に、第４の工程で使用済みの固定化オボアルブミンを基質（±）−１−フェニルプロパノールを用いて、再度第３の工程から同様の反応を検討した結果、２２時間の反応時間で光学純度８６〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルプロパノールを生合成した。更に、３回目の同様の反応を試みた結果、２０時間の反応時間で光学純度８６〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルプロパノールを生合成した。更に、４回目の同様の反応を試みた結果、１８時間の反応時間で光学純度８６〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルプロパノールを生合成した。
【００４２】
【表５】

【００４３】
Ｅ．（Ｒ）−１−フェニルブタノールの生合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−フェニルブタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−フェニルブタノールの立体選択的な酸化に伴う４−ブチロフェノンへの生変換を経由して、１７８時間を要し、収量９６ｍｇ、収率４８％、光学純度８８〜９１％ｅ．ｅ．で（Ｒ）−１−フェニルブタノールが得られた。更に、第４の工程で使用済みの固定化オボアルブミンを基質（±）−１−フェニルブタノールを用いて、再度第３の工程から同様の反応を検討した結果、１５０時間の反応時間で光学純度８８〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルブタノールを生合成した。更に、３回目の同様の反応を試みた結果、１２０時間の反応時間で光学純度８８〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルブタノールを生合成した。更に、４回目の同様の反応を試みた結果、９６時間の反応時間で光学純度８８〜９１％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−フェニルブタノールを生合成した。
【００４４】
【表６】

【００４５】
Ｆ．（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールの生合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−（４−メトキシフェニル）エタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールの立体選択的な酸化に伴う４−メトキシアセトフェノンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収量５２ｍｇ、収率２６％、光学純度１００％ｅ．ｅ．で（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールが得られた。更に、第４の工程で使用済みの固定化オボアルブミンを基質（±）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールを用いて、再度第３の工程から同様の反応を検討した結果、２２時間の反応時間で光学純度１００％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールを生合成した。更に、３回目の同様の反応を試みた結果、２０時間の反応時間で光学純度１００％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールを生合成した。更に、４回目の同様の反応を試みた結果、１８時間の反応時間で光学純度１００％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールを生合成した。
【００４６】
【表７】

【００４７】
Ｇ．（Ｒ）−１−（２−ナフチル）エタノールの生合成
固定化オボアルブミンの基質（±）−１−（２−ナフチル）エタノール（２００ｍｇ）に対する生化学変換反応は以下の通り、（Ｓ）−１−（２−ナフチル）エタノールの立体選択的な酸化に伴う２−アセトナフトンへの生変換を経由して、２４時間を要し、収量４８ｍｇ、収率２４％、光学純度８５％ｅ．ｅ．で（Ｒ）−１−（２−ナフチル）エタノールが得られた。更に、第４の工程で使用済みの固定化オボアルブミンを基質（±）−１−（２−ナフチル）エタノールを用いて、再度第３の工程から同様の反応を検討した結果、２２時間の反応時間で光学純度８５％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（２−ナフチル）エタノールを生合成した。更に、３回目の同様の反応を試みた結果、２０時間の反応時間で光学純度８５％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（２−ナフチル）エタノールを生合成した。更に、４回目の同様の反応を試みた結果、１８時間の反応時間で光学純度８５％ｅ．ｅ．の（Ｒ）−１−（２−ナフチル）エタノールを生合成した。
【００４８】
【表８】

【００４９】
実施例３
４−メトキシアセトフェノンからの不斉還元による（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールの合成
実施例１と同様にして得られたオボアルブミン粉を用い、実施例１と同様な反応条件で４−メトキシアセトフェノンを基質転換させた。８日間反応させた。収率５％、光学純度９０％ｅ．ｅ．で、（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールが得られた。
【００５０】
実施例４
ベンゼン溶媒中の１−（４−メトキシフェニル）エタノールのアセチル化体の不斉加水分解による（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールの合成
実施例１と同様にして得られたオボアルブミン粉を用い、実施例１と同様な反応条件で、１−（４−メトキシフェニル）エタノールのアセチル化体を４日間不斉加水分解させた。（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールが収率３％、光学純度９３％ｅ．ｅ．で得られた。
実施例５
ベンゼン溶媒中での１−（４−メトキシフェニル）エタノールと酢酸ビニルの不斉エステル化を用い、引き続き生成１−（４−メトキシフェニル）エタノールのアセテート体を酸処理して加水分解させる（Ｓ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールの合成
実施例１と同様にして得られたオボアルブミン粉を用い、実施例１と同様な反応条件で１−（４−メトキシフェニル）エタノールを基質転換させ、ドライベンゼン中にて、酢酸ビニルと４日間反応させた。得られた１−（４−メトキシフェニル）エタノールのアセテート体の加水分解化合物は、（Ｓ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールであり、収率は３％で、光学純度は９３％ｅ．ｅ．であった。
【００５１】
【発明の効果】
本発明により、卵白又は卵白由来のオボアルブミンを触媒として原料である基質の酵素変換反応を行うことによりファインケミカル分野における合成中間体を合成するための原料として充分に利用可能な高純度のＲ体又はＳ体の光学活性アルコールを安全かつ平易に得ることができる。
【図面の簡単な説明】
【図１】本発明の固定化オボアルブミンを用いた、基質ラセミ体１−（２−ナフチル）エタノールの（Ｓ）−１−（２−ナフチル）エタノール（Ｓ−１）の立体選択的酸化に伴う２−アセトナフトンへの生変換を経由する（Ｒ）−１−（２−ナフチル）エタノール（Ｒ−１）の生成に係る反応時間と生成変換率の関係を示すグラフ図である。
【図２】本発明の固定化オボアルブミンを連続使用したときの有効性を示すものであって、（ａ）、（ｂ）及び（ｃ）は、下記の（ａ）、（ｂ）及び（ｃ）の反応を行ったときの１〜３回目のそれぞれの反応時間と生成変換率の関係を示すグラフ図である。
（ａ）基質ラセミ体１−（４−ブロモフェニル）エタノールの（Ｓ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノールの立体選択的酸化に伴う４−ブロモアセトフェノンへの生変換を経由する（Ｒ）−１−（４−ブロモフェニル）エタノール〔（Ｒ）−１ａ〕の生成反応
（ｂ）基質ラセミ体１−（４−クロロフェニル）エタノールの（Ｓ）−１−（４−クロロフェニル）エタノールの立体選択的酸化に伴う４−クロロアセトフェノンへの生変換を経由する（Ｒ）−１−（４−クロロフェニル）エタノール〔（Ｒ）−２ａ〕の生成反応
（ｃ）基質ラセミ体１−（４−メトキシフェニル）エタノールの（Ｓ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノールの立体選択的酸化に伴う４−メトキシアセトフェノンへの生変換を経由する（Ｒ）−１−（４−メトキシフェニル）エタノール〔（Ｒ）−３ａ〕の生成反応[0001]
BACKGROUND OF THE INVENTION
The present invention relates to a method for producing an optically active alcohol from a substrate using an egg white or an immobilized ovalbumin separated from egg white as a catalyst.
[0002]
[Prior art]
Optically active alcohols are extremely important substances as synthetic intermediates in the field of fine chemicals such as raw materials for pharmaceuticals and agricultural chemicals, intermediate raw materials, and ferroelectric liquid crystals.
In order to biosynthesize such optically active substances such as optically active alcohols, conventionally, 1) microbial cells, 2) microbial cell-derived enzymes, 3) animal tissue-derived enzymes, 4) plant cultured cells, etc. are used as substrates. A method for producing an optically active alcohol by reaction is known.
As a method of using the microbial cell of 1), there is a method of reacting a cultured cell with a substrate to obtain an optically active alcohol. For example, Japanese Patent No. 2784578 (a method for producing optically active 1,2-diols) ) Is known.
In addition, as a method using the microorganism cell-derived enzyme of 2), there is a method of obtaining an optically active alcohol by reacting a pulverized liquid of a cell cultured by introducing a gene with a substrate, for example, Japanese Patent Publication No. 10-210981 (A novel protein that catalyzes the conversion of halohydrins to optically active diols) is known.
[0003]
In addition, as a method using an animal tissue-derived enzyme of 3), there is a method of obtaining an optically active alcohol by reacting a protein separated from an animal tissue with a substrate, for example, Japanese Patent No. 2756790 (optically active cyclopentenol). Derivative production methods) are known.
The reaction using plant cultured cells in 4) includes a method of obtaining an optically active alcohol by reacting a plant cell with a substrate. For example, JP-A-4-222592 (a method for producing an optically active inavenfide using plant cultured cells) is disclosed. It is known.
[0004]
1) Methods using "microbial cells" are known from Japanese Patent No. 2784578 (a method for producing optically active 1,2-diols) and Japanese Patent No. 2774341 (a method for producing an optically active 2-hydroxy acid derivative). As described above, the microbial cells are grown in a culture solution by appropriately setting the culture conditions, and the microbial cells are recovered from the culture solution by centrifugation or filtration, and the microbial cells are collected in a 0.1 M phosphate buffer solution. The optically active alcohol is synthesized by asymmetric reduction of the ketone body of the substrate in a solution suspended in (pH 6.5) or distilled water or the like. However, because side reactions other than the substrate conversion reaction occur simultaneously due to the variety of bacterial cell-containing enzymes, the yield of the target optically active alcohol is low, and the reaction product contains a reaction product. Even if it is isolated and purified, the optically active alcohol obtained has a low purity, so that it is difficult to use it as a synthetic intermediate in the fine chemical field.
[0005]
2) A method using a “microorganism-derived enzyme” is, for example, a gene recombination method as disclosed in JP-A-10-210981 (a novel protein that catalyzes the conversion of halohydrin to an optically active diol). This is a method for producing optically active epihalohydrin and optically active diol using transformed microorganisms that have a large number of cloned genes in the cells, but there is no significant difference between the method using microorganisms and the reaction process itself. Therefore, the side reaction that occurs during the substrate reaction cannot be controlled, and thus has the same problem as the method using “microorganism cells”. Furthermore, since transgenic strains are different varieties in nature and there is a risk of adverse effects on human and other ecosystems, it is necessary to pay for expenses such as incineration such as equipment isolated from the external environment and reaction residues. is there.
[0006]
3) “Animal tissue-derived enzyme” is an optical enzyme using asymmetric hydrolysis reaction of porcine pancreatic lipase as known in Japanese Patent No. 2756790 (Method for producing optically active cyclopentenol derivative) and the like. There is a method for producing an active cyclopentenol derivative. As described in Kazuo Satake, "Organic Chemistry 3 Protein for Biology", paragraphs 114-172 (published by Asakura Shoten), animal tissue-derived enzymes are crude enzymes. Therefore, it cannot be denied that a side reaction occurs as in the above 1) and 2), resulting in a decrease in yield.
[0007]
4) "Plant cultured cells" are disclosed in JP-A-4-222592 (a method for producing optically active inavenfide using plant cultured cells) and JP-A-8-103289 (stereoselective α-alkyl by plant cells). As is well known in the production method of -β-hydroxycarboxylic acid ester), the yield of the optically active alcohol obtained is low due to side reactions other than the substrate conversion reaction caused by the variety of plant-containing enzymes. There is a problem. In addition, plant cell culture is difficult to cultivate because of the necessity of aseptic operation in the whole process, and further, it requires a period of repeated culture for 1 to 2 years, and it is a reaction nutrient medium that reacts with the substrate. The reaction operation is complicated because it is necessary to prepare a liquid (MS medium, MSK-II medium, B-5 medium, etc.).
[0008]
[Problems to be solved by the invention]
The object of the present invention is to solve the above-mentioned problems by using organic synthesis chemistry using eggs, particularly egg whites derived from inexpensive chicken eggs produced and consumed worldwide, especially ovalbumin as an optical resolution catalyst. By applying to the above, it is possible to provide a method for producing an optically active alcohol which is ecologically friendly and can greatly reduce the reaction cost and has high optical purity.
[0009]
[Means for Solving the Problems]
In the present invention, the production method for obtaining an optically active alcohol with high optical purity using the optical resolution catalyst generally includes the following method.
(1) A method for producing an optically active alcohol that selectively oxidizes one enantiomer of a racemic alcohol as a substrate to form a ketone, leaves the other enantiomer unreacted and separates it as an optically active alcohol.
(2) A method for producing an optically active alcohol by asymmetric reduction of a ketone molecule as a substrate.
(3) A method for producing an optically active alcohol by asymmetric hydrolysis of an acylated racemic alcohol as a substrate.
(4) One enantiomer of racemic alcohol is stereoselectively acylated in an organic solvent, and the resulting acylated enantiomer is hydrolyzed to produce an optically active alcohol that is separated as an optically active alcohol. how to.
[0010]
As a result of diligent research on how to obtain a high-purity optically active alcohol by a safe and simple method, the present inventor has solved the above-mentioned problems, and as a result, powdered a protein selected from egg white and albumin separated from egg white. A first step of immobilizing the protein, a second step of immobilizing the protein, and using the immobilized protein as a catalyst. Selected from racemic alcohols, ketones, and acylated racemic alcohols A third step of performing an enzyme conversion reaction of the substrate, a fourth step of extracting the mixture of the reaction substrate and the reaction product converted in the third step with an organic solvent, and optical extraction from the extract of the fourth step. Combined with the fifth step of isolating and purifying an acylated product of an active alcohol or optically active alcohol, and further hydrolyzed as necessary, it has a high purity enough to be used as a raw material for synthesizing synthetic intermediates in the fine chemical field. It has been found that optically active alcohols of R-form or S-form can be obtained safely and easily, and the present invention has been completed. Suitable as the optically active alcohol of the present invention are 1- (4-bromophenyl) ethanol, 1- (4-chlorophenyl) ethanol, 1-phenylethanol, 1-phenylpropanol, 1-phenylbutanol, 1- (4 -Methylphenyl) ethanol, 1- (4-methoxyphenyl) ethanol, 1- (4-nitrophenyl) ethanol, 1- (2-naphthyl) ethanol and the like are exemplified, but not limited thereto.
[0011]
Examples of egg white or ovalbumin that can be used in the present invention include those derived from chicken eggs, but egg albumins of birds, amphibians, and fish can also be used in the same manner, and are not limited to those derived from chicken eggs. The catalyst of the present invention may be any component containing ovalbumin, and thus egg white itself can be used. However, it is desirable to use ovalbumin separated from egg white efficiently.
In the powdering step in the first step of the present invention, ovalbumin separated from egg white by a known method such as ammonium sulfate method or sodium sulfate method has an ovalbumin concentration of 0.1 to 5 (volume)%. Or an aqueous solution is prepared using egg white itself so that the ovalbumin concentration is in the above range. 30 to 70 kg / cm of these liquids from a hole made of a hard alloy having a diameter of 0.3 to 4 mm ² The powdered egg white is sprayed as a droplet having a diameter of about 500 μm in a hot air of 130 to 150 ° C. in the form of very fine particles, and instantaneously evaporates the water to dry. Alternatively, ovalbumin is obtained.
[0012]
In the second step, the protein is immobilized by 1) a carrier binding method in which the protein is bound to a water-insoluble carrier, for example, a polysaccharide derivative such as cellulose, dextran, or agarose, or a polyacrylamide gel. 3) a crosslinking method in which the extracted protein is immobilized by forming a cross-linking bond between the proteins using a reagent having two or more functional groups; 3) the protein is gelled, for example, alginate, starch, konjac, polyacrylamide There are inclusion methods in which they are incorporated in a fine lattice of gel such as gel and polyvinyl alcohol (lattice type) or covered with a semipermeable membrane (microcapsule type), and any immobilization method is used in the present invention. Can do. However, the comprehensive immobilization method using a salt of alginic acid extracted from seaweed is most preferable because it is environmentally friendly and the immobilization operation is simple.
[0013]
In the third step, an enzyme conversion method for obtaining an optically active alcohol or an acylated optically active alcohol from a substrate as a raw material is as follows:
(1) A method of selectively oxidizing one enantiomer of a racemic alcohol as a substrate into a ketone and leaving the other enantiomer as an unreacted optically active alcohol,
(2) A method of obtaining an optically active alcohol by asymmetric reduction of a ketone molecule as a substrate,
(3) A method for obtaining an optically active alcohol by asymmetric hydrolysis of an acylated racemic alcohol as a substrate,
(4) A method of stereoselectively acylating one enantiomer of a racemic alcohol as a substrate with an acyl halide or vinyl acetate in an organic solvent.
[0014]
In the asymmetric reduction reaction using the ketone molecule (2) as a substrate, the asymmetric conversion reaction of the enzyme conversion reaction does not reach 100% and stops halfway, so the reaction solution is extracted when the reaction stops or before it stops. If the treatment is not performed, the optical purity decreases with time. Therefore, it is necessary to determine an appropriate reaction stop time depending on the type of egg white. Generally, when the reaction is terminated at a conversion rate of 7% or less, the configuration and optical purity of the optically active alcohol produced are the substrate of (1). Is similar to the case where racemic alcohol is used.
In the reaction using an acylated racemic alcohol as a substrate in (3), the optical purity of the asymmetric hydrolysis reaction generally decreases when the conversion rate exceeds 7%. Therefore, it is necessary to determine an appropriate reaction stop time depending on the type of egg white, but although the yield is low, when the reaction is terminated at a conversion rate of 7% or less, the configuration and optical purity of the produced optically active alcohol are , (1) The same as the case where racemic alcohol is used as the substrate.
[0015]
The reaction using asymmetric acylation of the racemic alcohol in the organic solvent (4) is to obtain an optically active alcohol by further hydrolyzing the acylated product obtained by the asymmetric acylation reaction. It is. However, since the optical purity of the asymmetric acylation reaction exceeds 5%, it is necessary to determine the reaction stop time depending on the type of egg white. In general, the acylation reaction is terminated at a conversion rate of 5% or less. Then, the configuration and optical purity of the generated optically active alcohol obtained by subsequent hydrolysis are the same as in the case of using racemic alcohol as the substrate of (1).
[0016]
In the present invention, the method (1) in which one enantiomer using a racemic alcohol as a substrate is selectively oxidized to obtain an optically active alcohol is most preferable from the viewpoint of yield. The reaction temperature of the above (1) to (4) is about 25 to 45 ° C, preferably 30 to 40 ° C, most preferably about 35 ° C.
In the reactions (1) to (3), water can be used as the polar solvent, and acetone, methanol, ethanol, or the like can be used as the nonpolar solvent. The polar solvent water is most preferable. In the reaction (4), an organic solvent such as benzene, toluene, isopropyl alcohol (dry) can be used, but benzene is preferably used.
In addition, the optically active alcohol obtained by the reaction becomes S-form or R-form due to the influence of the substituent of the substrate.
[0017]
In the fourth step, the extraction organic solvent may be a non-reactive solvent such as ethyl acetate, diethyl ether, or dichloromethane.
In the fifth step, it is most preferable to use a silica gel chromatograph or a silica gel thin layer chromatograph as an operation for isolation and purification, but it is described in Japanese Patent No. 2804247 (reaction using an immobilized biocatalyst). A part of the reaction liquid rich in the product is extracted from the reaction tank, transferred to the crystallization tank set to the precipitation temperature of the product to precipitate the product, separated by filtration, and then the substrate is added to the mother liquor Then, a series of operations for returning to the reaction vessel and reacting can be repeated, and a known isolation and purification method such as an isolation and purification method for accumulating the suspended product in the crystallization tank can be used.
[0018]
DETAILED DESCRIPTION OF THE INVENTION
Next, the present invention will be specifically described based on examples. However, this is for the purpose of explanation, and the present invention should not be construed as being limited thereto.
Method for producing optically active alcohol by selectively oxidizing one enantiomer of racemic alcohol as a substrate in (1)
Example 1 (ovalbumin)
First, as the first step, egg white is separated from chicken eggs, ovalbumin is separated by the ammonium sulfate method, dissolved in water to a concentration of 0.1-5% ovalbumin, spray-dried, and powdered. Body ovalbumin was prepared. Moreover, the sodium alginate aqueous solution was prepared by dissolving sodium alginate in the aqueous solution under autoclave conditions, a temperature of 121 ° C. and a time of 20 minutes.
[0019]
Next, in the second step, 200 ml of 10-fold equivalent of distilled water is added to 20 g of ovalbumin powder, and then 1.25-fold equivalent of 250 ml of 5% sodium alginate aqueous solution is added and stirred until uniform. A mixed solution of ovalbumin and sodium alginate was obtained. The obtained ovalbumin / sodium alginate mixed solution was dropped into a 0.6% calcium chloride aqueous solution using a syringe or the like to prepare immobilized ovalbumin-containing calcium alginate gel beads. Further, the bead membrane was strengthened by leaving it in a 0.6% calcium chloride aqueous solution for 5 hours or more.
[0020]
Subsequently, in the third step, the ovalbumin-containing calcium alginate gel beads were sufficiently washed with distilled water, and after removing the aqueous calcium chloride solution, distilled water (400 ml) equivalent to 20 times the amount of ovalbumin powder used was added. After adding as a reaction solution and setting the temperature of distilled water to 35 ° C. using a constant-temperature shake incubator, 1- (4-bromophenyl) ethanol, 1- (4-chlorophenyl) ethanol, 1 -Phenylethanol, 1-phenylpropanol, 1-phenylbutanol, 1- (4-methoxyphenyl) ethanol, 1- (4-nitrophenyl) ethanol, 1- (2-naphthyl) ethanol were added and cultured with shaking. The substrate was converted to a substrate under the condition of 55 rpm.
[0021]
In the fourth step after completion of the reaction, the beads and the reaction solvent part are roughly separated, and the beads are sufficiently washed with a solvent such as distilled water, and then the reaction solvent part containing the washing solvent solution, the reaction substrate and the reaction product is removed. Extracted with diethyl ether. Further, the ether layer was washed with saturated brine, dehydrated and dried with sodium sulfate, and allowed to stand.
Finally, in the fifth step, the diethyl ether layer is removed using an evaporator, and the reaction substrate and the reaction product are purified using a 70-230 mesh silica gel chromatograph with a developing solvent of hexane: ethyl acetate 9: 1. The product optically active alcohol was isolated and purified.
[0022]
The isolated optically active alcohol is obtained with reference to J. CHEM. SOC. PERKIN TRANS 1 1995 pp. 1295-1298 and Phytochemistry, Vol. 30, No. 11, pp. 3595-3597 (+ Alternatively, the configuration can be determined from a comparison between the value and the optical rotation of the obtained optically active alcohol. Analysis conditions for high performance liquid chromatography (HPLC), Chiralcel OB 0.46 cmφ × 25 cm (manufactured by Daicel Chemical Industries): 30 °, UV 254 nm, eluent: hexane: 2-propanol = 9: 1, flow rate 0.5 ml / min, substrate (±) -1- (4-bromophenyl) ethanol, (±) -1- (4-chlorophenyl) ) Ethanol, (±) -1-phenylethanol, (±) -1-phenylpropanol, (±) -1-phenylbutanol, (±) -1- (2-naphthyl) ethanol, and chiral cell OB0. 46 cmφ × 25 cm (manufactured by Daicel Chemical Industries): 30 °, UV254 nm, solvent solution: hexane: 2-propanol = 9: 1, substrate (±) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol with a flow rate of 1.0 ml / min , (±) -1- (4-nitrophenyl) ethanol configuration S-form and R-form retention time can be confirmed, and the difference in integration ratio between configuration S-form and R-form enantiomer appearing in HPLC It calculated | required as (ee = enantiomer excess).
[0023]
In the above instrumental analysis, the retention time of (±) -1- (4-bromophenyl) ethanol, S form; 10.447, R form; 11.031, (±) -1- (4-chlorophenyl) ethanol Retention time, S-form; 9.936, R-form; 10.355, (±) -1-phenylethanol retention time, S-form; 11.958, R-form; 13.133, (±) -1- Retention time of phenylpropanol, S-form 8.190, R-form 8.915, (±) -1-phenylbutanol, (±) -1- (2-naphthyl) ethanol retention time, S-form; 15.693, R-form: 17.049, (±) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol retention time, S-form: 9.165, R-form; 10.781, (±) -1- (4-nitrophenyl) N) ethanol retention time, R-form; 18.923, S-form; 19.562 were confirmed. Further, retention times of 4-bromoacetophenone, 4-chloroacetophenone, acetophenone, propiophenone, butyrophenone, 4-methoxyacetophenone, 4-nitroacetophenone produced by oxidation of each substrate, 13.112, 10.304, 16 .763, 16.845, 10.709, 17.169, 37.208 were confirmed in the same manner.
[0024]
A. Synthesis of (R) -1- (4-bromophenyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to (±) -1- (4-bromophenyl) ethanol (200 mg) is as follows: Stereoselective oxidation of (S) -1- (4-bromophenyl) ethanol (R) -1- (4-bromophenyl) ethanol was obtained in a yield of 54% and a yield of 27% via bioconversion to 4-bromoacetophenone accompanying . The optical purity is 86% e.e. e. Met. GC conditions are HITACHI G-3500 gas chromatograph, carrier gas, He 0.48 ml / min; spirit ratio; 1/55, oven temperature; 150 ° C., inlet temperature; 250 ° C., outlet temperature; 250 ° C., pressure. 136 kPa, flow rate value. 42 ml / min, analytical column: TC-5HT 0.25 mm I.D. The reaction tracking and the time at the end of the reaction were determined by D × 30M df (manufactured by GL Sciences Inc.).
[0025]
B. Synthesis of (R) -1- (4-chlorophenyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1- (4-chlorophenyl) ethanol (200 mg) is as follows for the stereoselective oxidation of (S) -1- (4-chlorophenyl) ethanol. (R) -1- (4-Bromophenyl) ethanol was obtained in a yield of 26% in a yield of 52 mg via a bioconversion to 4-chloroacetophenone. The optical purity is 96% e.e. e. Met.
[0026]
C. Synthesis of (R) -1-phenylethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1-phenylethanol (200 mg) is as follows, via bioconversion to acetophenone accompanying stereoselective oxidation of (S) -1-phenylethanol. 48 hours were required, and (R) -1-phenylethanol was obtained with a yield of 82 mg and a yield of 41%. The optical purity is 93.2% e.e. e. Met.
[0027]
D. Synthesis of (R) -1-phenylpropanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1-phenylpropanol (200 mg) is as follows: Bioconversion to propiophenone accompanying stereoselective oxidation of (S) -1-phenylpropanol It took 150 hours, and (R) -1-phenylpropanol was obtained in a yield of 90 mg and a yield of 45%. The optical purity is 90.2% e.e. e. Met.
[0028]
E. Synthesis of (R) -1-phenylbutanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1-phenylbutanol (200 mg) is as follows, via bioconversion to butyrophenone accompanying stereoselective oxidation of (S) -1-phenylbutanol. 178 hours were required, and (R) -1-phenylbutanol was obtained in a yield of 96 mg and a yield of 48%. The optical purity is 90.4% e.e. e. Met.
[0029]
F. Synthesis of (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of the immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol (200 mg) is as follows: (S) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol stereoselective (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol was obtained at a yield of 52 mg and a yield of 26% via bioconversion to 4-methoxyacetophenone accompanying oxidation. . The optical purity is 100% e.e. e. Met. The HPLC conditions were set at a flow rate of 1.0 ml / min, and the GC conditions were set at an oven temperature of 190 ° C.
[0030]
G. Synthesis of (S) -1- (4-nitrophenyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1- (4-nitrophenyl) ethanol (200 ml) is as follows: Stereoselective oxidation of (R) -1- (4-nitrophenyl) ethanol (S) -1- (4-nitrophenyl) ethanol was obtained in 25% yield in 50 mg yield, via bioconversion to 4-nitroacetophenone associated with . The optical purity is 79% e.e. e. Met. HPLC conditions were set at a flow rate of 0.5 ml / min, and GC conditions were set at an oven temperature of 190 ° C.
[0031]
H. Synthesis of (R) -1- (2-naphthyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate 1- (2-naphthyl) ethanol (201 mg) is as follows to 2-acetonaphthone accompanying stereoselective oxidation of (S) -1- (2-naphthyl) ethanol. 24 hours, 48 mg, and 24% yield of (R) -1- (2-naphthyl) ethanol with 85% e.e. e. Was obtained with an optical purity of
[0032]
Next, the synthesis results of the above optically active alcohols using immobilized ovalbumin as an optical resolution catalyst are shown in the following table.
[Table 1]

[0033]
From the above, it has been found that ovalbumin is effective as an optical resolution catalyst for synthesizing synthetic intermediates in the field of fine chemicals, and a highly pure R 3 or S optically active alcohol can be obtained safely and easily.
[0034]
Example 2 (Effectiveness of continuous reuse of immobilized ovalbumin)
Regarding the effectiveness of the first step in the second to fifth steps using the ovalbumin powder prepared in the first step as in Example 1, an optical resolution catalyst that can be sufficiently used as a synthetic intermediate in the fine chemical field It was found that a highly pure R-form or S-form optically active alcohol was obtained safely and easily. Example 2 describes the results for the effectiveness of continuous reuse of immobilized ovalbumin.
[0035]
A. Synthesis of (R) -1- (4-bromophenyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1- (4-bromophenyl) ethanol (200 mg) is as follows. The stereoselective reaction of (S) -1- (4-bromophenyl) ethanol is as follows. It took 24 hours via bioconversion to 4-bromoacetophenone upon oxidation, yield 54 mg, yield 27%, optical purity, 86-91% e.e. e. (R) -1- (4-bromophenyl) ethanol was obtained. Furthermore, as a result of examining the same reaction from the third step again using the substrate (±) -1- (4-bromophenyl) ethanol for the immobilized ovalbumin used in the fourth step, 22 hours Optical purity at reaction time, 86-91% e.e. e. (R) -1- (4-bromophenyl) ethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of attempting the same reaction for the third time, 86 to 91% e.e. in a reaction time of 20 hours. e. (R) -1- (4-bromophenyl) ethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of the same fourth attempt, 86 to 91% e.e. in 18 hours reaction time. e. (R) -1- (4-bromophenyl) ethanol was biosynthesized.
[0036]
[Table 2]

[0037]
B. Synthesis of (R) -1- (4-chlorophenyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1- (4-chlorophenyl) ethanol (200 mg) is as follows for the stereoselective oxidation of (S) -1- (4-chlorophenyl) ethanol. 24 hours via bioconversion to 4-chloroacetophenone, yield 54 mg, yield 27%, optical purity 93-96% e.e. e. (R) -1- (4-chlorophenyl) ethanol was obtained. Furthermore, as a result of examining the same reaction from the third step again using the substrate (±) -1- (4-chlorophenyl) ethanol for the immobilized ovalbumin used in the fourth step, the reaction for 22 hours Optical purity over time, 93-96% e.e. e. (R) -1- (4-chlorophenyl) ethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of trying the same reaction for the third time, an optical purity of 93 to 96% e.e. was obtained with a reaction time of 20 hours. e. (R) -1- (4-chlorophenyl) ethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of the fourth similar reaction, an optical purity of 93 to 96% e.e. was obtained with a reaction time of 18 hours. e. (R) -1- (4-chlorophenyl) ethanol was biosynthesized.
[0038]
[Table 3]

[0039]
C. Synthesis of (R) -1-phenylethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1-phenylethanol (200 mg) is as follows, via bioconversion to acetophenone accompanying stereoselective oxidation of (S) -1-phenylethanol. 48 hours, yield 82 mg, yield 41%, optical purity 93-95% e.e. e. (R) -1-phenylethanol was obtained. Furthermore, as a result of examining the same reaction from the third step again using the substrate (±) -1-phenylethanol for the immobilized ovalbumin used in the fourth step, the optical purity was obtained in a reaction time of 24 hours. 93-95% e. e. Of (R) -1-phenylethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of trying the same reaction for the third time, the optical purity was 93 to 95% e.e. in 22 hours reaction time. e. Of (R) -1-phenylethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of the same fourth reaction, an optical purity of 93 to 95% e. e. Of (R) -1-phenylethanol was biosynthesized.
[0040]
[Table 4]

[0041]
D. Biosynthesis of (R) -1-phenylpropanol
The biochemical conversion reaction of the immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1-phenylpropanol (200 mg) is as follows, to 4-propiophenone accompanying stereoselective oxidation of (S) -1-phenylpropanol. 24 hours are required via bioconversion, yield 54 mg, yield 27%, optical purity 86-91% e.e. e. (R) -1-phenylpropanol was obtained. Furthermore, as a result of examining the same reaction from the third step again using the substrate (±) -1-phenylpropanol for the immobilized ovalbumin used in the fourth step, the optical purity was obtained in a reaction time of 22 hours. 86-91% e. e. Of (R) -1-phenylpropanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of trying the same reaction for the third time, the optical purity was 86 to 91% e. e. Of (R) -1-phenylpropanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of the same fourth reaction, an optical purity of 86 to 91% e.e. was obtained with a reaction time of 18 hours. e. Of (R) -1-phenylpropanol was biosynthesized.
[0042]
[Table 5]

[0043]
E. Biosynthesis of (R) -1-phenylbutanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1-phenylbutanol (200 mg) is as follows: Bioconversion to 4-butyrophenone accompanying stereoselective oxidation of (S) -1-phenylbutanol 178 hours, yield 96 mg, yield 48%, optical purity 88-91% e.e. e. (R) -1-phenylbutanol was obtained. Furthermore, as a result of examining the same reaction from the third step again using the substrate (±) -1-phenylbutanol for the immobilized ovalbumin used in the fourth step, the optical purity was obtained in a reaction time of 150 hours. 88-91% e. e. Of (R) -1-phenylbutanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of trying the same reaction for the third time, the optical purity was 88 to 91% e. e. Of (R) -1-phenylbutanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of the fourth similar reaction, an optical purity of 88 to 91% e.e. was obtained with a reaction time of 96 hours. e. Of (R) -1-phenylbutanol was biosynthesized.
[0044]
[Table 6]

[0045]
F. Biosynthesis of (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of the immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol (200 mg) is as follows: (S) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol stereoselective It took 24 hours via bioconversion to 4-methoxyacetophenone upon oxidation, yield 52 mg, yield 26%, optical purity 100% e.e. e. (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol was obtained. Furthermore, as a result of examining the same reaction from the third step again using the substrate (±) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol for the immobilized ovalbumin used in the fourth step, 22 hours 100% optical purity at reaction time e. e. (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of trying the same reaction for the third time, an optical purity of 100% e.e. was obtained with a reaction time of 20 hours. e. (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of attempting the same reaction for the fourth time, an optical purity of 100% e.e. was obtained with a reaction time of 18 hours. e. (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol was biosynthesized.
[0046]
[Table 7]

[0047]
G. Biosynthesis of (R) -1- (2-naphthyl) ethanol
The biochemical conversion reaction of immobilized ovalbumin to the substrate (±) -1- (2-naphthyl) ethanol (200 mg) is as follows for the stereoselective oxidation of (S) -1- (2-naphthyl) ethanol. 24 hours via bioconversion to 2-acetonaphthone, yield 48 mg, yield 24%, optical purity 85% e.e. e. (R) -1- (2-naphthyl) ethanol was obtained. Furthermore, as a result of examining the same reaction from the third step again using the substrate (±) -1- (2-naphthyl) ethanol for the immobilized ovalbumin used in the fourth step, the reaction for 22 hours Optical purity 85% over time e. e. (R) -1- (2-naphthyl) ethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of trying the same reaction for the third time, an optical purity of 85% e. e. (R) -1- (2-naphthyl) ethanol was biosynthesized. Furthermore, as a result of attempting the same reaction for the fourth time, an optical purity of 85% e.e. was obtained with a reaction time of 18 hours. e. (R) -1- (2-naphthyl) ethanol was biosynthesized.
[0048]
[Table 8]

[0049]
Example 3
Synthesis of (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol by asymmetric reduction from 4-methoxyacetophenone
Using ovalbumin powder obtained in the same manner as in Example 1, 4-methoxyacetophenone was converted to a substrate under the same reaction conditions as in Example 1. The reaction was performed for 8 days. Yield 5%, optical purity 90% e.e. e. (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol was obtained.
[0050]
Example 4
Synthesis of (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol by asymmetric hydrolysis of acetylated form of 1- (4-methoxyphenyl) ethanol in benzene solvent
Using ovalbumin powder obtained in the same manner as in Example 1, an acetylated product of 1- (4-methoxyphenyl) ethanol was asymmetrically hydrolyzed for 4 days under the same reaction conditions as in Example 1. (R) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol yield 3%, optical purity 93% e.e. e. Was obtained.
Example 5
Using asymmetric esterification of 1- (4-methoxyphenyl) ethanol and vinyl acetate in a benzene solvent, the resulting 1- (4-methoxyphenyl) ethanol acetate is hydrolyzed by acid treatment (S). Synthesis of -1- (4-methoxyphenyl) ethanol
Using ovalbumin powder obtained in the same manner as in Example 1, 1- (4-methoxyphenyl) ethanol was converted to a substrate under the same reaction conditions as in Example 1, and in vinyl acetate with vinyl acetate for 4 days. Reacted. The resulting hydrolyzed 1- (4-methoxyphenyl) ethanol acetate compound is (S) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol, the yield is 3%, and the optical purity is 93% e. . e. Met.
[0051]
【The invention's effect】
According to the present invention, high-purity R-form that can be sufficiently used as a raw material for synthesizing synthetic intermediates in the fine chemical field by performing an enzyme conversion reaction of a substrate as a raw material using egg white or ovalbumin derived from egg white as a catalyst S-form optically active alcohol can be obtained safely and easily.
[Brief description of the drawings]
FIG. 1 shows the stereoselective oxidation of the substrate racemic 1- (2-naphthyl) ethanol to (S) -1- (2-naphthyl) ethanol (S-1) using the immobilized ovalbumin of the present invention. It is a graph which shows the relationship between the reaction time which concerns on the production | generation of (R) -1- (2-naphthyl) ethanol (R-1) which goes through the bioconversion to 2-acetonaphthone which accompanies, and a production | generation conversion rate.
FIG. 2 shows the effectiveness of continuous use of the immobilized ovalbumin of the present invention. (A), (b) and (c) are the following (a), (b) and ( It is a graph which shows the relationship between each reaction time of 1st to 3rd when the reaction of c) is performed, and a production conversion rate.
(A) Via the bioconversion to 4-bromoacetophenone accompanying the stereoselective oxidation of the substrate racemic 1- (4-bromophenyl) ethanol to (S) -1- (4-bromophenyl) ethanol (R) Formation reaction of -1- (4-bromophenyl) ethanol [(R) -1a]
(B) Via the biotransformation of the substrate racemic 1- (4-chlorophenyl) ethanol to 4-chloroacetophenone accompanying the stereoselective oxidation of (S) -1- (4-chlorophenyl) ethanol (R) -1 -(4-Chlorophenyl) ethanol [(R) -2a] Formation Reaction
(C) via the bioconversion of the substrate racemic 1- (4-methoxyphenyl) ethanol to 4-methoxyacetophenone associated with the stereoselective oxidation of (S) -1- (4-methoxyphenyl) ethanol (R) Formation reaction of -1- (4-methoxyphenyl) ethanol [(R) -3a]

Claims

A first step of powdering a protein selected from egg white and ovalbumin separated from egg white, a second step of immobilizing the protein, racemic alcohol, ketone and racemic alcohol using the protein as a catalyst A third step of performing enzymatic conversion of a substrate selected from the acylated form of a non-polar solvent or a polar solvent, and a fourth step of extracting the reaction mixture converted by the third step using an organic solvent, A method for producing an optically active alcohol, comprising a fifth step of isolating and purifying the optically active alcohol or an acylated form of the optically active alcohol from the extract in the fourth step and, if necessary, a hydrolysis step.

The method for producing an optically active alcohol according to claim 1, wherein the protein is ovalbumin.

The method for producing an optically active alcohol according to claim 1, wherein the substrate for enzyme conversion in the third step is a racemic alcohol, and one of its enantiomers is selectively oxidized.

The method for producing an optically active alcohol according to claim 1, wherein the substrate for enzyme conversion in the third step is a ketone and is based on an asymmetric reduction reaction.

The method for producing an optically active alcohol according to claim 1, wherein the substrate for enzyme conversion in the third step is an acylated racemic alcohol and is based on an asymmetric hydrolysis reaction.

The enzyme conversion in the third step is an asymmetric acylation reaction of the substrate racemic alcohol with acyl halide or vinyl acetate, the extract in the fourth step is an acylated optically active alcohol, and after the fifth step The method for producing an optically active alcohol according to claim 1, further comprising a hydrolysis step.