JP2007014753A - Substrate for cell transfer - Google Patents

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Abstract

<P>PROBLEM TO BE SOLVED: To provide a cell transfer substrate capable of transplanting cells while maintaining a pattern on a living body tissue or the like even in thoses cases where the size of a cultured cell pattern is very small, cultured cells exist in a sparse state or a state forming small colonies, and the cultured cells are made to a pattern shape like the vessel network, nerve network or the like such as the blood vessel, lymph vessel or the like and a substrate for cell transfer used for the cell transfer substrate. <P>SOLUTION: For attaining the above-mentioned purpose, this invention provides the substrate for cell transfer having a polymer substrate, an intermediate layer formed on the polymer substrate and a cell transfer layer formed on the intermediate layer. <P>COPYRIGHT: (C)2007,JPO&INPIT

Description

本発明は、細胞の加工や移植等に用いられ、細胞を活性なまま転写可能な細胞転写基板、およびその細胞転写基板を形成可能な細胞転写用基板に関するものである。   The present invention relates to a cell transfer substrate that can be used for cell processing, transplantation, etc. and can transfer cells while being active, and a cell transfer substrate that can form the cell transfer substrate.

近年、細胞を培養して組織化させたものをそのまま移植するという技術が注目されている。これは、合成高分子を用いた人工皮膚や人工血管等では移植後に拒絶反応が生じる可能性があり、使用が難しいという問題があるが、本人の細胞を培養して組織化させた培養細胞組織等を用いる場合には、拒絶反応の心配がなく、移植用に好ましく用いることができることによるものである。   In recent years, a technique of transplanting a cultured and organized cell as it is attracting attention. This is because artificial skin and artificial blood vessels using synthetic polymers may cause rejection after transplantation and are difficult to use. This is because there is no concern about rejection and can be preferably used for transplantation.

しかしながら、細胞培養基板上で培養された上記培養細胞組織等は、例えば生体組織へ移植することや、加工のために別の培養基板上に移し変えたりすることが難しい、という問題があった。これは、例えば細胞培養基板上でパターン状に培養された培養細胞組織を回収する際、培養細胞組織のみを細胞培養基板から剥離させることが難しいからである。   However, the above cultured cell tissue or the like cultured on a cell culture substrate has a problem that it is difficult to transplant it to a living tissue, for example, or to transfer it to another culture substrate for processing. This is because, for example, when recovering the cultured cell tissue cultured in a pattern on the cell culture substrate, it is difficult to peel only the cultured cell tissue from the cell culture substrate.

そこで、例えばたんぱく質分解酵素や化学薬品等を用いて細胞培養基板上から剥離させて、培養細胞組織を回収する方法が提案されている。しかしながらこの方法においては、上記薬品や酵素等により細胞が変性もしくは損傷し、細胞本来の機能が損なわれる可能性があった。また、処理工程が煩雑であり、またコンタミネーションの可能性がある等の問題もあった。   Thus, for example, a method has been proposed in which the cultured cell tissue is recovered by peeling off from the cell culture substrate using, for example, a proteolytic enzyme or a chemical. However, in this method, the cells may be denatured or damaged by the above chemicals or enzymes, and the original function of the cells may be impaired. In addition, there are problems such as complicated processing steps and possible contamination.

また特許文献１には、基材上に、感温性高分子によるパターンを形成した細胞培養支持体を作製し、その細胞培養支持体上で細胞を培養した後、細胞組織を剥離する方法も提案されている。この方法によれば、感温性高分子上で培養された細胞を、例えば高分子膜等に密着させた状態で、感温性高分子の温度を変化させることにより、シート状の細胞（細胞シート）を感温性高分子から剥離させ、培養液の表面張力の作用で上記細胞シートを高分子膜に密着させることができる。その後、高分子膜側に保持された細胞シートを、培養基板や生体組織等と密着させることによって、上記細胞シートを別の培養基板上に移し変えたり、生体組織上に移植することができるのである。しかしながらこの方法においては、細胞シートの大きさが非常に小さい場合や、細胞がまばらな状態や小さなコロニーを形成した状態で培養された場合には、高分子膜との間の表面張力の作用が十分でなく、細胞が高分子膜上を流れ滑る等して、高分子膜側に密着させることができない、という問題があった。また血管やリンパ管等の脈管網や神経網等、パターン状に培養された細胞を高分子膜に密着させた場合には、パターン状の細胞が高分子膜状を流れ滑る等してこれらのパターンが維持できない、という問題があった。
特開２００３−３８１７０号公報 Patent Document 1 also discloses a method in which a cell culture support in which a pattern made of a thermosensitive polymer is formed on a substrate, cells are cultured on the cell culture support, and then the cell tissue is peeled off. Proposed. According to this method, by changing the temperature of the temperature-sensitive polymer while the cells cultured on the temperature-sensitive polymer are in close contact with, for example, a polymer membrane, a sheet-like cell (cell Sheet) is peeled from the thermosensitive polymer, and the cell sheet can be brought into close contact with the polymer membrane by the action of the surface tension of the culture solution. After that, the cell sheet held on the polymer membrane side is brought into close contact with the culture substrate, biological tissue, etc., so that the cell sheet can be transferred to another culture substrate or transplanted onto the biological tissue. is there. However, in this method, when the size of the cell sheet is very small, or when the cells are cultured in a sparse state or in a state where small colonies are formed, the effect of surface tension with the polymer membrane is exerted. There was a problem that it was not sufficient, and cells could not be brought into close contact with the polymer membrane side, for example, by flowing and sliding on the polymer membrane. In addition, when cells cultured in a pattern, such as vascular networks and nerve networks such as blood vessels and lymph vessels, are brought into close contact with the polymer membrane, the patterned cells flow and slide through the polymer membrane. There is a problem that the pattern cannot be maintained.
JP 2003-38170 A

そこで、培養された細胞パターンの大きさが非常に小さい場合や、培養された細胞がまばらな状態や小さなコロニーを形成した状態で存在する場合、また血管やリンパ管等の脈管網や神経網等のように、培養された細胞がパターン状とされている場合であっても、生体組織等の上にパターンを維持したまま細胞を移植することが可能な細胞転写基板、およびその細胞転写基板に用いられる細胞転写用基板の提供が望まれている。   Therefore, when the size of the cultured cell pattern is very small, or when the cultured cells are present in a sparse or small colony state, or a vascular network or a neural network such as blood vessels or lymph vessels Cell transfer substrate capable of transplanting cells while maintaining the pattern on a living tissue, etc., even when the cultured cells are in a pattern, and the cell transfer substrate It is desired to provide a cell transfer substrate used in the above.

本発明は、高分子基材と、上記高分子基材上に形成された中間層と、上記中間層上に形成された細胞転写層とを有することを特徴とする細胞転写用基板を提供する。   The present invention provides a cell transfer substrate comprising a polymer substrate, an intermediate layer formed on the polymer substrate, and a cell transfer layer formed on the intermediate layer. .

一般的に、高分子基材は、水性コーティング材料や高極性コーティング材料との濡れ性が悪く、本発明に用いられる細胞転写層を形成するために用いられる細胞転写層形成用材料との濡れ性も悪い。したがって、上記高分子基材上に、細胞転写性を有する細胞転写層を均一に形成することが難しい。しかしながら本発明によれば、上記高分子基材と細胞転写層との間に、中間層が形成されていることから、細胞転写層が形成される表面の濡れ性を調整することが可能となり、細胞転写層が均一に形成されたものとすることができるのである。また上記細胞転写層が均一に形成されていることから、細胞転写層上で安定して細胞を培養したり、目的とするパターン状に培養したりすることができ、培養された細胞を活性なまま、別の細胞培養基板上に移し変えたり、生体組織上に直接移植したりすること等が可能となるのである。   In general, the polymer substrate has poor wettability with an aqueous coating material or a highly polar coating material, and wettability with a cell transfer layer forming material used to form the cell transfer layer used in the present invention. Is also bad. Therefore, it is difficult to uniformly form a cell transfer layer having cell transfer properties on the polymer substrate. However, according to the present invention, since the intermediate layer is formed between the polymer substrate and the cell transfer layer, it becomes possible to adjust the wettability of the surface on which the cell transfer layer is formed, The cell transfer layer can be formed uniformly. In addition, since the cell transfer layer is uniformly formed, the cells can be stably cultured on the cell transfer layer or can be cultured in a desired pattern. As such, it can be transferred onto another cell culture substrate or directly transplanted onto a living tissue.

上記発明においては、上記細胞転写層が感温性高分子を含有する層としてもよい。この場合、上記細胞転写層が温度によって、細胞との接着性が変化するものとすることができ、効率よく細胞転写層上で培養した細胞組織を、転写することが可能となるからである。   In the above invention, the cell transfer layer may be a layer containing a thermosensitive polymer. In this case, the cell transfer layer can change its adhesiveness with cells depending on the temperature, and the cell tissue cultured on the cell transfer layer can be efficiently transferred.

また上記発明においては、上記細胞転写層がポリアルキレングリコールおよびその誘導体を含有する層としてもよい。この場合、上記細胞転写層が、非常に弱い細胞接着性を持つことにより、効率よく細胞転写層上で培養した細胞組織を、被転写物に転写することが可能となるからである。   In the above invention, the cell transfer layer may be a layer containing polyalkylene glycol and a derivative thereof. In this case, since the cell transfer layer has very weak cell adhesion, the cell tissue cultured on the cell transfer layer can be efficiently transferred to the transfer target.

本発明は、上述したいずれかの細胞転写用基板の細胞転写層上に細胞が接着していることを特徴とする細胞転写基板を提供する。   The present invention provides a cell transfer substrate characterized in that cells adhere to the cell transfer layer of any of the above-described cell transfer substrates.

本発明によれば、上記細胞転写層が均一に形成されていることから、この細胞転写層上に、細胞を安定して培養し、均一に接着させることができる。したがって、細胞転写層上で培養された細胞を、活性なまま被転写体に直接移植等することが可能な細胞転写基板とすることができる。   According to the present invention, since the cell transfer layer is uniformly formed, cells can be stably cultured and adhered uniformly on the cell transfer layer. Therefore, it is possible to obtain a cell transfer substrate in which cells cultured on the cell transfer layer can be directly transplanted or the like while being active.

本発明によれば、上記中間層が形成されていることから、上記細胞転写層が均一に形成されたものとすることができる。したがって、本発明の細胞転写用基板を用いることにより、細胞を安定して培養したり、目的とするパターン状に形成することができ、培養された細胞を活性なまま、別の細胞培養基板上に移し変えたり、生体組織上に直接移植したりすること等が可能となるという効果を奏するものである。   According to the present invention, since the intermediate layer is formed, the cell transfer layer can be formed uniformly. Therefore, by using the substrate for cell transfer of the present invention, cells can be stably cultured or formed into a desired pattern, and the cultured cells can be kept active on another cell culture substrate. Therefore, it is possible to transfer to a living body or transplant directly onto a living tissue.

本発明は、細胞の加工や移植等に用いられ、細胞を活性なまま転写可能な細胞転写基板、およびその細胞転写基板を形成可能な細胞転写用基板に関するものである。以下、それぞれについて説明する。   The present invention relates to a cell transfer substrate that can be used for cell processing, transplantation, etc. and can transfer cells while being active, and a cell transfer substrate that can form the cell transfer substrate. Each will be described below.

Ａ．細胞転写用基板
まず、本発明の細胞転写用基板について説明する。本発明の細胞転写用基板は、高分子基材と、上記高分子基材上に形成された中間層と、上記中間層上に形成された細胞転写層とを有することを特徴とするものである。 A. Cell Transfer Substrate First, the cell transfer substrate of the present invention will be described. The cell transfer substrate of the present invention comprises a polymer substrate, an intermediate layer formed on the polymer substrate, and a cell transfer layer formed on the intermediate layer. is there.

本発明の細胞転写用基板は、例えば図１に示すように、高分子基材１と、その高分子基材１上に形成された中間層２と、中間層２上に形成された細胞転写層３とを有するものである。本発明の細胞転写用基板は、例えば図２に示すように、上記細胞転写層３上に細胞４を接着させて細胞転写基板とし（図２（ａ））、この細胞転写基板で培養された細胞４を、例えば生体組織や細胞培養基板等の被転写体５に密着させて（図２（ｂ））、細胞４のみ被転写体５側に転写する（図２（ｃ））ために用いられるものである。   The cell transfer substrate of the present invention includes, for example, as shown in FIG. 1, a polymer substrate 1, an intermediate layer 2 formed on the polymer substrate 1, and a cell transfer formed on the intermediate layer 2. And layer 3. For example, as shown in FIG. 2, the cell transfer substrate of the present invention is a cell transfer substrate obtained by adhering cells 4 on the cell transfer layer 3 (FIG. 2 (a)), and cultured on this cell transfer substrate. For example, the cells 4 are used to transfer only the cells 4 to the transferred body 5 side (FIG. 2 (c)) by closely contacting the transferred body 5 such as a living tissue or a cell culture substrate (FIG. 2 (b)). It is what

本発明においては、細胞転写性を有する細胞転写層が形成されていることから、細胞転写層上で培養された細胞を、直接細胞培養基板や生体組織等の被転写体に転写することができ、上記細胞転写層上で培養された細胞パターンの大きさが非常に小さい場合や、培養された細胞がまばらな状態や小さなコロニーを形成した状態で存在する場合、また血管やリンパ管等の脈管網や神経網等のように、培養された細胞がパターン状とされている場合であっても、生体組織等の上にパターンを維持したまま細胞を移植することが可能となる。   In the present invention, since a cell transfer layer having cell transferability is formed, cells cultured on the cell transfer layer can be directly transferred to a transfer medium such as a cell culture substrate or a living tissue. , When the size of the cell pattern cultured on the cell transfer layer is very small, or when the cultured cells are present in a sparse or small colony form, or in a vessel such as a blood vessel or lymph vessel Even when the cultured cells are patterned, such as a tube network or a neural network, the cells can be transplanted while maintaining the pattern on the living tissue or the like.

ここで一般的に、高分子基材は、水性コーティング材料や高極性コーティング材料と濡れ性が悪く、本発明において細胞転写層の形成に用いられる細胞転写層形成用材料とも濡れ性が悪く、細胞転写層を均一に形成することが難しい。しかしながら、本発明においては、上記中間層を有することから、上記細胞転写層が形成される表面の濡れ性を調整することが可能となり、均一に細胞転写層が形成されたものとすることができるのである。したがって、本発明の細胞転写用基板を用いることにより、細胞転写層上で安定して細胞を培養することや、目的とするパターン状に細胞を培養することが可能となり、細胞を活性なまま被転写体に直接転写することが可能となるのである。   Here, in general, the polymer base material has poor wettability with an aqueous coating material or a highly polar coating material, and the wettability with the cell transfer layer forming material used for forming the cell transfer layer in the present invention is also low. It is difficult to form a transfer layer uniformly. However, in the present invention, since the intermediate layer is provided, the wettability of the surface on which the cell transfer layer is formed can be adjusted, and the cell transfer layer can be formed uniformly. It is. Therefore, by using the cell transfer substrate of the present invention, it becomes possible to stably culture cells on the cell transfer layer, or to culture cells in a desired pattern, and the cells can be covered while being active. It becomes possible to transfer directly to the transfer body.

また、本発明においては、上記細胞転写用基板に高分子基材が用いられていることから、細胞転写用基板の柔軟性を高いものとすることができ、曲面を有する生体組織等にも、細胞組織を転写することが可能であり、種々の用途に用いることができる、という利点も有している。
以下本発明の細胞転写用基板について、各構成ごとに詳しく説明する。 In the present invention, since the polymer substrate is used for the cell transfer substrate, the cell transfer substrate can have high flexibility, and for a living tissue having a curved surface, The cell tissue can be transferred and has an advantage that it can be used for various applications.
Hereinafter, the cell transfer substrate of the present invention will be described in detail for each component.

１．中間層
まず、本発明の細胞転写用基板に用いられる中間層について説明する。本発明に用いられる中間層としては、高分子基材上に形成されるものであり、後述する細胞転写層を、その上に均一に形成可能なものであれば、特に限定されるものではない。 1. Intermediate Layer First, the intermediate layer used for the cell transfer substrate of the present invention will be described. The intermediate layer used in the present invention is not particularly limited as long as it is formed on a polymer substrate, and a cell transfer layer described later can be uniformly formed thereon. .

本発明に用いられる中間層は、液体との接触角が所定の範囲内とされていることが好ましく、具体的には、表面張力７２．７５ｍＮ／ｍ（文献値）の液体（水）との接触角が１°〜５０°の範囲内、中でも５°〜４５°の範囲内とされていることが好ましい。これにより中間層と、細胞転写層を形成するための細胞転写層形成用材料との濡れ性を良好なものとすることができ、中間層上に細胞転写層を均一に形成することが可能となるからである。なお、上記水との接触角は、市販の接触角測定器、例えば協和界面科学（株）製ＣＡ−Ｚ型を用いて、マイクロシリンジから水滴を滴下してから１分間以内に測定した値を元にして求められる。   The intermediate layer used in the present invention preferably has a contact angle with the liquid within a predetermined range, and specifically, with the liquid (water) having a surface tension of 72.75 mN / m (document value). The contact angle is preferably in the range of 1 ° to 50 °, and more preferably in the range of 5 ° to 45 °. As a result, the wettability between the intermediate layer and the cell transfer layer forming material for forming the cell transfer layer can be improved, and the cell transfer layer can be uniformly formed on the intermediate layer. Because it becomes. In addition, the contact angle with the water is a value measured within 1 minute after dropping a water droplet from a microsyringe using a commercially available contact angle measuring device such as CA-Z type manufactured by Kyowa Interface Science Co., Ltd. Required based on

このような中間層としては、例えば極性高分子を含有する層や無機酸化物を含有する層、またはこれらの複合物からなる層等とすることができる。上記極性高分子としては、例えばポリビニルアルコールや、ポリメタクリル酸−２−ヒドロキシエチル、ポリビニルピロリドン、ポリアクリル酸、ポリスチレンスルホン酸、ポリリジン、ポリエチレンイミン、ポリアリルアミン等を挙げることができる。また、上記無機酸化物としては、例えばケイ素系酸化物、チタン系酸化物、アルミ系酸化物、リン酸化物等を挙げることができる。特に、ケイ素系酸化物による中間層の原料としては、ヘキサメチルジシロキサン、テトラメチルジシロキサンなどの有機ケイ素化合物が好ましい。また、上記無機酸化物はメチル基やフルオロアルキル基等を有する材料とともに用いられてもよい。   As such an intermediate layer, for example, a layer containing a polar polymer, a layer containing an inorganic oxide, or a layer made of a composite thereof can be used. Examples of the polar polymer include polyvinyl alcohol, polymethacrylic acid-2-hydroxyethyl, polyvinylpyrrolidone, polyacrylic acid, polystyrene sulfonic acid, polylysine, polyethyleneimine, and polyallylamine. Examples of the inorganic oxide include silicon-based oxide, titanium-based oxide, aluminum-based oxide, and phosphorus oxide. In particular, an organic silicon compound such as hexamethyldisiloxane or tetramethyldisiloxane is preferable as a raw material for the intermediate layer made of silicon oxide. The inorganic oxide may be used together with a material having a methyl group or a fluoroalkyl group.

このような中間層の形成方法としては、均一に上記中間層を形成可能な方法であれば特に限定されるものではなく、上記中間層の種類に応じて適宜選択される。具体的には、ロールコート法、ダイコート法、ビードコート法等の湿式コーティング法や、吸着法、交互吸着法、スパッタ法、物理的蒸着法（ＰＶＤ法）や、化学的蒸着法（ＣＶＤ法）、プラズマを用いた方法等の乾式コーティング法等が挙げられる。   A method for forming such an intermediate layer is not particularly limited as long as it is a method capable of uniformly forming the intermediate layer, and is appropriately selected according to the type of the intermediate layer. Specifically, wet coating methods such as roll coating method, die coating method, bead coating method, adsorption method, alternating adsorption method, sputtering method, physical vapor deposition method (PVD method), chemical vapor deposition method (CVD method) And dry coating methods such as a method using plasma.

なお、上記中間層の表面は平坦なものであってもよいが、中間層の表面の濡れ性を調整するために、表面に微細な凹凸を有していてもよい。この場合の中間層の表面粗さとしては、５ｎｍ〜３００ｎｍの範囲内、中でも１５ｎｍ〜２５０ｎｍの範囲内であることが好ましい。これにより、中間層の表面の液体との接触角を上述した範囲とすることができるからである。上記中間層の表面に上記凹凸を形成する方法としては、例えば上記極性高分子を含有する中間層を酸素プラズマ等を用いてドライエッチングする方法や、吸着法により中間層を形成する方法等が挙げられる。ここで上記表面粗さは、市販の原子間力顕微鏡、例えばセイコーインスツルメンツ社製；SPI3800Nを用いて、タッピングモードで測定される値、または市販の走査型電子顕微鏡で断面の高低差を測定した値を元にして求められる。   In addition, although the surface of the said intermediate | middle layer may be flat, in order to adjust the wettability of the surface of an intermediate | middle layer, you may have a fine unevenness | corrugation on the surface. In this case, the surface roughness of the intermediate layer is preferably in the range of 5 nm to 300 nm, and more preferably in the range of 15 nm to 250 nm. This is because the contact angle with the liquid on the surface of the intermediate layer can be in the above-described range. Examples of the method for forming the unevenness on the surface of the intermediate layer include a method of dry etching the intermediate layer containing the polar polymer using oxygen plasma, a method of forming the intermediate layer by an adsorption method, and the like. It is done. Here, the surface roughness is a value measured in a tapping mode using a commercially available atomic force microscope, for example, Seiko Instruments Inc .; SPI3800N, or a value obtained by measuring a height difference of a cross section with a commercially available scanning electron microscope. Required based on

また上記中間層は、後述する高分子基材上に全面に形成されているものであってもよく、またパターン状に形成されているものであってもよい。中間層がパターン状に形成されている場合には、中間層が形成された領域上にのみ、後述する細胞転写層を形成することができ、パターン状に細胞を培養して転写することが可能となるという利点を有する。なお、上記中間層をパターニングする方法としては、一般的なパターニング方法と同様とすることができる。   Further, the intermediate layer may be formed on the entire surface of a polymer base material to be described later, or may be formed in a pattern. When the intermediate layer is formed in a pattern, a cell transfer layer described later can be formed only on the area where the intermediate layer is formed, and cells can be cultured and transferred in a pattern. It has the advantage of becoming. The method for patterning the intermediate layer can be the same as a general patterning method.

また上記中間層の膜厚は、１ｎｍ〜５００ｎｍ程度とされることが好ましく、中でも２ｎｍ〜３００ｎｍ程度、特に５ｎｍ〜２００ｎｍ程度とされることが好ましい。上記膜厚より薄い場合には、均一に中間層を形成することが困難となり、後述する細胞転写層を均一に形成することが困難となるからである。また、上記範囲より厚い場合には、クラック等が入りやすくなり、細胞転写用基板の柔軟性が悪くなる場合があるからである。   The film thickness of the intermediate layer is preferably about 1 nm to 500 nm, more preferably about 2 nm to 300 nm, particularly about 5 nm to 200 nm. When the thickness is smaller than the above-mentioned thickness, it is difficult to form the intermediate layer uniformly, and it becomes difficult to form the cell transfer layer described later uniformly. On the other hand, if it is thicker than the above range, cracks and the like are likely to occur, and the flexibility of the cell transfer substrate may be deteriorated.

２．細胞転写層
次に、本発明に用いられる細胞転写層について説明する。上記細胞転写層は、上記中間層上に形成されるものであり、その表面に細胞を接着させて培養することが可能であって、培養された細胞を、その機能を損なうことなく、例えば他の細胞培養基板や生体組織等に転写することが可能なものであれば特に限定されるものではない。なお、本発明において、細胞転写性とは、基板上で接着培養した細胞を、基板に接着したままの状態で被転写体に生きたまま接触させ、所定時間後、その細胞を被転写体に転写することができる性質をいう。本発明において、基板上で接着培養した細胞を被転写体に接触させてから遅くとも４８時間以内に、基板に接着していた細胞の８０％以上の細胞が被転写体に転写されたとき、基板は細胞転写性を有するものとする。上記細胞転写性の評価は、基板上に接着した細胞を被転写体に所定時間接触させてから基板を剥がし、基板と被転写体とが細胞を介して接触していた所定の領域の基板および被転写体の表面に存在する細胞の数を、市販の顕微鏡で観察することにより評価することができる。被転写体が生体組織等の場合は、被転写体の顕微鏡観察が困難である場合があるが、この場合は、転写操作前の基板の所定の領域の細胞数をあらかじめ数えておき、細胞転写後、基板の上記領域に残存する細胞の数を数えることにより評価することができる。 2. Cell Transfer Layer Next, the cell transfer layer used in the present invention will be described. The cell transfer layer is formed on the intermediate layer, and can be cultured with cells attached to the surface thereof, and the cultured cells can be cultured, for example, without impairing their functions. There is no particular limitation as long as it can be transferred to a cell culture substrate or living tissue. In the present invention, cell transferability means that cells cultured and adhered on a substrate are brought into contact with the transferred object while being adhered to the substrate, and the cell is transferred to the transferred object after a predetermined time. A property that can be transferred. In the present invention, when at least 48% of the cells adhering to the substrate are transferred to the transferred body within 48 hours at the latest after contacting the cells cultured on the substrate with the transferred body, Have cell transcriptional properties. The evaluation of the cell transferability is carried out by bringing the cells adhered on the substrate into contact with the transferred body for a predetermined time and then peeling off the substrate, and the substrate in the predetermined area where the substrate and the transferred body are in contact with each other via the cell and The number of cells present on the surface of the transfer object can be evaluated by observing with a commercially available microscope. When the transfer target is a living tissue or the like, it may be difficult to observe the transfer target under a microscope. In this case, the number of cells in a predetermined region of the substrate before the transfer operation is counted in advance to transfer the cell. Later, it can be evaluated by counting the number of cells remaining in the region of the substrate.

なお本発明に用いられる細胞転写層は、細胞転写層上で培養された細胞のうちの８０％以上を転写するのに必要な時間が、２４時間以内であるものが好ましく、６時間以内であるものがより好ましい。   The cell transfer layer used in the present invention preferably has a time required to transfer 80% or more of the cells cultured on the cell transfer layer within 24 hours, preferably within 6 hours. Those are more preferred.

ここで、上記細胞転写層に用いられる材料としては、上記細胞転写性を有するものであれば特に限定されるものではない。このような材料としては、例えばフッ素および酸素を含有する材料等が挙げられ、具体的にはナフィオン（商品名）等のイオン性フッ素高分子や、フッ素系シランカップリング剤、フルオロアルキル鎖と水酸基を含むゲル、エチレングリコール系シランカップリング剤等が挙げられる。   Here, the material used for the cell transfer layer is not particularly limited as long as it has the cell transfer property. Examples of such a material include a material containing fluorine and oxygen, and specific examples include ionic fluoropolymers such as Nafion (trade name), fluorine-based silane coupling agents, fluoroalkyl chains and hydroxyl groups. And a gel containing ethylene glycol-based silane coupling agent.

また本発明においては、上記細胞転写層として親水性の高分子材料も用いることができる。具体的にはポリ（Ｎ−イソプロピルアクリルアミド）等の感温性高分子や、ポリエチレングリコール、ポリエチレングリコール−ポリプロピレングリコールブロック共重合体等のポリアルキレングリコールおよびその誘導体、リン脂質極性基を有するＭＰＣポリマー（商品名）等の両性イオン高分子等が挙げられる。   In the present invention, a hydrophilic polymer material can also be used as the cell transfer layer. Specifically, thermosensitive polymers such as poly (N-isopropylacrylamide), polyalkylene glycols such as polyethylene glycol and polyethylene glycol-polypropylene glycol block copolymers and their derivatives, MPC polymers having phospholipid polar groups ( And zwitterionic polymers such as trade name).

また、上記細胞転写層は光触媒を含有していてもよい。具体的には上記細胞転写層を、上記細胞転写性を有する材料と光触媒微粒子との混合物からなる層とすることや、上記細胞転写層を、少なくとも光触媒を含有する光触媒含有層と上記細胞転写性を有する材料からなる層との２層からなる層等とすることができる。この際、用いられる光触媒としては、例えば特開２００１−２４９２１９号公報に記載されているものと同様とすることができる。   The cell transfer layer may contain a photocatalyst. Specifically, the cell transfer layer is a layer made of a mixture of the cell transferable material and photocatalyst fine particles, or the cell transfer layer is composed of a photocatalyst-containing layer containing at least a photocatalyst and the cell transferability. A layer composed of two layers, such as a layer composed of a material comprising In this case, the photocatalyst used can be the same as that described in, for example, JP-A-2001-249219.

本発明においては、特に上記の中でも感温性高分子を含有する層であることが好ましい。これにより、細胞転写層上で細胞を培養した後、温度を変化させることにより細胞と細胞転写層との接着性を変化させることができ、効率よく細胞を被転写物に直接転写させることが可能となるからである。   In the present invention, among these, a layer containing a temperature-sensitive polymer is particularly preferable. This makes it possible to change the adhesion between the cells and the cell transfer layer by changing the temperature after culturing the cells on the cell transfer layer, and efficiently transfer the cells directly to the transferred material. Because it becomes.

また本発明においては、ポリアルキレングリコールおよびその誘導体を用いてもよく、特にポリエチレングリコールを用いることが好ましい。これらの材料は、高い細胞接着阻害性を有するが、上記光触媒等を用いた改質により、非常に弱い細胞接着性を有する細胞転写層を形成することが可能であり、その結果、効率よく細胞を被転写物に直接転写することが可能となるからである。   In the present invention, polyalkylene glycol and derivatives thereof may be used, and it is particularly preferable to use polyethylene glycol. Although these materials have high cell adhesion inhibitory properties, it is possible to form a cell transfer layer having very weak cell adhesion properties by modification using the photocatalyst and the like. This is because it can be directly transferred to the transfer object.

上記細胞転写層の形成方法としては、上記細胞転写層の種類や、細胞転写用基板の形状等に合わせて適宜選択されるものであるが、通常ロールコート法、ダイコート法、ビードコート法等の湿式コーティング法や、吸着法、交互吸着法等を用いることができる。   The method for forming the cell transfer layer is appropriately selected according to the type of the cell transfer layer, the shape of the cell transfer substrate, etc., and is usually a roll coating method, a die coating method, a bead coating method, or the like. A wet coating method, an adsorption method, an alternate adsorption method, or the like can be used.

また、上記細胞転写層は、全面が細胞との接着性を有する細胞接着領域であってもよいが、例えば図３に示すように、細胞転写層３が、細胞との接着性を有する細胞接着領域６と、細胞と接着性を有しない細胞接着阻害領域７とからなるものであってもよい。細胞転写層が、上記細胞接着領域と細胞接着阻害領域とを有する場合、細胞接着領域上にのみ細胞を接着させて培養することが可能となり、パターン状に細胞を転写することが可能となる。   In addition, the cell transfer layer may be a cell adhesion region whose entire surface has adhesiveness with cells, but for example, as shown in FIG. 3, the cell transfer layer 3 has cell adhesiveness with adhesiveness with cells. It may be composed of a region 6 and a cell adhesion inhibition region 7 that does not have adhesiveness to cells. In the case where the cell transfer layer has the cell adhesion region and the cell adhesion inhibition region, it is possible to culture cells while adhering only to the cell adhesion region, and it is possible to transfer cells in a pattern.

ここで、上記細胞を培養し、かつ転写するために用いられる細胞接着領域は、転写する細胞の種類等により適宜選択されるものであるが、通常、細胞転写層表面の水との接触角が１０°〜６０°程度の領域、中でも１５°〜５５°の範囲内の領域とされていることが好ましい。このような水との接触角を有するものとすることにより、細胞を細胞転写層上に接着させて培養し、活性なまま被転写体に転写することができるからである。また上記範囲より水との接触角が大きい場合には、細胞を細胞転写層上に接着させることは可能であるが、転写することが困難となり、上記範囲より水との接触角が小さい場合には、細胞を細胞転写層上に接着させることが困難となるからである。なお、細胞を転写するパターンの幅が１ｍｍ以下のラインやドットである場合等には特に、上記細胞接着領域表面の水との接触角が、１０°〜４５°の範囲内、中でも１５°〜３５°の範囲内とされていることが好ましい。このような範囲内とすることにより、高精細なパターン状に細胞を転写することが可能となるからである。   Here, the cell adhesion region used for culturing and transferring the cells is appropriately selected depending on the type of cells to be transferred, etc. Usually, the contact angle with water on the surface of the cell transfer layer is usually selected. It is preferable that the region be in the range of about 10 ° to 60 °, and more preferably in the range of 15 ° to 55 °. This is because, by having such a contact angle with water, the cells can be adhered to the cell transfer layer and cultured, and transferred to the transfer target while being active. When the contact angle with water is larger than the above range, it is possible to adhere the cells on the cell transfer layer, but it becomes difficult to transfer, and when the contact angle with water is smaller than the above range. This is because it becomes difficult to adhere cells on the cell transfer layer. Note that the contact angle with water on the surface of the cell adhesion region is in the range of 10 ° to 45 °, particularly 15 ° to 45 °, particularly when the width of the pattern for transferring cells is a line or dot having a width of 1 mm or less. It is preferable to be within a range of 35 °. This is because, within such a range, cells can be transferred in a highly fine pattern.

また、細胞転写層が上記細胞接着阻害領域を有する場合には、この細胞接着阻害領域は、上記細胞接着領域の液体との接触角より、５０°〜１６０°程度、中でも６０°〜１５０°程度液体との接触角が大きい領域、もしくは細胞接着領域の液体との接触角より１０°〜４０°程度、中でも１５°〜３５°程度液体との接触角が小さい領域とすることが好ましい。このような領域では、細胞との接着性が悪いものとすることができるからである。   Further, when the cell transfer layer has the cell adhesion inhibition region, the cell adhesion inhibition region is about 50 ° to 160 °, particularly about 60 ° to 150 °, from the contact angle with the liquid of the cell adhesion region. A region having a large contact angle with the liquid, or a region having a contact angle with the liquid of about 10 ° to 40 °, more preferably about 15 ° to 35 °, is preferably smaller than the contact angle with the liquid in the cell adhesion region. This is because in such a region, the adhesiveness with cells can be poor.

上記細胞接着領域と細胞接着阻害領域とを形成する方法としては、例えば細胞と接着阻害性を有する層を形成した後、細胞接着領域とする部分のみ液体との接触角を変化させる方法や、細胞接着性を有する層を形成した後、細胞接着阻害領域とする部分のみの液体との接触角を変化させる方法等が挙げられる。例えば上述したような材料を用いて細胞転写層を形成した後、細胞接着領域とする部分のみ、もしくは細胞接着阻害領域とする部分のみ、液体との接触を低下させる方法や、上述したような材料を用いて細胞転写層を形成した後、細胞接着領域とする部分のみ、もしくは細胞接着阻害領域とする部分のみ液体との接触角を高くする方法等が挙げられる。   Examples of a method for forming the cell adhesion region and the cell adhesion inhibition region include, for example, a method in which a contact angle with a liquid is changed only in a portion to be a cell adhesion region after forming a layer having adhesion inhibition properties with a cell, Examples include a method of changing the contact angle with the liquid only in the portion to be the cell adhesion inhibition region after forming the adhesive layer. For example, after forming a cell transfer layer using the material as described above, a method for reducing the contact with the liquid only in a portion to be a cell adhesion region or only a portion to be a cell adhesion inhibition region, or a material as described above And a method of increasing the contact angle with the liquid only for the portion to be the cell adhesion region or only the portion to be the cell adhesion inhibition region.

上述したような細胞転写層の液体との接触角を大きいものとする方法としては、例えば細胞転写層表面に微細な凹凸を形成する方法等が挙げられ、例えば、資料ジャパニーズ・ジャーナル・オブ・アプライド・フィジックス、パート２、３２巻、Ｌ６１４〜Ｌ６１５、１９９３年 Ｏｇａｗａら、に開示されている方法や、資料ラングミュア、１９巻、１０６２４〜１０６２７、２００３年 Ｔｅｓｈｉｍａら、に開示されている方法を用いることができる。   Examples of the method for increasing the contact angle of the cell transfer layer with the liquid as described above include a method of forming fine irregularities on the surface of the cell transfer layer, for example, a document Japanese Journal of Applied. Use the method disclosed in Physics, Part 2, 32, L614-L615, 1993 Ogawa et al., And the material disclosed in Langmuir, 19: 10624-10627, 2003 Teshima et al. Can do.

また、上記細胞転写層の液体との接触角を小さくする方法としては、例えばエネルギー照射に伴う光触媒の作用を利用し、撥液性を有する基を分解または変性させる方法や、熱照射、紫外光照射、電子線照射等により撥液性を有する基を分解または変性させる方法等が挙げられる。上述したように、細胞転写層中に光触媒が含有されている場合には、この細胞転写層中の光触媒の作用を利用して、細胞転写層との液体との接触角を低下させることができる。また、細胞転写層中に光触媒が含有されていない場合には、例えば特開２００１−２４９２１９号公報に記載されている光触媒を用いたパターニング方法や、特開２００３−２２２６２６号公報に記載されている光触媒を用いたパターニング方法等を用いて、細胞転写層の液体との接触角を低下させることができる。また、熱照射や紫外光照射、電子線照射等によるパターニングは、これらのエネルギーを用いてパターニングする一般的な方法と同様とすることができるので、ここでの詳しい説明は省略する。   In addition, as a method for reducing the contact angle of the cell transfer layer with the liquid, for example, a method of decomposing or modifying a group having liquid repellency using the action of a photocatalyst accompanying energy irradiation, heat irradiation, ultraviolet light Examples include a method of decomposing or modifying a group having liquid repellency by irradiation, electron beam irradiation, or the like. As described above, when the photocatalyst is contained in the cell transfer layer, the contact angle between the cell transfer layer and the liquid can be reduced by utilizing the action of the photocatalyst in the cell transfer layer. . When the cell transfer layer does not contain a photocatalyst, for example, a patterning method using a photocatalyst described in JP-A-2001-249219 or JP-A-2003-222626 is described. The contact angle of the cell transfer layer with the liquid can be reduced by using a patterning method using a photocatalyst. Further, patterning by heat irradiation, ultraviolet light irradiation, electron beam irradiation, or the like can be performed in the same manner as a general method of patterning using these energies, and detailed description thereof is omitted here.

また、上記細胞転写層は、上記中間層上の全面に形成されていてもよいが、パターン状に形成されていてもよい。このようなパターニング方法としては、一般的なパターニング方法と同様とすることができる。   The cell transfer layer may be formed on the entire surface of the intermediate layer, or may be formed in a pattern. Such a patterning method can be the same as a general patterning method.

ここで、上述したような細胞転写層の膜厚としては、上記細胞転写層の種類等により適宜選択されるものであるが、通常１ｎｍ〜１０００ｎｍ程度、好ましくは、１．５ｎｍ〜７５０ｎｍ程度、中でも２０ｎｍ〜５００ｎｍ程度とされることが好ましい。上記範囲内とすることにより、細胞を安定して培養し、転写することが可能となるからである。   Here, the thickness of the cell transfer layer as described above is appropriately selected depending on the type of the cell transfer layer and the like, and is usually about 1 nm to 1000 nm, preferably about 1.5 nm to 750 nm, It is preferable to be about 20 nm to 500 nm. This is because, within the above range, cells can be stably cultured and transferred.

３．高分子基材
次に、本発明に用いられる高分子基材について説明する。本発明に用いられる高分子基材は、上記中間層が均一に形成可能なものであり、公知の方法で滅菌できることが可能なものであれば高分子基材の種類等は特に限定されるものではない。公知の滅菌方法としては、例えばγ線を照射して滅菌する方法、紫外光を照射して滅菌する方法、電子線を照射して滅菌する方法、オートクレーブにより滅菌する方法等が挙げられる。 3. Next, the polymer substrate used in the present invention will be described. The polymer substrate used in the present invention is such that the intermediate layer can be uniformly formed, and the type of the polymer substrate is particularly limited as long as it can be sterilized by a known method. is not. Known sterilization methods include, for example, a method of sterilizing by γ-ray irradiation, a method of sterilizing by irradiating ultraviolet light, a method of sterilizing by irradiating an electron beam, a method of sterilizing by an autoclave, and the like.

このような高分子基材としては、可撓性や透明性等、細胞転写用基板が必要とされる機能に基づき適宜選択され、例えば、ポリプロピレン、ポリメチルペンテン、ポリプロピレン共重合体、テフロン（登録商標）やエチレン−テトラフロオロエチレン共重合体等のフッ素樹脂、ポリカーボネート、アセタール樹脂、ポリサルフォン、ポリ塩化ビニル、シリコーン樹脂、ポリスチレン、スチレン−アクリロニトリル共重合体、ポリメタクリル酸メチルなどのアクリル樹脂、ポリウレタン、ポリエステル、ポリイミド、ポリグリコール酸、ポリ乳酸、コラーゲン、エラスチン等の生体吸収性高分子等を用いることができる。また、不織布や織布等も用いることができる。   Such a polymer base material is appropriately selected based on functions required for a substrate for cell transfer, such as flexibility and transparency. For example, polypropylene, polymethylpentene, polypropylene copolymer, Teflon (registered) Trademark), fluororesins such as ethylene-tetrafluoroethylene copolymer, polycarbonate, acetal resin, polysulfone, polyvinyl chloride, silicone resin, polystyrene, styrene-acrylonitrile copolymer, acrylic resin such as polymethyl methacrylate, polyurethane Bioabsorbable polymers such as polyester, polyimide, polyglycolic acid, polylactic acid, collagen, and elastin can be used. Moreover, a nonwoven fabric, a woven fabric, etc. can also be used.

また上記高分子基材は多孔質であっても良く、この高分子基材は、細胞転写層上に培養された細胞を転写する前に、フィーダー細胞を用いて共培養する必要がある場合等に特に有用である。またこの場合、細胞転写操作時に、培養液や酸素が全ての細胞に均一に行き渡るという効果もある。この場合、孔の平均の大きさは細胞の種類に依存するが、通常０．１μｍ〜５μｍであることが好ましく、０．２μｍ〜１．５μｍであることがさらに好ましい。孔の大きさが０．１μｍ未満だと栄養や液性因子などの培養細胞への供給効率が悪くなるからである。また孔の大きさが５μｍを超えると孔の中や高分子基材の裏面まで培養細胞が接着する割合が増し、培養細胞を効率良く転写できなくなるからである。   The polymer substrate may be porous, and the polymer substrate may be used for co-culture with feeder cells before transferring the cells cultured on the cell transfer layer. Is particularly useful. In this case, there is also an effect that the culture solution and oxygen are uniformly distributed to all cells during the cell transfer operation. In this case, although the average size of the pores depends on the cell type, it is usually preferably 0.1 μm to 5 μm, and more preferably 0.2 μm to 1.5 μm. This is because if the size of the pores is less than 0.1 μm, the supply efficiency of nutrients and humoral factors to the cultured cells is deteriorated. Also, if the pore size exceeds 5 μm, the proportion of the cultured cells adhering to the inside of the pores and the back surface of the polymer substrate increases, and the cultured cells cannot be efficiently transferred.

また、例えば図４に示すように、上記高分子基材１は、細胞転写層３が形成されるパターン状に凹部や凸部が形成されたものであってもよい。この場合、上記凸部上にのみ、もしくは凹部上にのみ細胞転写層を形成して高精細なパターン状に細胞を培養し、転写することが可能となる。このような凹部や凸部の幅としては、通常１０μｍ〜５００μｍ程度、中でも２０μｍ〜２００μｍ程度とすることができる。また、上記凹部や凸部の高さとしては、０．１μｍ〜１００μｍ程度、中でも０．２μｍ〜２０μｍ程度とすることができる。   For example, as shown in FIG. 4, the polymer base material 1 may be one in which concave portions or convex portions are formed in a pattern in which the cell transfer layer 3 is formed. In this case, it is possible to culture and transfer cells in a high-definition pattern by forming a cell transfer layer only on the convex portion or only on the concave portion. The width of such recesses and projections is usually about 10 μm to 500 μm, and in particular, about 20 μm to 200 μm. In addition, the height of the concave portion or the convex portion can be about 0.1 μm to 100 μm, and more preferably about 0.2 μm to 20 μm.

ここで、上述した高分子基材の厚みは、１μｍ〜２５０μｍ、中でも５μｍ〜２００μｍとされることが好ましい。上記範囲より薄い場合には、柔軟性が非常に高いため、取り扱いが非常に難しくなったり、強度が不足し、簡単に裂けたり破れたりする場合があるからである。また上記範囲より厚みが厚い場合には、柔軟性が不足することから、細胞転写用基板上に培養された細胞を転写する際、被転写物との密着性が悪くなる場合があるからである。   Here, the thickness of the above-described polymer substrate is preferably 1 μm to 250 μm, and more preferably 5 μm to 200 μm. If the thickness is smaller than the above range, the flexibility is very high, so that handling becomes very difficult, the strength is insufficient, and it may be easily torn or torn. Further, when the thickness is larger than the above range, the flexibility is insufficient, and therefore, when transferring the cells cultured on the cell transfer substrate, the adhesion with the transfer target may be deteriorated. .

４．細胞転写用基板
本発明の細胞転写用基板は、上記高分子基材、中間層、および細胞転写層を有するものであれば、特に限定されるものではなく、必要に応じて適宜他の層を有していてもよく、例えば上記細胞転写層上に細胞転写補助層等が形成されているもの等とすることができる。以下、本発明に用いられる細胞転写補助層について説明する。 4). Cell Transfer Substrate The cell transfer substrate of the present invention is not particularly limited as long as it has the polymer base material, the intermediate layer, and the cell transfer layer, and other layers are appropriately added as necessary. For example, a cell transfer auxiliary layer or the like formed on the cell transfer layer can be used. Hereinafter, the cell transfer auxiliary layer used in the present invention will be described.

（細胞転写補助層）
上記細胞転写補助層としては、細胞転写層上に形成されるものであり、この細胞転写補助層上に細胞が接着されることとなる。このような細胞転写補助層は、細胞転写補助層上で細胞を培養した後、細胞を転写する際、細胞と一緒に被転写体側に少なくとも一部が一緒に転写される。本発明においては、このような細胞転写補助層が形成されていることにより、より効率よく細胞を被転写体上に転写させることが可能となるのである。このような細胞転写補助層としては、被転写体側に影響を及ぼさないものが選択され、例えばコラーゲン等のポリペプチドや、ヒアルロン酸等の多糖類、ポリ乳酸、ポリグリコール酸、アルギン酸、ポリビニルアルコール、ポリリジン等が挙げられる。また上記細胞転写補助層中には、カルシウムイオンやマグネシウムイオン等の金属イオンが含まれていてもよい。 (Cell transfer auxiliary layer)
The cell transfer auxiliary layer is formed on the cell transfer layer, and the cells are adhered on the cell transfer auxiliary layer. In such a cell transfer auxiliary layer, when cells are cultured on the cell transfer auxiliary layer and then transferred, at least a part of the cell transfer auxiliary layer is transferred together with the cells to the transfer target side. In the present invention, by forming such a cell transfer auxiliary layer, it becomes possible to transfer cells onto the transfer target more efficiently. As such a cell transfer auxiliary layer, a layer that does not affect the transferred body side is selected, for example, a polypeptide such as collagen, a polysaccharide such as hyaluronic acid, polylactic acid, polyglycolic acid, alginic acid, polyvinyl alcohol, Polylysine etc. are mentioned. The cell transfer auxiliary layer may contain metal ions such as calcium ions and magnesium ions.

Ｂ．細胞転写基板
次に本発明の細胞転写基板について説明する。本発明の細胞転写基板は、上述した細胞転写用基板の細胞転写層上に細胞を接着させたものである。本発明の細胞転写基板は、例えば図２（ａ）に示すように、高分子基材１と、その高分子基材１上に形成された中間層２と、その中間層２上に形成された細胞転写層３と、細胞転写層３上に接着した細胞４とを有するものである。 B. Cell Transfer Substrate Next, the cell transfer substrate of the present invention will be described. The cell transfer substrate of the present invention is obtained by adhering cells on the cell transfer layer of the cell transfer substrate described above. The cell transfer substrate of the present invention is formed on a polymer base material 1, an intermediate layer 2 formed on the polymer base material 1, and the intermediate layer 2 as shown in FIG. The cell transfer layer 3 and the cells 4 adhered on the cell transfer layer 3 are provided.

上述した細胞転写用基板には、上記中間層が形成されていることから、上記細胞転写層が均一に形成されている。したがって本発明によれば、この細胞転写層上に、細胞を安定して培養し、均一に接着させることができ、細胞転写層上で培養された細胞を、活性なまま被転写体に直接移植等することが可能な細胞転写基板とすることができる。また本発明によれば、培養された細胞パターンの大きさが非常に小さい場合や、培養された細胞がまばらな状態や小さなコロニーを形成した状態で存在する場合、また血管やリンパ管等の脈管網や神経網等のように、培養された細胞がパターン状とされている場合であっても、生体組織等の上にパターンを維持したまま細胞を移植することが可能となるのである。
以下、本発明に用いられる細胞について説明する。 Since the intermediate layer is formed on the cell transfer substrate described above, the cell transfer layer is uniformly formed. Therefore, according to the present invention, it is possible to stably culture and uniformly adhere cells on the cell transfer layer, and the cells cultured on the cell transfer layer can be directly transplanted to the transfer target while being active. It can be a cell transfer substrate that can be used. Further, according to the present invention, when the size of the cultured cell pattern is very small, or when the cultured cells are present in a sparse state or in a state where small colonies are formed, a pulse such as a blood vessel or a lymph vessel is formed. Even in the case where the cultured cells are in a pattern, such as a tube network or a neural network, the cells can be transplanted while maintaining the pattern on the living tissue or the like.
Hereinafter, the cells used in the present invention will be described.

１．細胞
本発明において、上記細胞転写層上に接着される細胞としては、血球系細胞やリンパ系細胞などの浮遊細胞でもよく、また接着性細胞でもよい。本発明においては、特に接着性を有する細胞であることが好ましい。このような接着性を有する細胞としては、例えば、肝臓の実質細胞である肝細胞、血管内皮細胞、繊維芽細胞、表皮角化細胞などの表皮細胞、気管上皮細胞、消化管上皮細胞、子宮頸部上皮細胞、水晶体上皮細胞などの上皮細胞、乳腺細胞、平滑筋細胞や心筋細胞などの筋細胞、腎細胞、膵ランゲルハンス島細胞、末梢神経細胞や視神経細胞などの神経細胞、軟骨細胞、骨細胞などが挙げられる。またこれらの細胞は、組織や器官から直接採取した初代細胞でもよく、あるいは、それらを何代か継代させたものでもよい。また株化された細胞でもよい。さらにこれら細胞は、未分化細胞であるＥＳ細胞、多分化能を有する多能性幹細胞、単分化能を有する単能性幹細胞、分化が終了した細胞の何れであっても良い。また、細胞は単一種を培養してもよいし二種以上の細胞を共培養したものであってもよい。 1. Cells In the present invention, the cells adhered on the cell transfer layer may be floating cells such as blood cells and lymphoid cells, or may be adhesive cells. In the present invention, a cell having adhesiveness is particularly preferable. Examples of such adhesive cells include liver cells that are liver parenchymal cells, vascular endothelial cells, fibroblasts, epidermal cells such as epidermal keratinocytes, tracheal epithelial cells, gastrointestinal epithelial cells, cervical cervix, etc. Epithelial cells, epithelial cells such as lens epithelial cells, mammary gland cells, muscle cells such as smooth muscle cells and cardiomyocytes, kidney cells, pancreatic Langerhans islet cells, nerve cells such as peripheral and optic nerve cells, chondrocytes, bone cells Etc. In addition, these cells may be primary cells directly collected from tissues or organs, or may be obtained by substituting them for several generations. Moreover, the established cell may be sufficient. Furthermore, these cells may be any of ES cells that are undifferentiated cells, pluripotent stem cells having multipotency, unipotent stem cells having unipotency, and cells that have been differentiated. In addition, the cells may be cultured as a single species or as a coculture of two or more cells.

２．細胞転写基板
本発明の細胞転写基板は、上記高分子基材、中間層、細胞転写層、および細胞を有するものであれば、特に限定されるものではない。本発明の細胞転写基板は、上記細胞転写層上で培養された細胞を、加工のために別の培養基板上に移し変えたり、上記細胞を生体組織上に移植する際に用いられることとなる。 2. Cell Transfer Substrate The cell transfer substrate of the present invention is not particularly limited as long as it has the polymer base material, intermediate layer, cell transfer layer, and cells. The cell transfer substrate of the present invention is used when cells cultured on the cell transfer layer are transferred to another culture substrate for processing, or when the cells are transplanted onto a living tissue. .

なお、本発明は上記実施形態に限定されるものではない。上記実施形態は、例示であり、本発明の特許請求の範囲に記載された技術的思想と実質的に同一な構成を有し、同様な作用効果を奏するものは、いかなるものであっても本発明の技術的範囲に包含される。   The present invention is not limited to the above embodiment. The above-described embodiment is an exemplification, and the present invention has substantially the same configuration as the technical idea described in the claims of the present invention, and any device that exhibits the same function and effect is the present invention. It is included in the technical scope of the invention.

以下に実施例を示し、本発明をさらに具体的に説明する。   The following examples illustrate the present invention more specifically.

［実施例１］
（中間層の形成）
厚さ２５μｍのポリエステルフィルムを用意し、ＣＶＤチャンバー内の真空度を４．０×１０−３Ｐａに減圧し、電極に９０ｋＨｚの周波数を有する電力（投入電力３００Ｗ）を印加した。その後、ヘキサメチルジシロキサン、酸素ガス、ヘリウムガスをそれぞれ所定量投入し、真空度が３０ＭＰａとなるように制御した。これにより、プラズマ気相成長法（ＣＶＤ法）による酸化珪素系薄膜（中間層）が、厚さ約１００ｎｍで形成された。 [Example 1]
(Formation of intermediate layer)
A polyester film having a thickness of 25 μm was prepared, the degree of vacuum in the CVD chamber was reduced to 4.0 × 10 −3 Pa, and electric power having a frequency of 90 kHz (input electric power 300 W) was applied to the electrodes. Thereafter, predetermined amounts of hexamethyldisiloxane, oxygen gas, and helium gas were added, respectively, and the degree of vacuum was controlled to 30 MPa. As a result, a silicon oxide thin film (intermediate layer) by plasma vapor deposition (CVD) was formed with a thickness of about 100 nm.

（細胞転写層の形成）
オルガノシランＴＳＬ８１１４（ＧＥ東芝シリコーン）０．４ｇとフルオロアルキルシランＴＳＬ８２３３（ＧＥ東芝シリコーン）０．４ｇとをイソプロピルアルコール５ｇで希釈し、１５分以上攪拌した。上記溶液に１，３−ブタンジオールを添加し、１５分以上攪拌した。このようにして調製した溶液を上記中間層上にスピンコーティングし、乾燥させて細胞転写層とした。細胞転写層表面の水との接触角の平均値は１０３．１°だった。 (Formation of cell transfer layer)
0.4 g of organosilane TSL8114 (GE Toshiba Silicone) and 0.4 g of fluoroalkylsilane TSL8233 (GE Toshiba Silicone) were diluted with 5 g of isopropyl alcohol and stirred for 15 minutes or more. 1,3-butanediol was added to the above solution and stirred for 15 minutes or more. The solution thus prepared was spin-coated on the intermediate layer and dried to obtain a cell transfer layer. The average value of the contact angle of the cell transfer layer surface with water was 103.1 °.

（露光処理用フォトマスクの作製）
テトラメトキシシランおよびＨＣｌを１２時間以上混合し、これをイソプロピルアルコールで希釈した。このようにして調製した溶液を、幅６０μｍの開口部と幅３００μｍの遮光部とが交互に配置されたラインパターンを有するフォトマスクのクロムパターン面上にスピンコーティングし、その後１５０℃で乾燥させた。
次に、酸化チタンゾル液に硝酸銅を加えた溶液を作製し、上記マスクにスピンコーティングし、１５０℃で乾燥させることにより、透明な光触媒含有層を有する露光処理用フォトマスクを形成した。 (Preparation of photomask for exposure processing)
Tetramethoxysilane and HCl were mixed for 12 hours or more and diluted with isopropyl alcohol. The solution thus prepared was spin-coated on the chrome pattern surface of a photomask having a line pattern in which openings having a width of 60 μm and light-shielding portions having a width of 300 μm were alternately arranged, and then dried at 150 ° C. .
Next, a solution in which copper nitrate was added to a titanium oxide sol solution was prepared, spin-coated on the mask, and dried at 150 ° C., thereby forming a photomask for exposure processing having a transparent photocatalyst-containing layer.

（細胞転写層の露光処理）
上記露光処理用フォトマスクの光触媒含有層面と上記細胞転写層とを対向させ、フォトマスク側から水銀ランプにより１４Ｊ／ｃｍ２の照射量で紫外線照射を行った。これにより、幅６０μｍのライン状の細胞接着領域及び幅３００μｍの細胞接着阻害領域が交互に形成された細胞転写用基板を得た。上記細胞接着領域表面の水との接触角の平均値は２１．７°であった。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
The photocatalyst containing layer surface of the photomask for exposure treatment and the cell transfer layer were opposed to each other, and ultraviolet irradiation was performed from the photomask side with a mercury lamp at an irradiation dose of 14 J / cm 2 . As a result, a cell transfer substrate in which a line-shaped cell adhesion region having a width of 60 μm and a cell adhesion inhibition region having a width of 300 μm were alternately formed was obtained. The average value of the contact angle with water on the surface of the cell adhesion region was 21.7 °.

（細胞培養）
上述した細胞転写用基板を常法によりオートクレーブ滅菌した。細胞はウシ由来の頚動脈内皮細胞を用いた。細胞転写用基板をウェルプレート上に並べ、５％血清を含むＭＥＭ培地を加え、１×１０６ｃｅｌｌｓ／ｗｅｌｌになるように細胞を播種した。これを３７℃で１６時間培養することにより、高い配向性で細胞が幅６０μｍの細胞接着領域上に接着した細胞転写基板とした。 (Cell culture)
The cell transfer substrate described above was autoclaved by a conventional method. The cells used were bovine-derived carotid artery endothelial cells. The cell transfer substrate was placed on a well plate, MEM medium containing 5% serum was added, and the cells were seeded at 1 × 10 6 cells / well. This was cultured at 37 ° C. for 16 hours to obtain a cell transfer substrate in which cells were adhered to a cell adhesion region having a high orientation and a width of 60 μm.

（細胞転写とさらなる培養）
細胞転写のために、ＥＨＳマウス腫瘍細胞から抽出した可溶化基底膜を調製したもの（以下、細胞被転写用機能材料ともいう。）を使用した。上記細胞転写基板の細胞面を、細胞被転写用機能材料に接触させ、その後０．３％血清を含むＭＥＭ培地を加えた。これを３７℃で５．５時間培養した後に、細胞転写基板を剥がし、さらに１２時間細胞被転写用機能材料中で培養した。顕微鏡で観察し、細胞が管腔化していることを確認した。また、転写の前後において所定の領域の基板上の細胞数を計測することにより、細胞が９５％転写したことを確認した。 (Cell transcription and further culture)
For cell transcription, a solubilized basement membrane extracted from EHS mouse tumor cells (hereinafter also referred to as functional material for cell transfer) was used. The cell surface of the cell transfer substrate was brought into contact with a cell transfer functional material, and then a MEM medium containing 0.3% serum was added. After culturing this at 37 ° C. for 5.5 hours, the cell transfer substrate was peeled off and further cultured in a functional material for cell transfer for 12 hours. Observation with a microscope confirmed that the cells were luminalized. Further, by measuring the number of cells on the substrate in a predetermined region before and after the transfer, it was confirmed that the cells were transferred 95%.

［実施例２］
（中間層の形成）
実施例１と同様に、厚さ１５０μｍのポリエステルフィルム上に、膜厚６５ｎｍのメチル基を含む酸価珪素系薄膜（中間層）を形成した。 [Example 2]
(Formation of intermediate layer)
In the same manner as in Example 1, an acid value silicon-based thin film (intermediate layer) containing a methyl group having a film thickness of 65 nm was formed on a polyester film having a thickness of 150 μm.

（細胞転写層の形成）
上記中間層表面を紫外線洗浄した後、その表面にシランカップリング剤ＸＣ９８−Ｂ２４７２（ＧＥ東芝シリコーン）をイソプロピルアルコールで１０倍希釈したコーティング剤をスピンコーティングにより塗布した。続いて、１５０℃で１０分間乾燥させることにより、細胞転写層が形成された細胞転写用基板を得た。上記細胞転写層の水との接触角の平均値は１０１．８°だった。 (Formation of cell transfer layer)
After the surface of the intermediate layer was washed with ultraviolet rays, a coating agent obtained by diluting the silane coupling agent XC98-B2472 (GE Toshiba Silicone) 10 times with isopropyl alcohol was applied to the surface by spin coating. Subsequently, the substrate for cell transfer having the cell transfer layer formed thereon was obtained by drying at 150 ° C. for 10 minutes. The average value of the contact angle of the cell transfer layer with water was 101.8 °.

（露光処理用フォトマスクの作製）
ヒトの眼底血管写真をベースにした血管パターンを開口部とするフォトマスクを作製した。このフォトマスクに実施例１と同様の方法で光触媒含有層を形成した。 (Preparation of photomask for exposure processing)
A photomask having an opening of a blood vessel pattern based on a human fundus blood vessel photograph was prepared. A photocatalyst containing layer was formed on this photomask in the same manner as in Example 1.

（細胞転写層の露光処理）
上記露光処理用フォトマスクの光触媒含有層面と細胞転写層とを対向させ、露光処理用フォトマスク側から水銀ランプにより１３Ｊ／ｃｍ２の照射量で紫外線照射を行った。これにより眼底血管パターン状の細胞接着領域、及びそれ以外の細胞接着阻害領域を有する細胞転写用基板を得た。上記細胞接着領域の水との接触角の平均値は２５．２°だった。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
The photocatalyst containing layer surface of the photomask for exposure processing and the cell transfer layer were opposed to each other, and ultraviolet irradiation was performed from the exposure photomask side with a mercury lamp at a dose of 13 J / cm 2 . Thus, a cell transfer substrate having a cell adhesion region having a fundus vascular pattern and other cell adhesion inhibition regions was obtained. The average value of the contact angle of the cell adhesion region with water was 25.2 °.

（細胞培養）
上記細胞転写用基板を常法によりオートクレーブ滅菌した。細胞はヒト臍帯静脈内皮細胞を用いた。上記細胞転写用基板をウェルプレート上に並べ、２０％ウシ胎児血清と成長因子ＥＣＧＳとヘパリンを加えたＲＰＭＩ培地を加え、１×１０６ｃｅｌｌｓ／ｗｅｌｌになるように細胞を播種した。これを３７℃で１６時間培養することにより、高い配向性で細胞が６０μｍの細胞接着領域上に接着した細胞転写基板とした。 (Cell culture)
The cell transfer substrate was autoclaved by a conventional method. Human umbilical vein endothelial cells were used as the cells. The cell transfer substrate was arranged on a well plate, RPMI medium supplemented with 20% fetal bovine serum, growth factor ECGS, and heparin was added, and the cells were seeded at 1 × 10 6 cells / well. This was cultured at 37 ° C. for 16 hours to obtain a cell transfer substrate in which cells were adhered to a cell adhesion region of 60 μm with high orientation.

（細胞転写とさらなる培養）
実施例１と同様に、細胞を細胞被転写用機能材料上に転写し、細胞が管腔したことを確認した。また、細胞転写用基板の所定の領域に存在していた細胞数と細胞被転写用機能材料上の所定の領域の細胞数を計測したところ、細胞転写率は、１００％であった。 (Cell transcription and further culture)
As in Example 1, the cells were transferred onto the cell transfer functional material, and it was confirmed that the cells were lumens. Further, when the number of cells existing in a predetermined region of the cell transfer substrate and the number of cells in the predetermined region on the cell transfer functional material were measured, the cell transfer rate was 100%.

［実施例３］
（中間層の形成）
直径約２０ｍｍの未処理ポリスチレン（ＰＳ）シートを用意し、実施例１と同様の方法で中間層を形成した。これを酸素プラズマ処理し、フィルム表面にシラノール基を生成した。 [Example 3]
(Formation of intermediate layer)
An untreated polystyrene (PS) sheet having a diameter of about 20 mm was prepared, and an intermediate layer was formed in the same manner as in Example 1. This was subjected to oxygen plasma treatment to generate silanol groups on the film surface.

（細胞転写層の形成）
上記処理済ＰＳシートを、すばやくγ−メタクリロキシプロピルトリメトキシシラン（ＧＥ東芝シリコーン）のトルエン溶液（濃度３％）に２時間浸漬した。その後トルエンで洗浄し窒素ガスで乾燥した。続いてＰＳシートを３５ｍｍディッシュの中に配置し、Ｎ−イソプロピルアクリルアミドをイソプロピルアルコールで５５％に希釈した溶液を上記ＰＳシート上に展開した。このＰＳシートに対して電子線を照射し、さらに水洗することにより、中間層上にポリ（Ｎ−イソプロピルアクリルアミド）層からなる細胞転写層が形成された。 (Formation of cell transfer layer)
The treated PS sheet was quickly immersed in a toluene solution (concentration 3%) of γ-methacryloxypropyltrimethoxysilane (GE Toshiba Silicone) for 2 hours. Thereafter, it was washed with toluene and dried with nitrogen gas. Subsequently, the PS sheet was placed in a 35 mm dish, and a solution in which N-isopropylacrylamide was diluted to 55% with isopropyl alcohol was developed on the PS sheet. By irradiating the PS sheet with an electron beam and further washing with water, a cell transfer layer composed of a poly (N-isopropylacrylamide) layer was formed on the intermediate layer.

（細胞転写層の露光処理）
実施例１とネガポジ反転したパターンを有する通常のフォトマスクを用い、上記細胞転写層に真空紫外線を３０分間照射し、照射部のポリ（Ｎ−イソプロピルアクリルアミド）を酸化分解により除去し、細胞転写用基板とした。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
Using a normal photomask having a negative-positive pattern reversed from that in Example 1, the cell transfer layer was irradiated with vacuum ultraviolet rays for 30 minutes, and poly (N-isopropylacrylamide) in the irradiated portion was removed by oxidative degradation, and for cell transfer A substrate was used.

（細胞培養）
細胞転写用基板を常法によりエチレンオキサイドガス滅菌した。その後、実施例１と同様の条件で細胞転写用基板上に細胞を培養し、ウシ血管内皮パターンが形成された細胞転写基板とした。 (Cell culture)
The cell transfer substrate was sterilized with ethylene oxide gas by a conventional method. Thereafter, cells were cultured on the cell transfer substrate under the same conditions as in Example 1 to obtain a cell transfer substrate on which a bovine vascular endothelial pattern was formed.

（細胞転写とさらなる培養）
マウス骨芽細胞様細胞(MC3T3E1)を１０ｃｍディッシュに播種し、コンフルエントになったのを確認した後さらに２日以上インキュベートし、細胞外基質産生を促した。上記ウシ血管内皮パターンが形成された細胞転写基板を上記骨芽細胞シート上に、細胞が相対するように静かに配置し、その後、培地を静かにディッシュ内に注いだ。この状態を２５℃で４０分間維持した。その後、血管内皮パターンが骨芽細胞シートと細胞転写用基板にサンドイッチされた状態のまま、ディッシュを３７℃のＣＯ２インキュベータ内に戻し共培養を２４時間実施した後に、基板のみを剥がしてさらに２４時間培養した。顕微鏡で観察を行うと、骨芽細胞様細胞層上に内皮細胞がパターン状に配置され且つ管腔状になっていることが確認できた。また、細胞転写の前後において細胞転写用基板の所定の領域に存在する細胞数を数えることにより、細胞が８５％転写したことを確認した。 (Cell transcription and further culture)
Mouse osteoblast-like cells (MC3T3E1) were seeded in a 10 cm dish and confirmed to be confluent, and further incubated for 2 days or more to promote extracellular matrix production. The cell transfer substrate on which the bovine vascular endothelial pattern was formed was gently placed on the osteoblast sheet so that the cells face each other, and then the medium was gently poured into the dish. This state was maintained at 25 ° C. for 40 minutes. Thereafter, with the vascular endothelial pattern sandwiched between the osteoblast sheet and the cell transfer substrate, the dish was returned to a 37 ° C. CO 2 incubator and co-cultured for 24 hours. Incubate for hours. When observed with a microscope, it was confirmed that the endothelial cells were arranged in a pattern on the osteoblast-like cell layer and were in a luminal shape. In addition, by counting the number of cells present in a predetermined region of the cell transfer substrate before and after cell transfer, it was confirmed that 85% of the cells were transferred.

［実施例４］
（中間層の形成）
平均１μｍの孔が開いている多孔質ポリエステルシートを酸素プラズマ装置に入れ５×１０−５Ｐａに減圧した。酸素圧を５Ｐａに調整し１０分間酸素プラズマ処理した。この処理済多孔質ポリエステルシートに、実施例１と同様に厚さ１０ｎｍのメチル基を含む酸価珪素系薄膜（中間層）を形成した。 [Example 4]
(Formation of intermediate layer)
A porous polyester sheet having pores with an average of 1 μm was placed in an oxygen plasma apparatus and the pressure was reduced to 5 × 10 −5 Pa. The oxygen pressure was adjusted to 5 Pa and oxygen plasma treatment was performed for 10 minutes. An acid value silicon-based thin film (intermediate layer) containing a methyl group having a thickness of 10 nm was formed on the treated porous polyester sheet in the same manner as in Example 1.

（細胞転写層の形成）
上記中間層を酸素プラズマ処理し、その後速やかに、ヘプタデカフルオロ−１，１，２，２−テトラヒドロデシル−１−トリメトキシシラン（信越化学）０．２ｃｃを含むテフロン（登録商標）容器（容積６５ｃｍ３）に入れ、容器を密閉し１００℃のオーブン内で５時間保持して細胞転写層を形成した。 (Formation of cell transfer layer)
The intermediate layer was treated with oxygen plasma, and immediately thereafter, a Teflon (registered trademark) container (volume) containing 0.2 cc of heptadecafluoro-1,1,2,2-tetrahydrodecyl-1-trimethoxysilane (Shin-Etsu Chemical) 65 cm 3 ), the container was sealed and kept in an oven at 100 ° C. for 5 hours to form a cell transfer layer.

（細胞転写層の露光処理）
実施例１と同じ露光処理用フォトマスクを用い、露光処理用フォトマスク側から水銀ランプを用いて１４Ｊ／ｃｍ２の照射量で紫外線照射を行った。これにより、幅６０μｍのライン状の細胞接着領域、及び幅３００μｍの細胞接着阻害領域が交互に形成された細胞転写用基板を得た。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
The same exposure photomask as in Example 1 was used, and ultraviolet irradiation was performed from the exposure photomask side using a mercury lamp at a dose of 14 J / cm 2 . As a result, a cell transfer substrate in which a line-shaped cell adhesion region having a width of 60 μm and a cell adhesion inhibition region having a width of 300 μm were alternately formed was obtained.

（細胞培養、および細胞転写とさらなる培養）
実施例１と同様に、上記細胞転写用基板上に細胞を接着させて培養し、細胞被転写用機能材料上に転写した。これにより、細胞が管腔したことを確認した。また、基板の所定の領域の細胞数を計測することで、細胞転写率が９０％であることを確認した。 (Cell culture and cell transcription and further culture)
In the same manner as in Example 1, cells were adhered to the cell transfer substrate, cultured, and transferred onto the cell transfer functional material. This confirmed that the cells were lumened. Further, by measuring the number of cells in a predetermined region of the substrate, it was confirmed that the cell transcription rate was 90%.

［実施例５］
（中間層の形成）
厚さ１５μｍのポリ乳酸フィルムを用い、実施例１と同様の方法により中間層を形成した。 [Example 5]
(Formation of intermediate layer)
An intermediate layer was formed in the same manner as in Example 1 using a polylactic acid film having a thickness of 15 μm.

（細胞転写層の形成）
上記中間層表面をＵＶ洗浄した。次いで、シランカップリング剤ＸＣ９８−Ｂ２４７２（ＧＥ東芝シリコーン）をイソプロピルアルコールで１０倍希釈し、ここに１，３−ブタンジオールを濃度１０％となるように添加し、攪拌した。このコーティング液をスピンコート法により塗布し、５５℃で２４時間乾燥させた。その後、よく水洗し乾燥させて細胞転写層とした。この細胞転写層の水との接触角の平均値は１０４．７°であった。 (Formation of cell transfer layer)
The intermediate layer surface was UV cleaned. Next, silane coupling agent XC98-B2472 (GE Toshiba Silicone) was diluted 10-fold with isopropyl alcohol, and 1,3-butanediol was added thereto so as to have a concentration of 10%, followed by stirring. This coating solution was applied by a spin coating method and dried at 55 ° C. for 24 hours. Thereafter, it was washed thoroughly with water and dried to obtain a cell transfer layer. The average value of the contact angle of this cell transfer layer with water was 104.7 °.

（細胞転写層の露光処理）
実施例１と同じ露光処理用フォトマスクを用い、露光処理用フォトマスク側から水銀ランプを用いて１４Ｊ／ｃｍ２の照射量で紫外線照射を行った。これにより、幅６０μｍのライン状の細胞接着領域及び幅３００μｍの細胞接着阻害領域が交互に形成された細胞転写用基板を得た。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
The same exposure photomask as in Example 1 was used, and ultraviolet irradiation was performed from the exposure photomask side using a mercury lamp at a dose of 14 J / cm 2 . As a result, a cell transfer substrate in which a line-shaped cell adhesion region having a width of 60 μm and a cell adhesion inhibition region having a width of 300 μm were alternately formed was obtained.

（細胞培養）
上記細胞転写用基板を７０％エタノールで滅菌した後、実施例１と同様に細胞を培養し、細胞接着領域上に予めＰＫＨ２６（アルドリッチ）で蛍光染色した血管内皮細胞を接着させ、細胞転写基板とした。 (Cell culture)
After sterilizing the cell transfer substrate with 70% ethanol, the cells are cultured in the same manner as in Example 1, and vascular endothelial cells previously fluorescently stained with PKH26 (Aldrich) are adhered onto the cell adhesion region. did.

（細胞転写とさらなる培養）
滅菌処理下で、ヌードマウス（日齢５、オス）より、背部の皮膚、腹膜及び肝臓をそれぞれ摘出し、３５ｍｍ培養ディッシュに入れ、皮膚は皮下組織、肝臓は漿膜を剥離した。これらの摘出組織に、血管内皮細胞が接着している上記細胞転写基板を乗せた。その培養ディッシュに３ｍｌの培養液（５％ウシ胎児血清含有ＭＥＭ培地）をいれ、４８時間培養した。その後、ピンセットで細胞転写基板を除去したところ、内皮細胞は摘出組織上に保持された。組織切片を顕微鏡観察したところ、摘出組織上に血管内皮パターンが形成されていることが確認された。また、転写前の細胞転写基板の所定の領域に存在する細胞数と、転写後の所定の領域に残存する細胞数を計測することで、９５％の細胞が転写したことを確認した。 (Cell transcription and further culture)
Under sterilization treatment, the skin, peritoneum and liver at the back were removed from nude mice (5 days old, male) and placed in a 35 mm culture dish. The skin was subcutaneous tissue and the liver was the serosa. The above-mentioned cell transfer substrate to which vascular endothelial cells are adhered was placed on these excised tissues. 3 ml of the culture solution (MEM medium containing 5% fetal bovine serum) was placed in the culture dish and cultured for 48 hours. Thereafter, when the cell transfer substrate was removed with tweezers, the endothelial cells were retained on the excised tissue. When the tissue section was observed with a microscope, it was confirmed that a vascular endothelial pattern was formed on the excised tissue. Moreover, it was confirmed that 95% of the cells were transferred by measuring the number of cells existing in a predetermined region of the cell transfer substrate before transfer and the number of cells remaining in the predetermined region after transfer.

［実施例６］
（微細凹凸中間層の形成）
直径２３ｍｍのポリエステルシートをＵＶ洗浄した。次に、ポリジアリルジメチルアンモニウムクロライド（アルドリッチ）の０．２％溶液（０．２Ｍ塩化ナトリウム含有）に浸漬し水洗することによって、ポリエステルシート上にカチオン性ポリマーの吸着層を形成した。次いでスフェリカスラリーＳ１２０（触媒化成工業）に上記ＰＥＴシートを浸漬し、水洗することによって、シリカ粒子吸着層からなる中間層を形成した。 [Example 6]
(Formation of fine uneven intermediate layer)
A polyester sheet having a diameter of 23 mm was UV cleaned. Next, an adsorption layer of a cationic polymer was formed on the polyester sheet by immersing in a 0.2% solution (containing 0.2 M sodium chloride) of polydiallyldimethylammonium chloride (Aldrich) and washing with water. Subsequently, the said PET sheet was immersed in Spherica slurry S120 (catalyst chemical industry), and the intermediate layer which consists of a silica particle adsorption layer was formed by washing with water.

（細胞転写層の形成）
シランカップリング剤ＸＣ９８−Ｂ２４７２（ＧＥ東芝シリコーン）をイソプロピルアルコールで１０倍希釈したコーティング液を上記中間層上にスピンコート法により塗布し、１５０℃で１５時間乾燥させて細胞転写層とした。この細胞転写層の水との接触角の平均値は１３７．２°であった。 (Formation of cell transfer layer)
A coating solution obtained by diluting a silane coupling agent XC98-B2472 (GE Toshiba Silicone) 10-fold with isopropyl alcohol was applied on the intermediate layer by a spin coating method and dried at 150 ° C. for 15 hours to obtain a cell transfer layer. The average value of the contact angle of this cell transfer layer with water was 137.2 °.

（細胞転写層の露光処理）
実施例１と同じ露光処理用フォトマスクを用い、露光処理用フォトマスク側から水銀ランプを用いて１２Ｊ／ｃｍ２の照射量で紫外線照射を行った。これにより、幅６０μｍのライン状の細胞接着領域及び幅３００μｍの細胞接着阻害領域が交互に形成された細胞転写用基板を得た。細胞接着領域の水との接触角の平均値は２０．０°であった。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
The same exposure photomask as in Example 1 was used, and ultraviolet irradiation was performed at a dose of 12 J / cm 2 using a mercury lamp from the exposure photomask side. As a result, a cell transfer substrate in which a line-shaped cell adhesion region having a width of 60 μm and a cell adhesion inhibition region having a width of 300 μm were alternately formed was obtained. The average value of the contact angle of the cell adhesion region with water was 20.0 °.

（細胞培養、および細胞転写とさらなる培養）
実施例１と同様に、上記細胞転写用基板上に細胞を接着させて細胞転写基板とし、この細胞転写基板上の細胞を細胞被転写用機能材料上に転写した。これにより、細胞が細胞被転写用機能材料内で管腔したことを確認した。また、細胞転写の前後において所定の領域の細胞数を計測し、細胞転写率が９２％であることを確認した。 (Cell culture and cell transcription and further culture)
In the same manner as in Example 1, cells were adhered to the cell transfer substrate to form a cell transfer substrate, and the cells on the cell transfer substrate were transferred onto the cell transfer functional material. As a result, it was confirmed that the cells were lumened in the functional material for cell transfer. In addition, the number of cells in a predetermined region was measured before and after cell transcription, and it was confirmed that the cell transcription rate was 92%.

［実施例７］
（中間層の形成および細胞転写層の形成）
実施例１と同様に中間層を形成した後、実施例６と同様に、細胞転写層を形成した。この細胞転写層の水との接触角の平均値は１０２．２°であった。 [Example 7]
(Formation of intermediate layer and formation of cell transfer layer)
After forming an intermediate layer in the same manner as in Example 1, a cell transfer layer was formed in the same manner as in Example 6. The average value of the contact angle of this cell transfer layer with water was 102.2 °.

（露光処理用フォトマスクの作製）
実施例１と同様の手順により、遮光部中に直径１８ｍｍの円状の開口部が２０ｍｍ間隔で多数配置されたドットパターンを有する透明な光触媒含有層を有する露光処理用フォトマスクを形成した。 (Preparation of photomask for exposure processing)
By the same procedure as in Example 1, an exposure processing photomask having a transparent photocatalyst-containing layer having a dot pattern in which a large number of circular openings having a diameter of 18 mm were arranged at intervals of 20 mm in the light shielding portion was formed.

（細胞転写層の露光処理）
上記露光処理用フォトマスクの光触媒含有層面と、上記細胞転写層とを対向させ、露光処理用フォトマスク側から水銀ランプを用いて４Ｊ／ｃｍ２の照射量で紫外線照射を行い、直径１８ｍｍの円状の細胞接着領域と、その周囲に細胞接着領域が形成された細胞転写用基板を得た。この細胞接着領域の水との接触角の平均値は４９．６°であった。
次いで、細胞転写用基板を７．５ｃｍ角に切り取った。この際、切り取られた細胞転写用基板には、細胞接着領域が４箇所含まれるものとした。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
The photocatalyst-containing layer surface of the photomask for exposure processing and the cell transfer layer are opposed to each other, and UV irradiation is performed from the side of the photomask for exposure processing using a mercury lamp at a dose of 4 J / cm 2 , and a circle having a diameter of 18 mm. A cell transfer substrate in which a cell adhesion region and a cell adhesion region formed around the cell adhesion region were obtained. The average value of the contact angle of this cell adhesion region with water was 49.6 °.
Next, the cell transfer substrate was cut into a 7.5 cm square. At this time, the cell transfer substrate that was cut out included four cell adhesion regions.

（細胞培養）
細胞転写用基板を定法によりオートクレーブ滅菌した。細胞は、ウシ由来の頚動脈内皮細胞を用いた。上記細胞転写用基板を角型のディッシュに配置し、５％血清を含むＭＥＭ培地を加え、１×１０６ｃｅｌｌｓ／ｗｅｌｌとなるように細胞を播種した。これを３７℃で１６時間培養することにより、円形の細胞接着領域にのみ内皮細胞をコンフルエントに接着させて細胞転写基板とした。 (Cell culture)
The cell transfer substrate was sterilized by autoclave by a conventional method. The cells used were bovine-derived carotid artery endothelial cells. The cell transfer substrate was placed in a square dish, a MEM medium containing 5% serum was added, and the cells were seeded so as to be 1 × 10 6 cells / well. By culturing this at 37 ° C. for 16 hours, endothelial cells were confluently adhered only to the circular cell adhesion region to obtain a cell transfer substrate.

（細胞転写とさらなる培養）
細胞転写のために、ＥＨＳマウス腫瘍細胞から抽出した可溶化基底膜を調製したもの（以下、細胞被転写用機能材料ともいう。）を使用した。上記細胞転写基板の細胞面を、細胞被転写用機能材料に接触させ、その後０．３％血清を含むＭＥＭ培地を加えた。これを３７℃で５．５時間培養した後に、細胞転写基板を剥がし、さらに２４時間細胞被転写用機能材料中で培養した。培養中、血管内皮細胞は、一部再配列し、管腔を形成した。また、細胞転写前後において、所定の領域の細胞数を計測することにより、細胞が８０％転写したことを確認した。 (Cell transcription and further culture)
For cell transcription, a solubilized basement membrane extracted from EHS mouse tumor cells (hereinafter also referred to as functional material for cell transfer) was used. The cell surface of the cell transfer substrate was brought into contact with a cell transfer functional material, and then a MEM medium containing 0.3% serum was added. After culturing this at 37 ° C. for 5.5 hours, the cell transfer substrate was peeled off, and further cultured in a functional material for cell transfer for 24 hours. During culture, vascular endothelial cells partially rearranged to form lumens. In addition, by measuring the number of cells in a predetermined region before and after cell transfer, it was confirmed that 80% of the cells were transferred.

［実施例８］
（細胞転写層の形成）
（第一段階目の反応）
実施例１で作製した、厚さ２５μｍのポリエステルに酸化珪素系薄膜（中間層）が厚さ１００ｎｍで形成された中間層付き基材の中間層表面をＵＶ洗浄した。トルエン３９．０ｇ、シランカップリング剤ＴＳＬ８３５０（ＧＥ東芝シリコーン製）１３．５ｇを混合し、攪拌しながらトリエチルアミンを４５０μｌ添加した。そのまま室温で数分間攪拌した後、全量をガラス皿へ移した。ここに上記ＵＶ洗浄済み中間層付き基材を浸漬し、室温で１６時間放置した。その後、中間層付き基材をエタノールと水で洗浄し、乾燥させた。これにより、中間層表面にエポキシ基を含む薄膜が形成された。 [Example 8]
(Formation of cell transfer layer)
(First stage reaction)
The surface of the intermediate layer of the base material with an intermediate layer formed in Example 1 and having a silicon oxide thin film (intermediate layer) formed at a thickness of 100 nm on the 25 μm thick polyester was subjected to UV cleaning. 39.0 g of toluene and 13.5 g of silane coupling agent TSL8350 (manufactured by GE Toshiba Silicone) were mixed, and 450 μl of triethylamine was added while stirring. After stirring at room temperature for several minutes, the whole amount was transferred to a glass dish. The substrate with UV-washed intermediate layer was immersed therein and allowed to stand at room temperature for 16 hours. Thereafter, the substrate with the intermediate layer was washed with ethanol and water and dried. Thereby, the thin film containing an epoxy group was formed in the intermediate | middle layer surface.

（第二段階目の反応）
５０ｇのテトラエチレングリコールを攪拌しながら２５０μｌの濃硫酸を一滴ずつ添加した。そのまま数分間攪拌してから、全量をガラス皿に移した。ここに上記中間層付き基材を浸漬し、８０℃で３０分間反応させた。反応後、上記中間層付き基材をよく水洗し、乾燥させた。これにより、中間層表面に、細胞転写層としての均一な親水性薄膜が形成された。 (Second stage reaction)
While stirring 50 g of tetraethylene glycol, 250 μl of concentrated sulfuric acid was added dropwise. After stirring for several minutes, the whole amount was transferred to a glass dish. The said base material with an intermediate | middle layer was immersed here, and it was made to react at 80 degreeC for 30 minutes. After the reaction, the substrate with the intermediate layer was washed thoroughly with water and dried. As a result, a uniform hydrophilic thin film as a cell transfer layer was formed on the surface of the intermediate layer.

（細胞転写層の露光処理）
実施例１と同様にして、１０Ｊ／ｃｍ２の照射量で紫外線照射を行った。これにより、幅６０μｍのライン状の細胞接着領域及び幅３００μｍの細胞接着阻害領域が交互に形成された細胞転写用基板を得た。上記細胞接着領域表面の水との接触角の平均値は１５．８°であった。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
In the same manner as in Example 1, ultraviolet irradiation was performed with a dose of 10 J / cm 2 . As a result, a cell transfer substrate in which a line-shaped cell adhesion region having a width of 60 μm and a cell adhesion inhibition region having a width of 300 μm were alternately formed was obtained. The average value of the contact angle of the cell adhesion region surface with water was 15.8 °.

（細胞培養）
上記細胞転写用基板を常法によりオートクレーブ滅菌した。細胞はヒト臍帯静脈内皮細胞（ＨＵＶＥＣ、クラボウ）を用いた。上記細胞転写用基板をウェルプレートに並べ、正常ヒト血管内皮細胞用低血清培地であるＨｕＭｅｄｉａ−ＥＧ２（クラボウ）を加え、１×１０６ｃｅｌｌｓ／ｗｅｌｌになるように細胞を播種した。これを３７℃、５％ＣＯ２濃度のインキュベータ内で４６時間培養することにより、細胞接着領域にのみＨＵＶＥＣをコンフルエントな状態で接着させて細胞転写基板とした。 (Cell culture)
The cell transfer substrate was autoclaved by a conventional method. As the cells, human umbilical vein endothelial cells (HUVEC, Kurabo Industries) were used. The above-mentioned substrate for cell transfer was arranged in a well plate, and HuMedia-EG2 (Kurabo), which is a low serum medium for normal human vascular endothelial cells, was added, and the cells were seeded at 1 × 10 6 cells / well. This was cultured for 46 hours in an incubator at 37 ° C. and 5% CO 2 , so that HUVEC was adhered in a confluent state only to the cell adhesion region to obtain a cell transfer substrate.

（細胞転写とさらなる培養）
上記細胞転写基板と成長因子低減マトリゲル（ベクトン・ディッキンソン）とを、細胞面がマトリゲルと対面するように接触させ、数分保持した。その後、ＨｕＭｅｄｉａ−ＥＧ２を培養容器に入れ、３７℃、５％ＣＯ２濃度のインキュベータ内で２時間培養した。位相差顕微鏡で観察したところ、ＨＵＶＥＣが形態変化しチューブ状になっていることを確認した。その後、細胞転写用基板のみを剥がしたところ、細胞転写用基板は簡単に剥がすことができ、ＨＵＶＥＣは、マトリゲル上に保持された。位相差顕微鏡で観察したところ、ＨＵＶＥＣのチューブ状の形態にほとんど乱れがなかったことを確認した。また転写の前後において所定の領域の基板上の細胞数を計測することにより、細胞がほぼ１００％マトリゲルに転写されていることを確認した。 (Cell transcription and further culture)
The cell transfer substrate and growth factor-reduced Matrigel (Becton Dickinson) were brought into contact with each other so that the cell surface faced Matrigel, and held for several minutes. Thereafter, HuMedia-EG2 was placed in a culture vessel and cultured for 2 hours in an incubator at 37 ° C. and 5% CO 2 concentration. When observed with a phase-contrast microscope, it was confirmed that the HUVEC changed in shape and became a tube. Thereafter, when only the cell transfer substrate was peeled off, the cell transfer substrate could be easily peeled off, and HUVEC was retained on Matrigel. When observed with a phase-contrast microscope, it was confirmed that there was almost no disturbance in the tubular form of HUVEC. Further, by measuring the number of cells on the substrate in a predetermined region before and after the transfer, it was confirmed that the cells were transferred to almost 100% Matrigel.

［実施例９］
（細胞転写層の形成）
（第一段階目の反応）
実施例２で作製した、厚さ１５０μｍのポリエステルに酸化珪素系薄膜（中間層）が厚さ６５ｎｍで形成された中間層付き基材の中間層表面をＵＶ洗浄した。トルエン３９．０ｇ、シランカップリング剤ＴＳＬ８３５０（ＧＥ東芝シリコーン製）１３．５ｇを混合し、攪拌しながらトリエチルアミンを４５０μｌ添加した。そのまま室温で数分間攪拌した後、全量をガラス皿へ移した。ここにＵＶ洗浄済み上記中間層付き基材を浸漬し、室温で１６時間放置した。その後、上記中間層付き基材をエタノールと水で洗浄し、乾燥させた。これにより、中間層表面にエポキシ基を含む薄膜が形成された。 [Example 9]
(Formation of cell transfer layer)
(First stage reaction)
The surface of the intermediate layer of the base material with an intermediate layer formed in Example 2 in which a silicon oxide thin film (intermediate layer) was formed to a thickness of 65 nm on a polyester having a thickness of 150 μm was subjected to UV cleaning. 39.0 g of toluene and 13.5 g of silane coupling agent TSL8350 (manufactured by GE Toshiba Silicone) were mixed, and 450 μl of triethylamine was added while stirring. After stirring at room temperature for several minutes, the whole amount was transferred to a glass dish. The substrate with UV-washed intermediate layer was immersed therein and allowed to stand at room temperature for 16 hours. Thereafter, the substrate with the intermediate layer was washed with ethanol and water and dried. Thereby, the thin film containing an epoxy group was formed in the intermediate | middle layer surface.

（第二段階目の反応）
５０ｇの平均分子量４００のポリエチレングリコール（ＰＥＧ４００）を攪拌しながら２５μｌの濃硫酸を一滴ずつ添加した。そのまま数分間攪拌してから、全量をガラス皿に移した。ここに上記中間層付き基材を浸漬し、８０℃で２０分間反応させた。反応後、上記中間層付き基材をよく水洗し、乾燥させた。これにより、中間層表面に、細胞転写層としての均一な親水性薄膜が形成された。 (Second stage reaction)
While stirring 50 g of polyethylene glycol (PEG 400) having an average molecular weight of 400, 25 μl of concentrated sulfuric acid was added dropwise. After stirring for several minutes, the whole amount was transferred to a glass dish. The said base material with an intermediate | middle layer was immersed here, and it was made to react at 80 degreeC for 20 minutes. After the reaction, the substrate with the intermediate layer was washed thoroughly with water and dried. As a result, a uniform hydrophilic thin film as a cell transfer layer was formed on the surface of the intermediate layer.

（細胞転写層の露光処理）
実施例１と同様にして、１０Ｊ／ｃｍ２の照射量で紫外線照射を行った。これにより、幅６０μｍのライン状の細胞接着領域及び幅３００μｍの細胞接着阻害領域が交互に形成された細胞転写用基板を得た。上記細胞接着領域表面の水との接触角の平均値は１７．２°であった。 (Exposure treatment of cell transfer layer)
In the same manner as in Example 1, ultraviolet irradiation was performed with a dose of 10 J / cm 2 . As a result, a cell transfer substrate in which a line-shaped cell adhesion region having a width of 60 μm and a cell adhesion inhibition region having a width of 300 μm were alternately formed was obtained. The average value of the contact angle with water on the surface of the cell adhesion region was 17.2 °.

（細胞培養）
上述した細胞転写用基板を常法によりオートクレーブ滅菌した。実施例８と同様にして、ウェルプレートにＨｕＭｅｄｉａ−ＥＧ２（クラボウ）を加え、１×１０６ｃｅｌｌｓ／ｗｅｌｌになるようヒト臍帯静脈内皮細胞（ＨＵＶＥＣ、クラボウ）を播種した。これを３７℃、５％ＣＯ２濃度のインキュベータ内で４６時間培養することにより、細胞接着領域にのみＨＵＶＥＣをコンフルエントな状態で接着させて細胞転写基板とした。 (Cell culture)
The cell transfer substrate described above was autoclaved by a conventional method. In the same manner as in Example 8, HuMedia-EG2 (Kurabo) was added to the well plate, and human umbilical vein endothelial cells (HUVEC, Kurabo Industries) were seeded so as to be 1 × 10 6 cells / well. This was cultured for 46 hours in an incubator at 37 ° C. and 5% CO 2 , so that HUVEC was adhered in a confluent state only to the cell adhesion region to obtain a cell transfer substrate.

（細胞転写とさらなる培養）
上記細胞転写基板と、成長因子低減マトリゲル（ベクトン・ディッキンソン）とを、細胞面がマトリゲルと対面するように接触させ、その後、ＨｕＭｅｄｉａ−ＥＧ２を培養容器に入れ、３７℃、５％ＣＯ２濃度のインキュベータ内で２時間培養した。位相差顕微鏡で観察したところ、ＨＵＶＥＣが形態変化しチューブ状になっていることを確認した。その後、細胞転写用基板のみを剥がしたところ、細胞転写用基板は簡単に剥がすことができ、ＨＵＶＥＣは、マトリゲル上に保持された。位相差顕微鏡で観察したところ、ＨＵＶＥＣのチューブ状の形態にほとんど乱れがなかったことを確認した。また転写の前後において所定の領域の基板上の細胞数を計測することにより、細胞がほぼ１００％マトリゲルに転写されていることを確認した。 (Cell transcription and further culture)
The cell transfer substrate and the growth factor-reduced Matrigel (Becton Dickinson) are brought into contact with each other so that the cell surface faces Matrigel, and then HuMedia-EG2 is placed in a culture vessel, at 37 ° C. and 5% CO 2 concentration. The cells were cultured for 2 hours in an incubator. When observed with a phase-contrast microscope, it was confirmed that the HUVEC changed in shape and became a tube. Thereafter, when only the cell transfer substrate was peeled off, the cell transfer substrate could be easily peeled off, and HUVEC was retained on Matrigel. When observed with a phase-contrast microscope, it was confirmed that there was almost no disturbance in the tubular form of HUVEC. Further, by measuring the number of cells on the substrate in a predetermined region before and after the transfer, it was confirmed that the cells were transferred to almost 100% Matrigel.

［実施例１０］
（線維芽細胞の培養）
マウス胚の線維芽細胞ＢＡＬＢ／３Ｔ３クローンＡ３１を、１０％ウシ胎児血清を含むＤＭＥＭ培地を加えた６ｃｍディッシュで培養した。１００％コンフルエントになったのを確認した後さらに２４時間培養を続けた。 [Example 10]
(Fibroblast culture)
Mouse embryo fibroblast BALB / 3T3 clone A31 was cultured in a 6 cm dish supplemented with DMEM medium containing 10% fetal bovine serum. After confirming that the cells were 100% confluent, the culture was further continued for 24 hours.

（ウシ血管内皮細胞の蛍光染色）
ウシ血管内皮細胞（ｂＥＣ）を蛍光色素ＰＫＨ２６（アルドリッチ製）を使って蛍光染色した。染色方法はメーカーのプロトコルシートに則って行った。 (Fluorescent staining of bovine vascular endothelial cells)
Bovine vascular endothelial cells (bEC) were fluorescently stained using the fluorescent dye PKH26 (Aldrich). The staining method was performed according to the manufacturer's protocol sheet.

（蛍光染色したｂＥＣのパターン培養）
実施例８で作製した細胞転写用基板に、５％ウシ胎児血清を含むＭＥＭ培地を加え、蛍光染色したｂＥＣを播種し、これをインキュベータ（３７℃、５％ＣＯ２）内で４８時間パターン培養して細胞転写基板とした。位相差顕微鏡観察により細胞パターンが良好であることを確認した。また、蛍光顕微鏡観察により、ｂＥＣが良く染まっていることを確認した。 (Pattern culture of fluorescently stained bEC)
MEM medium containing 5% fetal bovine serum is added to the cell transfer substrate prepared in Example 8, and bEC stained with fluorescence is seeded. This is subjected to pattern culture for 48 hours in an incubator (37 ° C., 5% CO 2 ). Thus, a cell transfer substrate was obtained. The cell pattern was confirmed to be good by observation with a phase contrast microscope. Moreover, it was confirmed that bEC was well dyed by observation with a fluorescence microscope.

（細胞転写とさらなる培養）
上記線維芽細胞を培養しているディッシュから培地を吸引除去し、上記蛍光染色ｂＥＣをパターン培養した上記細胞転写基板を、線維芽細胞シートとパターン培養されたｂＥＣが相対するように配置し、ディッシュの蓋をし、インキュベータ内で１０分間保持した。その後、ディッシュ内に、０．３％ウシ血清含有ＭＥＭ培地を基板を動かさないよう注意して加え、さらにインキュベータ内で６時間培養した。蛍光顕微鏡観察により、ｂＥＣパターンの幅が５０％程度細くなっていることを確認した。また、細胞転写用基板を注意深く剥離したところ、細胞培養用基板にはｂＥＣは残っておらず、ｂＥＣパターンは線維芽細胞シート上に転写されたことを顕微鏡観察により確認した。 (Cell transcription and further culture)
The medium is aspirated and removed from the dish in which the fibroblasts are cultured, and the cell transfer substrate on which the fluorescence-stained bEC is subjected to pattern culture is placed so that the fibroblast sheet and the pattern-cultured bEC are opposed to each other. And covered for 10 minutes in an incubator. Thereafter, MEM medium containing 0.3% bovine serum was carefully added to the dish so as not to move the substrate, and further cultured in an incubator for 6 hours. It was confirmed by observation with a fluorescence microscope that the width of the bEC pattern was reduced by about 50%. Further, when the cell transfer substrate was carefully peeled off, no bEC remained on the cell culture substrate, and it was confirmed by microscopic observation that the bEC pattern was transferred onto the fibroblast sheet.

本発明の細胞転写用基板の一例を示す概略断面図である。It is a schematic sectional drawing which shows an example of the board | substrate for cell transfer of this invention. 本発明の細胞転写用基板を説明するための説明図である。It is explanatory drawing for demonstrating the substrate for cell transcription | transfer of this invention. 本発明の細胞転写用基板の他の例を示す概略断面図である。It is a schematic sectional drawing which shows the other example of the board | substrate for cell transfer of this invention. 本発明の細胞転写用基板の他の例を示す概略断面図である。It is a schematic sectional drawing which shows the other example of the board | substrate for cell transfer of this invention.

符号の説明Explanation of symbols

１ … 高分子基材
２ … 中間層
３ … 細胞転写層
４ … 細胞
５ … 被転写体 DESCRIPTION OF SYMBOLS 1 ... Polymer base material 2 ... Intermediate | middle layer 3 ... Cell transfer layer 4 ... Cell 5 ... Transfer object

Claims (4)

高分子基材と、前記高分子基材上に形成された中間層と、前記中間層上に形成された細胞転写層とを有することを特徴とする細胞転写用基板。   A cell transfer substrate comprising a polymer substrate, an intermediate layer formed on the polymer substrate, and a cell transfer layer formed on the intermediate layer. 前記細胞転写層が感温性高分子を含有する層であることを特徴とする請求項１に記載の細胞転写用基板。   The cell transfer substrate according to claim 1, wherein the cell transfer layer is a layer containing a thermosensitive polymer. 前記細胞転写層がポリアルキレングリコールおよびその誘導体を含有する層であることを特徴とする請求項１に記載の細胞転写用基板。   2. The cell transfer substrate according to claim 1, wherein the cell transfer layer is a layer containing polyalkylene glycol and a derivative thereof. 請求項１から請求項３までのいずれかの請求項に記載の細胞転写用基板の前記細胞転写層上に細胞が接着していることを特徴とする細胞転写基板。   A cell transfer substrate, wherein cells adhere to the cell transfer layer of the cell transfer substrate according to any one of claims 1 to 3.
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