JP2004242557A - Muscular dystrophy pathological model, and method for producing the same - Google Patents
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Abstract
Description
【0001】
【発明の属する技術分野】
本発明は、筋ジストロフィー症の病態モデル哺乳動物、及びその製造方法に関する。
【0002】
【従来の技術】
筋ジストロフィーとは、進行性筋ジストロフィーとも呼ばれ、「筋線維の変性・壊死・再生を主病変とし、臨床的には進行性の筋力低下を伴う遺伝性疾患」と定義されている。筋力低下は進行性で、呼吸筋の筋力低下による呼吸不全か、心不全で死の転帰をとることが多い難病の一種である。デュシェンヌ型筋ジストロフィー(DMD: Duchenne Muscular Dystrophy)やベッカー型筋ジストロフィー(BMD:Becker Muscular Dystrophy)が代表的な病型である。DMDは、最も頻度の高い遺伝子性筋疾患であり、出生男子3,500人に1人の割合で発症する。
【0003】
筋ジストロフィー症の患者は、多くは幼児期に筋力低下症状を現し、その後一貫して筋萎縮が進行して、20歳前後で死に至る。1987年にDMDの原因遺伝子であるジストロフィン遺伝子が、逆行遺伝学の手法により発見され、またBMBも同じジストロフィン遺伝子の異常から発症することが明らかにされた[Koenig, M. et al., Cell, 50: 509−517 (1987)]。
【0004】
筋ジストロフィーに対する根本的治療法は未だ見出されておらず、症状の進行を遅らせるためのリハビリテーションや呼吸管理等が重要な意味をもつとされている。現在のところ、筋ジストロフィーに対する薬物療法として一般に効果の認められたものはない。このため、筋ジストロフィーに対する効果的で安全な治療剤の提供が切望されているのが現状である。
【0005】
治療薬を開発するには、まずvitro試験の後第2段階としてvivoで哺乳動物を用いて試験する。このvivoにおける治療薬研究においては、病態モデルが必要であり、モデル哺乳動物をリファレンスとして、それに治療薬を投与するとどのように改善されるかが重要である。
【0006】
【非特許文献1】
Koenig, M. et al., Cell, 50: 509−517 (1987)
【0007】
【発明が解決しようとする課題】
本発明が解決しようとする課題は、自然発生的に得られていた従来の筋ジストロフィー病態モデル哺乳動物(Hoffmann EP et al. Cell. 51: 919−28, 1987)の代わりに使用することができ、かつ人工的に製造することが可能な筋ジストロフィー病態モデル哺乳動物、及びその製造方法を提供することである。
【0008】
【課題を解決するための手段】
本発明者らは、動物の宿主防御系の蛋白質成分であるディフェンシンについて研究を行っており、ディフェンシンの哺乳動物に対する影響について検討していたところ、驚くべきことにディフェンシン遺伝子を導入することにより該遺伝子を過剰発現する哺乳動物は筋肉が萎縮し、筋ジストロフィー病態モデルとしての様相を示すことを見出し、本発明を完成するに至った。
【0009】
すなわち本発明によれば、β−ディフェンシンを過剰発現させてなる筋ジストロフィー症の病態モデル哺乳動物、その子孫又はそれらの一部が提供される。
好ましくは、本発明の病態モデル哺乳動物は、β−ディフェンシン遺伝子を導入したトランスジェニック哺乳動物である。
好ましくは、導入したβ−ディフェンシン遺伝子を筋肉で過剰発現する。
【0010】
好ましくは、β−ディフェンシンはβ−ディフェンシン−6である。
好ましくは、哺乳動物はげっ歯類の動物である。
好ましくは、げっ歯類の動物はマウスである。
【0011】
本発明の別の側面によれば、β−ディフェンシン遺伝子を哺乳動物の卵細胞または幹細胞に導入し、該細胞を用いて動物個体を発生させることを含む、筋ジストロフィー症の病態モデル哺乳動物の製造方法が提供される。
【0012】
【発明の実施の形態】
以下、本発明について詳細に説明する。
本発明の筋ジストロフィー症の病態モデル哺乳動物は、β−ディフェンシンを過剰発現しているモデル哺乳動物であり、より具体的には、β−ディフェンシン遺伝子を導入したトランスジェニック哺乳動物である。
【0013】
(1)β−ディフェンシン
ディフェンシンは、動物の宿主防御系の蛋白質成分である。それらは、動物において、侵入微生物及び寄生菌を破壊することに関与する細胞中に見出されている。代表的な哺乳動物ディフェンシンは、アミノ酸数が約29〜40で、6個のシステイン残基の保存パターンを有するプラスに荷電した親水性(塩基性)ドメインと疎水性ドメインを持つ両親媒性分子であり、粘膜表面の主たる防御システムとして働く。ディフェンシンは、親水性ドメインをマイナス荷電の細菌膜表面分子に結合させた後に、疎水性ドメインを細菌膜に挿入し、細菌膜の透過性を亢進させることによって、細菌の代謝を阻害し、殺菌作用を発揮する。
【0014】
本発明でいうディフェンシンという用語は、上記蛋白質に限定されず、動物細胞から単離されるか、あるいは合成的に製造された蛋白質を含み、親蛋白質の細胞毒活性を実質的に保持しているが、一つ又はそれ以上のアミノ酸を挿入又は置換することによってその配列が変更されている変異体をも含むものである。
【0015】
本発明者らは、J.Boc.Chem. Vol.276, No.34, 31510−31514,2001において、主に食道、気管、及び骨格筋に発現する一部がβ−ディフェンシン−3のアミノ酸配列やβ−ディフェンシン−4のアミノ酸配列に類似するβ−ディフェンシン−6(塩基配列を配列表の配列番号1に記載し、アミノ酸配列を配列表の配列番号2に記載する)を報告した。本発明ではディフェンシンとして特にβ−ディフェンシン−6を用いることが好ましい。
【0016】
(2)哺乳動物
本発明で筋ジストロフィーの病態モデルとして用いることのできる哺乳動物とは、ヒト以外の哺乳動物であって、例えば、ウシ、猿、豚、イヌ、ネコ、モルモット、ウサギ、ラット、マウスなどを挙げることができる。これらの哺乳動物のうちではモルモット、ラット、マウスなどのげっ歯類が取扱が容易であるため好ましく、中でもマウスが好ましい。
【0017】
(3)トランスジェニック哺乳動物の製造
本発明のトランスジェニック哺乳動物は、未受精卵、受精卵、精子およびその始原細胞を含む胚芽細胞などに対して、好ましくは、非ヒト哺乳動物の発生における胚発生の段階(さらに好ましくは、単細胞または受精卵細胞の段階でかつ一般に8細胞期以前)において、リン酸カルシウム法、電気パルス法、リポフェクション法、凝集法、マイクロインジェクション法、パーティクルガン法、DEAE−デキストラン法などにより導入遺伝子であるβ−ディフェンシン遺伝子を導入することにより作製することができる。また、該遺伝子導入方法により、体細胞、生体の臓器、組織細胞などに目的とするβ−ディフェンシン遺伝子を転移し、細胞培養、組織培養などに利用することもでき、さらに、これら細胞を上述の胚芽細胞と自体公知の細胞配合法により融合させることによりトランスジェニック動物を作製することもできる。
【0018】
β−ディフェンシン遺伝子を対象動物に導入させる際、当該遺伝子を対象となる動物の細胞で発現させうるプロモーターの下流に連結した遺伝子構築物として導入することが好ましい。具体的には、目的とするβ−ディフェンシン遺伝子を有する各種哺乳動物由来のβ−ディフェンシン遺伝子を発現させうる各種プロモーターの下流に、該β−ディフェンシン遺伝子を連結したベクターを、対象となる哺乳動物の受精卵(例えば、マウス受精卵)へマイクロインジェクションすることによって、目的とするβ−ディフェンシン遺伝子を高発現するトランスジェニック哺乳動物を作製することができる。
【0019】
β−ディフェンシン遺伝子の発現ベクターとしては、大腸菌由来のプラスミド、枯草菌由来のプラスミド、酵母由来のプラスミド、λファージなどのバクテリオファージ、モロニー白血病ウイルスなどのレトロウイルス、ワクシニアウイルスまたはバキュロウイルスなどの動物ウイルスなどが用いられる。遺伝子発現の調節を行うプロモーターとしては、たとえばウィルス(サイトメガロウィルス、モロニー白血病ウィルス、JCウィルス、乳癌ウィルス、など)由来遺伝子のプロモーター、各種哺乳動物(ヒト、ウサギ、イヌ、ネコ、モルモット、ハムスター、ラット、マウスなど)および鳥類(ニワトリなど)由来遺伝子[例えば、アルブミン、インスリンII、エリスロポエチン、エンドセリン、オステオカルシン、筋クレアチンキナーゼ、血小板由来成長因子β、ケラチンK1,K10およびK14、コラーゲンI型およびII型、心房ナトリウム利尿性因子、ドーパミンβ−水酸化酵素、内皮レセプターチロシンキナーゼ、ナトリウムカリウムアデノシン3リン酸化酵素、ニューロフィラメント軽鎖、メタロチオネインIおよびIIA、メタロプロティナーゼ1組織インヒビター、MHCクラスI抗原、平滑筋αアクチン、ポリペプチド鎖延長因子1α(EF−1α)、βアクチン、αおよびβミオシン重鎖、ミオシン軽鎖1および2、ミエリン基礎タンパク、血清アミロイドPコンポーネント、ミオグロビン、レニンなどの遺伝子]のプロモーターなどが挙げられる。上記ベクターは、トランスジェニック哺乳動物において目的とするメッセンジャーRNAの転写を終結するターミネターを有していてもよい。その他、β−ディフェンシン遺伝子をさらに高発現させる目的で、各遺伝子のスプライシングシグナル、エンハンサー領域、真核生物遺伝子のイントロンの一部をプロモーター領域の5’上流、プロモーター領域と翻訳領域間あるいは翻訳領域の3’下流 に連結することも所望により可能である。
【0020】
受精卵細胞段階におけるβ−ディフェンシン遺伝子の導入は、対象の哺乳動物の胚芽細胞および体細胞の全てに過剰に存在するように確保することが好ましい。トランスジェニック後の作出動物の胚芽細胞においてβ−ディフェンシン遺伝子が過剰に存在することは、作出動物の子孫が全てその胚芽細胞および体細胞の全てにβ−ディフェンシン遺伝子を過剰に有することを意味する。遺伝子を受け継いだこの種の動物の子孫はその胚芽細胞および体細胞の全てにβ−ディフェンシン蛋白質を過剰に有する。導入遺伝子を相同染色体の両方に持つホモザイゴート動物を取得し、この雌雄の動物を交配することによりすべての子孫が該遺伝子を安定に保持し、また、該遺伝子を過剰に有することを確認して、通常の飼育環境で繁殖継代することができる。
【0021】
トランスジェニック対象動物が有する内在性の遺伝子とは異なる遺伝子である外来性β−ディフェンシン遺伝子を対象非ヒト哺乳動物(好ましくはマウスなど)またはその先祖の受精卵に転移する際に用いられる受精卵は、同種の雄哺乳動物と雌哺乳動物を交配させることによって得られる。受精卵は自然交配によっても得られるが、雌哺乳動物の性周期を人工的に調節した後、雄哺乳動物と交配させる方法が好ましい。雌哺乳動物の性周期を人工的に調節する方法としては、例えば初めに卵胞刺激ホルモン(妊馬血清性性腺刺激ホルモン(PMSG))、次いで黄体形成ホルモン(ヒト絨毛性性腺刺激ホルモン(hCG))を例えば腹腔注射などにより投与する方法が好ましい。
【0022】
得られた受精卵に前述の方法により外来性β−ディフェンシン遺伝子を導入した後、雌哺乳動物に人工的に移植・着床することにより、外来性遺伝子を組み込んだDNAを有する非ヒト哺乳動物が得られる。好ましくは、黄体形成ホルモン放出ホルモン(LHRH)を投与後、雄哺乳動物と交配させることにより、受精能を誘起された偽妊娠雌哺乳動物に得られた受精卵を人工的に移植・着床させる方法が好ましい。遺伝子を導入する全能性細胞としては、マウスの場合、受精卵や初期胚を用いることができる。また培養細胞への遺伝子導入法としては、トランスジェニック動物個体の産出高率や次代への導入遺伝子の伝達効率を考慮した場合、DNAのマイクロインジェクションが好ましい。
【0023】
遺伝子を注入した受精卵は、次に仮親の卵管に移植され、個体まで発生し出生した動物を里親につけて飼育させたのち、体の一部(マウスの場合には、例えば、尾部先端)からDNAを抽出し、サザン解析やPCR法により導入遺伝子の存在を確認することができる。導入遺伝子の存在が確認された個体を初代(Founder)とすれば、導入遺伝子はその子(F1)の50%に伝達される。さらに、このF1個体を野生型動物または他のF1動物と交配させることにより、2倍体染色体の片方(ヘテロ接合)または両方(ホモ接合)に導入遺伝子を有する個体(F2)を作成することができる。
【0024】
あるいは、β−ディフェンシン高発現トランスジェニック哺乳動物は、上記したβ−ディフェンシン遺伝子を導入遺伝子としてES細胞に導入することによって作製することもできる。例えば、正常マウス胚盤胞(blastcyst)に由来するHPRT陰性(ヒポキサンチングアニン・フォスフォリボシルトランスフェラーゼ遺伝子を欠いている)ES細胞(embryonic stem cell)に、β−ディフェンシン遺伝子を導入する。β−ディフェンシン遺伝子がマウス内在性遺伝子上にインテグレートされたES細胞をHATセレクション法により選別する。次いで、選別したES細胞を、別の正常マウスから取得した受精卵(胚盤胞)にマイクロインジェクションする。該胚盤胞を仮親としての別の正常マウスの子宮に移植する。そうして該仮親マウスから、キメラトランスジェニックマウスが生まれる。該キメラトランスジェニックマウスを正常マウスと交配させることによりヘテロトランスジェニックマウスを得ることができる。該ヘテロトランスジェニックマウス同士を交配することにより、ホモトランスジェニックマウスが得られる。
【0025】
上記した本発明のトランスジェニック哺乳動物の子孫、並びに該トランスジェニック哺乳動物の一部も本発明の範囲内である。トランスジェニック哺乳動物の一部としては、該哺乳動物の組織、器官及び細胞などが挙げられる。
【0026】
(4)トランスジェニックマウスの製造例
以下哺乳動物としてマウスを用いた場合を例にしてトランスジェニックマウスを製造する方法の一例についてさらに具体的に説明する。
【0027】
1.ディフェンシン遺伝子のクローニング
本発明の病理モデルマウスを製造するには、まず、ディフェンシンの遺伝子をクローニングする。このクローニング方法としては公知の様々な方法が可能である。例えば、ディフェンシンのmRNAからcDNAを作製し、そのcDNAをプラスミド等のベクターのDNAに組込み、更に該DNA組替えベクターを大腸菌等の宿主に組込んで、大腸菌を増殖させる。大量に産生された大腸菌からDNA組替えベクターを取りだし、ディフェンシンの遺伝子をカラムクロマトグラフ法、あるいは電気泳動法等により分取、精製することによりクローニングすることができる。目的の塩基配列をもつ遺伝子が精製されていることの確認は、DNAシーケンシングなどにより確定することが望ましい。
【0028】
2.ディフェンシンをコードする遺伝子のスクリーニング
マウス遺伝子ライブラリーから得られた本件ディフェンシンをコードするcDNA、あるいは、マウスmRNA から直接RT−PCR等の方法により得られれた同cDNAをプラスミドベクター等にライゲーションにより挿入する。
【0029】
3.ベクター
クローニング用ベクターとしては、宿主内で特定遺伝子を増幅できる細菌プラスミド由来、酵母プラスミド由来、バクテリオファージ由来、トランスポゾン由来及びこれらの組合せに由来するベクター、例えば、コスミドやファージミドのようなプラスミドとバクテリオファージの遺伝的要素に由来するものを挙げることができる。
【0030】
4.宿主
本件ディフェンシンをコードする遺伝子は、好ましくはベクターを経由して宿主細胞により増殖する。本件ディフェンシンをコードする遺伝子の宿主細胞への導入は、Davisら(BASIC METHODS IN MOLECULAR BIOLOGY, 1986)及びSambrookら(MOLECULAR CLONING: A LABORATORY MANUAL, 2nd Ed., Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y., 1989)などの多くの標準的な実験室マニュアルに記載される形質転換や感染等により行うことができる。
そして、上記宿主細胞としては、大腸菌、ストレプトミセス、枯草菌、ストレプトコッカス、スタフィロコッカス等の細菌原核細胞や、酵母、アスペルギルス等の真菌細胞等を挙げることができる。
【0031】
5.トランスジェニックマウスの製造
ディフェンシン過剰発現マウスを製造するには、例えばマウスの受精卵の細胞核に上記方法で得たディフェンシンの遺伝子をマイクロインジェクトする。注入する遺伝子の量は1個の受精卵当り200〜1000コピーであることが好ましい。別に精管切断術を施した雄マウスと交尾させ偽妊娠状態にした仮親を用意して、この仮親の卵管内にこの受精卵を移植し、マウスを誕生させる。
【0032】
ディフェンシンの遺伝子を導入する方法としては、他に受精卵にレトロウイルスベクターを感染させる方法も採用しうる。また、受精卵の代わりにES細胞を用いて同様の方法によりディフェンシンを過剰発現するマウスを製造することができる。
【0033】
上記方法でクローニングされたディフェンシンをコードするcDNAにCAG(FASEBJ.2001Feb:15(2):393−402)、マウスニューロフィラメント、SV40等のプロモーター、及びラビットβ−グロビン、SV40等のポリA又はイントロンを融合させて導入遺伝子を構築し、トランスジーンベクターを作製する。これらのうちでは、CAGプロモーターを用いることが好ましい。
【0034】
この作製されたトランスジーンベクターを線状化し、マイクロインジェクション法やレトロウイルスを用いた感染等によって受精卵に導入する。
【0035】
マイクロインジェクション後、一般的には、生まれた胚の10−40%に染色体への導入遺伝子の安定な組み込みが起こっている。選択されたマウス染色体に目的とする遺伝子の組み込みが起こっているかどうかをPCR法、サザンブロット法等により確認することが好ましい。このマウスを野生型のマウスとインタークロスさせると、ヘテロ接合体マウスを得ることができ、本発明の本件ディフェンシン過剰発現マウスを作製することができる。
【0036】
本件ディフェンシン過剰発現マウスが生起しているかどうかを確認する方法としては、例えば、上記の方法により得られたマウスからRNAを単離してノーザンブロット法等により調べたり、また蛋白を抽出してウエスタンブロット法等により調べる方法がある。
【0037】
6.トランスジェニックマウスの性状
本発明のトランスジェニックマウスは上記方法で得られたものであり、ディフェンシンが過剰発現している。このディフェンシンが過剰発現したマウスは、成長するにつれて、発育不良、筋力低下、脊柱の彎曲を示すようになり、血清中のCPK活性が上昇していた。このような所見は、ヒト筋ジストロフィー症の症状、所見に相当する。さらに、筋病理所見上、筋線維のほとんどが中心核を持った再生線維に置きかわり、その中に壊死した筋線維が散在しており、まさに筋ジストロフィー症の特徴を示していた。ディフェンシンと筋ジストロフィー症の関連は、本発明のマウス作製により初めて明らかとなったものである。
以下の実施例により本発明を更に詳しく説明するが、本発明はこれらの実施例によって限定されるものではない。
【0038】
【実施例】
実施例1
あらかじめクローニングしてあるマウスβ−ディフェンシン−6をテンプレートにして、kozakシークエンスを保つように設計したマウスβ−ディフェンシン−6特異的5’端プライマー(ACCATGAAGATCCATTACCTG)(配列番号3)と3’端プライマー(TGTGCATATTCACGAAGAAG)(配列番号4)を用いたPCR法によりopen reading frame 全長を増幅した。TA cloning の手法により、PCR産物をプラスミドベクター(pCR4−TOPO, invitrogen)に挿入し、形質転換により大腸菌(TOP10 One Shot cells, invitrogen) に組み込み培養した。増殖した大腸菌からプラスミドDNAを調整した後,このプラスミドDNAを EcoRI にて切断し、電気泳動後、マウスβ−ディフェンシン−6を含む断片をゲルより精製した。なお、クローニングしたDNAの塩基配列 (配列番号1と同一) は、DNAシーケンシングにより確認した。
【0039】
一方、チキンβ−アクチンプロモーターとラビットβ−グロビンポリAシグナル間にEcoRIのクローニングサイトのあるpCAGGS ベクター(Niwa H, Yamamura K, Miyazaki J (1991) Efficient selection for high−expression transfectants with a novel eukaryotic vector. Gene 108:193−199.)をEcoRIで切断後、アルカリフォスファターゼ処理しておき、ここに、上記のマウスβ−ディフェンシン−6を含むDNA断片をサブクローニングした。
【0040】
この新しい発現ベクターを再び、形質転換により大腸菌 (DH5α)に組み込み、大腸菌を培養し、プラスミドDNAを抽出した。抽出したDNA 100μgを、プラスミド由来のDNAを除けるように適当な制限酵素で切断し、電気泳動後、ゲル精製し、cytomegarovirus immediate−early enhncer、チキンβ−アクチン プロモーター、マウスβ−ディフェンシン−6、ラビットβ−グロビン ポリ A シグナルよりなるトランスジーンを作製した。
【0041】
C57BL/6雌マウスにPMSおよびhCGを腹腔投与して過排卵を誘発し、C57BL/6雄マウスと同居・交配した。交尾の成立した雌マウスを頚椎脱臼により殺し、腹腔を開き卵管膨大部を切り出して、ヒアルロニダーゼを含むM16培地中に移し、実体顕微鏡下で卵管膨大部を裂いて受精卵を培地中に移し、ガラスピペットを用いて受精卵を回収した。
【0042】
次に、ガラスディッシュに、受精卵を含むM16培地および注入DNA(濃度は5ng/μl)のドロップをそれぞれ作成しパラフィンオイルでカバーした。マイクロマニュピレーター付き倒立顕微鏡下でインジェクション用ピペットに注入DNAをおおよそ0.1μl吸引して、ホールディング用ピペットで固定した受精卵の前核内にDNAを注入した。
【0043】
DNA注入した受精卵を移植するための偽妊娠雌マウス(ICRマウス)は、精管を切除した雄マウス(ICRマウス)と交配させることにより作製した。受精卵にDNAを注入した当日に、偽妊娠雌マウスを麻酔し、後背部より卵巣、卵管を引出し、卵管開口部を露出する。実体顕微鏡下で移植用ピペットを用いておよそ10個の受精卵を吸引して、左右の卵管開口部からそれぞれ受精卵を移植した。受精卵の移植後、偽妊娠雌マウスは約20日で子マウスを出産した。
【0044】
誕生したマウスの尾よりゲノムDNAを抽出し、PCR法、サザンブロット法を利用して、外来遺伝子の組み込まれているマウスを選択した。PCRは、5’端プライマー(GGTTATTGTGCTGTCTCATC)(配列番号5)と3’端プライマー(ATTTGTGAGCCAGGGCATTG)(配列番号6)を用いて、 94℃ 30 sec, 55 ℃ 45 sec, 72 ℃ 1 minの35 cycles によりサイズ 380 bp のPCR 産物を検出して行った。
【0045】
サザンブロット法では、ゲノムDNAをBglIIにて切断後に0.8% アガロースゲルに電気泳動しナイロンメンブレンにトランスファーした。次に、マウスβ−ディフェンシン−6遺伝子エクソン2からなるDNA断片をrandom primed DNA labeling kit (Rosche Molecular Biochemicals) を用いて32Pラベルし、Express Hyb hybridization solution (CLONTECH) を用いてプロトコール通りにハイブリダイゼーションおよび洗浄を行った。ただし、ハイブリダイゼーションは16時間行った。検出には、バイオイメージングアナライザーBAS2000(富士フィルム)を用いた。野生型では、1.4kbの強いバンドとおよそ3.3 kbの弱いバンドが認められるが、変異型では、これらのバンドに加えて、4 kb, 3.5kb, 2.1kbにバンドが認められる。
【0046】
この初代トランスジェニックマウスを野生マウスとインタークロスさせ,得られたヘテロ接合型マウスの筋抽出蛋白のウエスタンブロットを行った。筋蛋白はisogen(日本ジーン)を用いてプロトコールに従い抽出し、その後5% 酢酸溶液下で室温下オーバーナイト振とうして陽性に荷電した蛋白を選択的に抽出した。抽出液を10%アンモニア水で中和し定量後、野生型、変異型の筋抽出蛋白8μg をトリシンを用いたSDS−PAGEにより分画し、PVDF膜にトランスファーした。このPVDF膜に対して、ラビット由来抗マウスβ−ディフェンシン−6血清を4℃オーバーナイトで反応させ、続いてペルオキシダーゼコンジュゲイト抗ラビットIgG抗体を室温一時間反応させた。検出には、Enhanced Chemiluminescent kit (Amersham) を用いた。
ウエスタンブロットの結果を図1に示す。図1の結果より、マウスβ−ディフェンシン−6の過剰発現が確認された。
【0047】
上記方法で得られたトランスジェニックマウスの生後25週での状況を図2に示す。図2から明らかなように本発明のトランスジェニックマウスは筋ジストロフィー様の病態を示した。
【0048】
【発明の効果】
本発明によれば、これまで自然発生でしか得られなかった筋ジストロフィー病理モデルを容易に製造することができるため、筋ジストロフィー症の病態生理の解明、あるいは治療薬の研究が容易になるという効果が得られる。また自然発生筋ジストロフィー病態モデルマウス(mdxマウス)に比べて骨格筋壊死の分布様式と程度が異なるため、mdxマウスと異なった多用な解析が可能である。さらに、細胞膜に対する内因性液性因子の作用による新たな骨格筋壊死の機序を示したことにより、これまでの知見とは全く異なる視点からの病態生理の解明、創薬に大きく貢献することができる。
【0049】
【配列表】
【図面の簡単な説明】
【図1】図1は、筋抽出蛋白のウエスタンブロット後、抗マウスβ−ディフェンシン−6血清にて染色した結果を示す。左レーンには野生型マウスの筋抽出蛋白8μg、右レーンには本件トランスジェニックマウスの筋抽出蛋白8μgを含む。本件トランスジェニックマウスにおいて、4 kDのマウスβ−ディフェンシン−6の発現を確認できる。
【図2】図2のAは本件トランスジェニックマウスの生後25週の外見を示す。著名な側彎を認め(矢印)、傍脊柱筋の筋力低下の存在を示している。図2のBは、本件トランスジェニックマウスの生後25週の下肢筋のHE染色を示す。大部分の筋線維が中心核をもつ再生線維に置き換わり、その中に壊死した筋線維が散在しており(矢印)、まさに筋ジストロフィーの病理所見に合致する。[0001]
TECHNICAL FIELD OF THE INVENTION
The present invention relates to a disease model mammal of muscular dystrophy and a method for producing the same.
[0002]
[Prior art]
Muscular dystrophy is also referred to as progressive muscular dystrophy and is defined as "a hereditary disease which mainly involves degeneration, necrosis, and regeneration of muscle fibers and is clinically accompanied by progressive muscle weakness". Muscular weakness is progressive and is a type of intractable disease that often results in death from respiratory failure due to weakness of the respiratory muscles or heart failure. Duchenne muscular dystrophy (DMD: Duchenne Muscular Dystrophy) and Becker muscular dystrophy (BMD: Becker Muscular Dystrophy) are typical disease types. DMD is the most frequent genetic muscular disease, affecting one out of every 3,500 male births.
[0003]
Patients with muscular dystrophy often exhibit muscle weakness during early childhood, followed by muscular atrophy that consistently progresses to death around the age of 20. In 1987, the dystrophin gene, which is the causative gene of DMD, was discovered by retrograde genetics, and it was revealed that BMB also develops from the same dystrophin gene abnormality [Koenig, M .; et al. , Cell, 50: 509-517 (1987)].
[0004]
Fundamental treatments for muscular dystrophy have not been found yet, and rehabilitation and respiratory management for delaying the progression of symptoms are considered to be important. At present, there is no generally accepted drug therapy for muscular dystrophy. For this reason, it is presently desired to provide an effective and safe therapeutic agent for muscular dystrophy.
[0005]
To develop therapeutics, the first step after the in vitro test is to test the mammal in vivo. In this therapeutic drug study in vivo, a disease state model is necessary, and it is important how the therapeutic drug is administered to the model mammal as a reference.
[0006]
[Non-patent document 1]
Koenig, M .; et al. , Cell, 50: 509-517 (1987).
[0007]
[Problems to be solved by the invention]
The problem to be solved by the present invention can be used in place of a conventional muscular dystrophy model mammal (Hoffmann EP et al. Cell. 51: 919-28, 1987) obtained spontaneously. Another object of the present invention is to provide a muscular dystrophy model mammal capable of being artificially produced, and a method for producing the same.
[0008]
[Means for Solving the Problems]
The present inventors have been studying defensin, which is a protein component of the host defense system of animals, and have been examining the effect of defensin on mammals.Surprisingly, by introducing the defensin gene, It has been found that a mammal overexpressing skeletal muscle has atrophy of muscles and shows a mode as a muscular dystrophy disease state model, thereby completing the present invention.
[0009]
That is, according to the present invention, a pathological model mammal of muscular dystrophy, which is obtained by overexpressing β-defensin, a progeny thereof, or a part thereof is provided.
Preferably, the pathological model mammal of the present invention is a transgenic mammal into which the β-defensin gene has been introduced.
Preferably, the introduced β-defensin gene is overexpressed in muscle.
[0010]
Preferably, β-defensin is β-defensin-6.
Preferably, the mammal is a rodent.
Preferably, the rodent animal is a mouse.
[0011]
According to another aspect of the present invention, there is provided a method for producing a pathological model mammal of muscular dystrophy, which comprises introducing a β-defensin gene into a mammalian egg cell or stem cell and generating an animal individual using the cell. Provided.
[0012]
BEST MODE FOR CARRYING OUT THE INVENTION
Hereinafter, the present invention will be described in detail.
The pathological model mammal of muscular dystrophy of the present invention is a model mammal overexpressing β-defensin, and more specifically, a transgenic mammal into which the β-defensin gene has been introduced.
[0013]
(1) β-defensin
Defensins are protein components of the host defense system of animals. They have been found in animals in cells involved in destroying invading microorganisms and parasites. A typical mammalian defensin is an amphipathic molecule having a positively charged hydrophilic (basic) domain and a hydrophobic domain with a conserved pattern of six cysteine residues with about 29-40 amino acids. Yes, it acts as the primary defense system on mucosal surfaces. Defensin inhibits bacterial metabolism by binding the hydrophilic domain to negatively charged bacterial membrane surface molecules and then inserting the hydrophobic domain into the bacterial membrane, increasing the permeability of the bacterial membrane and thereby inhibiting bacterial metabolism. Demonstrate.
[0014]
The term defensin as used in the present invention is not limited to the above proteins, and includes proteins isolated from animal cells or synthetically produced, and substantially retains the cytotoxic activity of the parent protein. , Also includes variants in which the sequence has been altered by the insertion or substitution of one or more amino acids.
[0015]
The present inventors have reported in J. Am. Boc. Chem. Vol. 276, No. 34, 31510-31514, 2001, β-defensin-6 (partly expressed in the esophagus, trachea, and skeletal muscle) is partially similar to the amino acid sequence of β-defensin-3 or β-defensin-4 ( The nucleotide sequence is described in SEQ ID NO: 1 in the sequence listing, and the amino acid sequence is described in SEQ ID NO: 2 in the sequence listing). In the present invention, it is particularly preferable to use β-defensin-6 as the defensin.
[0016]
(2) mammal
The mammal that can be used as a pathological model of muscular dystrophy in the present invention is a mammal other than a human, and includes, for example, cows, monkeys, pigs, dogs, cats, guinea pigs, rabbits, rats, mice, and the like. it can. Among these mammals, rodents such as guinea pigs, rats, and mice are preferable because of their easy handling, and mice are particularly preferable.
[0017]
(3) Production of transgenic mammals
The transgenic mammal of the present invention is preferably used at the stage of embryo development in the development of a non-human mammal (more preferably, a single cell, preferably a non-fertilized egg, a fertilized egg, a germ cell containing sperm and its progenitor cells, and the like). Or at the stage of a fertilized egg cell and generally before the 8-cell stage), a β-defensin gene which is a transgene by a calcium phosphate method, an electric pulse method, a lipofection method, an agglutination method, a microinjection method, a particle gun method, a DEAE-dextran method or the like Can be produced by introducing Further, by the gene transfer method, the desired β-defensin gene can be transferred to somatic cells, organs of living organisms, tissue cells, and the like, and used for cell culture, tissue culture, and the like. Transgenic animals can also be prepared by fusing the cells with germ cells by a cell mixing method known per se.
[0018]
When introducing the β-defensin gene into a target animal, it is preferable to introduce the gene as a gene construct linked downstream of a promoter capable of being expressed in cells of the target animal. Specifically, a vector obtained by ligating the β-defensin gene downstream of various promoters capable of expressing the β-defensin gene derived from various mammals having the desired β-defensin gene is used as the target mammal. By microinjecting into a fertilized egg (for example, a mouse fertilized egg), a transgenic mammal that highly expresses the desired β-defensin gene can be produced.
[0019]
Examples of β-defensin gene expression vectors include Escherichia coli-derived plasmids, Bacillus subtilis-derived plasmids, yeast-derived plasmids, bacteriophages such as λ phage, retroviruses such as Moloney leukemia virus, and animal viruses such as vaccinia virus or baculovirus. Are used. Examples of promoters that regulate gene expression include promoters of genes derived from viruses (cytomegalovirus, Moloney leukemia virus, JC virus, breast cancer virus, etc.), various mammals (human, rabbit, dog, cat, guinea pig, hamster, Rat, mouse, etc.) and birds (chicken, etc.) derived genes [eg, albumin, insulin II, erythropoietin, endothelin, osteocalcin, muscle creatine kinase, platelet-derived growth factor β, keratins K1, K10 and K14, collagen types I and II Atrial natriuretic factor, dopamine β-hydroxylase, endothelial receptor tyrosine kinase, sodium potassium adenosine 3 kinase, neurofilament light chain, metallothionein I and IIA, Metalloproteinase 1 tissue inhibitor, MHC class I antigen, smooth muscle α-actin, polypeptide chain elongation factor 1α (EF-1α), β-actin, α and β myosin heavy chains, myosin light chains 1 and 2, myelin-based protein, serum Genes such as amyloid P component, myoglobin, and renin]. The vector may have a terminator that terminates transcription of the messenger RNA of interest in the transgenic mammal. In addition, in order to further express the β-defensin gene, a splicing signal of each gene, an enhancer region, a part of an intron of a eukaryotic gene, 5 ′ upstream of the promoter region, between the promoter region and the translation region or in the translation region. Connection at the 3 'downstream is also possible if desired.
[0020]
It is preferable to ensure that the β-defensin gene is introduced at the fertilized egg cell stage so that the β-defensin gene is present in excess in all germ cells and somatic cells of the target mammal. Excessive presence of the β-defensin gene in the germinal cells of the transgenic animal produced means that the offspring of the produced animal have an excessive amount of the β-defensin gene in all of the germinal and somatic cells. The offspring of such animals that have inherited the gene have an excess of β-defensin protein in all of their germinal and somatic cells. Obtain a homozygous animal having the transgene on both homologous chromosomes, and by mating the male and female animals, all offspring stably retain the gene and confirm that the gene has an excess. It can be subcultured in a normal breeding environment.
[0021]
The fertilized egg used when transferring the exogenous β-defensin gene, which is a gene different from the endogenous gene of the transgenic subject animal, to the non-human mammal (preferably mouse or the like) or its ancestor fertilized egg is Obtained by crossing male mammals and female mammals of the same species. Although a fertilized egg can be obtained by natural mating, a method of artificially regulating the estrous cycle of a female mammal and then mating it with a male mammal is preferred. Methods for artificially regulating the estrous cycle of female mammals include, for example, follicle stimulating hormone (pregnant horse serum gonadotropin (PMSG)) first, and then luteinizing hormone (human chorionic gonadotropin (hCG)). Is preferably administered by intraperitoneal injection, for example.
[0022]
After introducing an exogenous β-defensin gene into the obtained fertilized egg by the method described above, a non-human mammal having a DNA incorporating the exogenous gene can be transplanted and implanted artificially into a female mammal. can get. Preferably, after administration of luteinizing hormone-releasing hormone (LHRH), the fertilized egg obtained in a pseudopregnant female mammal in which fertility has been induced is artificially transplanted and implanted by mating with a male mammal. The method is preferred. In the case of a mouse, a fertilized egg or an early embryo can be used as the totipotent cell into which the gene is introduced. As a method for introducing a gene into a cultured cell, microinjection of DNA is preferable in consideration of the yield rate of an individual transgenic animal and the efficiency of transferring the introduced gene to the next generation.
[0023]
The fertilized eggs into which the gene has been injected are then transplanted into the fallopian tubes of the foster parent, and the animals that have developed and born to the individual are reared in foster parents, and then a part of the body (in the case of mice, for example, the tip of the tail) DNA can be extracted from the DNA and the presence of the introduced gene can be confirmed by Southern analysis or PCR. If the individual in which the presence of the transgene is confirmed is defined as a founder, the transgene is transmitted to 50% of its offspring (F1). Furthermore, by crossing this F1 individual with a wild-type animal or another F1 animal, an individual (F2) having a transgene in one (heterozygous) or both (homozygous) diploid chromosomes can be produced. it can.
[0024]
Alternatively, a transgenic mammal highly expressing β-defensin can also be prepared by introducing the above-mentioned β-defensin gene as a transgene into ES cells. For example, the β-defensin gene is introduced into HPRT negative (lacking the hypoxanthine guanine phosphoribosyltransferase gene) ES cells (embryonic stem cell) derived from normal mouse blastcysts. ES cells in which the β-defensin gene has been integrated on the mouse endogenous gene are selected by the HAT selection method. Next, the selected ES cells are microinjected into a fertilized egg (blastocyst) obtained from another normal mouse. The blastocyst is implanted into the uterus of another normal mouse as a foster mother. Thus, a chimeric transgenic mouse is born from the foster parent mouse. By crossing the chimeric transgenic mouse with a normal mouse, a heterotransgenic mouse can be obtained. By crossing the heterotransgenic mice, homotransgenic mice can be obtained.
[0025]
The progeny of the above-described transgenic mammal of the present invention, as well as some of the transgenic mammals, are also within the scope of the present invention. Part of the transgenic mammal includes tissues, organs and cells of the mammal.
[0026]
(4) Transgenic mouse production example
Hereinafter, an example of a method for producing a transgenic mouse using a mouse as a mammal will be described more specifically.
[0027]
1. Cloning of defensin gene
To produce the pathological model mouse of the present invention, first, a defensin gene is cloned. As the cloning method, various known methods can be used. For example, cDNA is prepared from mRNA of defensin, the cDNA is incorporated into DNA of a vector such as a plasmid, and the DNA recombinant vector is incorporated into a host such as Escherichia coli to grow Escherichia coli. A DNA recombination vector can be obtained from Escherichia coli produced in large quantities, and the defensin gene can be cloned by fractionating and purifying the gene by column chromatography or electrophoresis. It is desirable to confirm that the gene having the target base sequence has been purified by DNA sequencing or the like.
[0028]
2. Screening for genes encoding defensins
A cDNA encoding the present defensin obtained from a mouse gene library, or the same cDNA obtained directly from mouse mRNA by a method such as RT-PCR is inserted into a plasmid vector or the like by ligation.
[0029]
3. vector
As a cloning vector, a bacterial plasmid capable of amplifying a specific gene in a host, a yeast plasmid derived, a bacteriophage derived, a transposon derived and a combination thereof derived vectors, for example, plasmids such as cosmids and phagemids and bacteriophage. Mention may be made of those derived from genetic elements.
[0030]
4. Host
The gene encoding the present defensin is propagated by a host cell, preferably via a vector. Introduction of the gene encoding the present defensin into host cells is described in Davis et al. (BASIC METHODS IN MOLECULAR BIOLOGY, 1986) and Sambrook et al. NY, 1989), by transformation or infection as described in many standard laboratory manuals.
Examples of the host cell include bacterial prokaryotic cells such as Escherichia coli, Streptomyces, Bacillus subtilis, Streptococcus, and Staphylococcus, and fungal cells such as yeast and Aspergillus.
[0031]
5. Production of transgenic mice
In order to produce a defensin overexpressing mouse, for example, the defensin gene obtained by the above method is microinjected into the cell nucleus of a mouse fertilized egg. The amount of the gene to be injected is preferably 200 to 1000 copies per fertilized egg. Separately, a pseudo-pregnant foster mother is prepared by mating with a vasectomized male mouse, and the fertilized egg is transplanted into the oviduct of the foster parent to produce a mouse.
[0032]
As a method of introducing a defensin gene, a method of infecting a fertilized egg with a retroviral vector may be employed. In addition, a mouse overexpressing defensin can be produced by the same method using ES cells instead of fertilized eggs.
[0033]
The cDNA encoding the defensin cloned by the above-described method includes CAG (FASEBJ. 2001 Feb: 15 (2): 393-402), a mouse neurofilament, a promoter such as SV40, and a poly-A or intron such as rabbit β-globin and SV40. To construct a transgene to prepare a transgene vector. Of these, the CAG promoter is preferably used.
[0034]
The transgene vector thus prepared is linearized and introduced into a fertilized egg by microinjection, infection using a retrovirus, or the like.
[0035]
After microinjection, stable integration of the transgene into the chromosome generally occurs in 10-40% of born embryos. It is preferable to confirm whether integration of the gene of interest has occurred in the selected mouse chromosome by PCR, Southern blotting, or the like. When this mouse is cross-crossed with a wild-type mouse, a heterozygous mouse can be obtained, and the defensin overexpressing mouse of the present invention can be prepared.
[0036]
As a method for confirming whether or not the defensin overexpressing mouse of the present invention has occurred, for example, RNA is isolated from the mouse obtained by the above method and examined by Northern blotting or the like. There is a method to check by the method.
[0037]
6. Properties of transgenic mice
The transgenic mouse of the present invention is obtained by the above method, and has overexpressed defensin. As the defensin overexpressed mice grew, they showed poor growth, decreased muscle strength, and curvature of the spinal column, and the serum CPK activity increased. Such findings correspond to the symptoms and findings of human muscular dystrophy. Furthermore, on muscle pathological findings, most of the muscle fibers were replaced by regenerated fibers having a central nucleus, and necrotic muscle fibers were scattered among them, indicating the characteristic of muscular dystrophy. The relationship between defensins and muscular dystrophy was first clarified by the production of the mouse of the present invention.
The present invention will be described in more detail with reference to the following examples, but the present invention is not limited to these examples.
[0038]
【Example】
Example 1
Using the previously cloned mouse β-defensin-6 as a template, a mouse β-defensin-6-specific 5′-end primer (ACCATGAAGATCCCATTACCTG) (SEQ ID NO: 3) and a 3′-end primer designed to maintain a kozak sequence The entire length of the open reading frame was amplified by a PCR method using TGTGCATATTCACGAAGAAG (SEQ ID NO: 4). The PCR product was inserted into a plasmid vector (pCR4-TOPO, invitrogen) by the method of TA cloning, and incorporated into Escherichia coli (TOP10 One Shot cells, invitrogen) by transformation and cultured. After preparing plasmid DNA from the grown Escherichia coli, the plasmid DNA was cut with EcoRI, and after electrophoresis, a fragment containing mouse β-defensin-6 was purified from the gel. The nucleotide sequence of the cloned DNA (identical to SEQ ID NO: 1) was confirmed by DNA sequencing.
[0039]
On the other hand, a pCAGGS vector having a cloning site for EcoRI between the chicken β-actin promoter and the rabbit β-globin polyA signal (Niwa H, Yamamura K, Miyazaki J (1991) Efficient exchange technology for high-expression-reduction technology-examination exchange-high-expression-reaction. 108: 193-199.) Was digested with EcoRI, treated with alkaline phosphatase, and the above-mentioned DNA fragment containing mouse β-defensin-6 was subcloned.
[0040]
This new expression vector was again transformed into Escherichia coli (DH5α) by transformation, the Escherichia coli was cultured, and plasmid DNA was extracted. 100 μg of the extracted DNA was cleaved with an appropriate restriction enzyme so as to remove plasmid-derived DNA, purified by gel after electrophoresis, cytomegalovirus immediate-early enhancer, chicken β-actin promoter, mouse β-defensin-6, rabbit A transgene consisting of the β-globin poly A signal was prepared.
[0041]
Superovulation was induced by intraperitoneal administration of PMS and hCG to C57BL / 6 female mice, and they were cohabited and mated with C57BL / 6 male mice. The female mouse in which mating was established was killed by dislocation of the cervical vertebra, the abdominal cavity was opened, the salivary tube was cut out, transferred to M16 medium containing hyaluronidase, and the fertilized egg was transferred to the medium by tearing off the salivary tube under a stereoscopic microscope. Fertilized eggs were collected using a glass pipette.
[0042]
Next, M16 medium containing fertilized eggs and a drop of the injected DNA (concentration: 5 ng / μl) were respectively prepared in a glass dish, and covered with paraffin oil. Approximately 0.1 μl of the DNA to be injected was aspirated into an injection pipette under an inverted microscope equipped with a micromanipulator, and the DNA was injected into the pronucleus of a fertilized egg fixed with a holding pipette.
[0043]
Pseudopregnant female mice (ICR mice) for transplanting fertilized eggs into which DNA had been injected were prepared by mating with male mice (ICR mice) from which vas deferens were removed. On the day when the DNA was injected into the fertilized egg, the pseudopregnant female mouse was anesthetized, the ovaries and fallopian tubes were pulled out from the back, and the opening of the fallopian tubes was exposed. Approximately 10 fertilized eggs were sucked using a transplant pipette under a stereoscopic microscope, and the fertilized eggs were respectively transplanted from the left and right oviduct openings. After transplantation of fertilized eggs, pseudopregnant female mice gave birth to offspring in about 20 days.
[0044]
Genomic DNA was extracted from the tail of the born mouse, and a mouse into which a foreign gene had been incorporated was selected using PCR and Southern blotting. PCR was performed using a 5′-end primer (GGTTATTGTGCTGTCCATC) (SEQ ID NO: 5) and a 3′-end primer (ATTTGTGGAGCCAGGGCATTTG) (SEQ ID NO: 6) at 35 ° C. at 94 ° C. for 30 sec, 55 ° C. for 45 sec, 72 ° C. for 1 min. The detection was performed by detecting a PCR product having a size of 380 bp.
[0045]
In Southern blotting, genomic DNA was cut with BglII, electrophoresed on a 0.8% agarose gel, and transferred to a nylon membrane. Next, a DNA fragment consisting of exon 2 of the mouse β-defensin-6 gene was obtained using a random primed DNA labeling kit (Rosche Molecular Biochemicals).32P labeling was performed, and hybridization and washing were performed according to a protocol using Express Hyb hybridization solution (CLONTECH). However, hybridization was performed for 16 hours. For the detection, a bioimaging analyzer BAS2000 (Fuji Film) was used. In the wild type, a strong band of 1.4 kb and a weak band of about 3.3 kb are observed, whereas in the mutant type, bands are observed in addition to these bands at 4 kb, 3.5 kb, and 2.1 kb. .
[0046]
This primary transgenic mouse was intercrossed with a wild mouse, and a Western blot of a muscle extract protein of the obtained heterozygous mouse was performed. Muscle proteins were extracted using isogen (Nippon Gene) according to the protocol, and then shaken overnight at room temperature in a 5% acetic acid solution to selectively extract positively charged proteins. After the extract was neutralized with 10% aqueous ammonia and quantified, 8 μg of wild-type and mutant-type muscle extract proteins were fractionated by SDS-PAGE using tricine and transferred to a PVDF membrane. The PVDF membrane was reacted with rabbit-derived anti-mouse β-defensin-6 serum overnight at 4 ° C., followed by reaction with a peroxidase conjugate anti-rabbit IgG antibody at room temperature for 1 hour. For detection, Enhanced Chemiluminescent kit (Amersham) was used.
FIG. 1 shows the results of the Western blot. From the results of FIG. 1, overexpression of mouse β-defensin-6 was confirmed.
[0047]
The situation at 25 weeks of age of the transgenic mouse obtained by the above method is shown in FIG. As is clear from FIG. 2, the transgenic mouse of the present invention exhibited a muscular dystrophy-like disease state.
[0048]
【The invention's effect】
According to the present invention, a pathological model of muscular dystrophy, which has been obtained only by spontaneous generation, can be easily manufactured. Therefore, the effect of elucidating the pathophysiology of muscular dystrophy, or facilitating the study of therapeutic agents is obtained. Can be In addition, since the distribution pattern and the degree of skeletal muscle necrosis are different from those of the spontaneous muscular dystrophy disease model mouse (mdx mouse), versatile analysis different from that of the mdx mouse is possible. Furthermore, by showing a new mechanism of skeletal muscle necrosis by the action of endogenous humoral factors on cell membranes, it will contribute greatly to elucidation of pathophysiology and drug discovery from a completely different viewpoint from previous findings. it can.
[0049]
[Sequence list]
[Brief description of the drawings]
FIG. 1 shows the results of Western blotting of muscle extract proteins and staining with anti-mouse β-defensin-6 serum. The left lane contains 8 μg of muscle-extracted protein from a wild-type mouse, and the right lane contains 8 μg of muscle-extracted protein from the transgenic mouse of the present invention. In the present transgenic mouse, the expression of 4 kD mouse β-defensin-6 can be confirmed.
FIG. 2A shows the appearance of the transgenic mouse at 25 weeks of age. Prominent scoliosis was observed (arrow), indicating weakness of paraspinal muscles. FIG. 2B shows HE staining of the lower limb muscle of the transgenic mouse of the present invention at 25 weeks of age. Most of the muscle fibers are replaced by regenerated fibers with a central nucleus, in which necrotic muscle fibers are scattered (arrows), which exactly matches the pathological findings of muscular dystrophy.
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CN103006348A (en) * | 2012-12-25 | 2013-04-03 | 广西玮美生物科技有限公司 | Molding method for machin amyotrophy model |
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2003
- 2003-02-13 JP JP2003034885A patent/JP2004242557A/en active Pending
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