【発明の詳細な説明】
全細胞分析系
関係出願
この出願は、1996年7月26日に出願された仮出願第60/022,636号、及び1997年1
月23日に出願された仮出願第60/035,415号に関連し、それらからの優先権を主張
している。
発明の背景
本発明は、細胞懸濁液中に存在する特定のmRNA種の存在を確認するための迅速
で高感度な分析系及び方法に関する。本発明の分析系及び方法は、逆転写酵素ポ
リメラーゼ連鎖反応(RT-PCR)分析のための出発物質として全細胞を利用する。プ
ライマーは、mRNAに一致する特定のcDNA配列を増幅するように設計され用いられ
る。こうして細胞混合集団中に存在する細胞種の特異的で陽性の同定確認を最小
の時間及び試料操作だけで行うことができる。
現在入手可能な技術で細胞種を判定するするために、さまざまな戦略を用いる
ことができる。そのような戦略の一つは、細胞又は組織形態を調べることによっ
て細胞種を判定することである。この方法の欠点は、相当な量の訓練を必要とす
ることであり、その場合でも、それは非常に主観的で、常に再現性が悪い。これ
は、細胞又は組織に組織学的染色を行うことによって改良することができる。一
般に、組織学的操作は時間がかかり、染色はそれほど特異的ではない。また、細
胞又は組織の染色及び固定は、しばしば有害な化学物質、そしてこれらの物質で
作業するため、及びこれらの物質を処分するための施設を必要とする。
細胞種を判定するための第二の戦略は、特異的細胞種によってだけ発現するこ
とが知られている蛋白質マーカを探すことである。例えば、免疫組織学又はFACS
技術である。これらの方法は形態を調べるよりもはるかに特異的であるが、対象
の蛋白質マーカに対して作成された抗体の入手し易さに大きく依存する。しかし
ながら、抗体はしばしば容易には入手できない。さらに、抗原抗体反応は各々特
有で、個々に反応条件の最適化を必要とする。
細胞を類型化するための第三の戦略は、細胞によって転写されるmRNAを調べる
ことである。各細胞種が特有のmRNA特性を有するが、RNAを操作するために用い
る方法は、調べる特定のmRNAに依存しない。技術は、広範囲の細胞源に、せいぜ
い非常にわずかの改良だけで適用できる。ノーザンブロッティング及びRNA分解
酵素(リボヌクレアーゼ)保護分析は、特異的mRNAの存在を検出し定量すること
ができる二つの方法である。しかし、これらの方法は両方ともかなりの量(1〜20
μg)のRNAを必要とし、一般に最初にそれを精製する必要がある。in situハイ
ブリダイゼーション及びin situ PCRは、はるかに少ない出発物質を用いて実施
することができるが、これらの方法は両方とも技術的に難しく、行うのに時間を
要し、分析するのが難しい。
過去数年、真核細胞での遺伝子発現の研究で標的mRNAの検出のための感度、特
異性、及び時間という条件に関して、いくつかの技術的な改良がなされた。RNA
分解酵素保護分析は、定量的で、非常に些かの出発物質しか必要とせず、予めRN
Aの精製を行わずに直接全細胞に基づいて行うことができるので、ノーザンブロ
ット分析より優れている(Strauss and Jacobowitz,Brain Res.Mol.Brain Res
.,20,229-239,(1993))。しかしRNA分解酵素保護分析は、まだかなりの量の時
間及び操作を必要とする。RT-PCR分析系は、非常に些かのRNAからの希薄なmRNA
転写物の検出を可能にする(Klebe et al.,BioTechniqes 21(6),1094-1100(196
6)。しかしRNA単離及び第一鎖cDNA合成、その後PCR増幅等いくつかの段階がまだ
必要である。これらの制限が、RNA分解酵素保護分析系又はRT-PCR分析系を特異
的標的mRNAのための細胞をスクリーニングするための迅速分析系として使用する
のを困難にしている。
従って、迅速に最小の試料操作で細胞培養内の標的mRNAの特異的で確実な同定
を行い、従来技術の短所を克服するための簡易な操作を提供することが、本発明
の目的である。
図面の簡単な説明
図1は、継代ヒト軟骨細胞及びヒト皮膚繊維芽細胞中のアグリカン及びGAPDHの
存在を示す電気泳動写真である。
図2aは、軟骨細胞及び繊維芽細胞から単離される全RNAに基づいて行われる分
析の結果を示すアガロースゲルの写真である。
図2bは、軟骨細胞及び繊維芽細胞から単離される全RNAに基づいて行われる分
析の結果を示すサザンブロットの写真である。
図3は、プライマー位置での染色体及びcDNAテンプレートの概要図である。介
在配列が染色体DNAの中に示されているが、cDNAとmRNAには存在しない。
図4は、軟骨細胞及び繊維芽細胞からRNA分解酵素を用いて及びRNA分解酵素を
用いずに単離された全RNAに基づいて行われる分析の結果を示すアガロースゲル
の写真である。
図5は、軟骨細胞及び繊維芽細胞からRNA分解酵素およびDNA分解酵素を用いて
及び用いずに単離される全RNAに基づいて行われる分析の結果を示すアガロース
ゲルの写真である。
図6は、染色体DNAテンプレート(250bp)及びmRNAテンプレート(146bp)からヒト
軟骨細胞及び繊維芽細胞中のGAPDHの存在を示すサザン・ブロットの写真である
。
図7は、健全ヒト軟骨細胞及び繊維芽細胞由来のアグリカン及びGAPDHの検出に
対するRNA分解酵素A及びRNA分解酵素阻害剤の存在の影響を比較するアガロース
ゲルの写真である。
図8は、健全ヒト軟骨細胞及び繊維芽細胞由来のアグリカン及びGAPDHの存在を
示すアガロースゲルの写真である。
図9は、完全ヒト軟骨細胞及び繊維芽細胞由来のアグリカン及びGAPDHの存在を
示すサザンブロットの写真である。
図10は、健全ヒト軟骨細胞及び繊維芽細胞由来のアグリカン及びGAPDHの検出
に対するRNA分解酵素A及びRNA分解酵素阻害剤の存在の影響を比較するアガロー
スゲルの写真である。
発明の概要
本発明は、細胞混合集団中の軟骨細胞のような細胞の特定の型の判定のための
迅速で正確な方法に関する。本発明の方法は、出発物質として全細胞を用いる。
標的細胞に対して特異的なマーカが同定され、マーカのためのプライマーが組み
立てられる。対応する染色体のテンプレートから増幅されるDNAよりも小さい逆
転写RNAテンプレートから核酸産物を作るためにプライマーを組み立てるのが望
ましい。
本発明の方法を実施する際には、細胞を液体試料の残存成分から遠心分離等の
簡便な手段によって分離する。細胞はペレットにするのが望ましい。ペレット、
RT-PCR培地、Tween 20のような細胞溶解剤又は界面活性剤、及び場合によっては
、mRNAの分解を最小にするために、RNA分解酵素阻害剤を混合することによって
反応液を調製する。反応液を充分な高温(約60〜90℃)に維持して一時的にRNA分
解酵素を不活化することによって、mRNA分解を抑制し、誤ったプライミングを抑
制する。
本発明の方法は、軟骨修復手術の際に患者から手術によって取り除かれるヒト
軟骨組織試料を分析するのに特に有用である。患者からの除去の後で、試料を軟
骨細胞に特異的なアグリカンmRNAの存在について分析する。本発明の操作で判定
した時、もし充分な細胞が試料中に存在するならば、細胞を軟骨の欠陥を修復す
るためのパッチを形成するために培養してもよい。ケラチン生成細胞を置き換え
るために同様のアプローチを取ることができることは容易に理解されよう。
発明の詳細な説明
本発明の方法は、ある細胞種に特異的であることが知られている分子マーカを
利用する。改変単一管RT-PCR分析を、これらのマーカに対するシグナルを増幅す
るために行うのが望ましい。そのような技術は公知の方法であり、市販されてい
る。この方法と分析系の目的を達成する限り、既知のいかなる増幅技術も用いる
ことができる。
細胞混合集団中の特定の細胞種の存在を確認することが必要ないかなる操作に
も、この方法と分析系を用いることができる。より一般に、特定のRNAが、いく
つか又はすべての細胞によって転写されることが期待される場合にはいつでも、
それを用いることができる。例をいくつか挙げるならば、軟骨細胞(アグリカンm
RNA)、ケラチン生成細胞(ケラチンmRNA)、ウイルス又は細菌のRNA、欠失又は挿
入変異を有するmRNAイソ型を発現する細胞、及び癌だけで転写されるRNAがある
。
最初に細胞からmRNA又は全RNAを精製する必要がなく出発物質として全細胞を
使用することができることは、遺伝子発現の分析操作に必要な時間と試料を大き
く節約する。単一の緩衝液を用い、単一の管で全操作を実施することができ、ほ
とんど試料の操作がない。多くの状況で、細胞類別化に現在利用できる方法は、
あまりに多くの時間か操作を必要とするか、主観的過ぎるから不適当である。
かなり高い融点を有するプライマーを、対応するゲノム配列中に介在配列が存
在するmRNAの短い部分を増幅するために選ぶ。そのようなプライマーは、すべて
の細胞中に存在する染色体DNAテンプレートから作られるシグナルと、細胞種特
異的な逆転写mRNA間の区別を可能にする。高プライマーアニーリング温度は、プ
ライマーとテンプレート間の非常に特異的な相互作用を可能にする。それはまた
、アニーリングと伸長段階を一緒にした二段階PCR増幅の使用を可能にする。プ
ライマー間の短い距離は、酵素の高操作性と二段階PCR増幅とあいまって、特異
的mRNAからのシグナルを作るのに必要なサイクル数を大きく減らす。
この分析の迅速性と簡便性は、単一の緩衝液中に熱安定な逆転写酵素活性及び
DNAポリメラーゼ活性を有する酵素又は酵素群の混合物を有することで最適化さ
れる。この二活性/単一緩衝液が可能であれば、分析の間どんな操作も必要とせ
ず分析が単一管中で完了できるようになる。熱安定なポリメラーゼrTthは、逆転
写酵素及びDNAポリメラーゼ活性の両方を有する熱安定酵素であり、Perkin Elme
r Cetus社から入手可能なPCR反応緩衝液のような緩衝液系で両方の活性が得られ
る。
本発明の分析は、RNAシグナルを染色体DNAシグナルと区別するプライマー対を
選ぶことによって特定の遺伝子が所定の細胞集団中で転写されるかどうかを判定
するために用いることができる。本発明で用いる方法は直接全細胞からシグナル
を作ることができ、最小の取り扱い時間と操作を必要とする特異的、簡便、迅速
、そして高感度な分析であることがわかる。細胞混合集団中で特定の標的mRNAの
存在を確認するために、この方法を用いることができる。
本発明の方法は、約1000個未満、100個程の細胞由来の特定の低濃度のmRNAを
検出する際に非常に高感度である。さらに、増幅されたDNA断片は染色体DNAから
作られるのではなく、転写された遺伝子から作られる。全細胞が単一の管、単一
の緩衝液、1酵素RT-PCR反応においてテンプレートとして用いられるので、この
操作は定性的な遺伝子発現分析を相当に簡易化する。
RT-PCRを用いるRNAの正確な定量は、逆転写過程及び増幅段階の間の試料間の
条件の小さい変動が人為的誤差を持ち込むのを抑制する最近の技術革新によって
可能となった。
特定の標的mRNAについて細胞の高効率で定量的なスクリーニングを可能にする
分析は多くの応用の可能性を有するであろう。例えば、生体外で細胞による特定
のmRNAの転写を促進する条件を解析することができ、特定の細胞種が多いかどう
かについてヘテロな細胞集団を調べることができ、またプラスミド・トランスフ
ェクションの転写レベルを測定し、最適化することができよう。
本発明の種々な特徴と側面を以下の実施例で解説するが、それらは請求の範囲
で規定された発明の範囲への制限と考えるべきではない。
実施例1
プライマーは、軟骨細胞特異的マーカであるアグリカンmRNAのG3ドメインの28
0bpの領域を増幅するように設計された。プライマー間の領域はここの反応条件
下では増幅することができないほど大きい介在配列を含んでいると予測されるか
ら、これらのプライマーは染色体DNAテンプレート由来の配列を増幅しないよう
に選ばれた。増幅に関する陽性対照群としてのプライマーもまた選ばれた。それ
らのプライマーは、すべての細胞種で転写されるハウスキーピング遺伝子である
GAPDHの146bpの領域を共同で増幅するように設計された。
組織培養処理されたプラスチック上で単層に増殖させた継代ヒト軟骨細胞をそ
のプラスチックからトリプシンで遊離させ、10%牛胎仔血清(FBS)を含む5倍の体
積の細胞培地の添加により不活化させた。血球計算盤上で計数するために細胞懸
濁液の少量を取り除き、残りの細胞を臨床遠心機でペレットにする。細胞ペレッ
トをリン酸バッファー生理食塩水(PBS)10ml中に再懸濁し、1万個の細胞を0.2ml
肉薄PCR管中に分注する。細胞をPCR管中で遠心分離によりペレットにし、PBS上
清を取り除く。RT-PCR反応は、後で述べるようにmRNAの分解を抑制するために最
適化した技術を用いて行う。
熱サイクル装置中で90℃に簡単に予熱したRT-PCR反応混合物を直接細胞ペレッ
トに添加する。この混合物の組成は以下の通り:
Tween-20 0.125μl 0.5%(V/V)
胎盤RNA 分解酵索阻害剤 1.25μl 500U/ml
各プライマ− 4μl 11.25pmol
各dNTPO 3μl 300μM
5×緩衝液 5μl 1/5体積
Mn(OAc)2 2.5μl 2.5mM
水で 24μl
反応混合物を90℃に設定した熱サイクル装置中に置く。酵素rTth(1μl=2.5U)
を反応液に添加し、次にすぐに攪拌し、直ちに反応液を熱サイクル装置中の元の
場所に戻す。次に続くプログラムは以下の通り:
63.5℃(逆方向プライマーの最適アニーリング温度)で15分間
92℃で1分間
以下35サイクル
92℃で10秒間
63.5℃で(逆方向プライマー最適アニーリング温度)20秒間
72℃で3分間
4℃で、分析の準備ができるまで保持。
分析の特異性は、RT-PCRのためのテンプレートとしてヒト線維芽細胞を用いて
確立された。アグリカンに相当する280bpのバンドは、軟骨細胞又は精製軟骨細
胞RNAから増幅されただけで、繊維芽細胞又は精製線維芽細胞RNAからは増幅され
なかった。精製RNAを用いる類似の分析試験は、単離されたRNAテンプレートから
と、全細胞のテンプレートから増幅された断片の大きさには差がないことを示し
た。
増幅産物をアガロースゲル電気泳働で分析し、その結果を図1に示す。
実施例2〜9
以下の一般的な操作を実施例2〜9に適用した。
継代ヒト関節性軟骨細胞及び皮膚繊維芽細胞を組織培養プラスチック上で単層
に増殖させ、10%ウシ胎仔血清入りDMEMを供給した。細胞を組織培養処理プラス
チックからトリプシン/EDTAで遊離させ、次に10%FBS含有培地の5倍の体積の添加
により不活化させた。血球計算盤上で計数するため細胞懸濁液の一部を取り、細
胞を臨床遠心機でペレットにした。細胞ペレットをリン酸緩衝生理食塩水に再懸
濁し、1万個の細胞を0.2mlの肉薄PCR管に分注した。細胞をPCR管中で卓上型微量
遠心機で3000rpmで遠心分離してペレットにし、次にリン酸緩衝生理食塩水上清
を取り除いた。
プライマーは、Oligo 5.0プログラム(National Biosciences社,Plymouth MN)
を用いて設計した。プライマーは、85℃以上の予測融解温度及び63〜64℃の予測
最適アニーリング温度を有する。各プライマーは、完全にmRNA配列の単一のエキ
ソン内でアニールするように選ばれ、順方向及び逆方向のプライマー間の領域が
介在配列を埋めると予測された。このプライマー設計を用いれば、逆転写RNAテ
ンプレートから増幅される配列は染色体DNAテンプレートから増幅される配列と
比べてより小さい産物をもたらす。プライマーを含む増幅産物は100〜500塩基対
であり短いサイクル回数が可能になった。プライマー配列(5'から3')は以下の通
り:
プライマーはGenosys Biotechnologies社(Woodlands、TX)による逆相カートリ
ッジにより作成し精製した。
RT-PCR反応は、Perkin Elmer Cetus社(EZ rTth RNA PCR Kit、Roche Molecula
r Systems社、Branchburg NJ)により逆転写酵素及びDNAポリメラーゼ活性の両方
を可能にするために最適化されたrTth酵素及び緩衝液条件を用いて行った。反応
体積は25μlで、0.5%(v/v)のTween 20、11.25pmolの各プライマー、300μMの
各dNTP、1×反応緩衝液、2.5mMの酢酸マンガン、及び水から成る。示された試料
は、500U/mlの胎盤RNA分解酵素阻害剤(Gibco,Grand Island NY)、RNA分解酵素A
/T1(20U/mlのRNA分解酵素Aと800U/mlのRNA分解酵素T1)、又は80U/mlのDNase I(A
mbion,Austin TX)を有した。マスター混合物を調製し、90℃の加熱ブロックで
加熱し、次に24μlを1万個の細胞を含有するPCR管に分注した。反応液を90℃に
設
定したMJ-Research PTC-100熱サイクル装置中に置いた。1μl(2.5U)の酵素rTth
を反応液に添加し、次にすぐに攪拌し、直ちに熱サイクル装置に戻した。逆転写
段階を63.5℃で5分間行い、その後、変性段階を92℃で60秒間行った。次にcDNA
を92℃で10秒間変性段階と63.5℃で20秒間アニーリング/伸長段階の35サイクル
により増幅した。72℃で3分間の最終伸長段階で熱サイクル装置プログラムを完
了し、反応液をアガロースゲル電気泳働の準備ができるまで4℃で保持する。い
くつかの試料については、上記のプログラムの前にRNA分解酵素又はDNA分解酵素
による消化のためインキュベーションを行った。各反応液の1/5〜1/3を臭化エチ
ジウム含有TBE緩衝液中3%NuSieve 3:1アガロースゲル(FMC,Rockland ME)上で泳
動させ、バンドをUV照明により可視化させた。サザンブロッティングは、メーカ
ーの指示に従ってPosiBlot装置(Stratagene,La Jolla CA)を用いて実施した。
ランダム・プライムされたプローブは、StratageneのRandom PrimeIt II操作を
用いて作った。膜へのラベル・プローブのハイブリダイゼーションはAmersham R
apid-Hyb溶液を用いて行い、その後、65℃で0.1%SSC及び0.1%SDS中での高厳密洗
浄を用いて実施した。アグリカン・プローブを作るために用いたテンプレートは
、ヒト・アグリカンのG3ドメインをコードする配列を有するプラスミドであった
。GAPDHプローブを作るために用いるテンプレートは、ヒトGAPDHをコードする配
列を有するプラスミドである。
実施例2
上に示す一般的な操作の後、分析を図2a及び2bが示すように軟骨細胞(上図)及
び繊維芽細胞(下図)由来の精製全RNAの所定量で行った。アグリカンのバンドは2
80bpであり、GAPDHのバンドは146bpである。下のバンドは約70bpであり、プライ
マー-プライマー相互作用の結果である。図2aは臭化エチジウムで染色したアガ
ロースゲルを示し、図2bはヒト・アグリカン及びGAPDHプローブでハイブリダイ
ズしたゲルのサザン・ブロットを示す。
実施例3
軟骨細胞及び繊維芽細胞由来の精製全RNA 20ngをRNA分解酵素A/T1(ml当たり20
U/800U)の存在又は非存在下で1×RT-PCR緩衝液中でrTth又はプライマー無しで45
℃で135分間消化した。RNA分解酵素での消化の後、アグリカン、GAPDHプライマ
ー、及びrTth酵素を添加し、RT-PCR熱サイクル装置プログラムを開始した。図4
には、増幅されたアグリカン(280bp)、GAPDH(146bp)、及びプライマー-プライマ
ー相互作用(約70bp)に相当するバンドが、臭化エチジウムで染色したアガロース
ゲル上に見える。
実施例4
軟骨細胞及び繊維芽細胞由来の100ngの精製全RNAを1×RT-PCR緩衝液中でrTth
又はプライマー無しで酵素無し(レーン1及び2)、RNA分解酵素A/T1(ml当たり20U/
800U)(レーン3及び4)、DNA分解酵素I(80U/ml)(レーン5及び6)、又は両方(レーン
7及び8)で37℃50分間消化した。消化の後、反応液を90℃で2分間加熱した。アグ
リカン、GAPDHプライマー、及びrTth酵素を添加し、熱サイクル装置プログラム
を開始した。図5には、増幅されたアグリカン(280bp)、GAPDH(146bp)、及びプラ
イマープライマー相互作用(約70bp)に相当するバンドが、臭化エチジウムで染色
したアガロースゲル上に見える。
実施例5
軟骨細胞及び繊維芽細胞由来の400ngの精製全RNAを1×RT-PCR緩衝液中でrTth
又はプライマー無しでRNA分解酵素A/T1(ml当たり20U/800U)で37℃で60分間消化
した。消化の後、アグリカン及びGAPDHプライマーを添加し、反応液を90℃に加
熱し、rTth酵素を添加し、熱サイクル装置プログラムを開始した。反応液試料を
アガロースゲル上で泳動し、チャージしたナイロン膜にブロットし、ヒトGAPDH
プローブとハイブリダイズさせた。図6には、増幅された染色体DNA(250bp)及びc
DNAに相当するバンド(146bp)が見える。
実施例6
PCR管中でペレットにされ、rTth又はプライマー無しで1×RT-PCR緩衝液中に再
懸濁した2万個の健全軟骨細胞及び繊維芽細胞を、RNA分解酵素A/T1(ml当たり20U
/800U)で37℃で5分間消化したか、又は40U/mlのRNA分解酵素阻害剤を加えた。ア
グリカン・プライマーだけ又はGAPDHプライマーだけを含む別々の反応を行わせ
た。反応液を90℃に加熱し、rTth酵素を添加し、熱サイクル装置プログラムを開
始した。図7には、アグリカン(280bp)、GAPDH(146bp)、及びプライマープライマ
ー相互作用(約70bp)に相当するバンドが、臭化エチジウムで染色したアガロース
ゲル上に見える。
実施例7
リン酸緩衝生理食塩水中で健全軟骨細胞及び繊維芽細胞の階段希釈をPCR管の
底にペレットにし、リン酸緩衝生理食塩水上清を取り除いた。90℃に予熱したア
グリカン、GAPDHプライマー、及びrTth酵素を含む反応混合物を細胞ペレットに
添加し、熱サイクル装置プログラムを開始した。図8には、アグリカン(280bp)、
GAPDH(146bp)、及びプライマープライマー相互作用(約70bp)に相当するバンドが
、臭化エチジウムで染色したアガロースゲル上に見える。
実施例8
分析は実施例7のように健全軟骨細胞と繊維芽細胞の段階希釈で行った。反応
液試料はアガロースゲル上で泳動され、チャージされたナイロン膜にブロットさ
れ、ヒト・アグリカン及びGAPDHプローブとハイブリダイズされた。図9には、ア
グリカン(280bp)、GAPDH(146bp)、及びプライマープライマー相互作用(約70bp)
に相当するバンドが見える。
実施例9
1万個の健全軟骨細胞をPCR管中でペレットし、RNA分解酵素A/T1(ml当たり20U/
800U)、又は40U/ml RNA分解酵素阻害剤を含む1×RT-PCR緩衝液(アグリカン及びG
APDHプライマーを含む)中に再懸濁した。直ちに試料を90℃に置くか、又は90℃
に加熱する前に37℃で5分間消化を行った。酵素rTthを添加し、熱サイクル装置
プログラムを開始した。図10には、アグリカン(280bp)及びGAPDH(146bp)に相当
するバンドが、臭化エチジウムで染色したアガロースゲル上に見える。DETAILED DESCRIPTION OF THE INVENTION Whole Cell Analysis System Related Application This application is a provisional application No. 60 / 022,636 filed on July 26, 1996 and a provisional application No. 60 filed on January 23, 1997. Relates to and claims priority to / 035,415. BACKGROUND OF THE INVENTION The present invention relates to a rapid and sensitive assay system and method for confirming the presence of a particular mRNA species present in a cell suspension. The assay systems and methods of the present invention utilize whole cells as a starting material for reverse transcriptase polymerase chain reaction (RT-PCR) analysis. Primers are designed and used to amplify a specific cDNA sequence that matches the mRNA. In this way, specific and positive identification of cell types present in the mixed cell population can be performed with minimal time and sample manipulation. Various strategies can be used to determine cell type with currently available techniques. One such strategy is to determine cell type by examining cell or tissue morphology. The disadvantage of this method is that it requires a considerable amount of training, and even then it is very subjective and always poorly reproducible. This can be improved by performing histological staining on the cells or tissues. In general, histological manipulations are time consuming and staining is not very specific. Also, staining and fixing cells or tissues often requires hazardous chemicals and facilities to work with and dispose of these substances. A second strategy for determining cell types is to look for protein markers that are known to be expressed only by specific cell types. For example, immunohistology or FACS technology. Although these methods are much more specific than examining morphology, they rely heavily on the availability of antibodies raised against the protein marker of interest. However, antibodies are often not readily available. Furthermore, each antigen-antibody reaction is unique and requires individual optimization of reaction conditions. A third strategy for typifying cells is to examine the mRNA transcribed by the cells. Although each cell type has unique mRNA properties, the method used to engineer the RNA does not depend on the particular mRNA being examined. The technology can be applied to a wide range of cell sources with very little improvement at best. Northern blotting and RNAse (ribonuclease) protection assays are two methods by which the presence of specific mRNA can be detected and quantified. However, both of these methods require significant amounts (1-20 μg) of RNA and generally require that it be first purified. Although in situ hybridization and in situ PCR can be performed with much less starting material, both of these methods are technically difficult, time consuming to perform, and difficult to analyze. In the last few years, several technical improvements have been made in eukaryotic cell gene expression studies regarding the conditions of sensitivity, specificity, and time for detection of target mRNA. RNAse protection assays are superior to Northern blot analysis because they are quantitative, require very little starting material, and can be performed directly on whole cells without prior RNA purification. (Strauss and Jacobowitz, Brain Res. Mol. Brain Res., 20, 229-239, (1993)). However, RNase protection assays still require a significant amount of time and manipulation. RT-PCR analysis systems allow the detection of dilute mRNA transcripts from very small amounts of RNA (Klebe et al., BioTechniqes 21 (6), 1094-1100 (1966). However, RNA isolation. Some steps are still required, such as first-strand cDNA synthesis, followed by PCR amplification, etc. These limitations make RNase protection assays or RT-PCR assays to screen cells for specific target mRNA. Therefore, it is difficult to use it as a rapid analysis system for rapid and accurate identification of target mRNA in cell culture with minimal sample manipulation and to overcome the disadvantages of the prior art. BRIEF DESCRIPTION OF THE DRAWINGS FIG. 1 is an electrophoretic photograph showing the presence of aggrecan and GAPDH in passaged human chondrocytes and human dermal fibroblasts. Figure 2a shows the fractionation performed on total RNA isolated from chondrocytes and fibroblasts. Figure 2b is a photograph of an agarose gel showing the results of the analysis, Figure 2b is a photograph of a Southern blot showing the results of an analysis performed on total RNA isolated from chondrocytes and fibroblasts. Figure 4 is a schematic diagram of the chromosome and cDNA templates at positions, with the intervening sequence shown in the chromosomal DNA but absent in the cDNA and mRNA. Fig. 5 is a photograph of an agarose gel showing the results of an analysis performed on total RNA isolated with and without RNase Fig. 5 shows RNase and DNA degradation from chondrocytes and fibroblasts Figure 6 is a photograph of an agarose gel showing the results of an analysis performed on total RNA isolated with and without enzymes Figure 6 shows human chondrocytes from a chromosomal DNA template (250 bp) and an mRNA template (146 bp) And fiber Figure 7 is a photograph of a Southern blot showing the presence of GAPDH in blasts Figure 7 shows the presence of RNase A and RNase inhibitor for the detection of aggrecan and GAPDH from healthy human chondrocytes and fibroblasts. Fig. 8 is a photograph of an agarose gel comparing the effects Fig. 8 is a photograph of an agarose gel showing the presence of aggrecan and GAPDH derived from healthy human chondrocytes and fibroblasts Fig. 9 is a photograph of a fully human chondrocyte and fibroblast FIG. 2 is a photograph of a Southern blot showing the presence of cell-derived aggrecan and GAPDH. FIG. 10 is a photograph of an agarose gel comparing the effect of the presence of RNase A and RNase inhibitor on the detection of aggrecan and GAPDH from healthy human chondrocytes and fibroblasts. SUMMARY OF THE INVENTION The present invention relates to a rapid and accurate method for the determination of specific types of cells, such as chondrocytes, in a mixed cell population. The method of the invention uses whole cells as starting material. Markers specific to the target cells are identified and primers for the markers are assembled. It is desirable to assemble primers to make a nucleic acid product from a reverse transcribed RNA template that is smaller than the DNA amplified from the corresponding chromosomal template. In carrying out the method of the present invention, cells are separated from the remaining components of the liquid sample by a simple means such as centrifugation. Preferably, the cells are pelleted. Prepare the reaction by mixing the pellet, RT-PCR media, cell lysing or detergent such as Tween 20, and, optionally, RNase inhibitors to minimize mRNA degradation . By keeping the reaction solution at a sufficiently high temperature (about 60 to 90 ° C.) to temporarily inactivate the RNase, it suppresses mRNA degradation and erroneous priming. The method of the present invention is particularly useful for analyzing a human cartilage tissue sample that is surgically removed from a patient during cartilage repair surgery. After removal from the patient, the sample is analyzed for the presence of aggrecan mRNA specific for chondrocytes. If sufficient cells are present in the sample, as determined by the procedure of the present invention, the cells may be cultured to form a patch for repairing cartilage defects. It will be readily appreciated that a similar approach can be taken to replace keratinocytes. DETAILED DESCRIPTION OF THE INVENTION The methods of the present invention utilize molecular markers that are known to be specific for certain cell types. It is desirable to perform a modified single tube RT-PCR analysis to amplify the signal for these markers. Such techniques are known methods and are commercially available. Any known amplification technique can be used so long as it achieves the purpose of the method and analytical system. The method and assay can be used for any procedure that requires confirming the presence of a particular cell type in a mixed cell population. More generally, whenever a particular RNA is expected to be transcribed by some or all cells, it can be used. Transcribed only in chondrocytes (aggrecan mRNA), keratinocytes (keratin mRNA), viral or bacterial RNA, cells expressing mRNA isoforms with deletion or insertion mutations, and cancer alone, to name a few. There is RNA that is performed. The ability to use whole cells as a starting material without having to first purify the mRNA or total RNA from the cells saves a great deal of time and samples required for gene expression analysis procedures. The entire operation can be performed in a single tube using a single buffer, with little manipulation of the sample. In many situations, currently available methods for cell sorting are inappropriate because they require too much time, manipulation, or are too subjective. Primers with a relatively high melting point are chosen to amplify a short portion of the mRNA where the intervening sequence is present in the corresponding genomic sequence. Such primers allow a distinction between signal generated from chromosomal DNA templates present in all cells and cell type-specific reverse transcribed mRNA. High primer annealing temperatures allow for very specific interactions between the primer and the template. It also allows the use of a two-step PCR amplification with a combined annealing and extension step. The short distance between the primers, combined with the high operability of the enzyme and two-step PCR amplification, greatly reduces the number of cycles required to generate a signal from a specific mRNA. The speed and simplicity of this assay is optimized by having a mixture of enzymes or enzymes having thermostable reverse transcriptase and DNA polymerase activities in a single buffer. If this bi-activity / single buffer is possible, the analysis can be completed in a single tube without any manipulation required during the analysis. Thermostable polymerase rTth is a thermostable enzyme that has both reverse transcriptase and DNA polymerase activities, and both activities are obtained in a buffer system such as the PCR reaction buffer available from Perkin Elmer Cetus. . The assays of the present invention can be used to determine whether a particular gene is transcribed in a given cell population by choosing a primer pair that distinguishes the RNA signal from the chromosomal DNA signal. The method used in the present invention can generate a signal directly from whole cells, indicating that it is a specific, simple, rapid, and highly sensitive analysis requiring a minimum handling time and operation. This method can be used to confirm the presence of a particular target mRNA in a mixed cell population. The method of the present invention is very sensitive in detecting specific low concentrations of mRNA from less than about 1000 and as few as 100 cells. Further, amplified DNA fragments are not made from chromosomal DNA, but from transcribed genes. This procedure considerably simplifies qualitative gene expression analysis, since all cells are used as templates in a single tube, single buffer, one enzyme RT-PCR reaction. Accurate quantitation of RNA using RT-PCR has been made possible by recent innovations that limit small variations in sample-to-sample conditions during the reverse transcription process and the amplification step to introduce artificial errors. Assays that allow for efficient and quantitative screening of cells for specific target mRNAs will have many potential applications. For example, you can analyze conditions that enhance the transcription of specific mRNAs by cells in vitro, examine heterogeneous cell populations for abundance of specific cell types, and determine the transcription level of plasmid transfection. Could be measured and optimized. Various features and aspects of the present invention are illustrated in the following examples, which should not be considered as limiting to the scope of the invention as defined in the appended claims. Example 1 Primers were designed to amplify a 280 bp region of the G3 domain of aggrecan mRNA, a chondrocyte-specific marker. These primers were chosen not to amplify sequences from the chromosomal DNA template, as the region between the primers would be expected to contain intervening sequences that were too large to amplify under the reaction conditions here. Primers were also selected as a positive control for amplification. The primers were designed to co-amplify a 146 bp region of GAPDH, a housekeeping gene transcribed in all cell types. Subcultured human chondrocytes grown in monolayer on tissue-cultured plastic are released from the plastic with trypsin and inactivated by the addition of 5 volumes of cell culture medium containing 10% fetal bovine serum (FBS). I let it. Remove a small amount of the cell suspension for counting on a hemocytometer and pellet the remaining cells in a clinical centrifuge. The cell pellet is resuspended in 10 ml of phosphate buffered saline (PBS) and 10,000 cells are dispensed into 0.2 ml thin PCR tubes. The cells are pelleted by centrifugation in a PCR tube and the PBS supernatant is removed. The RT-PCR reaction is performed using a technique optimized for suppressing the degradation of mRNA as described later. Add the RT-PCR reaction mixture, which has been briefly preheated to 90 ° C. in a thermocycling device, directly to the cell pellet. The composition of this mixture is as follows: Tween-20 0.125 μl 0.5% (V / V) Placental RNA degrading enzyme inhibitor 1.25 μl 500 U / ml each primer 4 μl 11.25 pmol dNTPO 3 μl 300 μM 5 × buffer 5 μl 1 / 5 volumes Mn (OAc) 2 2.5 μl 24 μl with 2.5 mM water Place the reaction mixture in a thermocycling apparatus set at 90 ° C. The enzyme rTth (1 μl = 2.5 U) is added to the reaction, followed immediately by stirring and immediately returning the reaction to its original place in the thermocycler. The following program is as follows: 63.5 ° C (optimal annealing temperature of reverse primer) 15 minutes 92 ° C 1 minute or less 35 cycles 92 ° C 10 seconds 63.5 ° C (optimal reverse primer annealing temperature) 20 seconds 72 Hold at 4 ° C for 3 minutes at 4 ° C until ready for analysis. The specificity of the assay was established using human fibroblasts as a template for RT-PCR. The 280 bp band corresponding to aggrecan was only amplified from chondrocyte or purified chondrocyte RNA and not from fibroblast or purified fibroblast RNA. Similar analytical tests using purified RNA showed that there was no difference in the size of the fragments amplified from the isolated RNA template and from the whole cell template. The amplification products were analyzed by agarose gel electrophoresis, and the results are shown in FIG. Examples 2-9 The following general procedures were applied to Examples 2-9. Passaged human articular chondrocytes and dermal fibroblasts were grown in monolayer on tissue culture plastic and supplied with DMEM containing 10% fetal calf serum. Cells were released from tissue culture treated plastic with trypsin / EDTA and then inactivated by the addition of 5 volumes of medium containing 10% FBS. A portion of the cell suspension was taken for counting on a hemocytometer and the cells were pelleted in a clinical centrifuge. The cell pellet was resuspended in phosphate buffered saline and 10,000 cells were dispensed into 0.2 ml thin PCR tubes. The cells were pelleted by centrifugation in a PCR tube at 3000 rpm in a tabletop microcentrifuge and then the phosphate buffered saline supernatant was removed. Primers were designed using the Oligo 5.0 program (National Biosciences, Plymouth MN). The primer has a predicted melting temperature of 85 ° C or higher and a predicted optimum annealing temperature of 63-64 ° C. Each primer was chosen to anneal completely within a single exon of the mRNA sequence, and the region between the forward and reverse primers was expected to fill the intervening sequence. With this primer design, the sequence amplified from the reverse transcribed RNA template results in a smaller product than the sequence amplified from the chromosomal DNA template. Amplification products containing primers were 100-500 base pairs, allowing for short cycle times. The primer sequences (5 'to 3') are as follows: Primers were prepared and purified on reverse phase cartridges from Genosys Biotechnologies (Woodlands, TX). The RT-PCR reaction is an rTth enzyme and buffer optimized by Perkin Elmer Cetus (EZ rTth RNA PCR Kit, Roche Molecular Systems, Branchburg NJ) to allow both reverse transcriptase and DNA polymerase activity. Performed using liquid conditions. The reaction volume is 25 μl and consists of 0.5% (v / v) Tween 20, 11.25 pmol of each primer, 300 μM of each dNTP, 1 × reaction buffer, 2.5 mM manganese acetate, and water. Samples shown were 500 U / ml placental RNase inhibitor (Gibco, Grand Island NY), RNase A / T 1 (20 U / ml RNase A and 800 U / ml RNase T 1 ) Or 80 U / ml of DNase I (Ambion, Austin TX). A master mixture was prepared and heated in a 90 ° C. heating block, then 24 μl was dispensed into a PCR tube containing 10,000 cells. The reaction was placed in a MJ-Research PTC-100 thermocycle set at 90 ° C. One microliter (2.5 U) of the enzyme rTth was added to the reaction, which was then immediately stirred and immediately returned to the thermocycling apparatus. A reverse transcription step was performed at 63.5 ° C. for 5 minutes, followed by a denaturation step at 92 ° C. for 60 seconds. The cDNA was then amplified by 35 cycles of a denaturation step at 92 ° C for 10 seconds and an annealing / extension step at 63.5 ° C for 20 seconds. Complete the thermocycler program with a final extension step at 72 ° C for 3 minutes and hold the reaction at 4 ° C until ready for agarose gel electrophoresis. Some samples were incubated prior to the above program for digestion with RNase or DNase. One-fifth to one-third of each reaction was run on a 3% NuSieve 3: 1 agarose gel (FMC, Rockland ME) in ethidium bromide-containing TBE buffer, and the bands were visualized by UV illumination. Southern blotting was performed using a PosiBlot apparatus (Stratagene, La Jolla CA) according to the manufacturer's instructions. Random primed probes were made using Stratagene's Random PrimeIt II procedure. Hybridization of the label probe to the membrane was performed using Amersham Rapid-Hyb solution, followed by high stringency washing in 0.1% SSC and 0.1% SDS at 65 ° C. The template used to generate the aggrecan probe was a plasmid having a sequence encoding the G3 domain of human aggrecan. The template used to generate the GAPDH probe is a plasmid having a sequence encoding human GAPDH. Example 2 After the general procedure shown above, analysis was performed on a given amount of purified total RNA from chondrocytes (top) and fibroblasts (bottom), as shown in FIGS. 2a and 2b. The aggrecan band is 280 bp and the GAPDH band is 146 bp. The lower band is about 70 bp and is the result of primer-primer interaction. FIG. 2a shows an agarose gel stained with ethidium bromide, and FIG. 2b shows a Southern blot of a gel hybridized with human aggrecan and a GAPDH probe. Example 3 20 ng of purified total RNA from chondrocytes and fibroblasts was rTth or primer in 1 × RT-PCR buffer in the presence or absence of RNase A / T 1 (20 U / 800 U per ml) Digested at 45 ° C. for 135 min. After digestion with RNase, aggrecan, GAPDH primers and rTth enzyme were added and the RT-PCR thermocycling program started. In FIG. 4, bands corresponding to the amplified aggrecan (280 bp), GAPDH (146 bp), and primer-primer interaction (about 70 bp) are visible on an agarose gel stained with ethidium bromide. Example 4 100 ng of purified total RNA from chondrocytes and fibroblasts in 1 × RT-PCR buffer without rTth or primers without enzyme (lanes 1 and 2), RNase A / T 1 (per ml) 20 U / 800 U) (lanes 3 and 4), DNAse I (80 U / ml) (lanes 5 and 6), or both (lanes 7 and 8) were digested at 37 ° C. for 50 minutes. After digestion, the reaction was heated at 90 ° C. for 2 minutes. Aggrecan, GAPDH primer and rTth enzyme were added and the thermocycling program started. In FIG. 5, bands corresponding to amplified aggrecan (280 bp), GAPDH (146 bp), and primer-primer interaction (about 70 bp) are visible on an agarose gel stained with ethidium bromide. Example 5 400 ng of purified total RNA from chondrocytes and fibroblasts was incubated at 37 ° C. with RNase A / T 1 (20 U / 800 U per ml) without rTth or primers in 1 × RT-PCR buffer. Digested for minutes. After digestion, aggrecan and GAPDH primers were added, the reaction was heated to 90 ° C., the rTth enzyme was added, and the thermocycling program started. The reaction solution sample was run on an agarose gel, blotted on a charged nylon membrane, and hybridized with a human GAPDH probe. FIG. 6 shows the amplified chromosomal DNA (250 bp) and a band (146 bp) corresponding to the cDNA. Example 6 20,000 healthy chondrocytes and fibroblasts pelleted in a PCR tube and resuspended in 1 × RT-PCR buffer without rTth or primers were treated with RNase A / T 1 ( Digestion at 37 ° C. for 5 minutes at 20 U / 800 U per ml) or 40 U / ml RNase inhibitor was added. Separate reactions containing only the aggrecan primer or only the GAPDH primer were performed. The reaction was heated to 90 ° C., the rTth enzyme was added, and the thermocycler program was started. In FIG. 7, bands corresponding to aggrecan (280 bp), GAPDH (146 bp), and primer-primer interaction (about 70 bp) are visible on an agarose gel stained with ethidium bromide. Example 7 Serial dilutions of healthy chondrocytes and fibroblasts in phosphate buffered saline were pelleted at the bottom of a PCR tube and the phosphate buffered saline supernatant was removed. A reaction mixture containing aggrecan, GAPDH primers, and rTth enzyme, preheated to 90 ° C., was added to the cell pellet and the thermocycling program started. In FIG. 8, bands corresponding to aggrecan (280 bp), GAPDH (146 bp), and primer-primer interaction (about 70 bp) are visible on an agarose gel stained with ethidium bromide. Example 8 Analysis was performed as in Example 7, with serial dilutions of healthy chondrocytes and fibroblasts. Reaction samples were run on agarose gels, blotted onto a charged nylon membrane, and hybridized with human aggrecan and GAPDH probes. FIG. 9 shows bands corresponding to aggrecan (280 bp), GAPDH (146 bp), and primer-primer interaction (about 70 bp). Example 9 10,000 healthy chondrocytes were pelleted in a PCR tube, RNase A / T 1 (20 U / 800 U per ml), or 1 × RT-PCR buffer containing 40 U / ml RNase inhibitor Resuspended in liquid (containing aggrecan and GAPDH primers). Samples were immediately placed at 90 ° C or digested at 37 ° C for 5 minutes before heating to 90 ° C. The enzyme rTth was added and the thermal cycler program started. In FIG. 10, bands corresponding to aggrecan (280 bp) and GAPDH (146 bp) are visible on an agarose gel stained with ethidium bromide.
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