FR3140632A1 - Procede de culture de microalgues a partir de solutions biologiques - Google Patents
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Classifications
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Abstract
L’invention concerne un procédé de préparation d’un milieu de culture pour microalgues comprenant une étape d’oxydation d’ammoniaque, préférentiellement l’ammoniaque étant d’origine végétale, en nitrate caractérisé en ce que l’étape d’oxydation comprend :- une ozonolyse, et/ou- la génération d’un radical hydroxyle ∙OH ;au milieu de culture pour microalgues susceptible d’être obtenue par ce procédé, ainsi qu’à un procédé de culture de microalgues comprenant les étapes successives suivantes :(a) ensemencement de microalgues dans un milieu de culture selon l’invention,(b) adaptation éventuelle et maintien des conditions pour permettre la culture des microalgues, et(c) récupération des microalgues cultivés, par exemple par filtration Figure de l’abrégé : aucune
Description
L’invention concerne la culture de microalgues et l’obtention d’un milieu de culture à partir de solutions biologiques. L’invention concerne également l’obtention d’une source d’azote d’origine végétale transformée permettant d’obtenir de l’azote minéral sous forme de nitrates. Cet azote minéral permet la culture de microalgues et d’extraits de microalgues de qualité alimentaire répondant au cahier des charges de la culture biologique de microalgues, c’est-à-dire répondant aux critères de l’agriculture biologique.
La culture de microalgues, en particulier de spiruline, en accord avec le référentiel européen de la culture biologique de microalgues et/ou tout simplement de la bonne pratique de la culture biologique est un enjeu majeur pour la filière de production de microalgues, en particulier en France.
La production de microalgues, notamment de spiruline, se fait par la consommation de molécules minérales. Or, ces dernières proviennent de la dégradation de molécules organiques provenant de bactéries du sol.
Pour être conforme avec les bonnes pratiques de la culture biologique, le sourçage des intrants ne doit pas comporter de matière organique, de métaux lourds ou de bactéries contaminantes alors que la source d’azote doit provenir d’une source végétale.
US 20050037480A1 divulgue plusieurs exemples de préparation d’un milieu de culture notamment à partir de soja dit « bio ». Toutefois, cette solution qui semble permettre la production de la spiruline, ne permet cependant pas d’éliminer la matière organique et est responsable de la suraccumulation de bactéries. Les exigences relatives spécifiquement au référentiel européen et/ou les bonnes pratiques de la culture biologique de microalgues ne sont donc pas respectées.
Dans ce contexte, seules des sources d’azote sous forme d’ammoniaque sont disponibles en conformité avec le référentiel européen de la culture biologique.
En effet, il existe des thés de compost conforme avec le référentiel européen de la culture biologique pouvant être obtenus soit par la décomposition de végétaux, par la création de compost ou par des extraits de compost oxygénés.
En revanche, ces différents thés sont tous largement constitués d’une flore microbiologique qui a pour objectif de favoriser l’activité du sol mais également de protéger les plantes par application foliaire en vue d’un apport bénéfique en microorganismes protecteurs de pathogènes.
Ainsi, les produits trouvés dans le commerce en tant que source d’azote certifiée biologique ne sont pas adaptés à la culture de microalgues. En effet, celles-ci entraînent les contraintes suivantes :
- charge bactérienne élevée dans le bassin du fait de la nécessité de dégrader les molécules organiques présentes par ces mêmes bactéries,
- inhibition partielle de la croissance de la spiruline et chute de la productivité massique, et
- teneurs en phycocyanine, béta carotène et fer très largement diminuées.
- charge bactérienne élevée dans le bassin du fait de la nécessité de dégrader les molécules organiques présentes par ces mêmes bactéries,
- inhibition partielle de la croissance de la spiruline et chute de la productivité massique, et
- teneurs en phycocyanine, béta carotène et fer très largement diminuées.
De plus, il n’est pas connu de conditions permettant l’assimilation de l’ammoniaque par des microalgues, telle que la spiruline, et l’ammoniaque comporte des inconvénients quant à sa volatilité, son transport et son stockage nécessitant des systèmes de sécurité des opérateurs pour son utilisation.
Il n’est donc pas connu à ce jour de milieu de culture efficace de microalgues conforme avec le référentiel européen de la culture biologique et/ou à une bonne pratique de la culture biologique.
Une alternative applicable à la culture de microalgues doit donc être trouvée.
Un but de la présente invention est donc de pallier les inconvénients de l’art antérieur, en particulier permettre l’absorption d‘azote dit biologique par des microalgues, telle que la spiruline.
Particulièrement, un but de la présente invention est de cultiver des microalgues, notamment de la spiruline, en accord avec le référentiel européen de la culture biologique de microalgues.
Plus particulièrement, un but de la présente invention est de produire un milieu de culture de microalgues, notamment de spiruline, en accord avec le référentiel européen et/ou la bonne pratique de la culture biologique de microalgues, pouvant être utilisée à l’échelle industrielle.
Pour ce faire, l’invention se rapporte ainsi à un procédé de préparation d’un milieu de culture pour microalgues comprenant une étape d’oxydation d’ammoniaque, préférentiellement d’origine végétale, en nitrate caractérisé en ce que l’étape d’oxydation comprend :
- une ozonolyse, et/ou
- la génération d’un radical hydroxyle ∙OH.
- une ozonolyse, et/ou
- la génération d’un radical hydroxyle ∙OH.
Des avantages de ce procédé d’oxydation d’ammoniaque en nitrate sont la production de nitrates en quantités suffisantes pour obtenir un milieu de culture viable pour microalgues et une qualité de ce milieu de culture qui soit en accord avec le référentiel européen et/ou la bonne pratique de la culture biologique de microalgues. En outre, le procédé peut être utilisé à l’échelle industrielle.
L’objet de la présente invention concerne ainsi un milieu de culture pour microalgues susceptible d’être obtenu par le procédé décrit présentement.
L’objet de la présente invention concerne également un procédé de culture de microalgues comprenant les étapes successives suivantes :
(a) ensemencement de microalgues dans un milieu de culture tel que décrit ci-dessus,
(b) adaptation éventuelle et maintien des conditions pour permettre la culture des microalgues, et
(c) récupération des microalgues cultivées, par exemple par filtration.
(a) ensemencement de microalgues dans un milieu de culture tel que décrit ci-dessus,
(b) adaptation éventuelle et maintien des conditions pour permettre la culture des microalgues, et
(c) récupération des microalgues cultivées, par exemple par filtration.
Ainsi, le milieu de culture obtenu par le procédé selon l’invention peut facilement être introduit dans des procédés de cultures de microalgues déjà mis en œuvre par ailleurs.
L’objet de la présente invention concerne ainsi une microalgue susceptible d’être obtenue par le procédé de culture ci-dessus.
Les microalgues ainsi obtenues sont caractérisables en ce qu’elles sont issues d’une culture biologique, évitant ainsi diverses pollutions trouvées à la fois dans les cultures non-biologiques et à dans l’environnement naturel.
Par exemple une microalgue susceptible d’être obtenue par le procédé de culture selon la présente invention (c’est-à-dire employant le milieu de cuture selon la présente invention) est caractérisable par un taux en chlorophylle supérieur ou égal à 0,05%, préférentiellement supérieur ou égal à 0,07%, 0,08%, 0,09%, ou encore supérieur ou égal à 0,1%, en masse par rapport à la masse totale sèche de microalgue en comparaison avec une microalgue cultivée dans un milieu classique ne répondant pas au référentiel européen et/ou la bonne pratique de la culture biologique de microalgues.
Une microalgue susceptible d’être obtenue par le procédé de culture selon la présente invention (c’est-à-dire employant le milieu de cuture selon la présente invention) peut en outre être caractérisable par :
- un taux inférieur à 3 mg, préférentiellement inférieur à 1,5 mg, d’arsenic par kg de matière sèche,
- un taux inférieur à 0,5 mg, préférentiellement inférieur à 0,25 mg, de cadmium par kg de matière sèche,
- un taux inférieur à 0,1 mg, préférentiellement inférieur à 0,5 mg, de mercure par kg de matière sèche,
- un taux inférieur à 5 mg, préférentiellement inférieur à 2,5 mg, de plomb par kg de matière sèche,
- un taux inférieur à 5 mg, préférentiellement inférieur à 2,5 mg, d’étain par kg de matière sèche, et/ou
- un taux inférieur à 2000 mg, préférentiellement inférieur à 1000 mg, d’iode par kg de matière sèche.
- un taux inférieur à 3 mg, préférentiellement inférieur à 1,5 mg, d’arsenic par kg de matière sèche,
- un taux inférieur à 0,5 mg, préférentiellement inférieur à 0,25 mg, de cadmium par kg de matière sèche,
- un taux inférieur à 0,1 mg, préférentiellement inférieur à 0,5 mg, de mercure par kg de matière sèche,
- un taux inférieur à 5 mg, préférentiellement inférieur à 2,5 mg, de plomb par kg de matière sèche,
- un taux inférieur à 5 mg, préférentiellement inférieur à 2,5 mg, d’étain par kg de matière sèche, et/ou
- un taux inférieur à 2000 mg, préférentiellement inférieur à 1000 mg, d’iode par kg de matière sèche.
Une microalgue susceptible d’être obtenue par le procédé de culture selon la présente invention (c’est-à-dire employant le milieu de cuture selon la présente invention) peut en outre être caractérisable par les critères microbiologiques suivants :
- germes aérobies mésophiles : inférieur ou égal à 105 par gramme de produit sec,
- coliformes fécaux : inférieur ou égal à 10 par gramme de produit sec,
- bactéries anaérobies sulfitoréducteurs : inférieur ou égal à 102 par gramme de produit sec,
- staphylococcus aureus : inférieur ou égal à 102 par gramme de produit sec,
- clostridium perfringens : inférieur ou égal à 1 par gramme de produit sec, et/ou
- salmonella : absence dans 25 grammes de produit sec.
- germes aérobies mésophiles : inférieur ou égal à 105 par gramme de produit sec,
- coliformes fécaux : inférieur ou égal à 10 par gramme de produit sec,
- bactéries anaérobies sulfitoréducteurs : inférieur ou égal à 102 par gramme de produit sec,
- staphylococcus aureus : inférieur ou égal à 102 par gramme de produit sec,
- clostridium perfringens : inférieur ou égal à 1 par gramme de produit sec, et/ou
- salmonella : absence dans 25 grammes de produit sec.
DEFINITIONS
Par « milieu de culture pour microalgues » il est entendu dans le contexte de la présente invention une solution aqueuse pouvant être utilisée pour la culture de microalgues. A cette fin, le milieu de culture pour microalgues selon la présente invention peut être modifié ou enrichi en toute caractéristique permettant une amélioration des conditions de culture pour microalgues, tel que le pH, l’enrichissement en nutriments, en oxygène, etc.
Par « étape d’oxydation d’ammoniaque » il est entendu dans le contexte de la présente invention une étape de combinaison avec de l’oxygène fournissant ainsi un oxyde par une réaction chimique ou physique, par exemple dans laquelle un atome ou un ion perd des électrons.
Par « l’ammoniaque étant d’origine végétale » il est entendu dans le contexte de la présente invention une solution aqueuse comprenant de l’ammoniac « NH3 », ou un équivalent de celui-ci telle qu’une forme hydratée comme « NH4OH », ayant été produit par un végétal. Par « d’origine végétale », il est donc entendu qu’il existe un moyen permettant d’identifier l’origine de la production de l’ammoniaque considéré, par exemple un moyen de traçabilité du produit (tel qu’une étiquette sur le contenant de celui-ci) ou au moins un indicateur chimique ou physique susceptible de montrer que l’ammoniaque est d’origine végétale.
Par « nitrate » il est entendu dans le contexte de la présente invention le composé « NO3 » ou « NO3- » ou un équivalent de ceux-ci. Il peut ainsi s’agir d’un sel d’acide nitrique, tel qu’un sel de sodium, de potassium ou de calcium.
Par « ozonolyse » il est entendu dans le contexte de la présente invention l’action de l’ozone « O3 » ou d’un équivalent de celui-ci. Historiquement, l’ozonolyse est la réaction de l’ozone sur un alcène ou un alcyne permettant la dégradation des liaisons insaturées (d’où le terme « lyse ») en liaisons « carbone-oxygène ». Dans le cadre de la présente invention, il s’agit plus généralement d’une réaction d’oxydation d’une liaison « N-H » en « N-O » et/ou « N=O ». L’ozonation de l’ammoniaque a été proposée notamment pour le traitement de l’ammoniaque dans les déchets miniers (Zuttah, 1999). Ces résultats ont concerné des effluents de l’ordre de 40 à 100 mg/L d’ammoniaque. Il a été montré qu’en utilisant de l’ozone, la totalité de l’ammoniaque était convertie en nitrate selon la réaction :
NH3 + 4O3 -> NO3 + H3O+ + 4O2
NH3 + 4O3 -> NO3 + H3O+ + 4O2
Par « radical hydroxyle ∙OH » il est entendu dans le contexte de la présente invention le radical libre de formule « HO∙ » identique à « ∙OH ». Ce radical apparaît le plus souvent de façon transitoire dans les réactions radicalaires, souvent amorcées par des amorceurs radicalaires, ou à partir d’eau oxygéné « H2O2 », par exemple en présence de lumière (telle que des UV éventuel), d’ions métalliques (tels que Fe2+) ou d’ozone dans l’eau en présence de lumière (UV).
Par « échelle industrielle », il est entendu dans le contexte de la présente invention des moyens de mise en œuvre et de production en relativement grosses quantités et d’un niveau qualitatif constant de spiruline. De manière avantageuse, il est compris par une production industrielle de spiruline une quantité moyenne au moins égale à 1 kg de spiruline en une journée, préférentiellement au moins égale à 10 kg de spiruline en une journée, plus préférentiellement au moins égale à 100 kg de spiruline en une journée, telle que au moins égale à 1000 kg de spiruline en une journée.
Un objet selon la présente invention concerne donc un procédé de préparation d’un milieu de culture pour microalgues tel que décrit ci-dessus.
De manière avantageuse, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce qu’il répond au référentiel de culture Agriculture biologique, notamment au référentiel européen de culture Agriculture biologique, et/ou de bonne pratique de culture biologique.
De manière avantageuse, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce ledit procédé permet l’obtention d’un milieu de culture pour microalgues, dans lequel les microalgues présentent les critères microbiologiques suivants:
- germes aérobies mésophiles : inférieur ou égal à 105 par gramme de produit sec,
- coliformes fécaux : inférieur ou égal à 10 par gramme de produit sec,
- bactéries anaérobies sulfitoréducteurs : inférieur ou égal à 102 par gramme de produit sec,
- staphylococcus aureus : inférieur ou égal à 102 par gramme de produit sec,
- clostridium perfringens : inférieur ou égal à 1 par gramme de produit sec, et/ou
- salmonella : absence dans 25 grammes de produit sec.
- germes aérobies mésophiles : inférieur ou égal à 105 par gramme de produit sec,
- coliformes fécaux : inférieur ou égal à 10 par gramme de produit sec,
- bactéries anaérobies sulfitoréducteurs : inférieur ou égal à 102 par gramme de produit sec,
- staphylococcus aureus : inférieur ou égal à 102 par gramme de produit sec,
- clostridium perfringens : inférieur ou égal à 1 par gramme de produit sec, et/ou
- salmonella : absence dans 25 grammes de produit sec.
De manière avantageuse, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce ledit procédé emploi des éléments permettant l’obtention d’un milieu de culture pour microalgues, présentant :
- un taux de NO3 -inférieur ou égal à 500 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 438 mg/L, tel que 437,65 mg/L ;
- un taux de Fe2+inférieur ou égal à 6 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 5,45 mg/L ;
- un taux de Mg2+inférieur ou égal à 8 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 7,39 mg/L ;
- un taux de HCO3 -inférieur ou égal à 4500mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 4355 mg/L, tel que 4355,15 mg/L ;
- un taux de PO4 3-inférieur ou égal à 30 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 27,50 mg/L, tel que 24,43 mg/L ;
- un taux de Mn2+inférieur ou égal à 1 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 0,91 mg/L ;
- un taux de Zn2+inférieur ou égal à 1,5 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 1,27 mg/L ;
- un taux de Cu2+inférieur ou égal à 1 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 0,91 mg/L ;
- un taux de Co2+inférieur ou égal à 0,02 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 0,01 mg/L ;
- un taux de Na+inférieur ou égal à 2000 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 1806,03 mg/L, tel que 1640,85 mg/L ;
- un taux de Cl-inférieur ou égal à 1,5 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 1,19 mg/L, voire exempt de Cl-;
- un taux de SO4 2-inférieur ou égal à 70 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 68,66 mg/L, tel que 62,30 mg/L ;
- un taux de K+inférieur ou égal à 50 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 49,36 mg/L, tel que 26,92 mg/L ;
- un taux de MoO4 2-inférieur ou égal à 0,35 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 0,30 mg/L ; et/ou
- un taux de B(OH)4 -inférieur ou égal à 10 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 9,26 mg/L.
- un taux de NO3 -inférieur ou égal à 500 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 438 mg/L, tel que 437,65 mg/L ;
- un taux de Fe2+inférieur ou égal à 6 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 5,45 mg/L ;
- un taux de Mg2+inférieur ou égal à 8 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 7,39 mg/L ;
- un taux de HCO3 -inférieur ou égal à 4500mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 4355 mg/L, tel que 4355,15 mg/L ;
- un taux de PO4 3-inférieur ou égal à 30 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 27,50 mg/L, tel que 24,43 mg/L ;
- un taux de Mn2+inférieur ou égal à 1 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 0,91 mg/L ;
- un taux de Zn2+inférieur ou égal à 1,5 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 1,27 mg/L ;
- un taux de Cu2+inférieur ou égal à 1 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 0,91 mg/L ;
- un taux de Co2+inférieur ou égal à 0,02 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 0,01 mg/L ;
- un taux de Na+inférieur ou égal à 2000 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 1806,03 mg/L, tel que 1640,85 mg/L ;
- un taux de Cl-inférieur ou égal à 1,5 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 1,19 mg/L, voire exempt de Cl-;
- un taux de SO4 2-inférieur ou égal à 70 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 68,66 mg/L, tel que 62,30 mg/L ;
- un taux de K+inférieur ou égal à 50 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 49,36 mg/L, tel que 26,92 mg/L ;
- un taux de MoO4 2-inférieur ou égal à 0,35 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 0,30 mg/L ; et/ou
- un taux de B(OH)4 -inférieur ou égal à 10 mg/L, préférentiellement inférieur ou égal 9,26 mg/L.
Dans un mode de réalisation particulier, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce que le pH de l’oxydation est contrôlé pour être supérieur ou égal à 7,65 tout au long de la réaction d’ozonolyse.
Il a en effet été constaté que les rendements de conversion d’ammoniaque en nitrate sont améliorés en contrôlant le pH de la solution, de manière à ce que celui-ci soit légèrement basique.
De préférence, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce que le pH est contrôlé pour être compris entre 8 et 10, préférentiellement entre 8,5 et 9,5.
Ainsi les meilleurs rendements ont été constatés entre ces gammes de pH contrôlés.
En outre, de manière préférée, le pH peut être contrôlé en utilisant des bases conformes au référentiel européen et/ou la bonne pratique de la culture biologique de microalgues. Ainsi de manière avantageuse, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce que le pH est ajusté avec du KHCO3, du K2CO3, du NaHCO3, du Na2CO3, du CaCO3, du NaOH, du KOH, ou une combinaison de ceux-ci, préférentiellement du KHCO3, du NaOH, ou une combinaison de ceux-ci.
Dans un mode de réalisation particulier, le pH peut être contrôlé en utilisant des bases faibles (pKa supérieur ou égal à 3), tel que le KHCO3, puis par l’ajout de base fortes (pKa inférieur à 3), tel que le NaOH.
De plus, le procédé selon la présente invention peut être mis en œuvre de différentes manières qui répondent toutes au référentiel européen et/ou la bonne pratique de la culture biologique de microalgues. Par exemple, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce que l’étape d’oxydation comprend une étape avec de l’eau oxygénée et/ou un rayonnement UV éventuellement couplé avec de l’ozone.
Il a été en outre constaté de manière surprenante l’adaptabilité du procédé selon la présente invention. Ainsi, le procédé selon la présente invention peut être appliqué à une source végétale choisie parmi un thé de compost, un digestat de méthaniseur, ou une combinaison de ceux-ci.
Le pH peut en outre être facilement modifié de manière à produire un milieu de culture la mieux adapté à une microalgue souhaité. Ainsi, de manière avantageuse, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce qu’il comprend une étape de correction du pH à neutralité suite à la réaction d’oxydation.
Dans un mode de réalisation particulier, le procédé selon la présente invention est caractérisé en ce qu’il comprend une étape de dilution pour ajuster la concentration de nitrate pour qu’elle soit comprise entre 100 mg/L et 2500 mg/L de milieu de culture, préférentiellement comprise entre 600 mg/L et 1500 mg/L de milieu de culture. De manière préférée, une dilution permet d’ajuster la concentration de nitrate pour qu’elle soit comprise entre 800 mg/L et 1300 mg/L de milieu de culture, par exemple comprise entre 900 mg/L et 1200 mg/L de milieu de culture.
L’objet de la présente invention concerne donc un milieu de culture pour microalgue répondant au référentiel de culture Agriculture biologique, notamment au référentiel européen de culture Agriculture biologique et/ou la bonne pratique de culture biologique.
De manière préférée, les microalgues sont choisies dans la liste consistant en Spirulina sp, Odontella aurita et Chlorella sp, préférentiellement Spirulina sp.
De préférence, le milieu de culture pour microalgues selon la présente invention, caractérisé en ce que la concentration de nitrate est comprise entre 100 mg/L et 2500 mg/L de milieu de culture, préférentiellement comprise entre 600 mg/L et 1500 mg/L de milieu de culture.
De manière particulière, l’invention peut ainsi être considérée comme se rapporter à un procédé de préparation d’une solution aqueuse pour un milieu de culture de microalgues comprenant des nitrates, obtenue par une étape d’oxydation d’ammoniaque d’origine végétale, telle que décrite ci-dessus, c’est-à-dire avec les étapes d’oxydation comprenant une ozonolyse, et/ou la génération d’un radical hydroxyle ∙OH, ainsi que les différents modes de réalisation particuliers décrits.
L’objet de la présente invention concerne ainsi une solution aqueuse pour un milieu de culture de microalgues susceptible d’être obtenue par le procédé décrit présentement.
Cette solution aqueuse peut ainsi être utilisée pour reconstituer si besoin un milieu de culture de microalgues et ainsi être considérée comme un ingrédient à part entière permettant l’ajout de nitrate répondant au référentiel européen de culture Agriculture biologique et/ou à la bonne pratique de culture biologique appliqué à des milieux de culture de microalgues.
On décrira ci-après, à titre d’exemples non limitatifs, des figures annexées sur lesquelles :
EXEMPLES
On décrira ci-après, à titre d’exemples non limitatifs, des formes d’exécution de la présente invention.
Exemple 1 -Culture de spiruline à partir d’ammoniaque nitrifiée
A. Matériel et méthodes
Une solution d’ammoniaque à 100mg/l à pH de 10.2 a été utilisé comme source d’azote initiale. Cette concentration en azote correspond à la concentration en azote N du milieu standard laboratoire.
L’ozoneur a une capacité théorique de génération d’ozone à 0.5g/h. L’ozonation a lieu dans des tubes en verre de 4cm de diamètre et d’un volume de 400ml.
L’ammonium est quantifié par une méthode colorimétrique par le kit « Quantofix® ». Les nitrates sont mesurés par une méthode colorimétrique (« Tetra® »). Le pH est quant à lui mesuré par une sonde pH.
B. Résultats d’ozonation de l’ammoniaque
Les valeurs de pH, NH4+, NO3- sont mesurées régulièrement au cours du temps et rapportés dans le Tableau 1 ci-dessous.
[Table 1] : Valeurs pH, NH4 +, NO3 -d’une ozonolyse selon la présente invention
| Temps en heure d’ozonation | pH | NH4 +(mg/L) | NO3 -(mg/L) | Remarques |
| 0 | 10,21 | 100 | 0 | |
| 1 | 9,29 | 100 | #N/A | |
| 2 | 8,52 | #N/A | #N/A | |
| 3 | 8,05 | 75 | 100 | |
| 4 | 7,65 | #N/A | #N/A | |
| 5 | 7,65 | 50 | 600 | Ajout 6g/L deNaHCO3 |
| 6 | 9,27 | #N/A | #N/ | Ajout de 94 mg de NaOH |
| 7 | 9,43 | 50 | 750 | |
| 8 | 9,43 | #N/A | 1500 | |
| 9 | 9,46 | #N/A | #N/A | |
| 10 | 9,47 | 30 | 1250 |
Les valeurs de pH en fonction du temps du [Table 1] ont été transcrits sur une courbe de pH en .
Les valeurs de concentration de NH4 +, NO3 -en fonction du temps du [Table 1] ont été transcrits sur une courbe de concentrations de ces espèces en .
La valeur de pH est initialement de 10.2. Cette valeur diminue en ozonant la solution. Cette baisse de pH s’explique par la création d’acide nitrique (HNO3) en lieu et place de l’ammoniaque comme cela peut être vu sur la dans laquelle il est visible que la concentration de NH4 +, diminue au profit de celle de NO3 -. La valeur de pH se stabilise naturellement vers 7.65. A cette valeur, la moitié de l’ammoniaque a été oxydée par l’ozone (50mg/l). La réaction semble ne plus évoluer et une solution NH4NO3est ainsi formée.
L’augmentation du pH en cours d’expérimentation (par du bicarbonate ou encore de la soude NaOH) permet de rééquilibrer la concentration en NH3. La réaction d’oxydation peut se poursuivre jusqu’à l’oxydation complète de l’ammoniaque.
Les résultats montrent une concentration finale d’ammoniaque de 30mg/l et une concentration finale en nitrates de 1200mg/l. Le bilan matière de l’expérimentation n’est pas équilibré. L’explication vient des interférences de la présence d’ions ammoniums dans la mesure des ions nitrates par le kit Tetra® et les interférences de la présence d’ions nitrates pour la mesure d’ions ammoniums avec le kit Quantofix®.
La mesure du pH qui est stable ainsi que le dosage des ions NH4 +, NO3 -montrent qu’après 10h d’ozonation, l’ensemble de la réaction d’oxydation de l’ammonium par l’ozone est terminé.
Les compositions des milieux de cultures ainsi obtenus sont décrites ci-dessous (avec à titre de comparaison les compositions d’un milieu conventionnel).
[Table 2] : Composition milieu de culture classique
| Formes chimiques | g/l | Concentration finale en g/l |
| NaNO3 | 0,6 | 0,6 |
| K2SO4 | 0,06 | 0,06 |
| NaHCO3 | 6 | 6 |
| K2HPO4 | 0,05 | 0,05 |
| Solution d’oligoélements | g/l | 1ml dans 1L |
| MnCl2,4H2O | 1,8 | 0,0018 |
| ZnCl2 | 0,1 | 0,0001 |
| CuSO4,5H2O | 0,08 | 0,00008 |
| Na2MoO4 | 0,15 | 0,00015 |
| CoCl2 | 0,03 | 0,00003 |
| H3BO3 | 1 | 0,001 |
| MgSO4,7H2O | 75 | 0,075 |
| FeSO4 | 10 | 0,01 |
| Na2EDTA | 23,3 | 0,0233 |
[Table 3] : Composition milieu de culture « bio » selon l’invention
| Formes chimiques | g/l | Concentration finale en g/l |
| NO3 | 0,438 | 0,6 |
| K2SO4 | 0,06 | 0,06 |
| NaHCO3 | 6 | 6 |
| P2O5 | 0,0183 | 0,05 |
[Table 4] : Oligoéléments dans milieu de culture « bio » selon l’invention
| Solution d’oligoélements | g/l | 1ml dans 1L |
| MgSO4,7H2O | 75 | 0,075 |
| microéléments | 91 | 0,091 |
| Fe, 6% | ||
| Mn, 1% | ||
| B, 1,4% | ||
| Zn, 1,4% | ||
| Cu, 1% | ||
| Mo, 0,2% | ||
| Co, 0,015% |
[Table 5] : Tableau bilan
| Eléments nutritifs | Milieu conventionnel (mg/L) | Milieu « Bio » (mg/L) selon l’invention |
| NO3 - | 437,65 | 437,65 |
| Fe2+ | 3,68 | 5,45 |
| Mg2+ | 7,39 | 7,39 |
| HCO3 - | 4355,15 | 4355,15 |
| PO4 3- | 27,50 | 24,43 |
| Mn2+ | 0,50 | 0,91 |
| Zn2+ | 0,05 | 1,27 |
| Cu2+ | 0,02 | 0,91 |
| Co2+ | 0,01 | 0,01 |
| Na+ | 1806,03 | 1640,85 |
| Cl- | 1,19 | |
| SO4 2- | 68,66 | 62,30 |
| K+ | 49,36 | 26,92 |
| MoO4 2- | 0,12 | 0,30 |
| B(OH)4 - | 1,27 | 9,26 |
Exemple 2 : Résultats de culture de spiruline sous ammoniaque ozonée
A. Matériels et méthodes :
Deux erlenmeyers de 250 mL remplis à 150 mL sous bullage à l’air comprimé passant par des filtres hydrophobes Midistart® 0.2µm.
B. Milieux de culture :
Deux milieux de culture ont été testés : un premier milieu classiquement mis en œuvre (« MLR32 ») dans l’art et un milieu selon la présente invention.
[Table 6] : Tableau reconstitution des milieux de cultures
| Milieu Témoin (« MLR32 ») | KNO3 | 0,3 g/l |
| NaHCO3 | 4 g/l | |
| K2SO4 | 0,05 g/l | |
| NH4H2PO4 | 0,05 g/l | |
| Urée | 0,05 g/l | |
| C1000 | 1 g/l | |
| Milieu ozoné | K2SO4 | 0,65 g/L |
| Thalado® | 70 µL/L | |
| NaHCO3 | 3 g/L | |
| C1000 | 1 m/L |
Suivis des mesures et constantes : le matériel utilisé nécessaire aux suivis de cette expérimentation est un pH-mètre pour la mesure du pH, un spectromètre pour la mesure de la densité optique, un AquaPen® pour la mesure quantique de la photosynthèse permettant d’avoir une mesure de fluorescence de la chlorophylle et ainsi évaluer la bonne santé ou non de la microalgue et un microscope pour l’observation microscopique de la spiruline. L’état de santé de la souche est mesuré aussi grâce à « l’indice de Bonne Santé » (IBS) qui consiste à réaliser une mesure d’absorbance aux longueurs d’onde caractéristiques des pigments et de la turbidité et dont le résultat est calculé tel que : IBS=(A632 nm + A678nm)A750nm. Le dosage des pigments est réalisé.
C. Analyses :
Il a pu être constaté un aspect macroscopique satisfaisant des milieux de cultures, et ce tout au long de la manipulation et avec la réalisation de trois récoltes. La mesure du pH est réalisée avec des valeurs constatées permettent la culture de spiruline (8.5 – 11) que ce soit pour le milieu témoin ou le milieu avec ammoniaque ozonée.
Ces valeurs de pH ont été rapportées sur la courbe de la en illustration.
L’indice de bonne santé de la microalgue est aussi réalisée, avec des valeurs proches entre le témoin et le l’ammoniaque ozonées. La valeur avoisinante l’indice de 3, la culture se porte donc bien.
Ces valeurs d’IBS ont été rapportées sur les courbes de la .
L’évolution de la concentration de la spiruline dans son milieu de culture traduit une bonne croissance de celle-ci comme représenté en . Les valeurs plus basses correspondent aux repiquages qui ont été réalisés lors de la manipulation. Les valeurs entre l’essai et le témoin sont similaires.
En ont été rapportées les valeurs de QY, représentatives de l’activité photosynthétique. Ici aussi, les valeurs entre l’essai et le témoin sont similaires.
En figures 7 et 8 ont été rapportées les teneurs des pigments (chlorophylle et caroténoïdes. La teneur en chlorophylle est assez nettement supérieure pour l’essai « Bio » par rapport au témoin, et la valeur en caroténoïdes est légèrement supérieure pour l’essai « Bio » par rapport au témoin. La quantité de chlorophylle est d’environ 0,61% en masse par rapport à la quantité totale de matière sèche de microalgue « spiruline », contre 0,48% pour le témoin MLR32, soit une différence de 0,13%.
3. Conclusion
Il a été montré durant ces expériences la faisabilité d’oxyder totalement l’ammoniaque issue d’un effluent agricole purifié. Dans un premier temps, l’ammoniaque est oxydée en nitrate par l’addition d’ozone. Le pH de la solution diminue pendant l’ozonation jusqu’à une valeur de 7,65. A ce stade, la moitié de l’ammoniaque a été oxydée. L’ajout d’une base telle que la soude doit être effectuée pour compléter totalement l’oxydation de cette ammoniaque. Il est alors obtenu une solution de nitrate de sodium.
Cette solution de nitrate de sodium est ensuite utilisée pour cultiver la spiruline. Une comparaison a été effectuée avec le milieu de base MLR32. Les vitesses de croissance sont les mêmes entre les deux expériences. Deux récoltes ont été simulées et les résultats montrent très peu de différence entre les deux cultures.
Dans un premier temps, il a pu être mis en œuvre l’oxydation de l’ammoniaque en nitrates par une ozonation. Cette forme d’azote est beaucoup plus stable que l’ammonique notamment au niveau de sa volatilité. Elle peut donc être transportée sans émettre de vapeurs et stockée sur un site de production aisément. L’ozone peut être produit sur place lors de l’oxydation avec l’équipement nécessaire, limitant les risques liés à sa manipulation.
Dans un second temps, il a été montré que la culture de spiruline à partir d’ammoniaque ozonée permettait de cultiver une spiruline de qualité équivalente, voire supérieure (taux de chlorophylle), à celle issue d’une culture classique à partir de nitrate de sodium ne répondant pas au référentiel européen et/ou la bonne pratique de la culture biologique de microalgues.
Une chaîne de production peut donc se mettre en place :
- Récupération d’ammoniaque issue d’effluents agricoles végétaux
- Ozonation sur site de l’ammoniaque en nitrates de façon complète
- Culture de spiruline à partir d’ammoniaque ozonée et teneur en phycocyanine élevée (couleur bleu/vert)
- Extraction de phycocyanine par la spiruline avec certification « Agriculture Biologique ».
- Récupération d’ammoniaque issue d’effluents agricoles végétaux
- Ozonation sur site de l’ammoniaque en nitrates de façon complète
- Culture de spiruline à partir d’ammoniaque ozonée et teneur en phycocyanine élevée (couleur bleu/vert)
- Extraction de phycocyanine par la spiruline avec certification « Agriculture Biologique ».
Claims (12)
- Procédé de préparation d’un milieu de culture pour microalgues comprenant une étape d’oxydation d’ammoniaque, préférentiellement d’origine végétale, en nitrate caractérisé en ce que l’étape d’oxydation comprend :
- une ozonolyse, et/ou
- la génération d’un radical hydroxyle OH. - Procédé selon la revendication 1 caractérisé en ce que le pH de l’oxydation est contrôlé pour être supérieur ou égal à 7,65 tout au long de la réaction d’ozonolyse.
- Procédé selon la revendication 2 caractérisé en ce que le pH est contrôlé pour être compris entre 8 et 10, préférentiellement entre 8,5 et 9,5.
- Procédé selon la revendication 2 ou 3 caractérisé en ce que le pH est ajusté avec du KHCO3, du K2CO3, du NaHCO3, du Na2CO3, du CaCO3, du NaOH, du KOH, ou une combinaison de ceux-ci, préférentiellement du KHCO3, du NaOH, ou une combinaison de ceux-ci.
- Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes caractérisé en ce que l’étape d’oxydation comprend une étape avec de l’eau oxygénée et/ou un rayonnement UV éventuellement couplé avec de l’ozone.
- Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes caractérisé en ce que la source végétale est choisie parmi un thé de compost, un digestat de méthaniseur, ou une combinaison de ceux-ci.
- Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes caractérisé en ce qu’il comprend une étape de correction du pH à neutralité suite à la réaction d’oxydation.
- Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes caractérisé en ce qu’il comprend une étape de dilution pour ajuster la concentration de nitrate pour qu’elle soit comprise entre 100 mg/L et 2500 mg/L de milieu de culture, préférentiellement comprise entre 600 mg/L et 1500 mg/L de milieu de culture.
- Milieu de culture pour microalgues obtenu par le procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes.
- Milieu de culture pour microalgues selon la revendication 9, caractérisé en ce que la concentration de nitrate est comprise entre 100 mg/L et 2500 mg/L de milieu de culture, préférentiellement comprise entre 600 mg/L et 1500 mg/L de milieu de culture.
- Procédé de culture de microalgues comprenant les étapes successives suivantes :
(a) ensemencement de microalgues dans un milieu de culture selon la revendication 9 ou 10,
(b) adaptation éventuelle et maintien des conditions pour permettre la culture des microalgues, et
(c) récupération des microalgues cultivés, par exemple par filtration. - Microalgue obtenue par le procédé selon la revendication 11.
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|---|---|---|---|
| FR2210433A FR3140632A1 (fr) | 2022-10-11 | 2022-10-11 | Procede de culture de microalgues a partir de solutions biologiques |
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| FR2210433 | 2022-10-11 |
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| FR2210433A Pending FR3140632A1 (fr) | 2022-10-11 | 2022-10-11 | Procede de culture de microalgues a partir de solutions biologiques |
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| Country | Link |
|---|---|
| FR (1) | FR3140632A1 (fr) |
Citations (2)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| US20050037480A1 (en) | 2003-08-14 | 2005-02-17 | Far East Microalgae Ind. Co., Ltd. | Method for culturing organic blue-green algae |
| CN105483063A (zh) * | 2016-02-02 | 2016-04-13 | 杭州优普西生物科技有限公司 | 一种螺旋藻培养基 |
-
2022
- 2022-10-11 FR FR2210433A patent/FR3140632A1/fr active Pending
Patent Citations (2)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
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| US20050037480A1 (en) | 2003-08-14 | 2005-02-17 | Far East Microalgae Ind. Co., Ltd. | Method for culturing organic blue-green algae |
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