FR3041657A1

FR3041657A1 - Dispositif de production d'hydrogene

Info

Publication number: FR3041657A1
Application number: FR1559085A
Authority: FR
Inventors: Barbara Ernst; Valentin Clion; Christine Dumas
Original assignee: Centre National de la Recherche Scientifique CNRS; Universite de Strasbourg
Current assignee: Centre National de la Recherche Scientifique CNRS; Universite de Strasbourg
Priority date: 2015-09-25
Filing date: 2015-09-25
Publication date: 2017-03-31
Also published as: FR3041629A1; WO2017051136A1; FR3041629B1

Abstract

La présente invention se rapporte à un dispositif de production d'hydrogène à partir d'un effluent liquide de fermentation de substrat, ainsi qu'à l'utilisation de ce dispositif pour la production d'hydrogène. Le dispositif de l'invention comprend notamment un réacteur membranaire comprenant une enveloppe définissant un volume intérieur, ledit volume intérieur comprenant deux compartiments étanches entre eux, à savoir un collecteur de sortie de gaz (26 bis) et un compartiment à effluent (24) destiné à être rempli par l'effluent liquide de fermentation de substrat ; des fibres creuses formées chacune par une paroi tubulaire entourant un jour de fibre, ladite paroi tubulaire étant étanche aux liquides et perméable aux gaz, les fibres creuses étant logées dans ledit compartiment à effluent et agencées de manière à ce que leur jour de fibre communique avec ledit collecteur de sortie de gaz de manière étanche par rapport à l'effluent liquide lorsqu'il est présent dans le compartiment à effluent ; et une sortie de gaz communiquant entre ledit collecteur de sortie de gaz et ledit moyen d'extraction d'hydrogène ; l'ensemble étant agencé de manière à ce que le passage d'un gaz ou d'un mélange de gaz provenant de l'effluent liquide lorsqu'il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d'extraction d'hydrogène se fasse librement ou au moyen d'un gaz de balayage.

Description

DISPOSITIF DE PRODUCTION D’HYDROGENE DESCRIPTION

Domaine technique

La présente invention se rapporte à un dispositif de production d’hydrogène à partir d’un effluent liquide de fermentation de substrat, ainsi qu’à l’utilisation de ce dispositif et à un procédé pour la production d’hydrogène.

La présente invention trouve son application industrielle dans la production même d’hydrogène, mais aussi dans la fabrication des dispositifs permettant cette production.

Les références entre crochet ([..]) renvoient à la liste des références à la fin de la partie « Exemples >>.

Art antérieur

Actuellement, la perspective d’une économie de l’hydrogène présente beaucoup d’intérêt, tant au niveau scientifique qu’industriel ou politique. Ceci grâce aux propriétés de l’hydrogène, molécule non carbonée avec une densité énergétique forte. L’hydrogène est d’abord un réactif pour l’industrie, qui consomme actuellement la quasi-totalité de l’hydrogène produit dans le monde, la moitié étant utilisé par l’industrie pétrolière pour le raffinage du pétrole [1], et 40% pour la production d’ammoniac [2]· Mais il est également de plus en plus perçu comme un vecteur énergétique, soit par combustion directe, qui n’est pas le procédé optimal, soit par son utilisation dans des piles à combustible pour la production électrique, ou la production de biocarburant conventionnel, permettant la capture des molécules de dioxyde de carbone.

Le rapport réalisé par l’office parlementaire d’évaluation des choix scientifiques et technologiques du parlement français [3] donne de bonnes perspectives à l’introduction de l’hydrogène comme vecteur énergétique. Les applications variées de l’hydrogène y sont soulignées, ainsi que le potentiel des unités de production décentralisée pour la réduction des coûts de transport.

La production d’hydrogène ou dihydrogène s'obtient généralement par des procédés d'extraction chimique d'hydrocarbures fossiles. Le dihydrogène est par exemple généré à partir du gaz naturel, ou à partir d'autres hydrocarbures avec des degrés divers d'efficacité. On retient de ces procédés les nombreux désavantages en termes de coût et de pollution de l’écosystème.

Le dihydrogène peut également être extrait de l'eau par des procédés de réduction chimique ou de thermolyse.

Le dihydrogène peut également être préparé par des procédés biologiques, par exemple au moyen d’algues. Toutefois, cette méthode très peu polluante par rapport aux extractions chimiques à partir d’hydrocarbures, n’est pas adaptée actuellement à une production industrielle.

Au-delà de ces considérations de production, le transport de l’hydrogène implique des coûts importants. Chaque année, la France produit environ 920 000 tonnes d’hydrogène dont la majorité est directement consommé sur le site de production. Une partie importante (40%) est produite par vaporeformage du méthane, celui-ci étant plus facile à transporter de site en site [1]. L’utilisation de procédés de production renouvelable sur site, à partir de déchets, permettrait d’alimenter les procédés consommateurs d’hydrogène en limitant la consommation d’énergie et la production de gaz à effet de serre.

Des analyses du cycle de vie des procédés de production d’hydrogène montrent que les procédés de production par voie biologique peuvent potentiellement être compétitifs par rapport aux procédés thermochimiques de conversion de la biomasse, par exemple par gazéification, pyrolyse, liquéfaction hydrothermale, avec un impact environnemental positif [11].

Les coûts de production sont à mettre en parallèle avec le véritable coût de l’hydrogène à l’achat, comprenant conditionnement et transport du produit. Les grandes unités centralisées de production industrielle de reformage catalytique ne permettent pas le transport de l’hydrogène en petite quantité à l’échelle locale sans observer une explosion des coûts de transport. L’utilisation de systèmes de production à plus petite échelle, adaptés au contexte énergétique et industriel local permettrait d’optimiser les coûts et l’efficacité énergétique du réseau de distribution de l’hydrogène.

Il existe donc dans ce contexte général un réel besoin de trouver des moyens alternatifs à ceux de l’art antérieur permettant notamment de résoudre les problèmes précités et de produire localement, à coût réduit et avec un procédé écologique, de l’hydrogène en quantité industrielle afin de pouvoir utiliser d’avantage l’hydrogène, notamment pour la production d’énergie propre.

Exposé de l’invention

Les présents inventeurs répondent précisément à ce besoin en fournissant un dispositif et son utilisation qui apporte une solution aux nombreux problèmes précités de l’art antérieur.

Il s’agit d’un dispositif, son utilisation et d’un procédé de production biologique d’hydrogène par fermentation d’une biomasse couplée à une séparation de type membranaire.

La présente invention se rapporte notamment à un dispositif notamment de production d’hydrogène à partir d’un effluent liquide de fermentation de substrat, ledit dispositif comprenant un réacteur membranaire ou « module membranaire », le réacteur membranaire étant connecté directement ou indirectement à un moyen d’extraction d’hydrogène, ledit réacteur membranaire comprenant : une enveloppe définissant un volume intérieur, ledit volume intérieur comprenant deux compartiments étanches entre eux, à savoir un collecteur de sortie de gaz (26) et un compartiment à effluent (24) destiné à être rempli par l’effluent liquide de fermentation de substrat, des fibres creuses formées chacune par une paroi tubulaire entourant un jour de fibre, ladite paroi tubulaire étant étanche aux liquides et perméable aux gaz, les fibres creuses étant logées dans ledit compartiment à effluent et agencées de manière à ce que leur jour de fibre communique avec ledit collecteur de sortie de gaz de manière étanche par rapport à l’effluent liquide lorsqu’il est présent dans le compartiment à effluent, et une sortie de gaz communiquant entre ledit collecteur de sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène, ledit compartiment à effluent, lesdites fibres creuses, ledit collecteur de sortie de gaz, ladite sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène étant agencés de manière à ce que le passage d’un gaz ou d’un mélange de gaz provenant de l’effluent liquide lorsqu’il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d’extraction d’hydrogène se fasse librement ou au moyen d’un gaz de balayage.

La présente invention permet de mettre en œuvre un processus biochimique de transformation de la biomasse en hydrogène, moins énergivore que les processus thermochimiques de l’art antérieur, tels que la gazéification, la pyrolyse, etc., ou d’autres processus biochimiques, pour la production et l’extraction d’hydrogène ou bio-hydrogène par fermentation. Le rendement énergétique maximum du procédé de fermentation obscure est de 67%, en pratique de 15 à 33%, valeur bien supérieure par exemple à celle du procédé de photolyse de l’eau.

Le dispositif de la présente invention est particulièrement utile pour mettre en œuvre une production d’hydrogène par fermentation obscure. On entend par « fermentation obscure >> au sens de la présente invention, la fermentation anaérobie qui consiste en la transformation par fermentation de substrats organiques en bio-hydrogène. Il s’agit d’un processus complexe réalisé par diverses communautés de microorganismes, impliquant une série de réactions biochimiques utilisant trois étapes similaires de la digestion anaérobie. La fermentation obscure diffère de la photo fermentation en ce qu’elle se déroule en l’absence de lumière.

Ainsi, sans contrainte d’apport de lumière et en conditions anaérobie, le processus de fermentation obscure correspond à la dégradation de composés organiques par un consortium bactérien anaérobie, permettant de produire de l’hydrogène en continu, par exemple à partir de déchets fermentescibles, par exemple lors d’une fermentation autorégulée.

La présente invention permet par exemple avantageusement la production et l’extraction d’hydrogène à partir de déchets organiques, à basse température, par exemple à environ 35 à 39°Cou sur une gamme plus étendue, par exemple de 20°C jusqu’à 70°C[12], à partir de biomasses, y compris de boues de station d’épuration et de boues industrielles. Une biomasse d’origine agricole a par exemple été utilisée pour alimenter en continu le bioréacteur de la présente invention avec des résultats qui ont confirmé les très nombreux avantages de la présente invention.

Parmi les processus biochimiques connus pour la production d’hydrogène, seuls trois permettent une production directe d’hydrogène : la photo-fermentation, la photolyse de l’eau et la fermentation obscure. La fermentation obscure est le seul de ces processus ne nécessitant pas d’énergie lumineuse, ce qui réduit la demande énergétique de la mise en fonctionnement en continu du système. De plus, la fermentation obscure est le processus qui permet d’obtenir les meilleures productivités en hydrogène, jusqu’à 25 mmol H2/Lmilieu/h contre 2,5 mmol H2/Lmilieu/h pour la photolyse de l’eau et 10 mmolH2/Lmilieu/h pour la photofermentation [4]·

Selon l’invention, par « effluent liquide de fermentation de substrat >>, on entend tout effluent liquide d’origine naturelle ou non pouvant comprendre notamment d’une part un consortium microbien capable de produire de l’hydrogène par un processus de fermentation, et d’autre part les éléments nutritifs qui sont nécessaires au consortium bactérien pour lui permettre de produire l’hydrogène par ce processus de fermentation. Les éléments nutritifs peuvent provenir d’une biomasse.

Les éléments relatifs à l’effluent liquide de fermentation de substrat dans le cadre de la présente invention sont développés ci-dessous, en référence à l’utilisation du dispositif de l’invention pour la fabrication d’hydrogène, son utilisation, et au procédé de l’invention.

Le dispositif de l’invention est ainsi dédié à la valorisation de biomasses pour la production d’hydrogène et permet d’optimiser la production et l’extraction d’hydrogène à partir de cette biomasse, quelque soit le milieu dans lequel la biomasse est cultivée ou duquel la biomasse provient.

Selon l’invention, le réacteur membranaire ou « bioréacteur membranaire » comprend les éléments essentiels précités. Les éléments du réacteur membranaire sont décrits ci-après et dans les exemples de réacteurs membranaires selon l’invention sont également décrits ci-dessous et dans la partie « Exemples >> ci-dessous. A titre d’exemple, on peut citer un réacteur membranaire de la marque SEPAREL (marque déposée) et Liqui-Cel (marque déposée)

Le réacteur de la présente invention est donc de toute préférence obscure, c’est-à-dire qu’il ne laisse pas passer la lumière jusqu’à l’effluent. Cela s’applique au réacteur membranaire et également aux réacteurs supplémentaires dans lesquel l’effluent de fermentation de substrat est présent, en statique ou en circulation.

Selon l’invention, les fibres creuses peuvent avantageusement être des microfibres. Selon l’invention, le diamètre des fibres peut avant être choisi en fonction du diamètre et/ou de longueur du réacteur membranaire. Par exemple, les fibres peuvent avoir un diamètre interne de 0,2 à 15 mm, par exemple de 0,2 à 10 mm, par exemple de 0,2 à 5 mm, par exemple de 0,4 à 0,5 mm, avec, indépendamment ou respectivement, par exemple un diamètre externe de 0,3 à 20 mm, par exemple de 0,3 à 15 mm, par exemple de 0,3 à 10 mm, par exemple de 0,3 à 5 mm, par exemple de 0,7 à 0,9 mm. La longueur des fibres dépend bien sûr de la longueur du réacteur membranaire, ces fibres parcourant de préférence toute la longueur du réacteur membranaire. A titre purement illustratif, pour un diamètre interne de l’enveloppe de 50 mm par exemple, la longueur des fibres peut être de 30 cm.

Selon l’invention, les fibres creuses peuvent avantageusement être en matériau polymère ayant une perméabilité sélective ou non sélective aux gaz. Lorsque la perméabilité est sélective, elle peut permettre le passage d’hydrogène seul dans le jour de fibre des fibres creuses pour sa collecte. Lorsque la perméabilité est non sélective, l’ensemble des gaz, par exemple CO2 et H2 traversent la paroi des fibres creuses et se retrouvent dans le jour de fibre de ces fibres.

Il peut s’agir par exemple de fibres constituées de tout matériau connu de l’homme du métier et permettant cette perméabilité aux gaz et imperméabilité à l’effluent. Selon l’invention, il peut s’agir par exemple d’un matériau utilisable comme matériau d’ultrafiltration. Il peut s’agir d’un matériau choisi parmi du polytétrafluoroéthylène (PTFE), polysulfone, matrimid/polybenzimidazole, polyméthylsilane, etc.

Selon l’invention, les parois des fibres peuvent comprendre par exemple des pores de 0,05 à 0,15 micromètre, par exemple de 0,08 à 0,12 micromètre, par exemple d’environ 0,1 micromètre, en particulier pour une extraction non sélective des gaz issus de la fermentation. Selon l’invention, les parois des fibres peuvent comprendre par exemple des pores de 0,5 à 20 nm, par exemple 0,5 à 10 nm, par exemple de 0,5 à 2 nm, par exemple de 2 à 5 nm pour une extraction sélective de l’hydrogène. Dans ce cas, de manière général, il pourra s’agir d’une fibre constituée d’un matériau mambranaire de perméation.

Selon l’invention, le réacteur membranaire peut comprendre par exemple un nombre de fibres dépendant du diamètre dudit réacteur et/ou de la longueur et/ou du diamètre des fibres. En fonction du volume d’effluent présent ou passant dans le réacteur et du volume de gaz produit par la fermentation, le nombre de fibres est de préférence suffisant pour permettre une récupération optimale du gaz produit par la fermentation, et donc de l’hydrogène. A titre d’exemple uniquement, le volume des fibres creuses peut occuper environ 5 à 30% du volume du réacteur, par exemple de 7 à 10%. Ce nombre est choisi notamment afin d’optimiser la surface de contact entre l’effluent et les gaz dans le jour de fibre des fibres creuses et pour permettre un écoulement optimal de l’effluent dans le réacteur pour la production de gaz, donc de l’hydrogène. Par exemple, pour un réacteur d’environ 5 cm de diamètre, le nombre peut être par exemple de 200 à 500 fibres, par exemple d’environ 220 à 260 fibres creuses de dimension telles qu’exemplifiées ci-dessus.

Selon l’invention, ledit compartiment à effluent du réacteur membranaire, lesdites fibres creuses, ledit collecteur de sortie de gaz, ladite sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène sont agencés de manière à ce que le passage d’un gaz ou d’un mélange de gaz provenant de l’effluent liquide de substrat de fermentation lorsqu’il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d’extraction d’hydrogène se fasse librement ou au moyen d’un gaz de balayage.

Par exemple, les fibres peuvent être maintenues ensemble au niveau du collecteur de sortie de gaz, dans un manchon étanche qu’elles traversent, laissant en communication libre le jour de fibre creuse avec le collecteur de sortie de gaz, tout en préservant l’étanchéité par rapport au compartiment à effluent. Le manchon étanche peut être par exemple en résine ou en tout autre matériau permettant d’être traversé de manière étanche par les fibres sans les écraser.

De préférence, le réacteur est positionné verticalement dans le dispositif de la présente invention lors de son utilisation. Ainsi, selon l’invention, lorsque le dispositif de l’invention est utilisé, un ciel de gaz se forme dans la partie supérieure du réacteur membranaire, au niveau du collecteur de sortie de gaz.

Dans le dispositif de la présente invention, le volume intérieur défini par l’enveloppe du réacteur membranaire peut comprendre par exemple un collecteur d’entrée, le compartiment à effluent étant logé entre ledit collecteur d’entrée et ledit collecteur de sortie, ledit collecteur d’entrée étant séparé de manière étanche dudit compartiment à effluent, chaque fibre creuse étant agencée de manière à traverser ledit compartiment à effluent et de manière à ce que lesdits collecteurs communiquent entre eux via ledit jour de fibre.

De la même manière, selon l’invention, les fibres peuvent également être maintenues ensemble au niveau du collecteur d’entrée, dans un manchon étanche qu’elles traversent, laissant en communication libre le jour de fibre creuse avec le collecteur d’entrée, tout en préservant l’étanchéité par rapport au compartiment à effluent. Le manchon étanche peut être par exemple constitué d’une résine, par exemple une résine époxy ou en tout autre matériau permettant d’être traversé de manière étanche par les fibres sans les écraser.

Selon l’invention, le réacteur membranaire peut comprendre : une entrée d’effluent de fermentation de substrat communiquant entre l’extérieur de ladite enveloppe et ledit compartiment à effluent, une sortie d’effluent de fermentation de substrat communiquant entre ledit compartiment à effluent et l’extérieur de ladite enveloppe, ledit dispositif pouvant comprendre une boucle de recirculation hydraulique de l’effluent connectée d’un côté à la sortie d’effluent et de l’autre à l’entrée d’effluent.

Dans le dispositif de la présente invention, la boucle de recirculation peut être agencée de manière à permettre une recirculation « directe » ou « indirecte » de l’effluent de fermentation de substrat entre ladite sortie d’effluent et ladite entrée d’effluent.

Selon l’invention, par recirculation « directe », on entend le fait que le dispositif peut être muni d’une communication hydraulique permettant de faire circuler l’effluent à l’extérieur du réacteur membranaire, à partir de la sortie d’effluent de fermentation de substrat, par exemple pour améliorer l’homogénéité entre l’effluent de sortie et l’effluent de fermentation de substrat à l’entrée dudit compartiment à effluent, par exemple pour permettre d’analyser les paramètres de pH, de pression, d’activité de fermentation, de température de l’effluent, etc., par exemple pour réguler la température de l’effluent, par exemple pour enrichir l’effluent en consortium microbien, avant sa réinjection par l’entrée d’effluent de fermentation. Ce circuit peut être muni des éléments nécessaires aux analyses et/ou régulation de température et/ou ajout de compléments précités, et, avantageusement des éléments nécessaires à la régulation de ces paramètres pour maintenir à un niveau optimisé la production d’hydrogène.

Selon l’invention, par recirculation « indirecte », on entend le fait que le dispositif peut comprendre en outre un réservoir destiné à accueillir l’effluent de fermentation de substrat et agencé en communication hydraulique avec le compartiment à effluent du réacteur membranaire. Cette communication hydraulique peut être une communication avec la sortie de l’effluent du réacteur membranaire d’une part et avec l’entrée de l’effluent du réacteur membranaire d’autre part. Ce réservoir peut être destiné à contenir l’effluent de fermentation de substrat avant son injection dans le réacteur membranaire et à recevoir, de manière continue ou discontinue, l’effluent sortant du réacteur membranaire. Ce réservoir peut être par exemple d’un réacteur double enveloppe, par exemple munis d’un système d’agitation, par exemple aussi munis de moyens de chauffage et/ou de refroidissement, par exemple aussi, munis de moyens de régulation de la température et des autres paramètres précités, de préférence automatiques, par exemple aussi de moyens permettant d’ajouter des nutriments utiles au consortium bactérien pour optimiser son activité de production d’hydrogène, par exemple aussi pour ajouter du consortium bactérien, afin d’entretenir les conditions optimales de fermentation opérée pour produire de l’hydrogène selon la présente invention. Ainsi, ces moyens de chauffage, refroidissement, régulation et autres, peuvent être ceux connus de l’homme du métier pour la culture et/ou l’entretien d’une fermentation. Ce réservoir ou réacteur peut également être muni d’un système de dégazage de l’effluent avant son injection dans le réacteur membranaire, système de dégazage qui peut être par exemple un système par bullage d’azote dans le réservoir. Ce réservoir ou réacteur supplémentaire peut être utile notamment pour préparer l’effluent de fermentation de substrat avant son entrée dans le réacteur membranaire, par exemple pour l’homogénéiser, pour l’acclimatation du consortium bactérien utilisé, pour l’addition éventuelle de composés nutritifs et/ou de consortium bactérien permettant d’initier ou de renouveler le milieu initial et éviter un appauvrissement du consortium microbien, pour ajouter de l’eau, par exemple lorsque l’effluent ne pourrait pas circuler autrement, et plus généralement pour le contrôle de l’effluent et la régulation de sa qualité pour la production d’hydrogène dans le réacteur membranaire. Il peut comprendre des moyens d’agitation en continu de l’effluent, en vue de son injection dans le réacteur membranaire. Ces moyens peuvent par exemple être sous la forme de pales mécaniques de mélange, dont la résistance est adaptée à la viscosité de l’effluent.

Selon l’invention, la circulation de l’effluent entre ladite sortie d’effluent et ladite entrée d’effluent peut se faire sans connexion.

Selon l’invention, les compartiments du réacteur membranaire peuvent être agencés successivement de bas en haut selon l’ordre suivant : le collecteur d’entrée, le compartiment à effluent, puis le collecteur de sortie.

Dans le dispositif de la présente invention, on peut aussi avantageusement prévoir des moyens d’injection d’un gaz de balayage à l’intérieur des fibres creuses via ledit collecteur d’entrée. L’application d’un gaz de balayage selon l’invention permet d’augmenter de manière inattendue de près de 35% le rendement en d’hydrogène. Les inventeurs ont constaté que la vitesse d’extraction des gaz produits joue un rôle important sur la production d’hydrogène. Selon l’invention, les moyens d’injection d’un gaz de balayage peuvent comprendre un réservoir de gaz à injecter et des moyens de contrôle et de régulation du gaz injecté. Il peuvent également comprendre des moyens de récupération du gaz issu de l’extraction de l’hydrogène à partir du gaz produit par la fermentation, ou gaz recyclé, et éventuellement de filtration de ce gaz recyclé, afin de réinjecter ce gaz recyclé en tant que gaz de balayage dans les fibres creuses du réacteur membranaire.

Selon l’invention, le réacteur membranaire peut également être muni d’un moyen de chauffage et/ou de refroidissement de son contenu, en particulier de l’effluent qui s’y trouve, ainsi qu’un moyen de contrôle et de régulation de la température de cet effluent.

Selon l’invention, le moyen d’extraction d’hydrogène peut avantageusement comprendre un moyen de séparation de l’hydrogène du gaz provenant du réacteur membranaire via les fibres creuses, et un moyen d’évacuation de l’hydrogène séparé, ce moyen d’évacuation étant de préférence apte à être branché à un dispositif de stockage de gaz. Ce moyen de séparation de l’hydrogène peut être un moyen classique connu de l’homme du métier. Il peut s’agir par exemple d’un moyen d’élimination du dioxyde de carbone par adsorption par des éthanolamides ou par dissolution à chaud dans une solution de carbonates, par exemple de potassium. Il peut s’agir également d’une adsorption sélective sur un lit de tamis moléculaire (« PSA >> pour « Pressure Swing Adsorption >> ou « TSA >> pour « Thermal Swing Adsorption >>) [5], [6]. Il peut s’agir également d’une technologie membranaire, par exemple de perméation [13].

Selon l’invention, le dispositif peut avantageusement comprendre des moyens de chauffage et des moyens de refroidissement, ainsi que des moyens de contrôle et de régulation de la température, ces moyens devant permettre de réguler la température de manière à ce qu’elle soit optimale, notamment pour l’activité du consortium microbien en présence, tel que défini ci-dessous, pour la production d’hydrogène. Ces différents moyens peuvent être positionnés au niveau du réacteur membranaire et/ou au niveau du ou des réacteur(s) supplémentaire(s), le cas échéant.

Selon l’invention, le dispositif peut comprendre en outre un container de stockage de substrat ou biomasse, qui peut s’ajouter au réservoir supplémentaire, le cas échéant, et être en communication hydraulique avec ce dernier. Un tel container peut être dédié par exemple au stockage du substrat ou biomasse, en attendant son utilisation via le réservoir supplémentaire. Il peut s’agir d’un réacteur permettant de maintenir une température de stockage, telle que décrite dans la présente, ou d’augmenter cette température en vue de l’utilisation du substrat pour la production d’hydrogène selon l’invention. Une préparation de la fermentation peut avoir lieu dans ce container, et un effluent de substrat peut être produit pour être injecté dans le réservoir supplémentaire, pour régulation et acclimatation en vue de son injection dans le réservoir membranaire.

Les différents éléments du dispositif de l’invention peuvent être reliés entre eux, pour la régulation des communications hydrauliques, par un ensemble de vannes, et, le cas échant de systèmes de contrôle et de régulation de l’ouverture et de la fermeture de ces vannes.

La présente invention se rapporte également à l’utilisation d’un dispositif selon l’invention pour la fabrication d’hydrogène, ainsi qu’à un procédé de fabrication d’hydrogène qui peut avantageusement être mis en œuvre grâce au dispositif de l’invention. L’effluent liquide de fermentation de substrat utilisable pour mettre en œuvre la présente invention contient un ensemble de microorganismes ou « consortium microbien » à l’origine du phénomène de fermentation producteur de gaz, dont l’hydrogène. Ce consortium existe déjà dans les déchets d’origine naturelle ou peut être constitué ou complémenté artificiellement à partir d’un mélange de microorganismes connus de l’homme du métier pour produire de l’hydrogène. Par exemple, dans des déchets issus de la filière vitivinicole, comme décrits ci-dessous, le consortium microbien a été isolé et comprend majoritairement une flore microbienne appartenant aux genres

Enterobacter/Klebsiella/Kluyvera/Buttiauxella pour les marcs et aux espèces Clostridium saccharobutylicum, Clostridium spp. {saccharoperbutyiacetonicum, beijerinckii, puniceum, diolis, roseum), Streptococcus spp. (lutetiensis, infantarius, equinus, iuteciae), Clostridium butyricum pour les bourbes. Ce consortium peut par exemple être utilisé pour la production d’hydrogène par fermentation obscure de biomasses agricoles, par exemple car il pré-existe dans le substrat ou la biomasse utilisée, ou parce qu’il est inoculé dans ladite biomasse pour l’enrichir en microorganismes actifs pour la production d’hydrogène.

Le substrat ou biomasse quant à lui constitue la « nourriture » de ce consortium bactérien. Par « substrat » ou « biomasse » au sens de la présente invention, on entend toute matière liquide, solide, semi-solide, suspension, boue, déchet fermentescible utilisable par le consortium bactérien, présent dans le substrat lui-même et/ou complémenté, pour générer un processus de fermentation permettant de produire de l’hydrogène. Il peut s’agir par exemple d’une boue de station d’épuration, de déchets organiques d’origine naturelle ou non, d’origine animale, végétale ou humaine, de déchets ultimes issus par exemple de l’industrie agricole, par exemple viticole, ou alimentaire, de déchets organiques fermentescibles peu valorisables par d’autres voies, etc. L’un des nombreux avantages de la présente invention apparaissant ici est qu’elle peut avantageusement être mise en œuvre à partir de déchets organiques métabolisables disponibles localement, pour une production locale d’hydrogène.

Par exemple, la biomasse peut être avantageusement issue de la filière vitivinicole, qu’elle qu’en soit l’origine géographique. Il peut s’agir par exemple de bourbes, marcs, gâteaux de filtration, lies, marcs épuisés, eaux de rinçage des matériels de récolte, de tri et de vinification. La génération de déchets organiques, y compris les sous-produits tels que les marcs de raisin, les bourbes, les lies, les rafles et boues déshydratées, les eaux de rinçage des pressoirs, les eaux de rinçage des cuves de débourbage, est considérée comme l’un des problèmes les plus importants auxquels doit faire face l’industrie mondiale du vin. Le dispositif, son utilisation et le procédé de l’invention apportent également une solution à ce problème. En outre, l’avantage de cette biomasse, est qu’elle ne nécessite pas d’apport d’inoculum microbien, ni d’apport nutritionnel, ni de prétraitement thermique tendant à supprimer l’activité des microorganismes consommant de l’hydrogène.

Pour la mise en œuvre du procédé de l’invention, on peut en effet noter que le consortium microbien présent dans la biomasse peut contenir des microorganismes hydrogénotrophes qui vont consommer H2 pour la synthèse de méthane, par exemple archées méthanogènes hydrogénotrophes, ou de l’acétate, par exemple bactéries homoacétogènes. Plusieurs stratégies de prétraitement du consortium existent et peuvent être utilisées lors de la mise en œuvre du procédé de l’invention afin de limiter l’activité de ces bactéries, par exemple par aération, traitement acido-basique, traitement thermique ou chimique [7], D’un point de vue thermodynamique, la présence de H2 dans le milieu réactionnel, inhibe la réaction de production de ce gaz. Cet effet mène ainsi à l’utilisation du substrat pour d’autres voies métabolites comme l’éthanol ou le lactate [8], Il a été montré qu’il est possible de limiter l’impact négatif lié à une pression partielle de H2 élevée sur la production d’hydrogène par notamment l’utilisation de souches pures tolérantes à l’hydrogène [9]. L’extraction de l’hydrogène produit du milieu réactionnel est un paramètre important du fonctionnement du bioréacteur afin de limiter sa consommation par les microorganismes et d’augmenter son rendement [10], [14], Le dispositif de l’invention permet cette extraction de manière très avantageuse, tout au long de la production d’hydrogène dans le bioréacteur, soit librement, soit, avantageusement, selon l’invention, par entrainement au moyen d’un gaz de balayage, par exemple l’azote, de l’air ou de dioxyde de carbone.

Selon l’invention, l’effluent de fermentation de substrat ou biomasse est liquide. Si la biomasse est trop épaisse, on ajoutera de l’eau, sans qu’il y ait nécessité que cette eau soit propre. Il peut s’agir par exemple d’eaux issues d’un processus de nettoyage de cuves ou d’eaux de rivière ou de processus d’épuration d’eaux usées. Ce mélange de la biomasse avec de l’eau peut par exemple être réalisé dans un réacteur supplémentaire tel que défini ci-dessus, l’effluent obtenu étant ensuite injecté dans le réacteur membranaire pour la production d’hydrogène.

La température de fermentation utilisée peut également avoir un impact important sur les espèces bactériennes actives dans le milieu réactionnel. En culture pure, la performance du bioréacteur est ainsi liée aux conditions optimales de l’espèce ou des espèces bactériennes utilisées pour la production d’hydrogène, par exemple les mésophiles, les thermophiles, et les hyperthermophiles. Dans le cas d’utilisation de cultures mixtes, ce sont les conditions opératoires qui permettent l’émergence d’espèces bactériennes adaptées, parmi les espèces présentes dans le consortium global. L’utilisation d’un même inoculum permettra donc dans des conditions de température différentes, le développement d’espèces différentes, plus ou moins performantes pour la production d’hydrogène. Ainsi, en fonction des microorganismes potentiellement présents dans l’inoculum mixte, la température optimale de fermentation est adaptée. La température optimale de l’effluent pendant la mise en oeuvre du procédé de l’invention peut aisément être adaptée en fonction de l’origine de la biomasse ou du substrat, par exemple à partir d’une identification des microorganismes en présence et /ou en partant d’une température d’effluent à environ 35 à 39°C et en recherchant par variation progressive de température la température à laquelle la production d’hydrogène est optimale. A titre d’exemple, lorsque la biomasse est d’origine vitivinicole et/ou lorsque le consortium microbien en est issu ou est similaire à celui-ci, la température optimale se situe autour de 37°C +/- 2 °C. La régulation de température peutêtre réalisée, comme décrit ci-dessus, par des moyens de régulation de la température, de chauffage et/ou de refroidissement. S’agissant de microorganismes, le pH de l’effluent peut également influencer le processus de fermentation, et donc la production d’hydrogène. Le pH de l’effluent se trouve de préférence à des valeurs optimales pour la fermentation. Selon l’invention, le pH de l’effluent présent dans le compartiment à effluent lors de l’étape de fermentation peut par exemple être avantageusement maintenu à un pH allant de 5 à 7. A titre d’exemple, lorsque la biomasse est d’origine vitivinicole et/ou lorsque le consortium microbien en est issu ou est similaire à celui-ci, le pH optimal se situe autour de 5,5 +/- 0,2. L’homme du métier saura aisément déterminer, à partir de milieux de culture réalisés sur différentes boîtes de pétrie ou en suspension et à différents pH déterminer la zone de pH la plus appropriée pour la mise en oeuvre du procédé de l’invention.

Selon l’invention, lors de l’utilisation du dispositif ou de la mise en œuvre du procédé, l’hydrogène produit qui se retrouve dans le jour de fibre des fibres creuses peut être entraîné librement vers le moyen d’extraction d’hydrogène par la poussée de gaz produit dans le jour des fibres creuses ou, avantageusement au moyen d’un gaz de balayage, de préférence neutre, par exemple d’azote ou de dioxyde de carbone. Le flux du gaz de balayage est choisi de manière à entraîner les gaz produits ayant traversé la paroi desdites fibres creuses. La différence de pression transmembranaire permet le transfert des gaz produits dudit compartiment à effluent vers le jour des fibres creuses.

Selon l’invention, le gaz de balayage peut être injecté dans le jour de fibre des fibres creuses à une pression juste suffisante pour pousser les gaz, produits par la fermentation dans le réacteur membranaire, qui se retrouve dans le jour de fibre des fibres creuses. Cela évite de produire trop de gaz à traiter pour l’extraction de l’hydrogène en sortie du réacteur membranaire selon l’invention. Le flux de gaz de balayage est donc réglé en fonction de la production de gaz de fermentation grâce à la présente invention.

Le dispositif, son utilisation et le procédé de l’invention permettent ainsi, par la séparation des gaz produit à partir de l’effluent grâce aux parois des fibres creuses, et avantageusement avec en plus un balayage par un gaz de balayage, d’éviter la présence de H2 au contact de l’effluent, ce gaz inhibant la production de ces gaz. Le rendement de production d’hydrogène est ainsi notablement amélioré grâce à la présente invention.

En outre, grâce au procédé d’invention, de manière inattendue, les inventeurs ont constaté également une optimisation de production des acides organiques, par exemple d’acide acétique, d’acide butyrique, d’acide lactique, d’acide fumarique, d’acide succinique, ainsi qu’une optimisation de production d’alcool, par exemple de d’éthanol, de butanol, etc. Ainsi, au même titre que l’hydrogène, la présente invention se rapporte également à l’utilisation du dispositif de l’invention et au procédé correspondant pour la fabrication d’acides organiques et /ou d’alcools. Dans le cas où c’est la production d’acides organiques et d’alcools est l’objectif de mise en œuvre de la présente invention, les éléments relatifs à l’extraction d’hydrogène ne sont pas utiles, et peuvent être utilisés optionnellement ou incidemment. Les conditions d’optimisation de la fermentation pour cette production organique sont par exemple celles développées dans la présente, axée pour la production de ces produits, y compris avec le balayage du jour de fibre des fibres creuses par un gaz de balayage. L’utilisation et le procédé de l’invention peuvent ainsi comprendre les étapes suivantes : immersion de fibres creuses telles que définies dans la présente dans un effluent liquide de fermentation de substrat tel que défini dans la présente, l’immersion étant réalisée dans un compartiment à effluent tel que défini dans la présente, fermentation du substrat de manière à générer un mélange gazeux, récupération du mélange gazeux via le jour de fibre des fibres creuses, extraction de l’hydrogène à partir du mélange gazeux récupéré via le jour de fibre des fibres creuses.

En d’autres termes, selon l’invention, la fabrication d’hydrogène suivant le procédé ou l’utilisation du dispositif de la présente invention peut comprendre : une étape de remplissage du compartiment à effluent par un effluent liquide de fermentation de substrat, de manière à ce que les fibres creuses logées à l’intérieur du compartiment à effluent soit immergées dans ledit effluent, une étape de fermentation du substrat à l’intérieur du réacteur membranaire, une étape de collecte des gaz produits lors de l’étape de fermentation.

Selon l’invention, l’étape de fermentation et ladite étape de collecte peuvent avantageusement être poursuivies en laissant s’accumuler des dépôts de particules et/ou de microorganismes à la surface extérieure des fibres et entre celles-ci. Les inventeurs ont en effet constaté de manière inattendue que l’accumulation de ces dépôts de particules et/ou microorganismes concourrait à immobiliser les microorganismes dans le réacteur membranaire et apporter un bénéfice à la production d’hydrogène par rapport à un réacteur agité en fonctionnement continu.

Selon l’invention, lorsque le dispositif de l’invention comprend un réservoir supplémentaire en communication hydraulique avec ledit compartiment à effluent, ladite utilisation ou ledit procédé peut avantageusement comprendre : une étape de remplissage dudit réservoir avec ledit effluent liquide de fermentation de substrat, une étape de mise en communication du réservoir avec le compartiment à effluent, suivie de ladite étape de remplissage du compartiment à effluent avec l’effluent liquide de fermentation de substrat, une étape d’alimentation en continu du compartiment à effluent en effluent liquide de fermentation de substrat depuis ledit réservoir.

Ainsi, selon l’invention, le dispositif, son utilisation et le procédé de l’invention permettent une production en continu d’hydrogène, incluant, le cas échéant une circulation en continu de l’effluent de fermentation de substrat dans le réacteur membranaire.

Selon l’invention, la température interne dudit réservoir supplémentaire, lorsqu’il est utilisé pour stocker l’effluent ou la biomasse avant son utilisation, est de préférence contrôlée de manière à être inférieure à 10°C, de préférence inférieure à 5°C,par exemple d’environ 4°C. Ceci permet de ne pas enclencher le processusde fermentation dans ledit réservoir supplémentaire, c’est-à-dire avant pénétration dans le réacteur membranaire ou bioréacteur.

Selon l’invention, le procédé ou l’utilisation peut comprendre également ou en outre : une étape d’arrêt de production d’hydrogène, puis une étape dans laquelle le réacteur membranaire est purgé de l’effluent liquide de fermentation de substrat, puis une étape de nettoyage du compartiment à effluent et des fibres creuses, réalisée de manière à conserver un film microbien vivant sur la surface externe de ces fibres creuses, puis une nouvelle étape de remplissage du compartiment à effluent par l’effluent liquide de fermentation de substrat avec les mêmes fibres creuses et ledit film bactérien conservé.

Selon l’invention, l’étape de nettoyage du compartiment à effluent, en particulier des fibres creuses, est un nettoyage qui de préférence n’abîme pas les fibres creuses. Ce rinçage peut être réalisé avec de l’eau, par exemple avec un pH qui peut être ajusté pour la préservation du biofilm formé par le consortium bactérien sur les fibres. Cette eau peut contenir un détergeant doux., type RBS, de préférence bien dilué, ou bien de l’eau de javel avec du chlore à 1 ppm.

Des tests de fermentation ont été ainsi réalisés, sans apport d’inoculum bactérien extérieur, en utilisant un biofilm créé à la surface des fibres creuses en contact avec l’effluent au cours des tests de fermentation précédents, avec des résultats tout aussi satisfaisants que ceux obtenus avec un ensemencement initial. La fermentation a rapidement débuté puis s’est stabilisée pour une production continue d’hydrogène. Un rendement et une productivité en hydrogène importants ont été obtenus, très compétitifs avec les tests utilisant un inoculum bactérien fraîchement prélevé à la station d’épuration, ce qui révèle l’intérêt du dispositif membranaire de la présent invention pour la stabilisation du consortium bactérien producteur d’hydrogène sur les fibres creuses. De plus, ces résultats montrent une simplicité de mise en œuvre à grande échelle du procédé de l’invention, en limitant les besoins de réensemencement du milieu réactionnel.

Selon l’invention, l’utilisation ou le procédé peut avantageusement comprendre une étape de dégazage de l’effluent liquide de fermentation de substrat avant son introduction dans le compartiment à effluent, notamment lorsque l’effluent ou la biomasse se trouve dans un réacteur supplémentaire tel que décrit ci-dessus.

Selon l’invention, l’utilisation ou le procédé peut avantageusement comprendre un temps d’acclimatation de la biomasse et/ou de l’effluent dans le dispositif de l’invention, notamment dans le réacteur membranaire et/ou, le cas échéant dans le réacteur supplémentaire tel que décrit ci-dessus, par exemple de 5 heures. Il s’agit notamment d’une phase initiale d’acclimatation des microorganismes dans le dispositif de l’invention, phase qui est par exemple préférable au démarrage de fermentations en continu afin d’atteindre rapidement une production optimisée d’hydrogène. L’homme du métier saura aisément déterminer la durée de ce temps d’acclimatation qui précède en quelque sorte la phase de production d’hydrogène, par exemple en suivant l’activité fermentaire dans l’effluent ou la biomasse. Cette phase peut correspondre par exemple à la phase initiale d’un test de référence en mode de fonctionnement « semi-batch >>, une fois la fermentation à son maximum de production, par exemple au bout d’environ 4 à 6 heures dans le bioréacteur, le réacteur de fermentation peut ensuite être alimenté en continu en effluent de fermentation de substrat.

Selon l’invention, un tel dégazage et/ou un tel temps d’acclimatation a (ont) avantageusement permis d’améliorer encore les performances du dispositif, de son utilisation et du procédé de l’invention, notamment en permettant une production continue et efficace d’hydrogène pendant plus de 400 heures.

Les inventeurs ont ainsi développé un dispositif et une méthode économique et propre de production d’hydrogène qui permettra certainement d'accélérer la mise en place d'une « économie hydrogène >>.

Le dispositif, son utilisation et le procédé de la présente invention permettent d’obtenir un gain énergétique très satisfaisant à partir de déchets ultimes, peu valorisables par d’autres voies. L’alimentation réussie en éléments nutritifs avec des déchets de biomasse agricole permet de valider une utilisation industrielle.

La production de H2 par la fermentation obscure en utilisant le dispositif ou le procédé de la présente invention, est moins énergivore et peut être réalisée dans des conditions non stériles, en utilisant des cultures mixtes et des déchets organiques peu coûteux comme substrats.

La mise en fonctionnement en continu du dispositif de l’invention a été réalisée avec succès et a permis le passage au fonctionnement du module membranaire, non seulement en couplage avec un réacteur de fermentation, mais aussi seul en tant que bioréacteur à membrane.

En outre, l’utilisation du bioréacteur membranaire (BRM) de la présente invention seul offre d’excellentes perspectives puisqu’elle montre une meilleure stabilité de la production d’hydrogène que des dispositifs de l’art antérieur, notamment avec réacteur agité continu.

En outre, l’utilisation de la biomasse agricole utilisée par les inventeurs de la présente, dont la production annuelle française est de 850 000 tonnes, permettrait de produire 20 000 000 m3 d’hydrogène par an.

Egalement, le dispositif, son utilisation et le procédé de l’invention peuvent facilement et avantageusement s’adapter aux flux de boues de station d’épuration et de déchets organiques métabolisables disponibles localement. D’autres avantages pourront encore apparaître à l’homme du métier à la lecture des exemples, illustrés par les figures annexées, donnés à titre illustratif.

Brève description des figures

La figure 1 représente schématiquement une vue en coupe longitudinale d’un exemple de réacteur membranaire utilisable dans le dispositif de l’invention et/ou pour la mise en œuvre du procédé de l’invention.

La figure 2 représente schématiquement une vue d’ensemble d’un premier exemple de dispositif de la présente invention.

La figure 3 représente schématiquement une vue d’ensemble d’un second exemple de dispositif de la présente invention.

EXEMPLES

Exemple 1 : exemple de réacteur membranaire utilisable dans le dispositif de l’invention et/ou pour la mise en œuvre du procédé de l’invention

Dans cet exemple, on décrit un réacteur membranaire, ci-après « module membranaire », à fibres creuses utilisable pour l’extraction des gaz à partir d’un effluent selon l’invention.

Ce réacteur est schématisé sur la figure 1 annexée. Il comprend : une enveloppe 20 définissant un volume intérieur, ledit volume intérieur comprenant deux compartiments étanches entre eux, à savoir un collecteur de sortie de gaz 26 bis et un compartiment à effluent 24 destiné à être rempli par l’effluent liquide de fermentation de substrat ; des fibres creuses 28 formées chacune par une paroi tubulaire entourant un jour de fibre, ladite paroi tubulaire étant étanche aux liquides et perméable aux gaz, les fibres creuses étant logées dans ledit compartiment à effluent et agencées de manière à ce que leur jour de fibre communique avec ledit collecteur de sortie de gaz de manière étanche par rapport à l’effluent liquide lorsqu’il est présent dans le compartiment à effluent, et une sortie de gaz 30 communiquant entre ledit collecteur de sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène. une entrée d’effluent 34 de fermentation de substrat communiquant entre l’extérieur de ladite enveloppe 20 et ledit compartiment à effluent 24, et une sortie d’effluent 38 de fermentation de substrat communiquant entre ledit compartiment à effluent 24 et l’extérieur de ladite enveloppe.

Le compartiment à effluent, les fibres creuses, le collecteur de sortie de gaz, la sortie de gaz et le moyen d’extraction d’hydrogène sont agencés de manière à ce que le passage d’un gaz ou d’un mélange de gaz provenant de l’effluent liquide lorsqu’il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d’extraction d’hydrogène (non représenté sur la figure 1 ) se fasse librement ou au moyen d’un gaz de balayage. L’enveloppe 20, incluant le compartiment à effluents 24, est constituée d’une matière plastique Elle peut notamment comprendre une calandre métallique, ou formée d’un autre matériau tel que le PVC.

Cette enveloppe 20 est opaque afin de permettre la fermentation obscure dans le compartiment à effluent 24.

Le module membranaire utilisé est composé de 238 fibres creuses en polytétrafluoroéthylène (PTFE), d’un diamètre interne de 0,45 mm et d’un diamètre externe de 0,87 mm et dont le diamètre des pores est de l’ordre de 0,1 pm.

Celles-ci sont disposées dans un volume utile avec un taux de remplissage de 8,5%. Selon un exemple de réalisation ce volume utile est de 478 mL.

Dans l’exemple illustré, le volume intérieur de l’enveloppe 20 comprend un collecteur d’entrée 22 bis. Le compartiment à effluent 24 est logé entre le collecteur d’entrée 22 bis et le collecteur de sortie 26 bis, le collecteur d’entrée 22 bis étant séparé de manière étanche dudit compartiment à effluent 24.

Le collecteur d’entrée de gaz comprend une entrée de gaz 32, permettant notamment la connexion à un moyen d’injection de gaz.

Chaque fibre creuse 28 est agencée de manière à traverser le compartiment à effluent 24 et de manière à ce que les collecteurs 22 bis et 26 bis communiquent entre eux via le jour de fibre.

Les fibres creuses sont maintenues ensemble d’une part par un premier manchon 22 au niveau du collecteur d’entrée 22 bis d’un gaz de balayage, d’autre par un deuxième manchon 26 au niveau du collecteur de sortie 26 bis de gaz. Ces deux manchons 22 et 26 sont en résine époxy et assurent l’étanchéité au niveau des fibres qui les traverses, afin de ne pas laisser passer l’effluant liquide au niveau des collecteurs d’entrée et de sortie de gaz, tout en laissant en communication libre le jour de fibre creuse avec le collecteur de d’entrée 22 bis et le collecteur de sortie 26 bis de gaz.

Le flux de liquide pouvant circuler dans le compartiment à effluent 24 de ce module, ce module étant délimité par la calandre, de bas en haut, entre l’entrée d’effluent 34 et sa sortie 38, permet la relative mise en suspension des matières solides potentiellement présentes dans l’effluent liquide de fermentation de substrat.

Comme on peut l’observer en figure 1, l’entrée d’effluent 34 et la sortie d’effluent 38 sont transversales, à savoir qu’elles débouchent sur les côtés du compartiment à effluent.

Ici l’entrée d’effluent 34 est proche du manchon 22 séparant le compartiment à effluent 24 du collecteur d’entrée 22bis. La distance entre cette entrée d’effluent 34 et ce manchon 22 définit un volume mort sous la hauteur à laquelle arrive l’effluent. Il y a peu, voire pas, de circulation d’effluent dans ce volume mort. Ce volume mort peut être mis à profit pour laisser la possibilité d’un dépôt de particules solides contenus dans l’effluent ou pour permettre le développement d’un consortium bactérien également à ce niveau.

Dans une réalisation alternative, non représentée, au lieu d’arriver transversalement, la sortie d’effluent et/ou l’entrée d’effluent arrive(nt) respectivement par le haut et/ou par le bas.

Par exemple, la sortie d’effluent arrive en haut de la calandre, à côté de la sortie de gaz mais sans communiquer avec elle. Dans ce cas, la sortie d’effluent comprend une conduite qui traverse le collecteur de sortie de gaz, tout en étant étanche avec l’intérieur du collecteur de sortie de gaz. Cette conduite traverse ensuite le manchon séparant ce collecteur de sortie de gaz et le compartiment à effluent et débouche dans le compartiment à effluent, soit à ras de ce manchon, soit à distance de celui-ci.

De même, l’entrée d’effluent peut arriver en bas de la calandre, à côté de l’entrée de gaz mais sans communiquer avec elle. Dans ce cas, l’entrée d’effluent comprend une conduite qui traverse le collecteur d’entrée de gaz, tout en étant étanche avec l’intérieur du collecteur de d’entrée de gaz. Cette conduite traverse ensuite le manchon séparant le collecteur d’entrée de gaz et le compartiment à effluent et débouche dans le compartiment à effluent, soit à ras de ce manchon 26, soit à distance de celui-ci, ménageant dans ce dernier cas un volume mort.

Placé en position verticale, un ciel gazeux se forme dans la cavité supérieure du réacteur membranaire, au-dessus de la sortie liquide 38. Par exemple, ce ciel gazeux a un volume moyen de 55 mL dans l’exemple de réalisation où le volume utile est de 478 mL. Un volume de liquide de 423 ±5mL est donc présent dans le volume prévu pour l’effluent ou « module membranaire » de cet exemple.

Le chauffage du compartiment à effluent ou « calandre >> à la température de fermentation est réalisé par la circulation d’eau d’un bain thermostaté (Polystat 5A - Bioblock Scientific) dans un serpentin compact composé d’un tube flexible vinyle entourant la calandre.

Ce module ou réacteur membranaire selon l’invention a été testé dans plusieurs dispositifs conformes à la présente invention. Des exemples sont présentés ci-après.

Exemple 2 : exemple d’un premier dispositif selon la présente invention

Le système utilisé est défini afin de pouvoir fonctionner en mode continu. Il est représenté sur la figure 2 annexée.

Il comprend un réservoir d’alimentation 10 en verre à double parois thermostaté Scilabware (marque de commerce), pouvant contenir une solution ou milieu de fermentation de substrat. Il est utilisé pour alimenter le réacteur membranaire de l’exemple 1, ou bioréacteur 2, à un débit régulé par une pompe péristaltique 70 (Ismatec IP, marque de commerce).

Afin d’améliorer l’homogénéisation du milieu de fermentation, une mise en circulation du milieu est réalisée avec une seconde pompe péristaltique 61 dans une boucle de recirculation 6 sur laquelle est réalisé l’ajout de la solution de substrat et une évacuation 75 à débit équivalent de l’effluent du milieu réactionnel excédentaire, dans le but de réguler le volume du milieu au sein du bioréacteur 2. Afin de conserver les conditions d’anoxies strictes dans le milieu réactionnel, un dégazage continu du substrat est réalisé par bullage d’azote dans le réservoir de solution d’alimentation.

Afin d’éviter la fermentation du substrat dans le réservoir d’alimentation 10, un liquide de refroidissement provenant d’un bain thermostaté 56 (Polystat 5A - Bioblock Scientific) circule entre les doubles parois du réservoir d’alimentation 10. Le bain thermostaté est relié à un moyen de régulation thermique 58, permettant de maintenir la température de ce bain à 4°C.

Cela permet que la fermentation du substrat débute essentiellement, voire exclusivement, dans le bioréacteur 2. Le réservoir d’alimentation 10 est rélié en série à la boucle de recirculation 6 via une canalisation d’alimentation 73. Cette canalisation d’alimentation 73 rejoint donc la canalisation 60 de la boucle de recirculation 6, qui joint la sortie d’effluent 38 à l’entrée d’effluent 34, permettant ainsi l’arrivée de nouveau substrat dans le compartiment à effluent 24.

La canalisation d’alimentation comprend une vanne d’alimentation 72 et la pompe péristaltique 70, dont respectivement l’ouverture et le débit sont contôlés de manière à alimenter en continu le bioréacteur membranaire 2 en effluent.

Pour réguler le pH à l’intérieur du compartiment à effluent 24, la canalisation 60 de la boucle de recirculation est reliée à un contenant 64 rempli d’une base, par exemple de la soude (NaOH). Une sonde 62 de pH mesure la valeur du pH dans la canalisation 60. Une pompe péristaltique 66 permet de contrôler le débit de base dans la boucle de recirculation 6, en fonction des mesures reçues par la sonde 62 de pH. Ce contrôle peut être par exemple automatisé.

Un sonde de pression 68 mesure la différence de pression dans la canalisation 60 de la boucle de récirculation 6, entre la sortie d’effluent 38 et l’entrée d’effluent 34.

Dans cet exemple, une vanne d’échantillonnage 74 sur la canalisation 60 de la boucle de recirculation 6 permet éventuellement de réaliser des prélèvements pour analyse microbiologique. Une vanne d’échantillonnage 74 bis sur la canalisation de l’évacuation de flux 75 permet éventuellement de réaliser des prélèvements de l’effluent sortant, par exemple pour mesurer le taux en sucre.

La canalisation 60 peut comprendre également l’évacuation de flux 75 agencée pour évacuer le surplus de liquide dans la boucle de recirculation 6. Par exemple, une sortie libre par trop plein permet d’évacuer le surplus d’effluent.

Un liquide de refroidissement, par exemple de l’eau, provenant d’un autre bain thermostaté 52 (Polystat 5A - Bioblock Scientific -commercialisée par Fisher Scientific ) circule dans un serpentin entourant la calandre du bioréacteur. Ce bain thermostaté 52 est relié à un moyen de régulation thermique 54, permettant de maintenir la température de ce bain entre 35 °C et 39 °C.

Le serpentin peut être formé par un tube flexible en vinyle. Il peut être agencé de manière compacter autour de la calandre, notamment avec ses spires jointives.

Le moyen d’injection du gaz de balayage 8 est branché sur l’entrée de gaz 32 du collecteur d’entrée 22 bis. Ce moyen d’injection 8 comprend une source en azote 48, ainsi qu’une vanne et un débimètre massique 50 (Brooks Instrument - Modèle 5850E) couplés à un régulateur (Brooks Instrument - Modèle 0254) pour contrôler le débit de l’azote.

Le gaz de balayage, ici l’azote, circule du collecteur d’entrée 22 bis au collecteur de sortie 26 bis, via les jours de fibre. Il s’évacue ensuite par la sortie de gaz 30, qui est branché à un moyen d’extraction de gaz 4.

Le nombre de pièges à froid n’est pas limitatif, et le moyen d’extraction 44 peut comprendre deux pièges à froid, opérant notamment entre 2 et 3°C et un séparateur gaz/liquide à membiane est installé en série sur la ligne de sortie des gaz du bioréacteur 2.

Les pièges à froid peuvent par exemple être de la marque Cryostat Huber TC40 et le séparateur de la marque EIF 3S5SEC25 de CTB Hoffel. Ils ont de afin de préférences agencés de manière à

condenser les liquides avant l’arrivée du flux de gaz vers l’analyse en ligne par pGC-TCD

Le moyen d’extraction de gaz 4 comprend un piège à froid 44 et un cryostat 42 agencés pour piéger les éventuels condensais.

Le moyen d’extraction 4 comprend également éventuellement un moyen de séparation de l’hydrogène d’autres gaz, notamment du dioxyde de carbone.

Le moyen d’extraction 4 comprend un moyen d’évacuation de l’hydrogène séparé, notamment un évent 12, apte à être, notamment, branché à un dispositif de stockage de gaz.

Un chromatographe en phase gazeuse 46, par exemple un microchromatographe en phase gazeuse constitué de deux modules équipés de détecteurs à conductivité thermique (encore appelé CG-TCD, pour « Gas Chromatography -Thermal Conductivity Detector »), est branché en amont du moyen d’évacuation 12 et en aval du moyen de séparation (non représenté) pour permettre d’analyser le gaz produit. Ledit microchromatographe peut par exemple être de la marque Agilent.

Les modèles et marques, notamment d’appareils, de dispositifs de mesure et réservoir utilisés dans cet exemple sont cités à titre non limitatif. Ils correspondent aux modèles utilisés dans les essais réalisés en laboratoire pour cet exemple.

Exemple 3 : exemple d’un deuxième dispositif selon la présente invention

Selon un autre exemple, illustré en figure 3, la boucle de recirculation 106 est agencée de manière à permettre une recirculation indirecte du substrat entre ladite sortie d’effluent 38 et ladite entrée d’effluent 34.

Dans cet exemple 3, le réservoir d’alimentation 10 et son moyen de refroidissement (non représenté en figure 3), le bioréacteur 2 et ses moyens de régulation thermique 52, 54, et le moyen d’injection de gaz 8 sont identiques à ceux de l’exemple 2. Leur références sont donc identiques et leur description ne sera pas reprise en détail.

Dans l’exemple 3, la boucle de recirculation 106 comprend un réacteur supplémentaire 103 en communication hydraulique avec le bioréacteur 2. Ce réacteur est destiné à accueillir l’effluent de fermentation de substrat.

Cette communication hydraulique peut être une communication avec la sortie de l’effluent 38 du bioréacteur 2 d’une part et une communication hydraulique avec l’entrée de l’effluent 34 du bioréacteur 2 d’autre part. Ce réacteur supplémentaire 103 peut être destiné à contenir l’effluent avant son injection dans le bioréacteur 2 et à recevoir, de manière continue ou discontinue, l’effluent sortant du bioréacteur 2.

Ce réacteur supplémentaire 103 est, dans cet exemple un réacteur double enveloppe muni d’un agitateur 101 avec des pales afin d’agiter en continu l’effluent, en vue de son injection dans le bioréacteur 2. Le réacteur supplémentaire forme donc un bioréacteur agité.

Par exemple, le réacteur supplémentaire 103 peut être un réacteur de la marque Büchi AG. Par exemple, pour un bioréacteur 2 de 478 mL, le réacteur supplémentaire peut avoir un volume interne de 1,0 à 1,5L.

Un liquide de régulation thermique provenant d’un bain thermostaté 156 circule entre les doubles parois du réacteur supplémentaire 103. Le bain thermostaté est relié à un moyen de régulation thermique 158, permettant de maintenir la température de ce bain entre 35°C et 39°C.

Le réacteur supplémentaire 103 peut comprendre une sonde thermique 159, par exemple connectée au moyen de régulation thermique 158.

Pour réguler le pH à l’intérieur du réacteur supplémentaire 103, et par conséquent dans la boucle de recirculation 106 et dans le bioréacteur 2, le réacteur supplémentaire 103 est relié à un contenant 164 rempli d’une base, par exemple de la soude (NaOH). Une sonde 162 de pH mesure la valeur du pH dans la canalisation reliant la sortie d’effluent 38 du bioréacteur 2 au réacteur supplémentaire 103. Un régulateur, notamment automatique, de pH 166 actionne une vanne branchée entre le contenant 164 et le réacteur supplémentaire 103.

Comme régulateur de pH on peut utiliser, par exemple, le modèle BL 7916 commercialisé par la société HANNA instruments.

Afin d’améliorer l’homogénéisation du milieu de fermentation, une mise en circulation du milieu est réalisée avec une pompe péristaltique 161 dans une la boucle de recirculation 106, sur laquelle est réalisé l’ajout de la solution de substrat. Cette pompe 161 est branchée en communication hydraulique en entrée au réacteur supplémentaire 103 et en sortie à l’entrée d’effluent 34 du bioréacteur. Une vanne de recirculation 160 permet de fermer le débit de cette communication hydraulique. Cette vanne de recirculation 160 et la pompe péristaltique 161 permettent ainsi, par le contrôle respectivement de l’ouverture de la vanne et du débit de la pompe 161 de contrôler la recirculation.

Un sonde de pression 168 mesure la différence de pression dans les canalisations de la boucle de récirculation 106, entre la sortie d’effluent 38 et l’entrée d’effluent 34.

Dans cet exemple, deux vannes d’échantillonnage 174 agencées respectivement sur le réacteur supplémentaire 103 et sur la canalisation reliant la pompe 161 de la boucle de recirculation 106 à l’entrée d’effluent 34, par exemple pour mesurer le taux en sucre.

La boucle de recirculation 106 peut comprendre également une évacuation de flux agencée entre le bioréacteur 2 et le réacteur supplémentaire 103, pour évacuer le surplus de liquide dans la boucle de recirculation 106. Par exemple, une vanne (non représentée) reliée à une pompe péristaltique 163 peut contrôler cet évacuation à débit équivalent de l’effluent du milieu réactionnel excédentaire, dans le but de réguler le volume du milieu au sein du bioréacteur 2 et dans le réacteur supplémentaire 103.

Une autre vanne d’échantillonnage 174 bis sur la canalisation permettant l’évacuation de flux permet éventuellement de réaliser des prélèvements de l’effluent sortant, par exemple pour mesurer le taux en sucre.

Ce réacteur supplémentaire 103 peut également être muni d’un système de dégazage (non représenté) de l’effluent avant son injection dans le réacteur membranaire, système de dégazage qui peut être par exemple un système 147, 150 par bullage d’azote dans le réservoir. Ce système comprend par exemple une source en azote 147, ainsi qu’une vanne et un débimètre massique 150 pour contrôler le débit de l’azote.

Le réservoir d’alimentation 10 alimente le bioréacteur 2 à un débit régulé par une pompe péristaltique 170 (Ismatec IP, marque de commerce).

Le réservoir d’alimentation 10 est relié en série à la boucle de recirculation 106 via une canalisation d’alimentation 173. Cette canalisation d’alimentation 173 rejoint donc la canalisation de la boucle de recirculation 106, dans cet exemple entre la pompe de recirculation 161 et l’entrée d’effluent 34, permettant ainsi l’arrivée de nouveau substrat dans le compartiment à effluent 24.

La canalisation d’alimentation comprend une vanne d’alimentation 172 et la pompe péristaltique 170, dont respectivement l’ouverture et le débit sont contôlés de manière à alimenter en continu le bioréacteur membranaire 2 en effluent.

Le moyen d’injection de gaz de balayage 8 est branché sur l’entrée de gaz 32 du collecteur d’entrée 22 bis de la même manière que pour l’exemple 2 et ne sera pas davantage décrit.

Un moyen d’extraction de gaz 104 est relié à la sortie de gaz 30 du bioréacteur 2 et à une sortie de gaz du réacteur supplémentaire, via deux circuit de gaz correspondants 141 et 143. On peut ainsi également récupérer de l’hydrogène qui serait produit dans le réacteur supplémentaire 103.

Ce moyen d’extraction de gaz 104 comprend un ensemble de pièges à froid 144 et un cryostat 142 agencés pour piéger les éventuels condensais dans les circuits de gaz correspondant 141,143.

Le moyen d’extraction 104 comprend également éventuellement un ou des moyens de séparation (non représentés) de l’hydrogène d’autres gaz, notamment du dioxyde de carbone.

Le moyen d’extraction 104 comprend un moyen d’évacuation de l’hydrogène séparé, notamment un évent 112, apte à être, notamment, branché à un dispositif de stockage de gaz.

Dans cet exemple, chacun des circuits de circulation de gaz débouche sur ce moyen d’évacuation 112, de sorte que l’hydrogène provenant du bioréacteur 2 et du réacteur supplémentaire 103 peuvent être collectés à un unique moyen d’évacuation 112.

Deux chromatographe en phase gazeuse à détecteur de conductivité thermique 146 et 147 sont branchés en amont du moyen d’évacuation 112 et en aval des moyens de séparation, pour permettre d’analyser le gaz produit.

Les modèles et marques, notamment d’appareils, de dispositifs de mesure, réacteur et réservoir utilisés dans cet exemple sont cités à titre non limitatif. Ils correspondent aux modèles utilisés dans les essais réalisés en laboratoire pour cet exemple.

Exemple 4 : Exemples de biomasse et d’utilisation d’un dispositif selon l’invention L’apport au milieu de composés nutritifs a permis de renouveler le milieu initial, et d’éviter un appauvrissement préjudiciable à la production d’hydrogène. Il a été réalisé, soit par ajout ponctuel directement sur la boucle de recirculation, soit par ajout continu dans la solution d’alimentation. L’utilisation de bourbes issues de la filière viticole comme substrat réel d’alimentation du consortium bactérien a été réalisé avec le module membranaire de l’exemple 1.

Lors de l’utilisation d’un milieu riche en glucides et en nutriments (mélange modèle ou bourbes), un développement bactérien est observé dans le réservoir de substrat à température ambiante. C’est pourquoi, une réduction de la température du réservoir a été réalisée à environ 4°C. De plus, un nettoyage complet du réservoir est réalisé ponctuellement en cas de suspicion de contamination, par brossage avec détergent et rinçage à l’éthanol 70%. Cette intervention est réalisée en cours de fermentation, sans interruption d’alimentation, grâce à l’utilisation d’un volume tampon de substrat.

En plus de la procédure de nettoyage après utilisation, le nettoyage du bioréacteur membranaire est réalisé par vidanges et rinçages répétés de la calandre avec de l’eau de javel (1 ppm de chlore actif). Ce nettoyage permet de supprimer les particules présentes dans la calandre, mais son but n’est pas de détruire le biofilm qui peut s’établir sur les fibres creuses pendant la fermentation, afin de conserver son potentiel d’activité. Un réensemencement du réacteur membranaire peut cependant être réalisé au début de chaque test de fermentation avec des boues acclimatées dans un réservoir (103). Un test de fermentation sans apport d’inoculum extérieur a été réalisé, avec apport de substrat et de nutriment, afin d’observer le potentiel de ce biofilm de production pour la production d’hydrogène par fermentation obscure.

Exemple 5 : Mise en fonctionnement d’un réacteur agité en continu (RAC)

Une phase d’acclimatation du consortium de microorganismes s’est montrée avantageuse avant la mise en continu du dispositif de production d’hydrogène de l’invention. L’acclimatation des boues est effectuée dans un réacteur agité avec les paramètres optimisés en fonction des microorganismes en présence. La durée d’acclimatation est de 5 heures, durée correspondante au temps nécessaire au test réalisé sur la biomasse pour atteindre son maximum de production gazeuse. Puis une fois le palier de production en hydrogène atteint, le réacteur est alimenté en continu par l’effluent de fermentation de substrat issu d’un réservoir, et une extraction continue de l’effluent du réacteur est réalisée pour compenser l’alimentation en conservant un volume d’effluent dans le réacteur agité continu sensiblement constant. Une boucle de recirculation est mise en place, sur laquelle l’effluent est prélevé et le substrat est ajouté, ce qui améliore l’homogénéisation du milieu réactionnel dans le réacteur membranaire. L’azote est utilisé comme gaz de balayage avec un débit de 10 mL/min pour l’extraction des gaz produits par la fermentation.

Un test de fermentation a été réalisé dans le RAC avec un débit d’alimentation en substrat (DAS) de 0,62 g hexose/Lmilieu/h et un temps de séjour hydraulique (TSH) de 73 heures. Ce test a permis la production d’hydrogène sur une durée supérieure à 240 heures.

Une diminution de la production d’hydrogène est observée après environ 60 h, suivie d’une remontée importante vers un palier de production relativement stable. Cependant, une augmentation significative de la production en dioxyde de carbone est observée, celle-ci étant nettement supérieure à celle d’hydrogène à partir 140 h. Le profil de production a ainsi été divisé en trois phases de production stable dont les paramètres de production correspondants sont donnés dans le Tableau 1 ci-dessous.

Tableau 1 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose en fonctionnement RAC

La première phase de fermentation étudiée, entre 7 h et 60 h, présente le rendement en hydrogène le plus élevé obtenu avec 1,94 molH2/mol hexose consommé avec une productivité de 158 mLH2/Lmilieu/h. Cette première phase de fonctionnement présente de plus un rapport H2/C02 important 1,13 , supérieur aux résultats observés lors des tests de fermentation en mode de fonctionnement en réacteur agité semi-batch.

La seconde phase de production identifiée se situe entre 70 h et 108 h de fermentation après une baisse importante du rendement et de la productivité en hydrogène (respectivement -46% et -57%) dont la valeur minimale correspond à peu près au TSH appliqué au système (73 h) soit un renouvellement total du milieu réactionnel.

Enfin, une troisième phase, plus longue, s’établit après 160 h avec un rendement et une productivité similaire à ceux de la deuxième phase et un rapport H2/C02 stabilisé autour de 0,65, réduit de plus de 30% par rapport aux deux phases précédentes.

La baisse de productivité en hydrogène entre les deux phases peut s’expliquer par le fait qu’aucun nutriment hormis le glucose n’est additionné au milieu réactionnel (pas de source d’azote ou de phosphore) et qu’une partie du consortium bactérien est extrait du bioréacteur par la régulation du volume dans celui-ci. La solution de substrat étant stockée

sous air statique, l’hypothèse selon laquelle le milieu réactionnel se trouve en condition de microaérobie peut être également avancée ; l’introduction d’oxygène dans le bioréacteur pouvant induire une modification du consortium bactérien, expliquant la réduction de la production d’hydrogène au profit de celle de dioxyde de carbone. Enfin une troisième hypothèse, concerne l’accumulation de métabolites de fermentation dans le milieu réactionnel, avec des concentrations environ 10 fois plus élevés en éthanol, acide acétique et acide butyrique. La présence de métabolites en concentration importante limite thermodynamiquement leur production et donc la coproduction d’hydrogène.

Dans l’optique d’améliorer les résultats de production en limitant la baisse de la productivité en hydrogène et du rapport H2/C02, la configuration a été modifiée par l’utilisation d’un TSH global de 12 h, réalisée par l’augmentation du débit volumique d’alimentation en solution de substrat. La concentration de la solution d’alimentation a été réduite à 12 g hexose/L contre 50 g hexose/L pour le test RAC-a, afin d’obtenir un DAS d’environ 1 g hexose/Lmilieu/h, donc augmenté de 60% par rapport au DAS de 0,62 g hexose/Lmilieu/h du test RAC-a. La réduction du temps de séjour doit permettre une amélioration du renouvellement du milieu réactionnel, en limitant l’accumulation des métabolites et leur impact potentiellement négatif sur la production d’hydrogène. La microaérobie, pouvant être générée par un apport faible mais continu d’oxygène dissous dans la solution d’alimentation, crée des conditions favorables à l’émergence de voies métaboliques parasites. Afin d’éviter l’apport d’oxygène dans le milieu réactionnel, un dégazage continu est réalisé dans le réservoir de solution du substrat.

Afin de mieux appréhender l’impact du TSH sur la fermentation, une augmentation par étape (12 h, 18 h puis 23 h) est réalisée au fur et à mesure du test de fermentation RAC-b. La modification du TSH est exécutée par modification de la concentration de la solution d’alimentation et du débit volumique d’alimentation en substrat, afin de conserver un DAS stable (environ 1 g hexose/Lmilieu/h). Pour conserver un taux de recirculation fixe, le débit de recirculation est modifié de manière identique à celui de l’alimentation.

Le profil de production obtenu pendant le test de fermentation RAC-b est globalement plus stable que pour le test de fermentation RAC-a, malgré les modifications de TSH effectué. Le débit de production d’hydrogène et de dioxyde de carbone reste proche pendant toute la fermentation, sans inversion significative, ce qui permet de confirmer l’impact positif des conditions opératoires mises en oeuvre.

Le Tableau 2 suivant donne les résultats obtenus pour l’utilisation des différents TSH utilisés avec le RAC. Il est à noter que les résultats obtenus pour un TSH de 73 h, testé lors du test de fermentation RAC-a, ne correspondent qu’à la période initiale du test (de 7 à 60 h) et ne prennent donc pas en compte la baisse de production d’hydrogène.

Tableau 2 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose en fonction de temps de séjour pour le RAC

Sur les trois TSH testés au cours du test de fermentation RAC-b, le TSH de 12 h permet d’obtenir les meilleurs résultats de production d’hydrogène, avec un rendement de 1,57 molH2/molhexose consommé et une productivité de 47 mLH2/Lmilieu/h. Cependant une part relativement faible de l’hexose ajouté est consommée par la fermentation (23%). L’augmentation du TSH à 18 h résulte d’une baisse importante (-43%) de la productivité en hydrogène, alors que la consommation en hexose augmente à 29%, ce qui amplifie la chute du rendement en hydrogène par moles d’hexose consommé (-53%). Une nouvelle baisse de ce rendement de 19% est observée lors de l’augmentation du TSH à 23 h, principalement due à l’augmentation de la consommation d’hexose à 32% de l’hexose ajouté, ce qui reste relativement faible. Le rapport H2/C02 est bon (1,0) pour le TSH de 12 h, et reste important (0,88) pour les TSH de 18 et 23 h, même après 160 h de fonctionnement. Comparé au résultat obtenu sur la phase initiale du test RAC-a, le rendement en hydrogène est 19% plus faible avec un TSH de 12 h, tandis que la productivité en hydrogène est considérablement réduite de 158 à 47 mLH2/Lmilieu/h. Ceci s’explique par le renouvellement rapide du milieu réactionnel avec un temps de séjour court, la population bactérienne initialement présente dans l’inoculum bactérien est lessivé et n’a pas le temps de se développer suffisamment pour consommer la totalité du substrat, comme dans le cas du test RAC-b.

Une analyse microbiologique du consortium bactérien présent dans le milieu réactionnel du RAC a été réalisée, pour trois échantillons : avec un TSH de 73 h (RAC-a) à 29 h (phase initiale) et à 241 h de fermentation (phase finale stable), et avec un TSH de 12 h (RAC-b) à 68 h de fermentation (Tableau 3). Ces résultats montrent que la majorité du consortium bactérien est composé de bactéries du phylum Firmicutes, avec plus de 75% des séquences analysées. Sur la phase de fermentation initiale, avec un TSH de 73 ou 12 h, le profil du consortium bactérien est très similaire, avec une large majorité de bactéries des genres Clostridium sensu stricto 1 et 10 (environ 91% des séquences analysées) avec l’espèce majoritaire commune Clostridium butyricum (29,2% et 52,8% respectivement pour les TSH de 73 h et 12 h).

Tableau 3 : Résultats obtenues par séquençage des échantillons de biomasses des tests de fermentation RAC-a et RAC-b - groupes ayant une abondance <1% pour au moins un des échantillons

Cependant les autres espèces de bactéries de genre Clostridium présentent dans ces deux échantillons diffère dans leur répartition, avec une part importante de Clostridium barati (26,9%) pour le TSH de 73 h et une espèce indéterminée Clostridium (subterminale / thiosulfatireducens / sulfidigenes) pour le TSH de 12 h. Cette variabilité peut s’expliquer par l’évolution du consortium en fonction du temps, en effet l’échantillon du test RAC-a est prélevé à 29 h tandis que le celui du test RAC-b est prélevé à 68 h. Sachant que l’espèce majoritairement identifié lors des tests de fonctionnement RASB (semi-batch) est Clostridium barati, celle-ci peut rester encore importante à 29 h de fermentation, alors que moins de la moitié du milieu réactionnel a été renouvelé. Tandis que dans le cas de l’échantillon utilisant un TSH de 12 h, le prélèvement à 68 h est réalisé après plusieurs renouvellements du milieu réactionnel, les bactéries présentes sont donc les mieux adapté au mode de fonctionnement continu. L’espèce Clostridium barati semble donc être moins bien adaptée au mode de fonctionnement continu et sa population diminue au fur et à mesure du renouvellement du milieu réactionnel, pour devenir relativement minoritaire (3,2% dans l’échantillon RAC-b à 68 h). En revanche l’espèce Clostridium butyricum, dont la population représentait moins de 10% en mode de fonctionnement RASB, est en évolution dans la phase initiale du RAC-a (29,2%) et devient l’espèce majoritaire après établissement du mode de fonctionnement continu dans l’échantillon du RAC-b (52,8%). Un raisonnement similaire peut être réalisé concernant l’apparition des espèces Clostridium subterminale et (subterminale / thiosulfatireducens / sulfidi-genes) et la disparition de l’espèce non identifiée de Clostridium (n° accession : LC020510). L’échantillon obtenu à 241 h de fermentation lors du test de fermentation RAC-a, donc après l’augmentation relative de la production de CO2 par rapport à celle de H2, présente une diversité microbiologique plus importante, avec la présence d’espèce issues d’autres phylum (Actinobacteria et Bacteroidetes) en quantité importante (>10%) et la réduction importante des espèces majoritaires dans l’échantillon prélevée à 29 h de fermentation : Clostridium butyricum (2%) et Clostridium barati (0,6%). En revanche, d’autres bactéries du genre Clostridium ont émergé par rapport à l’échantillon de la phase initiale, en particulier l’espèce indéterminée Clostridium (subterminale / thiosulfatireducens / sulfidigenes) dont la représentativité augmente de 0,3 à 12,0%. L’émergence d’autres espèces du phylum Firmicutes est également observée, avec des espèces des genres Ruminiclostridium (16,4%), Sporolactobacillus (13,5%) et Ethanoligenens (10,9%).

Exemple 6 : Exemple de mise en fonctionnement du bioréacteur membranaire (BRM) selon l’invention avec un RAC comme dans l’exemple précédent

Après avoir identifié des conditions permettant un fonctionnement en continu efficace dans le RAC, l’ajout du réacteur membranaire au système a été expérimenté pour vérifier l’amélioration de l’extraction du gaz produit, et potentiellement augmenter la production.

Dans un premier temps, le module membranaire a été ajouté sur la boucle de recirculation du RAC, afin de coupler ces deux dispositifs. De la même façon que pour le RAC, une acclimatation des boues est effectuée dans le réacteur agité semi-batch RASB, puis une fois le palier de production en hydrogène atteint, une partie des boues est transférée vers la calandre du module membranaire. Ce test a permis d’améliorer et de stabiliser le fonctionnement du module membranaire, qui a ensuite été découplé du RAC, après la phase de transfert des boues acclimatées.

Le bioréacteur membranaire ou module membranaire de la présente invention a été couplé avec un réservoir qui est un réacteur agité continu (RAC/BRM).

Dans cette configuration avec couplage (figure 3), une recirculation du milieu réactionnel s’effectue entre les deux parties du système : le RAC 103 et le BRM 2. Les deux parties du système sont équipées d’une arrivée de gaz de balayage (provenant des sources de gaz 147 et 48) avec un débit de 10 mL/min et d’une sortie de gaz avec analyse en ligne (par les microchromatographe 147 et 146). Dans le cas du module membranaire 2, l’azote circule à l’intérieur des fibres creuses 28, le milieu réactionnel étant situé à l’extérieur, dans le compartiment à effluent 24. Les échantillons de milieu réactionnel prélevées par la vanne 174 de fond du RAC correspondent à la sortie du RAC et donc à l’entrée du BRM, tandis que les échantillons prélevés en sortie de l’effluent par la vanne 174 bis correspondent à l’entrée du RAC. De même que le test RACa, ce test préliminaire RAC/BRM a été réalisé sans dégazage continu du réservoir de solution du substrat.

Un volume initial de boues activées de 1200 mL est utilisé comme inoculum bactérien afin de permettre le remplissage de la calandre du module membranaire tout en conservant dans le réacteur agité continu un volume de liquide permettant le contrôle du pH et sa régulation. Le volume de boues dans le compartiment à effluent lors du fonctionnement est d’environ 440 mL, tandis qu’un volume moyen de 670 mL est maintenu dans le RAC sur la durée du test. L’ajout de l’effluent de fermentation de substrat est réalisé sur la boucle de recirculation du milieu réactionnel, avant l’entrée dans le module membranaire, ce qui permet d’envisager une production plus importante dans cette partie du système. Le TSH global du système est de 99 h, tandis que les temps de séjour sur les parties RAC et BRM sont plus court avec respectivement 12 h et 7 h. Cette différence importante s’explique par l’utilisation d’un débit de recirculation important par rapport au débit d’alimentation en substrat, taux de recirculation de 4,9.

Cette configuration permet de réaliser une production d’hydrogène dans le BRM, avec une réserve de milieu réactionnel de volume relativement importante dans le RAC, dans le but d’augmenter l’inertie du fonctionnement pour éviter le lessivage du milieu réactionnel. Un DAS similaire à celui des tests réalisés lors du test du RAC-b est utilisé pour alimenter la partie BRM du système (1,1 g hexose/LBRM/h) ce qui correspond en fait à un DAS réduit sur la totalité du système avec 0,5 g hexose/Lmilieu/h. La régulation du pH du milieu réactionnel du système est exclusivement réalisée par l’ajout automatique de NaOH à 3 mol/L dans le RAC. Une mesure du pH est réalisée directement en sortie du BRM sur la ligne de recirculation du milieu réactionnel. La production d’hydrogène étant principalement réalisé dans le BRM, la valeur de régulation du pH dans le RAC est modifiée afin d’obtenir un pH d’environ 5,5 en sortie du module membranaire.

Les profils de production des gaz (H2 et C02) ont été étudiés pour le RAC. Après transfert des boues dans le module membranaire, le profil de production d’hydrogène dans le réacteur agité est proche de celui d’un test en mode RASB pendant les 7 h suivantes. En effet, le consortium présent dans le bioréacteur continue de produire des gaz à partir du substrat introduit à tO, mais ne reçoit pas directement de substrat en continu. Après 13h30, une augmentation de la production en hydrogène est observée, ce qui correspond, approximativement à la période du temps de séjour du milieu réactionnel dans le module membranaire depuis le début de l’alimentation. Le substrat résiduel non consommé dans le compartiment à effluent 24 arrive, en effet, dans le réacteur agité et alimente le consortium bactérien. Réacteur agité continu :

La période de production entre 20h et 116 h est utilisée pour le calcul des paramètres de production (Tableau 4).

Tableau 4 :

Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/CO2 et de la consommation en hexose pour le test RAC/BRM

Cette phase présente une production de dioxyde de carbone relativement constante, tandis que celle de l’hydrogène, plus variable, fluctue entre 0,8 mLH2/Lmilieu/min et 0,2 mLH2/Lmilieu/min. La productivité en hydrogène pendant cette période est faible avec 39 mL/Lmilieu/h), le consortium bactérien ne reçoit en effet qu’une partie résiduelle du substrat introduit dans le système (partie non consommée dans le module membranaire). Un rendement en hydrogène de 0,91 molH2/mol hexose consommé est calculé sur la phase de production du réacteur agité, en prenant en compte les mesures de quantité de glucose ajouté (sortant du BRM) et résiduel (sortant du RAC). Ce rendement est relativement élevé compte tenu des conditions défavorables de pH régulé à 6,8 à partir de 29 h dans le réacteur agité. Une consommation de 99% de l’hexose introduit dans le RAC est mesurée. De même, le rapport molaire H2/C02 calculé sur cette phase est relativement bon avec 0,93. L’évolution de la production de gaz dans le RAC peut également s’expliquer par le pH appliqué dans celui-ci, nécessairement élevé pour

permettre l’obtention d’un pH de 5,5 en sortie du BRM. Le temps de séjour moyen du milieu réactionnel dans le BRM étant de 7 h, l’impact d’une modification du pH dans le RAC n’est pas immédiatement observé en sortie du module membranaire, où est mesuré le pH ; les modifications de la valeur de régulation ont été réalisées en plusieurs étapes successives. Un pH de régulation de 6,8 dans le RAC a finalement permis d’atteindre un pH de 5,4 en sortie du module membranaire. Le fonctionnement à un pH de 6,8 n’est pas impossible pour le consortium bactérien de production d’hydrogène, mais cela ne correspond pas aux conditions optimales. Le temps de séjour moyen du milieu fermentaire dans le RAC étant de 12 h, les bactéries de production d’hydrogène sont potentiellement impactées négativement par ces conditions de fermentation. De plus le pH étant d’environ 5 en sortie du BRM, un choc basique relatif est soumis aux bactéries arrivant dans le RAC. Bien que l’utilisation d’un choc acido-basique puisse permettre une sélection de bactéries sporulantes, l’utilisation en continu de ce procédé semble inadaptée. Ceci est une explication possible de modification dans le consortium bactérien, avec un impact négatif sur certaines bactéries productrices d’hydrogène.

Bioréacteur membranaire :

La production de gaz générée en parallèle par le module membranaire est globalement plus importante. Après le transfert de boues du réacteur agité continu et le début de l’alimentation à to + 5 h, une zone de production stable est observée entre 8 h et 36 h. Un rendement de 1,87 molH2/mol hexose consommé est atteint, supérieur au rendement obtenu sur la période initiale des tests dans le réacteur agité continu avec un TSH de 12 h (RAC-b). Le DAS utilisé ici, calculé sur la partie BRM est de 1,1 g/Lmilieu/h, proche de celui utilisé pour le test RAC-b (1 g/Lmilieu/h). Dans les deux cas, le consortium bactérien ne métabolise pas tout le substrat ; mais la consommation est plus importante avec le BRM, 53% contre 29% avec le RAC. De plus, avec le système couplé, la partie résiduelle de substrat est transférée au RAC qui en consomme la quasi-totalité. Le rendement du système global est donc amélioré. La valeur de la productivité (149 mLH2/Lmilieu/h) est trois fois plus importante sur cette période que sur celle du RAC-b avec un TSH de 12 h (47 mLH2/Lmilieu/h). Le rapport H2/C02 (1,11) est élevé et comparable à ceux obtenus en phases initiales lors des tests dans le réacteur agité en continu.

Après cette première phase de production stabilisée, la production en hydrogène et en dioxyde de carbone décroit assez fortement jusqu’à 68 h (respectivement -55% et -27%), puis la production remonte. Cette baisse de production est accompagnée d’une inversion des courbes de production de H2 et de C02, avec une baisse du rapport H2/C02 de 1,11 à 0,68, la production de C02 étant moins impactée que celle de H2. Ces effets négatifs sur la production d’hydrogène semblent plus liés à l’accumulation d’acides dans le milieu réactionnel qu’un pH lui même.

Cette accumulation aurait pour effet l’apparition de voies fermentaires secondaires, non productrices d’hydrogène, mais de dioxyde de carbone. En effet, malgré les modifications de la valeur de régulation du pH dans le réacteur agité continu, le pH en sortie du réacteur membranaire reste inférieur à 5,3 jusqu’à t0 + 68 h, correspondant au moment où la production commence à remonter.

Une troisième phase de production stabilisée s’établit dans le module membranaire après la remontée de la production entre 90 h et 145 h. La valeur de rendement obtenue sur cette période est relativement faible (0,78 molH2/mol hexose consommé) et peut être expliquée par l’empreinte de voies métaboliques non productrices d’hydrogène, mais de dioxyde de carbone, puisque la consommation en hexose est elle en augmentation (+47% entre les phases 1 et 3). La microaérobie du milieu réactionnel liée à l’alimentation en substrat non dégazé peut être à l’origine de ce phénomène. En revanche, la valeur de productivité en hydrogène est importante, comparée à celles observées lors du test en RAC-a, en deuxième et troisième phase stabilisée (autour de 70 mLH2/Lmilieu/h). Un rapport H2/CO2 de 0,58 est calculé sur cette zone, cette valeur est comparable à celle observée à la fin du test RAC-a (H2/CO2 = 0,65) après inversion des courbes de production d’hydrogène et de dioxyde de carbone, comme pour ce test-ci.

Des échantillons de biomasse prélevés à 145 h en sortie du RAC et du BRM ont été analysés par séquençage à haut débit (Tableau 5). Une prédominance du phylum Firmicutes est à nouveau observée avec plus de 55% des séquences analysées, mais avec une présence significative du phylum Bacteroidetes à plus de 30%. Une diversité importante d’espèces bactériennes différentes observée par rapport à celle obtenue précédemment dans le RAC seul. Les différences de conditions de fermentation, dans les deux parties du système, peuvent être à l’origine de développement de bactéries différentes, ensuite homogénéisées par la recirculation du milieu réactionnel, expliquant pourquoi la diversité bactériennes des deux milieux est assez proche. Les bactéries des genres Clostridium sensu stricto sont assez peu représentées dans le milieu fermentaire, avec 16% dans le RAC et 8% dans le BRM, Clostridium butyricum étant l’espèce majoritaire dans le milieu (avec respectivement 6,3% et 3,1%).

Tableau 5 :Résultats obtenues par séquençage des échantillons à 145 h de fermentation dans le RAC et le BRM - groupes ayant une abondance <2% pour au moins un des échantillons

Les conditions de fermentation étant globalement relativement proches de celles de RAC-a, ces résultats peuvent être mis en relation avec ceux obtenus pour l’échantillon RAC-a de 241 h, obtenu après modification du consortium bactérien vers une production accrue de CO2. La répartition était similaire, dans cet échantillon, bien que moins diversifiée, avec 75,6% de bactéries du genre Firmicutes et 10% de Bacteroidetes. Les bactéries du genre Prevotella, sont présentes à environ 10% dans les deux échantillons du test en couplage et dans l’échantillon à 241 h du test RAC-a. Leur développement semble ainsi lié à l’évolution des conditions de fermentation.

Malgré les difficultés de régulation du pH, une production d’hydrogène a pu être maintenue sur 145 h au sein du module membranaire. Un profil de production assez similaire au test en continu en bioréacteur agité RAC-b a été observé, avec une première phase de production importante, suivi d’un ralentissement, puis d’une reprise plus modérée de la production en hydrogène, avec une inversion des courbes de production de H2 et de C02, ce qui peut s’expliquer par le temps de séjour global important (99 h) et l’absence de dégazage du réservoir du substrat. En revanche une amélioration des résultats de production d’hydrogène sur la partie initiale de la fermentation dans le BRM par rapport au RAC-b avec des conditions similaires (TSH de 12 h et DAS environ 1 g/Lmilieu/h). Ceci montre l’intérêt du module membranaire pour la production d’hydrogène. La suite de l’étude porte sur l’utilisation du BRM comme bioréacteur seul pour la production d’hydrogène.

Exemple 7 : Exemple de mise en œuvre avec un bioréacteur membranaire (BRM) seul selon l’invention

Dans cette seconde configuration du module membranaire, une fois le milieu réactionnel transféré dans celui-ci, le réacteur initial est séparé de la boucle de recirculation. Ainsi, le réacteur membranaire est utilisé seul pour la production d’hydrogène (figure 2). Les boues sont mises en recirculation via la boucle de recirculation 6 où le pH est mesuré, le substrat et la soude sont ajoutés et le surplus de liquide est extrait. L’ajout de soude ne peut pas être réalisé automatiquement par le régulateur de pH, celui-ci est donc réalisé par une pompe péristaltique 66 dont le débit est manuellement modifié au fur et à mesure du test. Le temps de séjour du milieu réactionnel d’environ 6 h diffère dans le temps le contrôle du pH, qui est donc réalisé étape par étape. BRM-a est réalisé avec un temps de séjour global de 46 h, utilisant les débits d’alimentation et de recirculation utilisé pour le test RAC-a, mais avec un volume de milieu réactionnel réduit au volume du module membranaire, 440 mL. Un DAS de 0,9 g hexose/Lmilieu/h a été utilisé pour ce test de fermentation. De même que pour le test de fermentation RAC-a, le réservoir de substrat n’a pas été dégazé pendant le test de fermentation. Au cours des premières heures de ce test, des augmentations temporaires de la pression ont été observées dans la calandre, suivie d’une chute de pression rapide. Ce phénomène est dû à une surpression du côté liquide du module membranaire liée à un déséquilibre entre la quantité de liquide injectée et la quantité de liquide extraite du module. Afin d’éviter ces variations de pression, une extraction libre du volume excédentaire du milieu réactionnel a été mise en place à partir de t0 + 29 h. Cette modification permet d’éviter les variations rapides de production dues aux montées et chutes de pression dans le module, observées en particulier à 16,5 h et 19,3 h. Il est à noter qu’aucune sortie de boues ou de liquide n’a été observée dans les voies de gaz en aval du module membranaire, cela malgré les pressions importantes observées, ce qui atteste de l’efficacité du module membranaire pour la séparation G/L dans cette configuration.

Des analyses de l’évolution de la production de H2 et C02 en fonction du temps pour le test de fermentation BRM-a ont été réalisées. Après transfert du milieu dans le module membranaire, la production dans le module membranaire est ralentie durant une période correspondant environ au temps de séjour du milieu réactionnel dans la calandre (7 h) ce qui peut s’expliquer par une période d’adaptation du consortium au changement de conditions opératoires (alimentation continu, réacteur non agité, extraction transmembranaire des gaz produits, etc.). Après cette période, une phase de production stable est observée avec un rendement en hydrogène de 0,77 molH2/mol hexose ajouté (Tableau 6), ce qui est relativement faible (- 23%) par rapport à la production initiale du BRM lors du test en couplage RAC-BRM. La concentration en hexose en sortie du BRM n’a pas pu être analysée avec exactitude car l’échantillonnage a été effectuée en sortie du BRM mais en aval du point d’alimentation, rendant difficile le calcul des rendements en tenant compte du taux de glucose consommé, l’approximation réalisé donnant des valeurs aberrantes. La productivité en hydrogène obtenue sur la phase initiale est de 97 mLH2/Lmilieu/h, ce qui est 35% plus faible que pour le test RAC/BRM. Le rapport H2/C02 est bon (1,01 ) et similaire aux autres tests en mode RAC.

Tableau 6 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 pour le test de fermentation BRM-a en mode de

fonctionnement BRM

Une troisième phase de fermentation stable, beaucoup plus longue, est observée entre 72 h et 169 h de fermentation, avec un rendement en hydrogène de 0,64 molH2/mol hexose ajouté ce qui est équivalent au rendement obtenu sur la seconde phase de production du module membranaire pendant le test en couplage RAC/BRM (0,62 molH2/mol hexose ajouté). De même, les productivités obtenues pour ces deux tests sont équivalentes avec 91 et 81 mLH2/Lmilieu/h respectivement

pour le test RAC/BRM et le test BRM-a. Le rapport H2/CO2 est équivalent à ceux obtenus après inversion des productions d’H2 et de CO2 en mode de fonctionnement continu lorsque le dégazage du réservoir de substrat n’est pas utilisé. Le phénomène de microaérobie du réacteur membranaire semble être la cause d’un rapport H2/CO2 décroissant.

Un point important à noter par rapport au profil de fermentation obtenu lors de ce test est la quasi-stabilité du débit de production d’hydrogène sur toute la période de production, autour de 1,5 mLH2/Lmilieu/min. En revanche, comme observé lors des tests précédents (RAC-a et RAC/BRM), le débit de production de CO2 augmente pendant le test et dépasse celui de H2, ici à partir de 48 h, ce qui est plus rapide que pour le test RAC-a, mais 12 h plus tard que pour le test en couplage RAC/BRM. Ces observations peuvent être corrélées au TSH, supérieur pour le fonctionnement en continu (73 h) par rapport au fonctionnement dans le module membranaire (46 h) et inférieur pour le test RAC/BRM sur la partie BRM (7 h).

Ces résultats de production valident la présente invention en ce qui concerne l’utilisation du module membranaire puisqu’ils montrent une meilleure stabilité de la production d’hydrogène que pour les tests avec RAC seul.

La mise en place d’un dégazage du réservoir de substrat et le test de différents temps de séjour ont en outre été réalisés à la suite de cette étude et permettent d’améliorer encore le rendement et la productivité en hydrogène de ce mode de fonctionnement sur des périodes plus longues.

Amélioration du fonctionnement : test BRM-3

Dans l’optique d’améliorer encore les résultats de production obtenu grâce à la présente invention, la configuration du BRM a été modifiée par l’utilisation d’un TSH de 12 h, réalisée par l’augmentation du débit de solution d’alimentation avec réduction de la concentration de celle- ci de 50 à 12 g hexose/L, afin d’obtenir un DAS équivalent. La réduction du temps de séjour permet une amélioration du renouvellement du milieu réactionnel, en limitant l’accumulation des métabolites et leur impact potentiellement négatif sur la production d’hydrogène. La mise en place d’un taux de recirculation de 1 est également testée.

Contrairement au RAC, où la réduction du temps de séjour provoque un lavage du consortium bactérien non fixé, la configuration verticale du bioréacteur à membrane, sans agitation, permet aux matières en suspension de sédimenter dans une certaine mesure dans la partie inférieure de la calandre, sans être évacuées, ni lavées par le renouvellement du milieu. De plus, le développement bactérien sur la paroi des fibres membranaires permet la réalisation d’un biofilm stable qui ne pourra être évacué par la réduction du TSH. Afin d’éviter l’apport d’oxygène dans le milieu réactionnel, qui est une source de microaérobie, créant des conditions favorables à l’émergence de voies métaboliques parasites, un dégazage continu est réalisé dans le réservoir de solution du substrat.

Une conduite de fermentation similaire à celle utilisé pour le test de fermentation RAC-b est utilisé ici avec l’utilisation de différents TSH successif (11 h, 17 h et 20 h) afin d’évaluer leur impact. L’étude approfondie de ce paramètre est présentée ci-dessous, l’exemple présent consistant en une évaluation du procédé membranaire comparé au RAC pour une production efficiente d’hydrogène. L’analyse des résultats a été réalisée en établissant un profil de production de H2 et C02 en fonction du temps pour le test de fermentation BRM-b. Une stabilité importante de la production de gaz a été observée, avec un rapport H2/C02 restant proche de 1, sans inversion des courbes de production, après plus de 250 h de fonctionnement. Une coupure de l’alimentation inopinée en substrat a eu lieu vers 82 h pendant environ 10 h. La reprise de l’alimentation a été accompagnée d’une reprise rapide de la production de gaz. Les résultats exprimés pour la zone de fermentation avec un TSH de 17 h correspondent à la moyenne des résultats obtenus avant et après la phase de coupure puis reprise de fermentation. La présente invention offre donc un moyen stable et productif pour la production d’hydrogène.

Une comparaison des résultats de production obtenus avec les tests de fermentation RAC-b et BRM-b est réalisé dans le Tableau 7 ci-dessous pour des TSH d’environ 12 h et 18 h. Une amélioration significative de la production d’hydrogène est observée avec l’utilisation du BRM, avec une amélioration de 15% du rendement et une multiplication par trois de la productivité en hydrogène à un TSH d’environ 12 h. De manière similaire, le TSH d’environ 18 h permet une forte augmentation du rendement et de la productivité en hydrogène avec respectivement + 146% et +417%.

Tableau 7 :

Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose en fonction du mode de fonctionnement RAC et BRM pour deux TSH (environ 12 h et environ18 h).

Une amélioration significative (>20%) du rapport H2/C02 peut également être observée. Le substrat introduit dans le bioréacteur est mieux consommé dans le cas du BRM, avec 59% contre 23% pour le RAC. Cette augmentation est directement liée à l’augmentation de la productivité en hydrogène. Les bactéries s’étant développées en partie sur les fibres creuses et le lavage du milieu réduit par la configuration du BRM, une concentration en bactéries plus importante peut être supposée,

permettant une métabolisation plus rapide du substrat introduit dans le milieu réactionnel.

Des échantillons de biomasse prélevés à 68 h (TSH = 12 h) pendant les tests de fermentation en RAC-b et en BRM-b ont été analysés par séquençage à haut débit (Tableau 8). Une prédominance du phylum Firmicutes est à nouveau observée, mais avec une présence nettement moins importante dans le BRM (54,6%) que dans le RAC (96,3%). Une diversité plus importante de la composition du consortium bactérien est observée dans le BRM par rapport au RAC, avec en particulier la présence des Phylum Bacteroidetes (11,4%) et Synergistetes (7,1%).

Tableau 8 : Résultats obtenues par séquençage des échantillons à 68 h de fermentation de test RAC et BRM avec un TSH de 12 h - groupes ayant une abondance <1% pour au moins un des échantillons

Les bactéries de type Clostridium sensu stricto restent présente en quantité importante, avec 30,5% dans le BRM, bien que cette proportion soit de 91,3% dans le RAC. Cette observation met le point sur l’importance de la diversité bactérienne dans le milieu réactionnel pour obtenir une production d’hydrogène efficace. L’espèce Clostridium butyricum est l’espèce majoritaire dans les deux configurations du bioréacteur, ce qui confirme son rôle important pour la production d’hydrogène, cependant elle ne représente que 10,7% des séquences analysées dans l’échantillon du BRM, contre 52,8% pour le RAC. L’espèce Clostridium barati, majoritaire en mode de fonctionnement RASB est ici présente à environ 3,5% dans les deux configurations. Cette espèce semble moins adaptée au mode de fonctionnement continu.

Les résultats de production obtenus valident la présente invention quant à l’intérêt de l’utilisation du BRM versus le RAC seul pour une production efficace d’hydrogène, tant en rendement qu’en productivité. L’optimisation du procédé de production en mode de fonctionnement BRM est décrite expérimentalement ci-dessous.

Exemple 8 : Exemple d’optimisation lors de la mise en œuvre de la présente invention dans un bioréacteur membranaire (BRM) L’intérêt du mode de fonctionnement BRM étant établi, la configuration utilisée pour le test de fonctionnement BRM-b, a été conservé à titre d’exemple pour la suite de l’étude, avec un TSH de 12 h. L’impact de différents points de fonctionnement, concernant la recirculation du milieu, l’utilisation d’un séquençage de l’alimentation et le TSH, ainsi que l’alimentation en substrat agrémenté de nutriment ou en substrat réel, est testé. Enfin un test de fermentation sera réalisé sans apport d’inoculum externe, à partir du biofilm établi sur les fibres creuses du BRM.

Reproductibilité des résultats :

Trois tests de fermentation en mode de fonctionnement BRM ont été réalisés afin d’évaluer la reproductibilité des résultats de production de gaz : BRM-b, BRM-c et BRM-d. Ces tests sont ensuite utilisés comme point de référence pour l’étude d’optimisation. Un TSH d’environ 12 h et un DAS d’environ 1 g/L/h sont utilisés. Les profils de production d’hydrogène pour ces trois tests ont été analysés en établissant des courbes mettant en évidence le débit d’hydrogène en fonction du temps. Une évolution relativement proche des trois profils a été observée, en particulier pour les tests BRM-b et BRM-d, le test BRM-c ayant un débit de production légèrement plus faible. Cette production plus faible dans le cas du test BRM-c peut être expliqué par un pH en sortie du BRM plus faible, environ 4,5 au lieu d’environ 5,0 pour les tests de fermentation BRM-b et BRM-d hydrogène moyen de 1,0 ± 0,2 molH2/mol hexose ajouté est calculé, le test de fermentation BRM-c étant majoritairement responsable de l’erreur de 20% sur la valeur. Au final, la productivité en hydrogène moyenne est de 128 ± 31 mLH2/Lmilieu/h, toujours très supérieure à la productivité du test de fermentation RAC-b (47 mLH2/Lmilieu/h). Le rapport H2/CO2 est de 1,2 ± 0,1 et correspond à une valeur élevée et reproductible sur les différents tests réalisés.

Tableau 9 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/CO2 et de la consommation en hexose pour trois tests de référence en mode de fonctionnement BRM

L’ensemble de ces résultats montrent la reproductibilité des tests de fermentation réalisés. Une certaine sensibilité est notée, sans doute liée à certains paramètres de fonctionnement comme le pH, dont la régulation n’a pas été automatisée dans ces tests, et directement liée à la performance de fermentation ayant cours dans le bioréacteur.

Fonctionnement avec ou sans boucle de recirculation : L’ensemble des tests de fermentation réalisés précédemment l’ont été avec une boucle de fermentation permettant d’améliorer l’homogénéisation de l’effluent, ici du milieu réactionnel, en réduisant le temps de séjour local au niveau du BRM : 6 h au lieu de 12 h.

Un test BRM-e est réalisé sans boucle de recirculation, c'est-à-dire que la totalité du milieu réactionnel sortant du BRM est évacué du système. Des profils de production de gaz pour ce test de fermentation ont été réalisés. Un débit de production d’hydrogène globalement dans la gamme basse de celle des tests de fermentation avec boucle de recirculation est obtenu. Cette légère baisse de débit d’hydrogène semble directement liée à l’absence de recirculation, en effet, le milieu étant dans ce cas moins bien homogénéisé, la mise en contact des bactéries et du substrat est moins bien effectué, et une part plus importante de l’hexose ajouté est extraite de la calandre, directement vers l’effluent.

Alors que dans la configuration avec boucle de recirculation, le substrat, injecté dans le milieu réactionnel traverse en théorie deux fois la calandre et la boucle de recirculation avant d’être évacué, ce qui améliore la mise en contact avec les bactéries. Le débit de dioxyde de carbone reste bien inférieur à celui de l’hydrogène sur plus de 84 h de fermentation

avec une différence de débit assez importante, situé entre 0,2 et 0,4 mL/min/Lmilieu.

Le Tableau 10 ci-dessous donne les résultats de production en hydrogène obtenus avec cette configuration, comparés aux résultats moyens obtenus avec boucle de recirculation. Le rendement en hydrogène par mole d’hexose ajouté et le rapport H2/CO2, sont dans la gamme supérieure des tests réalisés avec boucle de recirculation, alors que la productivité est dans la gamme inférieure. En revanche, sans recirculation, la consommation en hexose est de 41% seulement contre 60% avec la boucle. Ceci corrobore l’hypothèse d’une moins bonne mise en contact du substrat avec les microorganismes, conduisant à une réduction de la consommation, et donc également de la productivité. Cependant, le rendement en hydrogène calculé par mole d’hexose consommé est très important, 2,85 molH2/mol hexose consommé, ce qui semble signifier que la part de substrat métabolisée par les voies productrices d’hydrogène est plus importante que pour l’autre configuration, avec recirculation de milieu réactionnel. Une seconde hypothèse peut être que la moindre homogénéisation du milieu est défavorable à certains microorganismes non producteurs d’hydrogène, et dont le métabolisme consomme une part importante du substrat, ce qui réduit le rendement observé par mole d’hexose consommé lorsque la boucle de recirculation est utilisée.

Tableau 10: Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose pour trois tests de référence en mode de fonctionnement BRM

Une analyse par séquençage haut débit a été réalisé sur un échantillon de biomasse prélevé dans l’effluent du BRM à 68 h de fermentation pour les tests avec et sans boucle de recirculation (BRM-c et BRM-e, respectivement). Les principaux résultats obtenus sont présentés dans le Tableau 11 ci-dessous. Une part plus importante du phylum Firmicute est observée dans le cas du test sans boucle de recirculation, 72% contre 55%, dont l’écart est la principalement due à la famille Clostridiaceae 1. Cette famille rassemble les principales bactéries de genre Clos-tridium sensu stricto, dont le pourcentage est de 54% sans boucle de recirculation, contre 31% avec. La bactérie Clostridium subterminale est principalement responsable de cette augmentation, représentant 24,7% des séquences identifiées dans le consortium microbien du test sans boucle de recirculation, alors que celle-ci était de 1,1% avec recirculation. Cette évolution montre que les conditions de fermentation sans boucle de recirculation semblent plus favorables à cette bactérie, qui pourrait être responsable, en partie, de l’amélioration du rendement en hydrogène. La population de Sporolactobacillus chute lorsque la boucle de recirculation n’est pas utilisé, ces bactéries sont généralement productrices d’acide lactique, voie non coproductrice de gaz, ce qui valide l’hypothèse d’une inhibition de bactéries utilisant le substrat pour des voies métaboliques concurrentes.

Tableau 11 Résultats obtenues par séquençage des échantillons à 68 h de fermentation de test BRM-c et BRM-e - groupes ayant une abondance <2% pour au moins un des échantillons

Ces résultats montrent clairement l’intérêt de l’utilisation de la configuration du bioréacteur sans boucle de recirculation, permettant une meilleure utilisation du substrat, en quantité moins élevé mais plus spécifiquement vers la production d’hydrogène. Cette configuration est en revanche moins favorable à une productivité en hydrogène élevée, et limite l’homogénéisation du milieu réactionnel, dont l’évolution est plus difficilement suivie (pH) puisque le pH mesuré en sortie du BRM est le résultat d’une compensation par ajout de soude réalisé 12 h en amont, contre 6 h dans la configuration avec boucle de recirculation. Dans une optique d’optimisation paramétrique du système, l’homogénéisation et la possibilité d’un suivi rapproché des conditions de fermentation ont été préférées. Pour la suite de l’étude, la configuration avec boucle de recirculation a donc été utilisée. Dans une optique de production d’hydrogène encore améliorée, l’utilisation d’un système sans boucle de recirculation peut cependant être envisagée.

Ajout de nutriments dans l’effluent de fermentation de substrat :

Au fur et à mesure des tests de fermentation pour la mise en œuvre de la présente invention, un renouvellement perpétuel du milieu réactionnel peut s’opérer, jusqu’à 5 fois pendant 68 h de fermentation. Les nutriments initialement présents dans le milieu réactionnel sont donc rapidement consommés ou évacués vers l’effluent. Afin de renouveler le milieu en nutriments, nécessaires au métabolisme bactérien, un ajout est réalisé via la solution d’alimentation. Deux tests de fermentation, BRM-f et BRM-g, ont été réalisés en utilisant des conditions identiques à celles des tests de fermentation de référence décrits ci-dessus.

Des profils de production obtenus avec ajout de nutriments ont été réalisés. Les profils de ces deux tests sont assez similaires, et présentent un débit de production d’hydrogène supérieur à ceux obtenus sans l’utilisation de nutriments dans les 40 premières heures de fonctionnement. Cependant, une baisse de régime apparaît par la suite avec une stabilisation de la production à 1,7 mLH2/min/Lmilieu vers 50 h. De plus, à cette période, une augmentation de la production de C02 est observée, dépassant alors la production de H2. Une modification dans le métabolisme semble être à l’origine de cette inversion de la production, liée à l’utilisation de nutriments dans la solution d’alimentation.

Le Tableau 12 ci-dessous donne les résultats moyens obtenus avec les deux tests de fermentation avec nutriments (tests BRM-f, BRM-g) comparés à ceux obtenus sans l’utilisation de nutriments (tests BRM-b, BRM-c, BRM-d). Les résultats des tests de fermentation avec nutriments sont très proches, avec moins de variation que pour ceux obtenus avec les tests sans nutriments, cependant ces propos sont à moduler étant donné le nombre limité de tests de fermentation réalisés. L’ajout de nutriments peut dans une certaine mesure limiter les variations environnementales liées au substrat, permettant une meilleure reproductibilité des résultats. Le rendement en fonction de l’hexose ajouté et la production en hydrogène moyenne sur les 68 premières heures de fermentation sont compris dans l’écart-type calculé sur les valeurs obtenues sans l’utilisation de nutriments, bien qu’étant situés dans la gamme supérieure. La différence majeure ressortant de ces résultats est la consommation quasi-totale du substrat ajouté dans le milieu avec l’utilisation de nutriments, 99% contre 60%. L’ajout de nutriments permet une meilleure consommation du substrat, mais le substrat n’est pas sensiblement plus utilisé pour la production d’hydrogène, comme l’indique le rendement en H2 par mole d’hexose consommé : 1,12 contre 1,81 sans l’utilisation de nutriment. La présence des nutriments dans le milieu réactionnel semble donc permettre le développement de microorganismes non producteurs d’hydrogène et consommateurs du substrat, ou l’activation de voies métaboliques concurrentes, ces deux hypothèses étant liées. Un rapport H2/CO2 de 1,05 est obtenu avec la présence de nutriments dans la solution de substrat. Ce rapport est bon, mais plus faible que celui obtenu pour les tests sans nutriments, ce qui dénotent d’une production de CO2 plus importante, coproduit par des voies métaboliques secondaires comme la solvantogénèse.

Tableau 12 : Valeurs moyennes du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/CO2 et de la consommation en hexose pour les tests de fermentation avec et sans ajout de nutriments

Ces résultats montrent que la présence de nutriments dans l’alimentation améliore la reproductibilité des résultats, mais également favorise l’émergence de voies métaboliques secondaires non désirées. Cependant, la production d’hydrogène reste importante et le substrat est totalement consommé, ainsi la composition du milieu réactionnel finale permettra de donner un avis définitif sur l’intérêt des nutriments, puisqu’une production de métabolites d’intérêt peut se révéler un point positif supplémentaire à la production d’hydrogène, dans une perspective de production industrielle.

Temps de séjour hydraulique :

Le temps de séjour hydraulique est un paramètre majeur de la fermentation en mode de fonctionnement continu, plusieurs tests ont donc été réalisés pour analyser une gamme assez large de TSH, allant de 6 à 46 h. A la suite du test de fermentation BRM-g, utilisant le glucose avec nutriments comme alimentation, une réduction du TSH de 12 h à 6 h a été réalisée pendant 70 h, puis un retour au TSH de 12 h a été effectué. Une

réduction de la production d’hydrogène et de dioxyde de carbone est observée à la suite de la réduction du TSH. La production d’hydrogène est réduite d’environ de moitié, tandis que celle de CO2 ne baisse que d’environ 20%. Le retour à un TSH à 12 h est suivi d’un remontée de la production de CO2, mais celle d’hydrogène reste basse. Un dérèglement dans la diversité du consortium bactérien à un TSH de 6 h doit être à l’origine de la chute de la production d’hydrogène, irréversible après un retour aux conditions initiales.

Les résultats de production d’hydrogènes, présenté dans le Tableau 13, montrent une chute du rendement moyen en hydrogène de 64% à la suite de la réduction du TSH de 12 à 6 h. Sur la même période, la productivité est réduite de 142 à 50 mLH2/Lmilieu/h et le rapport Η2/002 baisse de 1,05 à 0,45. Une consommation quasi-totale de l’hexose introduit dans le milieu réactionnel est observée même après la baisse de production d’hydrogène. D’autres voies de production secondaires sont donc utilisées pour consommer le substrat, au détriment de la production d’hydrogène, ce qui peut s’expliquer par une variation dans les bactéries actives du consortium bactérien. Le retour à un TSH de 12 h ne permet pas de faire remonter la production d’hydrogène qui est globalement réduite à nouveau de 41% en moyenne sur toute la période, alors que la production de CO2 remonte, expliquant la baisse du rapport H2/CO2 à 0,24. Un taux de consommation d’hexose de 100% est conservé sur cette période, ce qui confirme l’établissement de voies métaboliques concurrentes dans le consortium bactérien.

Tableau 13 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/CO2 pour le test de fermentation BRM-g avec modification du TSH de 12 h à 6 h

Ce test de fermentation a montré que l’utilisation d’un temps de séjour de 6 h n’était pas favorable à la production d’hydrogène, par rapport à un TSH de 12 h. Le test suivant est le test de fermentation BRM-b, réalisé sans apport de nutriment, avec des TSH de 12, 17 et 20 h, déjà mentionné ci-dessus. Un DAS stable a été conservé au fur et à mesure des modifications du TSH. Une légère baisse du débit de production de H2 et de C02 est observée lors de l’augmentation du temps de séjour hydraulique à 17 h puis 20 h. Une coupure inopinée de l’alimentation en substrat a eu lieu vers 82 h pendant environ 10 h. La reprise de l’alimentation a été accompagnée d’une reprise rapide de la production de gaz. Les résultats exprimés pour la zone de fermentation avec un TSH de 17 h correspondent à la moyenne des résultats obtenus avant et après la phase de coupure puis reprise de fermentation.

Les résultats obtenus avec le test de fermentation BRM-a ci-dessus, utilisant un TSH de 46 h peuvent également être utilisés pour étudier l’impact du temps de séjour hydraulique sur les performances du bioréacteur. Le Tableau 14 ci-dessous récapitule l’ensemble des résultats obtenus avec différents TSH pour les différents tests de fermentation réalisés. Un optimum de TSH semble ressortir de ces résultats entre 12 et 17 h de TSH, avec un rendement de 1,81 molH2/mol hexose consommé et une productivité pouvant atteindre jusqu’à 153 mLH2/Lmilieu/h (test BRM- b). Le rapport H2/C02 est optimal, supérieur à 1, et une consommation d’hexose d’environ 60% est observée. Avec l’augmentation du TSH, une diminution du rendement en hydrogène par mole d’hexose ajouté est

observée, accompagné d’une réduction de la consommation en hexose, ce qui augmente considérablement le rendement en hydrogène par mole d’hexose consommé, évalué à 3,14 molH2/mol hexose consommé à un TSH de 20 h. Il semble donc que les bactéries productrices d’hydrogène soit les plus favorisées dans ces conditions, cependant une légère baisse de la productivité est observée. L’utilisation d’un TSH de 46 h provoque à nouveau une réduction du rendement à 0,77 molH2/mol hexose ajouté et de la productivité à 97 mLH2/Lmilieu/h.

Tableau 14 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 pour les tests de fermentation BRM avec différents

TSH

Contrairement au RAC, pour lequel la réduction du temps de séjour provoque un lavage du consortium bactérien, la configuration verticale du bioréacteur à membrane, sans agitation, permet aux matières en suspension de sédimenter dans la partie inférieure de la calandre, sans être évacuées, ni lavées par le renouvellement du milieu. C’est pourquoi un TSH réduit jusqu’à 12 h n’affecte pas négativement la production

d’hydrogène. L’augmentation du TSH semble limiter l’activité des microorganismes consommateurs d’hexose et non producteur d’hydrogène, ce qui permet de limiter la consommation de substrat pour des voies métaboliques non désirées. Cependant, l’augmentation du TSH est également à l’origine d’une réduction de la productivité en hydrogène. Un TSH de 12 h est conservé pour la suite de l’étude car ce TSH a été utilisé précédemment avec plusieurs conditions opératoires, ce qui permet d’avoir plus de recul pour l’étude de l’impact environnemental d’un paramètre comme l’utilisation d’un substrat réel. De plus, pour un même DAS, l’utilisation d’un TSH court permet de limiter la concentration de la solution d’alimentation utilisée, offrant une gamme plus large de matières organiques biodégradables potentiellement utilisables comme substrat.

Alimentation en bourbe :

Deux tests de fermentation ont été réalisés avec un substrat réel d’origine agricole : des bourbes de raisin. Le test de fermentation BRM-i a été réalisé dans des conditions identiques aux conditions initiales mises en place pour le test de fermentation BRM-b. Des bourbes issues de la vinification de raisin du cépage Riesling du domaine Pfister ont été utilisées. Ces bourbes sont diluées dans l’eau de réseau de Strasbourg afin d’obtenir la concentration adéquate (12 g hexose/L), et ajustées à pH 7,0 avant d’être stockées à 4°C afin d’éviter toutdéveloppement bactérien.

Un profil de production de gaz obtenu avec l’utilisation de ces bourbes comme substrat a été réalisé, pour suivre le débit de H2 et de C02 en fonction du temps. Trois phases de fermentation sont observées, avec une première phase d’acclimatation qui dure environ le temps nécessaire à deux renouvellements du milieu réactionnel, permettant une bonne acclimatation du consortium à ce milieu complexe et à l’introduction potentielle de nouvelles bactéries présentent dans ces bourbes. Une production modérée d’hydrogène, avec environ 1,5 mL/min/Lmilieu est observé sur cette phase, augmentant ensuite à environ 2,5 mL/min/Lmilieu sur la phase 2 de production stable. Une déviation de la production avec diminution de la production d’hydrogène, accompagnée d’une légère augmentation de celle de dioxyde de carbone est cependant observée à partir d’à peu près 96 h, s’intensifiant sur la phase 3.

Le Tableau 15 ci-dessous présente les résultats de production obtenus sur ces trois phases de fonctionnement. Un rendement maximal de 2,25 molH2/mol hexose consommé est observé sur la première phase, lié à une productivité modérée de 98 mLH2/Lmilieu/h. La consommation d’hexose augmente fortement sur la seconde phase de production d’hydrogène passant de 37 à 91% d’hexose consommé, ce qui s’accompagne d’une augmentation de la productivité à 148 mLH2/Lmilieu/h, située dans la gamme haute des résultats obtenus avec un substrat modèle. Le rendement en hydrogène par mole d’hexose ajouté augmente, de 50% alors que le rendement en hydrogène par mole d’hexose consommé est réduit de 46%. Ceci implique la consommation d’une part importante du substrat pour la production de métabolites secondaires. Enfin sur la troisième phase, représentant la déviation de la production, un rendement diminué d’environ 20% est observé par rapport à la phase 2. Le rapport H2/C02 moyen final est de 0,64, soit 35% plus faible que celui de la phase de production 2. Une consommation importante du substrat est toujours observée (97%). Des voies métaboliques non coproductrices d’hydrogène semblent être activées par l’alimentation en bourbes, potentiellement par l’introduction de bactéries non coproductrices d’hydrogène, s’adaptant aux conditions continues et consommant le substrat au détriment des bactéries productrices d’hydrogène.

Tableau 15 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 pour le test de fermentation BRM-i avec l’utilisation de bourbes comme substrat

Une part importante du substrat n’étant pas utilisée pour la production d’hydrogène, l’utilisation d’un DAS plus faible a été envisagée pour optimiser les résultats de production d’hydrogène en évitant la coproduction de métabolites non désirés. De plus, afin de limiter l’apport bactérien issu des bourbes, en plus du traitement précédemment expliqué, les bourbes diluées ont été filtrées (diamètre de pores de 0,45 pm), limitant la présence de matières en suspension et de microorganismes. Ce test de fermentation, BRM-j, est réalisé à partir de bourbes différentes, issues d’un vignoble bourguignon de cépage Chardonnay conduit selon les consignes du plan ecophyto. Un DAS initial de 0,2 g hexose/Lmilieu/h est utilisé lors de ce test, augmenté à 0,4 puis 0,7 au cours de la fermentation, correspondant à 20, 40 et 70% du DAS utilisé précédemment, tout en conservant un TSH de 12 h.

Une production faible est observée avec un débit inférieur à 0,5 mLH2/min/Lmilieu pendant les premières heures du test de fermentation, mais relativement importante compte tenu du faible DAS appliqué au système. Une production de C02 très faible est également observée, représentant environ la moitié de celle de l’hydrogène, ce qui est remarquable. Avec l’augmentation du DAS à 0,4 g hexose/Lmilieu/h, une inversion des courbes de H2 et C02 est cependant observée,

accompagnée de l’augmentation attendue du débit de production d’hydrogène, bien que plus faible qu’espéré, limité à 0,5 mL/min/Lmilieu. Enfin le changement de DAS à 0,7 g hexose/Lmilieu/h à 149 h provoque une augmentation graduelle de la production de gaz pendant plusieurs dizaines d’heures, ce qui semble indiquer des variations dans le consortium bactérien, assez lentes à se mettre en place, pouvant être associée à la croissance de la population microbienne.

Les résultats montrent bien que le rapport H2/CO2 très important, 2,22, obtenu avec le DAS de 0,2 g hexose/Lmilieu/h, contraste avec ceux obtenus à des temps de séjours plus élevés (environ 0,9) (Tableau 16 ci-dessous). Une consommation quasi complète du substrat est observée à 0,2 g hexose/Lmilieu/h, tandis qu’elle diminue avec l’augmentation du DAS ; plus la quantité de substrat apporté est importante, plus il reste de substrat non consommé en sortie d’effluent. Le rendement en hydrogène par mole d’hexose ajouté est relativement faible, maximal à 0,2 g hexose/Lmilieu/h avec 0,88 molH2/mol hexose ajouté et baisse jusqu’à 0,56 molhh/mol hexose ajouté à 0,4 g hexose/Lmilieu/h. Malgré les attentes, le rendement par mole d’hexose consommé n’est pas très élevé, avec un maximum de 1,2 molH2/mol hexose consommé avec un DAS de 0,7 g hexose/Lmilieu/h. L’hypothèse selon laquelle la réduction du DAS permettrait de concentrer l’utilisation de substrat pour les voies de production d’hydrogène n’est donc pas à retenir. Un partage du substrat a lieu, bien que les voies coproductrices de CO2 semblent défavorisées à un DAS faible. L’ajout de substrat étant limité, la productivité observée est faible, avec 23 mLH2/Lmilieu/h à 0,2 g hexose/Lmilieu/h, et 68 mLH2/Lmilieu/h à 0,7 g hexose/Lmilieu/h.

Tableau 16 :Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/CO2 pour le test de fermentation BRM-j

Un échantillon de biomasse prélevé au cours de ce test de fermentation, à 68 h de fermentation a été analysé par séquençage à haut débit. Ces résultats sont comparés à ceux obtenus avec une alimentation classique (test BRM-c) (Tableau 16 ci-dessus). Dans ces deux échantillons, la majorité des séquences identifiées se rapporte à des bactéries du phylum Firmicutes (55 et 75% pour les tests BRM-c et BRM-j, respectivement). Cependant des modifications relativement importantes apparaissent entre ces deux échantillons, la part des bactéries de la famille des Clostridiaceae 1 est ainsi réduite de 30 à 18% des séquences, tandis que les familles Lachnospiraceae et Bacillaceae augmente fortement en proportion pour le test utilisant des bourbes comme substrat, avec respectivement 20 et 15% des séquences analysée, contre 1 et 5% pour le test alimenté en glucose. L’espèce bactérienne la plus abondante dans le test de fermentation alimenté en bourbes se trouve être Anaerobacillus (alkalidiazo-trophicus / alkalilacustris) avec 15,4% des séquences. Cette espèce était déjà présente dans le test alimenté en glucose avec 3,6% des séquences, ce qui ne permet donc pas de justifier d’un apport de cette bactérie via les bourbes, mais plutôt de la création de conditions favorables à leur développement. En revanche d’autres espèces bactériennes identifiées en quantité assez importantes n’étaient pas présentes lors du

test sans apport de bourbes, il s’agit de Vallitalea guaymasensis (11,3%), Stenotrophomonas (pavanii / maltophilia) (8,4%) et de l’espèce indéterminée Streptococcus sp. / Nostocoida limicola (7,4%).

Tableau 17 : Résultats obtenues par séquençage des échantillons à 68 h de fermentation de test BRM-c et BRM-e - groupes ayant une abondance <2% pour au moins un des échantillons

L’utilisation d’un déchet agricole riche en glucides et autres nutriments, tel que les bourbes, est attractif pour la production de biohydrogène. Ce substrat s’est montré relativement efficace, bien que l’apport de nouvelles bactéries endogènes au substrat agricole, semble avoir modifié le consortium bactérien actif et le métabolisme générale. Le renouvellement du consortium bactérien en continu, accompagné d’un apport complet en nutriments permet cependant d’envisager une stabilité importante du procédé de production sur le long terme.

Fonctionnement à partir d’un biofilm du bioréacteur membranaire (BRM-k)

Le biofilm créé au fur et à mesure des tests de fermentation sur les fibres du bioréacteur membranaire a été utilisé comme consortium microbien exclusif de la production d’hydrogène, donc sans apport externe d’inoculum bactérien. La mise en place du test de fermentation diffère donc des tests réalisés précédemment puisque la phase d’acclimatation des boues de STE P, pendant les 5 h précédent la mise en continu, n’est pas effectuée. Le BRM est directement mis en alimentation continu avec un substrat modèle additionné de nutriments à partir du t0 de la fermentation avec un DAS de 1 g hexose/Lmilieu/h et un TSH de 12 h.

La production d’hydrogène débute petit à petit sur les vingt premières heures du test de fermentation puis se stabilise 23 h après le début de la mise en alimentation du BRM. Un débit de production d’hydrogène important est observé, jusqu’à 3,5 mL/min/Lmilieu. Une inversion des profils de production de H2 et CO2 a lieu entre 39 h et 60 h (heure exacte inconnue à cause d’un problème analytique sur le pGC-TCD). La production de gaz se stabilise vers 80 h avec un débit de production de H2 à 2 mL/min/Lmilieu et de C02 à 2,5 mL/min/Lmilieu.

Un bon rendement en hydrogène par mole d’hexose ajouté est observé sur la première phase de fonctionnement de 23 à 39 h, avec 1,57 molH2/mol hexose ajouté, avec un taux de consommation en substrat quasi-total, et une productivité de 204 ml_H2/Lmilieu/h, valeur maximale de cette étude (Tableau 18 ci-dessous). Sur la seconde phase de production, une légère baisse de ces résultats est observée (globalement 15%), mais restant important, en particulier concernant la productivité avec 179 mLH2/Lmilieu/h. La baisse du rapport H2/CO2 est de 27% entre les deux phases.

Un rendement et une productivité en hydrogène importantes ont pu être obtenus, très compétitifs avec les tests utilisant un inoculum bactérien fraîchement prélevé à la station d’épuration, ce qui révèle l’intérêt du module membranaire pour la stabilisation du consortium bactérien producteur d’hydrogène sur les fibres creuses. De plus, ces résultats laissent envisager une simplification du procédé à long terme, en limitant les besoins de réensemencement du milieu réactionnel.

Tableau 18 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 pour le test de fermentation BRM-k

La mise en fonctionnement en continu du réacteur agité a été réalisée avec succès et a permis de valider la présente invention, que ce soit en fonctionnement du module ou réacteur membranaire en couplage ou seul en tant que bioréacteur à membrane. L’utilisation du bioréacteur membranaire (BRM) seul offre d’excellents résultats puisqu’elle montre une meilleure stabilité de la production d’hydrogène que les tests avec réacteur agité continu. Dans les conditions opératoire testée à titre illustratif uniquement, l’utilisation d’un temps de séjour de 12 h et le dégazage de la solution d’alimentation a permis d’améliorer les performances de celui-ci en permettant une production efficace d’hydrogène pendant plus de 400 h. Après avoir testé les modes de fonctionnement avec et sans gaz de balayage sur le module membranaire, l’utilisation du système de pompage mis au point sur le réacteur semi batch a été testée pour l’extraction des gaz produits par la fermentation montrant que la configuration avec gaz de balayage est la plus efficace. Un substrat réel issu de biomasses agricoles a été utilisé comme alimentation continue du bioréacteur avec des résultats prometteurs. Enfin un test de fermentation a pu être réalisé sans apport d’inoculum extérieur, en utilisant le biofilm créé sur les fibres creuses au cours des tests de fermentation précédents.

Exemple 8 : Méthodes analytiques utilisées pour mettre en œuvre les tests ci-dessus L’analyse en ligne des gaz produits est assurée par un micro chromatographe en phase gazeuse (Agilent M200), constitué de deux modules équipés de détecteurs à conductivité thermique (TCD). Le Tableau 19 donne la configuration du micro chromatographe utilisé. Le premier module comporte une colonne de type zéolithe tamis moléculaire 5 Â permettant la séparation des gaz non polaires, tandis que le second module contient une colonne polymérique PoraPLOT U permettant la séparation des composés polaires, en particulier le CC>2dans cette étude.

Tableau 19 :Description de la configuration des modules du pGC-TCD utilisé pour l’analyse des gaz

Une membrane gaz/liquide, placée en amont du permet l’arrivée de toutes phases condensées sur le micro chromatographe. Une série de 3 analyses de 75 s est réalisée toutes les 10 min durant la fermentation.

Analyse des métabolites de fermentation :

Après prélèvement dans un tube de 15 mL par la vanne du réacteur, l’échantillon de biomasse est centrifugés à 4500 rpm, puis le surnageant est transféré dans un second tube de 15 mL. Les deux tubes sont stockés à -20 °C jusqu’à analyse.

Analyse par chromatographie en phase gazeuse

Les échantillons sont décongelés puis filtrés (diamètre des pores : 0,22 pm) pour supprimer toutes particules résiduelles. Une aliquote de solution d’acide trifluoroacétique (TFA) (3,42.10-2 mol/L) est ajoutée à l’échantillon afin de protoner les acides gras volatils à analyser (pH=2). L’analyse est effectuée par GC-FID (Agilent Technologies 7890A GC). La colonne chromatographique utilisée est de type DB-FFAP (15 m x 0,1 mm, 0,1 pm) spécifique à l’analyse des composés organiques polaires : alcools et acides organiques volatils dans notre cas.

Analyse par chromatographie en phase liquide

De même que pour l’analyse par GC-FID, les échantillons sont décongelés puis filtrés (diamètre des pores : 0,22 pm) pour supprimer toute particules résiduelles. Le chromatographe (Agilent Technologies 1260 Sériés) couplée à la détection UV/visible est utilisé avec une colonne chromatographique Agilent Hi-Plex H, 7.7 x 300 mm, 8 pm (et pré-colonne Hi-Plex H, 7.7 x 50 mm) spécifique à la séparation des composés polaires comme les alcools et les acides organiques.

Analyse des glucides

La quantité totale de glucides présents est évaluée par dosage colorimétrique. Dans des tubes à essai en verre, une aliquote (1 mL) de chaque échantillon est mélangé avec 2 mL de solution d’anthrone (2 g/L) dans FI2SO4 concentré (95%). Les tubes sont ensuite portés à 80 °C pendant 20 min, puis refroidis et conservés dans la glace pendant 20 min. Chaque échantillon est ensuite analysé par spectroscopie UV-visible (spectrophotomètre Varian Cary 3) à une longueur d’onde de 625 nm. Une nouvelle courbe d’étalonnage est réalisée avec chaque lot d’échantillons à partir d’une gamme étalon : 0, 10, 20, 40, 60 et 80 ppm de glucose. Les résultats obtenus sont données en équivalent hexose. Cette méthode permet d’obtenir un résultat indépendant de la nature des sucres présents dans l’échantillon : réducteur ou non, simple ou complexe. L’analyse des boues de station d’épuration brutes donne la concentration totale en glucides, dissous ou non. La centrifugation des boues permet la séparation du surnageant, contenant les glucides métabolisables de faible masse molaire, et du culot, contenant les glucides de masse molaire plus importante, non soluble, dont la majorité n’est pas métabolisable sans étape de lyse. La quantification des glucides dissous est réalisée par l’analyse du surnageant. Une dilution des échantillons de biomasse dans les bornes de la gamme d’étalonnage est réalisée avec de l’eau déminéralisée avant analyse.

Liste des références [1] A. Le Duigou, M. Miguet, Y. Amalric, « French hydrogen markets in 2008 - OverView and future pro-spects », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 36, no 15, p. 8822-8830, 2011.

[2] S. Giddey, S. P. S. Badwal, A. Kulkarni, « Review of electrochemical ammonia production technologies and materials », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 38, no 34, p. 14576-14594, nov. 2013.

[3] L. Kalinowski, J.-M. Pastor, « L’HYDROGÈNE : VECTEUR DE LA TRANSITION ENERGETIQUE ? », Office parlementaire d’évaluation des choix scientifiques et technologiques, France, Rapport parlementaire de l’Assemblée Nationale n°1672 et du Sénat n°253, 2013.

[4] M. Y. Azwar, M. A. Hussain, A. K. Abdul-Wahab, « Development of biohydrogen production by photobiological, fermentation and electrochemical processes: A review », Renew. Sustain. Energy Rev., vol. 31, p. 158-173, mars 2014.

[5] G. Bourbonneux, Production d’hydrogène, Le raffinage du Pétrole, T3 Procédés de transformation, (1998), 463-515.

[6] Memento de l’hydrogène, Fiche 3.2.1, AFH2.

[7] B. Pendyala, S. R. Chaganti, J. A. Lalman, S. R. Shanmugam, D. D. Heath, P. C. K. Lau, « Pretreating mixed anaérobie communities from different sources: Correlating the hydrogen yield with hydrogenase activity and microbial diversity », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 37, no 17, p. 12175-12186, sept. 2012.

[8] D. B. Levin, L. Pitt, M. Love, « Biohydrogen production: prospects and limitations to practical applica-tion », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 29, no 2, p. 173-185, févr. 2004.

[9] X. J. Wang, N. Q. Ren, W. Sheng Xiang, W. Qian Guo, « Influence of gaseous end-products inhibition and nutrient limitations on the growth and hydrogen production by hydrogen-producing fermentative bacte-rial B49 », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 32, no 6, p. 748 754, mai 2007.

[10] P. c. Hallenbeck, « Fermentative hydrogen production: Principles, progress, and prognosis », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 34, no 17, p. 7379-7389, 2009.

[11] F. Romagnoli, D. Blumberga, et I. Pilicka, « Life cycle assessment of biohydrogen production in photosynthetic processes », International Journal of Hydrogen Energy, vol. 36, no 13, p. 7866 7871,2011.

[12] Y. M. Wong, T. Y. Wu, et J. C. Juan, « A review of sustainable hydrogen production using seed sludge via dark fermentation », Renewable and Sustainable Energy Reviews, vol. 34, p. 471 482, juin 2014.

[13] P. Petit, Séparation et liquéfaction des gaz, Techniques de séparation des gaz, Techniques de l’Ingénieur J3600 (1995).

[14] V. Clion, C. Dumas, S. Collin, B. Ernst, “Key Factors for biohydrogen production by dark fermentation”, Canadian Journal of Chemical Engineering, 93(2) (2015) 309-316

Claims

REVENDICATIONS

1. Dispositif notamment de production d’hydrogène à partir d’un effluent liquide de fermentation de substrat, ledit dispositif comprenant un réacteur membranaire (2), le réacteur membranaire étant connecté directement ou indirectement à un moyen d’extraction d’hydrogène (4 ; 104), ledit réacteur membranaire comprenant : une enveloppe (20) définissant un volume intérieur, ledit volume intérieur comprenant deux compartiments étanches entre eux, à savoir un collecteur de sortie de gaz (26 bis) et un compartiment à effluent (24) destiné à être rempli par l’effluent liquide de fermentation de substrat, des fibres creuses (28) formées chacune par une paroi tubulaire entourant un jour de fibre, ladite paroi tubulaire étant étanche aux liquides et perméable aux gaz, les fibres creuses étant logées dans ledit compartiment à effluent et agencées de manière à ce que leur jour de fibre communique avec ledit collecteur de sortie de gaz de manière étanche par rapport à l’effluent liquide lorsqu’il est présent dans le compartiment à effluent, et une sortie de gaz (30) communiquant entre ledit collecteur de sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène, ledit compartiment à effluent, lesdites fibres creuses, ledit collecteur de sortie de gaz, ladite sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène étant agencés de manière à ce que le passage d’un gaz ou d’un mélange de gaz provenant de l’effluent liquide lorsqu’il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d’extraction d’hydrogène se fasse librement ou au moyen d’un gaz de balayage.
2. Dispositif selon la revendication 1, ledit réacteur membranaire (2) comprenant : une entrée d’effluent (34) de fermentation de substrat communiquant entre l’extérieur de ladite enveloppe (20) et ledit compartiment à effluent (24), une sortie d’effluent (38) de fermentation de substrat communiquant entre ledit compartiment à effluent (24) et l’extérieur de ladite enveloppe, ledit dispositif comprenant une boucle de recirculation hydraulique (6 ; 106) de l’effluent connectée d’un côté à la sortie d’effluent (38) et de l’autre à l’entrée d’effluent (34).
3. Dispositif de production selon la revendication 2, dans lequel la boucle de recirculation (6 ; 106) est agencée de manière à permettre une recirculation directe ou indirecte du liquide de fermentation de substrat entre ladite sortie d’effluent (38) et ladite entrée d’effluent (34).
4. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel ledit volume intérieur comprend un collecteur d’entrée (22 bis), le compartiment à effluent (24) étant logé entre ledit collecteur d’entrée (22 bis) et ledit collecteur de sortie (26 bis), ledit collecteur d’entrée étant séparé de manière étanche dudit compartiment à effluent, chaque fibre creuse (28) étant agencée de manière à traverser ledit compartiment à effluent et de manière à ce que lesdits collecteurs (22 bis ; 26 bis) communiquent entre eux via ledit jour de fibre.
5. Dispositif selon la revendication 4, dans lequel les compartiments sont agencés successivement de bas en haut selon l’ordre suivant : le collecteur d’entrée (22 bis), le compartiment à effluent (24), puis le collecteur de sortie (26 bis).
6. Dispositif selon la revendication 4 ou 5, comprenant des moyens d’injection (8) d’un gaz de balayage à l’intérieur des fibres creuses via ledit collecteur d’entrée (22 bis).
7. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, comprenant en outre un réservoir (10) destiné à accueillir ledit effluent de fermentation de substrat et agencé en communication hydraulique avec ledit compartiment à effluent (24).
8. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le moyen d’extraction d’hydrogène (4 ; 104) comprend un moyen de séparation de l’hydrogène du gaz provenant du réacteur membranaire via les fibres creuses, et un moyen d’évacuation de l’hydrogène séparé (12 ; 112), ce moyen d’évacuation étant apte à être branché à un dispositif de stockage de gaz.
9. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel les fibres creuses (28) sont des microfibres.
10. Dispositif de production selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel les fibres creuses (28) sont en matériau polymère ayant une perméabilité non sélective aux gaz.
11. Utilisation d’un dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes pour la production d’acides organiques et / ou d’alcools.
12. Utilisation d’un dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes pour la production d’hydrogène.
13. Utilisation selon la revendication 12, comprenant : une étape de remplissage du compartiment à effluent (24) par un effluent liquide de fermentation de substrat, de manière à ce que les fibres creuses (28) logées à l’intérieur du compartiment à effluent soient immergées dans ledit effluent, une étape de fermentation du substrat à l’intérieur du réacteur membranaire (2), une étape de collecte des gaz produits lors de l’étape de fermentation.
14. Utilisation selon la revendication 12 ou 13, dans laquelle ladite étape de fermentation et ladite étape de collecte sont poursuivies en laissant s’accumuler des dépôts de particules et/ou de microorganismes à la surface extérieure des fibres (28) et entre celles-ci.
15. Utilisation selon l’une quelconque des revendications 12 à 14, dans laquelle le dispositif comprend un réservoir (10) en communication hydraulique avec ledit compartiment à effluent (24), ladite utilisation comprenant : une étape de remplissage du réservoir (10) avec ledit effluent liquide de fermentation de substrat, une étape de mise en communication du réservoir (10) avec le compartiment à effluent (24), suivie de ladite étape de remplissage du compartiment à effluent avec l’effluent liquide de fermentation de substrat, une étape d’alimentation en continu du compartiment à effluent (24) en effluent liquide de fermentation de substrat depuis ledit réservoir (10).
16. Utilisation selon l’une quelconque des revendications 12 à 15, dans laquelle la température interne dudit réservoir (10) est contrôlée de manière à être inférieure à 10°C, de préférence inférieure à 5°C.
17. Utilisation selon l’une quelconque des revendications 12 à 16, dans laquelle l’effluent présent dans le compartiment à effluent (24) lors de l’étape de fermentation est maintenu à un pH compris entre 5 et 7.
18. Utilisation selon l’une quelconque des revendications 12 à 17, comprenant : une étape d’arrêt de production, puis une étape dans laquelle le réacteur membranaire (2) est purgé de l’effluent liquide de fermentation de substrat, puis - une étape de nettoyage du compartiment à effluent (24) et des fibres creuses (28), réalisées de manière à conserver un film microbien vivant sur la surface externe de ces fibres creuses, puis une nouvelle étape de remplissage du compartiment à effluent (24) par l’effluent liquide de fermentation de substrat avec les mêmes fibres creuses (28) et ledit film microbien conservé.
19. Utilisation selon l’une quelconque des revendications 12 à 18, comprenant en outre une étape de dégazage de l’effluent liquide de fermentation de substrat avant son introduction dans le compartiment à effluent (24).