ES2237319A1 - Method of identifying pigments from a single cell using confocal image spectrophotometry in phototrophic communities - Google Patents

Method of identifying pigments from a single cell using confocal image spectrophotometry in phototrophic communities

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ES2237319A1 ES200302905A ES200302905A ES2237319A1 ES 2237319 A1 ES2237319 A1 ES 2237319A1 ES 200302905 A ES200302905 A ES 200302905A ES 200302905 A ES200302905 A ES 200302905A ES 2237319 A1 ES2237319 A1 ES 2237319A1
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Abstract

The invention relates to a non-invasive method of analysing a sample emitting low-excitation laser fluorescence without any prior labelling, using a confocal laser scanning microscope which is connected to a spectrophotometer detector. The inventive method can be used for in-vivo three-dimensional position finding in relation to each community and for direct in-situ analysis of the fluorescent pigments of an individual cell in intact bulk samples. The relationship between said two determinations enables the pigments to be identified, the groups and species present in the sample to be subsequently identified and the physiological state of each individual organism to be ascertained. The invention can be used to identify problematic proliferations of algae in aquatic and aerophytic ecosystems.

Description

Método de identificación de pigmentos de una sola célula mediante espectrofotometría de imagen confocal en comunidades fototróficas.Single pigment identification method cell using confocal imaging spectrophotometry in communities Phototrophic

Esta invención se relaciona con el campo de las tecnologías medioambientales, y particularmente con la identificación de organismos vivos fototróficos, es decir, organismos que utilizan la luz como fuente de energía.This invention relates to the field of environmental technologies, and particularly with the identification of phototrophic living organisms, that is, organisms that use light as a source of energy.

Estado de la técnica anteriorPrior art

La identificación de una comunidad viva compleja y la discriminación entre los grupos filogenéticos son particularmente útiles en los campos de gestión de la acuicultura y las ciencias involucradas en el estudio de los ecosistemas, como la ecología, la ecofisiología, la oceanografía y la limnología. Dicha identificación y discriminación puede usarse, por ejemplo, para analizar la incidencia y para desarrollar estrategias de control contra proliferaciones algales problemáticas que aparecen dentro de los ecosistemas acuáticos y aerofíticos (organismos que viven en la interfase aire y una estructura no viva como un edificio o una pared) en condiciones naturales y artificiales. Desafortunadamente, en el pasado ha sido difícil prever las comunidades complejas problemáticas, debido principalmente a la ausencia de metodologías y tecnologías apropiadas. La naturaleza de las muestras y la necesidad de analizarlas sin previo aislamiento de los organismos, son otros obstáculos importantes a superar. Los esfuerzos actuales dependen típicamente de la evaluación microscópica, pero ésta tiene limitaciones como las de ser laboriosa, generar datos variables, requerir un programa intrusivo de muestreo con áreas de cobertura limitada, y carecer de cobertura próxima a tiempo real. Como alternativa a la evaluación microscópica, se han propuesto análisis basados en medidas de absorbancia celular y/o fluorescencia (cfr. J.J. Cullen et al., "Optical detection and assessment of algal blooms", Limnol. Oceanogr. 1997, vol. 42, pp. 1223-39), pero estos análisis no están exentos de limitaciones. Una limitación de discriminar algas por medidas de absorbancia/fluorescencia es la necesidad de que los espectros correspondientes a los grupos filogenéticos o especies implicados deben ser suficientemente distintos. Además, los pigmentos algales están distribuidos a menudo de forma heterogénea dentro de cada célula, afectando a la medida de la absorción. Aunque los pigmentos pueden ser extraídos, los procedimientos de extracción conllevan los riesgos de presencia de artefactos en la preparación y la eliminación del microambiente original del cromóforo. Otra limitación conocida de diferenciar algas por medidas de absorbancia/fluorescencia se relaciona con la necesidad de aproximaciones empíricas sólidas para discriminar estadísticamente tanto el componente algal de la señal compuesta para una masa dada de agua, como un solo componente algal por si mismo (cfr. D.F. Millie et al., "Using absorbance and fluorescente spectra to discriminate microalgae", Eur. J. Phycol. 2002, vol. 37, pp. 313-22). Ha habido intentos para mejorar el uso de las técnicas de absorbancia/fluorescencia celulares, pero las técnicas mejoradas todavía no pueden analizar muestras tridimensionales (3D), un hecho que impide discriminar morfologías, medir los espectros de emisión en una área de un solo píxel y analizar muestras 3D sin alterarlas.The identification of a complex living community and discrimination between phylogenetic groups are particularly useful in the fields of aquaculture and science management involved in the study of ecosystems, such as ecology, ecophysiology, oceanography and limnology. Such identification and discrimination can be used, for example, to analyze the incidence and to develop control strategies against problematic algal blooms that appear within the aquatic and aerophytic ecosystems (organisms that live in the air interface and a non-living structure such as a building or a wall) in natural and artificial conditions. Unfortunately, in the past it has been difficult to predict complex problem communities, mainly due to the absence of appropriate methodologies and technologies. The nature of the samples and the need to analyze them without prior isolation of the organisms are other important obstacles to overcome. Current efforts typically depend on microscopic evaluation, but this has limitations such as being laborious, generating variable data, requiring an intrusive sampling program with limited coverage areas, and lacking near real-time coverage. As an alternative to microscopic evaluation, analyzes based on measures of cellular absorbance and / or fluorescence have been proposed (cf. JJ Cullen et al ., "Optical detection and assessment of algal blooms", Limnol. Oceanogr . 1997, vol. 42, pp. 1223-39), but these analyzes are not without limitations. A limitation of discriminating algae by absorbance / fluorescence measures is the need that the spectra corresponding to the phylogenetic groups or species involved must be sufficiently different. In addition, algal pigments are often distributed heterogeneously within each cell, affecting the extent of absorption. Although the pigments can be extracted, the extraction procedures carry the risks of the presence of artifacts in the preparation and removal of the original chromophore microenvironment. Another known limitation of differentiating algae by absorbance / fluorescence measures is related to the need for solid empirical approaches to statistically discriminate both the algal component of the composite signal for a given mass of water, and a single algal component itself (cf. DF Millie et al ., "Using absorbance and fluorescent spectra to discriminate microalgae", Eur. J. Phycol . 2002, vol. 37, pp. 313-22). There have been attempts to improve the use of cellular absorbance / fluorescence techniques, but the improved techniques still cannot analyze three-dimensional (3D) samples, a fact that prevents discriminating morphologies, measuring emission spectra in a single pixel area and analyze 3D samples without altering them.

Los organismos fototróficos producen varios tipos de pigmentos fotosintéticos, donde cada uno de ellos capta fotones en un estrecho intervalo del espectro. Una fracción de la energía absorbida por los pigmentos puede emitirse inmediatamente en una longitud de onda más larga, fenómeno conocido como fluorescencia. La fluorescencia emitida se origina principalmente en los pigmentos subantena del fotosistema II (PSII) y es el resultado de la incapacidad del fotosistema para usar toda la energía absorbida. Puesto que la fotosíntesis y la fluorescencia son procesos competitivos, los cambios en la actividad fotosintética se reflejan en variaciones de la emisión de fluorescencia. Así, la fluorescencia es un indicador de los procesos fotosintéticos en las plantas, algas y cianobacterias, siendo una poderosa herramienta de análisis que permite la descripción de una comunidad compleja por lo que se refiere a su estado fisiológico, la energía de transferencia, la evolución celular y la discriminación entre los grupos filogenéticos.Phototrophic organisms produce several types of photosynthetic pigments, where each one captures photons in a narrow range of the spectrum. A fraction of the energy absorbed by pigments can be emitted immediately in a longer wavelength, phenomenon known as fluorescence. The  emitted fluorescence originates mainly in pigments photosystem II (PSII) subantena and is the result of inability of the photosystem to use all absorbed energy. Since photosynthesis and fluorescence are processes competitive, changes in photosynthetic activity are reflected in variations of fluorescence emission. So, the fluorescence It is an indicator of photosynthetic processes in plants, algae and cyanobacteria, being a powerful analysis tool which allows the description of a complex community so refers to its physiological state, the transfer energy, the cellular evolution and discrimination between groups phylogenetic

Las técnicas de microscopía de fluorescencia han permitido la descripción de la estructura y organización de las muestras en dos dimensiones (2D). Estas técnicas se han usado para estudiar microorganismos fotosintéticos y se han descrito varios sistemas tanto a nivel microscópico (cfr. L. Ying et al., "Fluorescence emission and absorption spectra of single Anabaena sp. strain PCC7120 cells", Photochemistry and Photobioloqy 2002, vol. 76, pp. 310-3) como a nivel macroscópico (cfr. H.K. Lichtenthaler et al., "Detection of vegetation stress via a new high resolution fluorescence imaging system", J. Plant Physiology 1996, vol. 148, pp. 559-612). Pero todas estas metodologías no son lo bastante útiles cuando las muestras están constituidas por comunidades complejas, como tapetes microbianos o biofilms. En estos casos, sería deseable hacer una primera prospección de la microestructura en 3D y una subsiguiente localización in vivo de los organismos de interés dentro de la muestra intacta.Fluorescence microscopy techniques have allowed the description of the structure and organization of samples in two dimensions (2D). These techniques have been used to study photosynthetic microorganisms and several systems have been described both at the microscopic level (cf. L. Ying et al ., "Fluorescence emission and absorption spectra of single Anabaena sp. Strain PCC7120 cells", Photochemistry and Photobioloqy 2002, vol. 76, pp. 310-3) as at the macroscopic level (cf. HK Lichtenthaler et al ., "Detection of vegetation stress via a new high resolution fluorescence imaging system", J. Plant Physiology 1996, vol. 148, pp. 559-612). But all these methodologies are not useful enough when the samples are made up of complex communities, such as microbial mats or biofilms. In these cases, it would be desirable to make a first survey of the 3D microstructure and a subsequent in vivo location of the organisms of interest within the intact sample.

Así pues, es muy deseable disponer de un nuevo método para la identificación y la discriminación rápidas de comunidades complejas, que supere algunas de las limitaciones de los métodos conocidos en la técnica. En particular, sería útil que este nuevo método fuese capaz de elucidar la localización 3D de cada comunidad in vivo, y analizar los pigmentos fluorescentes de una sola célula in situ, dentro de muestras intactas gruesas.Thus, it is highly desirable to have a new method for rapid identification and discrimination of complex communities, which overcomes some of the limitations of the methods known in the art. In particular, it would be useful for this new method to be able to elucidate the 3D location of each community in vivo , and analyze the fluorescent pigments of a single cell in situ , within thick intact samples.

Explicación de la invenciónExplanation of the invention.

Hasta la fecha, el microscopio láser confocal de barrido ("confocal scanning laser microscope", CSLM) se ha utilizado principalmente para obtener imágenes 3D de muestras con una mínima preparación o alteración, dada la capacidad del CSLM para utilizar excitaciones múltiples y detectar longitudes de onda a distintas profundidades de foco. El CSLM permite apuntar a elementos específicos dentro de la muestra, como moléculas, estructuras (p.ej. superficies, matrices) y propiedades (p.ej. fase de división celular). Algunos CSLMs comprenden un prisma espectrofotométrico selectivo para la detección de la fluorescencia de emisión, como el que describe y comercializa Leica Microsystems (cfr. US 5.886.784). La combinación de un CSLM y la detección espectrofotométrica se refiere aquí como "espectrofotometría de imagen confocal" ("confocal imaging spectrophotometry", CIS). Superando los CSLMs comunes, el aparato CIS tiene la ventaja adicional de determinar la detección óptima y de separar los espectros de emisión de los fluorocromos para evitar el solapamiento (es decir, el solapamiento de canales de señal). La presente invención proporciona una nueva aplicación del aparato CIS.To date, the confocal laser microscope of scanning ("confocal scanning laser microscope", CSLM) has been Mainly used to obtain 3D images of samples with minimal preparation or alteration, given the capacity of the CSLM to use multiple excitations and detect wavelengths at Different depths of focus. The CSLM allows you to point to specific elements within the sample, such as molecules, structures (eg surfaces, matrices) and properties (eg phase cell division). Some CSLMs comprise a prism selective spectrophotometric for fluorescence detection of emission, like the one described and commercialized by Leica Microsystems (cf. US 5,886,784). The combination of a CSLM and detection spectrophotometric is referred to here as "spectrophotometry of confocal image "(" confocal imaging spectrophotometry ", CIS). Overcoming common CSLMs, the CIS device has the advantage additional to determine the optimal detection and to separate the emission spectra of fluorochromes to avoid overlap (i.e. signal channel overlap). The present invention provides a new application of the apparatus CIS.

Los inventores han encontrado sorprendentemente un nuevo método para identificar señales fluorescentes en células individuales basado en la combinación de la potencia del microscopio láser confocal de barrido (CSLM) con las capacidades de los métodos espectrofotométricos. El nuevo método permite la identificación in vivo inequívoca del grupo taxonómico de una célula individual, basándose en su señal de fluorescencia, sin manipular las comunidades fototróficas.The inventors have surprisingly found a new method to identify fluorescent signals in individual cells based on the combination of the power of the confocal laser scanning microscope (CSLM) with the capabilities of the spectrophotometric methods. The new method allows the unequivocal in vivo identification of the taxonomic group of an individual cell, based on its fluorescence signal, without manipulating the phototrophic communities.

Así, la invención proporciona un método no invasivo para el análisis de una muestra utilizando un CSLM acoplado a un detector espectrofotómetro que comprende los pasos de: (i) seleccionar una área particular de la muestra; (ii) obtener imágenes de barrido espectral de la fluorescencia de emisión proveniente del área de muestra seleccionada a unos ajustes del sistema seleccionados; y (iii) procesar dichas imágenes de barrido espectral según algoritmos definibles para obtener un espectro de fluorescencia de emisión de dicha área; donde la muestra emite fluorescencia bajo una excitación láser, sin ningún marcaje previo (es decir, sin la adición de compuestos químicos fluorescentes). Las imágenes de barrido espectral son el resultado de la función de barrido espectral (función "lambdascan") de los aparatos CIS, como el comercializado por Leica Microsystems. Con la función de barrido espectral, la señal de fluorescencia es captada en un intervalo predefinido para cada sección, moviéndose a lo largo del espectro. Cada medida individual se basa en la detección de imágenes confocales reales. En una realización particular, el método de la presente invención utiliza las variables seleccionadas x-y-\lambda, es decir, el plano óptico se registra a diferentes longitudes de onda. En otras realizaciones particulares, el método utiliza las variables x-z-\lambda, x-y-\lambda-t (t significa tiempo) y x-y-\lambda-z. El término "anchura de banda" como se usa aquí, significa el intervalo de frecuencias transmitidas de una señal dada. Por "pasos \lambda" se entiende aquí el número de imágenes individuales detectadas en un intervalo específico de longitudes de onda, desde una única sección óptica. Las imágenes se registran dentro de un intervalo de longitudes de onda, que está limitado por sus puntos de inicio y final. El "tamaño de paso \lambda" es la magnitud (expresada en nm) entre los límites inferior y superior del intervalo de longitudes de onda en los que se registra una imagen.Thus, the invention provides a method not invasive for the analysis of a sample using a CSLM coupled to a spectrophotometer detector comprising the steps from: (i) select a particular area of the sample; (ii) get spectral scan images of emission fluorescence from the selected sample area at settings of the selected system; and (iii) process said scan images spectral according to definable algorithms to obtain a spectrum of emission fluorescence of said area; where the sample emits fluorescence under laser excitation, without any previous marking (that is, without the addition of fluorescent chemical compounds). The spectral scan images are the result of the function of spectral scanning ("lambdascan" function) of CIS devices, as commercialized by Leica Microsystems. With the function of spectral scanning, the fluorescence signal is captured in a predefined interval for each section, moving along the spectrum. Each individual measurement is based on image detection real confocals In a particular embodiment, the method of present invention uses the selected variables x-y- \ lambda, that is, the plane Optical is recorded at different wavelengths. In others particular realizations, the method uses the variables x-z- \ lambda, x-y- \ lambda-t (t means time) and x-y- \ lambda-z. He term "bandwidth" as used here, means the range of transmitted frequencies of a given signal. By "steps \ lambda" means the number of images here individual detected in a specific range of lengths of wave, from a single optical section. The images are registered within a range of wavelengths, which is limited by Your starting and ending points. The "step size \ lambda" is the magnitude (expressed in nm) between the lower and upper limits of the wavelength range in which a image.

El software adecuado suministrado con el aparato específico CIS, controla el detector durante el barrido espectral y ayuda en los cálculos, mediante algoritmos definibles, del espectro de emisión después del barrido de una imagen. Así, el espectro de fluorescencia de emisión del área seleccionada se obtiene procesando dichas imágenes de barrido espectral.The appropriate software supplied with the device specific CIS, controls the detector during spectral scanning and help in calculations, using definable algorithms, of the spectrum of emission after scanning an image. Thus, the spectrum of emission fluorescence of the selected area is obtained processing said spectral scan images.

En una realización más particular de la invención, el área seleccionada corresponde sustancialmente a una única célula. En otra realización particular, el área seleccionada comprende al menos un pixel de organismos fototróficos. El término "píxel", basado en las palabras "picture" y "element", representa el elemento más pequeño, indivisible, de una imagen en un sistema de dos dimensiones. En esta descripción, tanto los puntos de la muestra de un espécimen como los puntos de una imagen se califican como píxels. En una realización más particular de la invención, los organismos fototróficos se seleccionan del grupo que consiste en plantas, algas, cianobacterias y sus mezclas. Las plantas y las algas pueden ser macroscópicas o microscópicas. En otra realización particular, la muestra tiene un grosor igual o menor que el grosor límite de detección del microscopio láser confocal de barrido utilizado.In a more particular embodiment of the invention, the selected area corresponds substantially to a single cell. In another particular embodiment, the selected area comprises at least one pixel of phototrophic organisms. The term "pixel", based on the words " pic ture" and " el ement", represents the smallest, indivisible element of an image in a two-dimensional system. In this description, both the sample points of a specimen and the points of an image are described as pixels. In a more particular embodiment of the invention, phototrophic organisms are selected from the group consisting of plants, algae, cyanobacteria and mixtures thereof. Plants and algae can be macroscopic or microscopic. In another particular embodiment, the sample has a thickness equal to or less than the detection thickness of the confocal scanning laser microscope used.

En otra realización, los ajustes del sistema para obtener los datos de la muestra de la fluorescencia de emisión, provenientes del área seleccionada de la muestra, se fijan con el objetivo de minimizar el fotoblanqueo. El fotoblanqueo es la pérdida de intensidad de fluorescencia de emisión de la muestra debida a la destrucción de las sustancias fluorescentes por una iluminación intensa. En particular, el tamaño de paso \lambda se fija entre 5 y 40 nm, y la anchura de banda se fija desde 360 a 800 nm. En otra realización particular, el rendimiento y el ajuste se mantienen constantes. El valor de rendimiento ("gain value") modifica la amplificación de la señal detectada y, por consiguiente, el brillo y el contraste de la imagen cambian. El valor de ajuste ("offset value") define un valor umbral y, por tanto, sólo aquellas señales que están por encima del valor umbral son detectadas y representadas en la imagen. Por último, la longitud de onda de excitación láser se fija en uno o más de los siguientes valores: 351 nm (láser UV Ar), 364 nm (láser UV Ar), 458 nm (láser Ar), 476 nm (láser Ar), 488 nm (láser Ar), 514 nm (láser Ar), 543 nm (láser HeNe) y 633 nm (láser HeNe).In another embodiment, the system settings for obtain the sample data of the emission fluorescence, from the selected area of the sample, are fixed with the objective of minimizing photobleaching. The photobleaching is the loss of fluorescence intensity of sample emission due to the destruction of fluorescent substances by a intense lighting In particular, the step size λ is fixed between 5 and 40 nm, and the bandwidth is set from 360 to 800 nm. In another particular embodiment, performance and adjustment are They keep constant. The performance value ("gain value") modifies the amplification of the detected signal and, consequently, The brightness and contrast of the image change. Setting value ("offset value") defines a threshold value and therefore only those signals that are above the threshold value are detected and represented in the image. Finally, the length of Laser excitation wave is set to one or more of the following values: 351 nm (UV laser Ar), 364 nm (UV laser Ar), 458 nm (laser Ar), 476 nm (Ar laser), 488 nm (Ar laser), 514 nm (Ar laser), 543 nm (HeNe laser) and 633 nm (HeNe laser).

En otra realización, los datos de la muestra se procesan según algoritmos definibles que proporcionan gráficos de dos dimensiones de la media de la intensidad de fluorescencia versus las longitudes de onda de fluorescencia de emisión.In another embodiment, the sample data is processed according to definable algorithms that provide two-dimensional graphs of the average fluorescence intensity versus the emission fluorescence wavelengths.

El método de la presente invención proporciona la localización in vivo y en tres dimensiones de cada comunidad y el análisis directo de los pigmentos fluorescentes de una célula individual in situ, en muestras intactas gruesas. La relación entre estas dos determinaciones permite la identificación de los pigmentos, la posterior identificación de los grupos y especies presentes en la muestra, y el conocimiento del estado fisiológico de cada organismo particular. En resumen, las principales mejoras conseguidas con el nuevo método son: (i) el análisis de píxels fluorescentes individuales o múltiples; (ii) la localización 3D in vivo; (iii) el análisis directo in situ de pigmentos fluorescentes de una única célula en muestras gruesas sin aislamiento previo; (iv) el establecimiento de la relación entre las propiedades fluorescentes y la posición dentro del ensamblaje microbiano específico; (v) la posible aplicación de ocho longitudes de onda de excitación para obtener espectros de una única célula, proporcionando una detección de alta resolución y una detallada información de la muestra; (vi) el acceso rápido a información estadística sobre el número de células y las propiedades espectrales de una comunidad; (vii) la discriminación de las células con señales fluorescentes particulares dentro de la colonia y la correlación con los estados individuales de las células; y (viii) la libre elección de la longitud de onda de emisión, que permite el descubrimiento de nuevas señales de pigmentos.The method of the present invention provides the in vivo and three-dimensional localization of each community and the direct analysis of the fluorescent pigments of an individual cell in situ , in thick intact samples. The relationship between these two determinations allows the identification of the pigments, the subsequent identification of the groups and species present in the sample, and the knowledge of the physiological state of each particular organism. In summary, the main improvements achieved with the new method are: (i) the analysis of single or multiple fluorescent pixels; (ii) 3D location in vivo ; (iii) direct in situ analysis of single-cell fluorescent pigments in thick samples without prior isolation; (iv) establishing the relationship between fluorescent properties and the position within the specific microbial assembly; (v) the possible application of eight excitation wavelengths to obtain spectra of a single cell, providing high resolution detection and detailed sample information; (vi) rapid access to statistical information on the number of cells and the spectral properties of a community; (vii) discrimination of cells with particular fluorescent signals within the colony and correlation with individual cell states; and (viii) the free choice of the emission wavelength, which allows the discovery of new pigment signals.

A lo largo de la descripción y las reivindicaciones la palabra "comprende" y sus variantes no pretenden excluir otras características técnicas, aditivos, componentes o pasos. El resumen de esta solicitud se incorpora aquí como referencia. Para los expertos en la materia, otros objetos, ventajas y características de la invención se desprenderán en parte de la descripción y en parte de la práctica de la invención. Las siguientes realizaciones particulares y figuras se proporcionan a modo de ilustración, y no se pretende que sean limitativas de la presente invención.Throughout the description and the claims the word "comprises" and its variants not they intend to exclude other technical characteristics, additives, components or steps. The summary of this application is incorporated here as reference. For those skilled in the art, other objects, advantages and features of the invention will be partly detached of the description and in part of the practice of the invention. The following particular embodiments and figures are provided to mode of illustration, and are not intended to be limiting of the present invention

Breve descripción de los dibujosBrief description of the drawings

La Fig 1. muestra el análisis espectrofotométrico del biofilm BF1 in vivo de la catacumba romana de St. Callistus. La Fig. 1A. muestra la proyección 3D pseudocolor de foco extendido en planos x-y y la vista ortogonal en la dirección z del biofilm (49 secciones ópticas). En las Figs. 1B-D. se representan los perfiles espectrales in vivo derivados de \lambda_{exc} de 488, 514 y 543 nm, y el error estándar (n = 5 células).Fig 1. shows the spectrophotometric analysis of the biofilm BF1 in vivo of the Roman catacomb of St. Callistus. Fig. 1A. shows the extended pseudocolor 3D projection in xy planes and the orthogonal view in the z-direction of the biofilm (49 optical sections). In Figs. 1B-D. in vivo spectral profiles derived from λ exc of 488, 514 and 543 nm, and the standard error (n = 5 cells) are represented.

La Fig 2. muestra el análisis espespectrofotométrico del biofilm BF2 in vivo de la catacumba romana Domitilla. La Fig. 2A. muestra la proyección 3D pseudocolor de foco extendido en planos x-y y la vista ortogonal en la dirección z del biofilm (66 secciones ópticas). En las Figs. 2B-D. se representan los perfiles espectrales in vivo derivados de \lambda_{exc} de 488, 514 y 543 nm, y el error estándar (n = 5 células).Fig 2. shows the spectrophotometric analysis of the biofilm BF2 in vivo of the Roman catacomb Domitilla. Fig. 2A. shows the extended pseudocolor 3D projection of focus in xy planes and the orthogonal view in the z-direction of the biofilm (66 optical sections). In Figs. 2B-D. in vivo spectral profiles derived from λ exc of 488, 514 and 543 nm, and the standard error (n = 5 cells) are represented.

Exposición detallada de modos de realizaciónDetailed statement of embodiments Funcionamiento del aparato CISCIS device operation

Se llevó a cabo el análisis CSLM con un microscopio Leica TCS-SP2 (Leica Microsystems Heidelberg GmbH, Manheim, Alemania) usando cualquiera de los objetivos Plan-Apochromatic 63x (NA 1.32, aceite) o 100x (NA 1.4, aceite) (intervalo de aumento 1-4). El barrido espectral se realizó usando las líneas de 351 y 364 nm de un láser UV de Ar; las líneas 458, 476, 488 y 514 nm de un láser de Ar; la línea 543 nm de un láser de HeNe verde y la línea 633 nm de un láser de HeNe rojo. El Leica TCS-SP2 usa una detección espectrofotométrica que permite al sistema realizar diferentes barridos desde 360 a 800 nm del espectro utilizando una rendija motorizada situada delante del fotomultiplicador. Aunque el aparato CIS podría adquirir imágenes espectrales de 5 nm de tamaño de paso entre 360-800 nm, cada secuencia de imágenes (es decir, el barrido espectral o la función "lambda-scan" del sistema) se obtuvo mediante el barrido de la misma sección óptica x-y usando como tamaño de paso 20 nm para la detección (coordenada \lambda de un conjunto de datos x-y-\lambda) para evitar el fotoblanqueo. La detección de la emisión se colocó 4-9 nm más lejos de la longitud de onda de excitación para evitar reflejos del haz de láser.The CSLM analysis was carried out with a Leica TCS-SP2 microscope (Leica Microsystems Heidelberg GmbH, Manheim, Germany) using any of the Plan-Apochromatic 63x lenses (NA 1.32, oil) or 100x (NA 1.4, oil) (increase range 1-4). Spectral scanning was performed using the 351 and 364 nm lines. of an Ar UV laser; lines 458, 476, 488 and 514 nm of a laser of Ar; the 543 nm line of a green HeNe laser and the 633 nm line of a red HeNe laser. The Leica TCS-SP2 uses a spectrophotometric detection that allows the system to perform different sweeps from 360 to 800 nm of the spectrum using a motorized slit located in front of the photomultiplier. Although the CIS device could acquire spectral images of 5 nm in size step between 360-800 nm, each sequence of images (i.e. spectral scan or function "lambda-scan" system) was obtained by scanning the same x-y optical section using as 20 nm step size for detection (coordinate λ of a data set x-y- \ lambda) to avoid photobleaching The emission detection was placed 4-9 nm farther from the wavelength of excitation to avoid reflections of the laser beam.

Los barridos se realizaron utilizando como filtro separador del haz, el filtro substrato (para UV) o el filtro dicroico triple (488/543/633). La serie de datos x, y, \lambda. fue adquirida en la posición z en la que la fluorescencia era máxima. Se midió el ruido de fondo en áreas sin muestra y, después, se usó para corregir los espectros primarios en las secciones finas. El láser impactaba perpendicularmente en la muestra y, para evitar la interferencia con la radiación de fondo (luz en el laboratorio o luz de fuentes de excitación), las imágenes se captaron en la oscuridad. El rendimiento y el contraste eran los mismos para cada campo en cada longitud de onda de excitación y no se alteraron a lo largo del proceso de barrido.The sweeps were performed using as a filter beam separator, substrate filter (for UV) or filter triple dichroic (488/543/633). The data series x, y, λ. it was acquired in the z position where the fluorescence was maximum Background noise was measured in areas without sample and then it was used to correct the primary spectra in the sections fine The laser impacted perpendicularly on the sample and, to avoid interference with background radiation (light in the laboratory or light sources of excitation), the images are They got in the dark. The performance and contrast were the same for each field in each excitation wavelength and not were altered throughout the scanning process.

Análisis de fluorescenciaFluorescence analysis

De los datos anteriores, la intensidad media de fluorescencia ("mean fluorescence intensity", MFI) de las series de datos x-y-\lambda. se obtuvo usando el software Leica Confocal, versión 2.0. Se utilizó la función región de interés ("region of interest", ROI) del software para determinar la señal espectral de una área seleccionada de la imagen captada. Una ROI también puede especificarse para determinar el espectro de cada muestra y el software presenta la intensidad media de todos los píxels dentro de la ROI versus la longitud de onda. Para las soluciones de los pigmentos, se analizaron ROIs de 1000 \mum^{2} (n = 10 regiones). Para el análisis de los biofilms, se fijaron ROIs de 1 \mum^{2}, tomadas de la región fluorescente del tilacoide dentro de la célula, en cada serie de imágenes x-y-\lambda. Se obtuvieron barridos espectrales (lambdascans) de biofilms (n = 5 células por cada especie presente en el biofilm) para cada longitud de onda de excitación (\lambda_{exc}) en por lo menos tres experimentos independientes. Se procesaron los datos numéricos con Microsoft Excel® 97 ó 2000. Se calculó la media y el error estándar, para todas las regiones o células examinadas en cada \lambda_{exc}. Los máximos de los pigmentos correspondieron a su intervalo de dispersión en las diferentes \lambda_{exc}.From the above data, the mean fluorescence intensity ("MFI") of the data series x and -. It was obtained using Leica Confocal software, version 2.0. The region of interest (ROI) function of the software was used to determine the spectral signal of a selected area of the captured image. An ROI can also be specified to determine the spectrum of each sample and the software presents the average intensity of all pixels within the ROI versus the wavelength. For pigment solutions, ROIs of 1000 µm 2 (n = 10 regions) were analyzed. For the analysis of the biofilms, ROIs of 1 [mu] 2, taken from the fluorescent region of the thylakoid within the cell, were fixed in each series of xy- [lambda] images. Spectral scans (lambdascans) of biofilms (n = 5 cells for each species present in the biofilm) were obtained for each excitation wavelength (λ exc) in at least three independent experiments. The numerical data was processed with Microsoft Excel® 97 or 2000. The mean and standard error were calculated for all regions or cells examined in each λ exc. The maximums of the pigments corresponded to their dispersion range in the different λ exc.

Calibraciones mediante pigmentos purosCalibrations using pure pigments

Los pigmentos extraídos muestran variaciones en los espectros de fluorescencia cuando se comparan con los pigmentos in vivo, por eso se realizó un control con pigmentos puros para compararlos con los estudios publicados.The pigments extracted show variations in the fluorescence spectra when compared with the pigments in vivo , so a control with pure pigments was performed to compare them with the published studies.

Los pigmentos liposolubles, clorofilas (Chls) a y b, obtenidas de Spinacia oleracea y la xantofila (Xant) de Medicago sativa (Sigma, St. Louis, MO, EE.UU.) se disolvieron en etanol puro. Los pigmentos hidrosolubles como R-ficoeritrina (R-PE) de Porphyra tenera y C-ficocianina (C-PE) de Spirulina sp. se disolvieron en agua destilada filtrada. La solución patrón de aloficocianina-XL (APC-XL) de Mastigocladus laminosus estaba disuelta en sulfato de amonio (60%) y fosfato de potasio (el pH = 7) (Sigma-Aldrich) con una concentración final de 38 mM. Cuatrocientos \mul de cada solución del pigmento a una concentración final de 1 mg/ml se transfirieron a cámaras de 8 pocillos con fondo de vidrio (Nunc Laboratorio-Tek™, Nalge Nunc International, Roskilde, Dinamarca).The fat-soluble pigments, chlorophylls (Chls) a and b , obtained from Spinacia oleracea and xanthophyll (Xant) from Medicago sativa (Sigma, St. Louis, MO, USA) were dissolved in pure ethanol. Water-soluble pigments such as R-phycoerythrin (R-PE) from Porphyra tenera and C-phycocyanin (C-PE) from Spirulina sp. they were dissolved in filtered distilled water. The allophycocyanin-XL (APC-XL) standard solution of Mastigocladus laminosus was dissolved in ammonium sulfate (60%) and potassium phosphate (pH = 7) (Sigma-Aldrich) with a final concentration of 38 mM. Four hundred µl of each pigment solution at a final concentration of 1 mg / ml was transferred to 8-well glass bottom chambers (Nunc Laboratorio-Tek ™, Nalge Nunc International, Roskilde, Denmark).

Los espectros de los pigmentos puros (Tabla 1) se correlacionaron bien con los espectros publicados de pigmentos extraídos. Los datos son la media \pm error estándar (n = 10 regiones) a partir de tres experimentos independientes llevados a cabo en las mismas condiciones experimentales. El asterisco significa presencia de un hombro. Los intervalos de emisión máxima de la Chl a (672.4 \pm 2.9 nm) y la Chl b (662.4 \pm 2.1 nm) se solaparon parcialmente. El máximo de fluorescencia de C-PE se localizó alrededor de 577.2 \pm 2.2 nm, con un hombro alrededor de 660.1 \pm 3 nm. Este hombro podría corresponder a otra ficobiliproteina contaminante presente en el estándar. El pico de fluorescencia máxima de C-PC, localizado a 656.1 \pm 4.3 nm, parecía ligeramente desplazado con respecto a las referencias publicadas. Sin embargo, se reflejan cambios en el máximo de fluorescencia de la C-PC en la literatura, dependiendo del método de extracción utilizado. La C-PC extraída de biomasa fresca mostró un gran máximo a 615 nm mientras que en las muestras secas se observó un máximo adicional a 652 nm.The pure pigment spectra (Table 1) correlated well with the published spectra of extracted pigments. The data are the mean ± standard error (n = 10 regions) from three independent experiments carried out under the same experimental conditions. The asterisk means presence of a shoulder. The maximum emission ranges of Chl a (672.4 ± 2.9 nm) and Chl b (662.4 ± 2.1 nm) partially overlapped. The maximum C-PE fluorescence was located around 577.2 ± 2.2 nm, with a shoulder around 660.1 ± 3 nm. This shoulder could correspond to another contaminant phycobiliprotein present in the standard. The peak C-PC peak fluorescence, located at 656.1 ± 4.3 nm, appeared slightly offset from published references. However, changes in the maximum fluorescence of the C-PC are reflected in the literature, depending on the extraction method used. The C-PC extracted from fresh biomass showed a great maximum at 615 nm while in the dry samples an additional maximum was observed at 652 nm.

TABLA 1TABLE 1 \lambda_{max} y hombros para diferentes pigmentos puros mediante espectrofotometría de imagen confocal en todas las \lambda_{exc}λ max and shoulders for different pigments pure by confocal imaging spectrophotometry in all \ lambda_ {exc}

1one

Tanto la C-PC como la Xant presentaron una débil fluorescencia como ya era conocido. Mientras la débil fluorescencia de la Xant era de esperar porque la principal ruta de desexcitación ocurre a través de la transición al estado del triplete, que no es fluorescente, no se pudo explicar la razón para esta baja fluorescencia en la C-PC pura. El máximo de fluorescencia para la aloficocianina-entrecruzada (APC-XL) estaba a 676.2 \pm 2.4 nm. La estructura especial de APC-XL, que impedía la disociación de la molécula en soluciones diluidas, probablemente afectó al máximo de emisión y no pudo relacionarse con el material de campo. Por otro lado, este máximo coincidía con un tipo específico de APC previamente descrita. Otras formas de baja energía comunes de APC tienen el máximo de fluorescencia cerca de 680 nm, que es similar a la emisión de los ficobilisomas intactos mientras que la APC de las cianobacterias presentó un máximo de emisión a 660 nm.Both the C-PC and the Xant They had a weak fluorescence as was known. While the weak fluorescence of the Xant was expected because the main de-excitation route occurs through the transition to triplet status, which is not fluorescent, could not explain the reason for this low fluorescence in pure C-PC. The maximum fluorescence for the allophycocyanin-crosslinked (APC-XL) It was at 676.2 ± 2.4 nm. The special structure of APC-XL, which prevented the dissociation of the molecule in diluted solutions probably affected the maximum emission and not could relate to the field material. On the other hand, this maximum matched a specific type of APC previously described. Other common low energy forms of APC have the maximum fluorescence near 680 nm, which is similar to the emission of intact phycobilisomas while the APC of Cyanobacteria had a maximum emission at 660 nm.

Preparación y análisis de biofilmsPreparation and analysis of biofilms

Los biofilms están constituidos por poblaciones o comunidades de microorganismos que se adhieren a superficies ambientales. Estos microorganismos normalmente están inmersos en un polisacárido extracellular que ellos mismos sintetizan. Se seleccionaron dos biofilms aerofíticos en las observaciones de CSLM para probar el método con comunidades naturales complejas. Los biofilms, que fueron descritos y identificados, contenían diferentes grupos filogenéticos (Cyanobacteria y Bacillariophyta). El primer biofilm (BF1), obtenido de la catacumba de St. Callistus (Roma, Italia), estaba formado principalmente por Scytonema julianum y Leptolyngbya sp. El segundo biofilm (BF2), obtenido de la catacumba Domitilla (Roma, Italia), estaba formado por la Bacillariophyta Diadesmis gallica y una cianobacteria no identificada del grupo de las Chroococcales. Ambos biofilms se obtuvieron de superficies iluminadas artificialmente. Se separaron los fragmentos de biofilms de sus substratos (yeso, mortero o espeleotemas) o, raramente, se tomaron junto con pequeños pedazos de su soporte. Los biofilms se mantuvieron en una capa de 2 mm de 10% de medio BG11 agarizado (1%, Merck), y se procesaron durante la primera semana. Los biofilms y cultivos se montaron en cámaras con fondo de vidrio Nunc Lab-Tek™. Las muestras se procesaron a temperatura ambiente en la oscuridad.Biofilms are made up of populations or communities of microorganisms that adhere to environmental surfaces. These microorganisms are normally immersed in an extracellular polysaccharide that they synthesize themselves. Two aerophytic biofilms were selected in the CSLM observations to test the method with complex natural communities. The biofilms, which were described and identified, contained different phylogenetic groups (Cyanobacteria and Bacillariophyta). The first biofilm (BF1), obtained from the catacomb of St. Callistus (Rome, Italy), was mainly formed by Scytonema julianum and Leptolyngbya sp . The second biofilm (BF2), obtained from the Domitilla catacombs (Rome, Italy), was formed by the Bacillariophyta Diadesmis gallica and an unidentified cyanobacterium from the Chroococcales group. Both biofilms were obtained from artificially illuminated surfaces. The biofilm fragments were separated from their substrates (plaster, mortar or speleothems) or, rarely, taken together with small pieces of their support. The biofilms were maintained in a 2 mm layer of 10% agarized BG11 medium (1%, Merck), and processed during the first week. Biofilms and cultures were mounted in Nunc Lab-Tek ™ glass bottom chambers. The samples were processed at room temperature in the dark.

Las imágenes de foco extendido ("extended focus", es decir, la imagen se divide en tres marcos que representan la proyección de intensidad máxima de fluorescencia para los planos x-y, x-z e y-z) de los dos biofilms estratificados mostraron una distribución diferencial de los microorganismos en profundidad en el biofilm (Fig. 1A y 2A). Se muestran los espectros de emisión para 488, 514 y 543 nm de \lambda_{exc} para cada biofilm (Fig. 1 B-D y 2B-D).Extended focus images ("extended focus ", that is, the image is divided into three frames that represent the projection of maximum fluorescence intensity for the x-y, x-z e planes and -z) of the two stratified biofilms showed a differential distribution of microorganisms in depth in the biofilm (Fig. 1A and 2A). The emission spectra are shown for 488, 514 and 543 nm of λ exc for each biofilm (Fig. 1 B-D and 2B-D).

La Fig. 1A muestra una proyección 3D pseudocolor de foco extendido en planos x-y y ortogonal en la dirección z del biofilm (49 secciones ópticas). La imagen representa la autofluorescencia máxima emitida en el intervalo de 590-775 nm cuando se excitó a 543 nm. El volumen bajo observación fue de 465.03 x 465.03 x 398.73 \mum^{3}. Paso en z: 0.4 \mum. Factor de aumento: 1. Grosor: 19.54 \mum. Las Figs. 1B-D muestran los perfiles espectrales in vivo derivados de 488, 514 y 543 nm \lambda_{exc} y el error estándar (n = 5 células). MFI significa intensidad media de fluorescencia. Las diferencias obtenidas en los perfiles de fluorescencia de emisión obtenidos en el biofilm indicaban la presencia de diferentes especies de cianobacterias. Leptolyngbya sp. se representa con una línea continua y Scytonema julianum con una línea discontínua. Factor de aumento: 2.Fig. 1A shows a 3D projection pseudocolor of extended focus in xy and orthogonal planes in the z direction of the biofilm (49 optical sections). The image represents the maximum autofluorescence emitted in the range of 590-775 nm when excited at 543 nm. The volume under observation was 465.03 x 465.03 x 398.73 µm3. Z step: 0.4 µm. Magnification factor: 1. Thickness: 19.54 µm. Figs. 1B-D show the in vivo spectral profiles derived from 488, 514 and 543 nm λ exc and the standard error (n = 5 cells). MFI means average fluorescence intensity. The differences obtained in the emission fluorescence profiles obtained in the biofilm indicated the presence of different species of cyanobacteria. Leptolyngbya sp. It is represented with a continuous line and Scytonema julianum with a discontinuous line. Magnification factor: 2.

Según los datos obtenidos, en el biofilm BF1, los filamentos delgados de Leptolyngya sp. se orientaron horizontalmente encima del ancho Scytonema julianum (Fig. 1A). Ambas cianobacterias tenían un \lambda_{max} a 658.4 \pm 3 nm amplio, del solapamiento de la Chl a y las ficobiliproteinas (Fig. 1B-D). Además, Leptolyngybya sp., pero no S. julianum, presentó un pico de emisión (579.7 \pm 3.8 nm) atribuible a la presencia de C-PE (Fig. 2B-D).According to the data obtained, in the biofilm BF1, the thin filaments of Leptolyngya sp. they were oriented horizontally above the width Scytonema julianum (Fig. 1A). Both cyanobacteria had a broad λ max at 658.4 ± 3 nm, overlapping Chl a and phycobiliproteins (Fig. 1B-D). In addition, Leptolyngybya sp., But not S. julianum , presented an emission peak (579.7 ± 3.8 nm) attributable to the presence of C-PE (Fig. 2B-D).

La Fig. 2A muestra secciones ópticas a 66 x-y del biofilm estratificado, que consiste en dos estratos, la capa superior compuesta por colonias de Diadesmis gallica y la capa inferior formadas por colonias de Chroococcales. El volumen bajo observación fue de 75.82 x 75.82 x 98.51 \mum^{3}. Paso en z: 0.1 \mum. Factor de aumento: 3.86. Grosor: 6.6 µm. La imagen representa la autofluorescencia máxima emitida en el intervalo de 590-775 nm cuando se excitó a 543 nm. Las Figs. 2B-D muestran los perfiles espectrales in vivo derivados de \lambda_{exc} de 488, 514 y 543 nm, y el error estándar (n = 5 células). La diferencia de los perfiles de emisión obtenidos en el biofilm indican la presencia de grupos diferentes de algas y cianobacterias. Chroococcal se representa con una línea continua y Diadesmis gallica con una línea discontínua. En este biofilm se observó una gran disminución de fluorescencia en la \lambda_{exc} 543 nm, atribuible al fotoblanqueo después de sucesivos barridos espectrales. Factor de aumento: 2.Fig. 2A shows 66 xy optical sections of the stratified biofilm, which consists of two strata, the upper layer composed of colonies of Diadesmis gallica and the lower layer formed by colonies of Chroococcales. The volume under observation was 75.82 x 75.82 x 98.51 µm3. Z step: 0.1 \ mum. Magnification factor: 3.86. Thickness: 6.6 µm. The image represents the maximum autofluorescence emitted in the range of 590-775 nm when excited at 543 nm. Figs. 2B-D show the in vivo spectral profiles derived from λ exc of 488, 514 and 543 nm, and the standard error (n = 5 cells). The difference in the emission profiles obtained in the biofilm indicates the presence of different groups of algae and cyanobacteria. Chroococcal is represented with a continuous line and Galician Diadesmis with a discontinuous line. In this biofilm a large decrease in fluorescence was observed in the λ exc 544 nm, attributable to photobleaching after successive spectral scans. Magnification factor: 2.

El análisis CSLM reveló dos capas en el biofilm BF2: Diadesmis gallica (Bacillariophyta) estaba principalmente concentrada en la parte superior del biofilm mientras la Chroococcal no identificada formaba una capa discontinua en la parte inferior (Fig. 2A). D. gallica de 3 \mum de diámetro, presentó menos fluorescencia que la cianobacteria. Su \lambda_{max}, a 676.2 \pm 5 nm (Fig. 2B-D), no coincidía con la \lambda_{max} de los otros grupos debido a la presencia de Chl c. Para evitar el fotoblanqueo, causado cuando estas células fueron excitadas consecutivamente con diferente \lambda_{exc}, se usaron diferentes campos ópticos para obtener los espectros de emisión en todas las \lambda_{exc}. La Chroococcal no identificada presentó la misma forma espectral que Leptolyngbya sp.The CSLM analysis revealed two layers in the biofilm BF2: Diadesmis gallica (Bacillariophyta) was mainly concentrated in the upper part of the biofilm while the unidentified Chroococcal formed a discontinuous layer in the lower part (Fig. 2A). D. gallica , 3 µm in diameter, showed less fluorescence than cyanobacteria. Its λ max, at 676.2 ± 5 nm (Fig. 2B-D), did not match the λ max of the other groups due to the presence of Chl c . To avoid photobleaching, caused when these cells were consecutively excited with different λ exc, different optical fields were used to obtain the emission spectra in all λ exc. Unidentified Chroococcal presented the same spectral form as Leptolyngbya sp.

La Tabla 2 muestra los resultados de la emisión de fluorescencia adquirida de los biofilms después de la excitación a cuatro longitudes de onda (\lambda_{exc}) (351, 488, 514 y 543 nm). Cada valor \lambda_{max} se obtuvo a partir de 5 células.Table 2 shows the emission results of fluorescence acquired from biofilms after excitation at four wavelengths (λ exc)) (351, 488, 514 and 543 nm). Each value \ lambda_ {max} was obtained from 5 cells.

TABLA 2TABLE 2 Comparación de \lambda_{max} para cada \lambda_{exc} de los dos biofilms aerofíticosComparison of \ lambda_ {max} for each λ exc of the two aerophytic biofilms

22

Diferencias en la intensidad media de fluorescencia (MFI)Differences in mean fluorescence intensity (MFI)

En los biofilms, las cianobacterias presentaron la mayor MFI en el intervalo 640-740 nm a cualquiera de las \lambda_{exc} cuando se comparan con las Bacillariophyta (Fig. 1B-D y 2B-D). Las cianobacterias también presentaron una alta MFI a 577-580 nm \lambda_{max}, debido a la C-PE.In the biofilms, the cyanobacteria presented the highest MFI in the range 640-740 nm at any of the \ lambda_ {exc} when compared to Bacillariophyta (Fig. 1B-D and 2B-D). The cyanobacteria also presented a high MFI at 577-580 nm λ max, due to the C-PE.

Cada pigmento fotosintético presente en las especies absorbe la luz de una cierta longitud de onda, pero en general, los pigmentos captan fotones de un amplio intervalo de longitudes de onda cuando se excitan a las longitudes de onda de 351-633 nm. Sólo en el 364 nm (UV) y el 458 nm (azul) \lambda_{exc} se observó una respuesta de emisión más pequeña en todos los microorganismos. En el caso de las cianobacterias, esto indica que la eficiencia mínima de los fotorreceptores está en 430-460 nm.Each photosynthetic pigment present in the species absorbs light of a certain wavelength, but in In general, pigments capture photons from a wide range of wavelengths when excited at the wavelengths of 351-633 nm. Only at 364 nm (UV) and 458 nm (blue) \ lambda_ {exc} one more emission response was observed Small in all microorganisms. In the case of cyanobacteria, this indicates that the minimum efficiency of photoreceptors is at 430-460 nm.

Claims (11)

1. Método no invasivo para el análisis de una muestra utilizando un microscopio láser confocal de barrido acoplado a un detector espectrofotómetro que comprende los pasos de:1. Non-invasive method for the analysis of a sample using a scanning confocal laser microscope coupled to a spectrophotometer detector comprising the steps from: (i) seleccionar una área particular de la muestra;(i) select a particular area of the sample; (ii) obtener imágenes de barrido espectral de la fluorescencia de emisión proveniente del área de muestra seleccionada a unos ajustes del sistema seleccionados; y(ii) obtain spectral scan images of the emission fluorescence from the sample area selected at selected system settings; Y (iii) procesar dichas imágenes de barrido espectral según algoritmos definibles para obtener un espectro de fluorescencia de emisión de dicha área;(iii) process said scan images spectral according to definable algorithms to obtain a spectrum of emission fluorescence of said area; donde la muestra emite fluorescencia bajo una excitación láser, sin ningún marcaje previo.where the sample emits fluorescence under a Laser excitation, without any previous marking. 2. Método según la reivindicación 1, donde las imágenes de barrido espectral son imágenes x-y-\lambda.2. Method according to claim 1, wherein spectral scan images are images x-y- \ lambda. 3. Método según cualquiera de las reivindicaciones 1-2, donde el área seleccionada corresponde sustancialmente a una única célula.3. Method according to any of the claims 1-2, wherein the selected area It corresponds substantially to a single cell. 4. Método según cualquiera de las reivindicaciones 1-2, donde el área seleccionada comprende al menos un píxel de organismos fototróficos.4. Method according to any of the claims 1-2, wherein the selected area It comprises at least one pixel of phototrophic organisms. 5. Método según la reivindicación 4, donde los organismos fototróficos se seleccionan del grupo que consiste en plantas, algas, cianobacterias y sus mezclas.5. Method according to claim 4, wherein the phototrophic organisms are selected from the group consisting of plants, algae, cyanobacteria and their mixtures. 6. Método según cualquiera de las reivindicaciones 1-2, donde los ajustes del sistema se seleccionan para minimizar el fotoblanqueo.6. Method according to any of the claims 1-2, wherein the system settings are selected to minimize photobleaching. 7. Método según la reivindicación 6, donde el tamaño de paso \lambda se fija entre 5 y 40 nm, y la anchura de banda se fija desde 360 a 800 nm.7. Method according to claim 6, wherein the passage size λ is set between 5 and 40 nm, and the width of band is set from 360 to 800 nm. 8. Método según cualquiera de las reivindicaciones 1-2, donde el rendimiento y el contraste se mantienen constantes.8. Method according to any of the claims 1-2, wherein the performance and the Contrast remain constant. 9. Método según cualquiera de las reivindicaciones 1-2, donde la longitud de onda de excitación láser se fija en uno o más de los siguientes valores: 351 nm (láser UV Ar), 364 nm (láser UV Ar), 458 nm (láser Ar), 476 nm (láser Ar), 488 nm (láser Ar), 514 nm (láser Ar), 543 nm (láser HeNe) y 633 nm (láser HeNe).9. Method according to any of the claims 1-2, wherein the wavelength of Laser excitation is set to one or more of the following values: 351  nm (UV laser Ar), 364 nm (UV laser Ar), 458 nm (Ar laser), 476 nm (Ar laser), 488 nm (Ar laser), 514 nm (Ar laser), 543 nm (laser HeNe) and 633 nm (HeNe laser). 10. Método según cualquiera de las reivindicaciones 1-2, donde los algoritmos del paso (iii) proporcionan gráficos de dos dimensiones de la media de la intensidad de fluorescencia versus las longitudes de onda de fluorescencia de emisión.10. Method according to any of claims 1-2, wherein the algorithms of step (iii) provide two-dimensional graphs of the average fluorescence intensity versus the emission fluorescence wavelengths. 11. Método según cualquiera de las reivindicaciones 1-2, donde la muestra tiene un grosor igual o menor que el grosor límite de detección del microscopio láser confocal de barrido utilizado.11. Method according to any of the claims 1-2, wherein the sample has a thickness equal to or less than the detection thickness of the Scanning confocal laser microscope used.
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