ES2201490T3 - Anticuerpos igg1 reactivos con la superficie de oocistos de cryptosporidium. - Google Patents
Anticuerpos igg1 reactivos con la superficie de oocistos de cryptosporidium.Info
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Abstract
La invención se refiere a un procedimiento para producir anticuerpos de la subclase IgG1 reactivos con la superficie del Crystosporidiun oocysts, el procedimiento comprende: (a) separar al menos una parte de la pared del Crystosporidiun oocysts de las esporozoitas internas para formar una preparación oocysts-pared; (b) tratar la preparación oocysts-pared separada para obtener una preparación oocysts antígena capaz de producir una respuesta inmune del IgG1 detectable en un animal, sobre la superficie del Crystosporidiun oocysts; (c) inmunizar a un animal con la preparación del antígeno de oocysts para que manifieste una respuesta inmune IgG1 en el animal; y (d) obtener del animal anticuerpos IgG1 que reaccionen con la superficie del Crystosporidiun oocysts. Los anticuerpos IgG1 reaccionan sobre la superficie del Crystosporidiun oocysts.
Description
Anticuerpos IgG1 reactivos con la superficie de
oocistos de Cryptosporidium.
La presente invención se refiere a anticuerpos
contra Cryptosporidium y a métodos para inducir anticuerpos
específicos contra Cryptosporidium adecuados en animales.
El parásito protozoario Cryptosporidium se
encuentra entre los patógenos más comunes responsables de las
diarreas en los seres humanos. La infección se produce cuando
nuevos hospedadores ingieren oocistos de Cryptosporidium
difundidos en las heces de individuos infectados. Recientemente, se
han producido varios brotes grandes de criptosporidiosis en los que
se ha identificado el agua que se bebe como fuente de infección.
Ciertos estudios han demostrado que muchos suministros de agua
superficial están contaminados con oocistos de
Cryptosporidium.
Los métodos de laboratorio usados para detectar
Cryptosporidium a menudo implican el uso de anticuerpos
contra este organismo. Los métodos típicos usados para analizar
muestras de agua con respecto a la presencia de este organismo
incluyen microscopía y citometría o una combinación de estas
técnicas. Los métodos de citometría de flujo implican la tinción de
muestras con un anticuerpo monoclonal marcado con fluorescencia
específico para la superficie de los oocistos de
Cryptosporidium y después el análisis con un citómetro de
flujo clasificador. Las partículas con las características de
fluorescencia y dispersión de luz de los oocistos de
Cryptosporidium se clasifican sobre un portaobjetos de
microscopio y se examinan manualmente usando microscopía de
epifluorescencia para confirmar su identidad como oocistos. Esta
etapa de confirmación es necesaria porque, con un solo anticuerpo,
el citómetro no puede distinguir los oocistos de las demás
partículas presentes en las muestras de agua. Las partículas que el
citómetro puede identificar de forma errónea como oocistos son
partículas autofluorescentes tales como algas o partículas que no
se unen específicamente al anticuerpo específico para los
oocistos.
Se dispone de citómetros de flujo solo para
análisis que son fáciles de utilizar y relativamente baratos. Estos
citómetros no pueden realizar la clasificación. Para permitir la
detección de oocistos de Cryptosporidium usando un citómetro
sólo de análisis, la discriminación conseguida por el citómetro
debe mejorarse de forma que no se identifiquen erróneamente como
oocistos las partículas que no son oocistos. Los presentes
inventores han demostrado previamente que es posible detectar un
solo microorganismo específico en muestras de agua turbia con un
citómetro de análisis si el microorganismo se marca con dos
anticuerpos diferentes.
Desafortunadamente, los anticuerpos para
Cryptosporidium disponibles actualmente no son ideales
debido a su adherencia y existe la necesidad de anticuerpos más
específicos y reactivos para la superficie de oocistos de
Cryptosporidium. Se usan anticuerpos monoclonales (mAb) que
son específicos para la superficie de oocistos de
Cryptosporidium para detectar Cryptosporidium en
muestras clínicas y ambientales. Todos los mAb disponibles que se
unen a la superficie de los oocistos de Cryptosporidium son
de las subclases de inmunoglobulina M (IgM) o IgG3. Serían
preferibles anticuerpos monoclonales de la subclase IgG1 porque
normalmente muestran menos unión no específica. Tales mAb serían más
adecuados en los métodos usados actualmente para la detección e
identificación de Cryptosporidium. Desafortunadamente, los
intentos previos de los trabajadores en el campo de producir
anticuerpos monoclonales IgG1 contra la superficie de oocistos de
Cryptosporidium no han sido satisfactorios o no se han
comprobado (Smith, 1994; MacDonald et al., 1991). En
general, se considera que debido a las características antigénicas
de este organismo, esta clase de anticuerpo no se produce por
animales infectados o inmunizados (Smith, 1994).
En el documento WO 97/08204 presentado por los
presentes inventores, se crearon anticuerpos monoclonales contra
una serie de antígenos de oocistos de Cryptosporidium. Como
antígenos, se usaron oocistos enteros o exquistados que se
expusieron a diversos tratamientos. A partir de un total de ocho
fusiones que incluían la selección de varios miles de hibridomas,
sólo se identificó un hibridoma que era específico para la
superficie de los oocistos de Cryptosporidium. Este
anticuerpo monoclonal era de la subclase inmunológica IgM.
Los presentes inventores ahora han creado un
nuevo método que permite la producción de anticuerpos IgG1 contra
la superficie de oocistos de Cryptosporidium.
En un primer aspecto, la presente invención
consta de un método para producir anticuerpos de la subclase IgG1
reactivos con la superficie de oocistos de Cryptosporidium,
que comprende:
- (a)
- pretratar oocistos de Cryptosporidium con un reactivo para retirar la capa superficial de los oocistos para formar una preparación de antígenos de oocisto;
- (b)
- separar los oocistos de la preparación de antígenos para obtener una preparación de antígenos de oocistos separada capaz de inducir una respuesta inmune IgG1 detectable en un animal contra la superficie del oocisto;
- (c)
- inmunizar a un animal con la preparación de antígenos de oocisto separada para inducir una respuesta inmune IgG1 en el animal;
- (d)
- obtener a partir del animal anticuerpos IgG1 reactivos con la superficie de oocistos de Cryptosporidium.
Se apreciará que una vez que se ha estimulado una
respuesta inmune adecuada en un animal, por ejemplo en un ratón de
laboratorio, pueden generarse anticuerpos monoclonales de la
subclase IgG1 por medio de técnicas convencionales a partir de ese
animal.
En una realización preferida del primer aspecto
de la presente invención, el reactivo usado para preparar la
preparación de antígenos es un detergente, preferiblemente el
detergente dodecil sulfato sódico (SDS). Un pretratamiento adecuado
implica hervir los oocistos en presencia de SDS durante un período
de tiempo suficiente como para generar una preparación de antígenos
adecuada. Se ha descubierto que cuando se usa una concentración de
SDS del 0,5% (p/v), es particularmente adecuada la ebullición
durante 1 hora.
Otros reactivos adecuados incluyen urea,
detergentes tales como octoxinol, conocido como Triton
X-100 o nonident, enzimas tales como quitinasa,
agentes oxidantes tales como hipoclorito sódico, peryodato sódico u
ozono, y agentes reductores tales como mercaptoetanol y
1,1,1-tricloro-
2,2-bis[4-clorofenil]etano
(DDT).
El pretratamiento retira los antígenos de la
superficie del oocisto de una forma que permite la generación de
anticuerpos IgG1 cuando se inyectan en un animal.
El animal puede inmunizarse por cualquier técnica
adecuada para inducir una respuesta inmune en un animal. Con la
preparación de antígenos también pueden incluirse adyuvantes antes
de la inmunización del animal para promover una respuesta inmune
fuerte en el animal.
En una realización preferida adicional, la
preparación de antígenos también aumenta la producción de
anticuerpos IgM cuando se pone en un animal.
En un segundo aspecto, la presente invención
consta de un método para producir anticuerpos de la subclase IgG1
reactivos con la superficie de oocistos de Cryptosporidium,
comprendiendo el método:
- (a)
- separar al menos una porción de la pared de los oocistos de Cryptosporidium de los esporozoítos internos para formar una preparación de pared de oocistos;
- (b)
- tratar la preparación de pared de oocistos separada para obtener una preparación de antígenos de oocistos capaz de inducir una respuesta inmune IgG1 detectable en un animal contra la superficie del oocisto;
- (c)
- inmunizar a un animal con la preparación de antígenos de oocisto separada para inducir una respuesta inmune IgG1 en el animal; y
- (d)
- obtener a partir del animal anticuerpos IgG1 reactivos con la superficie de oocistos de Cryptosporidium.
Los presentes inventores han descubierto que para
obtener una preparación de antígenos de pared de oocisto adecuada,
la pared del oocisto debe separarse de los esporozoítos internos.
Parece ser que los antígenos de los esporozoítos internos son más
inmunodominantes que los antígenos de la pared del oocisto, y su
presencia en una preparación de antígenos puede enmascarar a los
antígenos de la pared del oocisto. Una preparación de antígenos
mezclados normalmente inducirá anticuerpos contra los antígenos del
esporozoíto.
La separación de la pared del oocisto del
esporozoíto interno (etapa (a)) puede conseguirse por cualquier
medio. Los presentes inventores han descubierto que es
particularmente adecuada la inducción de la exquistación del
oocisto seguida de una inmuno-separación de los
componentes de la pared. La separación también puede conseguirse
por medio del marcaje de la superficie de los oocistos enteros con
un ligando, tal como biotina, permitiendo la separación de los
fragmentos de la pared celular de los componentes internos por
reacción con un reactivo que reaccione con el ligando, tal como
avidina, sobre una matriz insoluble o sobre perlas. Sin embargo, se
apreciará que también serían adecuados otros métodos de separación
conocidos en la técnica. Los ejemplos incluyen centrifugación,
citometría de flujo, separación por gradiente de densidad,
precipitación, inmuno-marcaje, unión a ligandos,
marcaje con biotina y separación por avidina, y separación
cromatográfica.
No es necesario provocar la exquistación del
oocisto por procedimientos normales. Los oocistos pueden someterse
a ciclos de congelación-descongelación, por ejemplo,
para promover la separación inicial de la pared de los esporozoítos
internos. Además, el oocisto puede romperse físicamente por
aplastamiento, sonicación o trituración seguidas de separación.
La etapa de tratamiento (b) puede realizarse por
cualquier medio adecuado. En particular, los presentes inventores
han descubierto que la ruptura física de la pared celular puede
producir una buena preparación de antígenos. Esto puede realizarse
por cualquier medio, pero es bastante adecuado el uso de una
batidora de perlas.
El tratamiento retira los antígenos de la
superficie de la pared de oocisto de una forma que permita la
generación de anticuerpos IgG1 cuando se inyectan en un animal.
Se apreciará que una vez que se ha estimulado una
respuesta inmune adecuada en un animal, por ejemplo, en un ratón de
laboratorio, pueden generarse anticuerpos monoclonales de la
subclase IgG1 por técnicas convencionales a partir de ese
animal.
El animal puede inmunizarse por cualquier técnica
adecuada para inducir una respuesta inmune en un animal. También
pueden incluirse adyuvantes con la preparación de antígenos antes
de inmunizar al animal para promover una respuesta inmune fuerte en
el animal.
En otra realización preferida, la preparación de
antígenos también aumenta la producción de anticuerpos IgM cuando
se pone en un animal.
Como los presentes inventores han determinado
métodos que permiten la producción de anticuerpos IgG1 útiles
reactivos con la superficie de oocistos de Cryptosporidium,
se apreciará que ahora pueden producirse anticuerpos similares a
los producidos por los presentes inventores a partir de la
información y las enseñanzas proporcionadas en este documento.
En un tercer aspecto, la presente invención
consta de anticuerpos IgG1 aislados sustancialmente, reactivos con
la superficie de oocistos de Cryptosporidium, producidos por
el método de acuerdo con el primer o segundo aspectos de la presente
invención.
Preferiblemente, los anticuerpos son anticuerpos
monoclonales.
A lo largo de esta memoria descriptiva, a menos
que el contexto requiera otra cosa, se entenderá que el término
"comprender" o variaciones tales como "comprende" o "que
comprende" implica la inclusión de un elemento, número entero o
etapa, o grupo de elementos, números enteros o etapas indicados,
pero no la exclusión de ningún otro elemento, número entero o etapa
o grupo de elementos, números enteros o etapas.
Para que la presente invención pueda entenderse
más claramente, las formas preferidas se describirán haciendo
referencia a los siguientes ejemplos y a los dibujos adjuntos.
La figura 1 muestra la comparación de anticuerpos
monoclonales para teñir oocistos en muestras de agua.
La figura 2 muestra el análisis citométrico de
flujo de oocistos de Cryptosporidium sembrados en un
concentrado de agua compuesta. La población de oocistos
fluorescentes se separa claramente de las partículas
autofluorescentes y extrañas unidas de forma no específica al
anticuerpo. Como se observa en esta figura, la concentración óptima
de mAb a usar para el análisis del agua tiene que definir una
separación clara de la fluorescencia de fondo.
La figura 3 muestra el análisis citométrico de
flujo de una muestra de control de oocistos de
Cryptosporidium teñidos de forma fluorescente. En la
población principal de oocistos fluorescentes puros se centra una
región elíptica de tamaño por defecto para cada anticuerpo (R1).
Alrededor de la población patrón en perlas se define una región
poligonal (R2).
La figura 4 muestra el análisis citométrico de
flujo de un concentrado de agua que no contiene oocistos ni
quistes. Las regiones son las de la figura 2 para cada mAb
examinado. El número de partículas dentro de los oocistos o de la
región de quistes (R1) incluye tanto partículas autofluorescentes
como partículas unidas de forma no específica. El número de
partículas en R1 se divide por el número de perlas analizadas (R2).
El resultado es una relación de unión no específica comparable
entre anticuerpos.
Se purificaron oocistos de Cryptosporidium
parvum a partir de heces recogidas de terneros recién nacidos
infectados de forma natural en Sydney. Las muestras fecales se
centrifugaron (2000 g, 10 min.), se resuspendieron en agua dos veces
y después se resuspendieron en 5 volúmenes de NaHCO_{3} al 1%
(p/v). Después se extrajeron las sustancias grasas dos veces con 1
volumen de éter, seguido de centrifugación (2000 g durante 10
min.). Los sedimentos se resuspendieron en agua y se filtraron a
través de una capa de algodón en rama no adsorbente prehumedecido.
El eluato después se aplicó sobre 10 volúmenes de solución de
sacarosa al 55% (p/v) y se centrifugó (2000 g durante 20 min.). Se
recogieron oocistos de la interfase de sacarosa y la etapa de
flotación en sacarosa se repitió hasta que ya no podía detectarse
material contaminante visible. Los oocistos purificados se
esterilizaron superficialmente con etanol al 70% (v/v) enfriado con
hielo durante 30 min., se lavaron una vez en solución salina
tamponada con fosfato (PBS; Oxoid, Sydney) y se almacenaron en PBS
a 4ºC durante un periodo de hasta 2 semanas.
Se centrifugó una muestra de 2 ml de oocistos que
contenía aproximadamente 2x10^{9} oocistos a 13000 g durante 1
minuto y el sobrenadante se retiró y se desechó. Los oocistos se
resuspendieron en 2 ml de SDS al 0,5% (p/v) enfriado con hielo y se
pusieron en un baño de agua hirviendo durante una hora. La muestra
después se centrifugó a 13000 g durante 20 minutos para retirar los
oocistos. El sobrenadante se retiró cuidadosamente, se mezcló con 10
ml de acetona y se puso a -20ºC durante 8 horas. La muestra después
se centrifugó a 13000 g durante 10 minutos y el sobrenadante se
desechó. Después se resuspendió un pequeño precipitado blanco en
PBS estéril.
La concentración de proteínas se midió usando el
ensayo de proteínas Biorad DC disponible en el mercado, usando el
protocolo convencional y albúmina de suero bovino (BSA) como
patrón.
Se exquistaron oocistos de Cryptosporidium
como se describe por Robertson et al. (1993). Se centrifugó
una muestra de 1 ml de oocistos que contenía aproximadamente 1 x
10^{9} oocistos a 13000 g durante 1 minuto y el sobrenadante se
retiró y se desechó. Los oocistos se resuspendieron en 1 ml de
solución salina equilibrada de Hank acidificada (HBSS), pH 2,7, y se
incubaron a 37ºC durante 30 min. Las muestras después se lavaron y
se resuspendieron en 1 ml de HBSS con 100 \mul de desoxicolato
sódico al 1% (p/v) en medio esencial mínimo de Hank (HMEM) y 100
\mul de NaHCO_{3} al 2,2% (p/v) en HBSS, y se incubaron a 37ºC
durante 4 h. La muestra después se analizó usando el citómetro de
flujo Coulter Elite como se ha descrito previamente (Vesey et
al., 1997). La población con la menor señal de dispersión de
luz de ángulo hacia adelante se clasificó en tubos de ensayo y se
concentró por centrifugación a 3000 g durante 20 minutos. Se
almacenaron muestras concentradas a -20ºC en PBS.
La exquistación se realizó como se ha descrito
anteriormente para las paredes de oocistos.
Purificación de Paredes de
oocistos:
Las paredes de los oocistos se purificaron a
partir de la muestra exquistada usando separación
inmuno-magnética. Un alícuota de 0,5 ml de perlas
magnéticas (aproximadamente 5 x 10^{7} perlas) recubiertas con un
anticuerpo IgM de cabra anti-ratón (Dynal Pty Ltd,
Australia) se mezcló con 10 ml de sobrenadante de cultivo de
tejidos de un anticuerpo monoclonal específico para oocistos de
Cryptosporidium, CRY26. Las perlas se incubaron a 4ºC durante
4 horas y después se pusieron cerca de un imán de forma que las
perlas fueran atraídas hacia el fondo del tubo. El sobrenadante se
retiró y se desechó y las perlas se resuspendieron en 10 ml de PBS
más albúmina de suero bovino al 2% (p/v) (BSA; fracción V de Sigma)
(PBS-BSA). Este procedimiento de lavado se repitió
dos veces y las perlas se resuspendieron en un volumen final de 1
ml de PBS-BSA. Las perlas después se mezclaron con
la muestra de oocistos exquistados y se incubaron en un agitador
rotatorio a temperatura ambiente durante 30 minutos. El tubo se puso
cerca del imán de forma que las perlas y los oocistos unidos fueran
atraídos hacia el fondo del tubo. El sobrenadante se retiró y se
puso a 4ºC. Para retirar todos los esporozoítos contaminantes, las
perlas se resuspendieron suavemente en 1 ml de
PBS-BSA y después se concentraron una vez más usando
el imán. El sobrenadante se retiró y se desechó. Las perlas se
resuspendieron en 1 ml de PBS y se agitaron vorticialmente de forma
vigorosa para separar las perlas de las paredes de los oocistos. Las
perlas se concentraron usando el imán y el sobrenadante que
contenía las paredes de los oocistos se retiró y se mantuvo en
hielo. Después, las perlas se añadieron a la muestra original de
oocistos exquistados y se repitió el procedimiento entero 10 veces.
Después, las 10 muestras de paredes de oocistos purificadas se
reunieron y se concentraron por centrifugación a 3000 g durante 10
minutos. Una fracción de la muestra de paredes de oocistos se
analizó usando citometría de flujo como se ha descrito previamente
(Vesey et al., 1997). La muestra se analizó en un tubo que contenía
un número exacto de perlas (TrueCount, Becton Dickinson, San Hose,
USA) para determinar el número de paredes de oocistos.
La mitad de la muestra de paredes de oocistos se
trató para romper las paredes en pequeñas piezas, usando una
batidora de perlas FastPrep (Bio101, CA, USA) quince veces a la
velocidad máxima durante 40 segundos. La muestra se enfrió en hielo
durante 1 minuto entre cada tratamiento de 40 segundos. Las piezas
de pared de oocisto se resuspendieron en 3 ml de PBS, se extrajeron
alícuotas en cantidades de 200 \mul y se almacenaron congeladas
hasta el uso.
Se inmunizaron cinco ratones hembra Balb/C por
inyección IP con 200 \mug del extracto de la superficie de
oocistos (ratones del grupo E) o 4 x 10^{4} paredes de oocistos
(ratones del grupo W). Las preparaciones de antígenos se
emulsionaron en adyuvante completo de Freund. Se extrajo sangre de
los ratones antes de recibir la inyección primaria para proporcionar
un control negativo. Se administraron dos inyecciones IP
adicionales con la misma cantidad de antígeno pero emulsionado en
adyuvante incompleto de Freund a intervalos de 3 semanas. Se extrajo
sangre de los ratones después de la segunda de estas inyecciones
para comprobar la respuesta inmune. Los ratones del grupo E
recibieron dos refuerzos intravenosos finales de 200 \mug de
antígeno 3 días y 1 día antes de la fusión.
Cinco ratones Balb/C hembra (grupo WP) se
inmunizaron por inyección IP con 200 \mul de preparación de
paredes de oocisto fragmentadas emulsionada en adyuvante completo
de Freund. La preparación contenía aproximadamente 1 x 10^{6}
paredes de oocistos.
Un segundo grupo de ratones (grupo WI) se
inmunizó con aproximadamente 1 x 10^{6} paredes de oocisto
purificadas intactas emulsionadas en adyuvante completo de Freund.
Se extrajo sangre de los ratones a partir de la vena de la cola
antes de recibir la inyección primaria para proporcionar un control
negativo. Se administraron dos inyecciones IP adicionales con la
misma cantidad de antígeno pero emulsionadas en adyuvante
incompleto de Freund a intervalos de 3 semanas. Se extrajo sangre de
los ratones después de la segunda de estas inyecciones para
comprobar la respuesta inmune.
Los ratones pueden recibir inyecciones de
refuerzo IP o IV hasta 7 días antes del sacrificio y la fusión de
las células de bazo para ayudar al desarrollo de los anticuerpos
apropiados.
Se recogieron muestras (aproximadamente 50
\mul) de sangre de la vena de la cola y después se centrifugaron
a 13000 g durante 30 segundos. La capa superior de suero se retiró
cuidadosamente y se almacenó a -20ºC hasta que se analizó. El suero
se diluyó a 1 en 100, 1 en 1000 y 1 en 10.000 en albúmina de suero
bovino al 1% (p/v) en PBS (BSA-PBS). Se mezclaron
alícuotas (50 \mul) de suero diluido con 10 \mul de suspensión
de oocistos en PBS (que contenía aproximadamente 1 x 10^{6}
oocistos) y se incubaron a temperatura ambiente durante 20 minutos.
Las muestras se mezclaron con 50 \mul de anticuerpo específico
IgM de cabra anti-ratón conjugado con FITC (diluido
1 en 50 con BSA- PBS) (número de producto de Sigma) o con 50 \mul
de anticuerpo específico IgG de cabra anti-ratón
conjugado con PE (diluido 1 en 200 con BSA-PBS)
(Sigma). Después de 20 minutos más de incubación a temperatura
ambiente, las muestras se analizaron usando un citómetro de flujo
FACScan. Se analizó un control negativo de PBS y un control
positivo de IgM del sobrenadante de cultivo de tejidos de un
anticuerpo monoclonal IgM específico para la superficie de oocistos
de Cryptosporidium con cada lote de muestras. Se registraron
las intensidades de fluorescencia medias de las muestras teñidas con
FITC y PE.
Las muestras de suero de ratón diluido 1 en 500
en BSA-PBS se analizaron usando transferencia de
western.
Se sacrificaron ratones, se diseccionaron células
de bazo y se fusionaron con células de mieloma de ratón NS1, y los
hibridomas resultantes se clonaron. Un volumen de 50 \mul de
sobrenadante de cultivo de tejidos de cada hibridoma se mezcló con
10 \mul de suspensión de oocistos en PBS (que contenía
aproximadamente 1 x 10^{6} oocistos). Las muestras se incubaron a
temperatura ambiente durante 20 minutos y después se mezclaron con
50 \mul de anticuerpo de cabra anti-ratón
específico tanto para anticuerpos IgM como para anticuerpos IgG y se
conjugaron con FTTC (diluido 1 en 100 con BSA- PBS) (Silenus,
Melbourne). Después de 20 minutos más de incubación a temperatura
ambiente, las muestras se analizaron usando un citómetro de flujo
FACScan. Con cada lote de muestras se analizó un control negativo
de sobrenadante de cultivo de tejidos de un anticuerpo específico
para Dictyostelium (MUD62) y un control positivo de sobrenadante de
cultivo de tejidos de un anticuerpo monoclonal IgM específico para
la superficie de oocistos de Cryptosporidium (CRY26). Los
hibridomas que produjeron una mayor fluorescencia media (FL1) que
el control negativo se clonaron y se ensayaron una vez más.
Las subclases inmunológicas de anticuerpo
monoclonal producidas por los clones se identificaron usando el Kit
Sigma Immuno Type.
Aproximadamente 7-14 días después
de la fusión, se controlaron las placas de microtitulación para
comprobar el crecimiento de hibridomas. Se marcaron los hibridomas
visibles a 40 aumentos, se tiñeron y se retiraron asépticamente 100
\mul de sobrenadante de cultivo de tejidos sin alterar los
hibridomas que estaban en el fondo. Todos los hibridomas después se
volvieron a alimentar con 100 \mul de medio reciente para
permitir el cultivo continuado.
Selección
Inicial:
A cada 100 \mul de sobrenadante de hibridoma
recogido, se les añadieron 10 \mul de 1 x 10^{8} oocistos y las
mezclas se dejaron incubar durante 15 minutos a temperatura
ambiente. Después se añadió un segundo anticuerpo
anti-ratón conjugado con FITC (Amrad) (100 \mul a
una dilución de 1:50) y la mezcla se incubó a temperatura ambiente
durante 15 minutos. Las muestras después se analizaron por
citometría de flujo. Se midió la intensidad de fluorescencia de la
población de oocistos. La alta fluorescencia observada en el
histograma indicó un resultado positivo con respecto a los
anticuerpos anti-Cryptosporidium. Todos los positivos se
marcaron y se desarrollaron para el cultivo adicional.
Selección
secundaria:
Una vez cultivados los hibridomas positivos en
placas de microtitulación de 12 pocillos, se ensayaron para
determinar la clase de anticuerpos IgM o IgG. Una muestra de 100
\mul de cada positivo se puso en dos tubos separados. A cada tubo
se le añadieron 10 \mul de 1 x 10^{8} oocistos y se incubaron
durante 15 minutos a temperatura ambiente. A cada tubo duplicado, se
le añadieron 100 \mul de anti-IgG marcado con
FITC prediluido (Zymed 61-6011), o
anti-IgM marcado con FITC (Sigma
F-9259) y los tubos se dejaron incubar a
temperatura ambiente durante 15 minutos. Cada muestra después se
analizó por citometría de flujo. La alta fluorescencia de la
población de oocistos observada en un histograma indicó un
resultado positivo para la subclase de anticuerpo, que podría
confirmarse posteriormente.
Confirmación de
subclases:
En todos los hibridomas positivos se confirmó el
isotipo por un ensayo de hemaglutinación disponible en el mercado
(Serotec), que emplea eritrocitos de oveja conjugados con un
anticuerpo que reconoce específicamente un isotipo de Ig de
ratón.
La eficacia de mAb para uso en muestras de agua
se evaluó por citometría de flujo. Se añadió un volumen de 100
\mul de sobrenadante a muestras sembradas. Las muestras sembradas
constaban de 50 \mul de concentrado de agua y 100 \mul de una
siembra de alta concentración de oocistos. Se dejaron incubar a
temperatura ambiente durante 20 minutos. Después de esta incubación,
se añadió un volumen de 100 \mul de anticuerpo
anti-ratón conjugado con FTTC (Silenus, 1:50) y las
muestras se incubaron durante 20 minutos más. Después, las muestras
se analizaron usando citometría de flujo. Los datos se analizaron
para determinar el anticuerpo que producía la mayor separación entre
la población de control inmunofluorescente (oocistos) y las
partículas fluorescentes de fondo detectadas dentro de los
concentrados de agua.
La avidez de la unión (constante de afinidad del
anticuerpo entero) de los anticuerpos anti-Cryptosporidium
marcados con FITC CRy104, CRY26 y un anticuerpo
anti-Cryptosporidium marcado con FITC comercial (Immunocel)
se midió como se indica a continuación. Se diluyeron en serie
anticuerpos de una concentración conocida a partir de una
concentración de 20 \mug hasta diluciones de 20 veces. Cada
concentración de mAb después se incubó con 1 x 10^{7} oocistos
durante 20 minutos a temperatura ambiente. También se preparó un
control negativo de oocistos en PBS para proporcionar un punto
final para la unión. Los valores de fluorescencia
(FL-1) para cada dilución se registraron y
representaron. Se obtuvo el valor para la unión máxima del 50% a los
oocistos para cada mAb analizado. Se supuso que el anticuerpo de
entrada total es casi igual que el que el anticuerpo libre, por lo
tanto, la constante de disociación (Kd) es igual a esta
concentración (50%). Después se calcula la constante de afinidad
(Ka) como el valor inverso.
Para el análisis del suero de ratón y de los
hibridomas se usó un citómetro de flujo FACScan. Se usaron señales
logarítmicas para todos los detectores. El umbral se fijó sobre la
dispersión lateral a un valor de 500. Los detectores se fijaron a
los siguientes niveles de sensibilidad: 200 para la dispersión
lateral (SSC); E00 para la dispersión hacia adelante (FALS); 600
para el detector de fluorescencia verde (FL-1) y
600 para el detector de fluorescencia roja (FL-2).
Se definió una región (R1) en un gráfico de puntos de FALS frente a
SSC que encerraba oocistos individuales, pero no grupos de oocistos.
Los histogramas de FL1 y FL2 se desconectaron cíclicamente para que
las únicas partículas que aparecían en la región R1 aparecieran en
los histogramas. Se registró el valor medio de FL1 y/o FL2 de los
histogramas para 2000 oocistos de cada muestra analizada.
Se añadieron doscientos \mul de oocistos a 5 x
10^{7} - 10^{8} células/ml a un volumen igual de tampón
reductor (compuesto de 975 \mul de Tris HCl 0,125 M/SDS al 0,5%
(p/v), 150 \mul de glicerol, 225 \mul de SDS al 10% (p/v), 150
\mul de 2-mercaptoetanol y 20 \mul de azul de
bromofenol (0,25% p/v) y la mezcla se hirvió durante 3 minutos a
100ºC.
Esta muestra reducida después se procesó en un
gel de separación de poliacrilamida al 12% con un gel de adherencia
al 5% en un aparato de células Biorad Miniprotean II. Se procesaron
proteínas para marcadores de alto y bajo peso molecular (Novex) al
lado de la muestra durante aproximadamente 45-60
minutos a 200 voltios.
Se mezclaron alícuotas (100 \mul) de una
suspensión de oocistos en PBS que contenía aproximadamente 5 x
10^{7} oocistos con 100 \mul de tampón de reducción y se
hirvieron durante 2 minutos. La muestra entera se introdujo en un
gel plano con un 10% de SBS y se procesó a 150 V durante 1 hora. Se
incluyó una muestra de marcadores de peso molecular preteñida
(Novex). Después de la SBS-PAGE, las proteínas se
transfirieron a nitrocelulosa usando un sistema de
electrotransferencia semiseco y un sistema tampón discontinuo. La
nitrocelulosa después se cortó en tiras de 2 mm de anchura y se
sumergió en leche desnatada al 2% (p/v) en PBS. Las tiras después se
incubaron con sobrenadante de cultivo de hibridoma o suero de
ratón. Como control positivo se incluyó sobrenadante de cultivo de
tejidos de un anticuerpo monoclonal IgM específico para
Cryptosporidium. Las muestras se incubaron durante 1 hora a
temperatura ambiente. Las tiras de nitrocelulosa después se
aclararon durante 3 x 5 minutos en leche desnatada en polvo al 3%
(p/v) en PBS; y después se incubaron durante 1 h en anticuerpo de
cabra anti-ratón (específico tanto para anticuerpos
IgM como para anticuerpos IgG) conjugado con peroxidasa de rábano
picante (HRP, Tago, Inc. Burlingame, California, USA), diluido a
1:1500 con leche desnatada en polvo al 3% (p/v) en PBS. Las tiras
después se lavaron 3 veces durante 5 min en PBS y se revelaron
usando una solución nueva de substrato 4CN y finalmente se lavaron
extensamente con agua corriente durante al menos 20 minutos.
Se recogieron muestras (10 l) de agua superficial
no tratada de diversas localizaciones de Australia y se
concentraron usando una técnica de floculación (Vesey et al.
1993a). Se preparó una muestra compuesta de agua superficial no
tratada mezclando alícuotas de muestras de 15 sitios diferentes. La
muestra se centrifugó a 3000 g durante 10 minutos y el sedimento se
resuspendió en PBS. Se sembraron alícuotas (50 \mul) de
concentrado de muestra de agua con 10 \mul de suspensión de
oocistos (que contenía aproximadamente 1000 oocistos) y se mezclaron
minuciosamente. Las muestras después se mezclaron con 50 \mul de
sobrenadante de cultivo de tejidos de un anticuerpo monoclonal
específico para Cryptosporidium y se incubaron durante 20
minutos a temperatura ambiente. Después se añadió una alícuota (50
\mul) de un anticuerpo de cabra anti-ratón
conjugado con FTTC (específico tanto para anticuerpos IgG como para
anticuerpos IgM) (Silenus) diluido 1 en 300 en
PBS-BSA a cada muestra y las muestras se incubaron
durante 20 minutos a temperatura ambiente. Las muestras después se
analizaron usando citometría de flujo.
Para separar las paredes de oocistos de los
esporozoítos, los oocistos pueden someterse a ciclos de
congelación-descongelación en lugar de exquistarse.
Se requiere una etapa de puficación, tal como separación
inmuno-magnética, citometría de flujo o separación
por gradiente de densidad, para purificar las paredes de los
oocistos de los esporozoítos. Los presente inventores han preparado
muestras de pared celular por medio de la tinción de la superficie
de oocistos enteros con biotina y, después de la exquistación, la
unión de las paredes celulares a perlas magnéticas marcadas con
avidina.
Una estrategia alternativa implicaría la
fragmentación de los oocistos enteros (con los esporozoítos aún
dentro) en pequeñas piezas y después el uso de un método de
purificación inmunológica, tal como cromatografía de separación
inmuno-magnética o de afinidad.
Podrían usarse otros métodos alternativos tales
como sonicación para romper los oocistos o las paredes de oocistos
purificadas.
Se aislaron oocistos de Cryptosporidium
parvum a partir de terneros infectados de forma natural como se
ha descrito previamente. Los oocistos se inactivaron térmicamente a
65ºC durante 15 minutos. Se obtuvieron quistes de Giardia
lamblia fijados con formalina en Waterborne, Inc. (New Orleans,
USA). Los quistes y los oocistos se almacenaron en solución salina
tamponada con fosfato (fosfato 0,01 M, pH 7,3 \pm 0,2) (Oxoid) a
4ºC.
En este estudio se evaluaron siete mAb
específicos de Cryptosporidium y cuatro mAb específicos de
Giardia, su proveedor, el marcador fluorescente y la clase de
anticuerpo se describen en las tablas 3 y 4.
Se recogieron muestras (10 l) de agua superficial
no tratada de diversos sitios de Australia y se concentraron por
floculación o filtración. Se preparó una muestra de agua no tratada
compuesta mezclando alícuotas de muestras de una serie de sitios
diferentes. La muestra se centrifugó a 13.000 rpm durante 10 min. y
el sedimento se resuspendió en PBS. El volumen de la muestra se
ajustó de forma que 100 \mul de concentrado fueran equivalentes a
5 litros de agua no tratada original. También se prepararon
muestras a partir de diferentes tipos de agua que incluyen agua
natural de río, aguas residuales, agua filtrada y agua
contracorriente. Todas las muestras se prefiltraron a través de una
malla de acero inoxidable de 38 micrómetros antes del uso.
Para estandarizar el ensayo se usaron perlas
Fluorebrite™ (Polysciences, Inc. Warrington, PA, USA). Las perlas
se añadieron a una alta concentración a albúmina de suero bovino
(BSA, Sigma Chemical Co, St Louis USA) (4% p/v) en PBS y azida
(0,05% v/v). Después se añadió el mismo volumen de perlas a cada
muestra, haciendo posible controlar el volumen de concentrado
analizado, por el número de perlas detectadas. Después se
estandarizó el volumen de concentrado de agua analizado para cada
muestra, produciendo un resultado por perla analizada. El tampón de
muestra para la tinción de las muestras constaba de BSA (1% p/v) y
Tween 20 (0,05% v/v) en PBS.
Primero se determinó la concentración o dilución
óptima de cada anticuerpo a evaluar (tablas 3 y 4) por citometría
de flujo. Se prepararon diluciones en serie para mAb de
concentración proteica desconocida entre 1:20 y 1:1280 en tampón de
muestra apropiado como se describe por el fabricante. Estos mAb de
concentraciones proteicas conocidas se prepararon como diluciones en
serie entre 8 \mug/ml y 0,5 \mug/ml. Se añadió una alícuota de
100 \mul de cada dilución a muestras sembradas. Las muestras
sembradas constaban de 50 \mul de concentrado de agua y 50 \mul
de una siembra con alto contenido de oocistos o de quistes. Las
muestras se incubaron a temperatura ambiente durante 30 minutos y
después se analizaron usando citometría de flujo. Los datos se
analizaron para determinar la concentración de anticuerpo que
producía la mayor separación entre la población de control
inmunofluorescente (oocistos/quistes) y las partículas
fluorescentes de fondo detectadas dentro de los concentrados de agua
(figura 2).
Después de la optimización de las concentraciones
de anticuerpo, cada mAb se diluyó a la concentración apropiada en
tampón de muestra. Todas las muestras se prepararon en tubos Falcon
de 5 ml. Se prepararon controles positivos que constaban de 50
\mul de la siembra de alta concentración respectiva. Se
prepararon por triplicado muestras de agua a ensayar y constaban de
50 \mul de concentrado de agua. Cada mAb se añadió a los
controles y a las muestras de agua hasta un volumen total de 150
\mul en tampón de muestra y se mezcló. Después de la incubación a
temperatura ambiente durante 30 minutos, las muestras se sembraron
con alícuotas de 20 \mul del patrón de perlas Fluorbrite™. Las
muestras después se mezclaron por agitación vorticial durante 5
segundos y se analizaron.
El Kit de mAb Hydrofluor contiene anticuerpos
específicos para Cryptosporidium y específicos para
Giardia no conjugados así como anticuerpo
anti-ratón conjugado con FITC. Los reactivos se
usaron como se recomienda en las instrucciones de los
fabricantes.
La comparación de mAb contra
Cryptosporidium y contra Giardia se realizó usando un
citómetro de flujo FACScan de Becton-Dickinson
(Becton-Dickinson, Lane Cove, NSW Australia). El
fluido de la cubierta constaba de Isoton II (Coulter Electronics,
Brook Vale, NSW Australia) no diluido. Los detectores usados fueron
detectores de dispersión de luz de ángulo lateral (SSC) frente a
FL1 (fluorescencia verde). Los voltajes de los detectores se fijaron
a 300 mV para SSC y 450 mV para todos los demás detectores. El
umbral se fijó en el detector de fluorescencia 1 (FL1). La
compensación se fijó a FL1- FL2 45%. Primero se analizaron muestras
positivas para cada mAb. Se recogieron aproximadamente 1.000
sucesos, y se definió una región elíptica (R1) de tamaño por defecto
se definió alrededor del centro de la población de oocistos o de
quistes (figura 2). Se definió una región de clase rectangular (R2)
alrededor del patrón de perlas respectivo usado. Una vez definidas
las regiones de clase, se analizó una muestra de concentrado de
agua para permitir que el operario aumentara o redujera el
discriminador hasta que las partículas extrañas recogidas emitieran
fluorescencia justo por debajo de R1 (figura 3). Una vez definidas
todas las regiones, se recogieron 5000 sucesos para cada muestra.
Fue importante mover R1 al centro de la población de oocistos o de
quistes para cada anticuerpo evaluado, ya que la fluorescencia varía
entre mAb.
Los análisis de datos se realizaron usando un
software LYSIS II obtenido en Becton-Dickinson,
(Lane Cove, NSW Australia). Para los análisis se usaron gráficos de
puntos que definían SSC frente a FL1 (figuras 3 y 4). Las regiones
se definieron como se ha indicado anteriormente. Para enumerar el
número de perlas detectadas, se definió un rectángulo de clase (R2)
alrededor de la población de perlas. Esta región se determinó por
análisis de una muestra de control que constaba de perlas y
oocistos/quistes (figura 3). La especificidad de cada mAb se calculó
en términos de una relación de unión no específica dividiendo el
número de sucesos recogidos en R1 por R2.
La interpretación de los datos se realizó usando
Microsoft Excell™4.0 y el Análisis Toolpack™
Add-in. La hipótesis de que las medias de diferentes
muestras eran iguales se ensayó usando un análisis de varianza
(ANOVA). Usando un nivel de significado del 5% (p<0,05), se
calcularon los valores críticos para el parámetro estadístico
F y se compararon con los obtenidos a partir del ANOVA.
El análisis citométrico de flujo de suero de
ratón reveló una gran respuesta inmunológica contra la superficie
de oocistos de Cryptosporidium en ratones del grupo E (tabla
1). Veintiún días después de la segunda inmunización, se detectaron
anticuerpos tanto IgM como IgG específicos para
Cryptosporidium en el suero de los ratones del grupo E. Los
oocistos teñidos con suero de ratones del grupo E emitían una
fluorescencia muy brillante aunque el suero se hubiera diluido a 1
en 10.000 (tabla 1). Las fluorescencias de los oocistos teñidos con
el suero de los ratones del grupo W antes y 21 días después de la
segunda inmunización no fueron significativamente diferentes
(p>0,05), lo que indica que la inmunización no originaba la
producción de anticuerpos específicos contra la superficie de
oocistos de Cryptosporidium. No se detectó ningún anticuerpo
específico contra la superficie de oocistos de
Cryptosporidium en el suero de ratones del grupo W. Lo más
probable es que la ligera diferencia entre los resultados de los
ratones del grupo W y del grupo E antes de la inmunización se
debiera a la variación en la sensibilidad del instrumento en
diferentes días.
Comparación de la intensidad de fluorescencia de oocistos de Cryptosporidium teñidos con suero | ||||
(diluido 1 en 1000) de ratones del grupo E y W y después teñidos con un anticuerpo anti- IgG o anti-IgM | ||||
marcado con fluorescencia. El suero se ensayó antes de la inmunización y 21 después de la | ||||
segunda inmunización. | ||||
ratón número | anticuerpo específico de IgG | anticuerpo específico de IgM | ||
Antes de la | Después de la | Antes de la | Después de la | |
inmunización | inmunización | inmunización | inmunización | |
E1 | 12 | 1117 | 12 | 111 |
E2 | 9 | 460 | 11 | 121 |
E3 | 10 | 195 | 11 | 74 |
E4 | 10 | 1762 | 13 | 258 |
E5 | 12 | 550 | 12 | 33 |
W1 | 36 | 39 | 16 | 17 |
W2 | 45 | 32 | 27 | 14 |
W3 | 36 | 37 | 27 | 13 |
W4 | 42 | 30 | 25 | 27 |
W5 | 47 | 40 | 16 | 15 |
Control positivo* | 42 | 978 | ||
(IgM) | ||||
Control negativo | 27 | 17 | ||
ND - no determinado | ||||
* como control positivo se usó un anticuerpo monoclonal IgM específico para Cryptosporidium. | ||||
No se disponía de un control positivo de IgG. |
Se sacrificó el ratón número 4 del grupo E y las
células de bazo se fusionaron con células de mieloma de ratón. La
selección de los 230 clones resultantes identificó seis clones que
producían anticuerpo específico de Cryptosporidium. Se
descubrió que cinco de los clones (clones P9F1, P6G7, P6B11, P11D5
y P7D5) producían anticuerpo IgM específico contra la superficie de
oocistos de Cryptosporidium. Un clon (CRy104) producía
anticuerpos IgG1 específico contra la superficie de oocistos de
Cryptosporidium.
Otras fusiones de células de bazo de ratones del
grupo E han producido un gran número de hibridomas específicos para
la superficie de oocistos de Cryptosporidium. Se han
caracterizado otros anticuerpos IgG1 producidos por estos
hibridomas. Esto demostró adicionalmente que los métodos de acuerdo
con la presente invención son particularmente adecuados para
producir anticuerpos IgG1 específicos para la superficie de
oocistos de Cryptosporidium.
No se intentaron fusiones con ratones del grupo W
debido a la deficiente respuesta inmunológica contra
Cryptosporidium que se observó.
En la figura 1 se presentan los resultados del
análisis citométrico de flujo de muestras de agua sembradas con
oocistos y teñidas con algunos de los anticuerpos monoclonales
específicos para Cryptosporidium. Deben tenerse en cuenta las
diferencias en la posición de la población de oocistos a lo largo
del eje Y. La población de oocistos está más cerca de la parte
superior del gráfico de puntos para la muestra teñida con 8C12
(CRy104) que para cualquiera de las otras muestras. Esto se debe a
que los oocistos emiten fluorescencia más brillante en esta muestra
que en cualquier otra muestra. La fluorescencia de las partículas
residuales (debajo de los oocistos) no es más brillante en la
muestra 8C12 (CRY104) que en el control no teñido. La separación
entre los oocistos y las partículas residuales es mayor en la
muestra teñida con 8C12 (CRY104). Esto sugiere que este anticuerpo
es el más útil para teñir oocistos de Cryptosporidium en
muestras de agua. Por el contrario, la muestra teñida con 6G7
muestra un aumento en la fluorescencia de algunas de las partículas
residuales (a la derecha de los oocistos) en comparación con el
control no teñido. Esto se debe a que este anticuerpo se une a
algunas de las partículas residuales y sugiere que este anticuerpo
no puede ser útil para la tinción de oocistos de
Cryptosporidium en muestras de agua.
El análisis citométrico de flujo de suero de
ratones inmunizados con paredes de oocistos purificadas intactas
(ratones del grupo WI) no reveló ninguna referencia en el brillo de
los oocistos de Cryptosporidium teñidos con suero recogido
antes o después de la inmunización (tabla 2). Se observaron
resultados similares cuando se usaron segundos anticuerpos
específicos de IgM y específicos de IgG. Por el contrario, cuando
los oocistos se tiñeron con el suero de los ratones del grupo WP,
hubo una diferencia en la intensidad de fluorescencia de los
oocistos teñidos con el suero después de la inmunización y los
teñidos con el suero previo a la inmunización. Los resultados fueron
similares para los oocistos teñidos con anticuerpos secundarios
específicos tanto de IgG como de IgM.
Comparación de la intensidad de fluorescencia de oocistos de Cryptosporidium teñidos con suero | ||||
(diluido 1 en 100 o 1 en 1000) en ratones del grupo WI y WP y después teñidos con un anticuerpo | ||||
marcado con fluorescencia anti-IgG o anti-IgM. El suero se ensayó antes de la inmunización y 21 días | ||||
después de la segunda inmunización. | ||||
anticuerpo específico de IgG | anticuerpo específico de IgM | |||
ratón número | Antes de la | Después de la | Antes de la | Después de la |
inmunización | inmunización | inmunización | inmunización | |
^{1}WI1 | 36 | 39 | 16 | 17 |
WI2 | 45 | 32 | 27 | 14 |
WI3 | 36 | 37 | 27 | 13 |
WI4 | 42 | 30 | 25 | 27 |
WI5 | 47 | 40 | 16 | 15 |
^{2}WP1 | ^{3}230 | 248 | 404 | 420 |
WP2 | 231 | 518 | 405 | 514 |
WP3 | 229 | 306 | 403 | 475 |
WP4 | 233 | 290 | 410 | 417 |
WP5 | 232 | 350 | 407 | 603 |
^{1}WI - ratones inmunizados con paredes de oocistos purificadas intactas. El suero se diluyó 1 en 1000. | ||||
^{2}WP - ratones inmunizados con pequeñas piezas de paredes de oocistos purificadas. El suero se diluyó 1 en 100. | ||||
^{3} Los resultados de los dos grupo de ratones no son comparables directamente. El suero no se ensayó | ||||
a la misma dilución para los dos grupos de ratones. Se usaron diferentes segundos anticuerpos para ensayar | ||||
los ratones del grupo W y los ratones del grupo WP. |
Cuando se tiñeron muestras de agua concentrada
con mAb dirigidos contra Cryptosporidium o Giardia,
se observó un aumento significativo (p<0,05) en el número de
partículas fluorescentes observadas con las muestras teñidas, en
comparación con las no teñidas (tablas 5 y 6). Se observaron
diferencias entre diferentes anticuerpos con respecto a la tinción
inmunofluorescente, detectándose aumentos en las partículas
fluorescentes entre los mAb. El anticuerpo IgG1 CRY104 produjo
niveles significativamente menores (p<0,05) de unión no
específica por el mAb fluorescente a partículas extrañas presentes
en el agua, en comparación a cuando se tiñó con anticuerpos de las
subclases IgM o IgG3 (tabla 5). El anticuerpo IgG1 G203 producido
específicamente para el análisis de Giardia en el agua,
produjo partículas de fondo significativamente menos fluorescentes
que cuando se tiñó con anticuerpos producidos para el análisis
fecal que incluían una IgG1 (tabla 6).
Se seleccionaron anticuerpos específicos (tanto
para Giardia como para Cryptosporidium) para la
evaluación del efecto de los mAb sobre la tinción de diferentes
tipos de agua. Se observaron niveles estadísticamente diferentes
(P<0,05%) de unión no específica de partículas a anticuerpos
entre diferentes tipos de agua tanto para el análisis de
Giardia como para el análisis de Cryptosporidium
(tablas 7 y 8). La variación observada después de la tinción con una
IgG3 fue mayor entre las aguas que la variación observada por el
mAb IgG1 (tabla 7). Se observó una mayor variación en la unión no
específica con el mAb Hydrofluor™ en comparación con G203 (tabla 8),
de manera que se observaron diferencias significativas en el nivel
de unión entre los mAb para cada tipo de agua.
Anticuerpos monoclonales específicos para Cryptosporidium evaluados. | ||
Anticuerpo | Tipo de anticuerpo | Proveedor |
CRy104 | conjugado de IgG1- FITC | MUCAB* |
CRY26™ | conjugado de IgM - FITC | MUCAB* |
CRY212 | conjugado de IgM - FITC | MUCAB* |
Crypto-Cell | conjugado de IgM - FITC | CelLab, Australia |
Crypto-a-glo™ | conjugado de IgM - FITC | Waterborne. Inc. USA |
Immucell™ | conjugado de IgG3 - FITC | Immucell, Portland. USA |
Hydrofluor™ | IgM No conjugada | Meridian, ENSYS Inc. USA |
*Macquarie University Centre for Analytical Biotechnology |
Anticuerpo monoclonales específicos para Giardia evaluados. | ||
Anticuerpo | Tipo de anticuerpo | Proveedor |
G203 | conjugado de IgG1- FITC | MUCAB* |
Giardia-Cell | conjugado de IgM - FITC | CelLab, Australia |
Giardia-a-glo™ | conjugado de IgG1- FITC | Waterborne. Inc. USA |
Hydrofluor™ | Giardia IgM No | Meridian, ENSYS Inc. |
Combo | conjugada + Crypto IgG | USA |
*Macquarie University Centre for Analytical Biotechnology |
(Tabla pasa a página
siguiente)
Comparación del nivel de unión no específica a mAb específicos de Cryptosporidium. | |
Anticuerpo | Relación de unión no específica* |
CRY104 | 0,045\pm0,013 |
CRY26 | 0,623\pm0,023 |
CRY212 | 0,112\pm0,034 |
Crypto-Cell | 0,177\pm0,034 |
Crypto-a-glo™ | 0,980\pm0,125 |
Immucell™ | 0,155\pm0,013 |
Hydrofluor™ | 0,159\pm0,058 |
No teñido | 0,033\pm0,010 |
Los resultados son las medias de 3 análisis separados. | |
*Escala arbitraria desarrollada para el análisis de Cryptosporidium (véase M \textamp M). Diferencia | |
estadística (p<0,05) por ANOVA |
Comparación del nivel de unión no específica a mAb específicos de Giardia | |
Anticuerpo | Relación de unión no específica* |
G203 | 0,029\pm0,002 |
Células Giardia | 0,163\pm0,024 |
Giardia-a-glo™ | 0,201\pm0,032 |
Hydrofluor™ | 0,044\pm0,005 |
No teñido | 0,020\pm0,002 |
Los resultados son las medias de 3 análisis separados. | |
* Escala arbitraria desarrollada para el análisis de Giardia (véase M \textamp M). Diferencia | |
estadística (p<0,05) por ANOVA |
Evaluación del nivel de unión no específica de mAb específicos de Cryptosporidium en | |||
diferentes concentrados de agua. | |||
Tipo de Agua | Media de tratamiento \pm SD | ||
Control no teñido | CRY104 | Immucell™ | |
Natural | 0,023\pm0,002 | 0,023\pm0,001 | 3,294\pm0,327 |
Contracorriente | 0,023\pm0,003 | 0,020\pm0,006 | 0,440\pm0,049 |
Natural | 0,021\pm0,003 | 0,020\pm0,004 | 0,385\pm0,016 |
Contracorriente | 0,022\pm0,002 | 0,087\pm0,038 | 0,233\pm0,052 |
Residual | 0,035\pm0,006 | 0,085\pm0,01 | 1,801\pm0,093 |
Contracorriente | 0,023\pm0,004 | 0,277\pm0,031 | 0,869\pm0,154 |
Natural | 0,022\pm0,006 | 0,025\pm0,005 | 1,391\pm0,036 |
Natural | 0,036\pm0,006 | 0,099\pm0,013 | 0,651\pm0,047 |
Contracorriente | 0,023\pm0,004 | 0,031\pm0,002 | 0,156\pm0,027 |
Filtrada | 0,026\pm0,007 | 0,027\pm0,002 | 0,166\pm0,015 |
Diferencia estadística (p<0,05) por ANOVA, N = 3 |
Evaluación del nivel de unión no específica de mAb específicos de Giardia en diferentes | |||
concentrados de agua. | |||
Tipo de agua | Media de tratamiento \pm SD | ||
Control no teñido | CRY104 | Hydrofluor™ | |
Natural | 0,022\pm0,002 | 0,048\pm0,007 | 0,645\pm0,01 |
Contracorriente | 0,022\pm0,003 | 0,034\pm0,005 | 0,669\pm0,008 |
Natural | 0,020\pm0,003 | 0,025\pm0,002 | 0,696\pm0,022 |
Contracorriente | 0,021\pm0,003 | 0,214\pm0,094 | 14,63\pm4,58 |
Residual | 0,032\pm0,007 | 0,007\pm0,001 | 1,021\pm0,075 |
Contracorriente | 0,021\pm0,003 | 0,081\pm0,014 | 10,36\pm1,547 |
Natural | 0,021\pm0,006 | 0,023\pm0,003 | 0,062\pm0,005 |
Natural | 0,031\pm0,006 | 0,070\pm0,022 | 1,637\pm0,096 |
Contracorriente | 0,022\pm0,004 | 0,036\pm0,009 | 0,111\pm0,016 |
Filtrada | 0,024\pm0,006 | 0,024\pm0,003 | 0,043\pm0,004 |
Diferencia estadística (p<0,05) por ANOVA, N = 3 |
La evaluación del número de partículas
fluorescentes dentro de un concentrado de agua antes y después de
la tinción inmunofluorescente reveló que con todos los mAb ensayados
había números significativamente mayores (p<0,05) de partículas
fluorescentes después de la tinción. Sin embargo, hubo una gran
variación en el número de partículas fluorescentes después de la
tinción con diferentes mAb. El análisis de diferentes clases de mAb
reveló que la tinción con los mAb IgG1 generalmente producía menor
partículas fluorescentes que la tinción con los mAb IgM e IgG3.
La variación en la fluorescencia de fondo
observada se debe en gran medida al tipo de anticuerpo usado para
el ensayo. La respuesta inmune primaria a un antígeno induce la
producción de IgM. Existen anticuerpos de inmunoglobulina M como mAb
grandes que contienen diez sitios de unión, con una mayor
probabilidad de unirse de forma no específica a las partículas en
comparación con la IgG. La superficie de los oocistos y quistes
contiene carbohidratos que inducen la producción de IgM e IgG3 de
baja afinidad. Tras la exposición repetida a un antígeno,
generalmente se producen mAb de inmunoglobulina G1. Se produce un
cambio de isotipo de IgM a IgG, obteniéndose mAb de mayor afinidad
que contienen dos sitios de unión idénticos más específicos para el
antígeno contra el que se producen. La especificidad de la IgM
CRY212 que se creó para el análisis del agua fue mayor que la de mAb
comerciales que se produjeron para aplicaciones clínicas tales como
análisis fecales. Esta tendencia se observó después del análisis en
Giardia de mAb IgG1, teniendo G203 mayor afinidad que
Giardia-a-glo™.
La comparación de diferentes tipos de agua reveló
una diferencia significativa en la relación de unión no específica
entre aguas. Se observó variación después de la tinción con varios
mAb IgG1 (CRY104 y G203), sin embargo, el intervalo de unión no
específica a diferentes tipos de agua se redujo significativamente
con respecto a los otros mAb examinados. El grado de variación en
la unión no específica fue significativo con muestras
contracorriente que presentaban un intervalo variado en la
fluorescencia de fondo entre una relación de 0,111 y 14,63 para la
unión no específica del mAb Hydroflor. De esta manera, algunos
concentrados de agua contienen partículas que tienen una
probabilidad mucho mayor de unirse a ciertos mAb, sin embargo, para
todos los tipos de agua, los mAb IgG1 produjeron el mínimo aumento
en el número de partículas fluorescentes detectadas.
Los mAb producidos específicamente para el
análisis de agua tienen una alta afinidad por quistes y oocistos
con respecto a partículas extrañas presentes dentro de los
concentrados de agua. Las inmunoglobulinas G1 son mAb más pequeños
que se unen específicamente a sitios antigénicos contra los que se
producen con poca interferencia de fondo. La producción de nuevos
mAb IgG1 contra diferentes sitios antigénicos en quistes u oocistos
puede permitir el desarrollo de ensayos muy específicos para la
detección de Cryptosporidium y Giardia dentro de
muestras ambientales.
Comparación de la intensidad de fluorescencia de oocistos de Cryptosporidium teñidos con suero de 3 | ||||||
diluciones (1:1000, 1:10.000, 1:100.000) procedentes de los grupos de ratones E (Extracto), W | ||||||
(Paredes), control de oocistos (OC - ratones inyectados con oocistos enteros) o control negativo (C), y | ||||||
después teñidos con un anticuerpo anti-IgG o anti-IgM marcado con fluorescencia. Los datos se | ||||||
calcularon restando el valor fluorescente (arb) obtenido a partir de segundas muestras de suero después | ||||||
de dos inmunizaciones de las muestras de suero negativas antes de la inmunización. | ||||||
Anticuerpo Específico de IgM | Anticuerpo Específico de IgG | |||||
1:1000 | 1:10.000 | 1:100.000 | 1:1000 | 1:10.000 | 1:100.000 | |
Ratón de Extracto 1 | 280 | 129 | 64 | 353 | 370 | 229 |
Ratón de Extracto 2 | 283 | 115 | 96 | 220 | 259 | 172 |
Ratón de Extracto 3 | 278 | 129 | 90 | 67 | 84 | 73 |
Ratón de Extracto 4 | 319 | 151 | 108 | 354 | 425 | 279 |
Ratón de Extracto 5 | 45 | 92 | 99 | 103 | 324 | 44 |
Ratones de Pared 1 | 3 | 30 | 19 | -68 | -13 | 28 |
Ratones de Pared 2 | -3 | 36 | 2 | 29 | -31 | 10 |
Ratones de Pared 3 | 18 | 0 | 4 | 41 | 52 | 16 |
Ratones de Pared 4 | 38 | 38 | -3 | 24 | -3 | -4 |
Ratones de Pared 5 | 22 | 16 | 15 | 3 | -11 | 27 |
Control de Oocisto 1 | 432 | 240 | 115 | 2 | -18 | 13 |
Control de Oocisto 2 | 339 | 189 | 26 | -53 | -5 | 42 |
Control de Oocisto 3 | 438 | 228 | 69 | 48 | 45 | 2 |
Control de Oocisto 4 | 581 | 457 | 235 | 124 | 46 | 57 |
Control de Oocisto 5 | 210 | 75 | 37 | 21 | 43 | 43 |
Control | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 |
Se observó una gran cantidad de bandas
inmunoteñidas en transferencias de western realizadas en suero de
ratón de cada uno de los tres grupos de inmunización (E, W y OC). El
grupo de ratones de control de oocistos (OC) y el grupo de ratones
de extracto (E) mostraron bandas de >200 kD a 40 kD sin una
diferencia visible en los modelos de bandas. El grupo de ratones de
pared (W) mostró una banda única sólo en el intervalo medio entre
100 kD y 160 kD. Los mAb analizados por transferencia de western
mostraron algunos modelos de bandas únicos, aunque todos
reconocieron dos bandas distintas, una a 200 kD y la otra a 40
kD.
Muestra la medición funcional de la Avidez. | ||
Anticuerpo Monoclonal | Subclase | ka (constante de afinidad del |
anticuerpo entero) | ||
CRY104 | IgG1 | 7x10^{8} mol^{-1} |
CRY26 | IgM | 3x10^{8} mol^{-1} |
Immucell™ | IgG3 | 6x10^{7} mol^{-1} |
Durante el transcurso del programa de
inmunización, los ratones se controlaron con respecto a los niveles
de IgM e IgG en suero. El grupo de control de oocistos demostró una
alta respuesta IgM con una respuesta IgG pequeña o nula. Esto
sugeriría que no hay memoria en la respuesta inmune (es decir,
cambio a la respuesta de IgG) y que cada inmunización se ve como un
nuevo antígeno.
Esto puede deberse a las estructuras de
polisacáridos complejas que contienen los oocistos de C.
parvum, que no requieren la ayuda de linfocitos T para
estimular la producción de anticuerpos por las células B. De esta
manera, se obtienen menos cambios de isotipo y se reduce la
maduración de afinidad en los mAb producidos. Por lo tanto, los
anticuerpos IgM menos específicos dominan la respuesta inmune.
El grupo de pared de oocisto (W) no mostró
ninguna respuesta inmune. Probablemente, esto se debe al gran
tamaño y estructura de la pared entera del oocisto, que puede tener
un efecto de desensibilización sobre la respuesta inmune. El hecho
de que no se observara ninguna respuesta inmune en el grupo de
pared de oocisto sugeriría que sin que estén presentes esporozoítos,
se obtiene una reducción de la inmunogenicidad.
El grupo de extracto de oocisto indujo respuestas
de IgM e IgG fuertes. Sin embargo, las respuestas de IgM no fueron
tan fuertes como en el grupo de control de oocistos, sugiriendo de
nuevo que los esporozoítos son más antigénicos que la pared de los
oocistos y son característicos de la naturaleza autolimitante de la
criptosporidiosis. Parece ser que la digestión con SDS rompe la
pared de los oocistos y expone más epítopos para una respuesta
inmune. Después de retirar los esporozoítos y de romper la
estructura de la pared de los oocistos en complejos más pequeños, la
pared o el extracto de oocisto se convierte en un antígeno
extremadamente inmunogénico, como se demuestra por la fuerte
respuesta inmune observada en los ratones de extracto. Después de
inmunizaciones adicionales en ratones de extracto, la respuesta de
IgG aumentó adicionalmente con respecto a un programa de
inmunización típico. Esto no se observó en el grupo de control o de
pared, que mostró una respuesta de IgM dominante o no mostró
ninguna respuesta respectivamente.
A partir de los análisis de transferencia de
western, los grupos de extracto y de control de oocisto comparten
un modelo de bandas similar, mostrando los ratones de extracto un
modelo de bandas más definitivo con una banda distinta inferior no
compartida (40 kD).
Se midió la avidez del anticuerpo y se comparó
con otros anticuerpos anti- Crypto. Se calculó una constante de
afinidad para el anticuerpo IgG1 entero de 7 x 10^{8} mol^{-1},
que es al menos el doble de la de los otros anticuerpos ensayados
(tabla 10). Esto indica que CRY104 es al menos dos veces más eficaz
en la unión a Cryptosporidium a una concentración constante
que los otros anticuerpos ensayados, y forma un enlace más fuerte
con el epítopo. Se descubrió que la eficacia de unión de CRY104
facilita la tinción más eficaz de Cryptosporidium a
concentraciones inferiores que otros anticuerpos usados
comúnmente.
Se produjo una respuesta inmunológica fuerte
contra la superficie de oocistos de Cryptosporidium por
inmunización de ratones con una muestra parcialmente purificada de
la capa externa de la pared de oocistos. La inmunización de ratones
con paredes de oocistos purificadas no produjo una respuesta
inmunológica fuerte. Esto sugeriría que existe supresión inmune por
un componente de la pared de los oocistos o que la presentación
natural de los antígenos superficiales en las paredes de los
oocistos no produce una respuesta inmunológica. Los presentes
inventores han solucionado esta falta de respuesta inmunológica
contra la superficie de oocistos de Cryptosporidium por medio
de la purificación parcial del antígeno de la superficie.
La fusión de células de bazo de un ratón
inmunizado con la muestra purificada de la capa externa de la pared
del oocisto produjo seis (6) hibridomas que producen anticuerpos
específicos con-tra la superficie de la pared del
oocisto. Uno de estos seis anticuerpos es de la subclase
inmunológica IgG1, y los cinco anticuerpos restantes son de la
subclase IgM. El anticuerpo IgG1 parece ser superior a los
anticuerpos IgM para la tinción de oocistos de
Cryptosporidium en muestras de agua. Los ratones inmunizados
con paredes de oocistos de Cryptosporidium purificadas no
producen una respuesta inmunológica fuerte contra la superficie de
los oocistos de Cryptosporidium. Sin embargo, si las paredes
de los oocistos purificadas se rompen en pequeñas piezas, se produce
una respuesta fuerte tanto de la subclase inmunológica IgG como de
la subclase inmunológica IgM. Los ratones inmunizados con tal
procedimiento también serían adecuados para producir anticuerpos
monoclonales de las subclases IgG1.
Roberston L.J., Campbell A.T. &
Smith H. V. 1993. in vitro excystation of
Cryptosporidium parvum. Parasitology 106:
13-19. Vesey G. 1996. Application of
flow cytometry to the detection of Cryptosporidium in water.
PhD thesis, Macquarie University, Sydney, Australia.
Vesey, G, Griffiths, K,
Gauci, M, Deere, D, Williams, K and
Veal, D. 1997. Simple and rapid measurement of
Cryptosporidium excystation using flow cytometry.
International Journal of Parasitology, in press.
McDonald, V; Deer, RM; Nina,
JM; Wright, S; Chiodini, PL; McAdam, KP.
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antibodies against oocyst antigens of Cryptospondium parvum
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Smith, H (1994). Use of antibodies
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In Laboratory Notes for Water Microbiology for the 21st Century,
University of Nottingham, U.K., 21-23 September.
Vesey, G, Slade, JS, Byrne,
M, Shepherd, K, Dennis, PJL, and Fricker, CR.
(1993). A new method for the concentration of
Cryptosporidium oocysts from water. Journal of Applied
Bacteriology, 75, 87-90.
Claims (19)
1. Un método para producir anticuerpos de la
subclase IgG1 aislados reactivos con la superficie de oocistos de
Cryptosporidium, comprendiendo el método:
- (a)
- pretratar oocistos de Cryptosporidium con un reactivo para retirar la capa superficial de los oocistos para formar una preparación de antígenos de oocisto;
- (b)
- separar los oocistos de la preparación de antígenos de oocisto para obtener una preparación de antígenos de oocistos separada capaz de inducir una respuesta inmune IgG1 detectable en un animal contra la superficie del oocisto;
- (c)
- inmunizar a un animal no humano con la preparación de antígenos de oocisto separada para inducir una respuesta inmune IgG1 en el animal; y
- (d)
- obtener a partir del animal anticuerpos IgG1 reactivos con la superficie de oocistos de Cryptosporidium.
2. El método de acuerdo con la reivindicación 1,
donde el reactivo es un detergente.
3. El método de acuerdo con la reivindicación 2,
donde el detergente es dodecil sulfato sódico (SDS).
4. El método de acuerdo con la reivindicación 3,
donde el pretratamiento consiste en hervir los oocistos en
presencia de SDS durante un periodo de tiempo suficiente para
generar la preparación de antígenos de oocistos.
5. El método de acuerdo con la reivindicación 4,
donde (a) consiste en hervir los oocistos durante 1 hora en
presencia de un 0,5% (p/v) de SDS.
6. El método de acuerdo con la reivindicación 1,
donde el reactivo se selecciona entre el grupo compuesto por urea,
detergentes incluyendo octoxinol, conocido como Triton
X-100 y nonident, enzimas incluyendo quitinasa,
agentes oxidantes incluyendo hipoclorito sódico, peryodato sódico,
y ozono; y agentes reductores incluyendo mercaptoetanol y
1,1,1-tricloro-2,2-bis[4-
clorofenil]etano.
7. El método de acuerdo con una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 6, donde (c) incluye además uno o más
adyuvantes.
8. El método de acuerdo con una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 7, donde el animal es un ratón.
9. Un método para producir anticuerpos de la
subclase IgG1 aislados reactivos con la superficie de oocistos de
Cryptosporidium, comprendiendo el método:
- (a)
- separar al menos una porción de la pared de los oocistos de Cryptosporidium de los esporozoítos internos para formar una preparación de pared de oocistos;
- (b)
- tratar la preparación de pared de oocistos separada para obtener una preparación de antígenos de oocistos capaz de inducir una respuesta inmune IgG1 detectable en un animal contra la superficie del oocisto;
- (c)
- inmunizar a un animal con la preparación de antígenos de oocisto separada para inducir una respuesta inmune IgG1 en el animal; y
- (d)
- obtener a partir del animal anticuerpos IgG1 reactivos con la superficie de oocistos de Cryptosporidium.
10. El método de acuerdo con la reivindicación 9,
donde la separación de la pared de los oocistos de los esporozoítos
internos se realiza induciendo la exquistación de los oocistos
seguida de una inmuno-separación de los componentes
de la pared del oocisto.
11. El método de acuerdo con la reivindicación 9,
donde la separación de la pared de los oocistos de los esporozoítos
internos se realiza induciendo la exquistación de los oocistos
seguida de la separación de los componentes de la pared por el grupo
de métodos de separación que consta de centrifugación, citometría
de flujo, separación por gradiente de densidad, precipitación,
marcaje inmune, unión de ligandos, marcaje con biotina y separación
por avidina, y separación cromatográfica.
12. El método de acuerdo con la reivindicación 10
o 11, donde la inducción de la exquistación de los oocistos se
realiza por congelación-descongelación o por ruptura
física por medio de aplastamiento, sonicación o trituración.
13. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones 9 a 12, donde la etapa de tratamiento (b) se
realiza por ruptura física de la pared celular.
14. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones 9 a 13, donde (c) incluye además uno o más
adyuvantes.
15. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones 9 a 15, donde el animal es un ratón.
16. Un anticuerpo IgG1 aislado reactivo con la
superficie de oocistos de Cryptosporidium que se puede
obtener por el método de acuerdo con una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 8.
17. El anticuerpo de acuerdo con la
reivindicación 16, que es un anticuerpo monoclonal.
18. Un anticuerpo IgG aislado reactivo con la
superficie de oocistos de Cryptosporidium, que se puede
obtener por el método de acuerdo con una cualquiera de las
reivindicaciones 9 a 15.
19. El anticuerpo de acuerdo con la
reivindicación 18, que es un anticuerpo monoclonal.
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