EP4416291A1 - Procédé de purification d'une protéine d'intérêt et moyens pour sa mise en oeuvre - Google Patents

Procédé de purification d'une protéine d'intérêt et moyens pour sa mise en oeuvre

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Publication number
EP4416291A1
EP4416291A1 EP22802031.9A EP22802031A EP4416291A1 EP 4416291 A1 EP4416291 A1 EP 4416291A1 EP 22802031 A EP22802031 A EP 22802031A EP 4416291 A1 EP4416291 A1 EP 4416291A1
Authority
EP
European Patent Office
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protein
residue
mmi1
interest
amino acid
Prior art date
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Granted
Application number
EP22802031.9A
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German (de)
English (en)
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EP4416291C0 (fr
EP4416291B1 (fr
Inventor
André VERDEL
Leïla TODESCHINI
Daniel PERAZZA
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Institut National de la Sante et de la Recherche Medicale INSERM
Universite Grenoble Alpes
Original Assignee
Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Institut National de la Sante et de la Recherche Medicale INSERM
Universite Grenoble Alpes
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Filing date
Publication date
Application filed by Centre National de la Recherche Scientifique CNRS, Institut National de la Sante et de la Recherche Medicale INSERM, Universite Grenoble Alpes filed Critical Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Publication of EP4416291A1 publication Critical patent/EP4416291A1/fr
Application granted granted Critical
Publication of EP4416291C0 publication Critical patent/EP4416291C0/fr
Publication of EP4416291B1 publication Critical patent/EP4416291B1/fr
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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00—Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09—Recombinant DNA-technology
    • C12N15/11—DNA or RNA fragments; Modified forms thereof; Non-coding nucleic acids having a biological activity
    • C12N15/62—DNA sequences coding for fusion proteins
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K1/00—General methods for the preparation of peptides, i.e. processes for the organic chemical preparation of peptides or proteins of any length
    • C07K1/14—Extraction; Separation; Purification
    • C07K1/16—Extraction; Separation; Purification by chromatography
    • C07K1/22—Affinity chromatography or related techniques based upon selective absorption processes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K14/00—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof
    • C07K14/37—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from fungi
    • C07K14/39—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from fungi from yeasts
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K2319/00—Fusion polypeptide
    • C07K2319/20—Fusion polypeptide containing a tag with affinity for a non-protein ligand

Definitions

  • the present invention falls within the field of affinity purification of proteins of interest.
  • the present invention relates to a method for purifying a protein of interest.
  • Other subjects of the invention are a solid support and a kit for implementing a purification process according to the invention.
  • proteins are mainly produced by culturing cell lines specially designed to express them from the genes encoding these proteins, which are integrated into these cell lines. If such biological production methods make it possible to produce the proteins of interest efficiently and in large quantities, the latter are however obtained within complex mixtures, containing in particular the elements necessary for the culture of the cell lines, as well as the other cellular components of cells. It is therefore necessary to isolate the proteins of interest produced from these complex mixtures, in order to recover them in a sufficiently pure form for the targeted applications, this having to be achieved without compromising the biological activity necessary for these applications. This objective is particularly crucial when the proteins of interest are, for example, hormones, antibiotic peptides, enzyme regulators, etc., or any other protein intended for therapeutic application.
  • document WO 2017/194888 describes a method for purifying proteins of interest by affinity based on the lectinic activity of the CRD domain of a galectin.
  • the present invention aims to provide such a method.
  • the present invention takes advantage of the strong capacity of a particular domain of the Mmi1 protein of species of the Schizosaccharomyces genus to bind to a ribonucleic acid (RNA) molecule of particular sequence, with high specificity.
  • RNA ribonucleic acid
  • the Mmi1 protein (for English Meiotic mRNA interception protein 1), plays an important role in cells in a particular post-transcriptional event, the selective elimination of messenger RNAs specific to meiosis. It has been described in the literature that this protein binds with high specificity to RNA, more particularly to a sequence containing repeats of the UNAAAC hexanucleotide (E. Hiriart et al., The Embo Journal, 2012, 31 (10), 2296-2308; Wu et al., Biochemical and Biophysical Research Communications, 2017, 491, 310-316).
  • the present invention provides a method for purifying a protein of interest, which comprises:
  • a fusion protein comprising the protein of interest fused to a protein tag
  • said protein tag comprising at least, or consisting of: the Mmi1 protein of a microorganism of the genus Schizosaccharomyces, a fragment of this Mmi1 protein by understanding at minus the 173 C-terminal amino acids (the domain of the Mmi1 protein formed by these 173 C-terminal amino acids being designated in the present description by the abbreviation YTH+), or a protein with an amino acid sequence having at least 90 % identity with the amino acid sequence of said Mmi1 protein or said fragment and capable of binding to a ribonucleic acid motif of nucleotide sequence UNAAAC,
  • this fusion protein into contact with a ribonucleic acid molecule containing at least one UNAAAC nucleotide sequence motif, so as to allow the binding by affinity of the protein tag with this ribonucleic acid molecule, more precisely with its UNAAAC nucleotide sequence motif, this ribonucleic acid molecule being grafted onto a solid support or coupled to a capture ligand,
  • isolation of the solid support from the medium in which it is contained for example a cell culture medium in which the cells expressing the fusion protein have been cultured, and/or a cell lysis medium for such cells,
  • capture ligand is meant a molecule which is on the one hand capable of being covalently coupled with a ribonucleic acid molecule, and on the other hand capable of binding with high affinity and specificity to an affinity partner, for example a protein receptor, it being possible for the latter to be attached to a solid support.
  • an affinity partner for example a protein receptor
  • biotin the affinity partners of which are avidin and streptavidin.
  • the process according to the invention advantageously makes it possible, on its own, to produce the protein of interest, in the form of a recombinant fusion protein, and to separate it from the production medium by taking advantage of the strong highly specific binding capacity of the protein tag comprising the YTH+ domain of a Mmi1 protein from a species of the Schizosaccharomyces genus with the RNA sequence UNAAAC, to obtain the protein of interest rapidly with a high degree of purity and a high yield.
  • These steps can advantageously be carried out easily and quickly, and at low cost.
  • U designates uracil
  • A designates adenine
  • C designates cytosine
  • N designates any base among adenine, cytosine, guanine and uracil.
  • This nucleotide sequence is represented here, like all the other nucleotide sequences described, in a conventional manner, that is to say in the direction from the 5 'end towards the 3' end (the amino acid sequences being to them represented, also conventionally, in the direction of reading from the N-terminal end towards the C-terminal end).
  • the ribonucleic acid molecule containing the UNAAAC motif may comprise a single copy of this motif, or one or more repeats of this motif. It may further comprise, 5′ or 3′ of this UNAAAC motif or of this series of UNAAAC motifs, one or more additional ribonucleic acids, for example 2 to 10, in particular 2 to 6, additional ribonucleic acids.
  • the grafting / coupling of the ribonucleic acid molecule to the solid support / to the capture ligand can be carried out by any conventional method by itself. This grafting/coupling is preferably carried out by covalent bonding, preferably at the 5' end or at the 3' end of the ribonucleic acid molecule.
  • protein of interest any protein, peptide or polypeptide, in native or recombinant form, of interest for a targeted application, in particular for an application comprising administration to a mammal, in particular a human.
  • the method according to the invention can for example advantageously be used for the purification of endogenous complexes in the field of basic research, of hormones, of antibiotic peptides or even of enzyme regulators in the field of applied research, such list being in no way limiting of the invention.
  • the protein tag used in the method according to the invention may comprise the Mmi1 protein of a microorganism of a species of the genus whole Schizosaccharomyces or one of its fragments containing at least the YTH+ domain (that is to say the 173 C-terminal amino acids).
  • the Mmi1 protein is preferably derived from a species chosen from Schizosaccharomyces pombe, Schizosaccharomyces japonicus, Schizosaccharomyces octosporus and Schizosaccharomyces cryophilus.
  • the amino acid sequences of the Mmi1 protein are accessible, for the species Schizosaccharomyces pombe, under the accession number NP_587783.2 (SEQ ID No: 1 - the gene coding for this protein of this species has the sequence SEQ ID No: 2), for the species Schizosaccharomyces japonicus, under the accession number XP_002173827.2 (SEQ ID No: 3 - the gene coding for this protein of this species has the sequence SEQ ID No: 4), for the species Schizosaccharomyces octosporus, under the accession number XP_013019124.1 (SEQ ID No: 5 - the gene coding for this protein of this species has the sequence sequence SEQ ID No: 6), and for the species Schizosaccharomyces cryophilus, under the accession number XP_013025346.1 (SEQ ID No: 7 - the gene coding for this protein of this species has the sequence
  • the YTH+ domain of the Mmi1 protein extends from the residue at position 316 (leucine residue) to the residue at position 488 (arginine residue, in the C-terminal position in the sequence protein).
  • the YTH+ domain then has the amino acid sequence SEQ ID No: 9.
  • the fragment of the Mmi1 protein preferably contains the 174 C-terminal amino acids of the protein.
  • THE fragment of the Mmi1 protein used according to the invention thus preferably contains, or consists of:
  • the domain of the Mmi1 protein extending from the residue at position 306 (leucine residue) to the residue at position 479 (arginine residue, in the C-terminal position in the protein sequence).
  • the domain then has the amino acid sequence SEQ ID No: 10;
  • the domain of the Mmi1 protein extending from the residue at position 307 (leucine residue) to the residue at position 480 (arginine residue, in the C-terminal position in the protein sequence).
  • the domain then has the amino acid sequence SEQ ID No: 11;
  • the domain of the Mmi1 protein extending from the residue at position 306 (leucine residue) to the residue at position 479 (arginine residue, in the C-terminal position in the protein sequence).
  • the domain then has the amino acid sequence SEQ ID No: 12.
  • the fragment of the Mmi1 protein comprising at least the 173 C-terminal amino acids has an amino acid sequence comprising, or consisting of, the sequence of acids amino acids SEQ ID No: 9 (corresponding to
  • the protein tag implemented according to the invention may equally well comprise, or consist of, the Mmi1 protein or a fragment of the Mmi1 protein containing at least the YTH+ domain of the protein, or a protein of amino acid sequence having at least 90%, preferably at least 95%, preferably at least 98% and more preferably at least 99% identity with the amino acid sequence of the Mmi1 protein or of said fragment of said Mmi1 protein, and capable to bind to a ribonucleic acid motif of nucleotide sequence UNAAAC, preferably with a specificity at least as good as the YTH+ domain of the protein.
  • any protein of given amino acid sequence having at least 90%, preferably at least 95%, preferably at least 98% and even more preferably at least 99% identity with the amino acid sequence of the Mmi1 protein or of said fragment of the Mmi1 protein it falls within the skills of those skilled in the art to assess its binding capacity to the RNA motif of the UNAAAC sequence, by conventional binding tests in themselves, for example by gel retardation tests after electrophoresis or fluorescence spectroscopy, circular dichroism or plasmon resonance.
  • the binding specificity can be evaluated by these same methods, by comparison with RNA molecules of sequence close to the UNAAAC sequence (for example the CNAAAC or GNAAAC sequence) and to compare the results obtained with those obtained with said Mmi1 protein or said fragment of the Mmi1 protein.
  • the amino acid sequence protein having at least 90%, preferably at least 95%, preferably at least 98% and more preferably at least 99% identity with the amino acid sequence of the Mmi1 protein or of said fragment of the Mmi1 protein may have, relative to the sequence of the Mmi1 protein or of said fragment of the Mmi1 protein, which constitutes the reference sequence, insertions, deletions and/or substitutions.
  • substitution is preferably carried out by an amino acid of the same family as the original amino acid, for example by substitution of a basic residue such as arginine by another residue basic such as a lysine residue, of an acid residue such as aspartate by another acid residue such as glutamate, of a polar residue such as serine by another polar residue such as threonine, of an aliphatic residue such as leucine by another aliphatic residue such as isoleucine, etc.
  • a basic residue such as arginine by another residue basic such as a lysine residue
  • an acid residue such as aspartate by another acid residue such as glutamate
  • a polar residue such as serine by another polar residue such as threonine
  • an aliphatic residue such as leucine by another aliphatic residue such as isoleucine, etc.
  • the percentage of identity between two amino acid sequences is here determined in a conventional way in itself, by comparing the two optimally aligned sequences, through a comparison window, the part of the amino acid sequence to compare located in the comparison window which may include additions or deletions with respect to the reference sequence so as to obtain an optimal alignment between the two sequences.
  • the percentage identity is then calculated by determining the number of positions for which an amino acid residue is identical in the two sequences compared, then dividing this number of positions by the total number of positions in the window of comparison, the number obtained being multiplied by one hundred to obtain the percentage of identity between the two sequences.
  • the method according to the invention can also respond to one or more of the characteristics described below, implemented in isolation or in each of their technically effective combinations.
  • the protein tag can be fused to either the N-terminus or the C-terminus of the protein of interest.
  • a spacer can be embedded between the protein of interest and the protein tag.
  • a cleavage site enzyme is inserted between the protein of interest and the protein tag.
  • Any conventional cleavage site per se falls within the scope of the invention, in particular protease cleavage sites such as the TEV protease (tobacco etching virus protease) cleavage site.
  • the method according to the invention preferably comprises a step of cleaving the fusion protein, by an appropriate enzyme, at this enzymatic cleavage site, so as to separate the protein from interest of the protein label.
  • Such a step of cleaving the fusion protein is however only optional, and is in particular only necessary when the fusion of the protein tag to the protein of interest modifies the activity of the latter useful for the intended application of the protein of interest.
  • a separation step of the protein of interest and the protein tag is by no means necessary.
  • the Mmi1 proteins of the Schizosaccharomyces genus interact with RNA in a completely different way from mammalian YTH domain proteins, so that the fusion protein prepared and purified according to the invention can advantageously be administered, as it is, to a mammal, in particular a human, without the protein tag interfering with normal biological processes.
  • the presence of the protein tag according to the invention in fusion with the protein of interest does not cause any undesirable effect in the cells of higher eukaryotes.
  • This protein tag does not present any toxicity for these cells, and does not cause any modification of the localization of the protein of interest.
  • the step of preparing the fusion protein can be carried out in any conventional manner, in particular by biological means, by implementing conventional genetic engineering techniques per se.
  • the fusion protein can be prepared by transfecting a suitable host organism with a nucleic acid molecule encoding the fusion protein, or transforming a suitable host organism with an expression vector in which the gene hybrid encoding the protein of fusion is operably linked to a DNA sequence controlling its expression; and culture of this host organism under conditions allowing the expression of the fusion protein, such conditions being conventional in themselves and well known to those skilled in the art.
  • Host organisms which can be used for this purpose include, without limitation, gram-positive and gram-negative bacteria such as strains of Escherichia coli or Bacillus subtilis, yeasts such as strains of Saccharomyces cerevisiae, and organisms higher eukaryotes, including mammalian cell lines.
  • the hybrid gene coding for the fusion protein can be prepared by conventional DNA recombination methods or by gene synthesis methods which are also conventional in themselves. It can be incorporated into any conventional protein expression vector.
  • the fusion protein produced is separated from the host organism and from the culture medium by bringing the medium containing it together, if necessary after cell lysis (such a cell lysis step not being necessary when the fusion protein to be separated from the medium is of the extracellular addressing type) the target RNA molecule, grafted onto a solid support or covalently coupled to a capture ligand.
  • this ribonucleic acid molecule contains one or more repeats of the UNAAAC sequence motif. These different repetitions can either be contiguous or spaced from each other by a spacer sequence.
  • the ribonucleic acid molecule containing at least one UNAAAC nucleotide sequence motif may comprise, within this motif and/or in any other position:
  • At least one chemically modified nucleotide in particular a 2'-O-methylated nucleotide, such a modification being carried out in a conventional manner in itself, in particular at the level of the ribose motif;
  • LNA locked nucleic acid
  • the step of bringing the fusion protein into contact with the ribonucleic acid molecule containing at least one UNAAAC nucleotide sequence motif is preferably carried out for a period of between 5 minutes and 1 hour, preferably between 10 minutes and 30 minutes.
  • the solid support onto which the affinity partner of the capture ligand or the ribonucleic acid molecule is grafted can be of any conventional type per se, in particular for carrying out separation methods by immunoprecipitation. It may for example consist of agarose or polystyrene beads, for example with magnetic properties, which can in particular be isolated from the medium containing them by magnets.
  • the solid support is a chromatography support, conventional in itself, for example a crosslinked polymer based on polysaccharide, such as dextran or agarose, or polyacrylamide , in particular in the form of porous beads, or of polystyrene.
  • the chromatography support is then preferably contained in a column (or tube), into which is introduced the medium containing the fusion protein, if necessary bound to the molecule of ribonucleic acid when the process according to the invention uses a capture ligand coupled to the latter, for fixing the fusion protein to the chromatography support according to the principle of affinity chromatography, this affinity being either between the ligand capture and its affinity partner grafted onto the support, or between the fusion protein, more precisely the protein tag, and the ribonucleic acid molecule grafted onto the support.
  • Such a chromatography column can be operated in batch or continuous mode.
  • the chromatography support is equilibrated, in a conventional manner in itself and according to the manufacturer's recommendations, in particular with an aqueous equilibration buffer.
  • This equilibration buffer may contain a denaturing agent or detergent such as guanidinium chloride, urea or Triton® X-100.
  • the separation of the fusion protein and the solid support can be achieved in different ways, all including a step of eluting the protein of interest (alone or as a fusion protein with the protein tag). This elution can be carried out at constant pH or with pH gradients decreasing linearly or discontinuously. The optimal elution conditions can easily be determined by those skilled in the art, by routine experiments, for each given protein of interest.
  • the elution buffer may contain a denaturing agent or detergent such as guanidinium chloride, urea or Triton® X-100.
  • a denaturing agent or detergent such as guanidinium chloride, urea or Triton® X-100.
  • the separation of the protein of interest and the solid support can be achieved by cleavage at the site of enzymatic cleavage.
  • the protein of interest can then be recovered by elution, as indicated above.
  • the fusion protein can be separated from the solid support by chemical elution, in particular by means of a low pH glycine-based solution, then the protein of interest can optionally be dissociated from the protein tag by cleavage at the enzymatic cleavage site that separates them.
  • a cleavage site is inserted between the ribonucleic acid molecule containing at least one UNAAAC nucleotide sequence motif and the solid support or the capture ligand.
  • This cleavage site may be of the type cleavable by a specific RNAse enzyme.
  • the separation of the protein of interest and the chromatography support can be achieved by cleavage at this cleavage site.
  • the fusion protein can then be recovered by elution, as indicated above.
  • the separation of the fusion protein and the solid support can otherwise be carried out by chemical cleavage within the immobilized RNA molecule, directly or indirectly, via the couple "capture ligand / affinity partner”, on the strong support.
  • the protein tag contains, in addition to the fragment of the Mmi1 protein containing the 173 or the 174 C-terminal amino acids thereof, at least one domain chosen from the domains of Mmi1 of Schizosaccharomyces of the following amino acid sequence:
  • Xaas represents a proline or glycine residue
  • Xaag represents a glutamic acid or aspartic acid residue
  • Xaaw represents a histidine
  • Xaan represents an aspartic acid or glutamic acid residue
  • Xaai2 represents an alanine residue or tyrosine
  • Xaa is zero or represents a proline residue
  • Xaau represents an isoleucine or methionine residue
  • Xaais represents a glycine or aspartic acid residue, this domain being designated in the present description as “domain 3”;
  • RXaa34EKPKXaa3sRAXaa36TPPP (SEQ ID No: 18) (domain 7 of Mmi1 of Schizosaccharomyces), where Xaa34 represents a lysine or arginine residue, Xaaass represents an alanine, proline or threonine residue and Xaa36 represents a serine or proline residue, this domain being designated in the present description as "Domain 7".
  • the protein tag may contain two or more of domains 2 to 7 above, including all of these domains, any combination of two or more of these domains being within the scope of the invention.
  • variable amino acids are chosen so that the amino acid sequence of each of the domains corresponds to the amino acid sequence of a domain of the Mmi1 protein from a microorganism of the genus Schizosaccharomyces, preferably the same as that from which said fragment containing the YTH+ domain of the protein is derived.
  • the different domains, as well as the YTH+ domain, contained in the protein tag according to the invention are then preferably positioned relative to each other according to their normal positioning in the native protein, these domains then being contiguous or separated by the sequences native spacers of the protein, or by sequences obtained by substitution, addition or deletion with respect to these native spacer sequences.
  • the protein tag comprises the YTH+ domain of the Mmi1 protein of Schizosaccharomyces pombe and at least one domain of this protein chosen from the following areas, or several of these areas, or even all of them, in all possible combinations:
  • - domain 2 extending from the amino acid in position 40 (arginine) to the amino acid in position 50 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: RSVWTTHTGEP (SEQ ID No: 19), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 3 extending from the amino acid in position 64 (phenylalanine) to the amino acid in position 82 (arginine) of the Mmi1 protein, of sequence: FSSPLKRPAPESHDAPIGR (SEQ ID No: 20), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 4 extending from the amino acid in position 97 (tyrosine) to the amino acid in position 125 (tyrosine) of the Mmi1 protein, of sequence: YDFSRHCTDYGHSYEWPYFRSLRRESMLY (SEQ ID No: 21), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 5 extending from the amino acid in position 169 (glutamine) to the amino acid in position 180 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: QPPPKRRTLSPP (SEQ ID No: 22), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 6 extending from the amino acid in position 258 (arginine) to the amino acid in position 272 (histidine) of the Mmi1 protein, of sequence: RASHSPSLLEPYAH (SEQ ID No: 23), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 7 extending from the amino acid in position 302 (arginine) to the amino acid in position 315 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: RKEKPKARASTPPP (SEQ ID No: 24), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence.
  • these different domains, as well as the YTH+ domain, contained in the protein tag, are preferably positioned relative to each other according to their normal positioning in the native protein, these domains then being contiguous or separated by the native intervening sequences of the protein, or by sequences obtained by substitution, addition or deletion with respect to these native intervening sequences.
  • the protein tag comprises, or consists of, the Mmi1 protein of Schizosaccharomyces pombe with the 30 amino acids deleted in the N-terminal position.
  • the protein tag then comprises, or consists of, the amino acid sequence of sequence SEQ ID No: 25.
  • the protein tag comprises the YTH+ domain of the Mmi1 protein of Schizosaccharomyces japonicus and at least one domain of this protein chosen from the following domains, or several of these domains, or even the all, in all possible combinations:
  • - domain 2 extending from the amino acid in position 38 (arginine) to the amino acid in position 48 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: RSVWAKHPNDP (SEQ ID No: 26), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 3 extending from the amino acid in position 61 (phenylalanine) to the amino acid in position 78 (arginine) of the Mmi1 protein, of sequence: FSSPLKRGAPDSKEYMDR (SEQ ID No: 27), or a protein region of amino acid sequence having at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferably at least 99%, identity with this amino acid sequence;
  • - domain 4 extending from the amino acid in position 93 (tyrosine) to the amino acid in position 120 (tyrosine) of the Mmi1 protein, of sequence: YDFYRHCTDYGHSYDWPYFRSLRRELAY (SEQ ID No: 28), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 5 extending from the amino acid in position 166 (glutamine) to the amino acid in position 177 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: QPPLKRRTLLSP (SEQ ID No: 29), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 6 extending from the amino acid in position 245 (aspartic acid) to the amino acid in position 258 (histidine) of the Mmi1 protein, of sequence: DAGDSPLFSEPTAH (SEQ ID No: 30), or a region protein of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 7 extending from the amino acid in position 292 (arginine) to the amino acid in position 305 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: RREKPKTRAPTPPP (SEQ ID No: 31), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence.
  • the protein tag comprises the YTH+ domain of the Mmi1 protein of Schizosaccharomyces octosporus and at least one domain of this protein chosen from the following domains, or several of these domains, or even the all, in all possible combinations:
  • - domain 2 extending from the amino acid in position 39 (arginine) to the amino acid in position 49 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: RSVWSNRPAEP (SEQ ID No: 32), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of with this amino acid sequence;
  • - domain 3 extending from the amino acid in position 61 (phenylalanine) to the amino acid in position 79 (arginine) of the Mmi1 protein, of sequence: FTSPLKRPAPDSREAPMGR (SEQ ID No: 33), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 4 extending from the amino acid in position 94 (tyrosine) to the amino acid in position 122 (tyrosine) of the Mmi1 protein, of sequence: YDFTRHCTDYGHSYEWPYFRSVRRESLMY (SEQ ID No: 34), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 5 extending from the amino acid in position 170 (glutamine) to the amino acid in position 181 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: QPPSKRRTLSPP (SEQ ID No: 35) or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 6 extending from the amino acid in position 253 (arginine) to the amino acid in position 266 (histidine) of the Mmi1 protein, of sequence: RASHSPGLIDPYTH (SEQ ID No: 36), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 7 extending from the amino acid in position 293 (arginine) to the amino acid in position 306 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: RKEKPKPRAPTPPP (SEQ ID No: 37), or a protein region of amino acid sequence having at least 90%, preferably at least 95%, of more preferably at least 98%, and more preferably at least 99%, identity with this amino acid sequence.
  • the protein tag comprises the YTH+ domain of the Mmi1 protein of Schizosaccharomyces cryophilus and at least one domain of this protein chosen from the following domains, or several of these domains, or even all, in all possible combinations:
  • - domain 2 extending from the amino acid in position 39 (arginine) to the amino acid in position 49 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: RSVWSSRPAEP (SEQ ID No: 38), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 3 extending from the amino acid in position 61 (phenylalanine) to the amino acid in position 79 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: FTSPLKRPAPDSREAPIGR (SEQ ID No: 39), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 4 extending from the amino acid in position 94 (tyrosine) to the amino acid in position 122 (tyrosine) of the Mmi1 protein, of sequence: YDFTRHCTDYGHSYEWPYFRSVRRESLMY (SEQ ID No: 40), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 5 extending from the amino acid in position 169 (glutamine) to the amino acid in position 180 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: QPPSKRRTLSPP (SEQ ID No: 41) or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence;
  • - domain 6 extending from the amino acid at position 252 (aspartic acid) to the amino acid at position 265 (histidine) of the Mmi1 protein, of sequence: RASHSPSLIDPYAH (SEQ ID No: 42), or a protein region of amino acid sequence having at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferably at least 99%, identity with this amino acid sequence;
  • - domain 7 extending from the amino acid in position 292 (arginine) to the amino acid in position 305 (proline) of the Mmi1 protein, of sequence: RKEKPKPRAPTPPP (SEQ ID No: 43), or a protein region of amino acid sequence exhibiting at least 90%, preferably at least 95%, more preferably at least 98%, and preferentially at least 99%, of identity with this amino acid sequence.
  • the fusion protein according to the invention may also comprise other chemical or protein labels, conventional in themselves, one or more subcellular localization sequences, etc.
  • a recombinant fusion protein capable of being obtained at the end of the step of preparing a fusion protein of the purification process according to the invention, or at the end of the process according to the invention, in the form purified, comprises a protein of interest fused to a protein tag, this protein tag comprising at least, or consisting of: the Mmi1 protein of a microorganism of the genus Schizosaccharomyces, a fragment of this Mmi1 protein comprising at least the 173 acids C-terminal amino acids, or a protein of amino acid sequence having at least 90% identity, preferably at least 95%, preferably at least 98%, and more preferably at least 99% identity with the sequence of amino acids of said Mmi1 protein or of said fragment and capable of binding to a ribonucleic acid motif of nucleotide sequence UNAAAC.
  • This fusion protein may exhibit any characteristic or combination of characteristics described above with reference to the purification process according to the invention, and relating to the fusion protein prepared/implemented.
  • an enzymatic cleavage site is inserted between the protein of interest and the protein tag.
  • a nucleic acid molecule encoding such a fusion protein particularly suitable for use in the preparation step of the fusion protein of a purification process according to the invention, can in particular be obtained by any conventional genetic engineering method in itself.
  • nucleic acid molecule may for example comprise, in the reading frame, a sequence chosen from the sequences SEQ ID No: 2 and SEQ ID No: 44, corresponding to the sequences coding, respectively, for the Mmi1 protein of Schizosaccharomyces pombe , of amino acid sequence SEQ ID No: 1, and for the YTH+ domain of the latter, of amino acid sequence SEQ ID No: 9.
  • An expression vector comprising such a nucleic acid molecule which is particularly suitable for use in the fusion protein preparation step of a purification process according to the invention, can be of any type known in itself for implementation in genetic engineering, in particular a plasmid, a cosmid, a virus, a bacteriophage, containing the elements necessary for the transcription and the translation of the sequence coding for the fusion protein according to the invention.
  • a promoter located 5′ of a nucleotide sequence coding for the fusion protein according to the invention, and transcription termination signals 3′ of this sequence.
  • a host cell comprising such a fusion protein, such a nucleic acid molecule and/or such an expression vector, particularly suitable for use in the step of preparing the fusion protein of a method of purification according to the invention may equally well be a prokaryotic cell, in particular bacterial, in particular for the mass production of the fusion protein according to the invention, or a eukaryotic cell, this eukaryotic possibly being lower or higher, for example a yeast, invertebrate or mammalian cell.
  • a prokaryotic cell in particular bacterial, in particular for the mass production of the fusion protein according to the invention
  • a eukaryotic cell this eukaryotic possibly being lower or higher, for example a yeast, invertebrate or mammalian cell.
  • cell lines expressing, in a stable, inducible or constitutive manner, or else transiently, a fusion protein according to the invention are particularly well be a prokaryotic cell, in particular bacterial, in particular for the mass production
  • the fusion protein used according to the invention can be prepared by any conventional method known to those skilled in the art. It can in particular be obtained by genetic engineering or by chemical synthesis.
  • a method for preparing such a fusion protein which can be implemented to carry out the step of preparing the fusion protein of the purification method according to the invention, comprises the transfection of a host cell with a molecule of nucleic acid as defined above or transformation of a host cell with an expression vector as defined above; and culturing this host cell under conditions permitting the expression of the targeted fusion protein.
  • Another object of the invention is a ribonucleic acid molecule containing at least one UNAAAC nucleotide sequence motif, coupled to a capture ligand, for example to a biotin molecule.
  • This ribonucleic acid molecule may exhibit any characteristic or combination of characteristics described above with reference to the purification process according to the invention, and relating to the ribonucleic acid molecule used.
  • Another aspect of the invention is a solid support for implementing a process for purifying a protein of interest according to the invention.
  • a ribonucleic acid molecule containing at least one UNAAAC nucleotide sequence motif is grafted onto this solid support.
  • This solid support can have any characteristic or combination of characteristics described above with reference to the purification process according to the invention, and relating to the grafted solid support used.
  • the invention relates to a kit for implementing a process for purifying a protein of interest according to the invention.
  • This kit contains a ribonucleic acid molecule containing at least one UNAAAC nucleotide sequence motif grafted onto a solid support or coupled to a capture ligand, and at least one of the following constituents, for example these two constituents:
  • an expression vector comprising, under the control of a promoter, a nucleic acid molecule coding for a protein tag comprising at least, or consisting of: the Mmi1 protein of a microorganism of the genus Schizosaccharomyces, a fragment of this Mmi1 protein comprising at least the C-terminal 173 amino acids, or an amino acid sequence protein having at least 90% acid sequence identity amines of said Mmi1 protein or of said fragment and capable of binding to a ribonucleic acid motif of nucleotide sequence UNAAAC; and a site allowing the insertion, 5' or 3' relative to said nucleic acid molecule coding for said protein tag, of a nucleic acid molecule coding for said protein of interest so as to allow the expressing a fusion protein containing said protein of interest and said protein tag;
  • This kit may also contain, in the case in which the ribonucleic acid molecule is coupled to a capture ligand, a solid support on which is grafted an affinity partner of this capture ligand.
  • Each of these constituents can respond to one or more of the characteristics described above with reference to the purification process according to the invention, and relating to this constituent.
  • the expression vector allowing the cloning of the nucleic acid molecule encoding the protein of interest so as to form a chimeric nucleic acid molecule encoding the fusion protein, and the expression of the latter, can be of any type known per se for use in genetic engineering, in particular a plasmid, a cosmid, a virus, a bacteriophage, etc. It contains the elements necessary for the cloning in an adequate insertion site of a nucleic acid molecule coding for the protein of interest, as well as the transcription and the translation of the chimeric sequence coding for this fusion protein "protein of interest - protein tag" (or "protein tag - protein of interest”) thus obtained.
  • a promoter located 5′ of a nucleic acid molecule coding for the protein tag according to the invention, an insertion site for an acid molecule nucleic acid encoding the protein of interest in the same reading frame as the nucleic acid molecule encoding the protein tag according to the invention, and transcription termination signals in 3′ of these elements.
  • the kit may also contain a host cell capable of being transformed by an expression vector comprising, under the control of a promoter: a nucleic acid molecule coding for a protein tag comprising at least, or consisting of the Mmi1 protein of a microorganism of the genus Schizosaccharomyces, a fragment of this Mmi1 protein comprising at least the 173 C-terminal amino acids, or a protein of amino acid sequence having at least 90% identity with the amino acid sequence of said Mmi1 protein or of said fragment and capable of binding to a ribonucleic acid motif of nucleotide sequence UNAAAC; and a site allowing the insertion, 5' or 3' with respect to this nucleic acid molecule coding for this protein tag, of a nucleic acid molecule coding for the protein of interest, this site being configured to allow expression of a fusion protein containing the protein of interest and the protein tag.
  • a promoter a nucleic acid molecule coding for a protein tag compris
  • This host cell may just as well be a prokaryotic cell, in particular a bacterial one, in particular for the mass production of the fusion protein according to the invention, or a eukaryotic cell, this eukaryotic cell possibly being lower or higher, for example a cell of yeast, invertebrates or mammals.
  • Figure 1 shows a photograph of a western blot membrane, the revelation having been carried out by means of an anti-Mmi1 antibody, obtained after expression of the Mmi1 protein of S. pombe in E. coli, cell lysis, setting presence (right lane, "WT RNA") or not (left lane, "Control”) for 15 min of the lysate diluted to 1/ 100th with an RNA molecule "WT RNA” containing an UNAAAC motif ( according to the invention), recovery of the proteins bound to the RNA molecule, and separation of the proteins by SDS electrophoresis.
  • Figure 2 shows a photograph of a western blot membrane, the revelation having been carried out by means of an anti-Mmi1 antibody, obtained after expression of the Mmi1 protein of S. pombe in E. coli, cell lysis, setting presence of the lysate diluted to 1/ 10th with an RNA molecule “WT RNA” containing an UNAAAC motif (in accordance with the invention, middle lane) or a "mutated RNA" RNA molecule containing a CNAAAC motif (not in accordance with the invention - negative control, right lane) or absence of such setting presence (left lane, "Control”), recovery of proteins bound to the RNA molecule, and separation of proteins by SDS-PAGE electrophoresis.
  • WT RNA containing an UNAAAC motif
  • a "mutated RNA" RNA molecule containing a CNAAAC motif not in accordance with the invention - negative control, right lane
  • absence of such setting presence left lane, "Control”
  • Figure 3 shows a photograph of a western blot membrane, the revelation having been carried out by means of an anti-Mmi1 antibody, obtained after expression of the Mmi1 protein of S. pombe in S. pombe, cell lysis, setting presence (or absence of presence: left lane, "Control") for 1 hour of the lysate diluted to 1/ 10th with an anti-Mmi1 antibody (right lane) or an antibody not directed against Mmi1 (human IgG, middle lane, "Non spec.”), recovery of antibody-bound proteins, and separation of proteins by SDS-PAGE electrophoresis.
  • an anti-Mmi1 antibody obtained after expression of the Mmi1 protein of S. pombe in S. pombe, cell lysis, setting presence (or absence of presence: left lane, "Control") for 1 hour of the lysate diluted to 1/ 10th with an anti-Mmi1 antibody (right lane) or an antibody not directed against Mmi1 (human IgG, middle
  • Figure 4 shows a photograph of a western blot membrane, the revelation having been carried out by means of an anti-Mmi1 antibody, obtained after expression of the Mmi1 protein of S. pombe in fusion with protein A (right track , "Mmi1 -TAP >>) or alone (middle lane, "Mmi1 >>) in S. pombe, cell lysis, bringing together (or absence of bringing together: left lane, "Control”) for 1 h lysate diluted to 1/ 10th with IgGs grafted onto beads, recovery of the proteins bound to the IgGs, and separation of the proteins by SDS-PAGE electrophoresis.
  • an anti-Mmi1 antibody obtained after expression of the Mmi1 protein of S. pombe in fusion with protein A (right track , "Mmi1 -TAP >>) or alone (middle lane, "Mmi1 >>) in S. pombe, cell lysis, bringing together (or absence of
  • FIG. 5 shows photographs of western blot membranes, the revelation having been carried out by means of an anti-GFP antibody, obtained after expression in HEK293 cells, respectively, in a/ of GFP and in b/ of the protein Mmi1 fused to GFP.
  • Figure 6 shows images, acquired by fluorescence microscopy, of HEK293 cells overexpressing, in a/ the fusion protein of GFP and the Mmi1 protein, the GFP being on the C-terminal side, in b/ the GFP alone, and c/ the fusion protein of GFP and of the Mmi1 protein, the GFP being on the N-terminal side.
  • Escherichia coli BL21 strain and plasmid pETM1 1 (the sequences of DNA encoding the Mmi1 protein were cloned into this plasmid using the Nco ⁇ and EcoRI restriction sites);
  • the Mmi1 protein is that of S. pombe (complete Mmi1 protein, of amino acid sequence SEQ ID No: 1).
  • D1 transform the cells of the BL21 strain with the pETM11 plasmid containing Mmi1 by following the standard procedure used for Top10 cells (by applying the conventional bacterial transformation protocol);
  • D2 take a colony and inoculate it in 50 ml of LB medium supplemented with 50 mM kanamycin and let the culture grow at 37° C. with stirring (180 rpm);
  • D3 transfer the inoculum to 200 ml of LB medium supplemented with 50 mM kanamycin and place it again under stirring at 37° C.
  • Cell lysis a pellet of E. coli BL21 cells expressing the Mmi1 protein is thawed on ice. The cells are then lysed by sonication in 5 ml of lysis buffer (50 mM Tris pH 7.6, 150 mM KCl, 5 mM MgCl2, 1 mM EDTA, 1% Triton X-100, 10% glycerol, 5 mM DTT, 1 mM PMSF, 1 pg/ml of LABP (Cocktail of protease inhibitors (Sigma): Aprotinin ref. 10236624001, Bestatin ref. 10874515001, Leupeptin ref. 10874515001, Pepstatin ref.
  • lysis buffer 50 mM Tris pH 7.6, 150 mM KCl, 5 mM MgCl2, 1 mM EDTA, 1% Triton X-100, 10% glycerol, 5 mM DTT, 1 mM
  • the lysate is then transferred to a new 15ml tube and centrifuged for 10 min at 14,000 g at 4°C, then sonicated alternately “10 s sonication/10 s rest” at 85% of maximum power (Vibracell 75186 sonicator, ThermoFisher) for a total sonication time of 2 min .
  • RNAs Preparation of biotinylated RNAs for each immunoprecipitation, 100 ng of the RNAs named “WT RNA” and “mutated RNA” are denatured for 2 min at 90°C, then the denatured RNAs are incubated for 20 min at room temperature in the structuring buffer (10 mM Tris pH7, 0.1 M KCI, 10 mM MgCL) before being incubated with the lysate.
  • the RNAs used were obtained from Eurogentec and have the following sequences:
  • WT RNA 5' Biot-GGAUCCUUAAACAGAUCU 3' (SEQ ID No: 45) (artificial sequence, substrate for Mmi1 binding) - having an UNAAAC motif in accordance with the invention
  • RNA 5' Biot-GGAUCCCUAAACAGAUCU 3' (SEQ ID No: 46) (artificial sequence, negative control for binding of Mmi1) - negative control showing no UNAAAC motif but a CNAAAC motif.
  • RNA binding a 1/ 100th or 1/ 10th dilution of the cell extract obtained at the end of the cell lysis step is carried out.
  • Biotinylated RNA 100 ng is added to 100 ⁇ l of cell extract, then the extract is incubated with shaking for 15-20 min at 4°C.
  • the immunoprecipitation is carried out by adding 15 ⁇ l of 10 mg/ml of Dynabeads® M-280 Streptavidin (Invitrogen) and incubation for 30 min with stirring. The beads are then washed three times with 1 ml of lysis buffer with 5 min of agitation for each wash.
  • the elution of the Mmi1 protein associated with the RNA is done by boiling for 5 min in the SDS Laemmli 2X buffer.
  • the efficiency of protein binding to RNA is analyzed by immunoblot (western blot), separation by SDS-PAGE electrophoresis being carried out on a 10% polyacrylamide gel for 1 h at 180 V.
  • the detection of the protein is carried out by means of an anti-Mmi1 antibody, as described in the publication by Touat-Todeschini et al, EMBO J, 2017, 36:2626-2641.
  • the nitrocellulose membrane is incubated for one hour at room temperature with this anti-Mmi1 primary antibody diluted to 1/1000 in TBS 0.1% tween (TBS-T) containing 10% FCS, followed by three washes of 5 min each with TBS-T.
  • TBS-T TBS 0.1% tween
  • the membrane is then incubated for 45 min with a secondary antibody coupled to HRP (DAKO, ref. P0448) diluted to 1/5000 dan TBS-T containing 1% milk, then washed again 3 times 5 min with TBS-T.
  • HRP DAKO, ref. P0448
  • S. pombe cells in which Mmi1 has been overexpressed using an inducible promoter (nmt1 promoter) inserted at the endogenous Mmi1 locus are used.
  • Cells overexpressing Mmi1 in fusion with the TAP tag for English “Tandem Affinity Purification", tandem affinity purification, composed of protein A and CBP (calmodulin-binding protein), are also used, in which the TAP tag was added to the endogenous sequence of the mmi1 gene by the conventional approach of homologous recombination of polymerization products by chain reaction in yeast.
  • TAP tag for English "Tandem Affinity Purification", tandem affinity purification, composed of protein A and CBP (calmodulin-binding protein
  • These cells are cultured at an optical density (OD) of 1.2 in a total volume of 50 ml of YEA culture medium.
  • Lysis buffer (LysBuff) (100 mM HEPES pH 7.5, 20 mM MgCL, 10% Glycerol, 10 mM EGTA, 0.1 M EDTA, 0.4% NP-40, 150 mM NaCI, 1 mM DTT,
  • Cell lysis take up the pellets in 400 ⁇ l of LysBuff lysis buffer (2x) (mix the tube gently if necessary), then add glass beads and shake 2x30 s in a bead shaker, with a rest time of
  • TAP immunoprecipitation use 15 ⁇ l of IgG antibodies grafted onto Sepharose® resin beads (IgG Sepharose, Ref. 17-0969-01, GE-Healthcare) per immunoprecipitation experiment. Perform 3 washes of the beads with 500 ⁇ l of 2x LysBuff lysis buffer. Mix the protein samples (the same amount of protein in each sample) with 15 ⁇ l of beads prepared in the previous step. Shake gently at 4°C for 1 hour. Immunoprecipitation by anti-Mmi1 antibody: the proteins (the same quantity in each sample) are mixed with 2 ⁇ l of the aforementioned anti-Mmi1 antibody and the mixture is stirred gently for 1 h at 4°C.
  • Sepharose® resin beads on which protein A is grafted (Sepharose® Protein A, Ref. 17-5280-01, GE-Healthcare) are added to the mixture, which is then stirred again for 1 h to 4 °C.
  • Washing and elution wash the beads 3 times with 500 ⁇ l of 2x LysBuff, proceeding in the same way: washing for 5 min with gentle agitation then centrifugation for 2 min at 500 g. Elution is done by boiling for 5 min in 2X Laemmli SDS buffer.
  • Western Blot detection the same method as described above with reference to the Mmi1 RNA binding experiment in E. coli. The detection of TAP is done with an anti-TAP antibody.
  • the transfection is carried out according to the supplier's standard protocol, using Lipofectamine® 3000 (ThermoFisher).
  • the cells are then either lysed for detection by the conventional western blot method using an anti-GFP antibody (Roche #1 1814460001), or visualized directly on a slide under a fluorescence microscope, according to conventional protocols.
  • the gene of sequence SEQ ID No: 2 is cloned into the plasmid, to allow expression by the cells of the Mmi1 protein of S. pombe, of amino acid sequence SEQ ID No: 1 (complete Mmi1 protein).
  • an extract obtained by cell lysis of cells expressing the Mmi1 protein is brought into contact with one or other of the 5' biotinylated RNA molecules "WT RNA” (in accordance with the invention) and "mutated RNA” (not in accordance with the invention, negative control), for a period of 15 min, then the RNA molecules (and the proteins attached to these molecules) are isolated from the medium by means of Dynabead® magnetic beads onto which the streptavidin, using the latter's strong ability to bind to biotin. The proteins fixed on the beads are eluted, and analyzed by Western blot, after separation of the proteins by electrophoresis on SDS-PAGE gel, by means of the anti-Mmi1 antibody.
  • Mmi1 protein can be purified with a high degree of purity from a complex cellular medium by interaction with an RNA molecule comprising an UNAAAC motif grafted onto a solid support.
  • an extract obtained by cell lysis of cells expressing the Mmi1 protein is brought together for 1 h with an anti-Mmi1 antibody.
  • the proteins fixed on the beads are eluted and analyzed by Western blot, after separation of the proteins by SDS-PAGE gel electrophoresis, using the anti-Mmi1 antibody.
  • the method according to the invention as implemented in experiment 1 allows, four times faster (15 min versus 1 h), to purify the Mmi1 protein with a much higher degree of purity.
  • an extract obtained by lysis of cells expressing the Mmi1 protein in fusion with protein A is brought together for 1 hour with Sepharose® beads on which IgGs are grafted, in order to isolate the Mmi1 protein from the medium by pulling advantage of the high affinity of IgG for protein A (Kd > 10 9 M).
  • the proteins fixed on the beads are eluted, and analyzed by Western blot, after separation of the proteins by electrophoresis on SDS-PAGE gel, using the anti-Mmi1 antibody.
  • the method according to the invention as implemented in experiment 1 allows, four times faster ( 15 min versus 1 h), to purify the Mmi1 protein with an equivalent degree of purity, and even slightly higher, in particular because it avoids any contamination with IgG.
  • This experiment is carried out with the Mmi1 protein produced in HEK293 cells, in fusion with the GFP protein.
  • the gene of sequence SEQ ID No: 2 is cloned into the plasmid pEGFP-C3 or pEGFP-N3, to allow the expression by the HEK293 cells, of the Mmi1 protein (complete) in fusion, at the C-terminal or at the N-terminal, with the GFP protein.
  • a GFP control alone is also carried out.
  • the cells obtained are analyzed by Western blot after cell lysis or observed by fluorescence microscopy to verify the localization of the GFP therein.

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Abstract

L'invention concerne un procédé de purification d'une protéine d'intérêt, comprenant la préparation d'une protéine de fusion dans laquelle cette protéine d'intérêt est fusionnée à une étiquette protéique comprenant la protéine Mmi1 d'un microorganisme du genre Schizosaccharomyces ou un fragment de celle-ci, la mise en présence de cette protéine de fusion avec une molécule d'acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC, de sorte à permettre la liaison par affinité de l'étiquette protéique avec cette molécule d'acide ribonucléique, et la récupération de la protéine d'intérêt.

Description

PROCÉDÉ DE PURIFICATION D’UNE PROTÉINE D’INTÉRÊT ET MOYENS POUR SA MISE EN ŒUVRE
La présente invention s’inscrit dans le domaine de la purification par affinité des protéines d’intérêt.
Plus particulièrement, la présente invention concerne un procédé de purification d’une protéine d’intérêt. D’autres objets de l’invention sont un support solide et un kit pour la mise en oeuvre d’un procédé de purification selon l’invention.
La production en grande quantité, et à faible coût, de protéines d’intérêt s’avère d’un intérêt croissant dans de nombreux secteurs de l’industrie biotechnologique.
A l’heure actuelle, les protéines sont principalement produites par culture de lignées cellulaires spécialement conçues pour les exprimer à partir des gènes codant pour ces protéines, qui sont intégrés dans ces lignées cellulaires. Si de telles méthodes de production par voie biologique permettent de produire les protéines d’intérêt efficacement et en grande quantité, ces dernières sont cependant obtenues au sein de mélanges complexes, contenant notamment les éléments nécessaires à la culture des lignées cellulaires, ainsi que les autres composants cellulaires des cellules. Il est de ce fait nécessaire d’isoler les protéines d’intérêt produites de ces mélanges complexes, afin de les récupérer sous une forme suffisamment pure pour les applications visées, ceci devant être réalisé sans en compromettre l’activité biologique nécessaire à ces applications. Cet objectif est particulièrement crucial lorsque les protéines d’intérêt sont, par exemple, des hormones, des peptides antibiotiques, des régulateurs d’enzymes, etc., ou toute autre protéine destinée à une application thérapeutique.
De nombreux procédés ont été proposés par l’art antérieur pour la purification des protéines d’intérêt produites par des procédés biologiques.
Nombre de ces procédés consistent à exprimer la protéine d’intérêt sous forme d’une protéine de fusion au sein de laquelle elle est associée, par les techniques de génie génétique, à une étiquette protéique présentant une affinité particulière pour un partenaire. Il est alors possible de purifier la protéine d’intérêt par chromatographie d’affinité, le partenaire de l’étiquette protéique étant greffé sur le support de chromatographie. Au titre de telles étiquettes protéiques proposées par l’art antérieur, on peut notamment citer l’étiquette histidine, présentant une haute affinité pour les cations cobalt et nickel, l’étiquette Glutathion S-transférase, présentant une haute affinité pour le glutathion, et la protéine liant le maltose (MBP), à haute affinité pour le maltose.
A titre d’autre exemple, le document WO 2017/194888 décrit un procédé de purification de protéines d’intérêt par affinité basée sur l’activité lectinique du domaine CRD d’une galectine.
Aucun des procédés proposés par l’art antérieur ne permet cependant de produire et purifier une protéine d’intérêt à la fois à bas coût, rapidement, et avec un haut rendement et une haute spécificité menant à l’obtention de la protéine d’intérêt avec un taux de pureté élevé. La présente invention vise à proposer un tel procédé.
A cet effet, la présente invention met à profit la forte capacité d’un domaine particulier de la protéine Mmi1 des espèces du genre Schizosaccharomyces à se lier à une molécule d’acide ribonucléique (ARN) de séquence particulière, ceci avec une haute spécificité.
La protéine Mmi1 (pour l’anglais Meiotic mRNA interception protein 1 ), joue au sein des cellules un rôle important dans un évènement post-transcriptionnel particulier, l’élimination sélective des ARN messagers spécifiques de la méiose. Il a été décrit dans la littérature que cette protéine se lie avec une haute spécificité de liaison à l’ARN, plus particulièrement à une séquence contenant des répétitions de l’hexanucléotide UNAAAC (E. Hiriart et al., The Embo Journal, 2012, 31 (10), 2296-2308 ; Wu et al., Biochemical and Biophysical Research Communications, 2017, 491 , 310-316). Cette affinité a été plus particulièrement attribuée au domaine nommé YTH (pour l’anglais YT521 -B homology) de Mmi1 de Schizosaccharomyces, localisé dans la région C-terminale de la protéine (Stowell et al., J. Biol. Chem., 2018, 293(24), 9210-9222).
La publication de Shichino Yuichi et al., dans Pios Genetics, 2020, 16(2):e1008598 décrit une protéine de fusion entre rrp6, GFP ou YFP et la protéine Mmi1 de Schizosaccharomyces pombe entière ou tronquée. La publication de Xie Guodong et al., dans Nature Communications, 2019, 10:251 décrit une protéine de fusion entre Erh1 ou GST et Mmi1 de Schizosaccharomyces pombe entière ou tronquée.
De manière tout à fait surprenante, il a été découvert par les présents inventeurs que non seulement la fusion d’une protéine Mmi1 des espèces du genre Schizosaccharomyces, ou d’un de ses fragments comprenant au moins son domaine YTH élargi du côté N-terminal et du côté C-terminal (ce domaine YTH élargi, constitué par les 173 acides aminés C-terminaux de la protéine Mmi1 , étant désigné dans la présente description, pour plus de commodité, par l’abréviation « YTH+ »), à une protéine d’intérêt, n’impacte pas la capacité de cette protéine Mmi1 ou de ce fragment à se lier spécifiquement à la séquence d’ARN à motif UNAAAC mentionnée ci-dessus, et ceci que la fusion soit réalisée en N-terminal ou en C-terminal de la protéine Mmi1 ou de son fragment ; mais qu’en outre, la mise en présence d’une molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC avec un extrait de culture cellulaire contenant une protéine de fusion « protéine d’intérêt / protéine Mmi1 ou fragment de cette dernière contenant le domaine YTH+ », ne provoque pas de dégradation massive de cette molécule d’ARN dans cet extrait de culture cellulaire. Ainsi, alors que l’homme du métier n’aurait jamais envisagé de mettre en oeuvre, dans un procédé de purification d’une protéine d’intérêt produite par un procédé biologique, une étape de mise en présence du milieu contenant la protéine à purifier avec une molécule d’ARN en tant que partenaire d’une liaison par affinité avec l’étiquette fusionnée à la protéine d’intérêt, il a été découvert par les présents inventeurs que non seulement un tel procédé est tout à fait réalisable pour le cas particulier du couple « Mmi1 de Schizosaccharomyces ou fragment de cette dernière contenant le domaine YTH+ / molécule d’ARN à séquence UNAAAC », mais qu’il s’avère en plus hautement performant, puisqu’il permet de purifier la protéine d’intérêt avec une haute spécificité et un haut rendement, en un temps court, sans altérer les fonctions de la protéine d’intérêt. Ainsi, selon un premier aspect, il est proposé par la présente invention un procédé de purification d’une protéine d’intérêt, qui comprend :
- la préparation d’une protéine de fusion comprenant la protéine d’intérêt fusionnée à une étiquette protéique, ladite étiquette protéique comprenant au moins, ou étant constituée de : la protéine Mmi1 d’un microorganisme du genre Schizosaccharomyces, un fragment de cette protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C-terminaux (le domaine de la protéine Mmi1 formé par ces 173 acides aminés C-terminaux étant désigné dans la présente description par l’abréviation YTH+), ou une protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 % d’identité avec la séquence d’acides aminés de ladite protéine Mmi1 ou dudit fragment et capable de se lier à un motif d’acide ribonucléique de séquence nucléotidique UNAAAC,
- la mise en présence de cette protéine de fusion avec une molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC, de sorte à permettre la liaison par affinité de l’étiquette protéique avec cette molécule d’acide ribonucléique, plus précisément avec son motif de séquence nucléotidique UNAAAC, cette molécule d’acide ribonucléique étant greffée sur un support solide ou couplée à un ligand de capture,
- le cas échéant, lorsque ladite molécule d’acide ribonucléique est couplée à un ligand de capture, la mise en présence de cette molécule d’acide ribonucléique, à laquelle est liée la protéine d’intérêt par l’intermédiaire de l’étiquette protéique, avec un partenaire d’affinité du ligand de capture greffé sur un support solide,
- optionnellement, l’isolement du support solide du milieu dans lequel il est contenu, par exemple un milieu de culture cellulaire dans lequel les cellules exprimant la protéine de fusion ont été cultivées, et/ou un milieu de lyse cellulaire de telles cellules,
- et la séparation de la protéine d’intérêt, seule ou au sein de la protéine de fusion qui la contient, et du support solide, pour récupérer la protéine d’intérêt.
On entend dans la présente description, par ligand de capture, une molécule qui est d’une part apte à être couplée de manière covalente avec une molécule d’acide ribonucléique, et d’autre part capable se lier avec une forte affinité et spécificité à un partenaire d’affinité, par exemple un récepteur protéique, celui- ci pouvant quant à lui être fixé sur un support solide. A titre d’exemple de tel ligand de capture utilisable selon l’invention, on peut citer la biotine, dont des partenaires d’affinité sont l’avidine et la streptavidine.
Le procédé selon l’invention permet avantageusement, à lui seul, de produire la protéine d’intérêt, sous forme d’une protéine de fusion recombinante, et de la séparer du milieu de production en tirant avantage de la forte capacité de liaison hautement spécifique de l’étiquette protéique comprenant le domaine YTH+ d’une protéine Mmi1 d’une espèce du genre de Schizosaccharomyces avec la séquence d’ARN UNAAAC, pour obtenir la protéine d’intérêt rapidement avec un haut degré de pureté et un haut rendement. Ces étapes peuvent avantageusement être réalisées facilement et rapidement, et à bas coût.
De manière conventionnelle, dans la séquence nucléotidique UNAAAC, U désigne l’uracile, A désigne l’adénine, C désigne la cytosine et N désigne toute base parmi l’adénine, la cytosine, la guanine et l’uracile. Cette séquence nucléotidique est ici représentée, comme toutes les autres séquences nucléotidiques décrites, de manière conventionnelle, c’est-à-dire dans le sens de l’extrémité 5’ vers l’extrémité 3’ (les séquences d’acides aminés étant quant à elles représentées, de manière également conventionnelle, dans le sens de lecture de l’extrémité N-terminale vers l’extrémité C-terminale).
La molécule d’acide ribonucléique contenant le motif UNAAAC peut comprendre un seul exemplaire de ce motif, ou une ou plusieurs répétitions de ce motif. Elle peut en outre comprendre, en 5’ ou en 3’ de ce motif UNAAAC ou de cette série de motifs UNAAAC, un ou plusieurs acides ribonucléiques supplémentaires, par exemple 2 à 10, en particulier 2 à 6, acides ribonucléiques supplémentaires.
Le greffage / couplage de la molécule d’acide ribonucléique au support solide / au ligand de capture peut être réalisé par toute méthode classique en elle-même. Ce greffage / couplage est de préférence réalisé par liaison covalente, préférentiellement au niveau de l’extrémité 5’ ou à l’extrémité 3’ de la molécule d’acide ribonucléique.
On entend dans la présente description, par protéine d’intérêt, toute protéine, peptide ou polypeptide, sous forme native ou recombinante, présentant un intérêt pour une application visée, en particulier pour une application comprenant une administration à un mammifère, notamment un humain.
Le procédé selon l’invention peut par exemple avantageusement être utilisé pour la purification de complexes endogènes dans le domaine de la recherche fondamentale, d’hormones, de peptides antibiotiques ou encore de régulateurs d’enzymes dans le domaine de la recherche appliquée, une telle liste n’étant nullement limitative de l’invention.
L’étiquette protéique mise en oeuvre dans le procédé selon l’invention peut comprendre la protéine Mmi1 d’un microorganisme d’une espèce du genre Schizosaccharomyces entière ou un de ses fragments en contenant au moins le domaine YTH+ (c’est-à-dire les 173 acides aminés C-terminaux).
La protéine Mmi1 est de préférence issue d’une espèce choisie parmi Schizosaccharomyces pombe, Schizosaccharomyces japonicus, Schizosaccharomyces octosporus et Schizosaccharomyces cryophilus.
Il est du ressort de l’homme du métier d’identifier, pour une espèce du genre Schizosaccharomyces donnée, la séquence d’acide aminés de la protéine Mmi1 , ainsi, le cas échéant, que la séquence du gène codant pour cette protéine. De telles données sont notamment accessibles dans les bases de données de séquences protéiques et de séquences nucléotidiques. A titre d’exemple, dans la base de données GenBank, les séquences d’acides aminés de la protéine Mmi1 sont accessibles, pour l’espèce Schizosaccharomyces pombe, sous le numéro d’accession NP_587783.2 (SEQ ID No : 1 - le gène codant pour cette protéine de cette espèce a pour séquence la séquence SEQ ID No : 2), pour l’espèce Schizosaccharomyces japonicus, sous le numéro d’accession XP_002173827.2 (SEQ ID No : 3 - le gène codant pour cette protéine de cette espèce a pour séquence la séquence SEQ ID No : 4), pour l’espèce Schizosaccharomyces octosporus, sous le numéro d’accession XP_013019124.1 (SEQ ID No : 5 - le gène codant pour cette protéine de cette espèce a pour séquence la séquence SEQ ID No : 6), et pour l’espèce Schizosaccharomyces cryophilus, sous le numéro d’accession XP_013025346.1 (SEQ ID No : 7 - le gène codant pour cette protéine de cette espèce a pour séquence la séquence SEQ ID No : 8).
Lorsque le microorganisme du genre Schizosaccharomyces appartient à l’espèce Schizosaccharomyces pombe, le domaine YTH+ de la protéine Mmi1 s’étend du résidu en position 316 (résidu leucine) au résidu en position 488 (résidu arginine, en position C-terminale dans la séquence de la protéine). Le domaine YTH+ a alors pour séquence d’acides aminés la séquence SEQ ID No : 9.
Lorsque le microorganisme du genre Schizosaccharomyces appartient à l’une des espèces Schizosaccharomyces japonicus, Schizosaccharomyces octosporus et Schizosaccharomyces cryophilus, le fragment de la protéine Mmi1 contient de préférence les 174 acides aminés C-terminaux de la protéine. Le fragment de la protéine Mmi1 utilisé selon l’invention contient ainsi de préférence, ou consiste en :
- pour l’espèce Schizosaccharomyces japonicus, le domaine de la protéine Mmi1 s’étendant du résidu en position 306 (résidu leucine) au résidu en position 479 (résidu arginine, en position C-terminale dans la séquence de la protéine). Le domaine a alors pour séquence d’acides aminés la séquence SEQ ID No : 10 ;
- pour l’espèce Schizosaccharomyces octosporus, le domaine de la protéine Mmi1 s’étendant du résidu en position 307 (résidu leucine) au résidu en position 480 (résidu arginine, en position C-terminale dans la séquence de la protéine). Le domaine a alors pour séquence d’acides aminés la séquence SEQ ID No : 1 1 ;
- pour l’espèce Schizosaccharomyces cryophilus, le domaine de la protéine Mmi1 s’étendant du résidu en position 306 (résidu leucine) au résidu en position 479 (résidu arginine, en position C-terminale dans la séquence de la protéine). Le domaine a alors pour séquence d’acides aminés la séquence SEQ ID No : 12.
Ainsi, dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, le fragment de la protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C-terminaux présente une séquence d’acides aminés comprenant, ou consistant en, la séquence d’acides aminés SEQ ID No : 9 (correspondant à
Schizosaccharomyces pombe), SEQ ID No : 10 (correspondant à
Schizosaccharomyces japonicus), SEQ ID No : 1 1 (correspondant à
Schizosaccharomyces octosporus) ou SEQ ID No : 12 (correspondant à
Schizosaccharomyces cryophilus) :
- SEQ ID No : 9 :
LNFSRASEHRNEKGERISMINPRVVLDENGISHRSRYFIMLCDNETAIAHAKKT
SIWAVKKDSSKRISDAYKKASVYFIFVAQQTYNALGYAQVVSDLNSTELPFWS
DSSHAGGVRIKWIKTCNLFSAEISEIVSHMDHGSEARDGMEMMYDEGSRLCT
LINYAIMKRIGRDR
- SEQ ID No : 10 :
LDFEHAHEYRNEKGERVSMINPRVILDENGISHRSRYFIMLVDNETAISHAKRS
SVWSLKQNYANAISEAYKQEANVYFIFINAKSYNALGYAQLTSDVGTVAKPFW
ADTTYTNGVNVKWIKTCNLYSNEISEIVSRMDHGARARDGQEMMYDEGSRL CTLINSAIMKRIGRDR
- SEQ ID No : 11 :
LNFARASEYRNDKGERISMINPRVILDENGISSRSRYFIMLCDNETAISHAKKT SIWAVKHDAASRVSDAYKNASIYFIFIAKPTNNALGYAQVVSDLNSAELPFWA DNATYAGGVRVKWIKTCNLFSAEISDIVGRMNHGATARDGMEMMYDEGCRL CILVNSAIMKRIGRDR
- SEQ ID No : 12 :
LNFARASEYRNDKGERISMINPRVILDESGISHRSRYFIMLCDNETAIAHAKKT SIWAVKHEAASRVSDAYKKASIYFIFIAKPTNNALGYAQVVSDLNSAELPFWAD NATYAGGVRVKWIKTCNLFSAEISDIVGRMNHGMTAKDGMEMMYDEGCRLCI LVNSAIMKRIGRDR
L’étiquette protéique mise en oeuvre selon l’invention peut aussi bien comprendre, ou consister en, la protéine Mmi1 ou un fragment de la protéine Mmi1 contenant au moins le domaine YTH+ de la protéine, qu’une protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 %, de préférence au moins 95 %, préférentiellement au moins 98 % et préférentiellement encore au moins 99 %, d’identité avec la séquence d’acides aminés de la protéine Mmi1 ou dudit fragment de ladite protéine Mmi1 , et capable de se lier à un motif d’acide ribonucléique de séquence nucléotidique UNAAAC, de préférence avec une spécificité au moins aussi bonne que le domaine YTH+ de la protéine.
Pour toute protéine de séquence d’acides aminés donnée ayant au moins 90 %, de préférence au moins 95 %, préférentiellement au moins 98 % et préférentiellement encore au moins 99 %, d’identité avec la séquence d’acides aminés de la protéine Mmi1 ou dudit fragment de la protéine Mmi1 , il entre dans les compétences de l’homme du métier d’évaluer sa capacité de liaison au motif d’ARN de séquence UNAAAC, par des tests de liaison classiques en eux- mêmes, par exemple par des tests de retard sur gel après électrophorèse ou de spectroscopie à fluorescence, de dichroïsme circulaire ou de résonnance plasmonique. La spécificité de liaison peut être évaluée par ces mêmes méthodes, par comparaison avec de molécules d’ARN de séquence proche de la séquence UNAAAC (par exemple la séquence CNAAAC ou GNAAAC) et de comparer les résultats obtenus avec ceux obtenus avec ladite protéine Mmi1 ou ledit fragment de la protéine Mmi1 . La protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 %, de préférence au moins 95 %, préférentiellement au moins 98 % et préférentiellement encore au moins 99 %, d’identité avec la séquence d’acides aminés de la protéine Mmi1 ou dudit fragment de la protéine Mmi1 peut présenter, par rapport à la séquence de la protéine Mmi1 ou dudit fragment de la protéine Mmi1 , qui constitue la séquence de référence, des insertions, délétions et/ou substitutions. Dans le cas d’une substitution, celle-ci est de préférence réalisée par un acide aminé de la même famille que l’acide aminé d’origine, par exemple par substitution d’un résidu basique tel que l’arginine par un autre résidu basique comme un résidu lysine, d’un résidu acide tel que l’aspartate par un autre résidu acide comme le glutamate, d’un résidu polaire comme la sérine par un autre résidu polaire comme la thréonine, d’un résidu aliphatique comme la leucine par un autre résidu aliphatique comme l’isoleucine, etc.
Le pourcentage d’identité entre deux séquences d’acides aminés est ici déterminé de manière classique en elle-même, en comparant les deux séquences alignées de manière optimale, à travers une fenêtre de comparaison, la partie de la séquence d’acides aminés à comparer située dans la fenêtre de comparaison pouvant comprendre des additions ou des délétions par rapport à la séquence de référence de sorte à obtenir un alignement optimal entre les deux séquences. Le pourcentage d’identité est ensuite calculé en déterminant le nombre de positions pour lesquelles un résidu d’acide aminé est identique dans les deux séquences comparées, puis en divisant ce nombre de positions par le nombre total de positions dans la fenêtre de comparaison, le nombre obtenu étant multiplié par cent pour obtenir le pourcentage d’identité entre les deux séquences.
Le procédé selon l’invention peut en outre répondre à l’une ou plusieurs des caractéristiques décrites ci-après, mises en oeuvre isolément ou en chacune de leurs combinaisons techniquement opérantes.
Au sein de la protéine de fusion, l’étiquette protéique peut être fusionnée à l’extrémité N-terminale ou à l’extrémité C-terminale de la protéine d’intérêt.
Le cas échéant, un espaceur peut être intégré entre la protéine d’intérêt et l’étiquette protéique.
Dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, un site de clivage enzymatique est inséré entre la protéine d’intérêt et l’étiquette protéique. Tout site de clivage classique en lui-même entre dans le cadre de l’invention, notamment les sites de clivage par protéase tel que le site de clivage de la protéase TEV (protéase du virus de la gravure du tabac).
Dans de tels modes de mise en oeuvre, le procédé selon l’invention comprend de préférence une étape de clivage de la protéine de fusion, par une enzyme adéquate, au niveau de ce site de clivage enzymatique, de sorte à séparer la protéine d’intérêt de l’étiquette protéique.
Une telle étape de clivage de la protéine de fusion n’est cependant qu’optionnelle, et n’est en particulier nécessaire que lorsque la fusion de l’étiquette protéique à la protéine d’intérêt modifie l’activité de cette dernière utile pour l’application visée de la protéine d’intérêt. Lorsque la fusion de l’étiquette protéique à la protéine d’intérêt ne modifie pas l’activité de cette dernière, et n’induit pas non plus d’effet secondaire néfaste dans le cadre de l’application visée, alors une étape de séparation de la protéine d’intérêt et de l’étiquette protéique n’est nullement nécessaire. En particulier, les protéines Mmi1 du genre Schizosaccharomyces interagissent avec l’ARN de manière tout à fait différente des protéines à domaine YTH des mammifères, si bien que la protéine de fusion préparée et purifiée selon l’invention peut avantageusement être administrée, telle quelle, à un mammifère, en particulier à un humain, sans que l’étiquette protéique ne vienne y perturber les processus biologiques normaux.
De manière tout à fait avantageuse, la présence de l’étiquette protéique selon l’invention en fusion avec la protéine d’intérêt n’entraine aucun effet indésirable dans les cellules d’eucaryotes supérieurs. Cette étiquette protéique ne présente aucune toxicité pour ces cellules, et n’y provoque pas de modification de la localisation de la protéine d’intérêt.
L’étape de préparation de la protéine de fusion peut être réalisée de toute manière conventionnelle, en particulier par voie biologique, en mettant en oeuvre des techniques de génie génétique classiques en elles-mêmes.
En particulier, la protéine de fusion peut être préparée par transfection d’un organisme hôte adéquat avec une molécule d’acide nucléique codant pour la protéine de fusion, ou transformation d’un organisme hôte adéquat avec un vecteur d’expression dans lequel le gène hybride codant pour la protéine de fusion est lié de manière opérante à une séquence d’ADN contrôlant son expression ; et culture de cet organisme hôte dans des conditions permettant l’expression de la protéine de fusion, de telles conditions étant classiques en elles-mêmes et bien connues de l’homme du métier.
Les organismes hôtes pouvant être utilisés à cet effet incluent, de manière non limitative, les bactéries gram-positives et gram-négatives telles que des souches d’ Escherichia coli ou Bacillus subtilis, des levures telles que des souches de Saccharomyces cerevisiae, et des organismes eucaryotes supérieures, notamment des lignées cellulaires mammifères.
Le gène hybride codant pour la protéine de fusion peut être préparé par des méthodes de recombinaison d’ADN classiques ou par des méthodes de synthèse génique également classiques en elles-mêmes. Il peut être incorporé dans tout vecteur d’expression de protéine classique.
A l’issue de cette étape de préparation du procédé selon l’invention, la protéine de fusion produite est séparée de l’organisme hôte et du milieu de culture par mise en présence du milieu la contenant, le cas échéant après une lyse cellulaire (une telle étape de lyse cellulaire n’étant pas nécessaire lorsque la protéine de fusion à séparer du milieu est du type à adressage extracellulaire) la molécule d’ARN cible, greffée sur un support solide ou couplée de manière covalente à un ligand de capture.
Dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, cette molécule d’acide ribonucléique contient une ou plusieurs répétitions du motif de séquence UNAAAC. Ces différentes répétitions peuvent aussi bien être contigües, qu’espacées les unes des autres par une séquence espaceur.
La molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC peut comprendre, au sein de ce motif et/ou en tout autre position :
- au moins un nucléotide chimiquement modifié, en particulier un nucléotide 2’- O-méthylé, une telle modification étant réalisée de manière classique en elle- même, notamment au niveau du motif ribose ;
- et/ou au moins un acide nucléique bloqué, dit LNA (pour l’anglais « locked nucleic acid »), c’est-à-dire un analogue d’acide nucléique contenant un pont méthylène entre l’hydroxyle en position 2 et l’atome en position 4 du sucre ; - et/ou au moins une liaison internucléotidique phosphorothiate.
L’étape de mise en présence de la protéine de fusion avec la molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC est de préférence réalisée pendant une durée comprise entre 5 minutes et 1 heure, de préférence comprise entre 10 minutes et 30 minutes.
Le support solide sur lequel est greffé le partenaire d’affinité du ligand de capture ou la molécule d’acide ribonucléique peut être de tout type classique en lui- même, notamment pour la réalisation de procédés de séparation par immunoprécipitation. Il peut par exemple consister en des billes d’agarose ou de polystyrène, par exemple à propriétés magnétiques, pouvant notamment être isolées du milieu les contenant par des aimants.
Dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, le support solide est un support de chromatographie, classique en lui-même, par exemple un polymère réticulé à base de polysaccharide, tel que le dextrane ou l’agarose, ou de polyacrylamide, notamment sous forme de billes poreuses, ou de polystyrène.
Pour la mise en oeuvre du procédé selon l’invention, le support de chromatographie est alors de préférence contenu dans une colonne (ou tube), dans laquelle est introduit le milieu contenant la protéine de fusion, le cas échéant liée à la molécule d’acide ribonucléique lorsque le procédé selon l’invention met en oeuvre un ligand de capture couplé à cette dernière, pour la fixation de la protéine de fusion au support de chromatographie selon le principe de la chromatographie d’affinité, cette affinité étant soit entre le ligand de capture et son partenaire d’affinité greffé sur le support, soit entre la protéine de fusion, plus précisément l’étiquette protéique, et la molécule d’acide ribonucléique greffée sur le support.
Une telle colonne de chromatographie peut être opérée en mode par lots ou en continu.
Préférentiellement, préalablement à sa mise en présence avec la protéine de fusion, le support de chromatographie est équilibré, de manière classique en lui- même et selon les préconisations du fabricant, notamment par un tampon d’équilibration aqueux. Ce tampon d’équilibration peut contenir un agent dénaturant ou un détergent tel que le chlorure de guanidinium, l’urée ou le Triton® X-100.
La séparation de la protéine de fusion et du support solide peut être réalisée de différentes manières, comprenant toutes une étape d’élution de la protéine d’intérêt (seule ou sous forme de protéine de fusion avec l’étiquette protéique). Cette élution peut être réalisée à pH constant ou avec des gradients de pH décroissant linéairement ou de manière discontinue. Les conditions d’élution optimales sont aisément déterminables par l’homme du métier, par des expériences de routine, pour chaque protéine d’intérêt donnée.
Le tampon d’élution peut contenir un agent dénaturant ou un détergent tel que le chlorure de guanidinium, l’urée ou le Triton® X-100. L’addition d’un tel agent dénaturant ou détergent facilite la purification, même lorsque la protéine d’intérêt est peu soluble en solution aqueuse.
Dans les modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention dans lesquels un site de clivage enzymatique est inséré entre la protéine d’intérêt et l’étiquette protéique, la séparation de la protéine d’intérêt et du support solide peut être réalisée par clivage au niveau du site de clivage enzymatique. La protéine d’intérêt peut alors être récupérée par élution, comme indiqué ci-dessus.
Dans des variantes de l’invention, la protéine de fusion peut être séparée du support solide par élution chimique, notamment au moyen d’une solution à base de glycine de faible pH, puis la protéine d’intérêt peut optionnellement être dissociée de l’étiquette protéique par clivage au niveau du site de clivage enzymatique qui les sépare.
Dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, un site de clivage est inséré entre la molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC et le support solide ou le ligand de capture. Ce site de clivage peut être du type clivable par une enzyme RNAse spécifique. Dans une telle configuration, la séparation de la protéine d’intérêt et du support de chromatographie peut être réalisée par clivage au niveau de ce site de clivage. La protéine de fusion peut alors être récupérée par élution, comme indiqué ci-dessus.
La séparation de la protéine de fusion et du support solide peut autrement être réalisée par clivage chimique au sein de la molécule d’ARN immobilisée, directement ou indirectement, par l’intermédiaire du couple « ligand de capture / partenaire d’affinité », sur le support solide.
Dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, l’étiquette protéique contient, en plus du fragment de la protéine Mmi1 en contenant les 173 ou les 174 acides aminés C-terminaux, au moins un domaine choisi parmi les domaines de Mmi1 de Schizosaccharomyces de séquence d’acides aminés suivants :
- RSVWXaaiXaa2Xaa3Xaa4XaasXaa6P (SEQ ID No : 13) (domaine 2 de Mmi1 de Schizosaccharomyces), où Xaai représente un résidu thréonine, sérine ou alanine, Xaa2 représente un résidu thréonine, arginine, lysine ou sérine, Xaas représente un résidu histidine ou arginine, Xaa4 représente un résidu thréonine ou proline, Xaas représente un résidu glycine, alanine ou arginine et Xaae représente un résidu acide glutamique ou acide aspartique, ce domaine étant désigné dans la présente description comme le « domaine 2 » ;
- FXaa?SPLKRXaa8APXaa9SXaaioXaanXaai2Xaai3Xaai4Xaai5R (SEQ ID No : 14) (domaine 3 de Mmi1 de Schizosaccharomyces), où Xaa? représente un résidu sérine ou thréonine, Xaas représente un résidu proline ou glycine, Xaag représente un résidu acide glutamique ou acide aspartique, Xaaw représente un résidu histidine, arginine ou lysine, Xaan représente un résidu acide aspartique ou acide glutamique, Xaai2 représente un résidu alanine ou tyrosine, Xaa est nul ou représente un résidu proline, Xaau représente un résidu isoleucine ou méthionine et Xaais représente un résidu glycine ou acide aspartique, ce domaine étant désigné dans la présente description comme le « domaine 3 » ;
- YDFXaai6RHCTDYGHSYXaai7WPYFRSXaai8RREXaai9Xaa2oXaa2iY (SEQ ID No : 15) (domaine 4 de Mmi1 de Schizosaccharomyces), où Xaa représente un résidu sérine, thréonine ou tyrosine, Xaan représente un résidu acide glutamique ou acide aspartique, Xaa représente un résidu leucine ou valine, Xaaw est nul ou représente un résidu sérine, Xaa2o représente un résidu leucine ou méthionine et Xaa2i représente un résidu arginine, leucine ou méthionine, ce domaine étant désigné dans la présente description comme le « domaine 4 » ;
- QPPXaa22KRRTLXaa23Xaa24P (SEQ ID No : 16) (domaine 5 de Mmi1 de Schizosaccharomyces), où Xaa22 représente un résidu proline, sérine ou leucine, Xaa23 représente un résidu sérine ou leucine et Xaa24 représente un résidu proline ou sérine, ce domaine étant désigné dans la présente description comme le « domaine 5 » ;
- Xaa25AXaa26Xaa2?SPXaa28Xaa29Xaa3oXaa3i PXaa32Xaa33H (SEQ ID No : 17) (domaine 6 de Mmi1 de Schizosaccharomyces), où Xaa25 représente un résidu arginine ou acide aspartique, Xaa26 représente un résidu sérine ou glycine, Xaa27 représente un résidu histidine ou acide aspartique, Xaa28 représente un résidu sérine, glycine ou leucine, Xaa29 représente un résidu leucine ou phénylalanine, Xaaso représente un résidu leucine, isoleucine ou sérine, Xaasi représente un résidu acide glutamique ou acide aspartique, Xaa32 représente un résidu tyrosine ou thréonine et Xaa33 représente un résidu alanine ou thréonine, ce domaine étant désigné dans la présente description comme le « domaine 6 » ;
- RXaa34EKPKXaa3sRAXaa36TPPP (SEQ ID No : 18) (domaine 7 de Mmi1 de Schizosaccharomyces), où Xaa34 représente un résidu lysine ou arginine, Xaass représente un résidu alanine, proline ou thréonine et Xaa36 représente un résidu sérine ou proline, ce domaine étant désigné dans la présente description comme le « domaine 7 ».
L’étiquette protéique peut contenir deux ou plus des domaines 2 à 7 ci-dessus, y compris la totalité de ces domaines, toute combinaison de deux ou plus de ces domaines entrant dans le cadre de l’invention.
Préférentiellement, dans la séquence d’acides aminés de chacun des domaines 2 à 7 ci-dessus, les acides aminés variables sont choisis pour que la séquence d’acides aminés de chacun des domaines corresponde à la séquence d’acides aminés d’un domaine de la protéine Mmi1 d’un microorganisme du genre Schizosaccharomyces, préférentiellement le même que celui dont est issu ledit fragment contenant le domaine YTH+ de la protéine. Les différents domaines, ainsi que le domaine YTH+, contenus dans l’étiquette protéique selon l’invention sont alors de préférence positionnés les uns par rapport aux autres selon leur positionnement normal dans la protéine native, ces domaines étant alors contigus ou séparés par les séquences intercalaires natives de la protéine, ou par des séquences obtenues par substitution, addition ou délétion par rapport à ces séquences intercalaires natives.
Dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, l’étiquette protéique comprend le domaine YTH+ de la protéine Mmi1 de Schizosaccharomyces pombe et au moins un domaine de cette protéine choisi parmi les domaines suivants, ou plusieurs de ces domaines, voire la totalité, selon toutes les combinaisons envisageables :
- domaine 2 : s’étendant de l’acide aminé en position 40 (arginine) à l’acide aminé en position 50 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : RSVWTTHTGEP (SEQ ID No : 19), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 3 : s’étendant de l’acide aminé en position 64 (phénylalanine) à l’acide aminé en position 82 (arginine) de la protéine Mmi1 , de séquence : FSSPLKRPAPESHDAPIGR (SEQ ID No : 20), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 4 : s’étendant de l’acide aminé en position 97 (tyrosine) à l’acide aminé en position 125 (tyrosine) de la protéine Mmi1 , de séquence : YDFSRHCTDYGHSYEWPYFRSLRRESMLY (SEQ ID No : 21 ), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 5 : s’étendant de l’acide aminé en position 169 (glutamine) à l’acide aminé en position 180 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : QPPPKRRTLSPP (SEQ ID No : 22), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 6 : s’étendant de l’acide aminé en position 258 (arginine) à l’acide aminé en position 272 (histidine) de la protéine Mmi1 , de séquence : RASHSPSLLEPYAH (SEQ ID No : 23), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ; - domaine 7 : s’étendant de l’acide aminé en position 302 (arginine) à l’acide aminé en position 315 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : RKEKPKARASTPPP (SEQ ID No : 24), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés.
Comme indiqué ci-avant, ces différents domaines, ainsi que le domaine YTH+, contenus dans l’étiquette protéique, sont de préférence positionnés les uns par rapport aux autres selon leur positionnement normal dans la protéine native, ces domaines étant alors contigus ou séparés par les séquences intercalaires natives de la protéine, ou par des séquences obtenues par substitution, addition ou délétion par rapport à ces séquences intercalaires natives.
Dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, l’étiquette protéique comprend, ou consiste en, la protéine Mmi1 de Schizosaccharomyces pombe délétée des 30 acides aminés en position N-terminale. L’étiquette protéique comprend alors, ou consiste en, la séquence d’acides aminés de séquence SEQ ID No : 25.
Dans des modes de mise en oeuvre particuliers de l’invention, l’étiquette protéique comprend le domaine YTH+ de la protéine Mmi1 de Schizosaccharomyces japonicus et au moins un domaine de cette protéine choisi parmi les domaines suivants, ou plusieurs de ces domaines, voire la totalité, selon toutes les combinaisons envisageables :
- domaine 2 : s’étendant de l’acide aminé en position 38 (arginine) à l’acide aminé en position 48 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : RSVWAKHPNDP (SEQ ID No : 26), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 3 : s’étendant de l’acide aminé en position 61 (phénylalanine) à l’acide aminé en position 78 (arginine) de la protéine Mmi1 , de séquence : FSSPLKRGAPDSKEYMDR (SEQ ID No : 27), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 4 : s’étendant de l’acide aminé en position 93 (tyrosine) à l’acide aminé en position 120 (tyrosine) de la protéine Mmi1 , de séquence : YDFYRHCTDYGHSYDWPYFRSLRRELAY (SEQ ID No : 28), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 5 : s’étendant de l’acide aminé en position 166 (glutamine) à l’acide aminé en position 177 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : QPPLKRRTLLSP (SEQ ID No : 29), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 6 : s’étendant de l’acide aminé en position 245 (acide aspartique) à l’acide aminé en position 258 (histidine) de la protéine Mmi1 , de séquence : DAGDSPLFSEPTAH (SEQ ID No : 30), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 7 : s’étendant de l’acide aminé en position 292 (arginine) à l’acide aminé en position 305 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : RREKPKTRAPTPPP (SEQ ID No : 31 ), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés.
Dans des modes de mise en oeuvre alternatifs de l’invention, l’étiquette protéique comprend le domaine YTH+ de la protéine Mmi1 de Schizosaccharomyces octosporus et au moins un domaine de cette protéine choisi parmi les domaines suivants, ou plusieurs de ces domaines, voire la totalité, selon toutes les combinaisons envisageables :
- domaine 2 : s’étendant de l’acide aminé en position 39 (arginine) à l’acide aminé en position 49 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : RSVWSNRPAEP (SEQ ID No : 32), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 3 : s’étendant de l’acide aminé en position 61 (phénylalanine) à l’acide aminé en position 79 (arginine) de la protéine Mmi1 , de séquence : FTSPLKRPAPDSREAPMGR (SEQ ID No : 33), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 4 : s’étendant de l’acide aminé en position 94 (tyrosine) à l’acide aminé en position 122 (tyrosine) de la protéine Mmi1 , de séquence : YDFTRHCTDYGHSYEWPYFRSVRRESLMY (SEQ ID No : 34), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 5 : s’étendant de l’acide aminé en position 170 (glutamine) à l’acide aminé en position 181 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : QPPSKRRTLSPP (SEQ ID No : 35) ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 6 : s’étendant de l’acide aminé en position 253 (arginine) à l’acide aminé en position 266 (histidine) de la protéine Mmi1 , de séquence : RASHSPGLIDPYTH (SEQ ID No : 36), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 7 : s’étendant de l’acide aminé en position 293 (arginine) à l’acide aminé en position 306 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : RKEKPKPRAPTPPP (SEQ ID No : 37), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés.
Dans des modes de mise en oeuvre encore alternatifs de l’invention, l’étiquette protéique comprend le domaine YTH+ de la protéine Mmi1 de Schizosaccharomyces cryophilus et au moins un domaine de cette protéine choisi parmi les domaines suivants, ou plusieurs de ces domaines, voire la totalité, selon toutes les combinaisons envisageables :
- domaine 2 : s’étendant de l’acide aminé en position 39 (arginine) à l’acide aminé en position 49 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : RSVWSSRPAEP (SEQ ID No : 38), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 3 : s’étendant de l’acide aminé en position 61 (phénylalanine) à l’acide aminé en position 79 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : FTSPLKRPAPDSREAPIGR (SEQ ID No : 39), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 4 : s’étendant de l’acide aminé en position 94 (tyrosine) à l’acide aminé en position 122 (tyrosine) de la protéine Mmi1 , de séquence : YDFTRHCTDYGHSYEWPYFRSVRRESLMY (SEQ ID No : 40), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 5 : s’étendant de l’acide aminé en position 169 (glutamine) à l’acide aminé en position 180 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : QPPSKRRTLSPP (SEQ ID No : 41 ) ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 6 : s’étendant de l’acide aminé en position 252 (acide aspartique) à l’acide aminé en position 265 (histidine) de la protéine Mmi1 , de séquence : RASHSPSLIDPYAH (SEQ ID No : 42), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés ;
- domaine 7 : s’étendant de l’acide aminé en position 292 (arginine) à l’acide aminé en position 305 (proline) de la protéine Mmi1 , de séquence : RKEKPKPRAPTPPP (SEQ ID No : 43), ou une région protéique de séquence d’acides aminés présentant au moins 90 %, de préférence au moins 95%, de préférence encore au moins 98 %, et préférentiellement au moins 99 %, d’identité avec cette séquence d’acides aminés.
La protéine de fusion selon l’invention peut en outre comprendre d’autres étiquettes chimiques ou protéiques, classiques en elles-mêmes, une ou plusieurs séquences de localisation subcellulaire, etc.
Une protéine de fusion recombinante, susceptible d’être obtenue à l’issue de l’étape de préparation d’une protéine de fusion du procédé de purification selon l’invention, ou à l’issue du procédé selon l’invention, sous forme purifiée, comprend une protéine d’intérêt fusionnée à une étiquette protéique, cette étiquette protéique comprenant au moins, ou étant constituée de : la protéine Mmi1 d’un microorganisme du genre Schizosaccharomyces, un fragment de cette protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C- terminaux, ou une protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 % d’identité, de préférence au moins 95 %, préférentiellement au moins 98 %, et encore préférentiellement au moins 99 % d’identité avec la séquence d’acides aminés de ladite protéine Mmi1 ou dudit fragment et capable de se lier à un motif d’acide ribonucléique de séquence nucléotidique UNAAAC.
Cette protéine de fusion peut présenter toute caractéristique ou combinaison de caractéristiques décrites ci-avant en référence au procédé de purification selon l’invention, et se rapportant à la protéine de fusion préparée / mise en oeuvre.
En particulier, un site de clivage enzymatique y est inséré entre la protéine d’intérêt et l’étiquette protéique.
Une molécule d’acide nucléique codant pour une telle protéine de fusion, particulièrement adaptée pour une mise en oeuvre dans l’étape de préparation de la protéine de fusion d’un procédé de purification selon l’invention, peut en particulier être obtenue par toute méthode de génie génétique classique en elle- même.
Une telle molécule d’acide nucléique peut par exemple comprendre, dans le cadre de lecture, une séquence choisie parmi les séquences SEQ ID No : 2 et SEQ ID No : 44, correspondant aux séquences codant, respectivement, pour la protéine Mmi1 de Schizosaccharomyces pombe, de séquence d’acides aminés SEQ ID No : 1 , et pour le domaine YTH+ de cette dernière, de séquence d’acides aminés SEQ ID No : 9.
Un vecteur d’expression comprenant une telle molécule d’acide nucléique, particulièrement adapté pour une mise en oeuvre dans l’étape de préparation de la protéine de fusion d’un procédé de purification selon l’invention, peut être de tout type connu en lui-même pour une mise en oeuvre en ingénierie génétique, notamment un plasmide, un cosmide, un virus, un bactériophage, contenant les éléments nécessaires pour la transcription et la traduction de la séquence codant pour la protéine de fusion selon l’invention.
Il comprend notamment les éléments suivants, liés de manière fonctionnelle : un promoteur situé en 5’ d’une séquence nucléotidique codant pour la protéine de fusion selon l’invention, et des signaux de terminaison de la transcription en 3’ de cette séquence.
Une cellule hôte comprenant une telle protéine de fusion, une telle molécule d’acide nucléique et/ou un tel vecteur d’expression, particulièrement adaptée pour une mise en oeuvre dans l’étape de préparation de la protéine de fusion d’un procédé de purification selon l’invention, peut aussi bien être une cellule procaryote, en particulier bactérienne, notamment pour la production en masse de la protéine de fusion selon l’invention, qu’une cellule eucaryote, cet eucaryote pouvant être inférieur ou supérieur, par exemple une cellule de levures, d’invertébrés ou de mammifères. En particulier, entrent dans le cadre de l’invention des lignées cellulaires exprimant, de manière stable, inductible ou constitutive, ou bien transitoire, une protéine de fusion selon l’invention.
La protéine de fusion mise en oeuvre selon l’invention peut être préparée par toute méthode conventionnelle connue de l’homme du métier. Elle peut notamment être obtenue par génie génétique ou par synthèse chimique. Un procédé de préparation d’une telle protéine de fusion, pouvant être mis en oeuvre pour réaliser l’étape de préparation de la protéine de fusion du procédé de purification selon l’invention, comprend la transfection d’une cellule hôte avec une molécule d’acide nucléique telle que définie ci-dessus ou la transformation d’une cellule hôte avec un vecteur d’expression tel que défini ci-dessus ; et la culture de cette cellule hôte dans des conditions permettant l’expression de la protéine de fusion visée.
Un autre objet de l’invention est une molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC, couplée à un ligand de capture, par exemple à une molécule de biotine.
Cette molécule d’acide ribonucléique peut présenter toute caractéristique ou combinaison de caractéristiques décrites ci-avant en référence au procédé de purification selon l’invention, et se rapportant à la molécule d’acide ribonucléique mise en oeuvre.
Un autre aspect de l’invention est un support solide pour la mise en oeuvre d’un procédé de purification d’une protéine d’intérêt selon l’invention. Une molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC est greffée sur ce support solide.
Ce support solide peut présenter toute caractéristique ou combinaison de caractéristiques décrites ci-avant en référence au procédé de purification selon l’invention, et se rapportant au support solide greffé mis en oeuvre.
Selon un autre aspect, l’invention concerne un kit pour la mise en oeuvre d’un procédé de purification d’une protéine d’intérêt selon l’invention. Ce kit contient une molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC greffée sur un support solide ou couplée à un ligand de capture, et au moins un des constituant suivants, par exemple ces deux constituants :
- un vecteur d’expression comprenant, sous le contrôle d’un promoteur, une molécule d’acide nucléique codant pour une étiquette protéique comprenant au moins, ou constituée de : la protéine Mmi1 d’un microorganisme du genre Schizosaccharomyces, un fragment de cette protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C-terminaux, ou une protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 % d’identité avec la séquence d’acides aminés de ladite protéine Mmi1 ou dudit fragment et capable de se lier à un motif d’acide ribonucléique de séquence nucléotidique UNAAAC ; et un site permettant l’insertion, en 5’ ou en 3’ par rapport à ladite molécule d’acide nucléique codant pour ladite étiquette protéique, d’une molécule d’acide nucléique codant pour ladite protéine d’intérêt de sorte à permettre l’expression d’une protéine de fusion contenant ladite protéine d’intérêt et ladite étiquette protéique ;
- et/ou des instructions pour la mise en oeuvre des étapes d’un procédé selon l’invention.
Ce kit peut en outre contenir, dans le cas dans lequel la molécule d’acide ribonucléique est couplée à un ligand de capture, un support solide sur lequel est greffé un partenaire d’affinité de ce ligand de capture.
Chacun de ces constituants peut répondre à l’une ou plusieurs des caractéristiques décrites ci-avant en référence au procédé de purification selon l’invention, et se rapportant à ce constituant.
Le vecteur d’expression, permettant le clonage de la molécule d’acide nucléique codant pour la protéine d’intérêt de sorte à former une molécule d’acide nucléique chimère codant pour la protéine de fusion, et l’expression de cette dernière, peut être de tout type connu en lui-même pour une mise en oeuvre en ingénierie génétique, notamment un plasmide, un cosmide, un virus, un bactériophage, etc. Il contient les éléments nécessaires pour le clonage dans un site d’insertion adéquat d’une molécule d’acide nucléique codant pour la protéine d’intérêt, ainsi que la transcription et la traduction de la séquence chimérique codant pour cette protéine de fusion « protéine d’intérêt - étiquette protéique » (ou « étiquette protéique - protéine d’intérêt ») ainsi obtenue. Il comprend en particulier les éléments suivants, liés de manière fonctionnelle : un promoteur situé en 5’ d’une molécule d’acide nucléique codant pour l’étiquette protéique selon l’invention, un site d’insertion d’une molécule d’acide nucléique codant pour la protéine d’intérêt dans le même cadre de lecture que la molécule d’acide nucléique codant pour l’étiquette protéique selon l’invention, et des signaux de terminaison de la transcription en 3’ de ces éléments.
Le kit peut également contenir une cellule hôte apte à être transformée par un vecteur d’expression comprenant, sous le contrôle d’un promoteur : une molécule d’acide nucléique codant pour une étiquette protéique comprenant au moins, ou constituée de la protéine Mmi1 d’un microorganisme du genre Schizosaccharomyces, un fragment de cette protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C-terminaux, ou une protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 % d’identité avec la séquence d’acides aminés de ladite protéine Mmi1 ou dudit fragment et capable de se lier à un motif d’acide ribonucléique de séquence nucléotidique UNAAAC ; et un site permettant l’insertion, en 5’ ou en 3’ par rapport à cette molécule d’acide nucléique codant pour cette étiquette protéique, d’une molécule d’acide nucléique codant pour la protéine d’intérêt, ce site étant configuré pour permettre l’expression d’une protéine de fusion contenant la protéine d’intérêt et l’étiquette protéique.
Cette cellule hôte peut aussi bien être une cellule procaryote, en particulier bactérienne, notamment pour la production en masse de la protéine de fusion selon l’invention, qu’une cellule eucaryote, cet eucaryote pouvant être inférieur ou supérieur, par exemple une cellule de levure, d’invertébrés ou de mammifères.
Les caractéristiques et avantages de l’invention apparaîtront plus clairement à la lumière des exemples de mise en oeuvre ci-après, fournis à simple titre illustratif et nullement limitatifs de l’invention, avec l’appui des figures 1 à 6, dans lesquelles :
La figure 1 montre une photographie d’une membrane de western blot, la révélation ayant été réalisée au moyen d’un anticorps anti-Mmi1 , obtenue après expression de la protéine Mmi1 de S. pombe chez E. coli, lyse cellulaire, mise en présence (piste de droite, « ARN WT ») ou non (piste de gauche, « Contrôle >>) pendant 15 min du lysat dilué au 1/100ème avec une molécule d’ARN « ARN WT >> contenant un motif UNAAAC (conforme à l’invention), récupération des protéines liées à la molécule d’ARN, et séparation des protéines par électrophorèse SDS.
La figure 2 montre une photographie d’une membrane de western blot, la révélation ayant été réalisée au moyen d’un anticorps anti-Mmi1 , obtenue après expression de la protéine Mmi1 de S. pombe chez E. coli, lyse cellulaire, mise en présence du lysat dilué au 1/10ème avec une molécule d’ARN « ARN WT » contenant un motif UNAAAC (conforme à l’invention, piste du milieu) ou une molécule d’ARN « ARN muté » contenant un motif CNAAAC (non conforme à l’invention - témoin négatif, piste de droite) ou absence de telle mise en présence (piste de gauche, « Contrôle »), récupération des protéines liées à la molécule d’ARN, et séparation des protéines par électrophorèse SDS-PAGE.
La figure 3 montre une photographie d’une membrane de western blot, la révélation ayant été réalisée au moyen d’un anticorps anti-Mmi1 , obtenue après expression de la protéine Mmi1 de S. pombe chez S. pombe, lyse cellulaire, mise en présence (ou absence de mise en présence : piste de gauche, « Contrôle ») pendant 1 h du lysat dilué au 1/10ème avec un anticorps anti-Mmi1 (piste de droite) ou un anticorps non dirigé contre Mmi1 (IgG humain, piste du milieu, « Non spec. »), récupération des protéines liées à l’anticorps, et séparation des protéines par électrophorèse SDS-PAGE.
La figure 4 montre une photographie d’une membrane de western blot, la révélation ayant été réalisée au moyen d’un anticorps anti-Mmi1 , obtenue après expression de la protéine Mmi1 de S. pombe en fusion avec la protéine A (piste de droite, « Mmi1 -TAP >>) ou seule (piste du milieu, « Mmi1 >>) chez S. pombe, lyse cellulaire, mise en présence (ou absence de mise en présence : piste de gauche, « Contrôle ») pendant 1 h du lysat dilué au 1/10ème avec des IgG greffés sur billes, récupération des protéines liées aux IgG, et séparation des protéines par électrophorèse SDS-PAGE.
La figure 5 montre des photographies de membranes de western blot, la révélation ayant été réalisée au moyen d’un anticorps anti-GFP, obtenues après expression dans des cellules HEK293, respectivement, en a/ de la GFP et en b/ de la protéine Mmi1 fusionnée à la GFP.
La figure 6 montre des images, acquises par microscopie à fluorescence, de cellules HEK293 surexprimant, en a/ la protéine de fusion de la GFP et de la protéine Mmi1 , la GFP étant du côté C-terminal, en b/ la GFP seule, et en c/ la protéine de fusion de la GFP et de la protéine Mmi1 , la GFP étant du côté N- terminal.
A/ Matériel et méthodes
A.1 / Cellules et plasmides utilisés pour la production des protéines
- Bactéries : souche Escherichia coli BL21 et plasmide pETM1 1 (les séquences d’ADN codant pour la protéine Mmi1 ont été clonées dans ce plasmide en utilisant les sites de restriction Nco\ et EcoRI) ;
- Levures : Schizosaccharomyces Pombe ;
- Cellules humaines : lignées HeLa et HEK293, et plasmides pEGFP-C3 et pEGFP-N3 (Clontech) (les séquences d’ADN codant pour la protéine Mmi1 ont été clonées dans ces plasmides en utilisant les sites de restriction Xho\ et BamHI).
Dans toutes les expériences, la protéine Mmi1 est celle de S. pombe (protéine Mmi1 complète, de séquence d’acides aminés SEQ ID No : 1 ).
A.2/ Expression bactérienne
J1 : transformer les cellules de la souche BL21 avec le plasmide pETM11 contenant Mmi1 en suivant la procédure standard utilisée pour les cellules Top10 (en appliquant le protocole conventionnel de transformation bactérienne) ; J2 : prélever une colonie et l'inoculer dans 50 ml de milieu LB additionné de kanamycine à 50 mM et laisser la culture pousser à 37 °C sous agitation (180 tr/min) ; J3 : transférer lïnoculum dans 200ml de milieu LB additionné de kanamycine à 50 mM et le mettre de nouveau sous agitation à 37 °C pendant 1 h ; vérifiez la densité optique des cellules - lorsqu'elle atteint 0,8, prendre un aliquote de cellules non induites (5 ml), afin de constituer le contrôle négatif d’induction (cellules non-induites) - faire descendre la température de l’incubateur à 18 °C et laisser la culture 15 min en agitation avant d’induire l’expression par ajout d’IPTG - ajouter 0,2 ml d'IPTG 1 M dans une culture de 200 ml (concentration finale 1 mM) et laisser la culture sous agitation pendant la nuit ; J4 : centrifuger les cellules par fractions de 50 ml à 5000 g pendant 20 min à 4 °C, puis congeler les culots à -80 °C.
A.3/ Liaison de Mmi1 à l’ARN chez E. coli
Lyse cellulaire : un culot de cellules E. coli BL21 exprimant la protéine Mmi1 est décongelé sur la glace. Les cellules sont ensuite lysées par sonication dans 5 ml de tampon de lyse (50 mM Tris pH 7,6, 150 mM KCI, 5mM MgCI2, 1 mM EDTA, 1 % Triton X-100, 10% glycérol, 5 mM DTT, 1 mM PMSF, 1 pg/ml de LABP (Cocktail d’inhibiteurs de protéases (Sigma) : Aprotinine réf. 10236624001 , Bestatine réf. 10874515001 , Leupeptine réf. 10874515001 , Pepstatine réf. 1 1359053001 ). Le lysat est ensuite transféré dans un nouveau tube de 15ml et centrifugé 10 min à 14000 g à 4 °C, puis soniqué selon une alternance « 10 s sonication/10 s repos » à 85% de la puissance maximale (sonicateur Vibracell 75186, ThermoFisher) pour une durée totale de temps de sonication de 2 min.
Préparation d’ARNs biotinylés pour chaque immunoprécipitation, 100 ng des ARNs nommés « ARN WT » et « ARN muté » sont dénaturés 2 min à 90 °C, puis les ARNs dénaturés sont incubés 20 min à température ambiante dans le tampon structurant (10 mM Tris pH7, 0,1 M KCI, 10mM MgCL) avant d’être incubés avec le lysat. Les ARNs utilisés ont été obtenus chez Eurogentec et présentent les séquences suivantes :
ARN WT : 5’ Biot-GGAUCCUUAAACAGAUCU 3’ (SEQ ID No : 45) (séquence artificielle, substrat pour liaison de Mmi1 ) - présentant un motif UNAAAC conformément à l’invention,
ARN muté : 5’ Biot-GGAUCCCUAAACAGAUCU 3’ (SEQ ID No : 46) (séquence artificielle, contrôle négatif pour liaison de Mmi1 ) - contrôle négatif ne présentant pas de motif UNAAAC mais un motif CNAAAC.
Liaison à l’ARN : il est réalisé une dilution au 1/100ème ou au 1/10ème de l’extrait cellulaire obtenu à l’issue de l’étape de lyse cellulaire. L'ARN biotinylé (100 ng) est ajouté à 100 pl d'extrait cellulaire, puis l’extrait est incubé sous agitation pendant 15 à 20 min à 4 °C. L’immunoprécipitation est réalisée par ajout de 15 pl de 10 mg/ml de Dynabeads® M-280 Streptavidin (Invitrogen) et incubation pendant 30 min sous agitation. Les billes sont ensuite lavées trois fois avec 1 ml de tampon de lyse avec 5 min d’agitation à chaque lavage. L’élution de la protéine Mmi1 associée à l’ARN se fait par ébullition pendant 5 min dans le tampon SDS Laemmli 2X. L'efficacité de la liaison de la protéine à l'ARN est analysée par immunoblot (western blot), la séparation par électrophorèse SDS- PAGE étant effectuée sur gel de polyacrylamide 10% pendant 1 h à 180 V. Après transfert sur membrane de nitrocellulose, la détection de la protéine est réalisée au moyen d’un anticorps anti-Mmi1 , tel que décrit dans la publication de Touat- Todeschini et al, EMBO J, 2017, 36:2626-2641. A cet effet, la membrane de nitrocellulose est incubée pendant une heure à température ambiante avec cet anticorps primaire anti-Mmi1 dilué au 1/1000 dans du TBS 0,1 % tween (TBS-T) contenant 10%SVF, suivi de trois lavages de 5 min chacun avec du TBS-T. La membrane est ensuite incubée 45 min avec un anticorps secondaire couplé à l’HRP (DAKO, réf. P0448) dilué au 1/5000 dan du TBS-T contenant 1 % de lait, puis lavée de nouveau 3 fois 5 min avec du TBS-T.
A.4/ Expériences d’immunoprécipitation chez la levure
On utilise des cellules de S. pombe dans lesquelles Mmi1 a été surexprimée à l’aide d’un promoteur inductible (promoteur nmt1 ) inséré au locus endogène de Mmi1. Des cellules surexprimant Mmi1 en fusion avec l’étiquette TAP (pour l’anglais « Tandem Affinité Purification », purification d’affinité tandem, composée de la protéine A et de la CBP (protéine liant la calmoduline), sont également utilisées, dans lesquelles l’étiquette TAP a été rajoutée à la séquence endogène du gène mmi1 par l’approche conventionnelle de recombinaison homologue de produits de polymérisation par réaction en chaîne chez la levure. Ces cellules sont cultivées à une densité optique (DO) de 1 ,2 dans un volume total de 50 ml de milieu de culture YEA.
Les étapes suivantes sont toutes réalisées à 4 °C.
Le tampon de lyse (LysBuff) (100 mM HEPES pH 7,5, 20 mM MgCL, 10% Glycérol, 10 mM EGTA, 0,1 M EDTA, 0,4% NP-40, 150 mM NaCI, 1 mM DTT,
1 mM PMSF, 1 pg/ml LABP) est utilisé pour la lyse et pour les lavages.
Lyse des cellules : reprendre les culots dans 400 pl de tampon de lyse LysBuff (2x) (mélanger le tube délicatement si nécessaire), puis ajouter des billes de verre et agiter 2x30 s dans un agitateur de billes, avec un temps de repos de
2 min dans la glace entre les deux cycles. Percer le fond des tubes avec une seringue 0,5 mm et placer les tubes de lysat dans des tubes de 5 ml à fond rond (refroidis dans la glace). Centrifuger à 4 °C pendant 1 min à 3000 tr/min, puis transférer les lysats dans de nouveaux tubes Eppendorf. Centrifuger 10 min à 13000 tr/min à 4 °C. La concentration de protéines dans chaque échantillon obtenu est estimée par la méthode de Bradford, de sorte à utiliser la même quantité de protéines totales dans chaque expérience d’immunoprécipitation.
Immunoprécipitation TAP : utiliser 15 pl d’anticorps IgG greffés sur des billes de résine de Sepharose® (IgG Sepharose, Réf.17-0969-01 , GE-Healthcare) par expérience d’immunoprécipitation. Réaliser 3 lavages des billes avec 500 pl de tampon de lyse LysBuff 2x. Mélanger les échantillons de protéines (la même quantité de protéines dans chaque échantillon) avec 15 pl de billes préparées dans l’étape précédente. Agiter délicatement à 4°C pendant 1 h. Immunoprécipitation par anticorps anti-Mmi1 : les protéines (la même quantité dans chaque échantillon) sont mélangées à 2 pl d’anticorps anti-Mmi1 précité et le mélange est agité délicatement pendant 1 h à 4 °C. 20 pl de billes de résine de Sepharose® sur lesquelles est greffée la protéine A (Sepharose® Protéine A, Réf. 17-5280-01 , GE-Healthcare) sont ajoutés au mélange, qui est ensuite agité de nouveau pendant 1 h à 4°C.
Lavages et élution : faire 3 lavages des billes avec 500 pl du LysBuff 2x en procédant de la même manière : lavage pendant 5 min avec agitation délicate puis centrifugation 2 min à 500 g. L’élution se fait par ébullition pendant 5 min dans le tampon SDS Laemmli 2X. Pour la détection par Western Blot, le même procédé que celui décrit plus haut en référence à l’expérience de liaison de Mmi1 à l’ARN chez E. coli. La détection du TAP se fait avec un anticorps anti-TAP.
A.5/ Transfection des cellules humaines
La transfection est réalisée selon le protocole classique du fournisseur, en utilisant la Lipofectamine® 3000 (ThermoFisher).
Les cellules sont ensuite soit lysées pour une détection par la méthode conventionnelle du western blot en utilisant un anticorps anti-GFP (Roche #1 1814460001 ), soit visualisées directement sur lame au microscope à fluorescence, selon des protocoles conventionnels.
La visualisation par western blot et par microscopie à fluorescence est réalisée après 48 h de transfection, selon des protocoles opératoires conventionnels.
B/ Expérience 1
Cette expérience est réalisée avec la protéine Mmi1 produite chez E. coli.
Le gène de séquence SEQ ID No : 2 est cloné dans le plasmide, pour permettre l’expression par les cellules de la protéine Mmi1 de S. pombe, de séquence d’acides aminés SEQ ID No : 1 (protéine Mmi1 complète).
Schématiquement, un extrait obtenu par lyse cellulaire de cellules exprimant la protéine Mmi1 est mis en présence d’une ou l’autre des molécules d’ARN biotinylés en 5’ « ARN WT » (conforme à l’invention) et « ARN muté » (non conforme à l’invention, témoin négatif), pendant une durée de 15 min, puis les molécules d’ARN (et les protéines fixées sur ces molécules) sont isolées du milieu au moyen de billes magnétiques Dynabead® sur lesquelles est greffée la streptavidine, en utilisant la forte capacité de cette dernière à se lier à la biotine. Les protéines fixées sur les billes sont éluées, et analysées par western blot, après séparation des protéines par électrophorèse sur gel SDS-PAGE, au moyen de l’anticorps anti-Mmi1 .
Les résultats obtenus sont montrés sur la figure 1 pour une dilution au 1/100ème de l’extrait de lyse cellulaire, pour l’ARN conforme à l’invention « ARN WT ». On observe clairement la présence de la protéine Mmi1 sur la membrane de western blot, et aucun bruit de fond, démontrant la spécificité de liaison du motif d’ARN UNAAAC avec la protéine Mmi1 .
Les résultats obtenus sont montrés sur la figure 2 pour une dilution au 1/10ème de l’extrait de lyse cellulaire, pour l’ARN conforme à l’invention « ARN WT >> et pour l’ARN non conforme à l’invention « ARN muté >>. La révélation par l’anticorps anti-Mmi1 révèle une bande de forte intensité correspondant au poids moléculaire de la protéine Mmi1 (54 kDa) lorsque l’ARN présente un motif UNAAAC conforme à l’invention (« ARN WT >>). On n’observe aucune bande au poids moléculaire de la protéine Mmi1 lorsque la molécule d’ARN « ARN muté >> a été mise en oeuvre, ce qui témoigne de la spécificité de liaison de la protéine Mmi1 pour le motif UNAAAC.
Cette expérience démontre clairement que la protéine Mmi1 peut être purifiée avec un haut degré de pureté d’un milieu cellulaire complexe par interaction avec une molécule d’ARN comprenant un motif UNAAAC greffée sur un support solide.
B/ Expérience 2 - comparaison avec une immunoprécipitation par anticorps Cette expérience est réalisée avec la protéine Mmi1 endogène de S. pombe, de séquence d’acides aminés SEQ ID No : 1 (protéine Mmi1 complète).
Schématiquement, un extrait obtenu par lyse cellulaire de cellules exprimant la protéine Mmi1 est mis en présence pendant 1 h avec un anticorps anti-Mmi1 .
Après séparation du milieu au moyen de billes de Sepharose® sur lesquelles est greffée la protéine A, les protéines fixées sur les billes sont éluées, et analysées par western blot, après séparation des protéines par électrophorèse sur gel SDS-PAGE, au moyen de l’anticorps anti-Mmi1 .
Les résultats obtenus sont montrés sur la figure 3. On observe bien, sur la piste associée aux protéines capturées par immunoprécipitation avec l’anticorps anti- Mmi1 (piste « anti-Mmi1 >>), une bande correspondant au poids moléculaire de la protéine Mmi1 , qui ne se retrouve pas sur les autres pistes. On observe cependant également une bande de très forte intensité correspondant à une contamination par les IgG présents dans l’extrait cellulaire initial (bande indiquée par une flèche à droite sur la figure).
En comparaison de cette purification par l’anticorps anti-Mmi1 , le procédé selon l’invention tel que mis en oeuvre dans l’expérience 1 , dont le résultat obtenu est illustré sur la figure 1 , permet, quatre fois plus rapidement (15 min versus 1 h), de purifier la protéine Mmi1 avec un degré de pureté bien plus élevé.
0/ Expérience 3 - comparaison avec une immunoprécipitation TAP
Cette expérience est réalisée avec la protéine Mmi1 endogène de S. pombe fusionnée à la TAP.
Schématiquement, un extrait obtenu par lyse de cellules exprimant la protéine Mmi1 en fusion avec la protéine A est mis en présence pendant 1 h avec des billes de Sepharose® sur lesquelles sont greffés des IgG, afin d’isoler la protéine Mmi1 du milieu en tirant profit de la haute affinité des IgG pour la protéine A (Kd > 109 M).
Après séparation des billes du milieu, les protéines fixées sur les billes sont éluées, et analysées par western blot, après séparation des protéines par électrophorèse sur gel SDS-PAGE, au moyen de l’anticorps anti-Mmi1 .
Les résultats obtenus sont montrés sur la figure 4. On observe bien, sur la piste associée aux protéines capturées par immunoprécipitation avec les IgG (piste « Mmi1 -TAP »), une bande correspondant au poids moléculaire de la protéine de fusion Protéine A - Mmi1 .
En comparaison de cette purification par le système « Protéine A - IgG », le procédé selon l’invention tel que mis en oeuvre dans l’expérience 1 , dont le résultat obtenu est illustré sur la figure 1 , permet, quatre fois plus rapidement (15 min versus 1 h), de purifier la protéine Mmi1 avec un degré de pureté équivalent, et même légèrement supérieur, notamment car il évite toute contamination avec les IgG.
D/ Expérience 4 - fusion avec la protéine GFP
Cette expérience est réalisée avec la protéine Mmi1 produite dans les cellules HEK293, en fusion avec la protéine GFP.
A cet effet, le gène de séquence SEQ ID No : 2 est cloné dans le plasmide pEGFP-C3 ou pEGFP-N3, pour permettre l’expression par les cellules HEK293, de la protéine Mmi1 (complète) en fusion, en C-terminal ou en N-terminal, avec la protéine GFP. Un témoin GFP seul est également réalisé.
Les cellules obtenues sont analysées par western blot après lyse cellulaire ou observées par microscopie par fluorescence pour y vérifier la localisation de la GFP.
Les résultats obtenus sont montrés sur la figure 5 pour l’analyse par western blot après lyse cellulaire et sur la figure 6 pour l’analyse de fluorescence des cellules non lysées. Ces résultats démontrent que la protéine de fusion de la GFP avec Mmi1 ne présente pas de toxicité pour les cellules humaines, qu’elle est bien exprimée et localisée dans les cellules. Les résultats de l’analyse par western blot confirment que les tailles des protéines détectées correspondent bien à celles qui étaient attendues (30 KDa pour la GFP seule et 84 KDa pour la protéine de fusion Mmi1 - GFP), démontrant la faisabilité du procédé selon l’invention dans les cellules mammifères.

Claims

34 REVENDICATIONS
1. Procédé de purification d’une protéine d’intérêt, caractérisé en ce qu’il comprend, successivement :
- la préparation d’une protéine de fusion comprenant ladite protéine d’intérêt fusionnée à une étiquette protéique, ladite étiquette protéique comprenant au moins : la protéine Mmi1 d’un microorganisme du genre Schizosaccharomyces, un fragment de ladite protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C-terminaux, ou une protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 % d’identité avec la séquence d’acides aminés de ladite protéine Mmi1 ou dudit fragment et capable de se lier à un motif d’acide ribonucléique de séquence nucléotidique UNAAAC,
- la mise en présence de ladite protéine de fusion avec une molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC, de sorte à permettre la liaison par affinité de ladite étiquette protéique avec ladite molécule d’acide ribonucléique, ladite molécule d’acide ribonucléique étant greffée sur un support solide ou couplée à un ligand de capture,
- le cas échéant, la mise en présence de ladite molécule d’acide ribonucléique couplée à un ligand de capture avec un partenaire d’affinité dudit ligand de capture greffé sur un support solide,
- et la séparation de ladite protéine d’intérêt et dudit support solide.
2. Procédé de purification selon la revendication 1 , selon lequel un site de clivage enzymatique est inséré entre ladite protéine d’intérêt et ladite étiquette protéique.
3. Procédé de purification selon la revendication 2, selon lequel la séparation de ladite protéine d’intérêt et dudit support solide est réalisée par clivage au niveau dudit site de clivage enzymatique.
4. Procédé de purification selon la revendication 1 ou 2, selon lequel un site de clivage est inséré entre ladite molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC et ledit support solide ou ledit ligand d’intérêt, et la séparation de ladite protéine d’intérêt et dudit support solide est réalisée par clivage au niveau dudit site de clivage.
5. Procédé de purification selon l’une quelconque des revendications 1 à 4, selon lequel ledit support solide est un support de chromatographie, en 35 particulier un polymère réticulé à base de polysaccharide ou de polyacrylamide.
6. Procédé de purification selon l’une quelconque des revendications 1 à 5, selon lequel ladite molécule d’acide ribonucléique contient une ou plusieurs répétitions dudit motif de séquence UNAAAC.
7. Procédé de purification selon l’une quelconque des revendications 1 à 6, selon lequel ladite molécule d’acide ribonucléique comprend au moins un nucléotide chimiquement modifié et/ou au moins un acide nucléique bloqué et/ou au moins une liaison internucléotidique phosphorothiate.
8. Procédé de purification selon l’une quelconque des revendications 1 à 7, selon lequel ladite protéine Mmi1 est issue d’une espèce choisie parmi Schizosaccharomyces pombe, Schizosaccharomyces japonicus, Schizosaccharomyces octosporus et Schizosaccharomyces cryophilus.
9. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 8, selon lequel ledit fragment de ladite protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C-terminaux présente une séquence d’acides aminés comprenant, ou consistant en, la séquence d’acides aminés SEQ ID No : 9, SEQ ID No : 10, SEQ ID No : 11 ou SEQ ID No : 12.
10. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 9, selon lequel ladite étiquette protéique contient au moins un domaine choisi parmi les domaines de séquences d’acides aminés :
- RSVWXaaiXaa2Xaa3Xaa4XaasXaa6P (SEQ ID No : 13), où Xaai représente un résidu thréonine, sérine ou alanine, Xaa2 représente un résidu thréonine, arginine, lysine ou sérine, Xaas représente un résidu histidine ou arginine, Xaa4 représente un résidu thréonine ou proline, Xaas représente un résidu glycine, alanine ou arginine et Xaas représente un résidu acide glutamique ou acide aspartique,
- FXaa?SPLKRXaa8APXaa9SXaaioXaanXaai2Xaai3Xaai4Xaai5R (SEQ ID No : 14), où Xaa? représente un résidu sérine ou thréonine, Xaas représente un résidu proline ou glycine, Xaag représente un résidu acide glutamique ou acide aspartique, Xaa représente un résidu histidine, arginine ou lysine, Xaan représente un résidu acide aspartique ou acide glutamique, Xaai2 représente un résidu alanine ou tyrosine, Xaa est nul ou représente un résidu proline, Xaau représente un résidu isoleucine ou méthionine et Xaais représente un résidu glycine ou acide aspartique,
- YDFXaai6RHCTDYGHSYXaai7WPYFRSXaai8RREXaai9Xaa2oXaa2iY (SEQ ID No : 15), où Xaa représente un résidu sérine, thréonine ou tyrosine, Xaan représente un résidu acide glutamique ou acide aspartique, Xaa représente un résidu leucine ou valine, Xaaw est nul ou représente un résidu sérine, Xaa2o représente un résidu leucine ou méthionine et Xaa2i représente un résidu arginine, leucine ou méthionine,
- QPPXaa22KRRTLXaa23Xaa24P (SEQ ID No : 16), où Xaa22 représente un résidu proline, sérine ou leucine, Xaa23 représente un résidu sérine ou leucine et Xaa24 représente un résidu proline ou sérine,
- Xaa25AXaa26Xaa27SPXaa2sXaa29Xaa3oXaa3i PXaa32Xaa33H (SEQ ID No : 17), où Xaa25 représente un résidu arginine ou acide aspartique, Xaa26 représente un résidu sérine ou glycine, Xaa27 représente un résidu histidine ou acide aspartique, Xaa28 représente un résidu sérine, glycine ou leucine, Xaa29 représente un résidu leucine ou phénylalanine, Xaaso représente un résidu leucine, isoleucine ou sérine, Xaasi représente un résidu acide glutamique ou acide aspartique, Xaa32 représente un résidu tyrosine ou thréonine et Xaa33 représente un résidu alanine ou thréonine,
- RXaa34EKPKXaa3sRAXaa36TPPP (SEQ ID No : 18), où Xaa34 représente un résidu lysine ou arginine, Xaass représente un résidu alanine, proline ou thréonine et Xaa36 représente un résidu sérine ou proline.
11. Support solide pour la mise en oeuvre d’un procédé de purification d’une protéine d’intérêt selon l’une quelconque des revendications 1 à 10, caractérisé en ce qu’une molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC est greffée sur ledit support solide.
12. Kit pour la mise en oeuvre d’un procédé de purification d’une protéine d’intérêt selon l’une quelconque des revendications 1 à 10, caractérisé en ce qu’il contient une molécule d’acide ribonucléique contenant au moins un motif de séquence nucléotidique UNAAAC greffée sur un support solide ou couplée à un ligand de capture, et au moins un des constituants suivants :
- un vecteur d’expression comprenant, sous le contrôle d’un promoteur, une molécule d’acide nucléique codant pour une étiquette protéique comprenant au moins : la protéine Mmi1 d’un microorganisme du genre Schizosaccharomyces, un fragment de ladite protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C-terminaux, ou une protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 % d’identité avec la séquence d’acides aminés de ladite protéine Mmi1 ou dudit fragment et capable de se lier à un motif d’acide ribonucléique de séquence nucléotidique UNAAAC ; et un site permettant l’insertion, en 5’ ou en 3’ par rapport à ladite molécule d’acide nucléique codant pour ladite étiquette protéique, d’une molécule d’acide nucléique codant pour ladite protéine d’intérêt de sorte à permettre l’expression d’une protéine de fusion contenant ladite protéine d’intérêt et ladite étiquette protéique ;
- des instructions pour la mise en oeuvre des étapes d’un procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 10.
13. Kit selon la revendication 12, contenant en outre une cellule hôte apte à être transformée par un vecteur d’expression comprenant, sous le contrôle d’un promoteur, une molécule d’acide nucléique codant pour une étiquette protéique comprenant au moins : la protéine Mmi1 d’un microorganisme du genre Schizosaccharomyces, un fragment de ladite protéine Mmi1 en comprenant au moins les 173 acides aminés C-terminaux, ou une protéine de séquence d’acides aminés ayant au moins 90 % d’identité avec la séquence d’acides aminés de ladite protéine Mmi1 ou dudit fragment et capable de se lier à un motif d’acide ribonucléique de séquence nucléotidique UNAAAC ; et un site permettant l’insertion, en 5’ ou en 3’ par rapport à ladite molécule d’acide nucléique codant pour ladite étiquette protéique, d’une molécule d’acide nucléique codant pour ladite protéine d’intérêt de sorte à permettre l’expression d’une protéine de fusion contenant ladite protéine d’intérêt et ladite étiquette protéique.
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