EP2280603A2 - Utilisation des strigolactones pour le côntrole de la croissance et de l'architecture des plantes superieures - Google Patents

Utilisation des strigolactones pour le côntrole de la croissance et de l'architecture des plantes superieures

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EP2280603A2
EP2280603A2 EP09745974A EP09745974A EP2280603A2 EP 2280603 A2 EP2280603 A2 EP 2280603A2 EP 09745974 A EP09745974 A EP 09745974A EP 09745974 A EP09745974 A EP 09745974A EP 2280603 A2 EP2280603 A2 EP 2280603A2
Authority
EP
European Patent Office
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strigolactones
plant
plants
growth
buds
Prior art date
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Withdrawn
Application number
EP09745974A
Other languages
German (de)
English (en)
Inventor
Catherine Rameau
Jean-Paul Pillot
Guillaume Becard
Victoria Gomez-Roldan
Virginie Puech-Pages
Françoise ROCHANGE
Christine Beveridge
Elizabeth Dun
Phil Brewer
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
University of Queensland UQ
Institut National de la Recherche Agronomique INRA
Universite de Toulouse
Original Assignee
University of Queensland UQ
Institut National de la Recherche Agronomique INRA
Universite Toulouse III Paul Sabatier
Universite de Toulouse
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by University of Queensland UQ, Institut National de la Recherche Agronomique INRA, Universite Toulouse III Paul Sabatier, Universite de Toulouse filed Critical University of Queensland UQ
Publication of EP2280603A2 publication Critical patent/EP2280603A2/fr
Withdrawn legal-status Critical Current

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Classifications

    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A01—AGRICULTURE; FORESTRY; ANIMAL HUSBANDRY; HUNTING; TRAPPING; FISHING
    • A01N—PRESERVATION OF BODIES OF HUMANS OR ANIMALS OR PLANTS OR PARTS THEREOF; BIOCIDES, e.g. AS DISINFECTANTS, AS PESTICIDES OR AS HERBICIDES; PEST REPELLANTS OR ATTRACTANTS; PLANT GROWTH REGULATORS
    • A01N43/00—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators containing heterocyclic compounds
    • A01N43/02—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators containing heterocyclic compounds having rings with one or more oxygen or sulfur atoms as the only ring hetero atoms
    • A01N43/04—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators containing heterocyclic compounds having rings with one or more oxygen or sulfur atoms as the only ring hetero atoms with one hetero atom
    • A01N43/06—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators containing heterocyclic compounds having rings with one or more oxygen or sulfur atoms as the only ring hetero atoms with one hetero atom five-membered rings
    • A01N43/12—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators containing heterocyclic compounds having rings with one or more oxygen or sulfur atoms as the only ring hetero atoms with one hetero atom five-membered rings condensed with a carbocyclic ring
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A01—AGRICULTURE; FORESTRY; ANIMAL HUSBANDRY; HUNTING; TRAPPING; FISHING
    • A01N—PRESERVATION OF BODIES OF HUMANS OR ANIMALS OR PLANTS OR PARTS THEREOF; BIOCIDES, e.g. AS DISINFECTANTS, AS PESTICIDES OR AS HERBICIDES; PEST REPELLANTS OR ATTRACTANTS; PLANT GROWTH REGULATORS
    • A01N47/00—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators containing organic compounds containing a carbon atom not being member of a ring and having no bond to a carbon or hydrogen atom, e.g. derivatives of carbonic acid
    • A01N47/02—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators containing organic compounds containing a carbon atom not being member of a ring and having no bond to a carbon or hydrogen atom, e.g. derivatives of carbonic acid the carbon atom having no bond to a nitrogen atom
    • A01N47/06—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators containing organic compounds containing a carbon atom not being member of a ring and having no bond to a carbon or hydrogen atom, e.g. derivatives of carbonic acid the carbon atom having no bond to a nitrogen atom containing —O—CO—O— groups; Thio analogues thereof

Definitions

  • the invention relates to a method of treatment for controlling the growth and architecture of higher plants. More specifically, the invention relates to the use of strigolactones for selectively or globally inhibiting bud growth on a plant of interest, and thus the number of branches. The inhibition may be temporary so as to control the period of development of these buds, or permanent, for example to promote the growth of other branches to the detriment of that (s) inhibited (s).
  • the invention also relates to the use of strigolactones for the identification of genes and / or molecules involved in the process of controlling growth and growth of buds and / or branches in higher plants.
  • the invention has applications in the agricultural field, for the cultivation of plants, such as food plants, legumes, forest plants, ornamental plants etc., for which the control of the number of branches and / or the period branching can improve yield and / or quality of production (fruit size, wood quality).
  • plants such as food plants, legumes, forest plants, ornamental plants etc.
  • the control of the number of branches and / or the period branching can improve yield and / or quality of production (fruit size, wood quality).
  • higher plants are meant multicellular, vascular plants, with roots and an aerial part.
  • the cultivated plants are the subject of numerous controls and treatments, so as to obtain the best possible yield and the best quality.
  • Strigolactones are molecules composed of a tricyclic lactone connected to a butyrolactone ring by an enol ether bridge.
  • strigolactones and syntheses are currently known. Notably, in FR2865897 several strigolactones are used to enhance the development and / or growth of arbuscular mycorrhizal fungi so as to increase the symbiotic interaction between these microorganisms and the host plants.
  • Strigolactones are also known as inducers of seed germination of parasitic plants such as Orobanchae.
  • said soils are treated with strigolactones so as to induce the germination of parasitic plants in the absence of host plants, resulting in their death due to lack of nutrition.
  • strigolactones also play a role in the growth of higher plants by controlling branching initiation and correspond to the branching repressor signal SMS (Shoot Multiplication Signal) identified in several dicotyledonous and monocotyledonous species by the characterization of hyperbranched mutants, in particular mutants rms1 to peas rms5 (Beveridge 2006).
  • SMS Branching repressor signal
  • the subject of the invention is therefore a process for treating a higher plant in order to control the growth and the architecture of the plant, characterized in that a suitable amount of strigolactones is placed in contact with the plant so as to inhibit the formation of at least one branch.
  • strigolactones used are both natural strigolactones such as
  • strigolactones such as GR24, or the ABC molecule, containing only certain rings (A, B and C) of the strigolactones:
  • branching we mean the growth of the axillary bud located at the axils of the leaves, be it a branch, a flower or an inflorescence.
  • the inhibition may be global, that is to say, affect all the axillary buds at the time of treatment of the plant, or targeted, that is to say, only touch specific buds targeted by the treatment.
  • Treated plants can be grown in greenhouses, fields, in vitro or even above ground.
  • a suitable amount is an amount at least sufficient to affect the growth and architecture of the plant to be treated.
  • a solution comprising strigolactones can be applied to at least a portion of the aerial part of the plant.
  • the concentration of strigolactones in the composition is at least 1 nM and will vary depending on whether it is desired to permanently or temporarily inhibit the growth of the bud, the concentration being furthermore a function of the nature of the plant to be treated.
  • the concentration of strigolactones to be applied will vary between 1 nM and 100 ⁇ M, and preferably between 100 nM and 1000 nM.
  • the number of days of treatment may vary depending on the plant, its age at the time of treatment, the final effect or unwanted etc.
  • the invention also relates to the use of strigolactones for the identification of genes and / or molecules involved in the control of growth of buds and / or branches in higher plants.
  • strigolactones can be used to identify strigolactone receptors in plants.
  • the RMS4 gene which is supposed to be involved in the response to the SMS signal, codes for a F-box protein.
  • F-box proteins include the T1 R1 auxin receptor ( Dharmasiri et al., 2005 Nature 435: 441-445); the jasmonic acid receptor COU (Xie et al., 1998 Science 280: 1091-1094).
  • strigolactones can be used for identifying the components of the signaling pathway by screening for strigolactone-resistant mutants.
  • Natural or synthetic strigolactones such as
  • GR24 can be used to screen mutants that are resistant and / or do not respond to the application of strigolactones.
  • the genes corresponding to the mutants are then cloned so as to identify new proteins of the signaling pathway (Leyser et al., 1993 Nature., 364: 161-164;
  • strigolactones it is also possible to use strigolactones to identify components of the signaling pathway by identifying genes whose expression is modified, i.e. repressed or induced, by the application of strigolactones (Ulmasov et al 1997 Science 276: 1865-1868, Thines et al.
  • strigolactones have an effect on several processes (mycorrhization, germination of parasitic seeds, branching), we can identify and manufacture molecules with activities specific to the different processes by identifying the essential reasons for each biological activity. similar to the identification of analogues synthetic made for the main phytohormones such as NAA, IBA or 2,4-D (synthetic auxins), kinetin (synthetic cytokinin).
  • strigolactones it is otherwise possible to use strigolactones to identify all or part of its agonists or antagonists, that is to say molecules capable of modulating positively or negatively the response to strigolactones as has been described for the identification of Auxin agonists and antagonists (Hayashi et al., 2008 PNAS 105: 5632-5637).
  • FIGS. 1A and 1B show the results of the qualitative and quantitative analysis of the major strigolactone present in the root exudates in wild peas and in the rms1 and rms4 mutants.
  • FIG. 2 represents a bar graph illustrating the effect of GR24 synthetic strigolactone applied on pea mutants
  • - Figure 3 shows a bar graph illustrating the effect of different strigolactones, synthetic and natural, on pea mutants
  • FIG. 4 represents a bar graph illustrating the effect of GR24 synthetic strigolactone applied on a wild pea
  • FIGS. 5A and 5B show graphs illustrating the effect of GR24 synthetic strigolactone as a function of stage of development
  • FIG. 6 is a bar graph illustrating the effect of GR24 synthetic strigolactone injected into pea mutants at increasing concentrations on bud initiation located some distance above the injection zone;
  • FIGS. 7A, 7B and 7C represent bar graphs illustrating the effect of the decapitation of the plant on an axillary bud previously inhibited by strigolactone (FIGS. 7A and 7B) and strigolactone on axillary buds of an decapitated plant (Figure 7C);
  • FIG. 8 represents a bar graph showing the absence of effect of strigolactone on the apical bud in wild peas
  • FIG. 9 is a bar graph illustrating the effect of GR24 synthetic strigolactone on wild and mutant plants of Arabidopsis thaliana
  • FIG. 10 represents a bar graph illustrating the effect of strigolactones applied by the roots on the length of internodes in wild peas (WT Térèse line) and in mutants (line M3T-988 ccd8 / rms1 from WT).
  • FIG. 11 represents a bar graph illustrating the effect of strigolactones applied by the roots on the length of the branches in wild pea (WT Térèse line) and in the mutant (line M3T-988 ccd8 / rms1 resulting from WT Térèse ).
  • WT Térèse - Fig 4 WT Térèse - Fig 4
  • the first two scales are considered as the first two nodes, the cotyledonary node being the node 0.
  • mutants rms1 and rms5 are mutants of biosynthesis of the SMS signal. The branching of these mutants is repressed when the mutant stem is grafted onto a wild rootstock (Morris et al., Physiol 126: 1205-1213).
  • the RMS1 and RMS5 genes both code for Carotenoid Cleavage Dioxygenase (Sorefan et al., 2003 Genes Dev 17: 1469-1474, Johnson et al., 2006 Plant Physiol 142: 1014-1026) suggesting that the SMS signal is a derived from carotenoids such as strigolactones (Matusova et al., 2005 Plant Physiol 139: 920-934).
  • the pea RMS5 gene corresponds to the Arabidopsis MAX3 gene and the rice HTD1 gene (Johnson et al., 2006 Plant Physiol 142: 1014-1026). It can therefore be assumed that the SMS signal is conserved in plants.
  • the mutant rms4 is assigned in the reception or in the signaling pathway of the signal repressing the branching: the branching of this mutant is not repressed when the mutant stem is grafted onto a wild rootstock (Beveridge et al., 1996 Plant Physiol. 10: 859-865).
  • MAX1 a gene of the SMS signal biosynthetic pathway has been identified, namely the MAX1 gene.
  • the corresponding MAX1 enzyme (a cytochrome P450) appears to occur downstream of the two Carotenoid Cleavage Dioxygenases (ROS1 / CCD8) and RMS5 / CCD7 dioxygenases.
  • the inventors have shown that a family of molecules already known, the family of strigolactones, could be used to suppress the growth of axillary buds of a plant. These results suggest that the SMS signal identified using hyperbranched pea rms mutants would belong to the strigolactone family.
  • the inventors quantified the abundance of this strigolactone in wild pea exudates from Térèse, mutants rms1 line M3T-884 from Térèse and rms4 line M3T-946 from Térèse.
  • the spectra shown in Figure 1B correspond to fragmentation of the majority strigolactone with loss of the D + acetate ring (spectrum 404.8> 247.8) and with loss of the ABC cycles (spectrum 404.8> 96.9).
  • the treatment is carried out 10 days after sowing (4 leaf stage).
  • a solution containing GR24 synthetic strigolactone dissolved in acetone at 0 nM and 100 nM (4% PEG 1450, 25% ethanol, 5 per 1000 acetone) is applied using a micro-pipette on the buds at the node. 4 (N4), at the rate of 10 ⁇ l per bud.
  • N4 micro-pipette on the buds at the node. 4 (N4), at the rate of 10 ⁇ l per bud.
  • the buds and / or branching at the first two N1 and N2 nodes of the plants are cut to promote bud initiation at the higher nodes.
  • the graph of Figure 2 shows the results of bud growth at N4 (bud size on the day of treatment - bud size at 8 days) obtained 8 days after treatment.
  • Untreated plants correspond to plants whose buds and / or branches at nodes 1 and 2 have been cut but have received no treatment.
  • the "0 nM” control corresponds to the plants treated with the same solution as for the "500 nM” treatment but without strigolactones.
  • the plants used are obtained in the same way as the plants used for the first experiment.
  • a solution containing the synthetic strigolactone GR24 at 0 nM, 100 nM, and 500 nM (4% PEG 1450, 10% ethanol) is applied using a micro-pipette on the buds at node 4 (N4), at 10 ⁇ l per bud.
  • the buds and / or branches at the first two nodes N1 and N2 of the plants are cut at the time of treatment.
  • the size of the buds of the higher nodes (node N4) is measured 9 days after the treatment.
  • the results of bud growth are illustrated by the graph of Figure 3.
  • GR24 and sorgolactone have comparable effects, the difference observed on the graph at 500 nM being due to a statistical effect due to the small number of plants tested (8 or 9 plants). All strigolactones can significantly inhibit the growth of treated buds from 100 nM. The ABC molecule appears to be much less effective than GR24 and sorgolactone.
  • the treatment is carried out 10 days after sowing (4 to 5 leaf stage).
  • a solution containing synthetic strigolactone GR24 at 0 nM and 500 nM is applied using a micro-pipette on the buds at node 2 (N2), at the rate of 10 ⁇ l per bud.
  • the buds and / or branches at the first node N1 of the plants are cut at the time of treatment.
  • the bud size is measured at node N2 8 days after treatment, the results being taken from the graph of FIG. 4.
  • GR24 synthetic strigolactone is also found to act on the growth of locally treated buds in wild peas.
  • Example 2 Test in pea hyperbranch mutants with local application of strigolactones at different stages of bud development We wanted to study the effect of strigolactones on axillary bud initiation as a function of the size and / or stage of development of the bud at the time of treatment.
  • WL5237 from the wild-type WT Parvus to compare the effect of GR24 synthetic strigolactones as a function of the size of the treated buds at the time of treatment.
  • 20 seeds are used per treatment, which are sown in pots (2 plants per 15 cm diameter pot) in a soil mixed with sand.
  • the sowing is carried out in greenhouse in natural light with extension of the photoperiod of 18h light / 6h night with incandescent bulbs (60W).
  • a solution containing the synthetic strigolactone GR24 at 0 nM and 1000 nM (4% PEG 1450, 10% ethanol) is applied using a micro-pipette on the buds at node 3 (N3). at the rate of 10 ⁇ l per bud.
  • the buds and / or branches at the first two nodes N1 and N2 of the plants are cut at the time of treatment.
  • the first treatment is carried out on plants having respectively
  • the bud size is measured at node N3 on the day of the first treatment (OJ) and 3 and 7 days later. The results obtained are illustrated by the graphs of FIG. 5A. It is found that all the buds, which are of different ages and have a size between 0.2 and 1 mm on the first day of treatment, are all susceptible to treatment by direct application of GR24.
  • the plants are treated by application of a solution (4% PEG
  • the buds and / or branches at the first two nodes N1 and N2 of the plants are cut at the time of treatment.
  • the size of the treated buds is measured 9 days after the treatment.
  • the graph of Figure 5B shows the influence of bud size at the time of treatment (OJ) on the effect that finally strigolactone has on the treated bud.
  • strigolactones there is a threshold in the size of the buds beyond which they are no longer sensitive to treatment by application of strigolactones.
  • the effect of strigolactones is practically nil on treated buds of more than 4 to 5 mm at the time of treatment.
  • rms1 mutants obtained identically to the mutants used in the previous experiments.
  • the plants are treated by injecting the solution into the stem above the N3 node. Specifically, a cotton thread is stitched into the rod of the pantes with the aid of a needle and quenched in the test solution.
  • the GR24 solutions used (at 0 nM, 1 nM, 10 nM, 100 nM and 500 nM) were prepared by diluting in water the GR24 solutions stored in acetone at different concentrations so as to have the same volume. acetone (10 ⁇ L of acetone in 20 mL of water).
  • the buds and / or branches at the first two nodes N1 and N2 of the plants are cut at the time of treatment.
  • the "untreated" plants correspond to the control plants, whose branches N1 and N2 have been cut, but which are not stitched.
  • the bud size is measured at the node at a distance above the injection zone (N5) 8 days after treatment.
  • the graph of Figure 6 shows the bud size at node N5, 8 days after treatment, depending on the treatment.
  • Strigolactone can therefore act at a distance on the growth of axillary buds, probably being transported in the sap of the xylem.
  • a first experiment is carried out in parallel on wild peas (WT Parvus line) and mutants rms1 (line WL5237 from WT Parvus).
  • WT Parvus line wild peas
  • mutants rms1 line WL5237 from WT Parvus
  • 18 seeds are used per treatment, which are sown in pots (2 plants per 15 cm diameter pot) in potting soil mixed with sand.
  • the sowing is carried out in greenhouse in natural light with extension of the photoperiod of 18h light / 6h night with incandescent bulbs (60W).
  • the plants are treated with two successive applications at 24 hours intervals of a solution (2% PEG
  • the buds and / or branches at the first two nodes N1 and N2 of the plants are cut at the time of treatment.
  • the size of the treated buds is measured 7 days after the treatment.
  • the graph of Figure 7 A shows the results obtained on the N3 buds.
  • the size of buds is measured 7 days after decapitation.
  • the graph of FIG. 7B shows the results obtained on the N3 buds.
  • GR24-inhibited buds in the rms1 mutant are found to be able to restart when the plant is decapitated, unlike the treated buds of non-decapitated plants.
  • N6 node buds of the plants are treated with four successive applications at 24-hour intervals of a solution (2% PEG 3550, 50% ethanol) containing 0, 1000 nM or 1000 0 nM strigaolactone GR24.
  • the buds and / or branches are cut at the nodes N1 to N5 at the time of treatment, while each plant is decapitated above the node 6 just before the first application of the GR24 solution.
  • N6 buds are measured 7 days after the first application, the results being shown in Figure 7C. It is found that strigolactone, at least at high concentrations, can suppress the start of axillary buds which had been induced and favored by decapitation.
  • the treatment is carried out 25 days after sowing (about 7 nodes are developed).
  • On the apical bud of each plant are applied 2 ⁇ l of 0.1% silwet solution at a concentration of GR24 of 0 nM or 10000 nM.
  • plants are treated in parallel by application to the apical bud of 1 ⁇ g of GA3 (1.44 mM) in 0.1% silwet to verify that this treatment using silwet allows the penetration of hormones into the cells. tissue of the plant.
  • the size of the main stem is measured 14 days after the treatment, the results being shown in FIG.
  • strigolactone does not suppress the growth of the apical bud and the main stem, or ramifications that have already started and then behave like a rod strictly speaking.
  • strigolactones to control the growth of trees, such as oak, birch, beech, etc., which are grown for their wood, in order to limit the number of branches and obtain trunks having a trunk length practically without significant knots.
  • the plants used here are from WT Columbia wild-type mutant max1 (mutant affected in one stage of the SMS signal biosynthesis pathway downstream of the two 'Carotenoid Cleavage'
  • Dioxygenase "and max2 (corresponding to the rms4 pea response mutant).
  • the plants were sown in trays and stored at 4 ° C for two days before transfer to 22 ° C in an air-conditioned room.
  • the plants were watered (sub-irrigated) with water every 2 days with a nutrient intake every 10 days. The length of the day is
  • each treatment carried out using a micropipette consists in the application of 50 ⁇ l of a solution of GR24 at 0 nM or 5000 nM in 0.1% Tween20.
  • the application is made on the buds in the axil of the leaves of the rosette or the axil of buds already started.
  • strigolactone was found to suppress branching in the Arabidopsis wild-type as well as in the max1 mutant, but not in the max2 mutant.
  • WT Térèse line wild pea seeds
  • M3T-988 ccd8 / rms1 line from WT Térèse mutant pea seeds
  • WT Térèse line wild pea seeds
  • M3T-988 ccd8 / rms1 line from WT Térèse mutant pea seeds
  • a solution of GR24 (diastereoisomer No. 1) at 1 ⁇ M is added to the 47 liters of nutrient solution (4.7 ml GR24 at 1 ⁇ M).
  • the plants had arrived at the 3-4 knot stage.
  • the cotydelonary branches are removed. Branching at nodes N1 and N2 are maintained.
  • Figure 10 shows the internode length measured after 19 days after germination on treated and untreated wild plants on the one hand, and on untreated and processed mutant plants on the other hand.
  • FIG. 11 represents the length of the ramifications (branches 3 and N4 node) measured after 19 days on the treated and untreated wild plants on the one hand, and on the untreated mutant plants and processed on the other hand.
  • the branches at nodes N1 and N2 had already started well at the time of GR24 input.
  • strigolactones by the roots would also play a role in the height of the plant.
  • the rms1 mutant of pea has elevated of indole-3-acetic acid levels and reduced root-sap zeatin riboside content but increased branching controlled by graft transmissible signal (s). Plant Physiol 15: 1251-1258.
  • MAX3 / CCD7 is a carotenoid cleavage dioxygenase required for the synthesis of a novel plant signaling molecule. Curr Biol, 14: 1232-1238.
  • MAX1 encodes a cytochrome P450 family member that acts downstream of MAX3 / 4 to produce a carotenoid-derived branch-inhibiting hormone.
  • the F-box protein TIR1 is an auxin receptor. Nature 435: 441 -445
  • Arabidopsis auxin-resistance gene AXR 1 encodes a protein related to ubiquitin-activating enzyme E1. Nature, 364: 161-164
  • strigolactone sprouting stimulants of the plant-parasitic Striga and Orobanche spp. are derived from the carotenoid pathway. Plant Physiol 139: 920-934

Landscapes

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Abstract

L'invention concerne un procédé de traitement d'une plante supérieure en vu de contrôler la croissance de la plante, caractérisé en ce qu'on place au contact de la plante une quantité adaptée de strigolactones de manière à inhiber la formation d'au moins une ramification. L'invention concerne également l'utilisation de strigolactones pour identifier des gènes et/ou molécules impliquées dans la croissance des bourgeons et/ou ramifications chez les plantes supérieures.

Description

PROCEDE DE TRAITEMENT D'UNE PLANTE SUPERIEURE EN VUE DE CONTROLER SA CROISSANCE ET SON ARCHITECTURE
Domaine technique
L'invention concerne un procédé de traitement en vu de contrôler la croissance et l'architecture des plantes supérieures. Plus précisément, l'invention concerne l'utilisation de strigolactones pour inhiber sélectivement ou globalement la croissance de bourgeons sur une plante d'intérêt, et ainsi le nombre de ramifications. L'inhibition peut être temporaire de manière à contrôler la période de développement de ces bourgeons, ou permanente afin par exemple de favoriser la croissance d'autres ramifications au détriment de celle(s) inhibée(s). L'invention concerne également l'utilisation des strigolactones pour l'identification de gènes et/ou molécules intervenant dans le processus de contrôle de la croissance et de la pousse des bourgeons et/ou ramifications chez les plantes supérieures.
L'invention trouve des applications dans le domaine agricole, pour la culture de plantes, telles que des plantes alimentaires, des légumineuses, des plantes forestières, des plantes ornementales etc., pour lesquelles le contrôle du nombre de ramifications et/ou de la période de ramification peut améliorer le rendement et/ou la qualité de la production (taille du fruit, qualité du bois tec). Par plantes supérieures, on entend les végétaux pluricellulaires, vasculaires, munis de racines et d'une partie aérienne. Par culture, on entend aussi bien la culture en champ, qu'en plantation pour les forêts, que la culture in vitro, hors sol ou autre.
Etat de la technique
Les plantes cultivées, que ce soit pour leurs fleurs, leurs fruits, leurs graines ou pour leurs parties végétatives font l'objet de nombreux contrôles et traitements, de manière à obtenir le meilleur rendement possible et la meilleure qualité.
Ainsi par exemple, on essaie de maîtriser les périodes de floraison de manière à éviter que les bourgeons floraux soient initiés pendant les périodes de forts risques de gel. De même, lorsqu'on souhaite obtenir des fruits de gros calibre, ou plus généralement des plantes plus vigoureuses, on procède à une taille de la plante de manière à limiter le nombre de ramifications et ainsi le nombre d'organes « puits » que sont les fruits en période de grossissement ou les graines en cours de remplissage. L'utilisation d'engrais permet également d'optimiser les rendements.
De tels contrôles et traitements nécessitent une connaissance outre de la plante elle-même, des conditions dans lesquelles elle est cultivée : nature du sol, climat etc., notamment pour savoir quand et comment tailler les plantes. Par ailleurs, la taille est un procédé manuel fastidieux, coûteux nécessitant l'intervention de personnes qualifiées.
Exposé de l'invention
Dans l'invention, on cherche à fournir un nouveau procédé de traitement des plantes qui permette de contrôler leur croissance, par inhibition totale ou partielle, définitive ou temporaire de la croissance des ramifications, de manière notamment à optimiser le rendement de ces plantes.
Pour cela, dans l'invention, on propose de mettre les plantes à traiter en contact de strigolactones de manière à inhiber ou limiter la pousse de tout ou partie des ramifications.
Les strigolactones sont des molécules composées d'une lactone tricyclique connectée à un cycle butyrolactone par un pont énol éther.
On connaît actuellement de nombreuses strigolactones naturelles et de synthèses. Notamment, dans le document FR2865897 plusieurs strigolactones sont utilisées pour amplifier le développement et/ou la croissance des champignons mycorhiziens à arbuscules de manière à augmenter l'interaction symbiotique entre ces micro-organismes et les plantes hôtes.
Les strigolactones sont également connues comme étant des inducteurs de la germination des graines de plantes parasites telles que les Orobanches. Afin d'éliminer de telles plantes des sols agricoles, on traite lesdits sols avec des strigolactones de manière à induire la germination des plantes parasites en l'absence de plantes hôtes, ce qui entraîne leur mort par manque de nutrition. Comme l'ont découvert de manière surprenante les inventeurs, les strigolactones interviennent aussi dans la croissance des plantes supérieures en contrôlant le démarrage des ramifications et correspondraient au signal SMS (Shoot Multiplication Signal) répresseur de la ramification identifié chez plusieurs espèces dicotylédones et monocotylédones par la caractérisation de mutants hyper-ramifiés notamment les mutants rms1 à rms5 de pois (Beveridge 2006).
L'invention a donc pour objet un procédé de traitement d'une plante supérieure en vu de contrôler la croissance et l'architecture de la plante, caractérisé en ce qu'on place au contact de la plante une quantité adaptée de strigolactones de manière à inhiber la formation d'au moins une ramification.
Les strigolactones utilisées sont aussi bien des strigolactones naturelles telles que
Sorgosactone
Stπgαl
5ote r>a col =ietradefry cl ros|qq
Strigys acétate
ou que des strigolactones de synthèse, telle que la GR24, ou la molécule ABC, ne comportant que certains cycles (A, B et C) des strigolactones :
Par inhiber, on entend réprimer définitivement ou temporairement la croissance d'un bourgeon. Ainsi, selon l'invention, on peut supprimer une ramification en inhibant définitivement la croissance du bourgeon correspondant, ou mettre en dormance ledit bourgeon de manière à retarder dans le temps sa croissance.
Par ramification, on entend l'excroissance issue du bourgeon axillaire situé à l'aisselle des feuilles, que ce soit une branche, une fleur ou une inflorescence.
L'inhibition peut être globale, c'est-à-dire toucher tous les bourgeons axillaires au moment du traitement de la plante, ou ciblée, c'est-à-dire ne toucher que des bourgeons spécifiquement visés par le traitement.
Les plantes traitées peuvent aussi bien être cultivées en serres, qu'en champs, in vitro ou même hors sol.
Une quantité adaptée s'entend d'une quantité au moins suffisante pour agir sur la croissance et l'architecture de la plante à traiter.
Selon le procédé de l'invention, on peut appliquer une solution comportant des strigolactones sur une portion au moins partielle de la partie aérienne de la plante. Par exemple, on peut vaporiser ou déposer la composition sur les bourgeons que l'on souhaite réprimer, ou sur la partie de la plante dont on souhaite contrôler la croissance. Il est autrement possible d'injecter la composition au niveau des bourgeons même, ou des tiges portant les bourgeons à réprimer.
Dans un autre exemple de mise en œuvre du procédé selon l'invention, il est possible de prévoir d'enrichir le sol en strigolactones, de manière à diminuer de manière non sélective le nombre de tiges ou de freiner leur croissance. En effet, les inventeurs ont observé que le signal de répression SMS de la croissance des ramifications migre dans le sens racine - tige, ce qui laisse penser qu'il est véhiculé par la sève brute du xylème (Foo et al. 2001 Pl Physiol 126 :203-209). Avantageusement, la concentration en strigolactones dans la composition est au minimum de 1 nM et variera selon qu'on souhaite inhiber définitivement ou temporairement la croissance du bourgeon, la concentration étant en outre fonction de la nature de la plante à traiter. D'une manière générale, la concentration en strigolactones à appliquer variera entre 1 nM et 100 μM, et préférentiellement entre 100 nM et 1000 nM. De même, le nombre de jours de traitement peut varier en fonction de la plante, de son âge au moment du traitement, de l'effet définitif ou non souhaité etc.
L'invention a également pour objet l'utilisation de strigolactones pour l'identification de gènes et/ou de molécules intervenant dans le contrôle de la croissance des bourgeons et/ou ramifications chez les plantes supérieures.
Ainsi, on peut utiliser les strigolactones pour identifier les récepteurs aux strigolactones chez les plantes. Le gène RMS4, supposé être impliqué dans la réponse au signal SMS, code une protéine à boîte F. Or, il existe plusieurs exemples de récepteurs à des hormones végétales qui sont des protéines à boîte F : le récepteur à l'auxine Tl R1 (Dharmasiri et al. 2005 Nature 435:441 -445) ; le récepteur à l'acide jasmonique COU (Xie et al. 1998 Science 280:1091 -1094).
De même, on peut utiliser les strigolactones pour l'identification des composantes de la voie de signalisation par le criblage de mutants résistants aux strigolactones. Les strigolactones naturelles ou synthétiques, telles que
GR24, peuvent être utilisées pour cribler des mutants résistants et/ou ne répondant pas à l'application de strigolactones. Les gènes correspondant aux mutants sont alors clones de manière à identifier de nouvelles protéines de la voie de signalisation (Leyser et al. 1993 Nature., 364:161 -164 ;
Guzmân and Ecker 1990 Plant CeII. 6:513-523)
II est également possible d'utiliser des strigolactones pour identifier des composantes de la voie de signalisation par l'identification de gènes dont l'expression est modifiée, c'est-à-dire réprimée ou induite, par l'application de strigolactones (Ulmasov et al. 1997 Science 276:1865-1868 ; Thines et al.
2007 Nature 448:661 -665)
De même, on peut envisager d'identifier des analogues chimiques plus stables ayant la même activité biologique que les molécules naturelles de strigolactones, ayant par exemple un coût de fabrication moindre. Dans la mesure où les strigolactones ont une action sur plusieurs processus (mycorhization, germination de graines parasites, ramification), on peut identifier et fabriquer des molécules ayant des activités spécifiques aux différents processus par l'identification des motifs essentiels à chaque activité biologique, de manière similaire à l'identification des analogues synthétiques réalisée pour les principales phytohormones comme le NAA, IBA ou 2,4-D (auxines synthétiques), kinétine (cytokinine synthétique).
Il est autrement possible d'utiliser les strigolactones pour identifier tout ou partie de ses agonistes ou antagonistes, c'est- à- dire des molécules aptes à moduler positivement ou négativement la réponse aux strigolactones comme cela a été décrit pour l'identification d'agonistes et d'antagonistes de l'auxine (Hayashi et al. 2008 PNAS 105 :5632-5637).
Brève description des figures - Les figures 1 A et 1 B montrent les résultats de l'analyse qualitative et quantitative de la strigolactone majoritaire présente dans les exsudats racinaires chez le pois sauvage et chez les mutants rms1 et rms4.
- La figure 2 représente un graphique en barres illustrant l'effet de la strigolactone synthétique GR24 appliquée sur des mutants de pois ; - La figure 3 représente un graphique en barres illustrant l'effet de différentes strigolactones, synthétiques et naturelle, sur des mutants de pois ;
- La figure 4 représente un graphique en barres illustrant l'effet de la strigolactone synthétique GR24 appliquée sur un pois sauvage ;
- Les figures 5A et 5B représentent des graphiques illustrant l'effet de la strigolactone synthétique GR24 en fonction du stade de développement
(taille) des bourgeons sur lesquels elle est appliquée
- La figure 6 représente un graphique en barres illustrant l'effet de la strigolactone synthétique GR24 injectée dans des mutants de pois à des concentrations croissantes sur le démarrage du bourgeon situé à une certaine distance au-dessus de la zone d'injection;
- Les figures 7A, 7B et 7C représentent des graphiques en barres illustrant l'effet de la décapitation de la plante sur un bourgeon axillaire préalablement inhibé par de la strigolactone (figures 7A et 7B) et de la strigolactone sur des bourgeons axillaires d'une plante décapitée (figure 7C) ;
- La figure 8 représente un graphique en barres montrant l'absence d'effet de la strigolactone sur le bourgeon apical chez le pois sauvage ;
- La figure 9 représente un graphique en barres illustrant l'effet de la strigolactone synthétique GR24 sur des plantes sauvages et mutantes d' Arabidopsis thaliana ; - La figure 10 représente un graphique en barres illustrant l'effet des strigolactones appliqués par les racines au niveau de la longueur des entrenœuds chez le pois sauvage (lignée WT Térèse) et chez les mutants (lignée M3T-988 ccd8/rms1 issue du WT Térèse); - La figure 1 1 représente un graphique en barres illustrant l'effet des strigolactones appliqués par les racines sur la longueur des ramifications chez le pois sauvage (lignée WT Térèse) et chez le mutant (lignée M3T-988 ccd8/rms1 issue du WT Térèse).
Description détaillée de l'invention On a voulu tester l'effet des strigolactones de synthèse GR24 et des strigolactones naturelles sur les mutants ramosus (rms) hyper-ramifiés du pois (Beveridge 2000 Plant Growth Régulation 32 :193-203). Les mutants rms sont connus comme présentant un nombre de ramifications très supérieur au nombre de ramifications chez le pois sauvage et notamment à tous les nœuds de la plante.
Ces mutants rms ont été obtenus dans différents fonds génétiques sauvages (WT) qui présentent des bourgeons axillaires en général dormants.
Ces pois WT peuvent cependant ramifier aux deux premiers nœuds de la plante suivant les conditions environnementales et différentes expériences sont également conduites sur les pois sauvages (WT Térèse - Fig 4).
D'une manière générale, chez le pois, les deux premières écailles sont considérées comme les deux premiers nœuds, le nœud cotylédonaire étant le nœud 0.
La caractérisation détaillée des mutants de pois hyper-ramifiés rms a permis de mettre en évidence l'existence d'un nouveau signal appelé SMS (Beveridge 2006) réprimant la ramification de la plante :
- les mutants rms1 et rms5 sont des mutants de biosynthèse du signal SMS. La ramification de ces mutants est réprimée lorsque la tige mutante est greffée sur un porte-greffe sauvage (Morris et al. Pl Physiol 126 :1205-1213). Les gènes RMS1 et RMS5 codent tous les deux pour des Carotenoid Cleavage Dioxygenase (Sorefan et al. 2003 Gènes Dev 17 :1469-1474 ; Johnson et al. 2006 Plant Physiol 142 :1014-1026) ce qui suggère que le signal SMS est un dérivé de caroténoïdes comme les strigolactones (Matusova et al. 2005 Plant Physiol 139 :920-934). Ces gènes sont conservés chez les plantes et des homologues sont identifiés chez le riz, le pétunia ou le peuplier. Ainsi le gène RMS5 du pois correspond au gène MAX3 d'Arabidopsis et au gène HTD1 du riz (Johnson et al. 2006 Plant Physiol 142 :1014-1026). On peut donc supposer que le signal SMS est conservé chez les plantes. - le mutant rms4 est affecté dans la réception ou dans la voie de signalisation du signal réprimant la ramification : la ramification de ce mutant n'est pas réprimée lorsque la tige mutante est greffée sur un porte-greffe sauvage (Beveridge et al. 1996 Plant Physiol 1 10 :859-865).
Chez la plante Arabidopsis thaliana, un autre gène de la voie de biosynthèse du signal SMS a été identifié, à savoir le gène MAX1. L'enzyme MAX1 correspondante (un cytochrome P450) semble intervenir en aval des deux dioxygénases de clivage des caroténoïdes (« Carotenoid Cleavage Dioxygenases ») RMS1/CCD8 et RMS5/CCD7.
Les inventeurs ont montré qu'une famille de molécules déjà connue, la famille des strigolactones, pouvait être utilisée pour réprimer la croissance des bourgeons axillaires d'une plante. Ces résultats suggèrent que le signal SMS identifié à l'aide des mutants hyper-ramifiés rms de pois appartiendrait à la famille des strigolactones.
Afin de vérifier cette hypothèse, les inventeurs ont recherché et quantifié les strigolactones produites par le pois sauvage ou les mutants.
Dans un premier temps, les auteurs ont recherché les strigolactones présentes dans les exsudats racinaires du pois sauvage WT Térèse.
Pour cela, ils ont analysé l'extrait acétate d'éthyle des exsudats par spectrométrie de masse haute résolution, sur UPLC/QTOFMS (Ultra- Performance Liquid Chromatography couplé à un Quadrupole Time-Of- Flight). En recherchant les ions parents pouvant générer un ion fils à m/z : 97.0285, correspondant au cycle D, commun à toutes les strigolactones caractérisées, ils ont observé un pic majoritaire sur le chromatogramme. Le spectre obtenu pour ce composé présente les ions m/z 405.1555 et m/z 427.1377 (Figure 1 A), correspondant respectivement à la masse théorique d'une molécule de formule brute C2iH25θ8 [M + H]+ et C2i H24O8Na [M + Na]+. La formule brute C21H24O8 pourrait correspondre soit à un strigyl acétate soit à un orobanchyl acétate portant un groupement supplémentaire hydroxyl ou epoxy. Cette identité est confirmée par l'ensemble des ions fils observés par MS/MS : les ions m/z 345.1351 [M+ H - CH3COOH]+, 248.1058 [M + H - cycle D - CH3COOH]+ et 97.0285 [cycle D]+ (Fig. 1 A);
Cette analyse permet de confirmer la présence d'une nouvelle strigolactone dans les exsudats de pois (Térèse), dont la structure exacte n'est pas encore déterminée.
Dans un deuxième temps, les inventeurs ont quantifié l'abondance de cette strigolactone dans les exsudats de pois sauvage issue de Térèse, des mutants rms1 lignée M3T-884 issue de Térèse et rms4 lignée M3T-946 issue de Térèse. Les spectres présentés sur la figure 1 B correspondent aux fragmentations de la strigolactone majoritaire avec perte du cycle D + acétate (spectre 404.8 > 247.8) et avec perte des cycles ABC (spectre 404.8 > 96.9). On observe que cette strigolactone, présente dans les exsudats racinaires du sauvage (Térèse), est présente chez le mutant rms4 (lignée M3T-946), mais n'est pas détectable chez le mutant rms1 (lignée M3T-884).
Exemple 1 : Test chez des mutants d'hyper ramification de pois et chez des pois sauvages avec application locale de strigolactones pour démontrer l'effet par application directe des strigolactones
A] Expérience N°1
Une première expérience est conduite parallèlement sur les mutants rms1 (lignée M3T-884 issue du sauvage WT Térèse) et rms4 (lignée M3T- 946 issue du sauvage Térèse).
On utilise 9 graines par traitement, qui sont semées en pots (3 plantes par pot) dans un terreau mélangé à des billes d'argile. Le semis est réalisé en serre sous une photopériode de 16h lumière/8h nuit.
Le traitement est réalisé 10 jours après le semis (stade 4 feuilles). Une solution contenant la strigolactone synthétique GR24 dissoute dans l'acétone à 0 nM et 100 nM (4% PEG 1450, 25% éthanol, 5 pour 1000 acétone) est appliquée à l'aide d'une micro-pipette sur les bourgeons au nœud 4 (N4), à raison de 10 μl par bourgeon. Les bourgeons et/ou ramifications aux deux premiers nœuds N1 et N2 des plantes sont coupés pour favoriser le démarrage des bourgeons aux nœuds supérieurs.
Le graphe de la figure 2 montre les résultats de la croissance du bourgeon au N4 (taille du bourgeon le jour du traitement - taille du bourgeon à 8 jours) obtenus 8 jours après le traitement.
Les plantes « non-traitées » correspondent aux plantes dont les bourgeons et/ou ramifications aux nœuds 1 et 2 ont été coupés mais qui n'ont reçu aucun traitement. Le contrôle « 0 nM » correspond aux plantes traitées avec la même solution que pour le traitement « 500 nM » mais sans strigolactones.
On constate que la croissance des bourgeons au N4 du mutant rms1 est fortement réprimée avec le traitement à 100 nM, alors que les bourgeons du mutant rms4 ne sont pas réprimés de manière significative, ce qui est en accord avec les résultats attendus avec le signal SMS. L'hormone végétale réprimant la ramification chez les plantes supérieures est vraisemblablement une molécule de la famille des strigolactones.
L'application de strigolactone synthétique GR24 directement sur les bourgeons axillaires permet d'inhiber la croissance desdits bourgeons traités chez le mutant rms 1.
B] Expérience N°2
Une seconde expérience est conduite sur des mutants rms1 (lignée
M3T-884 issue du sauvage WT Térèse) afin de comparer sur ces mutants l'effet de la strigolactone synthétique GR24, d'une molécule synthétique ABC issue de GR24, ne présentant pas le quatrième cycle D caractéristique de la strigolactone, et une strigolactone naturelle, la Sorgolactone.
Les plantes utilisées sont obtenues de manière identique aux plantes utilisées pour la première expérience. Une solution contenant la strigolactone synthétique GR24 à 0 nM, 100 nM, et 500 nM (4% PEG 1450, 10% éthanol) est appliquée à l'aide d'une micro-pipette sur les bourgeons au nœud 4 (N4), à raison de 10 μl par bourgeon.
Les bourgeons et/ou ramifications aux deux premiers nœuds N1 et N2 des plantes sont coupés au moment du traitement. On mesure la taille des bourgeons des nœuds supérieurs (nœud N4) 9 jours après le traitement. Les résultats de la croissance du bourgeon sont illustrés par le graphe de la figure 3.
On constate que la GR24 et la sorgolactone ont des effets comparables, la différence observée sur le graphe à 500 nM étant due à un effet statistique du fait du faible nombre de plantes testées (8 ou 9 plantes). Toutes les strigolactones permettent d'inhiber de manière significative la croissance des bourgeons traités dès 100 nM. La molécule ABC parait être beaucoup moins efficace que la GR24 et la sorgolactone.
C] Expérience N°3
On a cherché à démontrer l'effet des strigolactones sur les plantes de pois sauvages. Pour cela, une troisième expérience est conduite sur des plantes du sauvage WT Térèse. Les plantes utilisées sont obtenues de manière identique aux plantes utilisées pour la première expérience.
Le traitement est réalisé 10 jours après le semis (stade 4 à 5 feuilles).
Une solution contenant la strigolactone synthétique GR24 à 0 nM et 500 nM (4% PEG, 10% éthanol) est appliquée à l'aide d'une micro-pipette sur les bourgeons au nœud 2 (N2), à raison de 10 μl par bourgeon.
Les bourgeons et/ou ramifications au premier nœud N1 des plantes sont coupés au moment du traitement.
On mesure la taille des bourgeons au noeud N2, 8 jours après le traitement, les résultats étant repris dans le graphe de la figure 4.
On constate que la strigolactone synthétique GR24 agit également sur la croissance des bourgeons traités par application locale chez le pois sauvage.
Exemple 2 : Test chez des mutants d'hyper ramification de pois avec application locale de strigolactones à différents stades de développement des bourgeons On a voulu étudier l'effet des strigolactones sur le démarrage des bourgeons axillaires en fonction de la taille et/ou du stade de développement du bourgeon au moment du traitement.
A] Expérience N°1
Une première expérience est conduite sur des mutants rms1 (lignée
WL5237 issue du sauvage WT Parvus) afin de comparer l'effet des strigolactones synthétiques GR24 en fonction de la taille des bourgeons traitées au moment du traitement. Dans cette expérience, on utilise 20 graines par traitement, qui sont semées en pots (2 plantes par pot de 15 cm de diamètre) dans un terreau mélangé à du sable. Le semis est réalisé en serre en lumière naturelle avec extension de la photopériode de 18h lumière/6h nuit avec des ampoules à incandescence (60W). Le premier jour de traitement, une solution contenant la strigolactone synthétique GR24 à 0 nM et 1000 nM (4% PEG 1450, 10% éthanol) est appliquée à l'aide d'une micro-pipette sur les bourgeons au nœud 3 (N3), à raison de 10 μl par bourgeon.
Le deuxième jour du traitement, une solution contenant la strigolactone synthétique GR24 à 0 nM et 1000 nM (4% PEG 1450, 50% éthanol) est appliquée à l'aide d'une micro-pipette sur les mêmes bourgeons, à raison de 10 μl par bourgeon.
Les bourgeons et/ou ramifications aux deux premiers nœuds N1 et N2 des plantes sont coupés au moment du traitement. Le premier traitement est réalisé sur des plantes ayant respectivement
9, 10, 11 , 12 et 13 jours (les semis ont été échelonnés sur 5 jours).
On mesure la taille des bourgeons au nœud N3 le jour du premier traitement (JO) et 3 et 7 jours après. Les résultats obtenus sont illustrés par les graphes de la figure 5A. On constate que tous les bourgeons, qui sont pourtant d'âges différents et ont une taille comprise entre 0.2 et 1 mm le premier jour du traitement, sont tous sensibles au traitement par application directe de GR24.
B] Expérience N°2 Une seconde expérience est réalisée sur des mutants rms1 (lignée M3T-884 issue du WT Térèse) afin de comparer l'effet des strigolactones synthétiques GR24 en fonction de la taille des bourgeons au moment du traitement. Les plantes utilisées sont obtenues de manière identique aux plantes utilisées pour les expériences précédentes.
Les plantes sont traitées par application d'une solution (4% PEG
1450, 10% éthanol) contenant de la sorgolactone ou de la strigolactone synthétique GR24 à 0 nM et 500 nM. La solution est appliquée à l'aide d'une micro-pipette sur les bourgeons au nœud 3 (N3), à raison de 10 μl par bourgeon.
Les bourgeons et/ou ramifications aux deux premiers nœuds N1 et N2 des plantes sont coupés au moment du traitement.
La taille des bourgeons traités est mesurée 9 jours après le traitement. Le graphe de la figure 5B montre l'influence de la taille du bourgeon au moment du traitement (JO) sur l'effet qu'a finalement la strigolactone sur le bourgeon traité.
On constate qu'il existe un seuil dans la taille des bourgeons au-delà duquel ils ne sont plus sensibles au traitement par application de strigolactones. Ainsi, dans l'expérience conduite ici sur le pois et sur ce génotype, l'effet des strigolactones est quasiment nul sur des bourgeons traités faisant plus de 4 à 5 mm au moment du traitement.
Exemple 3 : Test chez des mutants d'hyper ramification de pois avec injection de strigolactones dans la tige pour démontrer l'action à longue distance et l'effet dose-réponse des strigolactones
On a voulu ici montré l'effet de l'injection de strigolactones à différentes concentrations dans les tiges des plantes, au niveau des nœuds situés au-dessus de la zone de piquage.
Pour cela, une expérience est conduite sur des mutants rms1 (lignée M3T-988 issue du WT Térèse) obtenus de manière identique aux mutants utilisés dans les expériences précédentes. Les plantes sont traitées par injection de la solution dans la tige au- dessus du nœud N3. Plus précisément, un fil de coton est piqué dans la tige des pantes à l'aide d'une aiguille et trempe dans la solution à tester. Les solutions de GR24 utilisées (à 0 nM, 1 nM, 10 nM, 100 nM et 500 nM) ont été préparées en diluant dans l'eau les solutions de GR24 conservées dans l'acétone à différentes concentrations de manière à avoir le même volume d'acétone (10 μL d'acétone dans 20 mL d'eau).
Les bourgeons et/ou ramifications aux deux premiers nœuds N1 et N2 des plantes sont coupés au moment du traitement. Les plantes « non-traitées » correspondent aux plantes contrôles, dont les ramifications N1 et N2 ont été coupées, mais qui ne sont pas piquées.
On mesure la taille des bourgeons au nœud situé à une certaine distance au-dessus de la zone d'injection (N5) 8 jours après le traitement.
Le graphe de la figure 6 montre la taille du bourgeon au nœud N5, 8 jours après traitement, en fonction du traitement.
On constate que l'injection de GR24 au-dessus du N3 permet de réprimer la croissance du bourgeon situé à une certaine distance de la zone d'injection (N5) dès 10 nM.
La strigolactone peut donc agir à distance sur la croissance des bourgeons axillaires, en étant vraisemblablement transportée dans la sève du xylème.
Exemple 4 : Test chez des mutants d'hyper ramification de pois traités avant ou après décapitation
A] Expérience 1 : Décapitation après traitement
Une première expérience est réalisée parallèlement sur des pois sauvages (lignée WT Parvus) et mutants rms1 (lignée WL5237 issue de WT Parvus). Dans cette expérience, on utilise 18 graines par traitement, qui sont semées en pots (2 plantes par pot de 15 cm de diamètre) dans un terreau mélangé à du sable. Le semis est réalisé en serre en lumière naturelle avec extension de la photopériode de 18h lumière/6h nuit avec des ampoules à incandescence (60W). Lors d'une première étape, les plantes sont traitées par deux applications successives à 24 heurs d'intervalle d'une solution (2% PEG
3550, 50% éthanol) contenant de la strigolactone synthétique GR24 à 0 nM ou 1000 nM. La solution est appliquée à l'aide d'une micro-pipette sur les bourgeons au nœud 3 (N3), à raison de 10 μl par bourgeon.
Les bourgeons et/ou ramifications aux deux premiers nœuds N1 et N2 des plantes sont coupés au moment du traitement.
La taille des bourgeons traités est mesurée 7 jours après le traitement. Le graphe de la figure 7 A reprend les résultats obtenus sur les bourgeons au N3.
Lors d'une seconde étape, la moitié des plantes mutantes rms1 traitées sont décapitées au dessus du nœud 3, 9 jours après le traitement, l'autre moitié étant laissée intacte. Les bourgeons et/ou ramifications au nœud 3 des plantes traitées à 0 nM (qui n'ont donc pas été réprimés) sont coupés.
La taille des bourgeons est mesurée 7 jours après la décapitation. Le graphe de la figure 7B reprend les résultats obtenus sur les bourgeons au N3.
On constate que les bourgeons inhibés par la GR24 chez le mutant rms1 sont capables de repartir lorsqu'on décapite la plante, contrairement aux bourgeons traités des plantes non décapitées.
B] Expérience 2 : Traitement avec décapitation Une seconde expérience est conduite sur des plantes de pois sauvages WT Torsdag obtenus de façon identique à l'expérience précédente (les plantes sont au stade 6 noeuds).
Les bourgeons au nœud N6 des plantes sont traités par quatre applications successives à 24 heures d'intervalle d'une solution (2% PEG 3550, 50% éthanol) contenant de la strigolactone GR24 à 0 nM, 1000 nM ou 1000O nM.
Les bourgeons et/ou ramifications sont coupés aux nœuds N1 à N5 au moment du traitement, tandis que chaque plante est décapitée au-dessus du nœud 6 juste avant la première application de la solution GR24.
Les bourgeons N6 sont mesurés 7 jours après la première application, les résultats étant montrés à la figure 7C. On constate que la strigolactone, au moins à de fortes concentrations, permet de réprimer le démarrage des bourgeons axillaires qui avait pourtant été induit et favorisé par une décapitation.
Exemple 5 : Test chez des mutants d'hyper ramification de pois avec application locale de strigolactones sur le bourgeon apical
Une expérience a été menée sur des plantes de pois sauvages WT Parvus, afin d'observer l'effet de la strigolactone sur la tige principale.
Les plantes testées ont été obtenues de manière identique aux plantes des 2 expériences précédentes.
Le traitement est réalisé 25 jours après le semis (environ 7 nœuds sont développés). On applique sur le bourgeon apical de chaque plante 2 μl d'une solution 0,1 % silwet à une concentration en GR24 de 0 nM ou 10000 nM. En guise de contrôle, on traite en parallèle des plantes par application sur le bourgeon apical de 1 μg de GA3 (1 ,44 m M) dans 0,1 % silwet pour vérifier que ce traitement utilisant le silwet permet la pénétration des hormones dans les tissus de la plante.
On mesure la taille de la tige principale 14 jours après le traitement, les résultats étant repris à la figure 8.
On ne constate aucun effet des strigolactones sur la croissance de la tige principale, et ce même à forte concentration. Ces résultats rejoignent les résultats de l'expérience réalisée sur des bourgeons d'âges différents, dans laquelle lorsque le traitement est réalisé sur des bourgeons ayant déjà démarrés, le traitement est inefficace.
Ainsi, la strigolactone ne réprime pas la croissance du bourgeon apical et de la tige principale, ni des ramifications ayant déjà démarrées et qui se comportent alors comme une tige à proprement parler.
Cette constatation permet d'envisager l'utilisation des strigolactones pour contrôler la croissance d'arbres, tels que le chêne, le bouleau, le hêtre etc., qui sont cultivés pour leur bois, afin de limiter le nombre de ramifications et d'obtenir des troncs ayant une longueur de tronc pratiquement sans nœud importante. Exemple 6 : Test chez des mutants d'hyper ramification d'Arabidopsis thaliana et chez des plantes sauvages avec application locale de strigolactones
Une expérience similaire à celle pratiquée sur le pois sauvage et mutant dans l'exemple 1 a été réalisée sur Arabidopsis thaliana, afin de démontrer que les strigolactones sont aptes à agir sur différentes espèces de plantes.
Les plantes utilisées ici sont issues de lignées WT Columbia, sauvages, mutants max1 (mutant affecté dans une étape de la voie de biosynthèse du signal SMS en aval des deux « Carotenoid Cleavage
Dioxygenase » et max2 (correspondant au mutant de réponse du pois rms4). Les plantes ont été semées en barquettes et entreposés à 4 °C pendant deux jours avant le transfert à 22 °C en chambre climatisée. Les plantes ont été arrosées (sub-irrigation) avec de l'eau tous les 2 jours avec un apport en éléments nutritifs tous les 10 jours. La longueur du jour est de
18 heures. À 23 jours, juste avant la floraison, un premier traitement GR24 a été réalisé. Le nombre de plantes traitées varie entre 25 et 41.
Au total, les bourgeons des plantes ont été traités par 7 applications tous les 3 jours réparties sur une période de 20 jours : chaque traitement réalisé à l'aide d'une micropipette consiste en l'application de 50 μl d'une solution de GR24 à 0 nM ou 5000 nM dans du Tween20 à 0,1 %. L'application se fait sur les bourgeons à l'aisselle des feuilles de la rosette ou à l'aisselle de bourgeons déjà démarrés.
On compte le nombre de hampes florales sur les plantes lorsqu'elles ont 48 jours, juste avant la sénescence. Les résultats sont repris à la figure 9.
Comme pour le pois, on constate que la strigolactone permet de réprimer les ramifications chez le sauvage d'Arabidopsis ainsi que chez le mutant max1 , mais pas chez le mutant max2.
L'effet de la strigolactone sur les ramifications est donc conservé entre les différentes espèces. Exemple 7 : Test chez des mutants d'hyper ramification de pois et chez des pois sauvages avec application de strigolactones par les racines pour démontrer l'effet positif sur la hauteur de la plante
(longueur des entre-nœuds ; figure 10) et l'effet inhibiteur sur le démarrage des bourgeons (figure 11).
On a voulu ici montrer l'effet de l'application par les racines de strigolactones au niveau des bourgeons et au niveau de la hauteur de la plante. Pour cela, une expérience a été menée en solution hydroponique de façon à amener le GR24 par les racines dans la solution hydroponique.
Dans cette expérience, des graines de pois sauvage (lignée WT Térèse) et des graines de pois mutants (lignée M3T-988 ccd8/rms1 issue du WT Térèse) sont d'abord semées dans du sable. Au bout de 8 jours, les plantes qui en résultent sont mises dans le système hydroponique dans lequel les racines baignent dans la solution nutritive. 4 jours plus tard, on ajoute une solution de GR24 (diastéréo isomère n°1 ) à 1 μM dans les 47 litres de solution nutritive (4,7ml GR24 à 1 OmM). Dans cette expérience, les plantes étaient arrivées au stade 3-4 nœuds. Puis les ramifications cotydélonaires sont retirées. Les ramifications aux nœuds N1 et N2 sont maintenues.
L'observation s'est déroulée 7 jours plus tard après l'ajout de GR24 dans la solution.
La figure 10 représente la longueur des entre-nœuds mesurée au bout des 19 jours après germination sur des plantes sauvages traitées et non traitées d'une part, et sur des plantes mutantes non traitées et traitées d'autre part.
On constate que l'apport de GR24 dans la solution hydroponique n'a d'effet qu'à partir de l'entre-nœud N4-N5. En dessous des entre nœuds N1 - N2, N2-N3 et N3-N4, le GR24 n'a pas agit car ces entre nœuds étaient déjà bien développés avant l'apport en GR24.
La figure 1 1 représente la longueur des ramifications (ramifications 3 et au nœud N4) mesurée au bout des 19 jours sur les plantes sauvages traitées et non traitées d'une part, et sur les plantes mutantes non traitées et traitées d'autre part. Les ramifications aux nœuds N1 et N2 avaient déjà bien démarrées au moment de l'apport de GR24.
On constate que l'apport de GR24 dans la solution hydroponique induit une diminution de la longueur des ramifications. On constate donc que l'apport de strigolactones par les racines (en solution hydroponique) permet d'allonger la taille des entre-nœuds. De plus, on constate que ce même apport de strigolactones par les racines permet d'inhiber le démarrage des bourgeons.
L'application de strigolactones par les racines permettrait donc également de jouer un rôle sur la hauteur de la plante.
BIBLIOGRAPHIE
Beveridge CA (2000) Long-distance signalling and a mutational analysis of branching in pea. Plant Growth Régulation 32 :193-203
- Beveridge CA (2006) : Axillary bud outgrowth: sending a message. Current Opinion in Plant Biology 9:35-40
Beveridge CA, Ross JJ, Murfet IC. (1996) Branching in pea. Action of gènes Rms3 and Rms4. Plant Physiol 1 10 :859-865 - Beveridge CA, Symons GM, Murfet, IC, Ross JJ, Rameau C (1997)
The rms1 mutant of pea has elevated of indole-3-acetic acid levels and reduced root-sap zeatin riboside content but increased branching controlled by graft transmissible signal(s). Plant Physiol 1 15: 1251 -1258.
- Booker J, Auldridge M, WiIIs S, McCarty D, Klee H, Leyser O (2004): MAX3/CCD7 is a carotenoid cleavage dioxygenase required for the synthesis of a novel plant signaling molécule. Curr Biol, 14:1232-1238.
- Booker J, Sieberer T, Wright W, Williamson L, Willett B, Stirnberg P, Turnbull C, Srinivasan M, Goddard P, Leyser O (2005): MAX1 encodes a cytochrome P450 family member that acts downstream of MAX3/4 to produce a carotenoid-derived branch-inhibiting hormone. Dev CeII, 8:443- 449.
- Dharmasiri N, Dharmasiri S, Estelle M (2005) The F-box protein TIR1 is an auxin receptor. Nature 435:441 -445
- Foo E, Bullier E, Goussot M, Foucher F, Rameau C, Beveridge CA (2005) The branching gène RAMOSUS1 médiates interactions among two novel signais and auxin in pea. Plant CeII 17:464-474.
-Foo E, Turnbull CGN, Beveridge CA (2001 ) Long distance signalling and the control of branching in the rms1 mutant of pea. Plant Physiol 126 :203-209 - Guzmân P, Ecker JR. (1990) Exploiting the triple response of
Arabidopsis to identify ethylene-related mutants. Plant CeII. 6:513-23
- Hayashi K, Tan X, Zheng N, Hatate T, Kimura Y, Kepinski S, Nozaki H. (2008) Small-molecule agonists and antagonists of F-box protein- substrate interactions in auxin perception and signaling. Proc Natl Acad Sci U S A 105 :5632-5637 - Johnson X, Brcich T, Dun E, Goussot M, Haurogné K, Beveridge CA and Rameau C (2006) Branching gènes are conserved across species: gènes controlling a novel signal in pea are co-regulated by other long- distance signais. Plant Physiol. 142: 1014-1026 - Leyser HM, Lincoln CA, Timpte C, Lammer D, Turner J, Estelle M.
(1993) Arabidopsis auxin-resistance gène AXR 1 encodes a protein related to ubiquitin-activating enzyme E1. Nature, 364:161 -164
- Matusova R, Rani K, Verstappen FW, Franssen MC, Beale MH, Bouwmeester HJ. (2005) The strigolactone germination stimulants of the plant-parasitic Striga and Orobanche spp. are derived from the carotenoid pathway. Plant Physiol 139 :920-934
- Morris SE, Colin G. N. Turnbull CGN, lan C. Murfet IC, Beveridge CA (2001 ) Mutational Analysis of Branching in Pea. Evidence that Rms1 and Rms5 regulate the same novel signal. Plant Physiology 126:1205-1213. - Sorefan K, Booker J, Haurogné K, Goussot M, Bainbridge K, Foo E,
Chatfield S, Ward S, Beveridge C, Rameau C, Leyser O (2003) MAX4 and RMS1 are orthologous dioxygenase-like gènes that regulate shoot branching in Arabidopsis and Pea. Gènes Dev. 17:1469-1474.
- Stirnberg P, van de Sande K, Leyser HMO (2002): MAX1 and MAX2 control shoot latéral branching in Arabidopsis. Development, 29:1131 -1 141.
- Thines B, Katsir L, Melotto M, Niu Y, Mandaokar A, Liu G, Nomura K, He SY, Howe GA, Browse J. (2007) JAZ repressor proteins are targets of the SCF(COM ) complex during jasmonate signalling. Nature. 448:661 -5
- Ulmasov T, Hagen G, Guilfoyle TJ. (1997) ARF1 , a transcription factor that binds to auxin response éléments. Science 276:1865-1868
- Xie DX, Feys BF, James S, Nieto-Rostro M, Turner JG (1998) COU An Arabidopsis gène required for jasmonate-regulated défense and fertility. Science, 280:1091 -1094

Claims

REVENDICATIONS
1 - Procédé de traitement d'une plante supérieure en vu de contrôler la croissance et l'architecture de la plante, caractérisé en ce qu'on place au contact de la plante une quantité adaptée de strigolactones de manière à inhiber la formation d'au moins une ramification.
2- Procédé de traitement selon la revendication 1 , caractérisé en ce que les strigolactones sont apportées sous la forme d'une solution comportant des strigolactones naturelles et/ou de synthèses lesdites strigolactones de synthèses comportant la GR24 et la molécule ABC.
3- Procédé de traitement selon l'une des revendications 1 à 2, caractérisé en ce qu'on applique une solution comportant des strigolactones sur une portion au moins partielle de la partie aérienne de la plante.
4- Procédé de traitement selon l'une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que les strigolactones sont appliquées sur des bourgeons axillaires de la plante, de manière à contrôler la croissance des bourgeons ainsi traités. 5- Procédé de traitement selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisé en ce qu'une solution comportant des strigolactones est injectée dans une partie aérienne de la plante de manière à contrôler la croissance de la partie de la plante située au-dessus de la zone d'injection.
6 - Procédé de traitement selon l'une des revendications 2 à 5, caractérisé en ce que la concentration en strigolactones dans la composition est au moins égale à 1 nM.
7 - Procédé de traitement selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisé en ce qu'on apporte une solution comportant des strigolactones par au moins une racine de la plante de manière à contrôler la ramification et/ou la hauteur de la plante.
8 - Utilisation de strigolactones pour l'identification de gènes et/ou molécules intervenant dans le contrôle de la croissance des bourgeons axillaires et/ou ramifications chez les plantes supérieures.
9 - Utilisation de strigolactones selon la revendication 8, pour l'identification de récepteurs aux strigolactones. 10 - Utilisation de strigolactones selon la revendication 8, pour l'identification des composantes de la voie de signalisation desdites strigolactones par criblage de mutants résistants auxdites strigolactones.
1 1 - Utilisation de strigolactones selon la revendication 8, pour l'identification d'analogues chimiques desdites strigolactones.
12- Utilisation de strigolactones selon la revendication 8, l'identification d'agonistes et/ou d'antagonistes desdites strigolactones.
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* Cited by examiner, † Cited by third party
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FR2980793B1 (fr) 2011-10-03 2013-10-25 Agronomique Inst Nat Rech Nouveaux analogues de strigolactone et leur utilisation pour le traitement des plantes
GB201121803D0 (en) 2011-12-16 2012-02-01 Syngenta Participations Ag Plant growth regulating compounds
BR112014014916B1 (pt) * 2011-12-19 2018-11-06 Syngenta Participations Ag "derivados estrigolactâmicos, suas utilizações, composiçao reguladora do crescimento de plantas ou promotora da germinaçao de semente e métodos para regular crescimento de plantas, promover germinaçao de sementes, controlar ervas daninhas e melhorar plantas de cultura".
KR102094675B1 (ko) * 2012-05-14 2020-03-31 신젠타 파티서페이션즈 아게 식물 생장 조절 화합물
FR2990945B1 (fr) * 2012-05-23 2014-09-12 Agronomique Inst Nat Rech Nouveaux analogues de strigolactone et leur utilisation pour le traitement des plantes
GB201210397D0 (en) * 2012-06-11 2012-07-25 Syngenta Participations Ag Crop enhancement compositions
GB201210398D0 (en) * 2012-06-11 2012-07-25 Syngenta Participations Ag Crop enhancement
AP2016009221A0 (en) 2013-10-25 2016-05-31 Asilomar Bio Inc Strigolactone formulations and uses thereof
GB201403334D0 (en) 2014-02-26 2014-04-09 Syngenta Participations Ag Plant growth regulating compounds
PL3286171T3 (pl) 2015-04-24 2022-01-10 Sound Agriculture Company Sposoby hydraulicznego wzbogacania upraw
WO2016181399A1 (fr) * 2015-05-14 2016-11-17 The State Of Israel, Ministry Of Agriculture & Rural Development, Agricultural Research Organization (Aro) (Volcani Center) Application d'hormone végétale
US20190289849A1 (en) * 2016-05-19 2019-09-26 Duke University Novel Plant Growth Regulators and Methods of Using Same
CN106518822B (zh) * 2016-10-31 2019-04-12 陕西师范大学 独脚金内酯(±)-gr24及4位取代的(±)-gr24的合成方法
IT201900019739A1 (it) * 2019-10-24 2021-04-24 Strigolab S R L Composizione biostimolante e suo impiego in agricoltura
CN116491328B (zh) * 2023-05-29 2024-06-11 华南农业大学 一种抑制糯米糍荔枝腋芽抽生的方法及应用
CN117568396B (zh) * 2023-11-20 2025-02-18 西南大学 过量表达毛白杨独脚金内酯受体PtoD14基因在提高木材产量中的应用
CN117660484B (zh) * 2023-12-05 2025-05-09 西南大学 敲除毛白杨d53基因在提高木材产量中的应用及其方法
CN120699999B (zh) * 2025-08-27 2025-11-07 海南热带海洋学院 吡唑蒽酮在作为独脚金内酯类似物中的应用

Non-Patent Citations (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
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