EP0303925A1 - High repressible sequence for control of expression - Google Patents
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- EP0303925A1 EP0303925A1 EP88112864A EP88112864A EP0303925A1 EP 0303925 A1 EP0303925 A1 EP 0303925A1 EP 88112864 A EP88112864 A EP 88112864A EP 88112864 A EP88112864 A EP 88112864A EP 0303925 A1 EP0303925 A1 EP 0303925A1
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- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N15/00—Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
- C12N15/09—Recombinant DNA-technology
- C12N15/63—Introduction of foreign genetic material using vectors; Vectors; Use of hosts therefor; Regulation of expression
- C12N15/70—Vectors or expression systems specially adapted for E. coli
Definitions
- the present invention relates to highly efficient and highly repressible expression control sequences, expression vectors which contain these expression control sequences, microorganisms transformed with these expression vectors and methods for their production by means of recombinant DNA technology.
- the present invention further relates to methods for the production of pro- and eukaryotic proteins by means of these highly repressible expression control sequences, expression vectors and transformed microorganisms.
- the production amount of a protein in a host cell is determined by three main factors: the number of copies of its structural gene within the cell, the efficiency with which the structural gene copies are transcribed and the efficiency with which the resulting messenger RNA ("mRNA") is translated.
- the transcription and translation efficiencies are in turn dependent on nucleotide sequences which are normally located in front of the desired structural gene or the coding sequence. This nucleotide define sequences (expression control sequences), inter alia, that point to which the RNA polymerase attaches to initiate transcription (the promoter sequence) (see also The EMBO Journal 5,2995-3000 [1986]) and to which the ribosomes bind and with which mRNA (the transcription product) interact to initiate translation.
- an expression control sequence in addition to improving the transcription and translation efficiency of a cloned gene, should be controllable in order to regulate expression during the To allow growth of the microorganisms.
- suitable expression control sequences are those which can be turned off during the growth of the host cells and which can then be turned on again at a desired time in order to promote the expression of large amounts of the desired protein by means of this expression control sequence.
- the present invention therefore relates to expression control sequences which are characterized by the combination of promoter sequences with low signal strength and high in vivo promoter strength with operator / repressor systems with a high rate of complex formation, in particular those which bring about a repression factor of> 1000.
- the signal strengths of promoters are described by the complex formation rate (K ass ) between promoter and RNA polymerase.
- the signal strengths of the promoter sequences of the expression control sequences according to the invention come K ass values of about 1 ⁇ 106-1.5 ⁇ 108 M ⁇ 1 ⁇ sec ⁇ 1 in question, with a preferred K ass value being about 6 ⁇ 107 M ⁇ 1 ⁇ sec ⁇ 1.
- the K ass values are determined as described in Example 3.
- the in vivo promoter strength is defined by the RNA synthesis rate, which is triggered by a single promoter sequence, and is measured in P bla units.
- the publication by Deuschle et al. (The EMBO Journal 5, 2987-2994 [1986]).
- RNA synthesis rates of 10-100, preferably more than 20 P bla units are possible as high in vivo promoter strengths of the expression control sequences according to the invention.
- K ass The complex formation rate (K ass ) of operator / repressor systems describes the speed at which a repressor binds to the operator.
- K ass values of about 1 ⁇ 108-1 ⁇ 1011M ⁇ 1 ⁇ sec ⁇ 1 come into question, the K ass value of 2 ⁇ 109M ⁇ described for the lac operator / repressor system 1 ⁇ sec ⁇ 1 (Biochemistry 25, 3845-3852 [1986]) is particularly preferred.
- the promoter sequences of the expression control sequences according to the invention are natural promoter sequences, as well as functional variants and combinations of these promoter sequences which have been specifically altered by mutation or synthesis, from gram-negative organisms such as E. coli, from gram-positive organisms such as B.subtilis and B.stearothermophilis , as well as from the corresponding phages.
- Preferred promoter sequences of the expression control sequences according to the invention are those from T-coliphages, the T7A1 promoter (the nucleotide sequence of which is shown in FIG. 8 and which is also referred to below as A1 promoter (P A1 )) being particularly preferred.
- Suitable operators / repressor systems are all systems which can be directly induced by chemical inductors and which, naturally or after corresponding changes (e.g. by mutation), enable a repression factor of> 1000, with these directly inducible systems not having an SOS function (lexA / recA system ) or temperature-inducible systems, such as the P L operator / repressor system.
- Systems which can be regulated directly by chemical induction include, for example, the regulatory units of the lactose, galactose, tryptophan and tetracycline operons and other negatively controllable operons, ie operons regulated by operator / repressor action.
- the expression control sequences according to the invention can be produced by known methods of recombinant DNA technology described in the literature. The textbook by Maniatis et al. ("Molecular Cloning" Cold Spring Harbor Laboratory, 1982).
- the promoter sequences with low signal strength and high in vivo promoter strength can be combined with one or more operator / repressor system (s) to form an expression control sequence according to the invention.
- this can be located inside or outside the promoter sequence with low signal strength and high in vivo promoter strength.
- the operator / repressor system can be integrated into the promoter sequence, partially replace it or be preceded or readjusted at different intervals.
- An operator / repressor system is preferably integrated into the promoter sequence, a particularly preferred integration point being the spacer region between positions -12 and -29 (nomenclature as in FIG. 8).
- both can be located inside or outside or one inside and the other outside the promoter sequence with low signal strength and high in vivo promoter strength.
- one is integrated in the spacer region and the other upstream in the 5′-direction ("upstream"), so that maximum cooperativity between the two operator sequences of the operator / repressor system is achieved via a repressor bond, as a result of which a repression factor of up to approximately 30,000 can be obtained.
- the preferred expression control sequences of the present invention were obtained via chemical DNA synthesis, wherein functional parts of the lac operator sequence were combined with functional parts of the T7A1 promoter sequence.
- the construction of the preferred expression control sequences A1OPSA1, A10PSA1P21, A10PSA10P29, A1pOPSA1 and OPA1OPSA1 thus obtained is described in detail in Example 2 below.
- the nucleotide sequences of this expression control sequence are shown in FIG. 5 and FIG. 9 and the properties characterizing them are summarized in Table 8.
- lac operator sequences mentioned above are negatively regulated by the lac repressor.
- the corresponding gene can be expressed by known methods, such as for example by integrating the lacI q gene (Miller and Reznikoff, supra; Calos, Nature 274, 762-765 [1978]) into a vector or the chromosome of a bacterium in excess .
- the expression control sequences according to the invention can be incorporated in a manner known per se into any suitable expression vector which can replicate in gram-negative and / or gram-positive bacteria.
- Suitable vectors can be composed of segments of chromosomal, non-chromosomal and synthetic DNA sequences, such as e.g. various known plasmids and phage DNA's.
- plasmids of the pDS family Bujard et al., Methods in Enzymology, ed. Wu and Grossmann, Academic Press, Inc., Vol. 155, 416-433 [1987]).
- the expression control sequences according to the invention can, however, also be incorporated into the chromosome of gram-negative and gram-positive bacterial cells, as a result of which the selection agents necessary when working with vectors, such as e.g. Antibiotics, can be dispensed with.
- Suitable DNA sequences which can be expressed by means of the expression control sequences according to the invention are those which encode pro- or eukaryotic proteins in vivo or in vitro.
- such DNA sequences can encode enzymes, hormones, proteins with immunoregulatory, antiviral or antitumor activity, antibodies, antigens and other useful pro- or eukaryotic proteins.
- the proteins that can be expressed by means of the expression control sequences according to the invention come for example malaria surface antigens, in particular the 5.1 surface antigen, the CS protein and the p190 protein from Plasmodium falciparum, lymphokines, interferons, insulin and insulin precursors, HIV 1 and 2 envelope and structural proteins, growth hormones and growth hormone-releasing factors in question.
- a suitable host organism is determined by various factors known to the person skilled in the art. For example, compatibility with the selected vector, toxicity of the expression product, expression characteristics, necessary biological safety precautions and costs play a role and a balance must be found between all of these factors.
- Suitable host organisms are gram-negative and gram-positive, for example E. coli, Salmonella typhimurium or B. subtilis strains.
- a particularly preferred host organism of the present invention is the E. coli strain M15.
- E.coli strains can also be used, for example E.coli 294 (ATCC No. 31446), E.coli RR1 (ATCC No. 31343) and E.coli W3110 (ATCC No. 27325) can be used.
- B, C, E, H, Ha, K, P, Sa, X and Xb denote interfaces for the restriction endonucleases BamHI, ClaI, EcoRI, HindIII, HpaI, KpnI, PstI, SalI ⁇ XhoI and XbaI, respectively.
- ⁇ represents the region required for replication (repl.); represents coding regions for dihydrofolate reductase (dhfr), chloramphenicol acetyl transferase (cat), lac repressor (lacI), ⁇ -lactamase (bla), ⁇ -galactosidase (lacZ) and neomycin phosphotransferase (neo).
- FIG.1a Schematic representation and nucleotide sequence of the plasmid pDS1, tol+.
- the plasmid is shown schematically in Fig.1a.
- the recognition sites for the restriction endonucleases shown in the schematic representation are overlined, while the regions coding for ⁇ -lactamase (bla) or dihydrofolate reductase (dhfr) are underlined.
- Fig. 2a Schematic representation and nucleotide sequence of the plasmid pDS3.
- the plasmid is shown schematically in Fig. 2a.
- Fig.2b the recognition sites for the restriction endonucleases shown in the schematic representation are overlined, while the regions coding for ⁇ -lactamase (bla) or dihydrofolate reductase (dhfr) are underlined.
- FIG. 3a Schematic representation and nucleotide sequence of the plasmid pML3 / lacOP29.
- the plasmid is shown schematically in Fig.3a.
- Fig. 3b the recognition sites for the restriction endonucleases shown in the schematic representation are overwritten, while those for ⁇ -lactamase (bla), lac repressor (lacI) or ⁇ -galactosidase ( lacZ) coding regions are underlined.
- FIG. 4a Schematic representation and nucleotide sequence of the plasmid pDMI, 1.
- the plasmid is shown schematically in Fig.4a.
- Fig. 4b the recognition sites for the restriction endonucleases shown in the schematic representation are overwritten, while the regions coding for neomycin phosphotransferase (neo) or lac repressor (lacI) are underlined.
- lacOP29 a
- tacOP29 b
- N25OPSN25OP29 c
- A1OPSA1 d
- A1OPSCONA1 e
- A1pOPSA1 OPUA1
- OPUA110CON h
- i OPUA110CON
- A10PSA10P29 j
- Nucleotide sequence of the EcoRI fragment with the promoter P N25 The nucleotide at which RNA synthesis starts and the regions at positions -10 and -35 are underlined in the sequence.
- Nucleotide sequences of the XhoI-EcoRI fragments with the expression control sequences N25 * / 0 and N25OPSN25 The nucleotide at which RNA synthesis starts and the regions at positions -10 and -35 are underlined in the sequences, while lac operator sequences are underlined.
- Nucleotide sequence of the XhoI-EcoRI fragment with the promoter P A1 The sequence underlines the nucleotide at which RNA synthesis starts (position +1) and the regions around positions -10 and -35.
- RNAP and promoter P N25 Time-dependent course of the complex formation of RNAP and promoter P N25 at a concentration of active RNAP of 0.42nM and a promoter concentration of 0.02nM.
- the plasmids pDS1, t01+ (Fig. 1), pDS3 (Fig. 2), pML3 / lacOP29 (Fig. 3) and pDMI, 1 (Fig. 4) were used to prepare and characterize the properties of the expression control sequences.
- E. coli cells transformed with these plasmids were found at the German Collection of Microorganisms (DSM) in Göttingen on December 11, 1984 [E. coli M15 (pDS1, t01+), DSM no. 3135], or on October 3, 1985 [E. coli M15 (pDS5 / RBSII, 3A + 5A; pDMI, 1), DSM no. 3517], or on August 5, 1987 [E. coli M15 (pDS3), DSM no. 4198; E. coli M15 (pML3 / lacOP29), DSM no. 4199], deposited under the Budapest Treaty.
- pDS1, t01+ (Fig. 1) that lies between the interfaces for the restriction endonucleases XbaI and EcoRI and contains the replication region and the gene for ⁇ -lactamase, which confers ampicillin resistance on the cells, comes from the plasmid pBR322 (Bolivar et al., Gene 2, 95-113 [1977]; Sutcliffe, Cold Spring Harlor Symp. Quant. Biol. 43, 77-90 [1979]).
- the remaining part of the plasmid carries interfaces for the restriction endonucleases XhoI, EcoRI and BamHI followed by the gene of the dihydrofolate reductase of the mouse cell line AT-3000 (Chang et al., Nature 275, 617-624 [1978]; Masters et al., Gene 21, 59-63 [ 1983]), the terminator t0 of the E. coli phage Lambda (Schwarz et al., Nature 272, 410-414 [1978]) and the promoter-free gene of chloramphenicol acetyltransferase (Marcoli et al., FEBS Letters, 110, 11 -14 [1980]).
- the plasmid pDS3 differs from the plasmid pDS1, t01+ on the one hand in a region which, in addition to interfaces for various restriction endonucleases, the terminator T1 of the E. coli rrnB operon (Brosius et al., J. Mol. Biol. 148, 107-127 [1981]), and on the other hand due to the lack of the cleavage site for the restriction endonuclease EcoRI in the gene for chloramphenicol acetyltransferase.
- pML3 / lacOP29 (FIG. 3) The portion of pML3 / lacOP29 (FIG. 3) that lies between the interfaces for the restriction endonucleases SalI and EcoRI and contains the replication region and the gene for ⁇ -lactamase comes from the plasmid pBR322 (Bolivar et al., Supra; Sutcliffe, supra).
- the remaining part of the plasmid carries in addition to the complete lac I gene (Farabough, Nature 274.765 to 769 [1978]) encoding the lac repressor, the terminator T E of the E. coli phage T7 (Dunn and Studier, J.
- the plasmid pDMI, 1 (Fig. 4) carries the gene of the neomycin phosphotransferase from the transposon Tn5 (Beck et al., Gene 19, 327-336 [1982]), which confers kanamycin resistance to E. coli cells and the lac I gene (Farabough, supra) with the promoter mutation I q (Calos, Nature 274, 762-765 [1978]), which encodes the lac repressor.
- the plasmid pDMI, 1 contains a region of the plasmid pACYC184 (Chang and Cohen, J. Bacteriol. 134, 1141-1156 [1978]), which contains all the information necessary for replication and stable transmission to the daughter cells.
- the plasmid pDMI, 1 is compatible with the plasmids described above and their derivatives.
- the promoter P N25 was integrated as part of an EcoRI fragment (see Fig. 6) into the plasmid pDS1, tRI1+ (Fig. 1) according to methods described in the literature (Maniatis et al., Supra), whereby the plasmid pDS1 / P N25 , t01+ was obtained (Fig. 10). This plasmid was used as a source for obtaining the promoter P N25 in larger quantities.
- the expression control sequence OPA1OPSA1 was produced by integrating a chemically synthesized DNA fragment, which contains a palindromic sequence of the lac operator, into the HpaI site of the plasmid pDS3 / A1OPSA1 (Fig. 11) (Fig. 12).
- the pDS3 derivatives with the corresponding expression control sequences were used both to determine the complex formation rates between promoter and RNAP and to determine the promoter strengths of the individual expression control sequences.
- the plasmid pML3 / lacOP29 (Fig. 3) carries the expression control sequence lacOP29 between the sites for the restriction endonucleases XhoI and EcoRI. According to methods described in the literature (Maniatis et al., Supra), derivatives of this plasmid were produced (FIG. 13), in which lacOP29 was replaced by one of the expression control sequences tacOP29, N25OP29, N25OPSN25OP29, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSOPS1A1, A1p , or OPUA1CON has been replaced.
- the plasmid pML3 / OPA1OPSA1 with the expression control sequence OPA1OPSA1 was prepared as described schematically in FIG. 14.
- the pML3 derivatives obtained with the corresponding expression control sequences were used to determine the in vivo promoter strengths used under repressed conditions.
- the complex formation rate (K ass ) between the E. coli RNA polymerase (RNAP) and the promoter P N25 was determined absolutely.
- the K ass values for the other signals were then determined using relative measurements using the P N25 promoter as an internal standard.
- the K ass for RNAP and promoter P N25 was determined by means of filter binding experiments, with the aid of which the formation of RNAP / promoter complexes can be determined quantitatively as a function of the RNAP concentration and the reaction time. Since both RNAP and promoters are biological material, the evaluation of such experiments requires that the concentration of the active molecules is known for both reactants. For example, for the RNAP it is not the protein concentration that has to be taken into account but the concentration of the active polymerase molecules. The same applies to the promoter P N25 and the single-stranded fd-DNA, which was used as a competitor for non-specific binding and for the termination of the association reactions. Accordingly, following the chapter on the theoretical derivation of the complex formation rates, the preparation and analysis of all reactants is discussed in detail before the actual attempts to determine K ass are described.
- the general reaction scheme applies to a second order bimolecular reaction between RNAP and promoters wherein R the free concentration of RNAP, P the free concentration of the promoters, RP the concentration of the RNAP / promoter complexes, K ace the rate of complex formation, and K diss represents the dissociation constant.
- Equation (3) corresponds to a first-order reaction equation, ie formally the "decay of free promoter fragment into RNAP / promoter complexes" with the rate constant m [1 / sec].
- the concentration of free RNAP can be regarded as constant during the course of the reaction.
- the RNAP must be in a large excess relative to the promoters, whereby it must be taken into account that the RNAP can also bind to non-specific DNA sequences.
- the number of such non-specific binding sites can be kept low by examining promoters on small, isolated DNA fragments will.
- the concentration of the free RNAP can be regarded as constant during the course of the reaction.
- the plasmid pDS1 / P N25 , t o 1+ contains the promoter P N25 on a 254 bp EcoRI fragment (Fig. 6).
- This plasmid was constructed by integrating the EcoRI fragment mentioned into the EcoRI site of the plasmid pDS1, t o 1+ (FIG. 1), which is adjacent to the XhoI site.
- the plasmid pDS1 / P N25 , t o 1+ was first purified (Maniatis et al., Supra) and 0.5 mg of this plasmid were then cut using the restriction endonuclease EcoRI according to the manufacturer's instructions.
- the cut DNA was dissolved in TE buffer (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH 7.6) and, after addition of sample buffer, electrophoresed in 6% polyacrylamide gels (Maniatis et al., supra).
- the fragments carrying the P N25 promoter were then cut out of the gel with a scalpel and electrophoresed on DEAE paper (DE 81, Whatman, England).
- DEAE paper DE 81, Whatman, England
- the paper was air-dried, then the DNA was eluted with a buffer containing 10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA and 1.5 M NaCl, pH 7.6.
- the DNA was precipitated with ethanol, the sediment was washed with 80% ethanol and the DNA was then dissolved in TE buffer.
- the concentration of the DNA solution was additionally determined by comparing this solution with an RNA-free solution of the plasmid pDS1, t o 1+ of known concentration ( ⁇ E measurement).
- 0.09 pmol of the DNA solution containing the promoter fragment was mixed with 0.2, 0.1, 0.5 and 0.025 pmol of the cut pDS1, t o 1+ plasmid DNA and characterized in a 6% PAA gel (Maniatis et al. , supra).
- the pherogram obtained was evaluated densitometrically, a concentration of 0.8 pmol / ⁇ l being obtained for the promoter fragment compared to the cut pDS1, t o 1+ plasmid DNA.
- the isolated EcoRI fragment with the promoter P N25 was not contaminated with substantial amounts of RNA or DNA and was present in a concentration of 0.88 ⁇ 0.08 pmol / ⁇ l.
- concentration of the active polymerase see below, a mixture of the isolated EcoRI fragment with the promoter P N25 and of the corresponding fragment radioactively labeled with 32 P was used as the promoter sample.
- This radioactively labeled DNA was produced as follows: First, the DNA was dephosphorylated using CIP (calf intestinal alkaline phosphatase) (Maniatis et al., Supra) and then using T4 polynucleotide kinase by incorporating 32 P ( ⁇ -32 P ATP, Amersham, 3000 Ci / mmol) labeled (Maniatis et al., Supra). The radioactively labeled EcoRI fragment was then purified with the promoter P N25 by chromatography on Sephadex G75 (Pharmacia, Sweden).
- CIP calf intestinal alkaline phosphatase
- T4 polynucleotide kinase by incorporating 32 P ( ⁇ -32 P ATP, Amersham, 3000 Ci / mmol) labeled (Maniatis et al., Supra).
- the radioactively labeled EcoRI fragment was then purified with the promoter P N25 by chromatography on
- Single-stranded M13mp8 DNA was used both as a competitor for the non-specific binding of RNAP to DNA and for the termination of association reactions.
- the preparation and characterization of this DNA is described below.
- E.coli JM 101 cells Maniatis et al., Supra; GIBCO-BRL, Basel
- M13mp8 RFI-DNA 0.01 pmol M13mp8 RFI-DNA (Pharmacia, Sweden) according to that described by Morrison Method [Methods of Enzymology 68, 326-331 (1979)].
- the cells were then plated on indicator plates containing isopropylthiogalactoside (IPTG) and X-gel (5-bromo-4-chloro-3-indolyl- ⁇ -D-galactoside).
- the single-stranded M13 mp8 DNA thus released was precipitated with ethanol and dissolved in 1 ml of TE buffer.
- RNAP concentration of active E. coli RNA polymerase in RNAP solutions
- concentration of the RNAP / promoter complexes formed was determined with the aid of filter binding experiments.
- concentration of the bound E. coli RNA polymerase was then calculated from this fraction, taking into account the amount of promoter fragments used.
- concentration of bindable RNAP molecules determined in this way was equated with the concentration of the free, active RNAP.
- a nitrocellulose filter (nitrocellulose filter BA, 0.45 ⁇ m; Sartorius, Göttingen) was cut into small square pieces (4 x 4 mm) and soaked in BP containing 40 mM KCl.
- Such a piece was then transferred to a likewise soaked glass fiber filter (GF / A, Whatman), which is on a There was a glass frit. This glass frit was again in a 37 ° C water bath and was connected to a water jet pump. The reaction batches (see above) were filtered at a filtration rate of 1 ml / minute. The filter was then rinsed with 1 ml BP containing 40 mM KCl (preheated to 37 ° C).
- the nitrocellulose filter was crushed with a pipette tip (Eppendorf) in an Eppendorf tube and, after adding 20 ⁇ l elution buffer (EP) (10 mM Tris / HCl, 1 mM EDTA, 0.1% SDS, pH 8), squeezed out with a pipette tip .
- EP elution buffer
- the elution batch was placed on ice for 30 minutes and then centrifuged for 5 minutes (Eppendorf benchtop centrifuge, 12000 rpm). The elution solution was then removed and transferred to another Eppendorf tube. 50 ⁇ l of TE buffer were added to the filter and the mixture was shaken for 3 minutes (Eppendorf shaker).
- the rinsing solution was then lifted off and combined with the elution solution. After a total of three elution and rinsing steps, about 95% of the bound DNA was eluted (control by counting the residual activity bound to the filter; Cerenkow). After removing any existing filter fragments by centrifugation (see above), the radioactivity of the eluate (210 ⁇ l) was measured.
- the concentration of active polymerase in an RNAP solution is described below. If there is an excess of active polymerase compared to the promoter fragment, the count values form a plateau, the plateau value corresponding to an amount of 0.12 pmoles of promoter fragment (same fragment concentration as used in the experiments). From the count values obtained in the deficit of polymerase compared to the promoter fragment, the concentration of active polymerase can now be determined for each RNAP dilution, taking into account the dilution factor, using the ratio of the deficit RNAP count / excess RNAP count.
- RNAP / P N25 complexes were incubated by incubating 0.06 pmoles of promoter fragment (see Section B, 2 .; specific activity: 2.4 ⁇ 106 cpm / pmole) with 1.2 pmoles of active polymerase in BP containing 120 mM KCl for 5 minutes at 37 ° C. educated.
- the kinetic measurements for determining K ass for RNAP and the promoter P N25 were carried out under "pseudo first order" conditions, ie with a high RNAP excess.
- the test conditions and reaction times are chosen so that the back reaction, ie the chance of RNAP / promoter complexes formed, can be neglected (test duration maximum 7 minutes with a half-life of the complexes of approximately 180 minutes; see Section B, 5.).
- the binding reactions were all carried out according to a uniform scheme, with three independent test series, both the reaction volumes and the concentration of the reactants were varied.
- the P N25 promoter fragments were preincubated in buffer before the RNAP solution, likewise preincubated in buffer, the concentration of active polymerase of which was determined in experiments carried out in parallel as described in Section B, 4., was added and the reaction was started by mixing the mixture has been. After the selected reaction times (1-120 seconds) the reaction was stopped by adding single-stranded M13mp8 DNA (see Section B, 3.). The RNAP / promoter complexes formed were then quantified using filter binding experiments (see Section B, 4.). Three attempts to determine the complex formation rates K ass are described below.
- RNAP was gradually diluted at 0 ° C (1:10 to 1:20 in each case) in BP containing 120 mM KCl. Then 100 ⁇ l of a 1: 5000 dilution were preincubated for 2 minutes at 37 ° C (the concentration of active polymerase was 0.42 nM; see Section B, 4.). The solutions with the P N25 promoter fragment and the RNAP were combined and the association reaction started by mixing the mixture.
- the count values obtained from all twelve partial experiments were plotted against the reaction time in Figure 15, the dashed line representing the maximum filter-bindable radioactivity.
- 50 ul P N25 promoter fragment with 100 ul BP containing 120 mM KCl and 1 pmol of active polymerase were incubated at 37 ° C for 3 minutes. The reaction was then stopped and the mixture was worked up as described.
- the maximum bindable radioactivity (A0) corresponds to the amount of promoter fragments used (or 100% RNAP / P N25 complexes).
- the difference between A0 and the radioactivity (X) bound at time t is a relative measure of the free promoter fragment.
- the expression (A0-X) / A0 then indicates the proportion of free promoter fragment at time t.
- Promoter fragment P N25 0.02 nM active RNAP: 0.32 nM Response times: 2, 4, 8, 10, 15, 20 and 60 seconds
- Promoter fragment P N25 0.02 nM active RNAP: 0.15 nM Response times: 2, 4, 8, 10, 15, 20 and 60 seconds
- This value can be associated with an error of approximately 15%, since the measurement errors in the concentration determination of promoter fragments and selective RNAP as well as in the filter binding tests are of the order of magnitude of 10%.
- RNAP and the expression control sequences tacOP29, N25 * / 0, N25OP29, N25OpSN25Op29, A1, A1OPSA1, A1OPSCONA1, A1pOPSA1 and OPA1OPSA1 were determined via relative measurements with the promoters P N25 and P A1 as internal standards. The following considerations were used:
- - ln [(A0-x) / A0] - K ass, a / K ass, b x ln [(B0-y) / B0] respectively.
- K ass, b K ass, a x -ln [(B0-y) / B0] / - ln [(A0-x) / A0] (6) with A0 and B0 as the total amount of the promoters a and b bound in the RNAP excess, and with x and y as the amount of complexes formed from RNAP and promoter a in the RNAP deficit, or from RNAP and promoter b.
- Radioactive-labeled DNA fragments (see section B.2) with the corresponding expression control sequences (see example 2) were mixed in parallel in a volume of 30 ⁇ l with different amounts of RNAP for 2 min at 37 ° C. in binding buffer (see section B. 6) incubated.
- the amount of bound promoter (X for P N25 , Y for the promoter to be measured) was first determined for each promoter. To the individual tracks in the autoradiograms, which each corresponded to a test with a certain amount of RNAP, were measured densitometrically (densitometer Elscript 400, from Hirschmann, Unterhachingen, FRG). The mean values for the total amounts of bindable promoters (A0 for P N25 , B0 for the promoter to be measured) result from traces whose ratio of RNAP to promoter was greater than / equal to 1.
- Figure 19 shows the values listed in Table 1 graphically.
- the value m 0.5 was obtained for the slope of the straight line.
- the complex formation rates of the expression control sequences A1OPSA1, A1OPSCONA1, A1pOPSA1 and OPA1OPSA1 were determined with the promoter P A1 as an internal standard as described in section C.2. The determination of the complex formation rate for the element A1OPSA1 is described below as an example.
- Table 2 shows the RNAP / promoter ratios, the densitometric values obtained and the values calculated for the four parallel experiments with different amounts of RNAP: Table 2 RNAP / promoter densitometric value -ln [(A0-x) / A0] -ln [(B0-y) / B0] P A1 A1OPSA1 3rd 61856 (A0) 69018 (B0) 0.00 0.00 0.00 0.5 41477 (x1) 24983 (y1) 1.11 0.45 0.2 22484 (x2) 9054 (y2) 0.45 0.14 0.1 11303 (x3) 5517 (y3) 0.20 0.08
- Figure 20 shows the values listed in Table 2 graphically.
- the value m 0.4 was obtained for the slope of the straight line.
- A1pOPSA1: K ass 0.6x108M ⁇ 1xsec ⁇ 1
- the in vivo promoter strengths of the expression control sequences were determined relative to the promoter for the ⁇ -lactamase gene (P bla ) as an internal standard according to the method described by Deuschle et al. (supra) described method determined. To do this pDS3 derivatives with the appropriate expression control sequences were transformed into E. coli M15 cells which contained the plasmid pDMI, 1.
- RNA synthesized in the presence of IPTG in the presence of IPTG (inductor) for a certain period of time were then isolated from cultures of these transformants and then hybridized in separate batches to the following excess single-stranded DNA samples: 1) M13mp9dhfr-DNA, 2) M13mp9bla -DNA and 3) M13mp9-DNA as control.
- IPTG inode
- the batches were filtered through nitrocellulose filters. Since RNA / DNA hybrids are retained on nitrocellulose, the filter-bound radioactivity is a measure of the amount of RNA present in the individual batches, which is complementary to the DNA samples used.
- the ratio of radioactivity bound by single-stranded M13mp9dhfr-DNA (the corresponding RNA was synthesized under the control of the expression control sequence to be measured) to radioactivity bound by single-stranded M13mp9bla-DNA (this RNA was synthesized under control of P bla ). After a necessary correction, this ratio indicates the promoter strength of the measured expression control sequence in P bla units.
- the BamHI-HindIII fragment of the plasmid pDS1, t o 1+, containing the dhfr gene in DNA of the phage M13mp9 was prepared by known methods (Maniatis et al., Supra ) integrated.
- the phage M13mp9bla was produced in an analogous manner, the EcoRI-PstI Fragment from the plasmid pDS1, t o 1+ with parts of the bla gene in DNA of phage M13mp9 (cut with EcoRI and PstI) was integrated.
- M13mp9-DNA, M13mp9dhfr-DNA and M13mp9bla-DNA were prepared in an analogous manner as described in Example 3 B.3 for the production of single-stranded M13mp8-DNA.
- E. coli M15 cells containing the plasmid pDMI, 1, and a pDS3 derivative with one of the various expression control sequences (see Example 2), were stored in 20% glycerol at -20 ° C. 10 ml of LB medium containing 100 ⁇ g / ml ampicillin and 25 ⁇ g / ml kanamycin were inoculated with an above-mentioned stock culture and grown overnight at 37 ° C. in a shaking incubator (180 rpm).
- 0.1 ml of this overnight culture was prewarmed in 25 ml of M9 minimal medium (JH Miller, supra), containing 5% casein hydrolyzate, 0.1% bactotrypton, 0.05% yeast extract, 0.05% NaCl, 0.5% glycerol, lmM IPTG, 100 ⁇ g / ml ampicillin in 25 ml preheated to 37 ° C and 25 ⁇ g / ml kanamycin, diluted.
- 0.5mCi 5,6-3 H-uridine (40-60mCi / mmol, 1mCi / ml aqueous solution; Amersham, Braunschweig, FRG) was added to 10 ml of this culture. After 45 seconds, the culture was quickly cooled to 0 ° C. using liquid nitrogen before the cells were centrifuged off and then resuspended in TES buffer (20 mM Tris-HCl, pH 8.0, 10 mM EDTA, 100 mM NaCl, 1% SDS) were commuted. After incubation for 3 minutes at 95 ° C., the resulting mixture of lysed cells was analyzed according to the method described by Glisin et al.
- RNA in the lower part of the tube was dissolved with 2 x 80 ⁇ l TE buffer containing 0.2% SDS and then precipitated with ethanol in the presence of 3M sodium acetate. The precipitate was washed with 80% ethanol, dried in vacuo and then dissolved in hybridization buffer (see below).
- 200-300 ⁇ g RNA with a specific activity of 1-3 x 105 cpm (Cerenkow) / ⁇ g RNA were obtained from 10 ml culture.
- the hybridization batches were diluted ten times with 2 x SSC buffer and filtered through nitrocellulose filters (0.45 ⁇ m BA85 filter, minifold system, Schleicher and Schull, FRG).
- the capacity of the filters used for single-stranded M13mp9 DNA was approximately 6 pmoles / cm2.
- the filters were washed with 2 ml of 2 x SSC buffer, for 30 Baked in vacuo at 80 ° C for minutes and then incubated for 1 hour at 42 ° C in 100 ml of 2 x SSC buffer containing 50 ⁇ g / ml RNase A.
- the filters were then washed three times with 100 ml of 2 ⁇ SSC buffer for 10 minutes at 42 ° C.
- the expression control sequence A1OPSA1 for example, the following values were obtained when determining the synthesized RNA: Measurement no. M13mp9 DNA Single-stranded M13mp9dhrf DNA M13mp9bla DNA 1 38 33 581 839 2nd 22 36 099 831
- the repression factors i.e. the ratio of the in vivo promoter strengths under induced and repressed conditions for the individual expression control sequences were determined as follows:
- the expression control sequences tacOP29, N25 * / 0, N25OP29, OPUA1 and OPUA1CON initiate sufficient amounts of RNA in vivo under repressed conditions (excess repressor, no inducer) so that these could be determined directly.
- the repression factors were then calculated using the values for the in vivo promoter strength (induced) determined in Example 4.
- the in vivo promoter strength was determined indirectly under repressed conditions.
- the amount of ⁇ -galactosidase that was produced in a suitable system under repressed conditions was first determined for the individual elements by means of an enzymatic test. The so The values obtained were then converted into P bla units using a correction factor. The repression factors were then calculated using the values determined in Example 4.
- the pML3 derivatives with the expression control sequences lacOP29, tacOP29, N25OP29, N25OPSN25OP29, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSCONA1, A1pOPSA1, OPA1OPSA1, OPUA1 and OPUA1Ci were first described in the methods described in E coli M15 cells transformed. The resulting transformed E. coli M15 cells with the corresponding plasmids were then grown to the logarithmic phase and the amount of ⁇ -galactosidase was determined according to the instructions of J.H. Miller ("Experiments in Molecular Genetics", Cold Spring Harbor, New York, 1972). Such a determination is described below using the example of the expression control sequence N25OP29.
- This sample was treated with a control (1 ml Z buffer) as follows: Addition of 60 ⁇ l chloroform and 30 ⁇ l 0.1% SDS (cell disruption); Mix the sample for 10 seconds using vortex; Incubate the sample for 5 minutes at 28 ° C; Addition of 200 ul ONPG (JH Miller, supra); Mixing the sample by vortex; Incubate the sample at 28 ° C until yellowing became visible; Addition of 250 ⁇ l 2M Na2CO3 (the time between the addition of ONPG and Na2CO3 was 1.5 minutes); Mixing the sample by vortex; Centrifugation of the cell debris (Eppendorf table centrifuge, 13000 rpm, 5 minutes); and Determination of the absorbance at 420 nm against the control.
- a control (1 ml Z buffer) as follows: Addition of 60 ⁇ l chloroform and 30 ⁇ l 0.1% SDS (cell disruption); Mix the sample for 10 seconds using vortex; Incubate the sample for 5 minutes at 28 ° C; Addition of
- ⁇ E420 the E420 measured value of the reaction mixture against the control (0.737)
- OD600 the cell density of the culture sample used (0.607)
- t the reaction time (1.5 minutes)
- V the volume of the culture used (0.1 ml)
- 8094 ⁇ -galactosidase units were calculated. Averaged over 8 experiments, 8160 ⁇ 450 ⁇ -galactosidase units were obtained.
- Table 5 summarizes the values obtained for all measured expression control sequences, with at least 4 measurements being carried out for each expression control sequence.
- Table 5 Expression control sequence ⁇ -galactosidase units lacOP29 30 ⁇ 5 tacOP29 1510 ⁇ 170 N25OP29 8160 ⁇ 450 N25OPSN25OP29 99 ⁇ 6
- OPA1OPSA1 56 ⁇ 1 OPUA1 13700 ⁇ 3000 OPUA1CON 8500 ⁇ 2000
- the in vitro promoter strengths could be determined both directly (P bla units, Table 4) and indirectly ( ⁇ -galactosidase units, Table 5) under repressed conditions.
- the values obtained are plotted against each other in Fig. 21.
- the slope of the regression line is a measure for the conversion of the ⁇ -galactosidase units into P bla units. A value of 5000 ⁇ -galactosidase units / P bla unit was determined.
Abstract
Description
Die vorliegende Erfindung betrifft hocheffiziente und hochreprimierbare Expressionskontrollsequenzen, Expressionsvektoren, die diese Expressionskontrollsequenzen enthalten, mit diesen Expressionsvektoren transformierte Mikroorganismen sowie Verfahren zu deren Herstellung mittels rekombinanter DNA Technologie. Die vorliegende Erfindung betrifft ferner Verfahren zur Herstellung von pro- und eukaryoten Proteinen mittels diesen hochreprimierbaren Expressionskontrollsequenzen, Expressionsvektoren und transformierten Mikroorganismen.The present invention relates to highly efficient and highly repressible expression control sequences, expression vectors which contain these expression control sequences, microorganisms transformed with these expression vectors and methods for their production by means of recombinant DNA technology. The present invention further relates to methods for the production of pro- and eukaryotic proteins by means of these highly repressible expression control sequences, expression vectors and transformed microorganisms.
Die Produktionsmenge eines Proteins in einer Wirtszelle wird durch drei Hauptfaktoren bestimmt: die Kopienzahl seines Strukturgens innerhalb der Zelle, die Effizienz mit der die Strukturgenkopien transkribiert werden sowie die Effizienz mit der die resultierende Boten RNA ("mRNA") translatiert wird. Die Transkriptions- und Translationseffizienzen sind ihrerseits von Nukleotidsequenzen abhängig die normalerweise vor dem gewünschten Strukturgen bzw. der kodierenden Sequenz lokalisiert sind. Diese Nukleotidse quenzen (Expressionskontrollsequenzen) definieren, inter alia, diejenige Stelle an die die RNA Polymerase anheftet um die Transkription zu initiieren (die Promotersequenz) (siehe auch The EMBO Journal 5,2995-3000 [1986]) und an die die Ribosomen binden und mit der mRNA (dem Transkriptionsprodukt) in Wechselwirkung treten um die Translation zu initiieren.The production amount of a protein in a host cell is determined by three main factors: the number of copies of its structural gene within the cell, the efficiency with which the structural gene copies are transcribed and the efficiency with which the resulting messenger RNA ("mRNA") is translated. The transcription and translation efficiencies are in turn dependent on nucleotide sequences which are normally located in front of the desired structural gene or the coding sequence. This nucleotide define sequences (expression control sequences), inter alia, that point to which the RNA polymerase attaches to initiate transcription (the promoter sequence) (see also The EMBO Journal 5,2995-3000 [1986]) and to which the ribosomes bind and with which mRNA (the transcription product) interact to initiate translation.
Nicht alle Expressionskontrollsequenzen sind gleich effizient. Es ist deshalb oft von Vorteil die spezifische kodierende Sequenz für ein gewünschtes Protein von ihren benachbarten Nukeoltidsequenzen zu trennen und sie mit anderen Expressionskontrollsequenzen zu verknüpfen um eine höhere Expressionsrate zu erzielen. Nachdem dies bewerkstelligt ist, kann das neukombinierte DNA Fragment in ein Plasmid, mit hoher Kopienzahl, oder ein Derivat eines Bakteriophagen eingebaut werden, um die Strukturgenkopien innerhalb der Zelle zu erhöhen, wodurch gleichzeitig die Ausbeute an gewünschtem Protein verbessert werden kann.Not all expression control sequences are equally efficient. It is therefore often advantageous to separate the specific coding sequence for a desired protein from its neighboring nucleotide sequences and to link it with other expression control sequences in order to achieve a higher expression rate. After this is done, the recombined DNA fragment can be incorporated into a high copy number plasmid or bacteriophage derivative to increase structural gene copies within the cell, which can simultaneously improve the yield of desired protein.
Da die Ueberproduktion eines normalerweise nicht-toxischen Genprodukts für die Wirtszellen oft schädlich ist und die Stabilität eines speziellen Wirtszell-Vektorsystems erniedrigt, sollte eine Expressionskontrollsequenz, zusätzlich zur Verbesserung der Transkriptions- und Translationseffizienz eines klonierten Gens, kontrollierbar sein um die Regulierung der Expression während des Wachstums der Mikroorganismen zu ermöglichen. Als regulierbare Expressionskontrollsequenzen kommen beispielsweise solche in Frage, die während des Wachstums der Wirtszellen abgedreht werden können, und dann zu einem gewünschten Zeitpunkt wieder angedreht werden können um die Expression von grossen Mengen des gewünschten Proteins mittels dieser Expressionskontrollsequenz zu begünstigen.Since the overproduction of a normally non-toxic gene product is often harmful to the host cells and lowers the stability of a special host cell vector system, an expression control sequence, in addition to improving the transcription and translation efficiency of a cloned gene, should be controllable in order to regulate expression during the To allow growth of the microorganisms. Examples of suitable expression control sequences are those which can be turned off during the growth of the host cells and which can then be turned on again at a desired time in order to promote the expression of large amounts of the desired protein by means of this expression control sequence.
Verschiedene Expressionskontrollsequenzen, die die vorstehend genannten Bedingungen erfüllen, wurden zur Expression von DNA-Sequenzen und Genen, welche für gewünschte Proteine kodieren, verwendet. Derartige Expressionskontrollsequenzen sind beispielsweise bekannt aus Science 198, 1056-1063 (1977) (Jtakura et al.), Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 76, 106-110 (1979) (Goeddel et al.), Nature 283, 171-174 (1980) (Emtage et al), Science 205, 602-607 (1979) (Martial et al.), Gene 5, 59-76 (1979) (Bernard et al.), Gene 25, 167-178 (1983) (Ammann et al.), Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 80, 21-25 (1983) (de Boer et al.), sowie aus den europäischen Patentanmeldungen, Publikations-Nrn. 41767 und 186069.Various expression control sequences that meet the above conditions have been used to express DNA sequences and genes encoding desired proteins. Such expression control sequences are known, for example, from Science 198, 1056-1063 (1977) (Jtakura et al.), Proc. Natl. Acad. Sci. USA 76: 106-110 (1979) (Goeddel et al.), Nature 283, 171-174 (1980) (Emtage et al), Science 205, 602-607 (1979) (Martial et al.), Gene 5, 59-76 (1979) (Bernard et al.), Gene 25, 167-178 (1983) (Ammann et al.), Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 80, 21-25 (1983) (de Boer et al.), As well as from European patent applications, publication no. 41767 and 186069.
Erfindungsgemäss wurde nun gefunden, dass durch die Kombination von Promotersequenzen mit niedriger Signalstärke und hoher in vivo Promoterstärke mit Operator/Repressorsystemen mit hoher Komplexbildungsrate (Kass), hocheffiziente und hochreprimierbare Expressionskontrollsequenzen erhalten werden. Diese Expressionskontrollsequenzen zeichnen sich gegenüber den bekannten vor allem dadurch aus, dass sie mehr als 1000-fach reprimierbar sind und nach Induktion bei idealen Wachstumstemperaturen eine hohe RNA-Syntheserate vermitteln (>10 Pbla-Einheiten).According to the invention, it has now been found that by combining promoter sequences with low signal strength and high in vivo promoter strength with operator / repressor systems with a high complex formation rate (K ass ), highly efficient and highly repressible expression control sequences are obtained. These expression control sequences are distinguished above all from the known ones by the fact that they can be repressed more than 1000 times and, after induction, mediate a high RNA synthesis rate (> 10 P bla units) at ideal growth temperatures.
Die vorliegende Erfindung betrifft daher Expressionskontrollsequenzen, die durch die Kombination von Promotersequenzen mit niedriger Signalstärke und hoher in vivo Promoterstärke mit Operator/Repressorsystemen mit hoher Komplexbildungsrate gekennzeichnet sind, insbesondere solche, welche einen Repressionsfaktor von >1000 bewirken.The present invention therefore relates to expression control sequences which are characterized by the combination of promoter sequences with low signal strength and high in vivo promoter strength with operator / repressor systems with a high rate of complex formation, in particular those which bring about a repression factor of> 1000.
Die Signalstärken von Promotoren werden durch die Komplexbildungsrate (Kass) zwischen Promoter und RNA-Polymerase beschrieben. Als Signalstärken der Promotersequenzen der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen kommen Kass-Werte von etwa 1·10⁶-1.5·10⁸ M⁻¹·sec⁻¹ in Frage, wobei ein bevorzugter Kass-Wert bei etwa 6·10⁷ M⁻¹·sec⁻¹ liegt. Die Kass-Werte werden wie in Beispiel 3 beschrieben bestimmt.The signal strengths of promoters are described by the complex formation rate (K ass ) between promoter and RNA polymerase. The signal strengths of the promoter sequences of the expression control sequences according to the invention come K ass values of about 1 · 10⁶-1.5 · 10⁸ M⁻¹ · sec⁻¹ in question, with a preferred K ass value being about 6 · 10⁷ M⁻¹ · sec⁻¹. The K ass values are determined as described in Example 3.
Die in vivo Promoterstärke ist durch die RNA-Syntheserate, die durch eine einzelne Promotersequenz ausgelöst wird, definiert und wird in Pbla-Einheiten gemessen. Hierzu kann auf die Publikation von Deuschle et al. (The EMBO Journal 5, 2987-2994 [1986]) verwiesen werden. Als hohe in vivo Promoterstärken der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen kommen RNA-Syntheseraten von 10-100, vorzugsweise mehr als 20 Pbla-Einheiten in Frage.The in vivo promoter strength is defined by the RNA synthesis rate, which is triggered by a single promoter sequence, and is measured in P bla units. The publication by Deuschle et al. (The EMBO Journal 5, 2987-2994 [1986]). RNA synthesis rates of 10-100, preferably more than 20 P bla units are possible as high in vivo promoter strengths of the expression control sequences according to the invention.
Die Komplexbildungsrate (Kass) von Operator/Repressorsystemen beschreibt die Geschwindigkeit mit der ein Repressor an den Operator bindet. Für die Operator/Repressorsysteme der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen kommen Kass-Werte von etwa 1·10⁸-1·10¹¹M⁻¹·sec⁻¹ in Frage, wobei der für das lac-Operator/Repressorsystem beschriebene Kass-Wert von 2·10⁹M⁻¹·sec⁻¹ (Biochemistry 25, 3845-3852 [1986]) besonders bevorzugt ist.The complex formation rate (K ass ) of operator / repressor systems describes the speed at which a repressor binds to the operator. For the operator / repressor systems of the expression control sequences according to the invention, K ass values of about 1 · 10⁸-1 · 10¹¹M⁻¹ · sec⁻¹ come into question, the K ass value of 2 · 10⁹M⁻ described for the lac operator /
Als Promotersequenzen der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen kommen natürliche Promotersequenzen, sowie durch Mutation, bzw. Synthese gezielt veränderte funktionelle Varianten und Kombinationen dieser Promotersequenzen aus gram-negativen Organismen wie z.B. E.coli, aus gram-positiven Organismen, wie z.B. B.subtilis und B.stearothermophilis, sowie aus den entsprechenden Phagen in Frage. Bevorzugte Promotersequenzen der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen sind solche aus T-Coliphagen, wobei der T7A1 Promoter (dessen Nukeoltidsequenz in Abb. 8 gezeigt ist und der nachstehend auch als A1 Promoter (PA1) bezeichnet wird) besonders bevorzugt ist.The promoter sequences of the expression control sequences according to the invention are natural promoter sequences, as well as functional variants and combinations of these promoter sequences which have been specifically altered by mutation or synthesis, from gram-negative organisms such as E. coli, from gram-positive organisms such as B.subtilis and B.stearothermophilis , as well as from the corresponding phages. Preferred promoter sequences of the expression control sequences according to the invention are those from T-coliphages, the T7A1 promoter (the nucleotide sequence of which is shown in FIG. 8 and which is also referred to below as A1 promoter (P A1 )) being particularly preferred.
Als Operator/Repressorsysteme kommen alle durch chemische Induktoren direkt induzierbaren Systeme in Frage, die natürlicherweise oder nach entsprechenden Veränderungen (z.B. durch Mutation) einen Repressionsfaktor von >1000 ermöglichen, wobei unter diesen direkt induzierbaren Systemen nicht über SOS-Funktion (lexA/recA-System) oder durch Temperatur induzierbare System, wie z.B. das PL-Operator/Repressorsystem, zu verstehen sind. Zu den durch chemische Induktion direkt regulierbaren Systemen gehören z.B. die Regulationseinheiten des Lactose-, Galaktose-, Tryptophan- und Tetrazyklin-Operons sowie andere negativ kontrollierbare Operons, d.h. über Operator/Repressor-Wirkung regulierte Operons. Hierzu kann auf das Lehrbuch von Miller und Reznikoff ("The operon", Cold Spring Harbor Laboratory, 1980), sowie auf die Publikation von Hillen et al. (J. Mol. Biol. 172, 185-201 [1084]) verwiesen werden. Besonders bevorzugte Operator/Repressorsysteme sind das natürliche lac-Operator/Repressorsystem (Miller und Reznikoff, supra) sowie durch Mutation bzw. Synthese gezielt veränderte Varianten dieser vorstehend genannten Operator/Repressorsysteme, welche einen Repressionsfaktor von >1000 ermöglichen. Der Ausdruck "Repressionsfaktor" beschreibt den Quotienten der in vivo Promotorstärken in An- und Abwesenheit eines Induktors.Suitable operators / repressor systems are all systems which can be directly induced by chemical inductors and which, naturally or after corresponding changes (e.g. by mutation), enable a repression factor of> 1000, with these directly inducible systems not having an SOS function (lexA / recA system ) or temperature-inducible systems, such as the P L operator / repressor system. Systems which can be regulated directly by chemical induction include, for example, the regulatory units of the lactose, galactose, tryptophan and tetracycline operons and other negatively controllable operons, ie operons regulated by operator / repressor action. For this, reference can be made to the textbook by Miller and Reznikoff ("The operon", Cold Spring Harbor Laboratory, 1980), as well as to the publication by Hillen et al. (J. Mol. Biol. 172, 185-201 [1084]). Particularly preferred operator / repressor systems are the natural lac operator / repressor system (Miller and Reznikoff, supra) as well as variants of these operator / repressor systems specifically modified by mutation or synthesis, which enable a repression factor of> 1000. The expression "repression factor" describes the quotient of the in vivo promoter strengths in the presence and absence of an inductor.
Die Herstellung der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen kann nach bekannten, in der Literatur beschriebenen Methoden der rekombinanten DNA Technolgie erfolgen. Hierzu kann auf das Lehrbuch von Maniatis et al. ("Molecular Cloning" Cold Spring Harbor Laboratory, 1982) verwiesen werden.The expression control sequences according to the invention can be produced by known methods of recombinant DNA technology described in the literature. The textbook by Maniatis et al. ("Molecular Cloning" Cold Spring Harbor Laboratory, 1982).
Die Promotersequenzen mit niedriger Signalstärke und hoher in vivo Promoterstärke können mit einem oder mehreren Operator/Repressorsystem(en) zu einer erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenz verbunden werden. Bei der Verwendung eines einzelnen Operator/Repressorsystems kann dieses innerhalb oder ausserhalb der Promotersequenz mit niedriger Signalstärke und hoher in vivo Promoterstärke lokalisiert sein. Folglich kann das Operator/Repressorsystem in die Promotersequenz integriert werden, diese teilweise ersetzen oder dieser in verschiedenen Abständen voran- oder nachgestellt werden. Vorzugsweise wird ein Operator/Repressorsystem in die Promotersequenz integriert, wobei eine besonders bevorzugte Integrationsstelle die Spacer-Region zwischen Position -12 und -29 ist (Nomenklatur wie in Abb. 8). Bei der Verwendung von zwei Operator/Repressorsystemen können beide innerhalb oder ausserhalb oder das eine innerhalb und das andere ausserhalb der Promotersequenz mit niedriger Signalstärke und hoher in vivo Promoterstärke lokalisiert sein. Vorzugsweise wird das eine in der Spacer-Region und das andere stromaufwärts in 5′-Richtung ("upstream") integriert, so dass über eine Repressorbindung eine maximale Kooperativität zwischen den beiden Operatorsequenzen des Operator/Repressorsystems erzielt wird, wodurch ein Repressionsfaktor bis ungefähr 30.000 erhalten werden kann.The promoter sequences with low signal strength and high in vivo promoter strength can be combined with one or more operator / repressor system (s) to form an expression control sequence according to the invention. In the Using a single operator / repressor system, this can be located inside or outside the promoter sequence with low signal strength and high in vivo promoter strength. As a result, the operator / repressor system can be integrated into the promoter sequence, partially replace it or be preceded or readjusted at different intervals. An operator / repressor system is preferably integrated into the promoter sequence, a particularly preferred integration point being the spacer region between positions -12 and -29 (nomenclature as in FIG. 8). When using two operator / repressor systems, both can be located inside or outside or one inside and the other outside the promoter sequence with low signal strength and high in vivo promoter strength. Preferably, one is integrated in the spacer region and the other upstream in the 5′-direction ("upstream"), so that maximum cooperativity between the two operator sequences of the operator / repressor system is achieved via a repressor bond, as a result of which a repression factor of up to approximately 30,000 can be obtained.
Die bevorzugten Expressionskontrollsequenzen der vorliegenden Erfindung wurden über chemische DNA-Synthese erhalten, wobei funktionelle Teile der lac-Operatorsequenz mit funktionellen Teilen der T7A1 Promotersequenz kombiniert wurden. Die Konstruktion der so erhaltenen bevorzugten Expressionskontrollsequenzen A1OPSA1, A10PSA1P21, A10PSA10P29, A1pOPSA1 und OPA1OPSA1 wird im Detail im nachstehenden Beispiel 2 beschrieben. Die Nukleotidsequenzen dieser Expressionskontrollsequenz sind in Abb. 5 bzw. Abb. 9 und die sie charakterisierenden Eigenschaften zusammengefasst in Tabelle 8 gezeigt.The preferred expression control sequences of the present invention were obtained via chemical DNA synthesis, wherein functional parts of the lac operator sequence were combined with functional parts of the T7A1 promoter sequence. The construction of the preferred expression control sequences A1OPSA1, A10PSA1P21, A10PSA10P29, A1pOPSA1 and OPA1OPSA1 thus obtained is described in detail in Example 2 below. The nucleotide sequences of this expression control sequence are shown in FIG. 5 and FIG. 9 and the properties characterizing them are summarized in Table 8.
Die vorstehend genannten lac-Operatorsequenzen werden durch den lac-Repressor negativ reguliert. Um genügende Mengen an Repressormolekülen innerhalb der Zelle zu erhal ten, kann das entsprechende Gen durch bekannte Methoden, wie beispielsweise durch Integration des lacIq-Gens (Miller und Reznikoff, supra; Calos, Nature 274, 762-765 [1978]) in einen Vektor oder das Chromosom eines Bakteriums in Ueberschuss exprimiert werden.The lac operator sequences mentioned above are negatively regulated by the lac repressor. To get enough amounts of repressor molecules inside the cell ten, the corresponding gene can be expressed by known methods, such as for example by integrating the lacI q gene (Miller and Reznikoff, supra; Calos, Nature 274, 762-765 [1978]) into a vector or the chromosome of a bacterium in excess .
Die erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen können in an sich bekannter Weise in jeden geeigneten Expressionsvektor, der in gram-negativen und/oder gram-positiven Bakterien replizieren kann, eingebaut werden. Geeignete Vektoren können aus Segmenten von chromosomalen, nichtchromosomalen und synthetischen DNA-Sequenzen zusammengesetzt sein, wie z.B. verschiedene bekannte Plasmide und Phagen DNA's. Hierzu kann auf das vorstehend genannte Lehrbuch von Maniatis et al. verwiesen werden. Besonders geeignete Vektoren sind Plasmide der pDS-Familie (Bujard et al., Methods in Enzymology, Hrsg. Wu und Grossmann, Academic Press, Inc., Vol. 155, 416-433 [1987]).The expression control sequences according to the invention can be incorporated in a manner known per se into any suitable expression vector which can replicate in gram-negative and / or gram-positive bacteria. Suitable vectors can be composed of segments of chromosomal, non-chromosomal and synthetic DNA sequences, such as e.g. various known plasmids and phage DNA's. For this, reference can be made to the above-mentioned textbook by Maniatis et al. to get expelled. Particularly suitable vectors are plasmids of the pDS family (Bujard et al., Methods in Enzymology, ed. Wu and Grossmann, Academic Press, Inc., Vol. 155, 416-433 [1987]).
Der Einbau der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen kann aber auch in das Chromosom von gram-negativen und gram-positiven Bakterienzellen erfolgen, wodurch auf die beim Arbeiten mit Vektoren notwendigen Selektionsmittel, wie z.B. Antibiotika, verzichtet werden kann.The expression control sequences according to the invention can, however, also be incorporated into the chromosome of gram-negative and gram-positive bacterial cells, as a result of which the selection agents necessary when working with vectors, such as e.g. Antibiotics, can be dispensed with.
Als geeignete DNA-Sequenzen, die mittels der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen exprimiert werden können, kommen solche in Frage, die pro- oder eukaryote Proteine in vivo oder in vitro kodieren. Beispielsweise können solche DNA-Sequenzen Enzyme, Hormone, Proteine mit immunregulatorischer, antiviraler oder antitumor Aktivität, Antikörper, Antigene und andere nützliche pro- oder eukaryote Proteine kodieren.Suitable DNA sequences which can be expressed by means of the expression control sequences according to the invention are those which encode pro- or eukaryotic proteins in vivo or in vitro. For example, such DNA sequences can encode enzymes, hormones, proteins with immunoregulatory, antiviral or antitumor activity, antibodies, antigens and other useful pro- or eukaryotic proteins.
Als Proteine, die mittels der erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen exprimiert werden können, kommen beispielsweise Malaria-Oberflächenantigene, insbesondere das 5.1 Oberflächenantigen, das CS-Protein und das p190-Protein von Plasmodium falciparum, Lymphokine, Interferone, Insulin und Insulin Vorläufer, HIV 1 und 2 Hüll- und Strukturproteine, Wachstumshormone und Wachstumshormon-Releasing Faktoren in Frage.The proteins that can be expressed by means of the expression control sequences according to the invention come for example malaria surface antigens, in particular the 5.1 surface antigen, the CS protein and the p190 protein from Plasmodium falciparum, lymphokines, interferons, insulin and insulin precursors, HIV 1 and 2 envelope and structural proteins, growth hormones and growth hormone-releasing factors in question.
Die Methoden zur Expression von für pro- oder eukaryote Proteine kodierenden DNA-Sequenzen mittels in Expressionsvektoren eingebauten erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen sind an sich bekannt und in dem vorstehend genannten Lehrbuch von Maniatis et al. beschrieben. Sie umfassen die folgenden Massnahmen:
- (a) Transformation eines geeigneten Bakteriums, vorteilhaft E.coli, Salmonella typhimurium oder B.subtilis mit einem Expressionsvektor in welchem die kodierende DNA eines gewünschten pro- oder eukaryoten Proteins mit einer vorstehend genannten Expressionskontrollsequenz operabel verknüpft ist;
- (b) Kultivierung des so erhaltenen Bakteriums unter geeigneten Wachstumsbedingungen; und
- (c) Isolierung und, falls gewünscht, Reinigung des gewünschten Proteins.
- (a) transformation of a suitable bacterium, advantageously E. coli, Salmonella typhimurium or B. subtilis, with an expression vector in which the coding DNA of a desired pro- or eukaryotic protein is operably linked to an expression control sequence mentioned above;
- (b) culturing the bacterium thus obtained under suitable growth conditions; and
- (c) Isolation and, if desired, purification of the desired protein.
Die Expression von für pro- oder eukaryote Proteine kodierenden DNA-Sequenzen mittels in das Chromosom eines Bakteriums, vorteilhaft E.coli, Salmonella typhimurium oder B.subtilis, eingebauten erfindungsgemässen Expressionskontrollsequenzen kann durch die folgenden Verfahrensschritte erfolgen:
- (a) Einbau einer vorstehend genannten Expressionskontrollsequenz, die mit der kodierenden Sequenz eines gewünschten pro- oder eukaryoten Protein operabel verknüpft ist, in das Chromosom eines geeigneten Bakteriums;
- (b) Kultivierung des so erhaltenen Bakteriums unter geeigneten Wachstumsbedingungen; und
- (c) Isolierung und, falls gewünscht, Reinigung des gewünschten Proteins.
- (a) incorporation into the chromosome of a suitable bacterium of an expression control sequence mentioned above, which is operably linked to the coding sequence of a desired pro- or eukaryotic protein;
- (b) culturing the bacterium thus obtained under suitable growth conditions; and
- (c) Isolation and, if desired, purification of the desired protein.
Die Auswahl eines geeigneten Wirtsorganismus wird von verschiedenen dem Fachmann bekannten Faktoren bestimmt. So spielen beispielsweise Kompatibilität mit dem ausgewählten Vektor, Toxizität des Expressionsproduktes, Expressionscharakteristika, notwendige biologische Sicherheitsvorkehrungen und Kosten eine Rolle und es muss ein Mittelweg zwischen allen diesen Faktoren gefunden werden.The selection of a suitable host organism is determined by various factors known to the person skilled in the art. For example, compatibility with the selected vector, toxicity of the expression product, expression characteristics, necessary biological safety precautions and costs play a role and a balance must be found between all of these factors.
Als geeignete Wirtsorganismen kommen gram-negative und gram-positive in Frage, beispielsweise E.coli, Salmonella typhimurium oder B.subtilis Stämme. Ein besonders bevorzugter Wirtsorganismus der vorliegenden Erfindung ist der E.coli Stamm M15. Ausser dem oben genannten E.coli Stamm können aber auch andere allgemein zugängliche E.coli Stämme, beispielsweise E.coli 294 (ATCC Nr. 31446), E.coli RR1 (ATCC Nr. 31343) und E.coli W3110 (ATCC Nr. 27325) verwendet werden.Suitable host organisms are gram-negative and gram-positive, for example E. coli, Salmonella typhimurium or B. subtilis strains. A particularly preferred host organism of the present invention is the E. coli strain M15. In addition to the above-mentioned E.coli strain, other generally available E.coli strains can also be used, for example E.coli 294 (ATCC No. 31446), E.coli RR1 (ATCC No. 31343) and E.coli W3110 (ATCC No. 27325) can be used.
Die folgenden Beispiele tragen zum besseren Verständnis der vorliegenden Erfindung bei. Diese Beispiele können besser verstanden werden wenn sie im Zusammenhang mit den begleitenden Abbildungen und Tabellen gelesen werden. In diesen Abbildungen und Tabellen treten die folgenden Abkürzungen und Symbole auf:
B, C, E, H, Ha, K, P, Sa, X und Xb bezeichnen Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen BamHI, ClaI, EcoRI, HindIII, HpaI, KpnI, PstI, SalI< XhoI bzw. XbaI.The following examples help to better understand the present invention. These examples can be better understood when read in conjunction with the accompanying figures and tables. The following abbreviations and symbols appear in these figures and tables:
B, C, E, H, Ha, K, P, Sa, X and Xb denote interfaces for the restriction endonucleases BamHI, ClaI, EcoRI, HindIII, HpaI, KpnI, PstI, SalI <XhoI and XbaI, respectively.
repräsentiert die Promotoren der Gene bla, lacI und neo; repräsentiert die ribosomalen Bindungsstellen der Gene bla, cat, neo, lacI und lacZ, repräsentiert die Terminatoren t₀, T1 und TE, wobei ein Pfeil die funktionelle Orientierung der Terminatoren angibt; repräsentiert die Expressionskontrollsequenzen A1OPSA1, lacOP29 und PN25; repräsentiert den Operator OP in der Expressionskontrollsequenz OPA1OPSA1; ⇆ repräsentiert die für die Replikation benötigte Region (repl.); repräsentiert kodierende Regionen für Dihydrofolatreduktase (dhfr), Chloramphenicolacetyltransferase (cat), lac Repressor (lacI), β-Lactamase (bla), β-Galaktosidase (lacZ) und Neomycinphosphotransferase (neo). represents the promoters of the bla, lacI and neo genes; represents the ribosomal binding sites of the Genes bla, cat, neo, lacI and lacZ, represents the terminators t₀, T1 and TE, with an arrow indicating the functional orientation of the terminators; represents the expression control sequences A1OPSA1, lacOP29 and P N25 ; represents the operator OP in the expression control sequence OPA1OPSA1; ⇆ represents the region required for replication (repl.); represents coding regions for dihydrofolate reductase (dhfr), chloramphenicol acetyl transferase (cat), lac repressor (lacI), β-lactamase (bla), β-galactosidase (lacZ) and neomycin phosphotransferase (neo).
Schematische Darstellung sowie Nukleotidsequenz des Plasmids pDS1,tol⁺. In Abb.1a ist das Plasmid schematisch dargestellt. In der Nukleotidsequenz (Abb.1b) sind die Erkennungsstellen für die in der schematischen Darstellung aufgeführten Restriktionsendonukleasen überstrichen, während die für β-Lactamase (bla) bzw. Dihydrofolatreduktase (dhfr) kodierenden Regionen unterstrichen sind.Schematic representation and nucleotide sequence of the plasmid pDS1, tol⁺. The plasmid is shown schematically in Fig.1a. In the nucleotide sequence (Fig.1b), the recognition sites for the restriction endonucleases shown in the schematic representation are overlined, while the regions coding for β-lactamase (bla) or dihydrofolate reductase (dhfr) are underlined.
Schematische Darstellung sowie Nukleotidsequenz des Plasmids pDS3. In Abb.2a ist das Plasmid schematisch dargestellt. In der Nukleotidsequenz (Abb.2b) sind die Erkennungsstellen für die in der schematischen Darstellung aufgeführten Restriktionsendonukleasen überstrichen, während die für β-Lactamase (bla) bzw. Dihydrofolatreduktase (dhfr) kodierenden Regionen unterstrichen sind.Schematic representation and nucleotide sequence of the plasmid pDS3. The plasmid is shown schematically in Fig. 2a. In the nucleotide sequence (Fig.2b) the recognition sites for the restriction endonucleases shown in the schematic representation are overlined, while the regions coding for β-lactamase (bla) or dihydrofolate reductase (dhfr) are underlined.
Schematische Darstellung sowie Nukleotidsequenz des Plasmids pML3/lacOP29. In Abb.3a ist das Plasmid schematisch dargestellt. In der Nukleotidsequenz (Abb.3b), die soweit bekannt angegeben ist, sind die Erkennungsstellen für die in der schematischen Darstellung aufgeführten Restriktionsendonukleasen überstrichen, während die für β-Lactamase (bla), lac-Repressor (lacI) bzw. β-Galaktosidase (lacZ) kodierenden Regionen unterstrichen sind.Schematic representation and nucleotide sequence of the plasmid pML3 / lacOP29. The plasmid is shown schematically in Fig.3a. In the nucleotide sequence (Fig. 3b), which is given as far as is known, the recognition sites for the restriction endonucleases shown in the schematic representation are overwritten, while those for β-lactamase (bla), lac repressor (lacI) or β-galactosidase ( lacZ) coding regions are underlined.
Schematische Darstellung sowie Nukleotidsequenz des Plasmids pDMI,1. In Abb.4a ist das Plasmid schematisch dargestellt. In der Nukleotidsequenz (Abb.4b) sind die Erkennungsstellen für die in der schematischen Darstellung aufgeführten Restriktionsendonukleasen überstrichen, während die für Neomycinphosphotransferase (neo) bzw. lac-Repressor (lacI) kodierenden Regionen unterstrichen sind.Schematic representation and nucleotide sequence of the plasmid pDMI, 1. The plasmid is shown schematically in Fig.4a. In the nucleotide sequence (Fig. 4b), the recognition sites for the restriction endonucleases shown in the schematic representation are overwritten, while the regions coding for neomycin phosphotransferase (neo) or lac repressor (lacI) are underlined.
Nukleotidsequenzen der XhoI-EcoRI Fragmente mit den Expressionskontrollsequenzen lacOP29(a), tacOP29(b), N25OPSN25OP29(c), A1OPSA1(d), A1OPSCONA1(e), A1pOPSA1(f), OPUA1(g), OPUA1CON(h), A10PSA10P21(i) bzw. A10PSA10P29(j). In diesen Sequenzen sind das Nukleotid, an dem die RNA-Synthese startet (+1), sowie die Regionen bei den Positionen -10 und -35 unterstrichen, während lac-Operator Sequenzen überstrichen sind.Nucleotide sequences of the XhoI-EcoRI fragments with the expression control sequences lacOP29 (a), tacOP29 (b), N25OPSN25OP29 (c), A1OPSA1 (d), A1OPSCONA1 (e), A1pOPSA1 (f), OPUA1 (g), OPUA110CON (h) (i) or A10PSA10P29 (j). In these sequences, the nucleotide at which RNA synthesis starts (+1) and the regions at positions -10 and -35 are underlined, while lac operator sequences are overlined.
Nukleotidsequenz des EcoRI-Fragments mit dem Promotor PN25. In der Sequenz sind das Nukleotid, an dem die RNA-Synthese startet, sowie die Regionen bei den Positionen -10 und -35 unterstrichen.Nucleotide sequence of the EcoRI fragment with the promoter P N25 . The nucleotide at which RNA synthesis starts and the regions at positions -10 and -35 are underlined in the sequence.
Nukleotidsequenzen der XhoI-EcoRI Fragmente mit den Expressionskontrollsequenzen N25*/0 bzw. N25OPSN25. In den Sequenzen sind jeweils das Nukleotid, an dem die RNA-Synthese startet, sowie die Regionen bei den Positionen -10 und -35 unterstrichen, während lac-Operator Sequenzen überstrichen sind.Nucleotide sequences of the XhoI-EcoRI fragments with the expression control sequences N25 * / 0 and N25OPSN25. The nucleotide at which RNA synthesis starts and the regions at positions -10 and -35 are underlined in the sequences, while lac operator sequences are underlined.
Nukleotidsequenz des XhoI-EcoRI Fragments mit dem Promoter PA1. In der Sequenz sind das Nukleotid, an dem die RNA-Synthese startert (Position +1), sowie die Regionen um die Positionen -10 und -35 unterstrichen.Nucleotide sequence of the XhoI-EcoRI fragment with the promoter P A1 . The sequence underlines the nucleotide at which RNA synthesis starts (position +1) and the regions around positions -10 and -35.
Nukleotidsequenz des SalI-EcoRI Fragments mit der Expressionskontrollsequenz OPA1OPSA1. In der Sequenz sind das Nukleotid, an dem die RNA-Synthese startet, sowie die Regionen um die Positionen -10 und -35 unterstrichen, während lac-Operator Sequenzen überstrichen sind.Nucleotide sequence of the SalI-EcoRI fragment with the expression control sequence OPA1OPSA1. In the sequence, the nucleotide at which RNA synthesis starts and the regions around positions -10 and -35 are underlined, while lac operator sequences are overlined.
Schematische Darstellung des Plasmids pDS1/PN25,tol⁺. Vom Promotor PN25 aus wird im Uhrzeigersinn transkribiert.Schematic representation of the plasmid pDS1 / P N25 , tol⁺. The P N25 promoter is transcribed clockwise.
Schematische Darstellung der Konstruktion des Plasmids pDS3/A1OPSA1. Von der Expressionskontrollsequenz A1OPSA1 aus wird im Uhrzeigersinn transkribiert.Schematic representation of the construction of the plasmid pDS3 / A1OPSA1. The A1OPSA1 expression control sequence is transcribed clockwise.
Schematische Darstellung der Konstruktion des Plasmids pDS3/OPA1OPSA1. Die Nukleotidsequenz des SalI-EcoRI Fragments mit der Expressionskontrollsequenz OPA1OPSA1, von der aus im Uhrzeigersinn transkribiert wird, ist in Abb.9 aufgeführt.Schematic representation of the construction of the plasmid pDS3 / OPA1OPSA1. The nucleotide sequence of the SalI-EcoRI fragment with the expression control sequence OPA1OPSA1, from which it is transcribed clockwise, is shown in Fig.9.
Schematische Darstellung der Konstruktion des Plasmids pML3/A1OPSA1. Bei dieser Konstruktion wurde das XhoI-EcoRI Fragment des Plasmids pML3/lacOP29 mit der Expressionskontrollsequenz lacOP29 durch das entsprechende XhoI-EcoRI Fragment mit der Expressionskontrollsequenz A1OPSA1 ersetzt.Schematic representation of the construction of the plasmid pML3 / A1OPSA1. In this construction, the XhoI-EcoRI fragment of the plasmid pML3 / lacOP29 with the expression control sequence lacOP29 was replaced by the corresponding XhoI-EcoRI fragment with the expression control sequence A1OPSA1.
Schematische Darstellung der Konstruktion des Plasmids pML3/OPA1OPSA1. Zur Konstruktion dieses Plasmids wurden drei DNA-Fragmente eingesetzt: das SalI-EcoRI Fragment aus pDS3/OPA1OPSA1 mit der Expressionskontrollsequenz OPA1OPSA1, das EcoRI-ClaI Fragment aus pML3/lacOP29 mit Teilen des lacZ-Gens und das grössere ClaI-XhoI Fragment aus pML3/lacOP29. Bei dieser Konstruktion wurden Schnittstellen für SalI und XhoI miteinander verknüpft, wobei beide Schnittstellen zerstört wurden.Schematic representation of the construction of the plasmid pML3 / OPA1OPSA1. Three DNA fragments were used to construct this plasmid: the SalI-EcoRI fragment from pDS3 / OPA1OPSA1 with the expression control sequence OPA1OPSA1, the EcoRI-ClaI fragment from pML3 / lacOP29 with parts of the lacZ gene and the larger ClaI-XhoI fragment from pML3 / lacOP29. In this construction, interfaces for SalI and XhoI were linked together, whereby both interfaces were destroyed.
Zeitabhängiger Verlauf der Komplexbildung von RNAP und Promoter PN25 bei einer Konzentration an aktiver RNAP von 0.42nM und einer Promotorkonzentration von 0.02nM.Time-dependent course of the complex formation of RNAP and promoter P N25 at a concentration of active RNAP of 0.42nM and a promoter concentration of 0.02nM.
Graphische Darstellung des Ausdruckes -ln[(A₀-X)/A₀] in Abhängigkeit von der Reaktionszeit bei einer Konzentration an aktiver RNAP von 0.42nM und einer Konzentration an Promotor PN25 von 0.02nM.Graphic representation of the expression -ln [(A₀-X) / A₀] as a function of the reaction time at a concentration of active RNAP of 0.42nM and a concentration of promoter P N25 of 0.02nM.
Graphische Darstellung des zeitabhängigen Verlaufs der Komplexbildung von RNAP und Promotor PN25 bei einer Promotorkonzentration von 0.02nM und einer Konzentration an aktiver RNAP von 0.32nM (Versuch 2), bzw. 0.15nM (Versuch 3).Graphical representation of the time-dependent course of the complex formation of RNAP and promoter P N25 at a promoter concentration of 0.02nM and a concentration of active RNAP of 0.32nM (test 2) and 0.15nM (test 3).
Graphische Darstellung des Ausdrucks -ln[(A₀-X)/A₀] in Abhängigkeit von der Reaktionszeit bei einer Promotorkonzentration von 0.02nM und einer Konzentration an aktiver RNAP von 0.32nM (Versuch 2), bzw. 0.15nM (Versuch 3).Graphical representation of the expression -ln [(A₀-X) / A₀] as a function of the reaction time at a promoter concentration of 0.02nM and a concentration of active RNAP of 0.32nM (experiment 2), or 0.15nM (experiment 3).
Bestimmung der Komplexbildungsrate für den Promotor PA1 mit dem Promotor PN25 als internem Standard: -ln[(B₀-Y)/B₀] aufgetragen gegen -ln[(A₀-X)/A₀].Determination of the complex formation rate for the promoter P A1 with the promoter P N25 as internal standard: -ln [(B₀-Y) / B₀] plotted against -ln [(A₀-X) / A₀].
Bestimmung der Komplexbildungsrate für die Expressionskontrolsequenz A1OPSA1 mit dem Promotor PA1 als internem Standard: -ln[(B₀-Y)/B₀] aufgetragen gegen -ln[(A₀-X)/A₀].Determination of the complex formation rate for the expression control sequence A1OPSA1 with the promoter P A1 as internal standard: -ln [(B₀-Y) / B₀] plotted against -ln [(A₀-X) / A₀].
Bestimmung des Faktors zur Umrechnung von β-Galaktosidase-Einheiten in Pbla-Einheiten: β-Galaktosidase-Einheiten unter Kontrolle er Expressionskontrollsequenzen tacOP29, N23OP29, OPUA1 und OPUA1CON aufgetragen gegen die entsprechenden Pbla-Einheiten.Determination of the factor for converting β-galactosidase units into P bla units: β-galactosidase units under control of the expression control sequences tacOP29, N23OP29, OPUA1 and OPUA1CON plotted against the corresponding P bla units.
Die Plasmide pDS1,t₀1⁺ (Abb. 1), pDS3 (Abb. 2), pML3/lacOP29 (Abb. 3) und pDMI,1 (Abb. 4) wurden zur Herstellung und Charakterisierung der Eigenschaften der Expressionskontrollsequenzen eingesetzt. Mit diesen Plasmiden transformierte E. coli Zellen wurden bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen (DSM) in Göttingen am 11.12.1984 [E. coli M15 (pDS1,t₀1⁺), DSM-Nr. 3135], bzw. am 3.10.1985 [E. coli M15 (pDS5 / RBSII, 3A + 5A; pDMI,1), DSM-Nr. 3517], bzw. am 5.8.1987 [E. coli M15 (pDS3), DSM-Nr. 4198; E. coli M15 (pML3/lacOP29), DSM-Nr. 4199], nach dem Budapester Vertrag hinterlegt.The plasmids pDS1, t₀1⁺ (Fig. 1), pDS3 (Fig. 2), pML3 / lacOP29 (Fig. 3) and pDMI, 1 (Fig. 4) were used to prepare and characterize the properties of the expression control sequences. E. coli cells transformed with these plasmids were found at the German Collection of Microorganisms (DSM) in Göttingen on December 11, 1984 [E. coli M15 (pDS1, t₀1⁺), DSM no. 3135], or on October 3, 1985 [E. coli M15 (pDS5 / RBSII, 3A + 5A; pDMI, 1), DSM no. 3517], or on August 5, 1987 [E. coli M15 (pDS3), DSM no. 4198; E. coli M15 (pML3 / lacOP29), DSM no. 4199], deposited under the Budapest Treaty.
Der Anteil von pDS1,t₀1⁺ (Abb. 1), der zwischen den Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen XbaI und EcoRI liegt und die Replikationsregion sowie das Gen für β-Lactamase, das den Zellen Ampicillinresistenz verleiht, enthält, stammt aus dem Plasmid pBR322 (Bolivar et al., Gene 2, 95-113 [1977]; Sutcliffe, Cold Spring Harlor Symp. Quant. Biol. 43, 77-90 [1979]). Der verbleibende Teil des Plasmids trägt Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen XhoI, EcoRI und BamHI gefolgt vom Gen der Dihydrofolatreduktase der Maus-Zellinie AT-3000 (Chang et al., Nature 275, 617-624 [1978]; Masters et al., Gene 21, 59-63 [1983]), dem Terminator t₀ des E. coli-Phagen Lambda (Schwarz et al., Nature 272, 410-414 [1978]) und dem Promotor-freien Gen der Chloramphenicolacetyltransferase (Marcoli et al., FEBS Letters, 110, 11-14 [1980]).The portion of pDS1, t₀1⁺ (Fig. 1) that lies between the interfaces for the restriction endonucleases XbaI and EcoRI and contains the replication region and the gene for β-lactamase, which confers ampicillin resistance on the cells, comes from the plasmid pBR322 (Bolivar et al.,
Das Plasmid pDS3 (Abb. 2) unterscheidet sich vom Plasmid pDS1,t₀1⁺ einerseits in einer Region, die neben Schnittstellen für verschiedene Restriktionsendonukleasen den Terminator T1 des E. coli rrnB Operons (Brosius et al., J. Mol. Biol. 148, 107-127 [1981]) trägt, und andererseits durch das Fehlen der Schnittstelle für die Restriktionsendonuklease EcoRI im Gen für die Chloramphenicolacetyltransferase.The plasmid pDS3 (Fig. 2) differs from the plasmid pDS1, t₀1⁺ on the one hand in a region which, in addition to interfaces for various restriction endonucleases, the terminator T1 of the E. coli rrnB operon (Brosius et al., J. Mol. Biol. 148, 107-127 [1981]), and on the other hand due to the lack of the cleavage site for the restriction endonuclease EcoRI in the gene for chloramphenicol acetyltransferase.
Der Anteil von pML3/lacOP29 (Abb. 3), der zwischen den Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen SalI und EcoRI liegt und die Replikationsregion sowie das Gen für β-Lactamase enthält, stammt aus dem Plasmid pBR322 (Bolivar et al., supra; Sutcliffe, supra). Der verbleibende Teil des Plasmids trägt neben dem vollständigen lac I-Gen (Farabough, Nature 274,765-769 [1978]), das den lac-Repressor kodiert, den Terminator TE des E. coli Phagen T7 (Dunn und Studier, J. Mol. Biol., 166, 477-535 [1983]), die Expressionskontrollsequenz lacOP29 (siehe Beispiel 2) und das Promotor-freie Gen für die β-Galaktosidase (Kalnins et al., EMBO J. 2, 593-597 [1983]).The portion of pML3 / lacOP29 (FIG. 3) that lies between the interfaces for the restriction endonucleases SalI and EcoRI and contains the replication region and the gene for β-lactamase comes from the plasmid pBR322 (Bolivar et al., Supra; Sutcliffe, supra). The remaining part of the plasmid carries in addition to the complete lac I gene (Farabough, Nature 274.765 to 769 [1978]) encoding the lac repressor, the terminator T E of the E. coli phage T7 (Dunn and Studier, J. Mol Biol., 166, 477-535 [1983]), the expression control sequence lacOP29 (see Example 2) and the promoter-free gene for β-galactosidase (Kalnins et al., EMBO J. 2, 593-597 [1983] ).
Das Plasmid pDMI,1 (Abb. 4) trägt das Gen der Neomycinphosphotransferase aus dem Transposon Tn5 (Beck et al., Gene 19, 327-336 [1982]), das E. coli-Zellen Kanamycinrestistenz verleiht und das lac I-Gen (Farabough, supra) mit der Promotormutation Iq (Calos, Nature 274, 762-765 [1978]), das den lac-Repressor kodiert. Ausserdem enthält das Plasmid pDMI,1 eine Region des Plasmids pACYC184 (Chang und Cohen, J. Bacteriol. 134, 1141-1156 [1978]), die alle Informationen enthält, die für die Replikation und stabile Weitergabe an die Tochterzellen notwendig sind. Das plasmid pDMI,1 ist kompatibel mit den oben beschriebenen Plasmiden un ihren Derivaten.The plasmid pDMI, 1 (Fig. 4) carries the gene of the neomycin phosphotransferase from the transposon Tn5 (Beck et al.,
Nach Herstellung der Expressionskontrollsequenzen wurden sie zur Charakterisierung ihrer Eigenschaften in geeignete Plasmide integriert.After the expression control sequences had been prepared, they were integrated into suitable plasmids to characterize their properties.
Zur Herstellung dieser Expressionskontrollsequenzen wurden zunächst einzelsträngige DNA-Fragmente chemisch synthetisiert (Bannwarth und Iaiza, DNA 5, 413-419 [1986]). Diese Fragmente wurden dann nach in der Literatur beschriebenen Methoden (Maniatis et al., supra) miteinander hybridisiert und ligiert. Die Sequenzen der so erhaltenen doppelsträngigen XhoI-EcoRI Fragmente mit den entsprechenden Expressionskontrollsequenzen sind in Abb. 5, bzw. Abb. 8 aufgeführt.To produce these expression control sequences, single-stranded DNA fragments were first chemically synthesized (Bannwarth and Iaiza,
Die Expressionskontrollsequenzen PN25, N25*/0 und N25OP29 (Abb. 6 und Abb. 7) können wie im obigen Abschnitt beschrieben, hergestellt werden.The expression control sequences P N25 , N25 * / 0 and N25OP29 (Fig. 6 and Fig. 7) can be prepared as described in the section above.
Die Sequenz der Expressionskontrollsequenz OPA1OPSA1 ist in Abb. 9 dargestellt. Ihre Herstellung ist in Abschnitt D beschrieben.The sequence of the expression control sequence OPA1OPSA1 is shown in Fig. 9. Their manufacture is described in Section D.
Der Promotor PN25 wurde als Teil eines EcoRI-Fragments (siehe Abb. 6) nach in der Literatur beschriebenen Methoden (Maniatis et al., supra) in das Plasmid pDS1, t₀1⁺ (Abb. 1) integriert, wodurch das Plasmid pDS1/PN25, t₀1⁺ erhalten wurde (Abb. 10). Dieses Plasmid wurde als Quelle zur Gewinnung des Promotors PN25 in grösserer Menge verwendet.The promoter P N25 was integrated as part of an EcoRI fragment (see Fig. 6) into the plasmid pDS1, tRI1⁺ (Fig. 1) according to methods described in the literature (Maniatis et al., Supra), whereby the plasmid pDS1 / P N25 , t₀1⁺ was obtained (Fig. 10). This plasmid was used as a source for obtaining the promoter P N25 in larger quantities.
In aus der Literatur bekannter Weise (Maniatis et al., supra) wurden die Expressionskontrollsequenzen lacOP29, tacOP29, OPUA1, OPUA1CON, PN25, N25*/0, N25OP29, N25OPSN25OP29, PA1, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSCONA1 und A1pOPSA1 in das Plasmid pDS3 (Abb. 2) integriert. Eine solche Klonierung ist exemplarisch am Beispiel der Expressionskontrollsequenz A1OPSA1 in Abbildung 11 schematisch dargestellt.In a manner known from the literature (Maniatis et al., Supra), the expression control sequences lacOP29, tacOP29, OPUA1, OPUA1CON, P N25 , N25 * / 0, N25OP29, N25OPSN25OP29, P A1 , A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSCONA1 and A1pOPSA1 integrated into the plasmid pDS3 (Fig. 2). Such a cloning is shown schematically in Figure 11 using the example of the expression control sequence A1OPSA1.
Die Expressionskontrollsequenz OPA1OPSA1 wurde durch Integration eines chemisch synthetisierten DNA-Fragments, das eine palindromische Sequenz des lac-Operators enthält, in die HpaI-Schnittstelle des Plasmids pDS3/A1OPSA1 (Abb. 11) hergestellt (Abb. 12).The expression control sequence OPA1OPSA1 was produced by integrating a chemically synthesized DNA fragment, which contains a palindromic sequence of the lac operator, into the HpaI site of the plasmid pDS3 / A1OPSA1 (Fig. 11) (Fig. 12).
Die pDS3-Derivate mit den entsprechenden Expressionskontrollsequenzen wurden sowohl zur Bestimmung der Komplexbildungsraten zwischen Promotor und RNAP als auch zur Bestimmung der Promotorstärken der einzelnen Expressionskontrollsequenzen eingesetzt.The pDS3 derivatives with the corresponding expression control sequences were used both to determine the complex formation rates between promoter and RNAP and to determine the promoter strengths of the individual expression control sequences.
Das Plasmid pML3/lacOP29 (Abb. 3) trägt zwischen den Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen XhoI und EcoRI die Expressionskontrollsequenz lacOP29. Nach in der Literatur beschriebenen Methoden (Maniatis et al., supra) wurden Derivate dieses Plasmids hergestellt (Abb. 13), in denen lacOP29 durch jeweils eine der Expressionskontrollsequenzen tacOP29, N25OP29, N25OPSN25OP29, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSCONA1, A1pOPSA1, OPUA1, bzw. OPUA1CON ersetzt wurde.The plasmid pML3 / lacOP29 (Fig. 3) carries the expression control sequence lacOP29 between the sites for the restriction endonucleases XhoI and EcoRI. According to methods described in the literature (Maniatis et al., Supra), derivatives of this plasmid were produced (FIG. 13), in which lacOP29 was replaced by one of the expression control sequences tacOP29, N25OP29, N25OPSN25OP29, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSOPS1A1, A1p , or OPUA1CON has been replaced.
Das Plasmid pML3/OPA1OPSA1 mit der Expressionskontrollsequenz OPA1OPSA1 wurde, wie in Abbildung 14 schematisch beschrieben, hergestellt.The plasmid pML3 / OPA1OPSA1 with the expression control sequence OPA1OPSA1 was prepared as described schematically in FIG. 14.
Die erhaltenen pML3-Derivate mit den entsprechenden Expressionskontrollsequenzen wurden zur Bestimmung der in vivo Promotorstärken unter reprimierten Bedingungen eingesetzt.The pML3 derivatives obtained with the corresponding expression control sequences were used to determine the in vivo promoter strengths used under repressed conditions.
Zur Bestimmung der Signalstärke der Promotoren bzw. Promotor/Operator-Elementen wurde zunächst die Komplexbildungsrate (Kass) zwischen der E.coli RNA-Polymerase (RNAP) und dem Promotor PN25 absolut bestimmt. Anschliessend wurden die Kass-Werte für die übrigen Signale über Relativmessungen mit dem Promotor PN25 als internem Standard ermittelt.To determine the signal strength of the promoters or promoter / operator elements, the complex formation rate (K ass ) between the E. coli RNA polymerase (RNAP) and the promoter P N25 was determined absolutely. The K ass values for the other signals were then determined using relative measurements using the P N25 promoter as an internal standard.
Die Kass für RNAP und Promotor PN25 wurde mittels Filterbindungsversuchen bestimmt, mit deren Hilfe die Ausbildung von RNAP/Promotor-Komplexen in Abhängigkeit von der RNAP-Konzentration und der Reaktionszeit quantitativ bestimmt werden kann. Da sowohl RNAP als auch Promotoren biologisches Material darstellen, setzt die Auswertung solcher Versuche voraus, dass für beide Reaktanten die Konzentration der aktiven Moleküle bekannt ist. So muss z.B. für die RNAP nicht die Proteinkonzentration sondern die Konzentration der aktiven Polymerasemoleküle berücksichtigt werden. Aehnliches gilt für den Promotor PN25 sowie die einzelsträngige fd-DNA, die als Kompetitor für unspezifische Bindung sowie zur Termination der Assoziationsreaktionen verwendet wurde. Demzufolge wird nachfolgend im Anschluss an das Kapitel über die theoretische Herleitung der Komplexbildungsraten ausführlich auf die Herstellung und Analyse aller Reaktanten eingegangen, bevor die eigentlichen Versuche zur Bestimmung von Kass beschrieben werden.The K ass for RNAP and promoter P N25 was determined by means of filter binding experiments, with the aid of which the formation of RNAP / promoter complexes can be determined quantitatively as a function of the RNAP concentration and the reaction time. Since both RNAP and promoters are biological material, the evaluation of such experiments requires that the concentration of the active molecules is known for both reactants. For example, for the RNAP it is not the protein concentration that has to be taken into account but the concentration of the active polymerase molecules. The same applies to the promoter P N25 and the single-stranded fd-DNA, which was used as a competitor for non-specific binding and for the termination of the association reactions. Accordingly, following the chapter on the theoretical derivation of the complex formation rates, the preparation and analysis of all reactants is discussed in detail before the actual attempts to determine K ass are described.
Für eine bimolekulare Reaktion zweiter Ordnung zwischen RNAP und Promotoren gilt das allgemeine Reaktionsschema
R die freie Konzentration der RNAP,
P die freie Konzentration der Promotoren,
RP die Konzentration der RNAP/Promotor-Komplexe,
Kass die Komplexbildungsrate, und
Kdissdie Dissoziationskonstante darstellt.The general reaction scheme applies to a second order bimolecular reaction between RNAP and promoters
R the free concentration of RNAP,
P the free concentration of the promoters,
RP the concentration of the RNAP / promoter complexes,
K ace the rate of complex formation, and
K diss represents the dissociation constant.
Für den zeitlichen Verlauf der Reaktion gilt:
dP/dt = -Kass x R x P + Kdiss x RP
Ist die Halbwertszeit der RNAP/Promotor-Komplexe gross - also die Dissoziationskonstante Kdiss klein - kann der Term Kdiss x RP vernachlässigt werden und es gilt für die zeitliche Aenderung der Promotorkonzentration:
dP/dt = -Kass x R x P (1)
R und P ändern sich mit der Zeit. Liegt aber die RNAP in hohem Ueberschuss vor, kann ihre Konzentration während des Ablaufs der Reaktion als konstant betrachtet werden (d.h. wenn R = konst. dann ist dR/dt = O) und es gilt:
Kass x R = m (2)
Demnach gilt nun für die zeitliche Aenderung der Promotorkonzentration (siehe Gleichungen (1) und (2)):
dP/dt = - m x P
bzw. ungeformt:
-dP/P = m x dt
Nach Integration dieser Gleichung erhält man:
- lnP l m x t (3).
The following applies to the course of the reaction:
dP / dt = -K ass x R x P + K diss x RP
If the half-life of the RNAP / promoter complexes is long - i.e. the dissociation constant K diss is small - the term K diss x RP can be neglected and the following applies to the change in the promoter concentration over time:
dP / dt = -K ass x R x P (1)
R and P change over time. However, if the RNAP is in a large excess, its concentration can be regarded as constant during the course of the reaction (ie if R = constant then dR / dt = O) and the following applies:
K ass x R = m (2)
Accordingly, the following applies to the change in the promoter concentration over time (see equations (1) and (2)):
dP / dt = - mx P
or unshaped:
-dP / P = mx dt
After integrating this equation you get:
- lnP lmxt (3).
Gleichung (3) entspricht einer Reaktionsgleichung erster Ordnung, also formal dem "Zerfall von freiem Promotorfragment in RNAP/Promotor-Komplexe", mit der Geschwindigkeitskonstanten m [1/sec]. P ist hierbei der Anteil an freiem Promotor zum Zeitpunkt t (für t = O sec ist P = 1). Dieser Anteil kann experimentell bestimmt werden (siehe Abschnitt 6). Aus der Kenntnis von A₀ (Gesamtmenge der Promotoren) und von X (Menge von RNAP/Promotor-Komplexen zum Reaktionszeitpunkt t) kann die sogenannte "pseudo first order"-Konstante m mit Hilfe der Gleichung (3) berechnet werden:
P = (A₀ - X)/A₀
und man erhält
m = - ln[(A₀ - X)/A₀]/t (4)
Da die Ausbildung der Promotor/Operator-Komplexe eine bimolekulare Reaktion zweiter Ordnung darstellt, ist die Konstante m abhängig von der Konzentration der RNAP. Ist diese bekannt, so kann die Komplexbildungsrate Kass unter Berücksichtigung der Gleichungen
m = Kass x R (2)
und
m = - ln[(A₀ - X)/A₀]/t (4)
wie folgt berechnet werden:
Kass x R = - ln[(A₀ - X)/A₀]/t
bzw. umgeformt:
Kass = - ln[(A₀ - X)/A₀]/(t x R) (5)Equation (3) corresponds to a first-order reaction equation, ie formally the "decay of free promoter fragment into RNAP / promoter complexes" with the rate constant m [1 / sec]. P is the proportion of free promoter at time t (for t = O sec, P = 1). This proportion can be determined experimentally (see section 6). Knowing A₀ (total amount of promoters) and X (amount of RNAP / promoter complexes at reaction time t), the so-called "pseudo first order" constant m can be calculated using equation (3):
P = (A₀ - X) / A₀
and you get
m = - ln [(A₀ - X) / A₀] / t (4)
Since the formation of the promoter / operator complexes represents a bimolecular reaction of the second order, the constant m depends on the concentration of the RNAP. If this is known, the complex formation rate K ass can be below Taking into account the equations
m = K ass x R (2)
and
m = - ln [(A₀ - X) / A₀] / t (4)
can be calculated as follows:
K ass x R = - ln [(A₀ - X) / A₀] / t
or reshaped:
K ass = - ln [(A₀ - X) / A₀] / (tx R) (5)
Bei der Herleitung von Kass wurde angenommen, dass die Rückreaktion, d.h. der Zerfall von RNAP/Promotor-Komplexen, vernachlässigbar ist (Kdiss x RP = O). Ein solcher Zerfall ist eine Reaktion erster Ordnung und somit unabhängig von der Konzentration der Reaktanten. Die Assoziation ist hingegen konzentrationsabhängig. Deshalb muss zur Bestimmung von Kass die Konzentration der Reaktanten so hoch gewählt worden, dass sich der Assoziationsvorgang in einer Zeit abspielt, in welcher der Zerfall von Komplexen vernachlässigt werden kann. Dies setzt die Kenntnis über die Stabilität der RNAP/Promotor-Komplexe voraus.When K ass was derived, it was assumed that the reverse reaction, ie the decay of RNAP / promoter complexes, is negligible (K diss x RP = O). Such decay is a first order reaction and is therefore independent of the concentration of the reactants. The association, however, depends on the concentration. Must therefore been chosen to be high for the determination of K ass, the concentration of the reactants, the association process in a time that takes place, which can be in the decomposition of complexes neglected. This requires knowledge of the stability of the RNAP / promoter complexes.
Weiterhin wurde angenommen, dass während des Reaktionsverlaufs die Konzentration der freien RNAP als konstant betrachtet werden kann. Dazu muss die RNAP in hohem Ueberschuss relativ zu den Promotoren vorliegen, wobei zu berücksichtigen ist, dass die RNAP auch an unspezifisch DNA-Sequenzen binden kann. Die Anzahl solcher unspezifischen Bindungsstellen kann gering gehalten werden, in dem Promotoren auf kleinen, isolierten DNA-Fragmenten untersucht werden. Bei einem Ueberschuss von ungefähr 10 RAP Molekülen pro Promotor kann die Konzentration der freien RNAP während des Reaktionsverlaufs als konstant betrachtet werden.Furthermore, it was assumed that the concentration of free RNAP can be regarded as constant during the course of the reaction. For this purpose, the RNAP must be in a large excess relative to the promoters, whereby it must be taken into account that the RNAP can also bind to non-specific DNA sequences. The number of such non-specific binding sites can be kept low by examining promoters on small, isolated DNA fragments will. With an excess of approximately 10 RAP molecules per promoter, the concentration of the free RNAP can be regarded as constant during the course of the reaction.
Das Plasmid pDS1/PN25,to1⁺ (Abb. 10) enthält den Promotor PN25 auf einem 254 bp EcoRI-Fragment (Abb. 6). Dieses Plasmid wurde durch Integration des genannten EcoRI-Fragments in die EcoRI-Schnittstelle des Plasmids pDS1, to1⁺ (Abb. 1), die der XhoI-Schnittstelle benachbart ist, konstruiert. Zur Reinigung des Promotorfragments wurde zunächst das Plasmid pDS1/PN25,to1⁺ gereinigt (Maniatis et al., supra) und 0.5 mg dieses Plasmids wurden dann mit Hilfe der Restriktionsendonuklease EcoRI nach Angaben des Herstellers geschnitten. Nach Phenolextraktion und Aethanolpräzipitation (Maniatis et al., supra) wurde die geschnittene DNA in TE-Puffer (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH 7.6) gelöst, und nach Zugabe von Probenpuffer in 6%-igen Polyacrylamidgelen elektrophoretisiert (Maniatis et al., supra). Anschliessend wurden die den Promotor PN25 tragenden Fragmente mit einem Skalpell aus dem Gel ausgeschnitten, und auf DEAE-Papier (DE 81, Whatman, England) elektrophoretisiert. Nach dreimaligem Waschen mit Aethanol und TE-Puffer wurde das Papier an der Luft getrocknet, danach wurde die DNA mit einem Puffer enthaltend 10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA und 1.5 M NaCl, pH 7.6, eluiert. Nach einer 1:3 Verdünnung der resultierenden DNA-Lösung mit TE-Puffer wurde die DNA mit Aethanol präzipitiert, das Sediment mit 80%-igem Aethanol gewaschen und anschliessend die DNA in TE-Puffer gelöst.The plasmid pDS1 / P N25 ,
Die Konzentration dieser DNA-Lösung wurde zunächst wie von Mahler et al. beschrieben [J. Mol. Biol. 9, 801-811 (1964)], spektrophotometrisch bestimmt. Ein Teil der DNA-Stammlösung wurde dann 1:30 in TE-Puffer verdünnt und anschliessend wurde die Extinktion dieser Verdünnung gegen TE-Puffer als Blindwert gemessen. Folgende Werte wurden erhalten:
ΔE₂₆₀ = 0.108 ΔE₂₆₀/ΔE₂₈₀ = 1.86
ΔE₂₈₀ = 0.058
The concentration of this DNA solution was first as described by Mahler et al. described [J. Mol. Biol. 9, 801-811 (1964)], determined spectrophotometrically. Part of the DNA stock solution was then diluted 1:30 in TE buffer and the extinction was then compared to this dilution TE buffer measured as a blank. The following values were obtained:
ΔE₂₆₀ = 0.108 ΔE₂₆₀ / ΔE₂₈₀ = 1.86
ΔE₂₈₀ = 0.058
Unter Berücksichtigung des Umrechnungsfaktors von 1 ΔE₂₆₀ = 50 µg DNA/ml und des Verdünnungsfaktors ergab sich für die Stammlösung eine DNA-Konzentration von 162 µg/ml. Dieser Wert entspricht unter Berücksichtigung der Länge des Promotorfragments (254 bp) einer Konzentration von 0.96 pmol DNA-Fragment/µl. Das Verhältnis der Extinktionen bei 260 und 280 nm lässt Aussagen über die Reinheit der DNA-Lösung zu. Der erhaltene Wert für ΔE₂₆₀/ΔE₂₈₀ von 1.86 lässt auf eine hohe Reinheit der DNA-Lösung schliessen.Taking into account the conversion factor of 1 ΔE₂₆₀ = 50 µg DNA / ml and the dilution factor, there was a DNA concentration of 162 µg / ml for the stock solution. Taking into account the length of the promoter fragment (254 bp), this value corresponds to a concentration of 0.96 pmol DNA fragment / µl. The ratio of the absorbances at 260 and 280 nm allows statements about the purity of the DNA solution. The value for ΔE₂₆₀ / ΔE₂₈₀ of 1.86 indicates a high purity of the DNA solution.
Die Konzentration der DNA-Lösung wurde zusätzlich durch den Vergleich dieser Lösung mit einer RNA-freien Lösung des Plasmid pDS1, to1⁺ bekannter Konzentration (ΔE-Messung) bestimmt. Dazu wurden je 0.09 pmol der das Promotorfragment enthaltenden DNA-Lösung mit 0.2, 0.1, 0.5 bzw. 0.025 pmol der geschnittenen pDS1, to1⁺ Plasmid-DNA gemischt und in einem 6%-igen PAA-Gel charakterisiert (Maniatis et al., supra). Das erhaltene Pherogramm wurde densitometrisch ausgewertet, wobei für das Promotorfragment im Vergleich zur geschnittenen pDS1, to1⁺ Plasmid-DNA eine Konzentration von 0.8 pmol/µl erhalten wurde.The concentration of the DNA solution was additionally determined by comparing this solution with an RNA-free solution of the plasmid pDS1,
Zur Bestimmung der Reinheit des Promotorfragments wurden zunächst 0.36 pmol dieses Fragments in einem PAA-Gel charakterisiert. Dabei konnte nach Anfärben mit Ethidiumbromid keine Verunreinigung nachgewiesen werden. Weiterhin wurde das Fragment mit ³²P radioaktiv markiert (siehe unten) und ebenfalls elektrophoretisch charakterisiert. Dabei konnte nach Autoradiographie nur das Promotorfragment nachgewiesen werden konnte.To determine the purity of the promoter fragment, 0.36 pmol of this fragment was first characterized in a PAA gel. No contamination could be detected after staining with ethidium bromide. Furthermore, the fragment was radioactively labeled with 32 P (see below) and also characterized electrophoretically. After autoradiography, only the promoter fragment could be detected.
Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass das isolierte EcoRI-Fragment mit dem Promotor PN25 nicht mit wesentlichen Mengen an RNA oder DNA verunreinigt war und in einer Konzentration von 0.88±0.08 pmol/µl vorlag. In den Versuchen zur Bestimmung der Konzentration der aktiven Polymerase (siehe unten) wurde als Promotorprobe eine Mischung aus dem isolierten EcoRI-Fragment mit dem Promotor PN25 und aus dem entsprechenden, mit ³²P radioaktiv markierten Fragment eingesetzt. Diese radioaktiv markierte DNA wurde folgendermassen hergestellt: Zunächst wurde die DNA mit Hilfe von CIP (calf intestinal alkaline phosphatase) dephosphoryliert (Maniatis et al., supra) und dann mit Hilfe von T4-Polynukleotidkinase durch den Einbau von ³²P (γ-³²P ATP, Amersham, 3000 Ci/mMol) markiert (Maniatis et al., supra). Anschliessend wurde das radioaktiv markierte EcoRI-Fragment mit dem Promotor PN25 durch Chromatographie an Sephadex G75 (Pharmacia, Schweden) gereinigt. Zur Bestimmung der spezifischen Aktivität dieser Probe wurde einerseits die Radioaktivität vermessen (Cerenkow) und andererseits die DNA-Konzentration elektrophoretisch gegen das vorbehandelte, isolierte EcoRI-Fragment bestimmt (siehe oben). Durch Mischen des unbehandelten und des radioaktiv markierten EcoRI-Fragments wurden abschliessend Proben mit dem Promotor PN25 von definierter Konzentration und spezifischer Aktivität erhalten.In summary, it can be stated that the isolated EcoRI fragment with the promoter P N25 was not contaminated with substantial amounts of RNA or DNA and was present in a concentration of 0.88 ± 0.08 pmol / µl. In the experiments for determining the concentration of the active polymerase (see below), a mixture of the isolated EcoRI fragment with the promoter P N25 and of the corresponding fragment radioactively labeled with 32 P was used as the promoter sample. This radioactively labeled DNA was produced as follows: First, the DNA was dephosphorylated using CIP (calf intestinal alkaline phosphatase) (Maniatis et al., Supra) and then using T4 polynucleotide kinase by incorporating 32 P (γ-32 P ATP, Amersham, 3000 Ci / mmol) labeled (Maniatis et al., Supra). The radioactively labeled EcoRI fragment was then purified with the promoter P N25 by chromatography on Sephadex G75 (Pharmacia, Sweden). To determine the specific activity of this sample, the radioactivity was measured on the one hand (Cerenkow) and on the other hand the DNA concentration was determined electrophoretically against the pretreated, isolated EcoRI fragment (see above). By mixing the untreated and the radioactively labeled EcoRI fragment, samples with the promoter P N25 of defined concentration and specific activity were finally obtained.
Einzelsträngige M13mp8-DNA wurde sowohl als Kompetitor für die unspezifische Bindung von RNAP an DNA als auch zur Termination von Assoziationsreaktionen eingesetzt. Die Herstellung und Charakterisierung dieser DNA ist nachfolgend beschrieben. E.coli JM 101 Zellen (Maniatis et al., supra; GIBCO-BRL, Basel) wurden mit 0.01 pmol M13mp8 RFI-DNA (Pharmacia, Schweden) nach der von Morrison beschriebenen Methode [Methods of Enzymology 68, 326-331 (1979)] transformiert. Die Zellen wurden dann auf Indikatorplatten enthaltend Isopropylthiogalactosid (IPTG) und X-gel (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-Galactosid) ausplattiert. Hierzu kann auf das Lehrbuch von J.H. Miller "Experiments in Molecular Genetics", Cold Spring Harbor Laboratory (1972)] und den Artikel von Messung u. Vieira in Gene 19, 269-276 (1982) verwiesen werden. Trübe Plaques mit transformierten E.coli JM 101 Zellen wurden aus der Top-Agar Schicht dieser Indikatorplatten mit einer Pasteurpipette ausgestochen, in 10 ml LB-Medium überführt und für 8 Stunden im Schüttelinkubator inkubiert (37°C, 220 Upm). Anschliessend wurden die Zellen abzentrifugiert und der Ueberstand enthaltend M13 mp8-Phagen zur Neuinfektion von E.coli JM 101 Zellen verwendet. Dazu wurden zunächst E.coli JM 101 Zellen in 500 ml M9-Minimalmedium (J.H. Miller, supra) bis zu einer OD₆₀₀=2 aufgewachsen (37°C; 220 Upm) und danach wurde 1 ml M13mp8 Phagen enthaltender Ueberstand (siehe oben) zu diesen Zellen zugegeben. Nach weiteren 12 Stunden Inkubation bei 37°C wurden die Zellen abzentrifugiert. Die Phagen wurden aus dem Ueberstand mit 3% Polyäthylenglykol (PEG-6000) und 0.5 M NaCl ausgefällt und anschliessend abzentrifugiert. Das Sediment wurd in 20 ml TE-Puffer aufgenommen und bei 65°C jeweils zweimal mit Phenol (aequilibriert in 200 mM Tris HCl, pH 8) und Phenol/Chloroform (1:1) extrahiert.Single-stranded M13mp8 DNA was used both as a competitor for the non-specific binding of RNAP to DNA and for the termination of association reactions. The preparation and characterization of this DNA is described below.
Anschliessend wurde die so freigesetzte einzelsträngige M13 mp8-DNA mit Aethanol gefällt und in 1 ml TE-Puffer gelöst. Die Konzentration dieser DNA-Lösung wurde spektrophotometrisch bestimmt (Mahler et al., supra), wobei der Umrechnungsfaktor von 1 OD₂₆₀ = 36 µg einzelsträngige DNA/ml zugrunde gelegt wurde.The single-stranded M13 mp8 DNA thus released was precipitated with ethanol and dissolved in 1 ml of TE buffer. The concentration of this DNA solution was determined spectrophotometrically (Mahler et al., Supra), based on the conversion factor of 1 OD₂₆₀ = 36 µg single-stranded DNA / ml.
Zur Bestimmung der Konzentration von aktiver E.coli RNA-Polymerase in RNAP-Lösungen wurde nach Inkubation der RNAP in Gegenwart eines Ueberschusses von Promotorfragmenten der Anteil der gebildeten RNAP/Promotor-Komplexe mit Hilfe von Filterbindungsversuchen ermittelt. Aus diesem Anteil wurde dann unter Berücksichtigung der eingesetzten Menge an promotorfragmenten die Konzentration der gebundenen E.coli RNA-Polymerase berechnet. Die so ermittelte Konzentration an bindungsfähigen RNAP Molekülen wurde gleichgesetzt mit der Konzentration der freien, aktiven RNAP.To determine the concentration of active E. coli RNA polymerase in RNAP solutions, after incubating the RNAP in the presence of an excess of promoter fragments, the proportion of the RNAP / promoter complexes formed was determined with the aid of filter binding experiments. The concentration of the bound E. coli RNA polymerase was then calculated from this fraction, taking into account the amount of promoter fragments used. The concentration of bindable RNAP molecules determined in this way was equated with the concentration of the free, active RNAP.
Im folgenden ist eine solche Konzentrationsbestimmung beschrieben. 0.12 pmol Promotorfragment (siehe Abschnitt B, 2.; spezifische Aktivität: 4 x 10⁴ cpm/pmol) wurden für 2 Minuten bei 37°C in 50 µl Bindungspuffer (BP) (20 mM Tris-HCl, pH 8,0 10 mM MgCl₂, 0.1 mM EDTA, 1 mM DTT, 5% Glyzerin, 120 mM KCl) inkubiert. E.coli RNAP (Pharmacia, Schweden) wurde bei 0°C in BP enthaltend 120 mM KCl verdünnt. Je 100 µl einer solchen Verdünnung wurden für 2 Minuten bei 37°C inkubiert und dann zur Lösung mit dem Promotorfragment pipettiert. Die Ansätze wurden für 5 Minuten bei 37°C gehalten, danach wurden 300 µl BP enthaltend 0.8 µg einzelsträngiger M13mp8-DNA (siehe Abschnitt B, 3.), welche bei 37°C, für 2 Minuten vorinkubiert worden war, zugegeben. Nach weiteren 5 Minuten Inkubation bei 37°C wurden die Ansätze bei 37°C über Nitrozellulose filtriert. Ein solcher Filtrationsvorgang ist nachfolgend beschrieben. Zunächst wurde ein Nitrozellulosefilter (Nitrozellulosefilter BA, 0.45 µm; Sartorius, Göttingen) in kleine quadratische Stücke (4 x 4 mm) zerschnitten und in BP enthaltend 40 mM KCl eingeweicht. Ein solches Stück wurde anschliessend auf einen ebenfalls eingeweichten Glasfaserfilter (GF/A, Whatman) transferiert, welcher sich auf einer Glasfritte befand. Diese Glasfritte stand wiederum in einem 37°C Wasserbad und war an eine Wasserstrahlpumpe angeschlossen. Die Reaktionsansätze (siehe oben) wurden mit einer Filtrationsgeschwindigkeit von 1 ml/Minute filtriert. Danach wurde der Filter mit 1 ml BP enthaltend 40 mM KCl (vorgewärmt auf 37°C) gespült. Zur Eluation der filtergebundenen DNA wurde der Nitrozellulosefilter mit einer Pipettenspitze (Eppendorf) in einem Eppendorfröhrchen zerdrückt und nach Zugabe von 20 µl Elutionspuffer (EP) (10 mM Tris/HCl, 1 mM EDTA, 0.1% SDS, pH 8) mit einer Pipettenspitze ausgequetscht. Der Elutionsansatz wurde für 30 Minuten auf Eis gestellt und anschliessend für 5 Minuten zentrifugiert (Eppendorf-Tischzentrifuge, 12000 Upm). Danach wurde die Elutionslösung abgehoben und in ein weiteres Eppendorfröhrchen überführt. Zum Filter wurden 50 µl TE-Puffer gegeben und der Ansatz für 3 Minuten geschüttelt (Eppendorf-Schüttler). Anschliessend wurde die Spüllösung abgehoben und mit der Elutionslösung vereinigt. Nach insgesamt drei Elutions- und Spülschritten waren etwa 95% der gebundenen DNA eluiert (Kontrolle durch Zählen der an den Filter gebundenen Restaktivität; Cerenkow). Nach dem Entfernen eventuell vorhandener Filterbruchstücke durch Zentrifugation (siehe oben) wurde die Radioaktivität des Eluats (210 µl) gemessen.Such a concentration determination is described below. 0.12 pmol promoter fragment (see Section B, 2 .; specific activity: 4 x 10⁴ cpm / pmol) were for 2 minutes at 37 ° C in 50 ul binding buffer (BP) (20 mM Tris-HCl, pH 8.0 10 mM MgCl₂ , 0.1 mM EDTA, 1 mM DTT, 5% glycerin, 120 mM KCl). E.coli RNAP (Pharmacia, Sweden) was diluted at 0 ° C in BP containing 120 mM KCl. Each 100 ul of such a dilution was incubated for 2 minutes at 37 ° C and then pipetted to the solution with the promoter fragment. The batches were kept at 37 ° C. for 5 minutes, after which 300 μl BP containing 0.8 μg single-stranded M13mp8 DNA (see Section B, 3.), which had been preincubated at 37 ° C. for 2 minutes, were added. After a further 5 minutes of incubation at 37 ° C., the batches were filtered at 37 ° C. over nitrocellulose. Such a filtration process is described below. First, a nitrocellulose filter (nitrocellulose filter BA, 0.45 µm; Sartorius, Göttingen) was cut into small square pieces (4 x 4 mm) and soaked in BP containing 40 mM KCl. Such a piece was then transferred to a likewise soaked glass fiber filter (GF / A, Whatman), which is on a There was a glass frit. This glass frit was again in a 37 ° C water bath and was connected to a water jet pump. The reaction batches (see above) were filtered at a filtration rate of 1 ml / minute. The filter was then rinsed with 1 ml BP containing 40 mM KCl (preheated to 37 ° C). To elute the filter-bound DNA, the nitrocellulose filter was crushed with a pipette tip (Eppendorf) in an Eppendorf tube and, after adding 20 μl elution buffer (EP) (10 mM Tris / HCl, 1 mM EDTA, 0.1% SDS, pH 8), squeezed out with a pipette tip . The elution batch was placed on ice for 30 minutes and then centrifuged for 5 minutes (Eppendorf benchtop centrifuge, 12000 rpm). The elution solution was then removed and transferred to another Eppendorf tube. 50 μl of TE buffer were added to the filter and the mixture was shaken for 3 minutes (Eppendorf shaker). The rinsing solution was then lifted off and combined with the elution solution. After a total of three elution and rinsing steps, about 95% of the bound DNA was eluted (control by counting the residual activity bound to the filter; Cerenkow). After removing any existing filter fragments by centrifugation (see above), the radioactivity of the eluate (210 µl) was measured.
Die Berechnung der Konzentration an aktiver Polymerase in einer RNAP-Lösung ist nachfolgend beschrieben. Bei Ueberschuss von aktiver Polymerase gegenüber dem Promotorfragment bilden die Zählwerte ein Plateau, wobei der Plateauwert einer Menge von 0.12 pMolen Promotorfragment (gleiche Fragmentkonzentration wie in den Versuchen eingesetzt) entspricht. Aus den im Unterschuss von Polymerase gegenüber dem Promotorfragment erhaltenen Zählwerten kann nun für jede RNAP-Verdünnung die Konzentration an aktiver Polymerase unter Berücksichtigung des Verdünnungsfaktors über das Verhältnis Zählwert Unterschuss RNAP/Zählwert Ueberschuss RNAP ermittelt werden.The calculation of the concentration of active polymerase in an RNAP solution is described below. If there is an excess of active polymerase compared to the promoter fragment, the count values form a plateau, the plateau value corresponding to an amount of 0.12 pmoles of promoter fragment (same fragment concentration as used in the experiments). From the count values obtained in the deficit of polymerase compared to the promoter fragment, the concentration of active polymerase can now be determined for each RNAP dilution, taking into account the dilution factor, using the ratio of the deficit RNAP count / excess RNAP count.
Bei der Herleitung der Kass wurde angenommen, dass der Zerfall von RNAP/Promotor-Komplexen während der Versuchszeit vernachlässigbar ist (siehe Abschnitt B, 1.). Diese Annahme wurde in Experimenten überprüft, mit deren Hilfe die Halbwertszeit von RNAP/Promotor-Komplexen bestimmt werden konnte. Eine solche Bestimmung ist nachfolgend beschrieben. Zunächst wurden RNAP/PN25-Komplexe durch Inkubation von 0.06 pMolen Promotorfragment (siehe Abschnitt B, 2.; spezifische Aktivität: 2.4 x 10⁶ cpm/pMol) mit 1.2 pMolen aktiver Polymerase in BP enthaltend 120 mM KCl für 5 Minuten bei 37°C ausgebildet. Nach Zugabe von 5 µg einzelsträngiger M13mp8-DNA (siehe Abschnitt B, 3.) wurden aus dem Ansatz, der weiter bei 37°C gehalten wurde, zu verschiedenen Zeiten (0-180 Minuten) Proben entnommen und bei 37°C über Nitrozellulosefilter filtriert (siehe Abschnitt B, 4.). Die filtergebundene Radioaktivität wurde, wie in Abschnitt B, 4. gemessen, und die erhaltenen Werte gegen die Reaktionszeit aufgetragen. Die Auswertung dieses Diagramms ergab, dass unter diesen Versuchsbedingungen Komplexe aus RNAP und Promotor PN25 eine Halbwertszeit von ungefähr 3 Stunden haben.When deriving the K ass , it was assumed that the decay of RNAP / promoter complexes is negligible during the test period (see Section B, 1.). This assumption was verified in experiments that were used to determine the half-life of RNAP / promoter complexes. Such a determination is described below. First, RNAP / P N25 complexes were incubated by incubating 0.06 pmoles of promoter fragment (see Section B, 2 .; specific activity: 2.4 × 10⁶ cpm / pmole) with 1.2 pmoles of active polymerase in BP containing 120 mM KCl for 5 minutes at 37 ° C. educated. After addition of 5 μg of single-stranded M13mp8 DNA (see Section B, 3.), samples were taken from the mixture, which was kept at 37 ° C., at various times (0-180 minutes) and filtered at 37 ° C. through nitrocellulose filters (see section B, 4.). The filter bound radioactivity was measured as measured in Section B, 4. and the values obtained plotted against the reaction time. The evaluation of this diagram showed that under these experimental conditions, complexes from RNAP and promoter P N25 have a half-life of approximately 3 hours.
Die kinetischen Messungen zur Bestimmung von Kass für RNAP und dem Promotor PN25 wurden unter "pseudo first order" Bedingungen, d.h. bei hohem RNAP-Ueberschuss, durchgeführt. Dazu werden die Versuchsbedingungen und Reaktionszeiten so gewählt, dass die Rückreaktion, d.h. der Zufall von gebildeten RNAP/Promotor-Komplexen, vernachlässigt werden konnte (Versuchsdauer maximal 7 Minuten bei einer Halbwertszeit der Komplexe von ungefähr 180 Minuten; siehe Abschnitt B, 5.). Die Bindungsreaktionen wurden alle nach einem einheitlichen Schema durchgeführt, wobei in drei unabhängigen Versuchsreihen sowohl die Reaktionsvolumina als auch die Konzentration der Reaktanten variiert wurden. Dabei wurden die PN25 Promotorfragmente in Puffer vorinkubiert, bevor die ebenfalls in Puffer vorinkubierte RNAP-Lösung, deren Konzentration an aktiver Polymerase in parallel durchgeführten Versuchen wie in Abschnitt B, 4. beschrieben, bestimmt wurde, zugegeben und die Reaktion durch Mischen des Ansatzes gestartet wurde. Nach den gewählten Reaktionszeiten (1-120 Sekunden) wurde die Reaktion durch Zugabe von einzelsträngiger M13mp8-DNA (siehe Abschnitt B, 3.) gestoppt. Danach wurden die gebildeten RNAP/Promotor-Komplexe über Filterbindungsversuche (siehe Abschnitt B, 4.) quantitativ erfasst. Nachfolgend sind drei Versuche zur Bestimmung der Komplexbildungsraten Kass beschrieben.The kinetic measurements for determining K ass for RNAP and the promoter P N25 were carried out under "pseudo first order" conditions, ie with a high RNAP excess. For this purpose, the test conditions and reaction times are chosen so that the back reaction, ie the chance of RNAP / promoter complexes formed, can be neglected (
50 µl PN25 Promotorfragment (0.045 nM, spezifische Aktivität 3 x 10⁶ cpm/pMol) in BP enthaltend 120 mM KCl wurden für 2 Minuten bei 37°C inkubiert. RNAP wurde bei 0°C schrittweise (jeweils 1:10 bis 1:20) in BP enthaltend 120 mM KCl verdünnt. Anschliessend wurden 100 µl einer 1:5000 Verdünnung für 2 Minuten bei 37°C vorinkubiert (die Konzentration von aktiver Polymerase betrug 0.42 nM; siehe Abschnitt B, 4.). Die Lösungen mit dem PN25 Promotorfragment und der RNAP wurden vereinigt und die Assoziationsreaktion durch Mischen des Ansatzes gestartet. Nach 10 Sekunden Inkubation bei 37°C wurden 300 µl für 2 Minuten bei 37°C Inkubierte BP-Lösung enthaltend 0.8 µg einzelsträngige M13mp8-DNA, zugegeben. Nach Inkubation für 5 Minuten bei 37°C wurde der Ansatz, wie vorstehend beschrieben, bei 37°C über Nitrozellulose filtriert, das Filter mit 200 µl BP enthaltend 40 mM KCl gespült und anschliessend die filtergebundene Radioaktivität bestimmt (Cerenkow). Weitere elf Versuche wurden unter gleichen Bedingungen durchgeführt, wobei die Assoziationsreaktionen nach 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 15, 20, 60 bzw. 120 Sekunden durch Zugabe der einzelsträngigen M13mp8-DNA gestoppt wurden. Die erhaltenen Zählwerte aller zwölf Teilversuche wurden in Abbildung 15 gegen die Reaktionszeit aufgetragen, wobei die gestrichelte Linie die maximal filterbindbare Radioaktivität darstellt. Zur Bestimmung dieses Wertes wurden 50 µl PN25 Promotorfragment mit 100 µl BP enthaltend 120 mM KCl und 1 pMol aktiver Polymerase für 3 Minuten bei 37°C inkubiert. Danach wurde die Reaktion gestoppt und der Ansatz wie beschrieben aufgearbeitet. Die maximal binddbare Radioaktivität (A₀) entspricht der Menge an eingesetzten Promotorfragmenten (bzw. 100% RNAP/PN25-Komplexen). Die Differenz aus A₀ und der zum Zeitpunkt t gebundenen Radioaktivität (X) ist ein relatives Mass für das freie Promotorfragment. Der Ausdruck (A₀-X)/A₀ gibt dann den Anteil von freiem Promotorfragment zum Zeitpunkt t an. Für alle Teilversuche wurde der Ausdruck -ln[(A₀-X)/A₀] berechnet und gegen die Reaktionszeit t aufgetragen (siehe Abb. 16). Die Steigung m der Regressionsgeraden entspricht der Geschwindigkeitskonstanten m der Gleichungen (3) und (4) aus Abschnitt 1 und wurde als m = 0.12/Sekunde berechnet. Unter Berücksichtigung der Konzentration an aktiver Polymerase von 0.42 nM (wie in Abschnitt B, 4. bestimmt) ergab sich über die Beziehung Kass = m/R (Gleichung (2) in Abschnitt 1) eine Kass von 2.8 x 10⁸ M⁻¹ · sek⁻¹.50 ul P N25 promoter fragment (0.045 nM, specific activity 3 x 10⁶ cpm / pMol) in BP containing 120 mM KCl were incubated at 37 ° C for 2 minutes. RNAP was gradually diluted at 0 ° C (1:10 to 1:20 in each case) in BP containing 120 mM KCl. Then 100 µl of a 1: 5000 dilution were preincubated for 2 minutes at 37 ° C (the concentration of active polymerase was 0.42 nM; see Section B, 4.). The solutions with the P N25 promoter fragment and the RNAP were combined and the association reaction started by mixing the mixture. After 10 seconds of incubation at 37 ° C., 300 μl of BP solution incubated at 37 ° C. for 2 minutes, containing 0.8 μg of single-stranded M13mp8 DNA, were added. After incubation for 5 minutes at 37 ° C., the batch was filtered over nitrocellulose at 37 ° C., the filter was rinsed with 200 μl BP containing 40 mM KCl and the filter-bound radioactivity was then determined (Cerenkow). Another eleven experiments were carried out under the same conditions, the association reactions after 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 15, 20, 60 and 120 seconds were stopped by adding the single-stranded M13mp8 DNA. The count values obtained from all twelve partial experiments were plotted against the reaction time in Figure 15, the dashed line representing the maximum filter-bindable radioactivity. To determine this value, 50 ul P N25 promoter fragment with 100 ul BP containing 120 mM KCl and 1 pmol of active polymerase were incubated at 37 ° C for 3 minutes. The reaction was then stopped and the mixture was worked up as described. The maximum bindable radioactivity (A₀) corresponds to the amount of promoter fragments used (or 100% RNAP / P N25 complexes). The difference between A₀ and the radioactivity (X) bound at time t is a relative measure of the free promoter fragment. The expression (A₀-X) / A₀ then indicates the proportion of free promoter fragment at time t. The expression -ln [(A₀-X) / A₀] was calculated for all partial tests and plotted against the reaction time t (see Fig. 16). The slope m of the regression line corresponds to the rate constant m of equations (3) and (4) from
Die Versuche 2 und 3 wurden in zum Versuch 1 analoger Weise durchgeführt, wobei die Reaktanten bezogen auf die Reaktionslösungen in folgenden Konzentrationen vorlagen:
Promotorfragment PN25: 0.02 nM
aktive RNAP: 0.32 nM
Reaktionszeiten: 2, 4, 8, 10, 15, 20 und 60 Sekunden
Promoter fragment P N25 : 0.02 nM
active RNAP: 0.32 nM
Response times: 2, 4, 8, 10, 15, 20 and 60 seconds
Promotorfragment PN25: 0.02 nM
aktive RNAP: 0.15 nM
Reaktionszeiten: 2, 4, 8, 10, 15, 20 und 60 Sekunden
Promoter fragment P N25 : 0.02 nM
active RNAP: 0.15 nM
Response times: 2, 4, 8, 10, 15, 20 and 60 seconds
Die erhaltenen Zählwerte wurden, wie für Versuch 1 beschrieben, ausgewertet (siehe Abb. 17 und 18), wobei folgende Werte ermittelt wurden:The count values obtained were evaluated as described for experiment 1 (see FIGS. 17 and 18), the following values being determined:
m = 0.104/Sek.; Kass = 3.2 x 10⁸ M⁻¹ · sek⁻¹
m = 0.104 / sec; K ass = 3.2 x 10⁸ M⁻¹ · sec⁻¹
m = 0.04/Sek.; Kass = 2.7 x 10⁸ M⁻¹ · sek⁻¹
m = 0.04 / sec .; K ass = 2.7 x 10⁸ M⁻¹ · sec⁻¹
Gemittelt über alle drei Versuche wurde als Komplexbildungsrate Kass für RNAP und den Promotor PN25 folgender Wert erhalten:
Kass = 2.9 x 10⁸ M⁻¹ · sek⁻¹.Averaged over all three experiments, the following value was obtained as the complex formation rate K ass for RNAP and the promoter P N25 :
K ass = 2.9 x 10⁸ M⁻¹ · sec⁻¹.
Dieser Wert kann mit einem Fehler von annähernd 15% behaftet sein, da die Messfehler sowohl bei der Konzentrationsbestimmung von Promotorfragmenten und selektiver RNAP als auch bei den Filterbindungsversuchen in der Grössenordnung von 10% leigen.This value can be associated with an error of approximately 15%, since the measurement errors in the concentration determination of promoter fragments and selective RNAP as well as in the filter binding tests are of the order of magnitude of 10%.
Die Komplexbildungsraten für RNAP und die Expressionskontrollsequenzen tacOP29, N25*/0, N25OP29, N25OpSN25Op29, A1, A1OPSA1, A1OPSCONA1, A1pOPSA1 und OPA1OPSA1 wurden über Relativmessungen mit den Promotoren PN25 bzw. PA1 als internen Standard ermittelt. Dabei wurden folgende Ueberlegungen zugrunde gelegt:The complex formation rates for RNAP and the expression control sequences tacOP29, N25 * / 0, N25OP29, N25OpSN25Op29, A1, A1OPSA1, A1OPSCONA1, A1pOPSA1 and OPA1OPSA1 were determined via relative measurements with the promoters P N25 and P A1 as internal standards. The following considerations were used:
In einer Mischung verschiedener Promotoren kompetieren diese entsprechend ihrer Komplexbildungsraten von RNAP, falls diese im Unterschuss vorliegt.In a mixture of different promoters, these compete for RNAP according to their complex formation rates, if this is in deficit.
Für die zeitliche Aenderung der Promotorkonzentration einer bimolekularen Reaktion zweiter Ordnung zwischen RNAP und Promotor gilt bei hoher Halbwertzeit der gebildeten Komplexe Gleichung (1) (siehe Abschnitt B) dP/dt = -Kass x R x P.Second for the temporal change of the concentration of promoter of a bimolecular reaction order between RNAP and promoter applies at high half-life of the complexes formed equation (1) (see section B) dP / dt = -K ass x R x P.
In einer Reaktionsmischung mit verschiedenen Promotoren ist die Konzentration an freier RNAP zu jeder Zeit für alle Promotoren gleich. Deshalb gelten für zwei Promotoren a und b mit den Komplexbildungsraten Kass,a und Kass,b folgende Beziehungen:
- dPa/Pa x 1/Kass,a = R x dt
- dPb/Pb x 1/Kass,b = R x dt
In a reaction mixture with different promoters, the concentration of free RNAP is the same for all promoters at all times. The following relationships therefore apply to two promoters a and b with the complex formation rates K ass, a and K ass, b :
- dP a / P a x 1 / K ass, a = R x dt
- dP b / P b x 1 / K ass, b = R x dt
Da R x dt für beide Promotoren gleich ist, gilt:
- dPa/Pa x 1/Kass,a = - dPb/Pb x 1/Kass,b
oder umgeformt:
- dPa/Pa = - Kass,a/Kass,b x dPb/Pb
Since R x dt is the same for both promoters, the following applies:
- dP a / P a x 1 / K ass, a = - dP b / P b x 1 / K ass, b
or reshaped:
- dP a / P a = - K ass, a / K ass, b x dP b / P b
Nach Integration erhält man:
- ln[(A₀-x)/A₀]= - Kass,a/Kass,bx ln[(B₀-y)/B₀]
bzw.
Kass,b= Kass,a x -ln[(B₀-y)/B₀]/-ln[(A₀-x)/A₀] (6)
mit A₀ und B₀ als Gesamtmenge der im RNAP Ueberschuss gebundenen Promotoren a bzw. b, sowie mit x und y als der Menge an im RNAP Unterschuss gebildeten Komplexen aus RNAP und Promotor a, bzw. aus RNAP und Promotor b.After integration you get:
- ln [(A₀-x) / A₀] = - K ass, a / K ass, b x ln [(B₀-y) / B₀]
respectively.
K ass, b = K ass, a x -ln [(B₀-y) / B₀] / - ln [(A₀-x) / A₀] (6)
with A₀ and B₀ as the total amount of the promoters a and b bound in the RNAP excess, and with x and y as the amount of complexes formed from RNAP and promoter a in the RNAP deficit, or from RNAP and promoter b.
Radioaktiv-markierte DNA Fragmente (siehe Abschnitt B.2) mit den entsprechenden Expressionskontrollsequenzen (siehe Beispiel 2) wurden in parallelen Ansätzen in einem Volumen von 30µl mit unterschiedlichen Mengen an RNAP für 2 Min. bei 37°C in Bindungspuffer (siehe Abschnitt B.6) inkubiert.Radioactive-labeled DNA fragments (see section B.2) with the corresponding expression control sequences (see example 2) were mixed in parallel in a volume of 30 μl with different amounts of RNAP for 2 min at 37 ° C. in binding buffer (see section B. 6) incubated.
Dann wurden 20µl Bindungspuffer (37°C) mit 1µg einzelsträngiger M13mp8-DNA (siehe Abschnitt B.3) zur Beendigung der Assoziationsreaktion zugegeben, bevor nach weiteren 2 Min. bei 37°C die Ansätze über Nitrozellulosefilter filtriert wurden (siehe Abschnitt B.4).Then 20µl binding buffer (37 ° C) with 1µg single-stranded M13mp8-DNA (see section B.3) was added to terminate the association reaction before after another 2 min at 37 ° C the batches were filtered through nitrocellulose filters (see section B.4 ).
Die auf dem Filter zurückgehaltenen Komplexe wurden eluiert (siehe Abschnitt B.4) und nach einer Extraktion mit Phenol mit Aethanol präzipitiert, bevor die DNA in 30µl Probenpuffer aufgenommen wurde. Anschliessend wurde ein Drittel der vorhandenen DNA nach der Vorschrift von Maniatis (supra) in 6%-igen Polyacrylamidgelen mit 8.3 M Harnstoff elektrophoretisiert und über Autoradiographie sichtbar dargestellt.The complexes retained on the filter were eluted (see Section B.4) and, after extraction with phenol, precipitated with ethanol before the DNA was taken up in 30 µl sample buffer. Subsequently, a third of the existing DNA was electrophoresed in 6% polyacrylamide gels with 8.3 M urea according to the instructions of Maniatis (supra) and visualized by autoradiography.
Für jedes Verhältnis von RNAP zu Promotor wurde zunächst für jeden Promotor die Menge an gebundenem Promotor (X für PN25, Y für den zu vermessenden Promotor) bestimmt. Dazu wurden die einzelnen Spuren in den Autoradiogrammen, die jeweils einem Versuch mit einer gewissen Menge an RNAP entsprachen, densitometrisch vermessen (Densitometer Elscript 400, Firma Hirschmann, Unterhachingen, BRD). Aus Spuren, deren Verhältnis von RNAP zu Promotor grösser als/gleich 1 war, ergeben sich die Mittelwerte für die Gesamtmengen an bindungsfähigen Promotoren (A₀ für PN25, B₀ für den zu vermessenden Promotor).For each ratio of RNAP to promoter, the amount of bound promoter (X for P N25 , Y for the promoter to be measured) was first determined for each promoter. To the individual tracks in the autoradiograms, which each corresponded to a test with a certain amount of RNAP, were measured densitometrically (densitometer Elscript 400, from Hirschmann, Unterhachingen, FRG). The mean values for the total amounts of bindable promoters (A₀ for P N25 , B₀ for the promoter to be measured) result from traces whose ratio of RNAP to promoter was greater than / equal to 1.
Zur Ermittlung der Komplexbildungsraten wurden nun für jedes RNAP/Promotor-Verhältnis die Werte für -ln((A₀-x)/A₀) und -ln((B₀-y)/B₀) berechnet und graphisch gegeneinander aufgetragen. Die Steigung der erhaltenen Geraden m entspricht dem Ausdruck -ln[(B₀-y)/B₀]/-ln[(A₀-x)/A₀] aus Gleichung (6). Mit Hilfe dieses Wertes und der Komplexbildungsrate des Promotor PN25 ergibt sich nun mit Hilfe der Gleichung (6) die Komplexbildungsrate für den vermessenen Promotor.To determine the complex formation rates, the values for -ln ((A₀-x) / A₀) and -ln ((B₀-y) / B₀) were calculated for each RNAP / promoter ratio and plotted against each other. The slope of the straight line m obtained corresponds to the expression -ln [(B₀-y) / B₀] / - ln [(A₀-x) / A₀] from equation (6). With the aid of this value and the complex formation rate of the promoter P N25 , the complex formation rate for the measured promoter is now obtained using equation (6).
Exemplarisch ist nachfolgend die Ermittlung der Komplexbildungsrate für den Promotor A1 beschrieben. In sieben parallelen Ansätzen wurden jeweils ungefähr 0.02 pMol Fragment mit dem Promotor PN25 (∼10.000cpm) und ungefähr 0.02 pMol Fragment mit dem Promotor PA1 (∼10.000 cpm) mit unterschiedlichen Mengen an RNAP (0.004-0.12 pMol) inkubiert. In Tabelle 1 sind für die einzelnen Versuche die RNAP/Promotor-Verhältnisse, die erhaltenen densitometrischen Werte sowie die daraus berechneten Werte aufgeführt.
In Abbildung 19 sind die in Tabelle 1 aufgeführten Werte graphisch dargestellt. Für die Steigung der Geraden wurde der Wert m=0.5 erhalten. Damit ergibt sich mit Hilfe von Gleichung (6) (siehe oben):
Für die übrigen Expressionskontrollsequenzen wurden folgende Komplexbildungsraten erhalten.
tacOP29 : Kass = 0,85x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
N25*/0 : Kass = 2.9x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
B25OP29 Kass = 2.9x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
N25OPSN25OP29: Kass = 2.9x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
The following complex formation rates were obtained for the other expression control sequences.
tacOP29: K ass = 0.85x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
N25 * / 0: K ass = 2.9x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
B25OP29 K ass = 2.9x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
N25OPSN25OP29: K ass = 2.9x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
Diese Werte können mit einem Fehler von annähernd 15% behaftet sein.These values can have an error of approximately 15%.
Die Komplexbildungsraten der Expressionskontrollsequenzen A1OPSA1, A1OPSCONA1, A1pOPSA1 und OPA1OPSA1 wurden mit dem Promotor PA1 als internem Standard wie in Abschnitt C.2 beschrieben, bestimmt. Exemplarisch ist nachfolgend die Ermittlung der Komplexbildungsrate für das Element A1OPSA1 beschrieben. In Tabelle 2 sind für die vier durchgeführten Parallelversuche mit unterschiedlicher Menge an RNAP die RNAP/Promotor-Verhältnisse, die erhaltenen densitometrischen Werte, sowie die daraus berechneten Werte aufgeführt:
In Abbildung 20 sind die in Tabelle 2 aufgeführten Werte graphisch dargestellt. Für die Steigung der Geraden wurde der Wert m=0,4 erhalten. Damit ergibt sich mit Hilfe von Gleichung (6):
Kass, A1OPSA1=Kass,A1xm(Kass, A1=1.5x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
Kass, A1OPSA1=1.5x0.4x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
Kass, A1OPSA1=0.6x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
Für die übrigen Expressionskontrollsequenzen wurden folgende Komplexbildungsraten erhalten:
A1OPSCONA1 : Kass = 1.7x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
A1pOPSA1 : Kass = 0.6x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
OPA1OPSA1 : Kass = 0.6x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
Diese Werte können mit einem Fehler von annähernd 15% behaftet sein.Figure 20 shows the values listed in Table 2 graphically. The value m = 0.4 was obtained for the slope of the straight line. With the help of equation (6):
K ass, A1OPSA1 = K ass, A1 xm (K ass, A1 = 1.5x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
K ass, A1OPSA1 = 1.5x0.4x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
K ass, A1OPSA1 = 0.6x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
The following complex formation rates were obtained for the other expression control sequences:
A1OPSCONA1: K ass = 1.7x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
A1pOPSA1: K ass = 0.6x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
OPA1OPSA1: K ass = 0.6x10⁸M⁻¹xsec⁻¹
These values can have an error of approximately 15%.
Die in vivo Promotorstärken der Expressionskontrollsequenzen wurden relativ zum Promotor für das β-Lactamase Gen (Pbla) als internem Standard nach dem von Deuschle et al. (supra) beschriebenen Verfahren bestimmt. Dazu wurden pDS3-Derivate mit den entsprechenden Expressionskontrollsequenzen in E. coli M15 Zellen, die das Plasmid pDMI,1 enthielten, transformiert. Aus Kulturen dieser Transformanten wurde dann die in Anwesenheit von IPTG (Induktor) während einer bestimmten Zeit synthetisierte, radioaktiv markierte RNA isoliert und anschliessend in getrennten Ansätzen gegen folgende, im Ueberschuss vorliegenden einzelsträngigen DNA-Proben hybridisiert: 1) M13mp9dhfr-DNA, 2) M13mp9bla-DNA und 3) M13mp9-DNA als Kontrolle. Nach RNase-Behandlung zum Abbau nicht hybridisierter RNA wurden die Ansätze über Nitrozellulosefilter filtriert. Da RNA/DNA-Hybride auf Nitrozellulose zurückgehalten werden, ist die filtergebundene Radioaktivität ein Mass für die in den einzelnen Ansätzen vorhandene Menge an RNA, die Komplementär zu den eingesetzten DNA-Proben ist. Nach Abzug der in der Kontrolle (einzelsträngige M13mp9-DNA) gebundenen Radioaktivität wurde das Verhältnis von durch einzelsträngige M13mp9dhfr-DNA gebundener Radioaktivität (die entsprechende RNA wurde unter Kontrolle der zu vermessenden Expressionskontrollsequenz synthetisiert) zu durch einzelsträngige M13mp9bla-DNA gebundener Radioaktivität (diese RNA wurde unter Kontrolle von Pbla synthetisiert) bestimmt. Nach einer erforderlichen Korrektur gibt dieses Verhältnis die Promotorstärke der vermessenen Expressionskontrollsequenz in Pbla-Einheiten an.The in vivo promoter strengths of the expression control sequences were determined relative to the promoter for the β-lactamase gene (P bla ) as an internal standard according to the method described by Deuschle et al. (supra) described method determined. To do this pDS3 derivatives with the appropriate expression control sequences were transformed into E. coli M15 cells which contained the plasmid pDMI, 1. The cultures radioactively labeled RNA synthesized in the presence of IPTG (inductor) for a certain period of time were then isolated from cultures of these transformants and then hybridized in separate batches to the following excess single-stranded DNA samples: 1) M13mp9dhfr-DNA, 2) M13mp9bla -DNA and 3) M13mp9-DNA as control. After RNase treatment to break down non-hybridized RNA, the batches were filtered through nitrocellulose filters. Since RNA / DNA hybrids are retained on nitrocellulose, the filter-bound radioactivity is a measure of the amount of RNA present in the individual batches, which is complementary to the DNA samples used. After deducting the radioactivity bound in the control (single-stranded M13mp9-DNA), the ratio of radioactivity bound by single-stranded M13mp9dhfr-DNA (the corresponding RNA was synthesized under the control of the expression control sequence to be measured) to radioactivity bound by single-stranded M13mp9bla-DNA (this RNA was synthesized under control of P bla ). After a necessary correction, this ratio indicates the promoter strength of the measured expression control sequence in P bla units.
Zur Herstellung des Phagen M13mp9dhfr wurde das BamHI-HindIII Fragment des Plasmids pDS1,to1⁺, enthaltend das dhfr-Gen in DNA des Phagen M13mp9 (Pharmacia Schweden; geschnitten mit BamHI und HindIII) nach bekannten Methoden (Maniatis et al., supra) integriert. Der Phage M13mp9bla wurde in analoger Weise hergestellt, wobei das EcoRI-PstI Fragment aus dem Plasmid pDS1,to1⁺ mit Teilen des bla-Gens in DNA des Phagen M13mp9 (geschnitten mit EcoRI und PstI) integriert wurde. Danach wurde einzelsträngige M13mp9-DNA, M13mp9dhfr-DNA und M13mp9bla-DNA in analoger Weise, wie in Beispiel 3 B.3 für die Herstellung von einzelsträngiger M13mp8-DNA beschrieben, hergestellt.To produce the phage M13mp9dhfr, the BamHI-HindIII fragment of the plasmid pDS1,
Die Bestimmung der Promotorstärken nach dem von Deuschle et al. (supra) beschriebenen Verfahren wurde wie folgt durchgeführt:The determination of the promoter strengths according to that of Deuschle et al. (supra) described procedure was carried out as follows:
E. coli M15-Zellen, enthaltend das Plasmid pDMI,1, sowie ein pDS3-Derivat mit einer der verschiedenen Expressionskontrollsequenzen (siehe Beispiel 2), wurden in 20%-igem Glyzerin bei -20°C gelagert. 10ml LB-Medium, enthaltend 100 µg/ml Ampicillin und 25 µg/ml Kanamycin wurden mit einer vorstehend genannten Stammkultur angeimpft und über Nacht bei 37°C im Schüttelinkubator (180 Upm) wachsen gelassen. 0.1 ml dieser Uebernachtkultur wurden in 25ml auf 37°C vorgewärmtes M9-Minimalmedium (J.H. Miller, supra), enthaltend 5% Caseinhydrolysat, 0.1% Bactotrypton, 0.05% Hefeextrakt, 0.05% NaCl, 0.5% Glyzerin, lmM IPTG, 100µg/ml Ampicillin und 25 µg/ml Kanamycin, verdünnt. Die Zellen wurden bei 37°C im Schüttelinkubator (250 Upm) bis zu einer optischen Dichte von OD₆₀₀=0.6 wachsen gelassen. Zu 10ml dieser Kultur wurden 0.5mCi 5,6-³H-Uridin (40-60mCi/mMol, 1mCi/ml wässrige Lösung; Amersham, Braunschweig, FRG) zugegeben. Nach 45 Sekunden wurde die Kultur mit Hilfe von flüssigem Stickstoff schnell auf 0°C abgekühlt, bevor die Zellen abzentrifugiert und anschliessend in TES-Puffer (20mM Tris-HCL, pH 8.0, 10 mM EDTA, 100 mM NaCl, 1% SDS) resus pendiert wurden. Nach Inkubation für 3 Minuten bei 95°C wurde die resultierende Mischung lysierter Zellen nach dem von Glisin et al. (Biochemistry 13, 2633-2637 [1974]) beschriebenen Verfahren zentrifugiert (CsCl-Gradientenzentrifugation, 150.000xg, 16 Stunden, 20°C). Nach Entfernung des Ueberstandes wurden die Zentrifugenröhrchen 0.8 cm über dem Boden mit Hilfe eines erhitzten Skalpells abgeschnitten. Die RNA im unteren Teil des Röhrchens wurde mit 2 x 80 µl TE-Puffer, enthaltend 0.2% SDS, gelöst und anschliessend mit Aethanol in Gegenwart von 3M Natriumacetat präzipitiert. Der Niederschlag wurde mit 80%igem Aethanol gewaschen, im Vakuum getrocknet und anschliessend in Hybridisierungspuffer (siehe unten) gelöst. In der Regel wurden 200-300 µg RNA mit einer spezifischen Aktivität von 1-3 x 10⁵ cpm (Cerenkow) / µg RNA aus 10ml Kultur erhalten.E. coli M15 cells, containing the plasmid pDMI, 1, and a pDS3 derivative with one of the various expression control sequences (see Example 2), were stored in 20% glycerol at -20 ° C. 10 ml of LB medium containing 100 μg / ml ampicillin and 25 μg / ml kanamycin were inoculated with an above-mentioned stock culture and grown overnight at 37 ° C. in a shaking incubator (180 rpm). 0.1 ml of this overnight culture was prewarmed in 25 ml of M9 minimal medium (JH Miller, supra), containing 5% casein hydrolyzate, 0.1% bactotrypton, 0.05% yeast extract, 0.05% NaCl, 0.5% glycerol, lmM IPTG, 100 µg / ml ampicillin in 25 ml preheated to 37 ° C and 25 µg / ml kanamycin, diluted. The cells were grown at 37 ° C. in a shaking incubator (250 rpm) to an optical density of OD₆₀₀ = 0.6. 0.5
Alle Hybridisierungen wurden bei 42°C in 20µl Hybridisierungspuffer (50% Formamid, 300mM NaCl, 20mM Tris-HCL, pH 8.0, 0.5mM EDTA) während 2 Stunden durchgeführt. In einem typischen Experiment wurden 10µl der in vivo ³H-RNA (∼5 x 10⁵ cpm) mit 10 µl einzelsträngiger M13mp9-DNA (0.2 pMole, Kontrolle), M13mp9dhfr-DNA (0.2 pMole), bzw. M13mp9bla-DNA (0.2 pMole) gemischt, für 3 Minuten bei 65°C inkubiert und dann für 2 Stunden bei 42°C gehalten.All hybridizations were carried out at 42 ° C. in 20 μl hybridization buffer (50% formamide, 300 mM NaCl, 20 mM Tris-HCL, pH 8.0, 0.5 mM EDTA) for 2 hours. In a typical experiment, 10 µl of the in vivo ³H-RNA (∼5 x 10⁵ cpm) with 10 µl single-stranded M13mp9-DNA (0.2 pMole, control), M13mp9dhfr-DNA (0.2 pMole), or M13mp9bla-DNA (0.2 pMole) mixed, incubated for 3 minutes at 65 ° C and then kept at 42 ° C for 2 hours.
Die Hybridisierungsansätze wurden mit 2 x SSC-Puffer zehnfach verdünnt und durch Nitrozellulosefilter filtriert (0.45 µm BA85 Filter, Minifold-System, Schleicher und Schüll, FRG). Die Kapazität der verwendeten Filter für einzelsträngige M13mp9-DNA betrug ungefähr 6pMole/cm². Die Filter wurden mit 2ml 2 x SSC-Puffer gewaschen, für 30 Minuten im Vakuum bei 80°C gebacken und dann für 1 Stunde bei 42°C in 100 ml 2 x SSC-Puffer, enthaltend 50 µg/ml RNase A, inkubiert. Anschliessend wurden die Filter dreimal mit je 100ml 2 x SSC-Puffer während 10 Minuten bei 42°C gewaschen. Nach dem Trocknen der Filter wurde die auf ihnen zurückgehaltene Radioaktivität in Szinbillationsflüssigkeit ("universal liquid scintillator", NEN) gezählt. Das Verhältnis von dhfr- zu bla-spezifischer RNA wurde unter Berücksichtigung der Anzahl der Uridine innerhalb der verschiedenen RNAs berechnet. Da die für dhfr und bla spezifischen einzelsträngigen DNA-Inserts für 169, bzw. 148 Uridine kodieren (148/169=0.87), ergibt sich die in vivo Promotorstärke S einer gewünschten Expressionskontrollsequenz in Pbla-Einheiten nach der Formel:
S=0.87x(cpmdhfr-cpmKontrolle)/(cpmbla-cpmKontrolle).The hybridization batches were diluted ten times with 2 x SSC buffer and filtered through nitrocellulose filters (0.45 µm BA85 filter, minifold system, Schleicher and Schull, FRG). The capacity of the filters used for single-stranded M13mp9 DNA was approximately 6 pmoles / cm². The filters were washed with 2 ml of 2 x SSC buffer, for 30 Baked in vacuo at 80 ° C for minutes and then incubated for 1 hour at 42 ° C in 100 ml of 2 x SSC buffer containing 50 µg / ml RNase A. The filters were then washed three times with 100 ml of 2 × SSC buffer for 10 minutes at 42 ° C. After the filters had dried, the radioactivity retained on them was counted in universal liquid scintillator (NEN). The ratio of dhfr- to bla-specific RNA was calculated taking into account the number of uridines within the different RNAs. Since the single-stranded DNA inserts specific for dhfr and bla encode 169 or 148 uridines (148/169 = 0.87), the in vivo promoter strength S of a desired expression control sequence in P bla units results according to the formula:
S = 0.87x (cpm dhfr -cpm control ) / (cpm bla -cpm control ).
Für jede der verschiedenen Expressionskontrollsequenzen wurde die Bestimmung der in vivo Promotorstärke, wie in Abschnitt C beschrieben, mindestens dreimal durchgeführt, wobei die synthetisierte, radioaktiv markierte RNA jeweils zweimal bestimmt wurde. Für die Expressionskontrollsequenz A1OPSA1 wurden beispielsweise folgende Werte bei der Bestimmung der synthetisierten RNA erhalten:
Damit ergaben sich für die in vivo Promotorstärken die folgenden Werte:
S₁ - 0.87x(33581-38)/(839-38) = 36.4 Pbla-Einheiten
S₂ - 0.87x(36099-22)/(831-22) = 38.8 Pbla-EinheitenThis resulted in the following values for the in vivo promoter strengths:
S₁ - 0.87x (33581-38) / (839-38) = 36.4 P bla units
S₂ - 0.87x (36099-22) / (831-22) = 38.8 P bla units
Als Mittelwert wurde eine in vivo Promotorstärke von 37,6 Pbla-Einheiten berechnet.An in vivo promoter strength of 37.6 P bla units was calculated as the mean.
Gemittelt über insgesamt drei Bestimmungen wurde für die Expressionskontrollsequenz A1OPSA1 eine Promotorstärke von 38.1 ± 3.4 Pbla-Einheiten berechnet. In Tabelle 3 sind für alle getesteten Expressionskontrollsequenzen die, wie vorstehend beschrieben, ermittelten Promotorstärken aufgeführt.
Die Repressionsfaktoren, d.h. das Verhältnis der in vivo Promotorstärken unter induzierten und reprimierten Bedingungen, für die einzelnen Expressionskontrollsequenzen wurden wie folgt bestimmt:The repression factors, i.e. the ratio of the in vivo promoter strengths under induced and repressed conditions for the individual expression control sequences were determined as follows:
Die Expressionskontrollsequenzen tacOP29, N25*/0, N25OP29, OPUA1 und OPUA1CON initiieren in vivo unter reprimierten Bedingungen (Ueberschuss an Repressor, kein Induktor) genügende Mengen an RNA, so dass diese direkt bestimmt werden konnten. Mittels der in Beispiel 4 bestimmten Werte für die in vivo Promotorstärke (induziert) wurden dann die Repressionsfaktoren berechnet.The expression control sequences tacOP29, N25 * / 0, N25OP29, OPUA1 and OPUA1CON initiate sufficient amounts of RNA in vivo under repressed conditions (excess repressor, no inducer) so that these could be determined directly. The repression factors were then calculated using the values for the in vivo promoter strength (induced) determined in Example 4.
Für die Expressionskontrollsequenzen lacOP29, N25OPSN25OP29, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSCONA1, A1pOPSA1 und OPA1OPSA1 wurde die in vivo Promotorstärke unter reprimierten Bedingungen indirekt bestimmt. Dazu wurde zunächst für die einzelnen Elemente die Menge an β-Galaktosidase, die in einem geeigneten System unter reprimierten Bedingungen produziert wurde, mittels eines enzymatischen Tests bestimmt. Die so erhaltenen Werte wurden dann mittels eines Korrekturfaktors in Pbla-Einheiten umgerechnet. Mit Hilfe der in Beispiel 4 bestimmten Werte wurden dann die Repressionsfaktoren berechnet.For the expression control sequences lacOP29, N25OPSN25OP29, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSCONA1, A1pOPSA1 and OPA1OPSA1, the in vivo promoter strength was determined indirectly under repressed conditions. For this purpose, the amount of β-galactosidase that was produced in a suitable system under repressed conditions was first determined for the individual elements by means of an enzymatic test. The so The values obtained were then converted into P bla units using a correction factor. The repression factors were then calculated using the values determined in Example 4.
Die in vivo Promotorstärken unter reprimierten Bedingungen wurde, wie in Beispiel 4 beschrieben, jedoch ohne Zugabe von IPTG, bestimmt. Die erhaltenen Werte sind in Tabelle 4 zusammengefasst:
Die pML3-Derivate mit den Expressionskontrollsequenzen lacOP29, tacOP29, N25OP29, N25OPSN25OP29, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSCONA1, A1pOPSA1, OPA1OPSA1, OPUA1 und OPUA1CON wurden zunächst nach bekannten, in der Literatur beschriebenen Methoden (Maniatis et al., supra) in E. coli M15 Zellen transformiert. Die erhaltenen transformierten E. coli M15 Zellen mit den entsprechenden Plasmiden wurden dann bis zur logarithmsichen Phase wachsen gelassen und die Menge an β-Galaktosidase wurde nach der Vorschrift von J.H. Miller ("Experiments in Molecular Genetics", Cold Spring Harbor, New York, 1972) bestimmt. Eine solche Bestimmung ist nachstehend am Beispiel der Expressionskontrollsequenz N25OP29 beschrieben.The pML3 derivatives with the expression control sequences lacOP29, tacOP29, N25OP29, N25OPSN25OP29, A1OPSA1, A10PSA10P21, A10PSA10P29, A1OPSCONA1, A1pOPSA1, OPA1OPSA1, OPUA1 and OPUA1Ci were first described in the methods described in E coli M15 cells transformed. The resulting transformed E. coli M15 cells with the corresponding plasmids were then grown to the logarithmic phase and the amount of β-galactosidase was determined according to the instructions of J.H. Miller ("Experiments in Molecular Genetics", Cold Spring Harbor, New York, 1972). Such a determination is described below using the example of the expression control sequence N25OP29.
10 ml supplementiertes Minimalmedium (J.H. Miller, supra) wurden mit 0.05 ml einer Uebernachtkultur von transformierten E. coli M15 Zellen, enthaltend Plasmid pML3/N25OP29 angeimpft, und bei 37°C im Schüttelinkubator (200 Upm) inkubiert. Nach Erreichen einer OD₆₀₀ (optische Dichte bei einer Wellenlänge von 600 nm) von 0.55 wurde die Kultur für 20 Minuten auf Eis gestellt. Danach wurde die optische Dichte erneut bestimmt. Es wurde ein Wert von OD₆₀₀ = 0.607 erhalten. 0.1 ml der Kultur wurden dann mit Z-Puffer (J.H. Miller, supra) auf ein Endvolumen von 1 ml verdünnt. Diese Probe wurde zusammen mit einer Kontrolle (1ml Z-Puffer) wie folgt behandelt:
Zugabe von 60 µl Chloroform und 30 µl 0.1% SDS (Zellaufschluss);
Mischen der Probe für 10 Sekunden mittels Vortex;
Inkubation der Probe für 5 Minuten bei 28°C;
Zugabe von 200 µl ONPG (J.H. Miller, supra);
Mischen der Probe mittels Vortex;
Inkubation der Probe bei 28°C bis Gelbfärbung sichtbar wurde;
Zugabe von 250µl 2M Na₂CO₃ (die Zeit zwischen der Zugabe von ONPG und Na₂CO₃ betrug 1.5 Minuten);
Mischen der Probe mittels Vortex;
Abzentrifugation der Zelltrümmer (Eppendorf-Tischzentrifuge, 13000 Upm, 5 Minuten); und
Bestimmung der Extinktion bei 420 nm gegen die Kontrolle.10 ml of supplemented minimal medium (JH Miller, supra) were inoculated with 0.05 ml of an overnight culture of transformed E. coli M15 cells containing plasmid pML3 / N25OP29, and incubated at 37 ° C. in a shaking incubator (200 rpm). After reaching an OD₆₀₀ (optical density at a wavelength of 600 nm) of 0.55, the culture was placed on ice for 20 minutes. The optical density was then determined again. A value of OD₆₀₀ = 0.607 was obtained. 0.1 ml of the culture was then diluted to a final volume of 1 ml with Z buffer (JH Miller, supra). This sample was treated with a control (1 ml Z buffer) as follows:
Addition of 60 µl chloroform and 30 µl 0.1% SDS (cell disruption);
Mix the sample for 10 seconds using vortex;
Incubate the sample for 5 minutes at 28 ° C;
Addition of 200 ul ONPG (JH Miller, supra);
Mixing the sample by vortex;
Incubate the sample at 28 ° C until yellowing became visible;
Addition of 250µl 2M Na₂CO₃ (the time between the addition of ONPG and Na₂CO₃ was 1.5 minutes);
Mixing the sample by vortex;
Centrifugation of the cell debris (Eppendorf table centrifuge, 13000 rpm, 5 minutes); and
Determination of the absorbance at 420 nm against the control.
Es wurden ein Wert von ΔE₄₂₀ = 0.737 erhalten. Nach der im vorstehend genannten Lehrbuch von J.H. Miller beschriebenen Formel:
β-Galaktosidase-Einheiten = 1000 x ΔE₄₂₀/OD₆₀₀xVxt
worin ΔE₄₂₀ der E₄₂₀ Messwert des Reaktionsansatzes gegen die Kontrolle (0.737), OD₆₀₀ die Zelldichte der eingesetzten Kulturprobe (0.607), t die Reaktionszeit (1.5 Minuten) und V das eingesetzte Volumen der Kultur (0.1 ml) ist,
wurden 8094 β-Galaktosidase-Einheiten berechnet. Gemittelt über 8 Versuche wurden 8160 ± 450 β-Galaktosidase-Einheiten erhalten.A value of ΔE₄₂₀ = 0.737 was obtained. According to the formula described in the aforementioned textbook by JH Miller:
β-galactosidase units = 1000 x ΔE₄₂₀ / OD₆₀₀xVxt
where ΔE₄₂₀ is the E₄₂₀ measured value of the reaction mixture against the control (0.737), OD₆₀₀ is the cell density of the culture sample used (0.607), t is the reaction time (1.5 minutes) and V is the volume of the culture used (0.1 ml),
8094 β-galactosidase units were calculated. Averaged over 8 experiments, 8160 ± 450 β-galactosidase units were obtained.
In Tabelle 5 sind für alle vermessenen Expressionskontrollsequenzen die erhaltenen Werte zusammengefasst, wobei für jede Expressionskontrollsequenz mindestens 4 Messungen durchgeführt wurden.
Für die Expressionskontrollsequenzen tacOP29, N25OP29, OPUA1 und OPUA1CON konnten die in vitro Promotorstärken unter reprimierten Bedingungen sowohl direkt (Pbla-Einheiten, Tabelle 4) als auch indirekt (β-Galaktosidase-Einheiten, Tabelle 5) bestimmt werden. In Abb. 21 sind die erhaltenen Werte gegeneinander aufgetragen. Die Steigung der Regressionsgeraden ist ein Mass für die Umrechnung der β-Galaktosidase-Einheiten in Pbla-Einheiten. Es wurde ein Wert von 5000 β-Galaktosidase-Einheiten / Pbla-Einheit ermittelt.For the expression control sequences tacOP29, N25OP29, OPUA1 and OPUA1CON, the in vitro promoter strengths could be determined both directly (P bla units, Table 4) and indirectly (β-galactosidase units, Table 5) under repressed conditions. The values obtained are plotted against each other in Fig. 21. The slope of the regression line is a measure for the conversion of the β-galactosidase units into P bla units. A value of 5000 β-galactosidase units / P bla unit was determined.
Mit Hilfe des Umrechnungsfaktors 5000 β-Galaktosidase-Einheiten / Pbla-Einheit wurden für die entsprechenden Expressionskontrollsequenzen aus den gemessenen β-Galaktosidase-Einheiten (Tabelle 5) die Pbla-Einheiten berechnet (Tabelle 6).
Zur Berechnung der Repressionsfaktoren (Pbla-Einheiten induziert/Pbla-Einheiten, reprimiert) für die einzelnen Expressionskontrollsequenzen wurden die in den Tabellen 3, 4 und 6 aufgeführten Werte herangezogen (Tabelle 7).
In der folgenden Tabelle 8 sind die für die einzelnen Expressionskontrollsequenzen erhaltenen Werte für die in vitro Komplexbildungsrate, die in vivo Promotorstärke und den Repressionsfaktor zusammengefasst;
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