DE102014012246A1

DE102014012246A1 - Vorrichtung und Verfahren zur Durchführung von Batch-Biogasreaktionen mithilfe eines Mikrotiter-Plattentests (MTP-Batchtest)

Info

Publication number: DE102014012246A1
Application number: DE102014012246.8A
Authority: DE
Inventors: wird später genannt werden Erfinder
Original assignee: Biopract GmbH
Current assignee: Biopract GmbH
Priority date: 2014-08-16
Filing date: 2014-08-16
Publication date: 2016-02-18
Also published as: DE102014012246A9

Abstract

Die Erfindung betrifft eine Vorrichtung und ein Verfahren zur Durchführung von Batch-Biogasreaktionen mithilfe eines Mikrotiter-Plattentests (MTP-Batchtest) Anwendungsgebiete sind die Biotechnologie und der Umweltschutz, insbesondere die Herstellung von Biogas/Biomethan aus organischen Substraten und/oder Abfällen. Das Ziel der vorliegenden Erfindung ist es, ein zuverlässiges, leicht handhabbares, schnell ausführbares und bei minimalem apparativem Aufwand flexibel einsetzbares Bestimmungsverfahren zur Bewertung von Biogasprozessen bereitzustellen. Die erfindungsgemäße Vorrichtung ist dadurch gekennzeichnet, dass die Vorrichtung mit einem Grundaufbau einer Mikrotiterplatte eine Reihe von gasdicht verschlossener Reaktionskavitäten umfasst, die mit unterschiedlichen Substraten und/oder Puffer und/oder mit gefriergetrockneten Starterkulturen gefüllt und jeweils mit einer weiteren oder einer Reihe von weiteren Kavitäten kaskadenartig verbunden sind, die eine gefärbte Sperrflüssigkeit oder miniaturisierte Drucksensoren enthalten.

Description

Die Erfindung betrifft eine Vorrichtung und ein Verfahren zur Durchführung von Batch-Biogasreaktionen mithilfe eines Mikrotiter-Plattentests (MTP-Batchtest) Anwendungsgebiete sind die Biotechnologie und der Umweltschutz, insbesondere die Herstellung von Biogas/Biomethan aus organischen Substraten und/oder Abfällen.
Stand der Technik
Der Biogasprozess ist ein seit langer Zeit bekannter Prozess zur „Ausfaulung” von organischen Substanzen. Zunächst im Bereich der Stabilisierung von Klärschlämmen aus der aeroben Abwasserreinigung etabliert, wurde bald die Möglichkeit erkannt, das dabei gebildete Gas bestehend aus CH₄ und CO₂ zu sammeln und energetisch zu verwerten. Dies bildete die Grundlage der seit den 90er Jahren des letzten Jahrhunderts insbesondere in Deutschland einsetzenden Entwicklung einer Biogasindustrie, vorrangig zur Erzeugung nicht fossiler Energie (Strom/Wärme, später zusätzlich Biomethan). Ungeachtet der quantitativen Entwicklung der Biogasproduktion wurden die Fragen zur Prozessoptimierung, Prozessbeschleunigung und der Maximierung der Gasausbeuten nur ungenügend untersucht. In der Konsequenz ist die daraus resultierende Unterlegenheit gegenüber anderen, nicht-fossilen Energiequellen festzustellen: Die Entstehungskosten von Energie auf der Basis von Biogas sind im Gegensatz zu Wind und Solarenergie in den vergangenen 10–15 Jahren kaum gesunken. Zunehmend wird den Akteuren deutlich, dass dringender Entwicklungsbedarf zu einer substanziellen Effizienzsteigerung notwendig ist. Das setzt neue Instrumente voraus, insbesondere die mikrobiellen Prozesse zu charakterisieren, zu überwachen und zu steuern.
So wurde beispielsweise gefunden, das Proben („Inokula”) aus unterschiedlichen anaeroben Fermentationssystemen, die in anaeroben Batch-Kultursystemen eingesetzt werden, bei ansonsten identischen Bedingungen (Substrat, pH, T) unterschiedliche Gasbildungskinetiken und Gaserträge zeigen. Darauf aufbauende Untersuchungen zeigten Unterschiede in der Fähigkeit derartiger Inokula, unterschiedliche Substrate wie Glucose, Cellulose (MCC), Stärke, Melasse, Pepton, Stroh, Mais- und Grasilage, Rinder- und Schweinegülle, sehr unterschiedlich zu verwerten.
Das Ergebnis einer Bewertung des physiologischen Zustandes einer Mikroorganismenpopulation gestattet die Ableitung von Fütterungsregimen, die Vermeidung kritischer Fermenterzustände wie eine Versäuerung sowie Empfehlungen zum Einsatz von Additiven wie Enzymen, Spurenelementen, Puffer und Bindemitteln.
Zunehmend ist das Bemühen zu erkennen, Methoden zur Prognose von Abbauprozessen sowie zur Prozessüberwachung von anaeroben Fermentationsprozessen zu entwickeln und im praktischen Betrieb einzusetzen. Im Vordergrund steht dabei die Biogasherstellung. Der Stand der Technik wird nachfolgend beschrieben:
VDI-Richtlinie 4630: „Vergärung organischer Stoffe Substratcharakterisierung, Probenahme, Stoffdatenerhebung, Gärversuche”: Die Richtlinie stellt die Basis der zur Charakterisierung anaerober Reaktionen dar. Kern des Verfahrens ist es, das Biogasbildungspotenzial von Substraten zuverlässig und reproduzierbar abzubilden und den Einfluss des Inokulums, welches mengenmäßig dominierenden Einfluss auf das Testergebnis haben kann, zu minimieren und unter Kontrolle zu halten. Der Test ist apparativ aufwendig, insbesondere beim Bestreben der statistischen Absicherung. Es ist eine tägliche zeitaufwendige Betreuung (Ablesen der Gasbildung, Rückstellungen) notwendig. Die statistische Absicherung der Ergebnisse und die Vergleichbarkeit der Daten unterschiedlicher Versuchsdurchführer und Versuchseinrichtungen sind sehr unbefriedigend.
Headspace-Batchtest: In Anlehnung an die VDI-Richtlinie 4630 wurde ein miniaturisiertes Batchsystem entwickelt und etabliert. Es wird dabei in 50 ml Reaktionsgefäßen gearbeitet. Durch die Optimierung der Handhabung ist es möglich, in einem Versuchsansatz mehr als 10 Bedingungen mit jeweils 3 oder mehr Replikaten zu untersuchen. Zur Startzeit enthält jedes Fermentationsgefäß 15 ml einer definierten anaeroben Kultur, ein Substrat und, je nach Forschungsfrage, ein Additiv. Der Gasdruck in der Gasphase, der als Folge der mikrobiellen Abbauprozesse des Substrates zu Biogas entsteht, wird einmal pro Tag manuell gemessen. Die normierte Gasbildung wird daraus berechnet und mit der korrespondierenden Kontrolle verglichen.
Automatic Methane Potential Test System (AMPTS): Dieses Testsystem wurde von der Firma Bioprocess Control entwickelt und wird zur Beurteilung des biologischen Abbaugrades von Abfall oder Biomasse in der anaeroben Fermentation eingesetzt. Im Gegensatz zum oben beschriebenen Headspace-Batchtest wird nicht die Bildung des gesamten Biogases, sondern ausschließlich das gebildete Methan erfasst. Weitere Unterschiede zum oben beschriebenen Testsystem sind der größere Maßstab des Ansatzes und die automatische Erfassung der Methanbildung. Die Methode basiert auf der Messung des entstehenden gasförmigen Endproduktes Biomethan [www.bioprocesscontrol.com].
Bestimmung des Biogasbildungspotenzials nach Weißbach (fermentierbare organische Trockensubstanz = FoTS): Der entscheidende gemeinsame Nachteil der beschriebenen Methoden ist, das der Versuch unternommen wird, mit der Durchführung eines komplexen Prozesses analytische Daten zu erheben. Damit halten sekundäre Faktoren Einzug, die das Untersuchungsergebnis beeinflussen (Herkunft und Beschaffenheit des Inokulum, Versuchsdauer, pH, T, Substratbeschaffenheit (Aufschlussgrad), etc.).
Die beschriebene Methode basiert ausschließlich auf analytischen Werten der Substratuntersuchung in Analogie zur Futterbewertung in der Tierernährung und leitet aus der Zusammensetzung direkt das Biogasbildungspotenzial ab. Es ist dabei erforderlich, einige Annahmen zu treffen, die auf Erfahrungen und Beobachtungen beruhen, wie die Festlegung des Anteils der Substratverwertung zur Bildung von mikrobieller Biomasse. Das Verfahren vernachlässigt weiter die aus unterschiedlichen Substratzusammensetzungen (Polysaccharide, Fette, Eiweiße) resultierenden Unterschiede in Gasmenge und Gaszusammensetzung [F. Weißbach, 2010).
FOS/TAC: Die Methode der Bestimmung der flüchtigen organischen Säuren (FOS) wird mit der Bestimmung der Pufferkapazität des Mediums (TAC – totaler anorganischer Carbonatpuffer) kombiniert und stellt auf der Basis umfangreicher Praxiserfahrung ein etabliertes Instrument der Überwachung eines anaeroben Fermenters dar.
Die Bestimmung von FOS und TAC besteht in der Titration der Fermenter Flüssigkeit mit einer starken, mineralischen Säure (gewöhnlich Schwefelsäure). Diese Methode wurde in der Abwassertechnologie etabliert (McGhee TJ, 1968). Sie wurde in die Biogas Technologie übertragen (Voll et al., 2009).
Der FOS-Wert erfasst die Summe der im Medium vorhandenen Säuren, ausgedrückt als Essigsäure ohne Unterscheidung der möglichen verschiedenen Säuren. Welche Säuren in welchen Konzentrationen vorhanden sind, verrät dieser Wert nicht. Der zeitliche Verlauf der FOS/TAC-Werte zeigt, ob sich der mikrobiologische Zustand verändert.
Der TAC-Wert ist ebenfalls ein Summenparameter. Er umfasst alle puffernden Substanzen (Carbonate, Phosphate und Ammoniumverbindungen). Sie werden als Carbonat-Äquivalent zusammengefasst. Der Puffer sorgt abhängig von seiner Stärke für eine Stabilität des pH-Wertes im Medium.
Die FOS/TAC Bestimmung dient zur frühzeitigen Erkennung von Prozessinstabilität, d. h. Prozessversäuerung. In den anaeroben Reaktoren finden zahlreiche biochemische Reaktionen simultan statt (Hydrolyse von Polymeren; Versäuerung der Monomeren zu Säuren; Umsetzung der Säuren zu Essigsäure, Wasserstoff und Kohlendioxid; Umsetzung von Wasserstoff und Kohlendioxid zu Methan; Umsetzung von Essigsäure zu Methan, ...). In diesem metabolischen Netzwerk spielen die Versäuerung und die Methanogenese eine vorrangige Rolle.
Die Versäuerung, insbesondere von Zuckern, besitzt eine besonders starke Dynamik. Zucker werden schnell zu Säuren umgewandelt, versauernde Bakterien wachsen schnell. Dagegen ist die Dynamik der Methanogenese träge und empfindlich. Die methanogenen Archaeen wachsen langsam, werden leicht von Inhibitoren gehemmt (z. B. Ammoniak) und erfordern spezifische Nährstoffversorgung (z. B. Spurenelemente). Da die träge Reaktion (Methanogenese) am Ende der Nahrungskette stattfindet, besteht während der anaeroben Fermentation immer die Gefahr der Akkumulation von Intermediaten. Insbesondere die Anhäufung von Säuren ist vom Anlagenbetreiber gefürchtet, da sie zur Absenkung des pH-Wertes im Fermenter führen kann und, als unmittelbare Folge, zum kompletten Prozessstillstand. Die methanogenen Mikroorganismen vertragen keine sauren pH-Werte. Das kann zum Prozessstillstand führen. In dem Fall muss der Fermenter geleert und die Fermentation neu gestartet werden. Dieser Prozess dauert mehrere Monate, währenddessen die Produktivität der Anlage gravierend beeinträchtigt ist, was zu erheblichen finanziellen Verluste führt.
Die FOS/TAC Bestimmung dient zur Bewertung des dynamischen Gleichgewichtes zwischen der Versäuerungsreaktion und der Methanogenese und zur frühzeitigen Erkennung zu schneller Versäuerung. Ist der FOS/TAC-Wert hoch (> 0,6) bzw. steigend, ist die Versäuerungsreaktion schnell bzw. beschleunigend, und der Prozess läuft Gefahr zu versauern.
In diesem Fall kann der Betreiber reagieren, indem er die Versäuerung bremst. Dazu wird die Fütterungsgeschwindigkeit reduziert. Parallel dazu kann der Betreiber die Methanogenese stärken, indem er die Versorgung der methanogenen Bakterien mit Spurenelementen verbessert.
Veränderungen des mikrobiologischen Prozesses werden durch den FOS/TAC-Wert nur ungenügend reflektiert. Die Messung erfolgt üblicherweise im analytischen Labor und liegt somit in der Regel zeitverzögert vor. Eine Messung vor Ort ist möglich und wird durch verschiedene Anbieter von Analysengeräten propagiert.
Die Bestimmung von FOS/TAC als Diagnoseinstrument ist nützlich, doch sie repräsentiert eine einzelne Stelle im komplexen, anaeroben Metabolismus. Entsprechend sind die zwei üblichen Steuerungsmöglichkeiten (Verringerung der Substratzugabe bzw. Zugabe von Spurenelementen) sehr beschränkt. Wird die Substratzugabe verringert, sinkt entsprechend die Anlageproduktivität. Diese Diagnosemethode liefert unzureichende Information zur metabolischen Fähigkeiten und Limitationen einer bestimmten Kultur.
Daraus wird der Bedarf einer erweiterten Diagnosemethode ersichtlich. Sowohl Informationen zu den metabolischen Kapazitäten der Kulturen für die Umsetzung bestimmter Substrate und Intermediate als auch die Empfindlichkeit der Kultur für bestimmte Intermediate, Störfaktoren und Katabolite sind notwendig, um eine gezielte Optimierung der Kulturleistung vorzunehmen. Damit können Maßnahmen getroffen werden, die die Schwächen der vorliegenden Kultur kompensieren; ausgehend sowohl von ihrer gegenwärtigen als auch ihrer voraussichtlichen Substratlage.
Fettsäuren: Die analytische Bestimmung von Fettsäuren im Medium erfolgt unter Einsatz moderner Analysenmethoden (HPLC, GC). Auf der Basis eines umfangreichen Wissens ist es möglich, aus dem Gehalt und der Zusammensetzung des Fettsäurespektrums Aussagen zum physiologischen Zustand der mikrobiellen Kultur abzuleiten. So sind Aussagen zu möglichen Spurenelementlimitationen, Stickstoffmangel bzw. -überschuss sowie Substratüberschuss möglich. Die Messung erfolgt ausschließlich im analytischen Labor, in Ausnahmefällen im mobilen Labor (Novabiotec) und liegt entsprechend zeitverzögert vor.
pH: Die pH-Messung kann unmittelbar vor Ort erfolgen, es ist sogar eine online-Überwachung mit entsprechend stabilen pH-Sonden möglich. Die Aussagekraft dieser Messung ist sehr begrenzt. Weicht der pH-Wert erheblich vom Optimum zwischen 6,5–7,5 ab, ist von Störungen der Mikrobiologie zum Beispiel durch eine Überfütterung auszugehen.
Gaszusammensetzung: Die Biogasbildung und dessen Zusammensetzung können ausschließlich im Zusammenhang mit weiteren Parametern für eine Bewertung herangezogen werden. Ein abnehmender Methangehalt sowie eine abnehmende Gasbildung weisen auf eine Prozessstörung hin, deren Ursache jedoch unerkannt bleibt.
Trockensubstanz-Gehalt: Sofern der TS-Gehalt eines Fermentationssystems kalkulierbar ist (bei vorliegenden Analysen und Stoffströmen der Eingangssubstrate), gestattet die Messung des Trockensubstanzgehaltes Aussagen zum Grad der Substratumsetzung im Fermenter. Zunehmende TS-Werte weisen auf eine Prozessstörung hin, wobei der Wert keine Aussagen über die Ursachen zulässt.
Die Nah-Infrarotspektroskopie (NIRS) wird seit langem in der Industrie zur Prozesskontrolle von Stoffströmen und deren Zusammensetzungen eingesetzt. Beispiele finden sich vom Bergbau über die verarbeitende Industrie bis hin zur Lebensmittelchemie und Landwirtschaft. So wird heute routinemäßig mit Hilfe von NIRS in Erntemaschinen online Wasser-, Stärke und Eiweißgehalt des Ertrages gemessen und mit den GPS-Daten des Fahrzeuges kombiniert, um z. B. einen Düngungsplan für das nächste Jahr zu erstellen. Die Ernte ist, derart charakterisiert, gezielt einsetzbar, um Produkte vergleichbarer Qualität herzustellen.
Verglichen mit diesen etablierten Verfahren steckt der Einsatz von NIRS in der Biogasbranche noch in den Anfängen. Prinzipiell vorstellbar ist eine Anwendung von NIRS zur Charakterisierung des Substrates, wie Abschätzung der Substratzusammensetzung und Bestimmung des Trockenmassegehaltes. Eine Anwendung im Reaktor kann zur Erhebung einer ganzen Reihe von Parametern nützlich sein, ist aber bisher noch nicht erprobt (und dürfte aufgrund der relativ inhomogenen Verteilung im Reaktor von begrenzter Aussagekraft sein). Näherungsweise ist auch hier eine Abschätzung des TS-Gehaltes vorstellbar, aus dem zusammen mit dem pH-Wert eine Aussage über den Zustand der Kultur ableitbar ist. Später ist auch denkbar, den Abbau von Substraten zu verfolgen bzw. diejenigen Substrate zu identifizieren, welche von der Kultur nicht oder nur schlecht verwertet werden können.
Fluoreszenzmikroskopische Analyse: Etwa 10% der Mikroorganismen im anaeroben Biogas-Fermenter sind methanbildende Archaeen. Sie sind für den finalen Schritt der Biogasgewinnung, der Bildung von Methan aus Essigsäure, Wasserstoff und CO₂ verantwortlich. Während einer fluoreszenzmikroskopischen Analyse werden stoffwechselaktive Methanbildner durch Licht mit einer Wellenlänge von 420 nm gezielt angeregt und dadurch sichtbar gemacht. Aufgrund ihrer typischen Morphologie kann grob in Wasserstoff- und Essigsäure verwertende Organismengruppen unterschieden werden. Gesamtzellzahl, Anzahl der aktiven Methanbildner sowie Verteilung der verschiedenen morphologischen Gruppen können Indikator für den mikrobiologischen Zustand des Systems sein. So kann ein Rückgang der Archaeen auf Probleme der Prozessstabilität bzw. auf den Prozess hemmende Substanzen hinweisen.
Molekularbiologie: In Zukunft wird die Anwendung molekularbiologischer Analysen, basierend auf der Erbinformation (DNA) der Organismen, eine wichtige Rolle in der Bewertung von biogasproduzierenden, mikrobiellen Gemeinschaften spielen. Der Vorteil dieser Methoden gegenüber klassischen mikrobiologischen Untersuchungen ist, dass die Analysen unabhängig von der Kultivierbarkeit der Organismen auf künstlichen Nährmedien sind. Derzeit existiert ein breites Spektrum an Methoden, die qualitative oder quantitative Aussagen über die Zusammensetzung der Gemeinschaft ermöglichen. Grundsätzlich werden mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) gezielt Regionen der DNA vervielfältigt, die entweder für den Organismus oder eine Stoffwechselfunktion charakteristisch sind. Die Analyse dieser Genfragmente gibt Information darüber, welche Organismen in welcher Verteilung in der ursprünglichen Probe vorhanden waren. Zur Erfassung der aktiven Organismen einer Gemeinschaft können in vielen Fällen entsprechende Analysen RNA-basiert statt DNA-basiert durchgeführt werden.
Die beschriebenen Methoden können in unterschiedlicher Kombination zur Prognose und zur Bewertung von Biogasprozessen eingesetzt werden. Jedoch gestattet keine der beschriebenen Methoden direkte Aussagen zur Leistungsfähigkeit von Mikroorganismenpopulationen. Sie sind weder in der Lage, Aussagen zum verwertbaren Substratspektrum, zu Defiziten in der Verwertung unterschiedlicher Stoffgruppen noch zu den erreichbaren Abbaugeschwindigkeiten abzuleiten.
Ziel und Aufgabe der Erfindung
Das Ziel der vorliegenden Erfindung ist es, ein zuverlässiges, leicht handhabbares, schnell ausführbares und bei minimalem apparativem Aufwand flexibel einsetzbares Bestimmungsverfahren zur Bewertung von Biogasprozessen bereitzustellen.
Der Erfindung lag deshalb die Aufgabe zugrunde, eine neue Vorrichtung und ein neues Verfahren zur Bewertung des Zustandes einer Mikroorganismenpopulation in anaeroben Fermentationssystemen wie Biogasanlagen und Faultürmen bereitzustellen.
Wesen der Erfindung
Die Aufgabe der Erfindung wird gemäß den Ansprüchen 1 und 12 gelöst. Weitere mögliche Ausführungsformen ergeben sich aus den Unteransprüchen, der Beschreibung, den Zeichnungen und den Beispielen.
Die Erfindung betrifft ein leicht zu handhabendes und unter Praxisbedingungen außerhalb des Labors einsetzbares Testsystem zur Durchführung von Batch-Biogastests in Anlehnung an die VDI Richtlinie 4630. Das System gestattet die Ermittlung des Biogaspotenzials von Substraten, die Ermittlung von Hemmungen, die Bestimmung der Wirkung von Additiven wie Spurenelemente, Enzyme und Bindemittel sowie die Bewertung des Zustandes von Mikroorganismenpopulationen in anaeroben Fermentationssystemen wie Biogasanlagen und Faultürmen sowie zur Bewertung von Mikroorganismenpopulation aus dem Pansen wiederkäuender Nutztiere.
Erfindungsgemäß wird eine Vorrichtung zur Bestimmung der Biogasbildung aus Proben anaerober Prozesse beansprucht, welches dadurch gekennzeichnet ist, dass besagte Vorrichtung mit einem Grundaufbau einer Mikrotiterplatte eine Reihe von gasdicht verschlossener Reaktionskavitäten umfasst, die mit unterschiedlichen Substraten und/oder mit gefriergetrockneten Starterkulturen gefüllt sind und jeweils mit einer weiteren oder einer Reihe von weiteren Kavitäten kaskadenartig verbunden sind, die eine gefärbte Sperrflüssigkeit oder miniaturisierte Drucksensoren enthalten.
Für den Fall, dass die Vorrichtung kaskadenartig verbundene Kavitäten enthält, die mit einer Sperrflüssigkeit sind, umfasst die Vorrichtung vorzugsweise einen Abflusskanal.
In einer bevorzugten Ausführungsform umfasst die Vorrichtung eine waagerecht angeordnete Reihe von 1–12 Reaktionskavitäten, die mit unterschiedlichen Substraten und/oder mit gefriergetrockneten Starterkulturen gefüllt sind.
Vorzugsweise ist die Vorrichtung dadurch gekennzeichnet, dass eine der Reaktionskavitäten kein Substrat und/oder keine gefriergetrocknete Starterkultur enthält und als Negativkontrolle dient. Allen Kavitäten wird zum Versuchsbeginn Puffer zugesetzt um die Stoffwechselprozesse in Gang zu setzen. Vorzugsweise wird ein Puffer verwendet, der für die Kultivierung anaerober Mikroorganismen geeignet ist. Der Puffer soll geeignete Konzentrationen an Spurenelementen und Vitaminen enthalten, wie z. B. der in Angelidaki und Sanders (2004) veröffentlichte Puffer (basic anaerobic medium).
Bevorzugt wird ebenfalls eine Vorrichtung, dadurch gekennzeichnet, dass die mit Substrat und/oder mit gefriergetrockneten Starterkulturen und/oder Puffer gefüllten Reaktionskavitäten jeweils mit 1–7 weiteren mit gefärbter Sperrflüssigkeit gefüllten oder mit jeweils einem miniaturisierten Drucksensoren ausgestatteten und senkrecht angeordneten Kavitäten kaskadenartig verbunden sind.
Erfindungsgemäß ist die Vorrichtung ebenfalls dadurch gekennzeichnet, dass die mit unterschiedlichen Substraten und Puffern gefüllten Reaktionskavitäten 4–8 mg Substrat und 0,6–0,8 ml Puffer enthalten.
Erfindungsgemäß wird eine Vorrichtung beansprucht, die dadurch gekennzeichnet ist, dass als gefriergetrocknete Starterkulturen Kulturen aus der Faulschlammstabiliserung einer Abwasserreinigungsanlage mit Keimzahlen zwischen 1 × 10¹¹–5 × 10¹¹ Keimen verwendet werden.
Grundlage des Testes ist die zeitabhängige Erfassung der mikrobiellen Umsetzung unterschiedlicher, standardisierter Substrate zu Biogas unter Einsatz von mikroorganismenhaltigen Proben aus Fermentern und anderen Quellen als Inokulum. Der Aufbau der Vorrichtung zur Durchführung des Testes basiert auf der Dimensionierung einer Mikrotiterplatte (12 × 8 Kavitäten mit je 1,1 ml). Sie enthält in einer Reihe 12 vorbereitete Kavitäten, die je 8 mg unterschiedliche Substrate enthalten. Diese sind in einer Kaskade mit jeweils 7 weiteren Kavitäten in einer Weise verbunden, dass das während der Inkubation gebildete Biogas die dort befindliche gefärbte Sperrflüssigkeit Kavität für Kavität verdrängt. Vorzugsweise beträgt dabei das Volumen der Sperrflüssigkeit in den einzelnen Kavitäten 0,5–5,0 ml Visuell oder apparativ unterstützt kann nach Abschluss der Inkubation die Menge des gebildeten Biogases anhand der verdrängten Sperrflüssigkeit ermittelt werden. Alternativ erfolgt die Messung der gebildeten Gasmenge über eine kontinuierliche elektronische Messung und Speicherung des Druckes in einer einzelnen, jeweils mit der Inkubationskavität verbundenen Kavität mittels miniaturisierter Drucksensoren. Die Daten werden nach Abschluss des Testes manuell bzw. gerätegestützt ausgelesen und ausgewertet.
Die Erfindung betrifft demzufolge ebenfalls ein Verfahren zur Bestimmung der Biogasbildung aus Proben anaerober Prozesse. Erfindungsgemäß wird ein Verfahren unter Verwendung der erfindungsgemäßen Vorrichtung beansprucht, welches dadurch gekennzeichnet ist, dass die Reaktionskavitäten mit Substraten gefüllt werden und eine Zugabe von mikroorganismenhaltigen Proben bzw. Puffermedium erfolgt, wonach die zeitabhängige mikrobielle Umsetzung zu Biogas gemessen wird.
Alternativ wird ein Verfahren unter Verwendung der erfindungsgemäßen Vorrichtung beansprucht, bei dem die Reaktionskavitäten mit gefriergetrockneten Starterkulturen gefüllt werden und nach Zugabe von unterschiedlichen Substraten und Puffer die zeitabhängige mikrobielle Umsetzung zu Biogas gemessen wird.
Vorzugsweise ist das Verfahren dadurch gekennzeichnet, dass bis zu 12 standardisierte, unterschiedliche Substrate, gefriergetrocknete Starterkulturen oder mikroorganismenhaltigen Proben aus Fermentationssystemen wie Biogasanlagen oder Faultürmen oder Pansenproben wiederkäuender Nutztiere eingesetzt werden.
Dabei wird nach Abschluss der Inkubation die Menge an gebildetem Biogas anhand der in den Kavitäten verdrängten gefärbten Sperrflüssigkeit visuell oder apparativ ermittelt oder die Messung der Menge an gebildetem Biogas erfolgt über eine kontinuierliche Messung des Druckaufbaus mittels des miniaturisierten Drucksensors in den einzelnen Kavitäten.
Die Inkubationszeit beträgt je nach Aufgabenstellung 1–30 Tage, vorzugsweise 1–9 Tage. Die Inkubation kann dabei in einem Thermomixer (Eppendorf) oder einem anderen geeigneten Inkubationsraum ruhend oder geschüttelt mit einer gleichmäßigen Temperatur zwischen 20 und 50, vorzugsweise 39°C erfolgen.
In dem erfindungsgemäßen Verfahren werden in einer miniaturisierten Form Batch-Biogasreaktionen unter Einsatz unterschiedlicher, definierter Substrate und Substratkombinationen realisiert. Basis bildet die Geometrie einer Deep-Well-Platte z. B. mit 12 × 8 = 96 Kavitäten [ : Aufsicht].
Die Kavitäten der Reihe A in (A1–A12) sind den Biogasreaktionen vorbehalten. Sie werden in der Fertigung steril mit einer Reihe von beispielsweise 11 unterschiedlichen Substraten (die Kavität A1 dient als substratfreie Kontrolle) von je 4–8 mg beschickt und mit einer Deckelleiste gasdicht verschlossen.
Die Kavitäten einer Reihe B1–G12 sind in der für die Messung der Biogasbildung vorgesehen. Sie sind vollständig mit einer gefärbten Sperrflüssigkeit befüllt und gasdicht abgedeckt. Die Kavitäten einer Spalte (1B–1G ... 12B–12G) sind in einer Weise miteinander verbunden, dass das gebildete Gas aus den Kavitäten beginnend bei B verdrängt und in die nachfolgenden Kavitäten geführt wird. Aus den Kavitäten der Reihe G wird die austretende Sperrflüssigkeit in den Abflusskanal, der in der Position B12–H12 angeordnet ist, entsorgt ( ).
Alternativ können die Kavitäten der Reihen A, C, E und G für die Inkubation wie oben beschrieben genutzt werden. Die Kavitäten B, D, F und H sind gasdicht verschlossen und mit den entsprechenden Kavitäten der Reihen A, C, E und G gasseitig verbunden. Sie beinhalten jeweils einen miniaturisierten Drucksensor (bis 0,5 bar), dessen Daten fortlaufend registriert und gespeichert werden.
Nach Zugabe der Proben und/oder des Puffers (0,25–0,50 ml je Kavität) werden diese wieder verschlossen und das System in ein geeignetes Inkubationsgerät (z. B. einem Thermomixer (Eppendorf) oder Brutschrank eingestellt. Täglich bzw. nach einem angemessenen Zeitschema erfolgt eine Auslesung der gebildeten Biogasmenge als Anzahl geleerter Kavitäten. Nach Versuchsabschluss erfolgt die Entsorgung der Deep-Well-Platte und die Daten werden ausgewertet. Es werden aus den Daten die Geschwindigkeiten sowie die erreichten Umsätze der einzelnen Substrate ermittelt.
Die Reaktionskavitäten werden herstellungsseitig in folgenden Kombinationen vorbereitet, wobei bei jeder Ausführungsform steriles Puffermedium separat mitgeliefert wird:

1.) Ohne Vorlage
2.) Definierte Substrateinwaagen (Spektrum zur Kulturcharakterisierung)
3.) Gefriergetrocknete Starterkulturen unter Schutzgas (sauerstofffrei)

Das vorgestellte Verfahren stellt gegenüber den bestehenden Methoden der Batch-Fermentation zur Biogasbildung, wie sie mit der VDI-Richtlinie 4630 „Vergärung organischer Stoffe Substratcharakterisierung, Probenahme, Stoffdatenerhebung, Gärversuche” beschrieben wird, eine radikale Vereinfachung dar. Die Methode kommt mit einem Minimum an Arbeitsfläche aus, der Material- und Geräteeinsatz ist substanziell geringer, der Arbeitszeitaufwand für Vor- und Nachbereitung sowie die tägliche Betreuung ist minimal. Die Methode kann außerhalb des Labors unter den Bedingungen der Arbeitspraxis vor Ort angewendet werden. Für die korrekte Handhabung/Arbeitsschutz sind minimale Kenntnisse und Erfahrungen notwendig. Das Verfahren gestattet zudem eine weitgehende Reduzierung des Einflusses nicht klar definierter Inokula (Variante 3).
Nachfolgend wird die vorliegende Erfindung spezieller durch Beispiele beschrieben. Die folgenden Beispiele sind jedoch nur zur Erläuterung angegeben und demzufolge ist die vorliegende Erfindung nicht durch sie oder auf sie beschränkt.
Ausführungsbeispiele
Beispiel 1: Der MTP-Batchtest in Kombination mit NIRS
Einmal etabliert, stellen NIRS und der MTP-Batchtest sich ergänzende Methoden dar, da Charakterisierung des IST-Zustandes durch NIRS und Test der Kultur auf andere Substrate und die Rolle von Additiven durch den MTP-Batchtest. NIRS führt zu einer wesentlichen Verbesserung der Prozesskontrolle und liefert fundierte Werte des Zustandes des Fermenters.
Bei Prozessstörungen im Fermenter und deren Behebung lassen sich zwei Strategien ableiten:

(1) Korrekturmaßnahmen: • Gabe von Additiven zur Stabilisierung des Prozesses • Regulierung des TS-Gehaltes

Diese Maßnahmen gehen in der Regel mit einer vorübergehend geringeren Ertragsleistung einher, da die Methanausbeuten durch den instabilen Prozesszustand schwanken, bzw. z. B. bei Versäuerung eine verzögerte Fütterung den Ertrag für eine Dauer von mehreren Tagen senken kann.

(2) Vorbeugemaßnahmen: • Sorgfältige Prozesskontrolle über möglichst einfach zu bestimmende Kennzahlen, die zeitnah eine mögliche Aussage über den Zustand der Kultur ermöglichen • pH-Wert, FOS/TAC, NIRS • sorgfältiges Testen neuer Substrate, um eventuell auftretende Probleme in der Fermentation postulieren zu können. → MTP-Batchtest

Bei der Einführung neuer Substrate in eine stabil laufende Anlage ist in der Regel mit Komplikationen zu rechnen. Zum einen sind die Anlagen in der Regel für eine Verwendung, sprich ein oder der zwei Substrate (Mais bzw. Mais/Gülle) konzipiert. So kann die Einführung alternativer Substrate in die Anlage neben der Störung der Fermentation auch makroskopische Auswirkungen haben, wie z. B. das Ausbilden von Schwimmschichten oder eine Zunahme der Viskosität und, damit einhergehend, eine schlechtere Durchmischung bzw. ein elektrischer Mehraufwand beim Rühren. Lassen sich die makroskopischen Auswirkungen in der Regel empirisch ableiten, steht mit dem MTP-Batchtest eine einfache Testmethode zur Verfügung, um mikrobiologische Auswirkungen vorhersagen zu können, aus denen wiederum makroskopische Auswirkungen ableitbar sind.
Im Folgenden sei ein möglicher Aufbau eines Experimentes beschrieben, welches die Substituierung von 20% Maissilage durch Grünroggen-Ganzpflanzensilage (GR-GPS) vorsieht. Dafür kommen zum einen verschiedene GR-GPS zum Einsatz, welche zum Erntezeitpunkt unterschiedliche Trockenmassen aufwiesen und sich hinsichtlich ihrer Zellwandzusammensetzung unterscheiden. Des Weiteren werden gereinigte Substrate getestet, um das Substratverarbeitungsvermögen der Mikrobiota zu charakterisieren. Von GR-GPS ist bekannt, dass der Einsatz zur Verschleimung von Reaktoren führen kann, da ein Zellwandbestandteil im Grünroggen (β-Glucan) nur schlecht abgebaut wird und sich somit über die Zeit im Reaktor anreichert. Testet man vor dem Einsatz von GR-GPS im Reaktor die Reaktorkultur, kann man Schwierigkeiten beim Einsatz von GR-GPS abschätzen und durch gegebenenfalls durch den Einsatz einer entsprechenden Enzympräparation leichter abbaubar machen.
Des MTP-Batchtest wird mit folgenden Substraten vorbereitet:

1. Kontrolle
2. Maissilage (Modellsubstrat, getrocknet und gemahlen)
3. Grünroggen-GPS (Modellsubstrat, getrocknet und gemahlen) – Trockenmasse 20%
4. Grünroggen-GPS (Modellsubstrat, getrocknet und gemahlen) – Trockenmasse 25%
5. Grünroggen-GPS (Modellsubstrat, getrocknet und gemahlen) – Trockenmasse 30%
6. Grünroggen-GPS (Modellsubstrat, getrocknet und gemahlen) – TM 20% + Enzymprobe
7. Grünroggen-GPS (Modellsubstrat, getrocknet und gemahlen) – TM 25% + Enzymprobe
8. Grünroggen-GPS (Modellsubstrat, getrocknet und gemahlen) – TM 30% + Enzymprobe
9. Medium viscosity β-Glucan
10. Medium viscosity β-Glucan + Enzymprobe
11. High viscosity β-Glucan
12. High viscosity β-Glucan + Enzymprobe

Innerhalb von kürzester Zeit mit minimalem analytischen Aufwand kann auf der Basis der erhaltenen Befunde eine Strategie entwickelt werden, wie schwierige Substrate (GPS, Wildpflanzen, Energiepflanzen im weiteren Sinne) ohne Probleme in der Anlage verwertet werden könnte.
Neben der Behebung von Prozessstörungen bietet der Einsatz von Enzymen die Möglichkeit,

• die Ausbeute zu steigern, indem dem Gärrest mehr Substanz entzogen wird,
• die Reaktion zu beschleunigen und somit kürzere Verweilzeiten zu realisieren.

Auch diese Effekte lassen sich mit Hilfe von MTP-Batchtests abschätzen, da qualitative Aussagen über die Geschwindigkeit der Fermentation ebenso möglich sind wie Aussagen über die Gesamtgasausbeute.
Beispiel 2: Bestimmung der Biogasbildung von Fermenterproben aus Biogasanlagen auf unterschiedlichen, normierten Substraten
Aufbau des Messgerätes:
Zur Anwendung kommt ein vorbereitetes Meßsystem. Kernelement ist eine Mikrotiterplatte, die insgesamt 4 × 12 = 48 Reaktionskavitäten enthält. Diese enthalten 8 mg folgender 11 Substrate: Maissilage, Maissilage + Rindergülle, Rindergülle, Mikrokristalline Cellulose, Zuckerrübenschnitzel, Melasse, Brewers spent Grain, Grassilage, Stärke, Weizenstroh, Sorghum und Pepton. Die Reaktionskavität 12 enthält kein Substrat und dient als Kontrolle. Die Messung erfolgt über die Erfassung des Druckaufbaues in der Messkavität und wird auf Nml Gasbildung umgerechnet.
Vorbereitung des Messsystems:
Eine Mikrotiterplatte gestattet die Durchführung eines Versuches (Inokulum) mit 4 Wiederholungen. Insgesamt werden 4 unterschiedliche Biogasanlagenproben getestet.
Die Biogasanlagenproben werden unter anaeroben Bedingungen durch an 500 μm Sieb passiert. Der TS-Gehalt sollte < 5% betragen. Bei Notwendigkeit erfolgt eine Verdünnung mit destilliertem Wasser.
Je Reaktionskavität erfolgt die Zugabe von 0,5 ml Probe. Die Mikrotiterplatte wird gasdicht verschlossen und inkubiert.
Durchführung und Auswertung der Messung:
Nach erreichter Temperierung erfolgt die erste Druckmessung. Die Daten werden automatisch an einen PC übertragen und Ausgewertet. Die zeitliche Dichte der Messung wird voreingestellt zwischen 5 Minuten und 8 Stunden.
Nach einer Inkubationsdauer zwischen 3 und 30 Tagen wird der Versuch beendet. Die Mikrotiterplatte kann gereinigt und wiederverwendet werden.
Aus der Auswertung aller Daten ergeben sich zu verschiedenen Zeitpunkten für die Testsubstrate in Abhängigkeit von der eingesetzten Fermenterprobe unterschiedliche Gaserträge. zeigt die Gasertragskurve zweier Biogaskulturen auf dem Substrat Grassilage. stellt in einem Spinnendiagramm die Gesamtsituation nach 5 Tagen Inkubation vor. Deutlich sichtbar sind die Unterschiede der einzelnen Fermenterproben zur Umsetzung der eingesetzten Substrate.
Beispiel 3: Die Bestimmung des Biogasbildungspotenzials verschiedener Substratproben
Aufbau des Messgerätes:
Zur Anwendung kommt ein vorbereitetes Meßsystem. Kernelement ist eine Mikrotiterplatte, die insgesamt 4 × 12 = 48 Reaktionskavitäten enthält. Diese enthalten jeweils 1 mg gefriergetrocknete standardisierte Starterkultur, die aus der Faulschlammstabilisierung einer kommunalen Abwasserreinigungsanlage gewonnen wurde. Zum Versuchsstart sind den Reaktionskavitäten jeweils 8 mg der zu testenden Substrate sowie 1,3 ml Puffer (z. B. Anaerobiermedium). Die Reaktionskavität 12 enthält kein Substrat und dient als Kontrolle.
Die Messung erfolgt über die Erfassung des Druckaufbaues in der Messkavität und wird auf Nml Gasbildung umgerechnet.
Vorbereitung des Messsystems:
Eine Mikrotiterplatte gestattet die Durchführung eines Versuches mit 11 Variationen mit 4 Wiederholungen. Insgesamt werden 11 unterschiedliche Substrate/Substratkombinationen getestet.
Die Mikrotiterplatte wird gasdicht verschlossen und inkubiert.
Durchführung und Auswertung der Messung:
Nach erreichter Temperierung erfolgt die erste Druckmessung. Die Daten werden automatisch an einen PC übertragen und Ausgewertet. Die zeitliche Dichte der Messung wird voreingestellt zwischen 5 Minuten und 8 Stunden.
Nach einer Inkubationsdauer von 10 Tagen bzw. nach Erreichen der Plateauphase der Gasbildung wird der Versuch beendet (Tabelle 1).
Die Mikrotiterplatte kann gereinigt und wiederverwendet werden.
Aus der Auswertung aller Daten ergeben sich die erreichbaren Biogaserträge aus den untersuchten Substraten und Substratkombinationen, die Ergebnisse können für die Bewertung der Einsetzbarkeit in der Praxisbiogasanlage zugrunde gelegt werden.

Der Vergleich der Geschwindigkeiten der Substratumsetzung zeigt, dass eine Kultur verschiedene Substrate unterschiedlich effizient verwerten kann ( ). Tabelle 1: Auflistung der Gasbildungspotenziale

Substrate specific gas yield (mld^–1)
Days of incubation	11	21
Corn silage	545	589
Cow manure	240	285
Micro crystalline	267	691
cellulose
Sugar beet slices	572	602
C5 molasse	399	430
Brewers spent grain	448	509
Grass silage	438	485
Starch	564	597
Wheat straw	436	503
Sorghum	621	652
Peptone	434	443

Abbildungsverzeichnis
Abb. 1:
Geometrie der Vorrichtung mit dem Grundaufbau einer Mikrotiterplatte mit 12 × 8 = 96 Kavitäten (Stand der Technik); : Aufsicht; : Querschnitt

(10) Randleiste
(12) Plattenoberfläche
(14) Kavitäten

Abb. 2:
Zeitverlauf 0–30 d für 2 Biogasanlagen auf Grassilage
Abb. 3:
Spinnendiagramm. Dargestellt ist die Verwertung von 12 unterschiedlichen Substraten durch Proben aus 3 Biogasanlagen (5 Tage)
Abb. 4:
Vergleich der Gasbildungsgeschwindigkeit aus 11 verschiedenen Substraten Abkürzungen:
MS: Maissilage
CM: Rindergülle
MCC: Mikrokristalline Cellulose,
C5Mol: C5-Molasse
BSG: Biertreber, GS: Grassilage
Literaturverzeichnis

• Angelidaki, I. und Sanders, W.: "Assessment of the anaerobic biodegradability of macropollutants". Reviews in Environmental Science and Biotechnology 3: 117–129, 2004
• McGhee TJ, 1968: „A method for approximation of the volatile acid concentrations in anaerobic digesters". Water Sewage Works 115, 162–166 Voß E, Weichgrebe D, Rosenwinkel K–H, 2009: „FOS-TAC – Deduction, Methods, Application and Significance". Biogas Science 2009, 02.–04.12.2009, Erding
• Weißbach, F, 2010: „Die Bewertung des Gasbildungspotenzials von nachwachsenden Rohstoffen", 3. Biogas-Innovationskongress, 17.06.2010, Tagungsband Seite 51–58

ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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Zitierte Nicht-Patentliteratur

VDI-Richtlinie 4630 [0005]
VDI-Richtlinie 4630 [0006]
www.bioprocesscontrol.com [0007]
F. Weißbach, 2010 [0009]
(McGhee TJ, 1968). Sie wurde in die Biogas Technologie übertragen (Voll et al., 2009) [0011]
VDI Richtlinie 4630 [0033]
VDI-Richtlinie 4630 [0053]

Claims

Vorrichtung zur Bestimmung der Biogasbildung aus Proben anaerober Prozesse, dadurch gekennzeichnet, dass die Vorrichtung mit einem Grundaufbau einer Mikrotiterplatte eine Reihe von gasdicht verschlossener Reaktionskavitäten umfasst, die mit unterschiedlichen Substraten und/oder Puffer und/oder mit gefriergetrockneten Starterkulturen gefüllt und jeweils mit einer weiteren oder einer Reihe von weiteren Kavitäten kaskadenartig verbunden sind, die eine gefärbte Sperrflüssigkeit oder miniaturisierte Drucksensoren enthalten.
Vorrichtung nach Anspruch 1–2, dadurch gekennzeichnet, dass sie im Falle einer Sperrflüssigkeit einen Abflusskanal umfasst.
Vorrichtung nach Anspruch 1–3, dadurch gekennzeichnet, dass sie eine waagerecht angeordnete Reihe von 1–12 Reaktionskavitäten umfasst, die mit unterschiedlichen Substraten und/oder Puffer und/oder mit gefriergetrockneten Starterkulturen gefüllt sind.
Vorrichtung nach Anspruch 1–4, dadurch gekennzeichnet, dass eine der Reaktionskavitäten nur Puffer enthält und als Negativkontrolle dient.
Vorrichtung nach Anspruch 1–5, dadurch gekennzeichnet, dass die mit Substrat und/oder Puffer und/oder mit gefriergetrockneten Starterkulturen gefüllten Reaktionskavitäten jeweils mit 1–7 weiteren mit gefärbter Sperrflüssigkeit gefüllten oder mit jeweils einem miniaturisierten Drucksensoren ausgestatteten und senkrecht angeordneten Kavitäten kaskadenartig verbunden sind.
Vorrichtung nach Anspruch 1–6, dadurch gekennzeichnet, dass die einzelnen Kavitäten ein Volumen von 0,5–5,0 ml aufweisen.
Vorrichtung nach Anspruch 1–7, dadurch gekennzeichnet, dass die mit unterschiedlichen Substraten und Puffern gefüllten Reaktionskavitäten 1–20 ml, vorzugsweise von 4–8 mg Substrat und 0,6–0,8 ml Puffer enthalten.
Vorrichtung nach Anspruch 1–8, dadurch gekennzeichnet, dass als gefriergetrocknete Starterkulturen Kulturen aus der Faulschlammstabiliserung einer Abwasserreinigungsanlage mit Keimzahlen zwischen 0,5 × 10¹¹–5 × 10¹¹ Keimen verwendet werden.
Vorrichtung nach Anspruch 1–9, dadurch gekennzeichnet, dass ein für die Kultivierung von anaeroben Organismen geeigneter Puffer verwendet wird.
Vorrichtung nach Anspruch 1–10, dadurch gekennzeichnet, dass als gefärbte Sperrflüssigkeit eine Schwefelsäure-NaCl-Lösung mit Methylorange als Indikatorzusatz gemäß VDI-Richtlinie 4630 verwendet wird, wahlweise auch eine 3-molare NaOH-Lösung mit Thymolphthaleinzusatz als CO₂-Sättigungsindikator zur Bindung des gebildeten CO₂.
Vorrichtung nach Anspruch 1–11, dadurch gekennzeichnet, dass das verwendete Volumen der Sperrflüssigkeit in den einzelnen Kavitäten je nach Auslegung der Mikrotiterplatte 0,5–5,0 ml beträgt.
Verfahren zur Bestimmung der Biogasbildung aus Proben anaerober Prozesse in Reaktionskavitäten unter Verwendung einer Vorrichtung nach Anspruch 1–11, dadurch gekennzeichnet, dass die Reaktionskavitäten mit Substraten gefüllt werden und eine Zugabe von mikroorganismenhaltigen Proben erfolgt, wonach die zeitabhängige mikrobielle Umsetzung zu Biogas gemessen wird.
Verfahren nach Anspruch 12 unter Verwendung einer Vorrichtung nach Anspruch 1–11, dadurch gekennzeichnet, dass die Reaktionskavitäten mit gefriergetrockneten Starterkulturen gefüllt werden und nach Zugabe von unterschiedlichen Substraten die zeitabhängige mikrobielle Umsetzung zu Biogas gemessen wird.
Verfahren nach Anspruch 12 oder 13 unter Verwendung einer Vorrichtung nach Anspruch 1–11, dadurch gekennzeichnet, dass bis zu 12 standardisierte, unterschiedliche Substrate, gefriergetrocknete Starterkulturen oder mikroorganismenhaltige Proben aus Fermentationssystemen wie Biogasanlagen oder Faultürmen oder Pansenproben wiederkäuender Nutztiere eingesetzt werden.
Verfahren nach Anspruch 13–14 unter Verwendung einer Vorrichtung nach Anspruch 1–11, dadurch gekennzeichnet, dass die Inkubationszeit je nach Aufgabenstellung 1–30 Tage beträgt.
Verfahren nach Anspruch 13–15 unter Verwendung einer Vorrichtung nach Anspruch 1–11, dadurch gekennzeichnet, dass die Inkubation ruhend oder geschüttelt mit einer gleichmäßigen Temperatur zwischen 20 und 50, vorzugsweise 39° Grad in einem geeigneten Thermomixer oder Inkubationsraum erfolgt.
Verfahren nach Anspruch 13–16 unter Verwendung einer Vorrichtung nach Anspruch 1–11, dadurch gekennzeichnet, dass nach Abschluss der Inkubation die Menge an gebildetem Biogas anhand der in den Kavitäten verdrängten gefärbten Sperrflüssigkeit visuell oder apparativ ermittelt wird oder die Menge an gebildetem Biogas über eine kontinuierliche Messung des Druckaufbaus mittels des miniaturisierten Drucksensors in den einzelnen Kavitäten erfolgt.