CN116999559A - 硬脂酸或硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的应用 - Google Patents

硬脂酸或硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的应用 Download PDF

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Abstract

本发明公开了硬脂酸和/或硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的应用。本发明发现硬脂酸累积以及硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂可诱导肿瘤细胞增殖抑制和老化，因此，可将硬脂酸和/或硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂用于制备抗肿瘤、抑制肿瘤细胞增殖或诱导肿瘤细胞老化的药物。本发明不仅为抗肿瘤药物提供了新的来源，同时也拓宽了硬脂酸和硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂的应用范围。

Description

硬脂酸或硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的 应用
技术领域
本发明属于医药技术领域。更具体地，涉及硬脂酸或硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的应用。
背景技术
肿瘤是因体内某一部分组织细胞长期不正常增殖所引发的疾病，可分为良性肿瘤和恶性肿瘤两种。
肉毒碱棕榈酰基转移酶(CPT1C)是肉毒碱棕榈酰基转移酶(CPT)家族的一员，主要表达于神经系统和肿瘤组织，参与调节体重、食欲和能量稳态。近年来的研究表明，CPT1C是肿瘤细胞增殖老化的新型调控因子，为肿瘤的诊断和治疗提供了潜在的新靶点，而CPT1C与脂肪酸代谢存在密切联系。因此，研究CPT1C与脂肪酸代谢在人类肿瘤发生发展中的关系对开发新的肿瘤诊断标志物或新的抗肿瘤药物具有重要意义，但CPT1C和脂肪酸代谢在肿瘤发生发展中的关系目前尚未阐明。
硬脂酸是自然界广泛存在的一种脂肪酸，几乎所有油脂中都有含量不等的硬脂酸，其在动物脂肪中的含量较高，在植物油中的含量较少。由于硬脂酸有较好的乳化作用，因此常被用于制备化妆品等化工产品，也可作为起泡剂用于制造泡沫橡胶等，用途广泛。在医药领域，硬脂酸可与其它试剂复配用于制备复合凝胶等。例如有专利利用明胶与硬脂酸制备得到了一种明胶-硬脂酸复合凝胶，不仅机械强度较纯明胶凝胶增加，生物相容性也好。但目前尚未有关于硬脂酸用于制备抗肿瘤药物的报道。
发明内容
本发明要解决的技术问题是克服现有上述技术的缺陷和不足，提供硬脂酸和/或硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的应用。
本发明的第一个目的是提供硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的应用。
本发明的第二个目的是提供硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备抑制肿瘤细胞增殖的药物中的应用。
本发明的第三个目的是提供硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备诱导肿瘤细胞老化的药物中的应用。
本发明上述目的通过以下技术方案实现：
本发明发现，沉默肿瘤细胞的CPT1C后，细胞中硬脂酸的合成减慢、代谢加快，进一步发现硬脂酸累积可诱导肿瘤细胞增殖抑制和老化，可作为抗肿瘤新靶标或用于开发抗肿瘤药物。本发明同时还发现，硬脂酸代谢的关键酶硬脂酰CoA去饱和酶(SCD-1)的抑制剂亦能诱导肿瘤细胞增殖抑制和老化，而不依赖于CPT1C。因此，本发明申请保护硬脂酸和硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂的以下应用：
硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的应用。
硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备抑制肿瘤细胞增殖的药物中的应用。
硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备诱导肿瘤细胞老化的药物中的应用。
具体地，所述肿瘤为人乳腺癌或胰腺癌。
具体地，所述肿瘤细胞为人乳腺癌细胞或人胰腺癌细胞。
更具体地，所述人乳腺癌细胞为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231。
更具体地，所述人胰腺癌细胞为人胰腺癌细胞株PANC-1。
具体地，所述硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂为A939572。
具体地，所述硬脂酸的浓度为25～100μM。
具体地，所述硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂的浓度为10～40μM。
本发明具有以下有益效果：
本发明提供了硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤、抑制肿瘤细胞增殖或诱导肿瘤细胞老化的药物中的应用。除用于制备与抗肿瘤相关的药物外，硬脂酸或硬脂酰辅酶A去饱和酶也可作为抗肿瘤靶标，用于治疗肿瘤疾病。本发明不仅为抗肿瘤药物提供了新的来源，同时也拓宽了硬脂酸及硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂的应用范围。
附图说明
图1为沉默CPT1C对人乳腺癌细胞株MDA-MB-231硬脂酸合成代谢的影响结果；其中，图A为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中几种长链脂肪酸的表达量检测结果；图B为BSA共轭[U-13C16]棕榈酸培养的人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中棕榈酸的质量同位素分布结果；图C为[U-13C16]棕榈酸代谢示意图；图D为BSA共轭[U-13C16]棕榈酸培养的人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中硬脂酸的质量同位素分布结果；图E为BSA共轭[U-13C16]棕榈酸培养的人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中油酸的质量同位素分布结果；图F为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中硬脂酸和油酸的合成速率图；图G为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中硬脂酸合成和代谢酶的mRNA表达量检测结果；图H为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中硬脂酸合成和代谢酶的蛋白表达量检测结果；图中siRNA CPT1C为小RNA干扰CPT1C的表达。
图2为硬脂酸对人乳腺癌细胞株MDA-MB-231增殖和老化的影响结果；其中，图A为不同浓度梯度的BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的存活率结果；图B为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的增殖结果；图C为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的集落形成结果；图D为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的衰老相关β-gal染色结果；图E为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的衰老相关β-gal定量结果。
图3为硬脂酸对人胰腺癌细胞株PANC-1增殖和老化的影响结果；其中，图A为不同浓度梯度的BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的存活率结果；图B为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的增殖结果；图C为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的集落形成结果；图D为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的衰老相关β-gal染色结果；图E为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的衰老相关β-gal定量结果。
图4为硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂(A939572)对人乳腺癌细胞株MDA-MB-231增殖和老化的影响结果；其中，图A为不同浓度梯度的A939572培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的存活率结果；图B为A939572和对照剂DMSO培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的增殖结果；图C为A939572和DMSO培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的集落形成结果；图D为A939572和DMSO培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的衰老相关β-gal染色结果；图E为A939572和DMSO培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的衰老相关β-gal定量结果。
图5为硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂(A939572)对人胰腺癌细胞株PANC-1增殖和老化的影响结果；其中，图A为不同浓度梯度的A939572培养人胰腺癌细胞株PANC-1的存活率结果；图B为A939572和DMSO培养人胰腺癌细胞株PANC-1的增殖结果；图C为A939572和DMSO培养人胰腺癌细胞株PANC-1的集落形成结果；图D为A939572和DMSO培养人胰腺癌细胞株PANC-1的衰老相关β-gal染色结果；图E为A939572和DMSO培养人胰腺癌细胞株PANC-1的衰老相关β-gal定量结果。
注：图中*和#代表差异显著，与空白转染组或空白转染并给予对照溶剂组相比，*p＜0.05，**p＜0.01，***p＜0.001；与转染siRNA CPT1C转染并给予对照溶剂组相比，#p＜0.05，##p＜0.01，###p＜0.001。
具体实施方式
以下结合说明书附图和具体实施例来进一步说明本发明，但实施例并不对本发明做任何形式的限定。除非特别说明，本发明采用的试剂、方法和设备为本技术领域常规试剂、方法和设备。
除非特别说明，以下实施例所用试剂和材料均为市购。
本发明所用实验细胞为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231和人胰腺癌细胞株PANC-1，均由广州赛库生物技术有限公司进行细胞株品系鉴定。
药品和试剂：siRNA CPT1C(广州锐博生物技术有限公司)，[U-13C16]棕榈酸(美国Cambridge公司)；[U-13C6]葡萄糖(美国Cambridge公司)；无脂白蛋白BSA(美国Sigma公司)；硬脂酸(美国Sigma公司)；SCD-1抑制剂A939572(美国APExBIO公司)；CCK-8试剂盒(日本同仁化学研究所)，BrdU细胞增殖试剂盒(瑞士罗氏公司)，β-gal细胞衰老染色试剂盒(江苏碧云天公司)，Trizol试剂、RT-PCR试剂盒、RT-qPCR试剂盒(日本Takara公司)；引物(上海Invitrogen公司)；RIPA裂解液(上海博彩生物科技有限公司)；BCA蛋白浓度测定试剂盒(美国Thermo公司)；FASN一抗，SCD-1一抗(上海生工公司)、GAPDH一抗(美国Cell SignalingTechnology公司)和兔二抗(美国Cell Signaling Technology公司)；聚偏二氟乙烯膜(PVDF，美国Millipore公司)，ECL发光液(北京英格恩生物科技公司)。
实验仪器：SW-CJ-2FD型超净工作台(苏州净化集团)，TRACETM1310(美国Thermo公司)；ISQ QD GC-MS(美国Thermo公司)；DB-35色谱柱(美国Agilent公司)；5417-R低温高速离心机(德国Eppendorf公司)；多功能酶标仪(美国Molecular device公司)；Nanodrop2000微量紫外分光光度计(美国Thermo公司)，梯度PCR仪(德国Eppendorf公司)；7500RealTime PCR System(美国Applied Biosystems公司)；倒置荧光显微镜(日本Olumpus公司)，ImageQuant LAS 4000曝光成像仪(美国General Elecric公司)，超声破碎仪(美国Sonics&Materials公司)，Western Blot电泳电转系统(美国Bio-Rad公司)。
实验数据均以mean±S.E.M.表示，采用Graphpad Prism 8软件进行统计分析。采用unpaired Student’s t test或One-way ANOVA进行两组或多组间比较，p<0.05被认为有显著性差异。
实施例1沉默CPT1C对硬脂酸合成代谢的影响
1、实验方法
(1)细胞的培养与转染：用含有10％胎牛血清的DMEM高糖培养基培养两株肿瘤细胞并进行传代。
用Lipofectamine 2000转染试剂转染siRNA CPT1C构建低表达CPT1C的细胞株。转染6孔板细胞按照每孔250μLOpti-MEM培养基与5μL siRNA CPT1C或siControl储备液混匀。同时按照每孔250μLOpti-MEM培养基与5μLLipofectamine 2000转染试剂混匀。室温孵育5min后，将250μLLipofectamine2000工作液和250μL siRNA CPT1C或siControl(空白对照)工作液混匀，室温下孵育10min。预先从6孔板每孔吸出500μL培养基，然后从培养孔的不同位置逐滴加入上述混合溶液，每孔各500μL，混匀，培养板置于培养箱中继续培养。转染96孔板细胞按照每孔25μLOpti-MEM培养基与0.25μL siRNA CPT1C或siControl储备液混匀。同时按照每孔25μLOpti-MEM培养基与0.25μLLipofectamine 2000转染试剂混匀。室温孵育5min后，将25μLLipofectamine2000工作液和25μL siRNA CPT1C或siControl工作液混匀，室温下孵育10min。预先从96孔板每孔吸出50μL培养基，然后加入上述混合溶液，每孔各50μL，混匀，培养板置于培养箱中继续培养。
(2)分别以BSA共轭[U-13C6]棕榈酸和[U-13C6]葡萄糖培养沉默CPT1C的人乳腺癌细胞株MDA-MB-231，使用甲醇、氯仿提取小分子极性代谢物和脂质分子，样品存于-20℃冰箱。分别对极性代谢物和脂质分子进行衍生化，使用Thermo 1310与ISQ QD MS联用系统检测分析，运用Trace Finder 3.2软件处理数据，分析脂肪酸的合成代谢变化。
(3)RT-qPCR检测相关代谢酶的mRNA表达量
按照Trizol试剂的说明书从培养细胞中得到总RNA，用微量紫外分光光度计检测RNA纯度和浓度后，使用RT-PCR试剂盒，参照试剂盒说明书去除基因组DNA反应并逆转成cDNA，利用Real-time PCR反应试剂盒进行Real-time PCR反应。Real-time PCR反应体系为：10μL SYBR Premix Ex Taq(2×)，2.0μL cDNA，0.8μL Primer F(10μM)，0.8μL PrimerR(10μM)，0.4μL ROX reference dyeⅡ(50×)和6μL DEPC水，根据正交上样法在八连管上依次加样。
Real-time PCR扩增仪反应程序设置为：95℃，30s；95℃，5s；60℃，34s(40个循环)；95℃，15s；65℃，60s；95℃，15s。
本实施例所用内参基因ACTB和目的基因的引物序列如表1所示。以ACTB为内参，采用相对Ct值(ΔΔCt)法计算得到各自的ΔCt值，再将处理组ΔCt值减去对照组ΔCt值得ΔΔCt，计算2-ΔΔCt，得到各处理组目的基因的表达变化，并计算统计学差异。
表1
(4)Western-blot检测相关代谢酶的蛋白表达量
使用RIPA裂解液提取细胞蛋白，利用超声破碎仪在冰上对样品进行超声破碎，4℃、16000g条件下离心20min，离心后上清液即为蛋白样本。根据BCA蛋白定量试剂盒说明书测定上清液蛋白的浓度，以PBS稀释至统一浓度，并按照蛋白上清：5×loading buffer体积比为4：1加入相应的5×loading buffer，混匀离心，100℃条件下变性10min。按照每孔上样总蛋白20μg进行SDS-PAGE电泳，同时在两端的上样孔内加入3～4μL的ladder maker。电泳结束后根据目的蛋白的分子量裁切出玻璃胶板上相应位置的凝胶，平行移至滤纸上，并裁剪大小一致的PVDF膜，做好标记，在甲醇中活化数秒，反向倒扣于胶上，注意避免产生气泡。夹紧电极板，按照膜向正极胶向负极放入电泳槽中，槽内倒入新鲜的SDS-PAGE 1×电转液，并放入冰袋，电泳槽置于冰盆中，连接好装置，采用恒流模式，调电流使电流稳定维持在250mA，电转75～100min。
电转结束，将PVDF膜泡入TBST缓冲液中漂洗后，浸于5％封闭液中，在摇床上室温缓慢摇动70min。封闭结束，使用TBST缓冲液漂洗PVDF膜。PVDF膜浸于一抗稀释液中，在4℃摇床上孵育过夜。次日用TBST缓冲液漂洗PVDF膜3次，每次8min，以除去膜上的非特异结合抗体。将PVDF膜浸于二抗稀释液，室温缓慢振摇1h。二抗孵育结束，以TBST缓冲液漂洗PVDF膜3次，每次8min，除去一抗上非特异结合的二抗。启动显影仪预热，将显影发光液试剂A与B以1:1体积比混匀。以滤纸吸干PVDF膜上的TBST缓冲液，将PVDF膜浸入发光液体系中避光反应1min。置于ImageQuant LAS4000 mini曝光成像仪中进行显影操作。蛋白条带结果使用Quantity One软件进行灰度扫描，以GAPDH为内参，计算各组目的蛋白的表达变化，并进行统计学差异分析。
2、实验结果
沉默CPT1C对人乳腺癌细胞株MDA-MB-231硬脂酸合成代谢的影响结果如图1所示。其中，图1A为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中几种长链脂肪酸的表达量检测结果；图1B为BSA共轭[U-13C16]棕榈酸培养的人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中棕榈酸的质量同位素分布结果；图1C为[U-13C16]棕榈酸代谢示意图；图1D为BSA共轭[U-13C16]棕榈酸培养的人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中硬脂酸的质量同位素分布结果；图1E为BSA共轭[U-13C16]棕榈酸培养的人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中油酸的质量同位素分布结果；图1F为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中硬脂酸和油酸的合成速率图；图1G为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中硬脂酸合成和代谢酶的mRNA表达量检测结果；图1H为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231中硬脂酸合成和代谢酶的蛋白表达量检测结果；图中siRNA CPT1C为小RNA干扰CPT1C的表达。由图1可知，沉默CPT1C，即下调CPT1C表达后，人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的脂肪酸合成代谢改变，细胞脂肪酸累积，硬脂酸含量升高，但硬脂酸的合成速率减慢，代谢加快。
实施例2硬脂酸对人乳腺癌细胞株MDA-MB-231增殖和老化的影响
1、实验方法
(1)CCK-8细胞活力检测实验
将未经siRNA CPT1C处理的人乳腺癌细胞株MDA-MB-231按适宜的密度培养于96孔板中，每孔为100μL体系，每组设3个复孔，同时设置空白孔作为对照，在细胞中添加终浓度分别为12.5、25、50、100、200和400μM的BSA共轭硬脂酸处理48h后检测细胞活力。检测时，用培养基按照10:1的比例稀释试剂盒中的CCK-8溶液，移除96孔板内培养基，每孔加入100μL稀释液，标准培养条件下继续孵育1～4h，使用多功能酶标仪测定450nm波长处的吸光度。
(2)BrdU细胞增殖实验
用终浓度分别为25、50和100μM的BSA-共轭硬脂酸处理细胞后进行BrdU细胞增殖实验。BrdU细胞增殖实验依据BrdU细胞增殖酶联免疫试剂盒的说明书进行，使用酶标仪在370nm波长处测量各孔的吸光值，参比波长为492nm。
(3)细胞集落形成实验和β-gal染色实验
用终浓度分别为25、50和100μM的BSA-共轭硬脂酸处理细胞后进行细胞集落形成实验和β-gal染色实验。细胞集落形成实验依据Diff-Quik染色试剂盒的说明书进行，待实验细胞板自然风干后，在白纸背景下，对细胞集落斑块进行拍照。
β-gal染色实验根据SA-β-gal染色试剂盒的说明书进行，在倒置荧光显微镜下观察，选取不同视野进行拍照，确保结果具有一定的客观性。
2、实验结果
硬脂酸对人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的增殖和老化的影响结果如图2所示。其中，图2A为不同浓度梯度的BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的存活率结果。由图2A所示结果可知，浓度高于100μM的硬脂酸会显著降低MDA-MB-231的细胞活性，因此，后续实验所以硬脂酸的浓度为25、50和100μM。图2B为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的增殖结果；图2C为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的集落形成结果；图2D为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的衰老相关β-gal染色结果；图2E为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的衰老相关β-gal定量结果。由图2B～E所示结果可知，硬脂酸可以抑制MDA-MB-231的增殖，诱导MDA-MB-231细胞老化，具体表现为细胞的BrdU增殖能力显著下降，集落形成能力显著减弱，SA-β-gal活性显著升高。
实施例3硬脂酸对人胰腺癌细胞株PANC-1增殖和老化的影响
本实施例参照实施例2的实验方法，对硬脂酸对人胰腺癌细胞株PANC-1增殖和老化的影响进行了实验，结果如图3所示。其中，图3A为不同浓度梯度的BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的存活率结果；图3B为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的增殖结果；图3C为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的集落形成结果；图3D为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的衰老相关β-gal染色结果；图3E为BSA共轭硬脂酸和BSA培养人胰腺癌细胞株PANC-1的衰老相关β-gal定量结果。由图3B～E所示结果可知，硬脂酸可以抑制PANC-1的增殖，诱导PANC-1细胞老化，具体表现为细胞的BrdU增殖能力显著下降，集落形成能力显著减弱，SA-β-gal活性显著升高。
实施例4硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂对MDA-MB-231增殖和老化的影响
本实施例参照实施例2的实验方法，对硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂(A939572)对MDA-MB-231增殖和老化的影响进行了实验，结果如图4所示。其中，图4A为不同浓度梯度的A939572培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231后细胞的存活率结果；图4B为A939572和对照剂DMSO培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的增殖结果；图4C为A939572和DMSO培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的集落形成结果；图4D为A939572和DMSO培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的衰老相关β-gal染色结果；图4E为A939572和DMSO培养人乳腺癌细胞株MDA-MB-231的衰老相关β-gal定量结果。由图4B～E所示结果可知，硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂抑制剂A939572可抑制MDA-MB-231增殖，诱导MDA-MB-231细胞老化，表现为细胞的BrdU增殖能力显著下降，集落形成能力显著减弱，SA-β-gal活性显著升高。
实施例5硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂对PANC-1增殖和老化的影响
本实施例参照实施例2的实验方法，对硬脂酰CoA去饱和酶抑制剂(A939572)对PANC-1增殖和老化的影响进行了实验，结果如图5所示。其中，图5A为不同浓度梯度的A939572培养人胰腺癌细胞株PANC-1的存活率结果；图5B为A939572和DMSO培养人胰腺癌细胞株PANC-1的增殖结果；图5C为A939572和DMSO培养人胰腺癌细胞株PANC-1的集落形成结果；图5D为A939572和DMSO培养人胰腺癌细胞株PANC-1的衰老相关β-gal染色结果；图5E为A939572和DMSO培养人胰腺癌细胞株PANC-1的衰老相关β-gal定量结果。由图5B～E所示结果可知，A939572可抑制PANC-1增殖，诱导PANC-1老化，表现为细胞的BrdU增殖能力显著下降，集落形成能力显著减弱，SA-β-gal活性显著升高。
上述实施例为本发明较佳的实施方式，但本发明的实施方式并不受上述实施例的限制，其他的任何未背离本发明的精神实质与原理下所作的改变、修饰、替代、组合、简化，均应为等效的置换方式，都包含在本发明的保护范围之内。

Claims (10)

1.硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备抗肿瘤药物中的应用。
2.硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备抑制肿瘤细胞增殖的药物中的应用。
3.硬脂酸和/或硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂在制备诱导肿瘤细胞老化的药物中的应用。
4.根据权利要求1所述应用，其特征在于，所述肿瘤为人乳腺癌或胰腺癌。
5.根据权利要求2或3所述应用，其特征在于，所述肿瘤细胞为人乳腺癌细胞或人胰腺癌细胞。
6.根据权利要求5所述应用，其特征在于，所述人乳腺癌细胞为人乳腺癌细胞株MDA-MB-231。
7.根据权利要求5所述应用，其特征在于，所述人胰腺癌细胞为人胰腺癌细胞株PANC-1。
8.根据权利要求1～3任一所述应用，其特征在于，所述硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂为A939572。
9.根据权利要求1～3任一所述应用，其特征在于，所述硬脂酸的浓度为25～100μM。
10.根据权利要求1～3任一所述应用，其特征在于，所述硬脂酰辅酶A去饱和酶抑制剂的浓度为10～40μM。
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