CN112076220A - 虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用 - Google Patents

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Abstract

本发明属于生物制药技术领域，具体涉及虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用。本发明经过动物实验证明，虾头酶解物中含有多种活性物质，可以降低致炎因子内毒素的浓度，降低机体促炎因子的表达，升高抑炎因子的表达，达到调节肠道菌群、缓解便秘的效果，具有广泛的应用前景。并且可以充分利用虾加工产业中的副产物，成本低，安全性高，制备方法简单，药物开发基础好。

Description

虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用
技术领域
本发明属于生物制药技术领域。更具体地，涉及虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用。
背景技术
国内外流行病学调查结果表明，便秘的发病率正呈逐年上升的趋势，尤其是在老人、孕妇和节食减肥群体中发病率较高；统计结果表明，我国有超过半数的人群曾经或正在被便秘困扰。而长期便秘会使人心情烦躁、容貌衰老，还可能造成肛肠疾患、胃肠道功能紊乱、心血管疾病和性生活障碍等，同时还会增加溃疡性结肠炎、患结肠癌等疾病的患病率。引起便秘的原因有多种，其中肠道菌群失调引起的便秘最为常见。
传统治疗便秘的主要方法为采用泻药，可快速缓解便秘症状，但副作用较大，有效性较短，并且长期使用易发生药物依赖性，导致正常肠道菌群大幅度破坏，进而引起顽固性便秘，更加难以治愈。目前，通过改变饮食结构、调整生活方式以及摄入益生菌和益生元被认为是较为健康有效的治疗便秘的方法，但是该方法是一个长久的调整过程，难以快速解决患者当下的问题。另外的，许多研究表明益生元、益生菌等产品可显著改善便秘，如中国专利申请CN102919850A公开了一种用于营养食品及药品的组合物，该组合物主要包括苁蓉、益生菌、乳钙、动物初乳等，能改善便秘、改善肠道菌群紊乱、调节免疫力等。但是益生元、益生菌等产品常需要与其他组分组合使用，并且效果也没有较好的保证，很多情况下效果较差，其原因可能是肠道菌群紊乱型便秘在菌群紊乱的同时还会伴有低度炎症等问题，而目前的益生元、益生菌组合物还无法解决上述问题。
因此，迫切需要提供一种对肠道菌群紊乱、便秘等具有较好的调节或治疗作用的方法。
发明内容
本发明要解决的技术问题是克服现有泻药副作用大，长期使用易引起更严重的顽固性便秘；饮食结构调整，摄入益生元、益生菌等方法需要时间长，效果较差的缺陷和不足，提供一种虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用。
本发明的目的是提供一种虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用。
本发明上述目的通过以下技术方案实现：
虾头作为虾加工产业的副产物，产量较大，但利用率偏低，开发其新功能，提高其附加值已成为虾头下脚料再利用亟待解决的课题。发明人在实践中发现，虾头酶解物中含有多种活性物质，其中活性肽占比较大，具有较好的抗氧化活性。通过实验证明，虾头酶解物可以降低机体促炎因子的表达，升高抑炎因子的表达，降低致炎因子内毒素的浓度，达到调节肠道菌群、缓解便秘的效果。
因此，本发明提供了一种虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用。
进一步地，所述便秘为肠道菌群紊乱造成的便秘。
更进一步地，所述虾头酶解物可以降低便秘时机体促炎因子的表达。进一步地所述促炎因子包括IL-1β、IL-6和TNF-α。
更进一步地，所述虾头酶解物可以升高便秘时机体抑炎因子的表达。
进一步地，所述抑炎因子为IL-10。
更进一步地，所述虾头酶解物可以降低便秘时机体中致炎因子内毒素的浓度。
进一步地，所述调节肠道菌群为恢复肠道菌群多样性，增加疣微菌门、变形菌门、瘤胃菌属、特拉布斯氏菌属、阿克曼菌属菌群的相对丰度，降低拟杆菌门、拟杆菌属、梭菌属相对丰度。
更进一步地，所述虾头酶解物的制备方法为：
将虾头与虾体分离，虾头去壳、粉碎，加入质量体积比为1:(0.5～5)的水，调节pH为5.0～8.5，加入0.05～0.5wt％蛋白酶酶解，灭酶活，离心，取上清液冻干，即得。
进一步地，所述蛋白酶选自中性蛋白酶、胰蛋白酶、木瓜蛋白酶中的一种或几种，酶解条件为30～70℃酶解2～5h。
优选地，所述蛋白酶为中性蛋白酶，酶解条件为40～55℃，pH为6.0～8.0，酶解2～4h。
优选地，所述蛋白酶为胰蛋白酶，酶解条件为30～45℃，pH为7.0～9.0，酶解2～4h。
优选地，所述蛋白酶为木瓜蛋白酶，酶解条件为40～70℃，pH为5.0～8.0，酶解2～4h。
进一步地，所述灭酶活的条件为100℃温度下处理5min。
更进一步地，所述离心的条件为5000r/min离心10min。
虾头酶解物剂量为2～8g/60kg体重，每日两次，连续5～7日。可制成片剂或冲饮剂或在食物中添加，作为药物或保健品，达到调节肠道菌群、缓解便秘的效果。
本发明具有以下有益效果：
本发明虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用，经过动物实验证明，虾头酶解物中含有多种活性物质，可以降低机体促炎因子的表达，升高抑炎因子的表达，降低致炎因子内毒素的浓度，达到调节肠道菌群、缓解便秘的效果，具有广泛的应用前景。并且可以充分利用虾加工产业中的副产物，成本低，安全性高，制备方法简单，药物开发基础好。
附图说明
图1为虾头酶解物干预对小鼠体重的影响柱状图。
图2为虾头酶解物干预对小鼠进食量的影响柱状图。
图3为虾头酶解物干预对小鼠排便量的影响柱状图。
图4为虾头酶解物干预对小鼠粪便含水率的影响柱状图。
图5为虾头酶解物干预对小鼠排便时长的影响柱状图。
图6为虾头酶解物干预对小鼠肠蠕动能力的影响柱状图。
图7为虾头酶解物干预后小鼠菌群物种丰富度的OTU比较韦恩图。
图8为虾头酶解物干预后小鼠菌群门分类水平物种组成的丰度图。
图9为虾头酶解物干预后小鼠菌群属分类水平物种组成的丰度图。
图10为虾头酶解物干预后小鼠菌群Beta多样性主成分分析图。
图11为虾头酶解物干预后小鼠菌群Beta多样性非度量多维尺度分析图。
图12为虾头酶解物干预后小鼠菌群组间在丰度上有显著差异的物种LDA分布柱状图。
图13为虾头酶解物干预后小鼠菌群物种进化树图。
图14为虾头酶解物对血清中促炎因子IL-1β表达水平的影响柱状图。
图15为虾头酶解物对血清中促炎因子IL-6表达水平的影响柱状图。
图16为虾头酶解物对血清中促炎因子TNF-α表达水平的影响柱状图。
图17为虾头酶解物对血清中抑炎因子IL-10表达水平的影响。
图18为虾头酶解物对血清中内毒素(LPS)表达水平的影响柱状图。
具体实施方式
以下结合说明书附图和具体实施例来进一步说明本发明，但实施例并不对本发明做任何形式的限定。除非特别说明，本发明采用的试剂、方法和设备为本技术领域常规试剂、方法和设备。
除非特别说明，以下实施例所用试剂和材料均为市购。
统计学处理方法：采用SPSS 22.0统计软件进行数据分析。方差齐采用One-wayAnova分析，方差不齐用Nonparametric tests分析，组间比较采用多重检验的Turkey HSD，计数以百分率(％)表示，检验水准α＝0.05，以p<0.01为差异有统计学意义。
实施例1虾头酶解物的制备
所述虾头酶解物的制备具体包括以下步骤：
取南美白对虾虾头捣碎成泥，按1：0.5的重量体积比加入蒸馏水匀浆，调节pH为7.09，再加入0.1wt％中性蛋白酶充分搅拌均匀，50℃水浴加热3小时，酶解反应后100℃灭酶活5min，冷却后，5000r/min离心10min，取上清液旋蒸浓缩，冷冻干燥，即得。
实施例2虾头酶解物的制备
所述虾头酶解物的制备具体包括以下步骤：
取南美白对虾虾头捣碎成泥，按1：0.5的重量体积比加入蒸馏水匀浆，调节pH为8.0，再加入0.1wt％胰蛋白酶充分搅拌均匀，40℃水浴加热3小时，酶解反应后100℃灭酶活5min，冷却后，5000r/min离心10min，取上清液旋蒸浓缩，冷冻干燥，即得。
实施例3虾头酶解物的制备
所述虾头酶解物的制备具体包括以下步骤：
取南美白对虾虾头捣碎成泥，按1：1的重量体积比加入蒸馏水匀浆，调节pH为6.0，再加入0.5wt％木瓜蛋白酶充分搅拌均匀，35℃水浴加热3小时，酶解反应后100℃灭酶活5min，冷却后，5000r/min离心10min，取上清液旋蒸浓缩，冷冻干燥，即得。
应用例 虾头酶解物调节肠道菌群或缓解便秘的效果
1、实验材料
1.1实验动物：
48只SPF级的6周龄雌性C57BL/6J小鼠(购于北京华阜康生物科技股份有限公司，许可证批号：SCXK(京)2016-0002)。实验动物被单独饲养在笼中，期间可以自由获取Co60辐照灭菌的全价配合饲料(营养成分符合GB14924.3-2001要求)和无菌水，饲养环境温度为20～25℃，相对湿度为40～70％，明暗循环周期为12h，压力梯度为20～50Pa，全新风，单向流动，每周进行3次换水瓶和更换垫料。
1.2实验试剂：
抗生素：克拉霉素(Clarithromycin)、头孢氨苄(Cephalexin)、阿莫西林(Amoxicillin)，BR级，均购自大连美仑生物技术有限公司。将克拉霉素、头孢氨苄、阿莫西林按照质量比例2:2:1混合，分别配制成抗生素总量浓度为125mg/mL的高浓度抗生素混合悬液和抗生素总量为62.5mg/mL的低浓度抗生素混合悬液。
虾头酶解物：采用实施例1制备得到的虾头酶解物。
微板定量显色基质法鲎试剂盒；ELISA炎性指标快速检测试剂盒，ELISA0KitProduct Manual：本实验选用的为欣博盛QuantiCyto小鼠IL-10、IL-6、IL-Iβ、TNF-αELISA试剂盒；内毒素快速检测试剂盒：选用厦门鲎试剂生物科技股份有限公司的内毒素检测鲎试剂盒(微板定量显色法)，批号：19080106。
2、实验动物的处理
2.1便秘小鼠模型的构建
实验小鼠购得后，先使用Co60辐照灭菌维持饲料同笼喂养1周，以确保小鼠适应饲养环境，并达到相似的肠道菌群基础水平。待适应后，将42只6周龄雌性C57BL/6J小鼠随机分为空白对照组(MB)和便秘模型组(MD)，其中MB组12只，MD组30只，6只/笼，每日9:00进行灌胃，灌胃剂量0.02mL/g·bw，MD组第1～4d灌胃低浓度抗生素混合悬液，第5～7d灌胃高浓度抗生素混合悬液，MB组每日灌胃同体积无菌生理盐水。第7d随机选取MB组、MD组各4只小鼠进行解剖；记录小鼠体重、粪便数量、首粒黑便时长，计算饲料消耗量、粪便含水率和小肠推进率；同时，取1～2粒小鼠粪便于样本裂解液中，存放于-80℃冰箱中，用于测定肠道菌群结构及分析。
2.2虾头酶解物对便秘小鼠模型干预作用
动物分组：将2.1中未解剖的空白组6只小鼠安置在同一笼中，便秘模型组24只小鼠重新随机分为4组，6只/组，分为便秘模型对照组(MD组)，干预组：虾头酶解物高剂量组(1.8g/kg.bw)、虾头酶解物低剂量组(0.9g/kg.bw)，各组编号分别为MB、XT low、XT high，每组按编号贴好标签；
处理方式：每日9:00进行灌胃，灌胃剂量0.02mL/g·bw，连续灌胃7d；空白对照组和便秘模型灌胃无菌生理盐水，干预组灌胃干预试剂。记录小鼠体重、粪便数量、首粒黑便时长，计算饲料消耗量、粪便含水率和小肠推进率。同时，取1～2粒小鼠粪便于样本裂解液中，存放于-80℃冰箱中，用于测定肠道菌群结构及分析。
3、指标测定
3.1小鼠便秘的粪便形态学鉴定
灌胃后，收集2h内小鼠排出的粪便，置于培养皿中，观察小鼠粪便表面湿润度、粪便颗粒完整性及粪便形状，解剖时测定粪便在肠道组织中的残留量。
3.2小鼠体重和饲料消耗量的测定
在抗生素灌胃前和灌胃结束后分别测量小鼠未进食前体重，计算每组小鼠体重平均值，测定24h内小鼠的平均饲料消耗量，根据公式(1)计算饲料消耗率。
饲料消耗率＝(投喂量/g-剩余量/g)/投喂量/g×100％ (1)
3.3小鼠粪便量和粪便含水率的测定
分别收集每组小鼠灌胃前和第7d灌胃后24h内排出的粪便，采用分区计数法计数，将其放置在80℃烘箱烘干10h至恒重，计算每组小鼠粪便数量的平均值，根据公式(2)计算小鼠粪便含水率。
含水率＝(W1-W2)/(W1-W0)×100％ (2)
式中，W0：培养皿重量，g；
W1：粪便湿重和培养皿的总重量，g；
W2：粪便干重和培养皿的总重量，g。
3.4小鼠首粒黑便时长和小肠墨汁推进率的测定
抗生素灌胃第7d，将MB和MD组3只小鼠独笼饲养，按小鼠体质量灌胃墨汁后，记录小鼠从灌胃开始到首粒黑便排出时长；随机选取MB和MD组3只小鼠，按体质量灌胃墨汁，30min后解剖，测量小肠全长及自胃部下端幽门处到墨水运动前沿的距离，按公式(3)计算小肠推进率。
推进率/％＝(墨汁推动距离/cm)÷(小肠全长/cm)×100％ (3)
结果参见图1～6，由图可见，抗生素造成的菌群紊乱型便秘模型小鼠的进食量、排便量、粪便含水率、排便时长、小肠蠕动能力显著下降，经一定剂量虾头酶解物干预后，小鼠体重明显恢复，进食量、排便量、粪便含水率、排便时长、小肠蠕动能力显著提升，说明小鼠灌胃虾头酶解物可显著改善小鼠便秘症状，提高小鼠排便功能。
4、小鼠肠道菌群结构分析
粪便DNA提取：置于-80℃冰箱中的粪便样品，采用SDS裂解液冻融法进行DNA提取，基因组DNA通过PowerMax提取试剂盒(MoBio Laboratories,Carlsbad,CA,USA)提取，在-20℃储存；采用NanoDrop ND-1000分光光度计(Thermo Fisher Scientific,Waltham,MA,USA)测定DNA的数量和质量，若样品浓度较低，则视为该样品无效，不可进行下一步电泳检测。
Illumina高通量16s rDNA测序：通过采用Illumina Hiseq测序平台，使用引物为515F-806R对V4区进行扩增测序，测序得到fastq格式的原始数据，再配对拼接成单条序列；通过barcode确定序列对应的样本，用QIIME序列进行质控过滤，去掉嵌合体，得到有效序列。
4.1OTU聚类与统计
用R软件编写程序，对全部样本所包含的序列的长度分布进行统计。根据OTU的聚类结果，默认以97％相似度下以OTU为单位绘制韦恩图，比较不同样品(组)之间共有、特有的OTU数目，结果参见图7。
由图可见，各组小鼠OTU数量存在差异，可见MB>XT high>XT low>MD，其中MB组OTU数量最多，便秘模型小鼠菌群物种丰富度显著降低，经虾头酶解物干预后菌群物种丰富度显著提高，并接近正常对照组。
4.2各分类水平组成分析
通过对OTU的聚类和注释的结果统计，得到不同分类水平上(由门、纲、目、科、属、种组成)各个样本的微生物类群落组成数量。根据物种注释结果，对每个样本或分组在各分类水平上(门、纲、目、科、属)选取丰度排名前10的物种绘制相对丰度柱状图，分析不同样本或分组间物种组成比例情况。根据不同样本的分类单位的相似度进行聚类，了解样品之间的相似性以及属水平上的群落构成相似性。
4.2.1虾头酶解物干预后小鼠肠道菌群在门水平下的差异比较
由图8可见，小鼠肠道微生物门水平物种物种所占比例结果中，总共检测到6个菌门，分别为：拟杆菌门(Bacteroidetes)、厚壁菌门(Firmicutes)、疣微菌门(Verrucomicrobia)、放线菌门(Actinobacteria)、变形菌门(Proteobacteria)，其中Bacteroidetes、Firmicutes、Proteobacteria三个菌门丰度占据了大部分各组在优势菌门组成上存在差异，对比MD、MB组，MD组中物种多样性低于其他干预组，Bacteroidetes菌门为优势菌，有益菌门Verrucomicrobia缺失，干预组Proteobacteria为优势菌，Proteobacteria、Verrucomicrobia菌门相对丰度显著增加。经虾头酶解物干预便秘小鼠模型，门水平上肠道菌群结构显著改善，XT high组可使Verrucomicrobia、Proteobacteria等有益菌门相对丰度显著增加，表现出较好的改善效果。
4.2.2虾头酶解物干预后小鼠肠道菌群在属水平下的差异比较
属水平情况参见图9，小鼠肠道菌群物种丰度较高的主要包括拟杆菌科的拟杆菌属(Bacteroides)、理研菌科的理研菌属(f-Rikenellaceae)、拟杆菌门的S24-7、肠球菌属(Enterococcus)、梭菌属(Clostridiales)、消化链球菌属(Peptostreptococcaceae)、毛螺菌属(Lachnospiraceae)、布劳特氏菌属(Blautia)、示波螺菌(Coprococcus)、瘤胃菌属(Ruminococcus)、肠杆菌属(Enterobacteriaceae)、特拉布斯氏菌属(Trabulsiella)、阿克曼菌属(Akkermansia)，其中23个菌属中主要有益菌为Akkermansia、Trabulsiella、瘤胃菌属(Ruminococcus)、理研菌科的f-Rikenellaceae、Blautia，有害菌属为Clostridiales、Bacteroides。由图可见，对比MB组、MD组，MD组Clostridiales和Bacteroides丰度显著提高，Ruminococcus丰度显著降低，Akkermansia未检出，干预组Ruminococcus、Trabulsiella、Akkermansia菌属相对丰度显著升高，有害菌属Clostridiales、Bacteroides相对丰度显著降低。
4.3Beta多样性分析
通过多变量统计学方法主成分析(PCA,Principal Component Analysis)，分别是用前3个主要成分两两组合，以及非度量多维尺度分析NMDS分析进行作图从中发现不同样品(组)间的差异。
Beta多样性指标是用来比较多组样本之间的差别度量，表示微生物群落结构的稳定性。主坐标分析PCoA(principal co-ordinates analysis)通过一系列的特征值和特征向量进行排序后，通过对样本距离矩阵作降维分解，从而简化数据结构，展现样本在某种特定距离的分布，以及非度量多维尺度分析NMDS分析进行作图从中发现不同样品(组)间的差异，结果参见图10～11。
图中每一个点代表一个样本，相同颜色的点来自同一个分组，距离反应样本相似性；由图可见，对比MB组，XT high组样本间相似性较高，物种组成差异小，肠道微生物结构较稳定；结合组间和组内分析可知，虾头酶解物干预后，小鼠肠道菌群的Beta多样性差异较为显著，组间肠道菌群存在着一定程度上的相似性。说明虾头酶解物可显著改变模型小鼠的菌群多样性，使之接近于正常对照小鼠。
4.4LEfSe分析组间菌群差异显著物种
通过多个分组之间的LEfSE分析比较，以及亚组之间比较分析，从而找到组间在丰度上有显著差异的物种(即biomaker)，LDA值分布柱状图展现不同组中丰度有显著差异的物种，柱状图的长度代表显著差异物种的影响大小，进化分支图由内至外辐射的圆圈代表了不同的分类级别，由内至外辐射的圆圈代表了由门至属的分类级别(最里面的那个黄圈是界)，每一个圆圈代表该水平下的一个分类，圆圈的直径大小代表了相对丰度的大小，直径大小与相对丰度大小呈正比，无显著差异的物种统一着色为黄色，差异物种按分组颜色着色。
由LDA分布柱状图图12结果显示，MD组主要受有害菌数拟杆菌属的影响，虾头酶解物干预组主要受有益菌Akkermansia、S24-7、Verrucomicrobiaceae的影响；由图13物种发育树可见，干预组物种丰富度大于MD组，且对应菌群丰富度升高，虾头酶解物干预组丰度变化主要集中在Verrucomicrobiaceae、Enterococcus，MD组丰度变化集中在Bacteroides、Clostridiales菌属丰度的变化。
5、炎性因子的检测
解剖小鼠前眼球取血，将取得小鼠全血于10min内，离心(3000r/min)10min，去除悬浮物，取上清液于无菌EP管中，置于-80℃冰箱保存，测定时先从-80℃冰箱中取出，温度递增法使其融解。选取Mouse TNF-αELISA KIT、Mouse IL-1βELISA KIT、Mouse IL-6ELISAKIT、Mouse IL-10ELISA KIT四种酶联免疫吸附实验(enzyme linked immunosorbentassay ELISA)试剂盒，根据预实验，样本稀释倍数为10X；检测前从冰箱中取出试剂盒，平衡至室温；实验具体操作按照试剂盒使用说明书操作。
5.1虾头酶解物对血清中促炎因子IL-1β、IL-6、TNF-α表达水平的影响
由图14可见，对比MB组，XT high组小鼠血清中IL-1β表达水平显著降低；对比低聚果糖干预组，虾头酶解物干预组IL-1β表达水平显著下降。
由图15可见，对比MB组，干预组小鼠血清中IL-6表达水平显著降低(P<0.01)，XThigh组小鼠血清中粗炎因子IL-6表达水平显著降低；对比MD组，XT high组小鼠血清中IL-6表达水平显著下降130.0ng/mL(P<0.01)。
由图16可见，对比MD组和MB组，小鼠血清中促炎因子TNF-α表达水平均显著下降，XT high组小鼠血清中粗炎因子TNF-α表达水平2.3ng/mL显著低于MD组14.0ng/mL和MB组18.0ng/mL(P<0.01)。
可见，经虾头酶解物干预后，小鼠血清中3中促炎因子表达水平降低，XT high组降低小鼠血清中促炎因子水平表达效果最明显。
5.2虾头酶解物对血清中抑炎因子IL-10表达水平的影响
由图17可见，对比MD组，干预组小鼠血清中IL-10抑炎因子表达水平显著升高(P<0.01)，XT high IL-10表达水平显著升高，且恢复到空白组一致的水平。经虾头酶解物干预后，小鼠血清中抑炎因子表达水平升高。
5.3虾头酶解物对血清中致炎因子内毒素(LPS)的影响
由图18可见，对比MD组，小鼠血清中LPS浓度显著下降(P<0.01)，XT low组LPS浓度显著低于MD组。经虾头酶解物干预后，能显著降低小鼠血清中内毒素浓度。
上述实施例为本发明较佳的实施方式，但本发明的实施方式并不受上述实施例的限制，其他的任何未背离本发明的精神实质与原理下所作的改变、修饰、替代、组合、简化，均应为等效的置换方式，都包含在本发明的保护范围之内。

Claims (10)

1.虾头酶解物在制备调节肠道菌群或缓解便秘药物中的应用。
2.根据权利要求1所述应用，其特征在于，所述便秘为肠道菌群紊乱造成的便秘。
3.根据权利要求2所述应用，其特征在于，所述虾头酶解物可以降低便秘时机体促炎因子的表达。
4.根据权利要求3所述应用，其特征在于，所述促炎因子包括IL-1β、IL-6和TNF-α。
5.根据权利要求2所述应用，其特征在于，所述虾头酶解物可以升高便秘时机体抑炎因子的表达。
6.根据权利要求5所述应用，其特征在于，所述抑炎因子为IL-10。
7.根据权利要求2所述应用，其特征在于，所述虾头酶解物可以降低便秘时机体中致炎因子内毒素的浓度。
8.根据权利要求1所述应用，其特征在于，所述调节肠道菌群为恢复肠道菌群多样性，增加疣微菌门、变形菌门、瘤胃菌属、特拉布斯氏菌属、阿克曼菌属菌群的相对丰度，降低拟杆菌门、拟杆菌属、梭菌属相对丰度。
9.根据权利要求1所述应用，其特征在于，所述虾头酶解物的制备方法为：
将虾头与虾体分离，虾头去壳、粉碎，加入质量体积比为1:(0.5～5)的水，调节pH为5.0～8.5，加入0.05～0.5wt％蛋白酶酶解，灭酶活，离心，取上清液冻干，即得。
10.根据权利要求9所述应用，其特征在于，所述蛋白酶选自中性蛋白酶、胰蛋白酶、木瓜蛋白酶中的一种或几种，酶解条件为30～70℃酶解2～5h。
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