CN111330065A - 医用复合纤维、制备方法以及组织修复敷料 - Google Patents
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Abstract
本发明提供了一种医用复合纤维，由壳聚糖纤维、羊膜以及氨基多糖类物质组成，提高了使用安全性。所述壳聚糖纤维作为内芯，能够保持满足应用需求的强度。形成于所述壳聚糖纤维表面的所述氨基多糖类物质能够提高吸液性能和细胞的黏附性能，有利于细胞增殖，形成于所述壳聚糖纤维表面的羊膜则进一步促进了细胞的增殖，有利于组织创面的愈合。本发明还提供了所述医用复合纤维的制备方法以及由所述医用复合纤维形成的组织修复敷料。
Description
技术领域
本发明涉及生物医用材料技术领域，尤其涉及医用复合纤维、制备方法以及组织修复敷料。
背景技术
随着对创面愈合过程的病理生理的深入研究，人们对创面愈合过程的理解也越来越深刻，促进了医用创面敷料的不断改进与发展。除了安全无毒性外，良好的医用创面敷料不仅要安全无毒并对创面渗出液具有高的吸收性能，还要具有抑菌性并能够快速促进创面愈合。
动物实验以及临床实验表明，羊膜产生的诸如碱性成纤维细胞生长因子(bfgf)、肝细胞生长因子(hgf)和转化生长因子-β(tgf-β)等能促进上皮化发生，有利于上皮细胞的分化、移行和增强上皮细胞的粘附性；羊膜产生的gb4、gb9、gb11三种单克隆抗体有助上皮细胞的增殖、移行和分化，有利于创面迅速上皮化。例如2013年发表在InternationalWound Journal(国际伤口杂志)第10卷第502-507页的“A prospective randomizedcomparative parallel study of amniotic membrane wound graft in the managementof diabetic foot ulcers”揭示了与标准治疗方案相比，使用人羊膜治疗糖尿病足溃疡，在第4周和第6周的伤口治愈率分别为77％和92％，而对照组仅为0％和8％，因此，羊膜和传统的材料相比显示出无法比拟的优势，在组织修复领域具有良好的应用前景。
但是，目前研究或临床上应用的羊膜基本采用片剂和粉剂，例如公开号为CN108210995A的中国发明专利申请公开了一种由多层羊膜通过粘合剂粘合形成的复合生物组织修复材料，以应用于组织修补、创面修复等领域。然而，由于羊膜是一层致密的膜，其不透水，不透气，上述专利申请的复合生物组织修复材料其实并不利于物质交换，且该复合生物组织修复材料含有氰基丙烯酸酯类的粘合剂，而氰基丙烯酸酯具有一定的毒性，影响了材料的使用安全性。
另外，片剂羊膜的生产效率低，稳定性差，限制了临床使用。而粉剂羊膜不能起到力学支撑作用，限制了对力学性能有要求的临床方面的使用。
因此，有必要开发一种新型的医用复合纤维，以解决现有技术中存在的上述问题。
发明内容
本发明的目的在于提供一种医用复合纤维、所述医用复合纤维的制备方法以及由所述医用复合纤维形成的组织修复敷料，以具有能满足应用的强度，并提高使用安全性。
为实现上述目的，本发明的所述医用复合纤维主要由壳聚糖纤维以及形成于所述壳聚糖纤维表面的壳层物质组成，所述壳层物质主要由羊膜和氨基多糖类物质组成，所述氨基多糖类物质为透明质酸钠与所述壳聚糖纤维表面相互作用形成的物质；所述羊膜占所述医用复合纤维的质量百分比为0.1-50％，所述氨基多糖类物质占所述医用复合纤维的质量百分比为1-95％，余量为所述壳聚糖纤维。
本发明的所述医用复合纤维的有益效果在于：所述医用复合纤维由具有良好生物相容性的壳聚糖纤维、羊膜以及氨基多糖类物质组成的，避免了由于使用具有毒性的粘合剂对使用安全性的影响。所述壳聚糖纤维作为所述医用复合纤维的内芯，能够保持满足应用需求的强度。形成于所述壳聚糖纤维表面的所述氨基多糖类物质能够进一步提高吸液性能以及细胞的黏附性能，有利于细胞增殖，形成于所述壳聚糖纤维表面的羊膜则进一步促进了细胞的增殖，有利于组织创面的愈合。
优选的，所述羊膜来源于哺乳动物。其有益效果在于：提高了所述医用复合纤维制备方法的普适性。
进一步优选的，所述哺乳动物为人、猪、羊和牛中的任意一种。
优选的，所述医用复合纤维的平均直径为50纳米-2毫米。
优选的，所述壳聚糖纤维由粘均分子量为5万-500万的壳聚糖形成，所述透明质酸钠的粘均分子量为1万-500万。
优选的，所述氨基多糖类物质包括由透明质酸钠和壳聚糖纤维通过酰化反应得到的产物。其有益效果在于：提高了透明质酸和壳聚糖纤维的结合力。
本发明的所述医用复合纤维的制备方法包括将所述壳聚糖纤维依次浸没于负载浸泡液和质子化浸泡液中以进行负载处理和质子化处理，然后对经所述质子化处理后得到的纤维进行常压干燥或真空干燥，得到所述医用复合纤维；所述负载浸泡液由透明质酸钠水溶液和羊膜粉形成，所述透明质酸钠水溶液的质量浓度为0.1-20％，所述羊膜粉与所述透明质酸钠水溶液中的透明质酸钠的质量比为1:10-5:1，所述负载处理的温度为0-30摄氏度，时长为1分钟-10小时；所述质子化浸泡液由所述质子酸和所述有机溶剂组成，所述质子酸的质量占所述质子化浸泡液质量的百分比为0.1-50％，所述质子化处理的温度为-10–30摄氏度，时长为1分钟-12小时。
本发明的所述医用复合纤维的制备方法的有益效果在于：避免使用具有毒性的粘合剂，并通过对所述负载浸泡液中的透明质酸钠和羊膜粉进行的含量控制、对所述质子化浸泡液中的质子酸和有机溶剂进行的含量控制，以及对所述负载处理和所述质子化处理的温度和时长进行控制，能够保留所述壳聚糖纤维的纤维结构，以保持能满足应用需求的强度，且形成于所述壳聚糖纤维表面的所述氨基多糖类物质能够提高吸液性能和细胞的黏附性能，有利于细胞增殖，形成于所述壳聚糖纤维表面的羊膜则进一步促进了细胞的增殖，有利于组织创面的愈合。
优选的，所述羊膜粉来源于人体、猪、羊和牛中的任意一种，所述羊膜粉的平均粒径为20纳米-1毫米。
优选的，所述壳聚糖纤维的平均直径为50纳米-2毫米，所述壳聚糖纤维由粘均分子量为5万-500万的壳聚糖形成。
优选的，所述透明质酸钠的粘均分子量为1万-500万。
优选的，所述质子酸为硫酸、盐酸、甲酸和乙酸中的任意一种，所述有机溶剂为乙醇、丙酮、异丙醇、乙酸乙酯和正己烷中的任意一种。
本发明的所述组织修复敷料由所述医用复合纤维形成。
优选的，所述组织修复敷料为针刺无纺布或水刺无纺布，所述组织修复敷料的克重为25-200克/平方米。
附图说明
图1a为本发明的平均直径为15微米的壳聚糖纤维的扫描电镜照片；
图1b为本发明的使用图1a所示的壳聚糖纤维为原料制备的对比复合纤维的扫描电镜照片；
图1c为本发明的使用图1a所示的壳聚糖纤维为原料制备的医用复合纤维的扫描电镜照片；
图2a为本发明以图1a所示的壳聚糖纤维为原料制备的对比织物经48小时的细胞培养和DAPI染色后的荧光光学照片；
图2b为本发明以图1a所示的壳聚糖纤维为原料制备的对比复合织物经48小时的细胞培养和DAPI染色后的荧光光学照片；
图2c为本发明以图1a所示的壳聚糖纤维为原料制备的组织修复敷料经48小时的细胞培养和DAPI染色后的荧光光学照片；
图3a为本发明以图1a所示的壳聚糖纤维为原料制备的组织修复敷料在琼脂扩散平板中的抑菌情况照片；
图3b为移出图3a中的组织修复敷料后形成于琼脂扩散平板中的抑菌区域的照片。
具体实施方式
为使本发明实施例的目的、技术方案和优点更加清楚，下面结合附图对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有作出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。除非另外定义，此处使用的技术术语或者科学术语应当为本发明所属领域内具有一般技能的人士所理解的通常意义。本文中使用的“包括”等类似的词语意指出现该词前面的元件或者物件涵盖出现在该词后面列举的元件或者物件及其等同，而不排除其他元件或者物件。
具体实施方式中的主要试剂来源如下：
壳聚糖纤维、人羊膜粉、猪羊膜粉、牛羊膜粉和羊羊膜粉来源于上海赛立维生物科技有限公司。透明质酸钠来源于华熙福瑞达生物医药有限公司，产品代码为HA-E1；硫酸、盐酸水溶液、甲酸、丙酮、异丙醇、乙酸乙酯和正己烷均来源于国药集团化学试剂有限公司，货号分别为10021608、10011018、40023774、10000418、40064360、10009418和80068662；4',6-二脒基-2-苯基吲哚来源于北京索莱宝科技有限公司，货号为D8200；乙酸来源于阿法埃莎(中国)化学有限公司，货号为10994；蛋白酶K溶液、细胞计数试剂-8和磷酸盐缓冲液均来源于上海碧云天生物技术有限公司，货号分别为ST535、C0037和ST476；乙醇来源于上海泰坦科技股份有限公司。
具体实施方式中的主要仪器来源如下：
24孔板产自耐思科学有限公司(NEST Science Co.Ltd)；二氧化碳培养箱购自新加坡艺思高科技有限公司(ESCO)，产品型号为CLL-170B-8；细胞倒置显微镜购自株式会社尼康(Nikon)，产品型号为Ta2-FL；酶标仪购自赛默飞世尔科技公司(Thermo)，产品型号为SLW-SH-010-MBY。扫描电镜购自日本电子，产品型号为JSM-5600LV。
针对现有技术存在的问题，本发明实施例提供了一种医用复合纤维、所述医用复合纤维的制备方法以及由所述医用复合纤维形成的组织修复敷料。
本发明实施例的所述医用复合纤维由壳聚糖纤维以及形成于所述壳聚糖纤维表面的壳层物质组成，所述壳层物质主要由羊膜和氨基多糖类物质组成，所述氨基多糖类物质为透明质酸钠与所述壳聚糖纤维表面相互作用形成的物质。
本发明一些实施例中，所述氨基多糖类物质包括由透明质酸钠和壳聚糖纤维通过酰化反应得到的产物。
本发明一些实施例中，所述医用复合纤维的平均直径为50纳米-2毫米。
所述医用复合纤维的制备方法包括将壳聚糖纤维依次浸没于负载浸泡液和质子化浸泡液中以进行负载处理和质子化处理，然后对经所述质子化处理后得到的纤维进行常压干燥或真空干燥，得到所述医用复合纤维。
所述负载处理具体为将所述壳聚糖纤维浸没于一定温度的所述负载浸泡液中静置。所述质子化处理具体为将经所述负载处理得到的湿态纤维晾至无明显液态滴落的状态后，浸没于一定温度下的所述质子化浸泡液中进行静置。
本发明一些实施例中，所述壳聚糖纤维的平均直径D1为50纳米-2毫米，所述壳聚糖纤维中的壳聚糖的粘均分子量M1为5万-500万。
具体的，本发明的实施例1-5中，D1和M1的具体值请参见表1。
表1
| 实施例编号 | 1 | 2 | 3 | 4 | 5 |
| D1/微米 | 15 | 2000 | 0.05 | 500 | 0.5 |
| M1/万 | 100 | 500 | 5 | 200 | 20 |
本发明实施例中，所述负载浸泡液由透明质酸钠水溶液和羊膜粉组成。所述羊膜粉在所述透明质酸钠水溶液中均匀分布并悬浮。
所述透明质酸钠的质量百分比W1，即所述透明质酸钠的质量占所述透明质酸钠水溶液的百分比为0.1-20％，所述羊膜粉的质量与所述透明质酸钠质量比W2为1：10-5：1。
本发明一些实施例中，所述透明质酸钠的粘均分子量M2为1万-500万。
本发明一些实施例中，所述羊膜粉的平均粒径D2为20纳米-1毫米。所述羊膜粉来源于哺乳动物，所述哺乳动物包括人、猪、牛和羊中的任意一种，具体的制备方法为本领域公知的常规手段，在此不做赘述。
具体的，本发明的实施例1-5中，W1、W2、M2、D2以及羊膜粉种类请参见表2。
表2
本发明实施例中，所述质子化浸泡液由质子酸和有机溶剂组成。所述质子酸的质量百分比W3，即所述质子酸占所述质子化浸泡液的质量百分比为0.1-50％。
本发明一些实施例中，所述质子酸为硫酸、盐酸、甲酸和乙酸中的任意一种。
本发明一些实施例中，所述有机溶剂为乙醇、丙酮、异丙醇、乙酸乙酯和正己烷中的任意一种。
具体的，本发明的实施例1-5中，W3以及质子酸和有机溶剂的具体种类请参见表3。
表3
本发明一些实施例中，依次通过所述负载处理和所述质子化处理使至少部分的所述透明质酸钠与所述壳聚糖纤维的表面发生酰化反应，使生成的产物和所述羊膜粉均负载于所述壳聚糖纤维的表面。
具体的，所述负载处理的温度T1为0-30摄氏度，所述负载处理的时长t1为1分钟-10小时。所述质子化处理的温度T2为-10–30摄氏度，所述质子化处理的时长t2为1分钟-12小时。
具体的，本发明的实施例1-5中，T1、T2、t1和t2的具体值请参见表4。
表4
| 实施例编号 | 1 | 2 | 3 | 4 | 5 |
| T1/摄氏度 | 25 | 30 | 20 | 5 | 0 |
| t1/分钟 | 120 | 1 | 30 | 300 | 600 |
| T2/摄氏度 | 25 | 30 | 0 | -10 | 5 |
| t2/分钟 | 1 | 300 | 720 | 60 | 30 |
本发明一些实施例中，所述干燥处理的方式为常压干燥或真空干燥中的任意一种。所述干燥处理的温度T3为-80–25摄氏度，所述干燥处理的时长控制在能够使所述医用复合纤维的质量不发生明显变化为宜。
具体的，本发明的实施例1-5中，T3以及所述干燥处理的方式请参见表5。
表5
本发明一些实施例的所述医用复合纤维中，所述羊膜占所述医用复合纤维的质量百分比W4为0.1-50％，所述氨基多糖类物质占所述医用复合纤维的质量百分比W5为1-95％，余量为所述壳聚糖纤维。
氨基多糖类物质含量的具体测定方法为：将医用复合纤维放入含2mg/ml的蛋白酶K的蛋白酶K溶液中，在50℃下加热8h以溶解羊膜成分，然后加入质量浓度为1％乙酸水溶液，充分搅拌以溶解医用复合纤维中的其他可溶成分，然后对形成的混合液进行过滤，得到的不溶物即为氨基多糖，对不溶物进行干燥并称量，以计算氨基多糖类物质的含量。
由于羊膜的主要成分为蛋白质，采用库马斯亮蓝染色的方法对羊膜含量进行测定，具体测定方法为：将医用复合纤维放入含2mg/ml的蛋白酶K的蛋白酶K溶液中，在50℃下加热8h以溶解羊膜成分，过滤取液态物质，用库马斯亮蓝对所述液态物质进行染色，通过牛血清蛋白得到标准曲线，用酶标仪测定染色后的液态物质在595纳米下的吸光度，根据标准曲线得到的蛋白质含量为羊膜含量。
具体的，本发明的实施例1-5中，所述医用复合纤维的平均直径D3、W4和W5请参见表6。
表6
| 实施例编号 | 1 | 2 | 3 | 4 | 5 |
| D3/微米 | 15 | 2000 | 0.05 | 500 | 0.5 |
| W4/％ | 15 | 0.1 | 3 | 33 | 50 |
| W5/％ | 18 | 30 | 1 | 55 | 95 |
本发明实施例以所述医用复合纤维为原料制备了所述组织修复敷料。
本发明一些实施例中，所述组织修复敷料的织物类型为水刺无纺布或针刺无纺布中的任意一种。所述水刺无纺布或针刺无纺布的织造方法为现有技术的常规技术手段，在此不做赘述。
具体的，本发明的实施例1-5中的组织修复敷料的克重以及织物类型请参见表7。
表7
本发明实施例将用于制备实施例1-5中的每种医用复合纤维的壳聚糖纤维分别作为实施例1-5的对比壳聚糖纤维，并分别形成了与表7中对应的织物类型和克重一致的5种对比织物。
本发明实施例以制备实施例1-5中的每种医用复合纤维的壳聚糖纤维为原料，分别制备了与实施例1-5的医用复合纤维分别对应的5种对比复合纤维，所述对比复合纤维的制备方法与所述医用复合纤维的制备方法的区别在于：所述负载处理使用的负载浸泡液中不含有羊膜粉。
本发明实施例还以每种所述对比复合纤维为原料，分别形成了与表7中对应的织物类型和克重一致的5种对比复合织物，以与实施例1-5的组织修复敷料一一对应。
图1a为本发明实施例1的平均直径为15微米的壳聚糖纤维的扫描电镜照片。图1b为使用图1a所示的壳聚糖纤维为原料制备的对比复合纤维的扫描电镜照片。图1c为使用图1a所示的壳聚糖纤维为原料制备的本发明实施例1的医用复合纤维的扫描电镜照片。
图1a所示的壳聚糖纤维具有较光滑的表面，图1b所示的对比复合纤维是壳聚糖纤维经所述负载处理、所述质子化处理和所述干燥处理后得到，其表面的形貌与壳聚糖纤维相比差别不显著，认为经所述负载处理和质子化处理后，透明质酸结合于壳聚糖纤维的表面，在壳聚糖纤维的表面形成了均匀分布的氨基多糖类物质。
作为本领域公知常识的是，壳聚糖本身仅能够在酸性条件下溶胀直至溶解，壳聚糖纤维中的氨基NH2结合质子，形成NH3 +，能够改善壳聚糖纤维的吸液性能，以吸收创面的组织渗出液。但如果壳聚糖纤维中的全部氨基均发生了质子化，随着对组织渗出液的吸收，完全质子化的壳聚糖纤维会不断溶胀，导致由完全质子化的壳聚糖纤维形成的组织修复敷料的强度降低，甚至会发生结构崩解。
另外，壳聚糖是天然阳离子聚合物，透明质酸具有高负电荷性质，因此将壳聚糖纤维浸没于具有羊膜粉的透明质酸钠水溶液以进行所述负载处理，以及在所述负载处理后进行所述质子化处理并控制质子化浸泡液中的质子酸的浓度和种类，以及控制质子化处理的时间，能够使具有高负电荷性质的透明质酸能够通过静电作用附着于壳聚糖纤维的表面。其次，透明质酸能够与壳聚糖纤维的表面进行酰化反应，以通过酰胺键结合，加强了所述壳层物质与壳聚糖的结合力，并保留了壳聚糖纤维的纤维状结构以满足应用需求的强度，形成于所述壳聚糖纤维外表面的所述氨基多糖类物质也能够有效吸收组织渗出液，有利于提高细胞的黏附性能和增殖。
对所述酰化反应的原理分析请参见2009年发表于生物医用材料(BiomedicalMaterials)第4期的“A study on the performance of hyaluronic acid immobilizedchitosan film”以及2019年发表于石河子大学学报第37卷第4期的“透明质酸壳聚糖复合凝聚体的流变性能研究”，在此不做赘述。
图1c所示的医用复合纤维的表面与图1b的对比复合纤维相比，粗糙程度显著增加，并负载有颗粒状物质，由于制备医用复合纤维所使用的负载浸泡液中含有羊膜粉，这种颗粒状的物质认为是羊膜成功负载于医用复合纤维表面的证据。羊膜能够进一步促进了细胞的增殖，有利于组织创面的愈合。
本发明实施例以实施例1-5的组织修复敷料，分别与实施例1-5的每种组织修复敷料对应的对比织物以及对比复合织物形成若干直径为1cm的圆片状待测样品，然后依次进行细胞培养和4',6-二脒基-2-苯基吲哚(4',6-diamidino-2-phenylindole，DAPI)染色，最后使用细胞倒置显微镜进行拍照，以考察细胞增殖性能。所述DAPI染色的具体过程为本领域技术人员的常规技术手段，在此不做赘述。
所述细胞培养的具体过程为：对若干所述圆片状待测样品进行灭菌处理后依次放入细胞培养板的每个培养孔，将细胞悬液滴入每个培养孔，使细胞的接种密度为5×104个/孔，然后进行48小时的细胞培养。所述细胞为间充质干细胞。
图2a为使用图1a的壳聚糖纤维制备的本发明实施例1的对比织物经48小时的细胞培养和DAPI染色后的荧光光学照片。图2b为使用图1a的壳聚糖纤维制备的本发明的对比复合织物经48小时的细胞培养和DAPI染色后的荧光光学照片。图2c为使用图1a的壳聚糖纤维制备的本发明实施例1的组织修复敷料经48小时的细胞培养和DAPI染色后的荧光光学照片。
由于DAPI是可以透过完整的细胞膜与DNA强力结合的荧光染料，活细胞经DAPI染色后能够被紫外线照亮并被蓝色或青色的滤镜检出，形成如图2a的黑色箭头所指示的亮区域。亮区域的数目越多，覆盖的范围越大，证明活细胞的数目越多，可见经48小时的细胞培养后，图2b所示的对比复合纤维负载的活细胞数目以及图2c所示的组织修复敷料所负载的活细胞数目明显多于图2a所示的对比织物所负载的活细胞数目，因此，在壳聚糖纤维上负载氨基多糖类物质，以及在壳聚糖纤维上负载氨基多糖类物质和羊膜，均有利于细胞的增殖。
其他实施例的对比织物、对比复合织物和组织修复敷料的荧光光学照片中活细胞数目的变化趋势与实施例1的对比织物、对比复合织物和组织修复敷料的荧光光学照片中活细胞数目的变化趋势一致，在此不做赘述。
为了进一步比较不同织物对细胞增殖性能的影响，本发明实施例对细胞增殖性能进行了量化表征，具体为：对若干所述圆片状待测样品进行灭菌处理后依次放入24孔细胞培养板的每个培养孔，将细胞悬液滴入每个培养孔，使细胞的接种密度为5×104个/孔，然后进行不同时间的细胞培养，；细胞培养结束后，去除每个培养孔中的上清液，用磷酸盐缓冲液润洗每个培养孔中的细胞，然后向每个培养孔中加入200微升的细胞计数试剂-8(CellCounting Kit-8，CCK-8)后置于二氧化碳培养箱中进行1.5小时的孵育，孵育温度为37摄氏度，二氧化碳培养箱控制为饱和湿度，二氧化碳的体积浓度为5％。所述孵育结束后，从每个培养孔取100微升悬液，使用酶标仪分别在450nm及620nm处读取吸光度A1和吸光度A2，A1与A2的差值记录为相对吸光度AR。
表8记录了经48小时的细胞培养后，实施例1-5的每种组织修复敷料以及每种组织修复敷料分别对应的对比织物与对比复合织物的相对吸光度。
表8
表9记录了经72小时的细胞培养后，实施例1-5的每种组织修复敷料以及每种组织修复敷料分别对应的对比织物与对比复合织物的相对吸光度。
表9
CCK-8是基于水溶性四唑盐的一种应用于细胞增殖检测的试剂，可以被线粒体内的脱氢酶还原为高度水溶性的显色物质，细胞增殖越多越快，显色物质的颜色越深，则相对吸光度AR越大。参照表8和表9，每个实施例的组织修复敷料对应的相对吸光度均比对比织物的相对吸光度高36％以上，比对比复合织物高10％以上，可见本发明实施例的组织修复敷料能够良好地促进细胞增殖，有利于创面的修复。
本发明实施例依据GB/T20944.1:2007纺织物-抗菌性能的评价第一部分，即琼脂扩散平板试验的测试方法，用大肠杆菌作为测试菌种考察实施例1-5的五种组织修复敷料的抗菌性能。
图3a为使用图1a的壳聚糖纤维制备的本发明实施例1的组织修复敷料在琼脂扩散平板中的抑菌情况照片。图3b为移出图3a中的组织修复敷料后形成于琼脂扩散平板中的抑菌区域的照片。
在37摄氏度下经过24小时的细胞培养后，图3a所示的黑色箭头所示的组织修复敷料所在的区域不存在菌落，也没有形成抑菌带。图3b的黑色箭头所示的抑菌区域的面积与图3a所示的组织修复敷料所在区域的面积基本相同，可见本发明实施例1的组织修复敷料的抑菌率能够达到100％，具有良好的抗菌性能。
本发明实施例2-5的组织修复敷料的抑菌效果与实施例1的抑菌效果相似，在此不做赘述。
本发明实施例对实施例1-5的五种组织修复敷料以及分别对应的对比复合织物的吸液量分别进行了测试，具体的测试方法为：将1.0克待测试样品浸没于去离子水中，在25摄氏度下浸泡1小时后取出湿样品并称重，所述湿样品与所述待测试样品的质量差占所述待测试样品质量的倍数为吸液倍数，具体的数值以及形成各组织修复敷料的医用复合纤维中的氨基多糖类物质的质量百分比W6请参见表10。相对所述待测试样品，所述湿样品发生了溶胀，但均具有完整的结构，即使手持所述湿样品的一端悬空所述湿样品也不会发生结构的破坏，可见本发明实施例的组织修复敷料以及对比复合织物具有一定的强度，能满足创面修复的应用。
表10
由表10中可以看到，随组织修复敷料中的氨基多糖类物质的含量增加，吸液倍数也显著增加。不含羊膜的对比复合织物的吸液倍数与组织修复敷料的吸液倍数相差不大，可见组织修复敷料的吸液性能主要是氨基多糖类物质赋予的。
虽然在上文中详细说明了本发明的实施方式，但是对于本领域的技术人员来说显而易见的是，能够对这些实施方式进行各种修改和变化。但是，应理解，这种修改和变化都属于权利要求书中所述的本发明的范围和精神之内。而且，在此说明的本发明可有其它的实施方式，并且可通过多种方式实施或实现。
Claims (13)
1.一种医用复合纤维，其特征在于，主要由壳聚糖纤维以及形成于所述壳聚糖纤维表面的壳层物质组成，所述壳层物质主要由羊膜和氨基多糖类物质组成，所述氨基多糖类物质为透明质酸钠与所述壳聚糖纤维表面相互作用形成的物质；
所述羊膜占所述医用复合纤维的质量百分比为0.1-50％，所述氨基多糖类物质占所述医用复合纤维的质量百分比为1-95％，余量为所述壳聚糖纤维。
2.根据权利要求1所述的医用复合纤维，其特征在于，所述羊膜来源于哺乳动物。
3.根据权利要求2所述的医用复合纤维，其特征在于，所述哺乳动物包括人、猪、羊和牛中的任意一种。
4.根据权利要求1所述的医用复合纤维，其特征在于，所述医用复合纤维的平均直径为50纳米-2毫米。
5.根据权利要求1所述的医用复合纤维，其特征在于，所述壳聚糖纤维由粘均分子量为5万-500万的壳聚糖形成，所述透明质酸钠的粘均分子量为1万-500万。
6.根据权利要求1所述的医用复合纤维，其特征在于，所述氨基多糖类物质包括由透明质酸钠和壳聚糖纤维通过酰化反应得到的产物。
7.一种如权利要求1-6中的任一项所述的医用复合纤维的制备方法，其特征在于，包括：
将所述壳聚糖纤维依次浸没于负载浸泡液和质子化浸泡液中以进行负载处理和质子化处理，然后对经所述质子化处理后得到的纤维进行常压干燥或真空干燥，得到所述医用复合纤维；
所述负载浸泡液由透明质酸钠水溶液和羊膜粉形成，所述透明质酸钠水溶液的质量浓度为0.1-20％，所述羊膜粉与所述透明质酸钠水溶液中的透明质酸钠的质量比为1:10-5:1，所述负载处理的温度为0-30摄氏度，时长为1分钟-10小时；
所述质子化浸泡液由质子酸和有机溶剂组成，所述质子酸的质量占所述质子化浸泡液质量的百分比为0.1-50％，所述质子化处理的温度为-10–30摄氏度，时长为1分钟-12小时。
8.根据权利要求7所述的制备方法，其特征在于，所述羊膜粉来源于人体、猪、羊和牛中的任意一种，所述羊膜粉的平均粒径为20纳米-1毫米。
9.根据权利要求7所述的制备方法，其特征在于，所述壳聚糖纤维的平均直径为50纳米-2毫米，所述壳聚糖纤维由粘均分子量为5万-500万的壳聚糖形成。
10.根据权利要求7所述的制备方法，其特征在于，所述透明质酸钠的粘均分子量为1万-500万。
11.根据权利要求7所述的制备方法，其特征在于，所述质子酸为硫酸、盐酸、甲酸和乙酸中的任意一种，所述有机溶剂为乙醇、丙酮、异丙醇、乙酸乙酯和正己烷中的任意一种。
12.一种组织修复敷料，其特征在于，由权利要求1-6中任一项所述的医用复合纤维形成。
13.根据权利要求12所述的组织修复敷料，其特征在于，所述组织修复敷料为针刺无纺布或水刺无纺布，所述组织修复敷料的克重为25-200克/平方米。
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