CN107422086A - 小鼠口干程度的检测方法及其应用 - Google Patents
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Abstract
一种小鼠口干程度的检测方法及其应用，涉及酒类药理研究技术领域，该检测方法为：将小鼠随机分成若干组，对所有小鼠灌胃、禁水；分别对各组的小鼠摘眼球取血，测量各组小鼠的血样本的渗透压；根据各组小鼠的血样品的渗透压，判断小鼠灌胃后的口干程度，渗透压越高，口干程度越明显。该方法操作简便、表达直观、检测灵敏度高、抗环境干扰能力强，可快速而有效的评价小鼠饮酒后的口干程度。该检测方法可以用于检测小鼠对一种酒的口干程度变化或者小鼠对不同酒的口干程度差异，以获得酒引起的口干程度或者不同酒引起的口干程度差异。
Description
技术领域
本发明涉及酒类药理研究技术领域，且特别涉及一种小鼠口干程度的检测方法及其应用。
背景技术
口干即口腔干燥症，是指因唾液分泌减少引起的口腔干燥状态或感觉，是一种多诱发因素的口腔症状。口干虽然只是一种症状，但其会引起继发疾病，严重时甚至会影响患者的生活质量。导致口干的发病因素很多，包括多种临床疾病和生理、心理、神经、内分泌的变化，及治疗手段或药物的应用等。
饮酒后口干是当前各种酒类消费者反映的普遍现象，如何使消费者在饮用酒类产品后减轻甚至避免口干也成为了酒类企业竞争的核心利益点。在保健酒、健康白酒等产品开发与优化升级过程中，酒体饮后口干是一大制约点。由于引起白酒口干的主要原因包括酒中的甲醇、乙醛、杂醇油含量高、酒中的同分异构体、酸和酯的比例不协调等因素，而引起保健酒饮后口干的因素不仅涉及到其基酒(白酒)的使用，还包括各种组方药材和辅料。综合考虑保健酒饮后口干的原因，一方面与饮用者的饮用方式、生理条件、心理状态等因素有关；另一方面从产品自身属性来看，除与其组方药材和辅料有关外，与其基酒也有一定关系。因此，在酒类产品研发中，需要通过临床前动物实验与临床研究来考察酒类引起的口干程度。
小鼠对体内水的调节能力差，对环境变化敏感，饮水量为4～7mL/d。与大多数哺乳动物相比，小鼠对饮水量不足更为敏感，因为小鼠水分代谢的半衰期仅为1.1天，比大的哺乳动物要快得多，因此小鼠对缺水状态做出的反应更为迅速、直接。但小鼠又可以通过呼出的气体在鼻腔内冷却以及尿液的高度浓缩来保持水分，因此一段时间内小鼠又可以调节自身体内水分。目前，临床前研究口干作用影响的相关动物实验，多通过实验小鼠的饮水量变化、唾液分泌量来考察其口干程度。而口干症的临床研究，一方面考察临床口干患者的唾液分泌情况与其口腔中的静息唾液流率，另一方面多采用主观症状评价量表来考察患者的口干程度。总之，临床前动物实验与临床研究中对于口干程度的考量，如采用主观评价量表，为定性考察，往往因主观因素导致数据误差较大；如采用唾液分泌量、唾液流率及饮食变化量，则实验相对可控性差，且工作量大。
因此，研发一种快速而有效的评价保健酒、白酒等酒饮后口干程度的检测方法，是酒类产品研发中亟待解决的问题。
发明内容
本发明的目的在于提供一种小鼠口干程度的检测方法，该方法操作简便、表达直观、检测灵敏度高、抗环境干扰能力强，可快速而有效的评价小鼠饮酒后的口干程度。
本发明的另一目的在于提供一种小鼠口干程度的检测方法的应用，用于检测小鼠对一种酒的口干程度变化或者小鼠对不同酒的口干程度差异，以获得酒引起的口干程度或者不同酒引起的口干程度差异。
本发明解决其技术问题是采用以下技术方案来实现的。
本发明提出一种小鼠口干程度的检测方法，其包括以下步骤：
将小鼠随机分成若干组，对所有小鼠灌胃、禁水；
分别对各组的小鼠摘眼球取血，测量各组小鼠的血样本的渗透压；
根据各组小鼠的血样品的渗透压，判断小鼠灌胃后的口干程度，渗透压越高，口干程度越明显。
进一步地，在本发明较佳实施例中，小鼠选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，在灌胃前8～16小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
进一步地，在本发明较佳实施例中，小鼠的灌胃体积为0.15～0.2mL/10g.bw。
进一步地，在本发明较佳实施例中，测量血样本的渗透压的方法是：对小鼠摘眼球取血后，先将血样本静置25～40min后，以3000～4000r/min离心10～15min，取上层清液，再测量上层清液的渗透压。
进一步地，在本发明较佳实施例中，给与酒或纯净水进行灌胃。
一种小鼠口干程度的检测方法的应用，其用于检测采用一种酒灌胃后，小鼠对种酒的口干程度变化情况。
进一步地，在本发明较佳实施例中，检测的具体方法为：将小鼠随机分成若干组，对所有小鼠给与一种酒灌胃、禁水；在灌胃后的不同时间，分别对各组的小鼠摘眼球取血，并测量各组小鼠的血样本的渗透压，判断小鼠灌胃后的口干程度随时间的变化情况。
进一步地，在本发明较佳实施例中，将小鼠随机分成至少5组，在灌胃后的至少3小时内，每间隔至少0.5小时对一组小鼠取血。
一种小鼠口干程度的检测方法的应用，其用于检测采用不同酒灌胃后，小鼠对不同酒的口干程度差异。
进一步地，在本发明较佳实施例中，检测的具体方法为：将小鼠随机分成若干组，对不同组的小鼠给与不同酒灌胃、禁水；在灌胃后的相同时间，分别对各组的小鼠摘眼球取血，并测量各组小鼠的血样本的渗透压，判断小鼠对不同酒的口干程度差异。
本发明实施例的小鼠口干程度的检测方法及其应用的有益效果是：本发明实施例小鼠口干程度的检测方法为：将小鼠随机分成若干组，对所有小鼠灌胃、禁水；分别对各组的小鼠摘眼球取血，测量各组小鼠的血样本的渗透压；根据各组小鼠的血样品的渗透压，判断小鼠灌胃后的口干程度，渗透压越高，口干程度越明显。该方法操作简便、表达直观、检测灵敏度高、抗环境干扰能力强，可快速而有效的评价小鼠饮酒后的口干程度。该检测方法可以用于检测小鼠对一种酒的口干程度变化或者小鼠对不同酒的口干程度差异，以获得酒引起的口干程度或者不同酒引起的口干程度差异。
具体实施方式
为使本发明实施例的目的、技术方案和优点更加清楚，下面将对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述。实施例中未注明具体条件者，按照常规条件或制造商建议的条件进行。所用试剂或仪器未注明生产厂商者，均为可以通过市售购买获得的常规产品。
下面对本发明实施例的小鼠口干程度的检测方法及其应用进行具体说明。
本发明实施例提供一种小鼠口干程度的检测方法，其包括以下步骤：
S1小鼠前处理：选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，在灌胃前8～16小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
S2分组、灌胃：将小鼠随机分成若干组，对所有小鼠灌胃、禁水，本实施例中给与酒或纯净水进行灌胃，小鼠的灌胃体积一般为0.15～0.2mL/10g.bw。
S3测量渗透压：分别对各组的小鼠摘眼球取血，各组小鼠的血样本的渗透压。本实施例中，测量血样本的渗透压的方法是：对小鼠摘眼球取血后，先将血样本静置25～40min后，以3000～4000r/min离心10～15min，取上层清液(即血清)，再测量上层清液(血清)的渗透压。
S4数据处理：测量各组小鼠的血样本的渗透压后，采用统计学软件分析每组小鼠的渗透压值，得到每组小鼠的渗透压均值，该渗透压均值与对照组相比具有显著差异，一般p＜0.01。
S5结果判断：根据各组小鼠的血样品的渗透压，判断小鼠灌胃后的口干程度，判断依据是：渗透压越高，口干程度越明显。
唾液由腺泡细胞分泌流入细胞间微管为原始唾液，此时含高浓度的电解质，为高渗液。唾液流至腺泡腔内及导管起端时，成为渗透压与血浆相似的等渗液，最后流经导管时，其电解质组分发生变化，有一部分钠及氯化物被重吸收，浓度下降，使分泌流出的唾液成渗透压为血浆渗透压九分之一的低渗液。由此可以看出，唾液渗透压与血浆渗透压之间存在一定关系，而唾液分泌量直接与口干程度相关，因此，本发明实施例通过检测小鼠血清的渗透压来判断小鼠的口干程度。
上述小鼠口干程度的检测方法为保健酒等酒产品开发和优化升级提供技术支持。利用该方法开展动物试验，根据灌胃饮酒后小鼠的血清渗透压值来表达小鼠的口干程度。该方法具有操作简便，表达直观，检测灵敏度高、抗环境干扰能力强等特点，为保健酒、白酒基质酒等酒饮后口干研究方法开辟了一个新的思路。
本发明实施例提供上述小鼠口干程度的检测方法的应用，该检测方法主要有两种应用方式，一种是用于检测采用一种酒灌胃后，小鼠对该种酒的口干程度变化情况。对应的具体检测方法是：将小鼠随机分成若干组，对所有小鼠给与一种酒灌胃、禁水；在灌胃后的不同时间，分别对各组的小鼠摘眼球取血，优选将小鼠随机分成至少5组，在灌胃后的至少3小时内，每间隔至少0.5小时对一组小鼠取血；测量各组小鼠的血样本的渗透压，判断小鼠灌胃后的口干程度随时间的变化情况。
另一种是用于检测采用不同酒灌胃后，小鼠对不同酒的口干程度差异。对应的具体检测方法是：将小鼠随机分成若干组，对不同组的小鼠给与不同酒灌胃、禁水；在灌胃后的相同时间，分别对各组的小鼠摘眼球取血，并测量各组小鼠的血样本的渗透压，判断小鼠对不同酒的口干程度差异。
本发明是从临床前药理研究方向出发，以动物实验(小鼠灌胃)为基础研究方法，利用血清渗透压与小鼠口干程度的关系，筛选出小鼠饮后口干程度较弱的保健酒、白酒等酒，为保健酒、白酒等酒产品开发和优化升级提供技术支撑。将本发明的检测方法应用于中国劲酒等保健酒、以及白酒等酒的开发中，不仅可以评价不同的保健酒及其基酒的饮后口干程度，从而进行不同产品饮后舒适度的对比分析；也可以用来评价不同白酒及其原酒的饮后口干程度，从而筛选出饮后舒适度较好的白酒进行产品研发。
以下结合实施例对本发明的特征和性能作进一步的详细描述。
实施例1
本实施例提供一种小鼠饮水后口干程度的检测方法，其包括以下步骤：
(1)选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，于灌胃前12小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
(2)将所有小鼠随机分成5组，每组10只，分别为：“禁水0小时”组、“灌胃后0.5小时”组、“灌胃后1小时”组、“灌胃后2小时”组、“灌胃后3小时”组。对所有小鼠依次给予纯净水灌胃并禁水，做好灌胃时间记录，小鼠的灌胃体积为0.19mL/10g.bw。
(3)将“禁水0小时”组的小鼠在灌胃后立即摘眼球取血，将“灌胃后0.5小时”组的小鼠在灌胃0.5小时后摘眼球取血，将“灌胃后1小时”组的小鼠在灌胃1小时后摘眼球取血，将“灌胃后2小时”组的小鼠在灌胃2小时后摘眼球取血，将“灌胃后3小时”组的小鼠在灌胃3小时后摘眼球取血。
(4)将上述各组小鼠的血样本室温静置30min后，以3500r/min离心15min，取上层的血清样本冷冻保存，将血清样本室温解冻30～60min，采用冰点渗透压仪测量血清样本的渗透压。
(5)采用统计学软件分析检测得到的各组小鼠的渗透压数据，得到小鼠血清渗透压均值与灌胃后不同时间的关系，实验数据见表1。
表1小鼠血清渗透压均值与灌胃后不同时间的关系
| 编号 | 小鼠数量(只) | 组别 | 渗透压(mOsm) |
| 1 | 10 | “禁水0小时”组 | 361.00±8.705 |
| 2 | 10 | “灌胃后0.5小时”组 | 406.80±9.211** |
| 3 | 10 | “灌胃后1小时”组 | 405.70±7.959** |
| 4 | 10 | “灌胃后2小时”组 | 408.60±4.427** |
| 5 | 10 | “灌胃后3小时”组 | 402.00±5.500** |
注：“**”表示与“禁水0小时”组比较，p<0.01。
从表1可以看出，小鼠血清渗透压值在灌胃后的0.5～3小时保持在396.5～416mOsm，与“禁水0小时”组的小鼠的血清渗透压值352.3～369.7mOsm相比，具有显著差异，p＜0.01。以“禁水0小时”组的小鼠为对照组，由此可见：随着灌胃后禁水时间的延长(从0.5小时至3小时)，小鼠的血清渗透压均保持在一个较高值，与“禁水0小时”组相比，其他组小鼠的血清渗透压值均有统计学差异，即可通过血清渗透压值来定量判定小鼠的口干程度。因此，检测小鼠在一段时间内的血清渗透压值变化可以反映小鼠在该段时间内的相对口干程度变化情况。
实施例2
本实施例提供一种小鼠饮酒后口干程度的检测方法，用来进一步验证小鼠的血清渗透压与小鼠口干程度的关系，其包括以下步骤：
(1)选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，于灌胃前12小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
(2)将所有小鼠随机分成5组，每组10只，分别为：“水灌胃后0.5小时”组、“酒精灌胃后0.5小时”组、“酒精灌胃后1小时”组、“酒精灌胃后2小时”组及“酒精灌胃后3小时”组。对“水灌胃后0.5小时”组的小鼠给予纯净水灌胃并禁水，其他组的小鼠给与酒精灌胃并禁水，做好灌胃时间记录，小鼠的灌胃体积为0.19mL/10g.bw。
(3)将“水灌胃后0.5小时”组和“酒精灌胃后0.5小时”组的小鼠在灌胃0.5小时后摘眼球取血，将“酒精灌胃后1小时”组的小鼠在灌胃1小时后摘眼球取血，将“酒精灌胃后2小时”组的小鼠在灌胃2小时后摘眼球取血，将“酒精灌胃后3小时”组的小鼠在灌胃3小时后摘眼球取血。
(4)将上述各组小鼠的血样本室温静置30min后，以3500r/min离心15min，取上层的血清样本冷冻保存；将血清样本室温解冻30～60min，采用冰点渗透压仪测量血清样本的渗透压。
(5)采用统计学软件分析检测得到的各组小鼠的渗透压数据，得到小鼠血清渗透压均值与灌胃后不同时间的关系，实验结果见下表2。
表2小鼠血清渗透压均值与灌胃后不同时间的关系
| 编号 | 小鼠数量(只) | 组别 | 渗透压(mOsm) |
| 1 | 10 | “水灌胃后0.5小时”组 | 387.00±13.630## |
| 2 | 10 | “酒精灌胃后0.5小时”组 | 543.44±28.758** |
| 3 | 10 | “酒精灌胃后1小时”组 | 563.40±12.934**# |
| 4 | 10 | “酒精灌胃后2小时”组 | 556.89±10.517** |
| 5 | 10 | “酒精灌胃后3小时”组 | 525.00±13.292**# |
注：“**”表示与“水灌胃后0.5小时”组比较，p<0.01；“##”表示与“酒精灌胃后0.5小时”组比较，p<0.01；“#”表示与“酒精灌胃后0.5小时”组比较，p<0.05。
从表2可以看出，小鼠血清渗透压值在酒精灌胃后的0.5～3小时保持在511.7～576.3mOsm，与“水灌胃后0.5小时”组的小鼠的血清渗透压值373.4～400.6mOsm相比，具有显著差异。因此，以“水灌胃后0.5小时”组为对照组，由此可见：(1)在给与酒精灌胃后的不同时间内，各组小鼠的血清渗透压均显著升高，即可推算出小鼠在酒精灌胃后的口干程度明显；(2)酒精灌胃后不同时间点，小鼠的血清渗透压出现先升高后降低的现象，且与“水灌胃后0.5小时”组有统计学差异，表示在给与酒精灌胃后0.5小时至3小时，小鼠的血清渗透压处于较高水平，在酒精灌胃后1小时达到峰值，即可推算出小鼠经酒精灌胃后的口干程度明显，与小鼠经水灌胃后的血清渗透压变化情况一致。因此，根据检测小鼠在给与酒精灌胃后一段时间内的血清渗透压值，可比较分析小鼠在该段时间内的的口干程度变化情况。
实施例3
本实施例提供一种小鼠饮酒后口干程度的检测方法，用来进一步验证小鼠的血清渗透压与小鼠口干程度的关系，其包括以下步骤：
(1)选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，于灌胃前16小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
(2)将所有小鼠随机分成7组，每组10只，分别为：“水灌胃后0.5小时”组、“酒精灌胃后0.5小时”组、“酒精灌胃后1小时”组、“酒精灌胃后1.5小时”组、“酒精灌胃后2小时”组、“酒精灌胃后2.5小时”组及“酒精灌胃后3小时”组。对“水灌胃后0.5小时”组的小鼠给予纯净水灌胃并禁水，其他组的小鼠给与酒精灌胃并禁水，做好灌胃时间记录，小鼠的灌胃体积为0.19mL/10g.bw。
(3)将“水灌胃后0.5小时”组和“酒精灌胃后0.5小时”组的小鼠在灌胃0.5小时后摘眼球取血，将“酒精灌胃后1小时”组的小鼠在灌胃1小时后摘眼球取血，将“酒精灌胃后1.5小时”组的小鼠在灌胃1.5小时后摘眼球取血，将“酒精灌胃后2小时”组的小鼠在灌胃2小时后摘眼球取血，将“酒精灌胃后2.5小时”组的小鼠在灌胃2.5小时后摘眼球取血，将“酒精灌胃后3小时”组的小鼠在灌胃3小时后摘眼球取血。
(4)将上述各组小鼠的血样本室温静置40min后，以3000r/min离心12min，取上层的血清样本，采用冰点渗透压仪测量血清样本的渗透压。
(5)采用统计学软件分析检测得到的各组小鼠的渗透压数据，得到小鼠血清渗透压均值与灌胃后不同时间的关系，实验结果见下表3。
表3小鼠血清渗透压均值与灌胃后不同时间的关系
注：“**”表示与“水灌胃后0.5小时”组比较，p<0.01；“##”表示与“酒精灌胃后0.5小时”组比较，p<0.01；“#”表示与“酒精灌胃后0.5小时”组比较，p<0.05。
从表3可以看出，在给与酒精灌胃后0.5小时至3小时，小鼠的血清渗透压处于较高水平，在酒精灌胃后1小时达到峰值，即可推算出小鼠经酒精灌胃后的口干程度明显。
实施例4
本实施例提供一种小鼠口干程度的检测方法，用于检测采用特定种类的酒灌胃后，小鼠对该特定种类的酒的口干程度，应用在酒类产品开发中。本实施例中特定种类的酒为中国劲酒，其包括以下步骤：
(1)选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，于灌胃前12小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
(2)将所有小鼠随机分成5组，每组10只，分别为：“水灌胃后0.5小时”组、“中国劲酒灌胃后0.5小时”组、“中国劲酒灌胃后1小时”组、“中国劲酒灌胃后2小时”组及“中国劲酒灌胃后3小时”组。对“水灌胃后0.5小时”组给与纯净水灌胃并禁水，对其他组的小鼠给与中国劲酒灌胃并禁水，做好灌胃时间记录，小鼠的灌胃体积为0.19mL/10g.bw。
(3)将“水灌胃后0.5小时”组和“中国劲酒灌胃后0.5小时”组的小鼠在灌胃0.5小时后摘眼球取血，将“中国劲酒灌胃后1小时”组的小鼠在灌胃1小时后摘眼球取血，将“中国劲酒灌胃后2小时”组的小鼠在灌胃2小时后摘眼球取血，将“中国劲酒灌胃后3小时”组的小鼠在灌胃3小时后摘眼球取血。
(4)将上述各组小鼠的血样本室温静置30min后，以3500r/min下离心15min，取上层的血清样本冷冻保存；将血清样本室温解冻30～60min，采用冰点渗透压仪测量血清样本的渗透压。
(5)采用统计学软件分析检测得到的各组小鼠的渗透压数据，得到小鼠血清渗透压均值与灌胃后不同时间的关系，实验结果见下表4。
表4小鼠血清渗透压均值与灌胃后不同时间的关系
| 编号 | 小鼠数量(只) | 组别 | 渗透压均值(mOsm) |
| 1 | 10 | “水灌胃后0.5小时”组 | 387.00±13.630&& |
| 2 | 10 | “中国劲酒灌胃后0.5小时”组 | 518.13±22.190** |
| 3 | 10 | “中国劲酒灌胃后1小时”组 | 574.56±17.147**&& |
| 4 | 10 | “中国劲酒灌胃后2小时”组 | 547.11±14.137**&& |
| 5 | 10 | “中国劲酒灌胃后3小时”组 | 543.56±29.707**&& |
注：“**”表示与“水灌胃后0.5小时”组比较，p<0.01；“&&”表示与“中国劲酒灌胃后0.5小时”组比较，p<0.01。
从表4可以看出，(1)小鼠的血清渗透压值在给与中国劲酒灌胃后的0.5～3小时保持在495.9～591.7mOsm，与“水灌胃后0.5小时”组的小鼠的血清渗透压值373.4～400.6mOsm相比，具有显著差异，p＜0.01。以“水灌胃后0.5小时”组为对照组，“中国劲酒灌胃后0.5小时”组的小鼠的血清渗透压显著升高，即可推算出小鼠在给与中国劲酒灌胃后的口干程度明显；(2)在给与中国劲酒灌胃后不同时间点，小鼠的血清渗透压出现先升高后降低的现象，且与“水灌胃后0.5小时”组的小鼠有统计学差异，表示在给与中国劲酒灌胃后0.5小时至3小时，小鼠的血清渗透压处于较高水平，1小时后达到峰值。因此，根据检测小鼠在中国劲酒灌胃后一段时间内的渗透压值，可比较分析小鼠经中国劲酒灌胃后不同时间点的口干程度变化情况，从而为中国劲酒相关产品的品质升级提供数据支撑。
实施例5
本实施例提供一种小鼠口干程度的检测方法，用于检测采用不同生药浓度的酒灌胃后，小鼠对不同生药浓度的酒的口干程度差异，应用在酒类产品开发中。本实施例中不同生药浓度的酒为添加不同生药浓度的中国劲酒，其包括以下步骤：
(1)选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，于灌胃前12小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
(2)将所有小鼠随机分成6组，每组18只，分别为：“中国劲酒低生药浓度L”组、“中国劲酒中生药浓度M”组、“中国劲酒高生药浓度H1”组、“中国劲酒高生药浓度H2”组、“中国劲酒基酒”组及“酒精”组。
对“中国劲酒低生药浓度L”组的小鼠给与中国劲酒低生药浓度L灌胃并禁水，对“中国劲酒中生药浓度M”组的小鼠给与中国劲酒中生药浓度M灌胃并禁水，对“中国劲酒高生药浓度H1”组的小鼠给与中国劲酒高生药浓度H1灌胃并禁水，对“中国劲酒高生药浓度H2”组的小鼠给与中国劲酒高生药浓度H2灌胃并禁水，对“中国劲酒基酒”组的小鼠给与中国劲酒基酒灌胃并禁水，对“酒精”组的小鼠给与酒精灌胃并禁水，做好灌胃时间记录，小鼠的灌胃体积为0.19mL/10g.bw。
表5各组小鼠给与灌胃的酒样情况
(3)观察小鼠的翻正反射消失和恢复后，将各组小鼠摘眼球取血。
(4)将上述各组小鼠的血样室温静置30min后，以3500r/min离心15min，取上层清液冷冻保存；将血清样本室温解冻30～60min，采用冰点渗透压仪测量血清样品的渗透压。
(5)采用统计学软件分析检测得到的各组小鼠的渗透压数据，得到采用不同种类的酒灌胃后与小鼠的血清渗透压的关系，实验结果见下表6。
表6不同种类的酒灌胃后与小鼠的血清渗透压的关系
| 编号 | 酒样名称 | 渗透压值(mOsm) |
| 1 | 中国劲酒低生药浓度L | 497.00±21.941**## |
| 2 | 中国劲酒中生药浓度M | 488.00±16.753*# |
| 3 | 中国劲酒高生药浓度H1 | 474.06±23.651 |
| 4 | 中国劲酒高生药浓度H2 | 452.89±22.583## |
| 5 | 中国劲酒基质酒 | 471.41±16.827 |
| 6 | 酒精 | 465.88±17.080 |
注：“**”表示与“酒精”组比较，p<0.01；“*”表示与“酒精”组比较，p<0.05；“##”表示与“中国劲酒基质酒”组比较，p<0.01；“#”表示与“中国劲酒基质酒”组比较，p<0.05。
从表6可以看出：(1)与“酒精”组比较，给与中国劲酒低生药浓度L和中生药浓度M酒样灌胃后的小鼠渗透压明显升高；(2)与“中国劲酒基酒”组比较，给与中国劲酒低生药浓度L和中生药浓度M酒样灌胃后小鼠渗透压升高，给与中国劲酒高生药浓度H1与中国劲酒高生药浓度H2酒样灌胃后小鼠渗透压明显降低；(3)出现随着中国劲酒生药浓度升高，相应组别的渗透压值逐渐降低的现象。因此，根据小鼠血清渗透压与其口干程度的关系，即说明在中国劲酒最高生药浓度15倍的范围内，随着其生药浓度的升高，小鼠饮后口干程度逐渐减轻。
实施例6
本实施例提供一种小鼠口干程度的检测方法，用于检测采用不同基酒灌胃后，小鼠对不同基酒的口干程度差异，应用在酒类产品开发中，其包括以下步骤：
(1)选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，于灌胃前12小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
(2)将所有小鼠共分5组，每组15只，分别为：“中国劲酒基酒”组、“追风酒基酒”组、“参茸劲酒基酒”组、“金标劲酒基酒”组及“酒精”组。
对“中国劲酒基酒”组的小鼠给与中国劲酒基酒灌胃并禁水，对“追风酒基酒”组的小鼠给与追风酒基酒灌胃并禁水，对“参茸劲酒基酒”组的小鼠给与参茸劲酒基酒灌胃并禁水，给“金标劲酒基酒”组的小鼠给与金标劲酒基酒灌胃并禁水，给“酒精”组的小鼠给与酒精灌胃并禁水，做好灌胃时间记录，小鼠的灌胃体积为0.19mL/10g.bw。
表7各组小鼠给与灌胃的酒样情况
(3)观察翻正反射消失和恢复后，将各组小鼠进行摘眼球取血。
(4)将上述各组小鼠的血样室温静置30min后，以3500r/min离心15min，取上层清液冷冻保存；将血清样本室温解冻30～60min，采用冰点渗透压仪测量血清样本的渗透压。
(5)采用统计学软件分析检测得到的各组小鼠的渗透压数据，得到采用不同种类的酒灌胃后与小鼠血清渗透压的关系，实验结果见下表8。
表8不同种类的酒灌胃后与小鼠的血清渗透压的关系
| 编号 | 酒样名称 | 渗透压均值(mOsm) |
| 1 | 中国劲酒基酒 | 445.53±25.315 |
| 2 | 追风酒基酒 | 439.47±27.684 |
| 3 | 参茸劲酒基酒 | 422.17±6.322 |
| 4 | 金标劲酒基酒 | 414.13±15.946** |
| 5 | 酒精 | 436.75±12.159 |
注：“**”表示与“酒精”组比较，p<0.01。
从表8可以看出，经中国劲酒基质酒灌胃后，小鼠血清渗透压值保持在420.2～470.8mOsm；经追风酒基质酒灌胃后，小鼠血清渗透压值保持在411.8～467.2mOsm；经参茸劲酒基质酒灌胃后，小鼠血清渗透压值保持在415.9～428.5mOsm；经金标劲酒基质酒灌胃后，小鼠血清渗透压值保持在398.2～430mOsm。由此分析可得：(1)与酒精灌胃小鼠的血清渗透压值424.6～449mOsm相比，小鼠经金标劲酒基酒灌胃后血清渗透压明显降低，具有显著差异，p＜0.01。(2)小鼠经中国劲酒基酒和追风酒基酒灌胃后血清渗透压有升高趋势，无统计学差异。根据小鼠血清渗透压与其口干程度的关系，即说明给与金标劲酒基酒的小鼠灌胃后口干程度轻，而小鼠经中国劲酒基酒和追风酒基酒灌胃后出现一定程度的口干。该试验结果可进一步说明金标劲酒基酒的品质较优，也可为中国劲酒、追风酒等保健酒基酒的品质升级提供数据支撑，指导其产品升级研发。
实施例7
本实施例提供一种小鼠口干程度的检测方法，用于检测采用不同种类的青稞白酒灌胃后，小鼠对不同种类的青稞白酒的口干程度差异，应用在酒类产品开发中，其包括以下步骤：
(1)选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，于灌胃前禁食12小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
(2)将所有小鼠随机分成4组，每组16只，分别为：“出口型青稞白酒”组、“新口味青稞白酒”组、“清香型青稞白酒”组、“复合香型青稞白酒”组。
对“出口型青稞白酒”组的小鼠给与出口型青稞白酒灌胃并禁水，对“新口味青稞白酒”组的小鼠给与新口味青稞白酒灌胃并禁水，对“清香型青稞白酒”组的小鼠给与清香型青稞白酒灌胃并禁水，对“复合香型青稞白酒”组的小鼠给与复合香型青稞白酒灌胃并禁水，做好灌胃时间记录，小鼠的灌胃体积为0.15mL/10g.bw。
表9各组小鼠给与灌胃的酒样情况
(3)观察小鼠翻正反射消失和恢复后，将各组小鼠摘眼球取血。
(4)将上述各组小鼠的血样室温静置30min后，以3500r/min离心15min，取上层清液冷冻保存；将血清样本室温解冻30～60min，采用冰点渗透压仪测量血清样品的渗透压，将检测得到的实验数据采用统计学软件分析，得到不同青稞白酒灌胃后与小鼠血清渗透压的关系，见下表10。
表10不同种类的青稞白酒灌胃后与小鼠的血清渗透压的关系
| 编号 | 酒样名称 | 渗透压均值(mOsm) |
| 1 | 出口型青稞白酒 | 539.00±31.858** |
| 2 | 新口味青稞白酒 | 515.29±21.197* |
| 3 | 清香型青稞白酒 | 504.27±19.681 |
| 4 | 复合香型青稞白酒 | 484.67±29.799 |
注：“**”表示与“复合香型青稞白酒”组比较，p<0.01；“*”与“复合香型青稞白酒”组比较，p<0.05。
从表10可以看出：复合香型青稞白酒灌胃后的小鼠的血清渗透压值保持在454.9～514.5mOsm，与清香型青稞白酒灌胃后的小鼠血清渗透压值484.6～523.9mOsm相比，无统计学差异；与“复合香型青稞白酒”组比较，给与新口味青稞白酒和出口型青稞白酒灌胃后小鼠血清渗透压较高，且具有统计学差异，p＜0.01。因此，根据小鼠血清渗透压与其口干程度的关系，即可推算复合香型青稞白酒的小鼠饮后的口干程度最轻，出口型青稞白酒饮后的口干程度明显。该试验结果可为青稞白酒等白酒的品质升级提供数据支撑，指导白酒系列相关产品的升级研发。
综上所述，本发明实施例的小鼠口干程度的检测方法具有操作简便、表达直观、检测灵敏度高、抗环境干扰能力强的优点，可快速而有效的评价小鼠饮酒后的口干程度。该检测方法的应用为用于检测小鼠对一种酒的口干程度变化或者小鼠对不同酒的口干程度差异，以获得酒引起的口干程度或者不同酒引起的口干程度差异。
以上所描述的实施例是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。本发明的实施例的详细描述并非旨在限制要求保护的本发明的范围，而是仅仅表示本发明的选定实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有作出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。
Claims (10)
1.一种小鼠口干程度的检测方法，其特征在于，其包括以下步骤：
将小鼠随机分成若干组，对所有小鼠灌胃、禁水；
分别对各组的小鼠摘眼球取血，测量各组小鼠的血样本的渗透压；
根据各组小鼠的血样品的渗透压，判断小鼠灌胃后的口干程度，渗透压越高，口干程度越明显。
2.根据权利要求1所述的小鼠口干程度的检测方法，其特征在于，所述小鼠选用适应性喂养良好的雄性BALB/c小鼠，在灌胃前8～16小时，对所有小鼠禁食、自由饮水。
3.根据权利要求1所述的小鼠口干程度的检测方法，其特征在于，所述小鼠的灌胃体积为0.15～0.2mL/10g.bw。
4.根据权利要求1所述的小鼠口干程度的检测方法，其特征在于，测量血样本的渗透压的方法是：对小鼠摘眼球取血后，先将血样本静置25～40min后，以3000～4000r/min离心10～15min，取上层清液，再测量所述上层清液的渗透压。
5.根据权利要求1所述的小鼠口干程度的检测方法，其特征在于，给与酒或纯净水进行灌胃。
6.一种如权利要求1至5中任一项所述的小鼠口干程度的检测方法的应用，其特征在于，其用于检测采用一种酒灌胃后，小鼠对所述种酒的口干程度变化情况。
7.根据权利要求6所述的小鼠口干程度的检测方法的应用，其特征在于，所述检测的具体方法为：将小鼠随机分成若干组，对所有小鼠给与一种酒灌胃、禁水；在灌胃后的不同时间，分别对各组的小鼠摘眼球取血，并测量各组小鼠的血样本的渗透压，判断小鼠灌胃后的口干程度随时间的变化情况。
8.根据权利要求7所述的小鼠口干程度的检测方法的应用，其特征在于，将所述小鼠随机分成至少5组，在灌胃后的至少3小时内，每间隔至少0.5小时对一组小鼠取血。
9.一种如权利要求1至5中任一项所述的小鼠口干程度的检测方法的应用，其特征在于，其用于检测采用不同酒灌胃后，小鼠对不同酒的口干程度差异。
10.根据权利要求9所述的小鼠口干程度的检测方法的应用，其特征在于，所述检测的具体方法为：将小鼠随机分成若干组，对不同组的小鼠给与不同酒灌胃、禁水；在灌胃后的相同时间，分别对各组的小鼠摘眼球取血，并测量各组小鼠的血样本的渗透压，判断小鼠对不同酒的口干程度差异。
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Cited By (3)
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|---|---|---|---|---|
| CN108795674A (zh) * | 2018-07-17 | 2018-11-13 | 劲牌有限公司 | 一种低口干度配制酒 |
| CN108918897A (zh) * | 2018-05-21 | 2018-11-30 | 劲牌有限公司 | 一种快速评价乙醇吸收代谢程度的检测方法及其应用 |
| CN110487979A (zh) * | 2019-09-16 | 2019-11-22 | 劲牌有限公司 | 一种饮酒后舒适度的检测方法 |
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Cited By (3)
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| CN108918897A (zh) * | 2018-05-21 | 2018-11-30 | 劲牌有限公司 | 一种快速评价乙醇吸收代谢程度的检测方法及其应用 |
| CN108795674A (zh) * | 2018-07-17 | 2018-11-13 | 劲牌有限公司 | 一种低口干度配制酒 |
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