CN105753954B - 水稻hox12基因的应用 - Google Patents

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Abstract

本发明公开了水稻HOX12基因在调节水稻穗茎长的应用。本发明提供了如下1)‑3)中任一种物质在调控植物穗茎长度、茎节长度、穗茎赤霉素含量和/或株高中的应用：1)蛋白HOX12；2)编码蛋白HOX12的DNA分子；3)含有编码蛋白HOX12的DNA分子的重组载体、表达盒、转基因细胞系或重组菌；本发明的实验证明，水稻HOX12基因通过RNA干扰表达得到的RNA干涉转基因植株变高、穗茎变长，且水稻穗茎内源GA1和GA4的含量增加，表明HOX12参与调控水稻株高和穗茎长性状，为HOX12基因在水稻种质资源的遗传改良育种中作用重大。

Description

水稻HOX12基因的应用
技术领域
本发明涉及植物基因工程技术领域，尤其涉及水稻HOX12基因的应用。
背景技术
同源异型结构域一亮氨酸拉链(HD-ZIP)蛋白是植物特有的一类转录因子，具有调节植物发育进程和应答外界环境胁迫信号的作用(Ruberti等，1991；Schena and Davis，1992；Ariel等，2007；Elhiti and Stasolla，2009)。HD-ZIP蛋白由高度保守的HD(Homeodomain)结构域和Leu zipper(ZIP)元件组成，前者与DNA特异结合，后者介导蛋白二聚体的形成。根据结构域的保守性、空间结构的差异性、与DNA结合的特异性以及生物学功能，可以将众多的HD-ZIP基因分为HD-ZIPⅠ-Ⅳ四个亚家族(Ariel等，2007；Agalou等，2008)。不同的亚家族成员具有不同的生物学功能,有的参与多种激素途径的交叉互作,有的与激素途径关键基因及下游基因互作来发挥作用。
HD-ZIPI家族转录因子亚家族基因表达受干旱、高盐、ABA和冷害等环境的诱导，这类基因参与激素信号途径，通过与激素途径基因和下游基因互作来调控植物细胞扩增、分裂和分化，从而提高植物耐逆性。从模式植物拟南芥和水稻对HD-ZIP转录因子结构和功能的研究来看，HD-ZIP亚家族不同成员具有较高的系统发育相似性，但是表现出不同的时空表达模式。尽管感知同样的环境胁迫因子，但是不同成员在同样的环境胁迫下的调控方式并不相同。拟南芥HD-Zip I亚家族基因HaHB-4过表达表现出明显的延缓衰老的症状。过表达HaHB-4基因抑制了乙烯合成基因ACO和乙烯下游基因ERF2、ERF5的表达(Manavella等，2006)。拟南芥ATHB7和ATHB12的过表达生长表现出干旱条件下典型的表型,表现在茎干生长被抑制,GA20氧化酶1表达量下降,该酶在赤霉素(Gibberellins，GA)刺激的细胞延伸中起作用(Son等，2010)。番茄中HD-Zip I基因LeHB-1通过调控LeACO基因的表达影响乙烯对果实成熟过程的调控(Lin等，2008)。大麦中的HD-Zip I类基因Vrs1与大麦的六棱穗状花序有关(Komatsuda等，2017)。玉米中的HD-Zip I类基因grassy tillers1基因负责侧芽休眠，同时还抑制侧枝生长(Whipple等，2011)。水稻HD-Zip I基因Oshox22的过量表达转基因植株对ABA敏感性增加,且增加了ABA含量,而突变体oshox22-1较之野生型水稻,内源ABA含量下降(Zhang等，2012)。
发明内容
本发明的一个目的是提供如下1)-3)中任一种物质的用途。
本发明提供了如下1)-3)中任一种物质在调控植物穗茎长度、茎节长度、穗茎赤霉素含量和/或株高中的应用：
1)蛋白HOX12；
2)编码蛋白HOX12的DNA分子；
3)含有编码蛋白HOX12的DNA分子的重组载体、表达盒、转基因细胞系或重组菌；
所述蛋白HOX12为如下(1)或(2)：
(1)由序列表中序列2所示的氨基酸序列组成的蛋白质；
(2)将序列表中序列2所示的氨基酸序列经过一个或几个氨基酸残基的取代和/或缺失和/或添加且具有相同功能的由(1)衍生的蛋白质。
编码蛋白HOX12的DNA分子为是如下1)至5)中任一所述的DNA分子：
1)序列表中序列1所示的DNA分子；
2)序列表中序列3所示的DNA分子；
3)序列表中序列1第212-931位核苷酸；
4)在严格条件下与1)或2)所限定的DNA分子杂交且编码由序列表中序列2所示的氨基酸序列组成的蛋白质的DNA分子；
5)与1)或2)或3)所限定的DNA分子至少具有70％、至少具有75％、至少具有80％、至少具有85％、至少具有90％、至少具有95％、至少具有96％、至少具有97％、至少具有98％或至少具有99％同源性且编码由序列表中序列2所示的氨基酸序列组成的蛋白质的DNA分子。
本发明另一个目的是提供抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质的新用途。
本发明提供了抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质在培育穗茎、茎节、穗茎赤霉素含量和/或株高提高的植物中的应用。
上述应用中，所述抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质为干扰或沉默蛋白HOX12编码基因表达的物质。
上述应用中，所述干扰或沉默蛋白HOX12编码基因表达的物质为如下1-3)中任一种：
1)RNA，其为序列4第521-832位核苷酸编码的RNA；
2)DNA，其包括正向片段和反向片段；
所述正向片段的核苷酸序列为序列4第521-832位核苷酸，所述反向片段的核苷酸序列为正向片段核苷酸序列的反向互补序列；
3)含有2)所示DNA分子的重组载体、表达盒、转基因细胞系或重组菌。
上述应用中，所述调控植物穗茎长度、茎节长度和/或株高为提高或降低植物穗茎长度、茎节长度、穗茎赤霉素含量和/或株高。
上述应用中，所述赤霉素为G1和/或G4；
所述植物为单子叶植物或双子叶植物；
所述单子叶植物具体为水稻。
本发明第三个目的是提供一种培育穗茎长度、茎节长度、穗茎赤霉素含量和/或株高提高的转基因植物的方法。
本发明提供的方法，包括如下步骤：抑制或者降低目的植物中蛋白HOX12活性，得到转基因植物；
所述转基因植物的穗茎长度、茎节长度、穗茎赤霉素含量和/或株高高于所述目的植物。
上述方法中，所述抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质为干扰或沉默蛋白HOX12编码基因表达的物质；
所述干扰或沉默蛋白HOX12编码基因表达的物质具体为如下1-3)中任一种：
1)RNA，其为序列4第521-832位核苷酸编码的RNA；
2)DNA，其包括正向片段和反向片段；
所述正向片段的核苷酸序列为序列4第521-832位核苷酸，所述反向片段的核苷酸序列为正向片段核苷酸序列的反向互补序列；
3)含有2)所示DNA分子的重组载体、表达盒、转基因细胞系或重组菌。
上述方法中，所述赤霉素为G1和/或G4；
所述植物为单子叶植物或双子叶植物；
所述单子叶植物具体为水稻。
本发明第四个目的是提供一种抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质。
本发明提供的抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质，为上述应用中任一所述物质。
本发明的实验证明，水稻HOX12基因通过RNA干扰表达得到的RNA干涉转基因植株变高、穗茎变长，且水稻穗茎内源GA1和GA4的含量增加，表明HOX12参与调控水稻株高和穗茎长性状，为HOX12基因在水稻种质资源的遗传改良育种中作用重大。
附图说明
图1为HOX12过表达水稻株系中HOX12基因表达量的实时定量荧光PCR检测结果。
图2为HOX12过表达水稻株系#7和#12的植株表型。
图3为融合蛋白HOX12-GFP在水稻原生质体中的亚细胞定位(第二排)。第一排为蛋白GFP在水稻原生质体中的亚细胞定位。其中，从左至右第一列为明视场下的结果；第二列为暗视场下的绿色荧光；第三列为重叠视野；标尺＝10μm。
图4为HOX12基因在不同器官和组织中实时定量PCR的结果。
图5为HOX12基因在不同非生物逆境及激素条件下的实时荧光定量PCR检测结果。A为低温、高盐和干旱处理下HOX12基因实时荧光定量PCR检测结果；B为HOX12基因在ABA处理不同时间实时荧光定量PCR检测结果；C为在生长素、赤霉素和茉莉酸处理2小时HOX12基因实时荧光定量PCR检测结果。
图6为HOX12基因的RNAi水稻株系中HOX12基因实时定量荧光PCR检测结果。
图7为HOX12基因的RNAi水稻株系表型。A为野生型水稻中抑制HOX12基因株系Ri-2和Ri-5的表型。标尺＝10cm。B为Ri-2和Ri-5株系的穗茎表型。标尺＝5cm。
图8为HOX12基因的RNAi水稻茎节长度统计图。
图9为HOX12基因的RNAi水稻穗茎长度统计图。
图10为HOX12基因的RNAi水稻穗茎中赤霉素含量结果。
具体实施方式
下述实施例中所使用的实验方法如无特殊说明，均为常规方法。
下述实施例中所用的材料、试剂等，如无特殊说明，均可从商业途径得到。
实施例1、HOX12基因及其编码蛋白的克隆
提取野生型日本晴幼苗的RNA，反转录得到cDNA作为模板，用正向引物F15'ACAGACTCGGACACCACCG 3'和反向引物R15'TATTCTAAACACATATACTTACAAAGACA 3')进行PCR扩增，得到1167bp的PCR产物。
经过测序，1167bp的PCR产物具有序列表中序列1所示的核苷酸，开放阅读框为序列1第212-931位核苷酸所示的基因为HOX12，编码的蛋白命名为HOX12，该蛋白的氨基酸序列为序列表中序列2。序列3为HOX12基因的基因组DNA。
实施例2、HOX12基因及其编码蛋白在调节水稻穗茎长的应用
一、过表达HOX12基因
1、重组表达载体pCAMBIA2300-Actin-HOX12的构建
提取野生型日本晴幼苗的RNA，反转录得到cDNA作为模板，用引物1与引物2进行PCR扩增，得到987bp的HOX12基因。
HOX12-F引物1：5'-GGTACCAGTCTCAAAGAAAGCACAAAGGT-3'(下划线部分为KpnI酶切位点，在序列1中的第68-90位)
HOX12-R引物2：5'-GGATCCTTGATACTACTAATAAACACCACCACT-3'(下划线部分为BamHI酶切位点，在序列1中的第1027-1054位)
将上述PCR产物用KpnI和BamH I双酶切得到的酶切产物与经过同样双酶切的pCAMBIA2300-Actin载体(记载于“Wang,K.J.,Tang,D.,Wang,M.,Lu,J.F.,Yu,H.X.,Liu,J.F.,Qian,B.X.,Gong,Z.Y.,Wang,X.,Chen,J.M.,Gu,M.H.and Cheng,Z.K.(2009)MER3isrequired for normal meiotic crossover formation,but not for presynapticalignment in rice.J Cell Sci,122,2055-2063.”一文)骨架大片段相连，得到重组质粒。将重组质粒送样测序，该质粒为将序列表中序列1第68-1054位核苷酸替换pCAMBIA2300-Actin载体的Kpn I和BamH I之间的DNA片段得到的质粒，命名为pCAMBIA2300-Actin-HOX12，为重组表达载体，其中启动HOX12基因转录的启动子为水稻内源的Actin1启动子。
2、过表达HOX12的转HOX12水稻的制备
将重组表达载体pCAMBIA2300-Actin-HOX12转入农杆菌AGL1中得到重组菌AGL1/pCAMBIA2300-Actin-HOX12(提取质粒测序验证阳性)。
将重组菌AGL1/pCAMBIA2300-Actin-HOX12用农杆菌介导的方法转化日本晴水稻愈伤组织，具体如下：
挑取AGL1/pCAMBIA2300-Actin-HOX12单菌落，接种于10ml的YEB液体培养基中(含卡那霉素50mg/L，利福平50mg/L)，28℃，180rpm摇床培养2-3天。取4ml菌液，4，000rpm离心3min，倒去上清液，加入少量AAM培养基重新悬浮细胞，然后加入20ml的AAM培养基(含0.1mM乙酰丁香酮As)，28℃，150rpm摇床避光培养1-2h，培养至OD600＝0.4左右。挑选生长状态良好、颗粒状日本晴水(以下也称为野生型水稻)稻愈伤组织浸入农杆菌培养液中，28℃，150-200rpm摇20min，将愈伤倒出，用无菌滤纸吸干多余菌液，将愈伤平铺在含多层滤纸的无菌平皿中，超净台上吹干(愈伤分散不结块)，然后将愈伤组织转移到NB共培养基上，黑暗条件下培养2-3天。将愈伤转至150mg/L G418(庆大霉素衍生物，毒理机制与卡那霉素相同)以及400mg/L头孢霉素的NB培养基上筛选3-4周(一筛)。将成活的愈伤组织转入二筛培养基(含200mg/L G418及200mg/L头孢霉素的NB培养基)上筛选3周。将抗性愈伤组织转入分化培养基上(200mg/L G418)进行分化，再生植株在含200mg/LG418的壮苗培养基上生根后(约3-4周)转移至温室中，得到T0代转HOX12水稻。
上述转化中所用的培养基如下：
共培养培养基：NB继代培养基+As(0.1mM/L)+葡萄糖(10g/L)，pH 5.2。
农杆菌侵染水稻愈伤组织AAM培养基：AA大量元素+AA微量元素+AA氨基酸+
MS维生素+水解酪蛋白(500mg/L)+蔗糖(68.5g/L)+葡萄糖(36g/L)+As(0.1mM)，pH5.2。
NB基本培养基：N6大量元素+B5微量元素+B5有机成分+铁盐+水解酪蛋白(300mg/L)+脯氨酸(500mg/L)+蔗糖(30g/L)+琼脂(8g/L)，pH 5.8；
诱导愈伤及继代培养基：NB基本培养基+2，4-D(2mg/L)；
预分化培养基：NB基本培养基+6-BA(2mg/L)+NAA(1mg/L)+ABA(5mg/L)；
分化培养基：NB基本培养基+6-BA(3mg/L)+NAA(1mg/L)；
壮苗培养基：1/2MS无机盐+NAA(0.5mg/L)+MET(0.25mg/L)。
农杆菌培养基(YEP):10g/L胰化蛋白胨+10g/L酵母提取物+5g/L氯化钠(固：+15g/L琼脂)。
采用同样的方法将空载体pCAMBIA2300-Actin转化日本晴水稻愈伤组织，得到T0代转空载体水稻。
3、转HOX12水稻的分子鉴定
1)PCR初步鉴定
提取T0代转HOX12水稻的基因组DNA，用新霉素磷酸转移酶(NPT II)引物F1和R1(引物序列如下)进行PCR鉴定，得到340bp的为PCR阳性T0代转HOX12水稻。
F1：5’-TGCTCGCTCGATGCGATGTT-3’；
R1：5’-CTCTGATGCCGCCGTGTTCC-3’。
2)转录水平分析
提取PCR阳性T0代转HOX12水稻株系#7和#12总RNA，反转录得到cDNA作为模板，用如下引物进行实时定量荧光PCR，检测各材料中HOX12基因在转录水平上的表达量。实验重复3次，结果取平均值。以野生型水稻为对照。
实时定量荧光PCR使用Bio-Rad CFX96进行。PCR反应体系(20μl)按照产品使用说明书进行SYBR Green Real-Time PCR Master Mix reagent(Toyobo)具体体系如下：10μlSYBR Green Real-Time PCR Master Mix，2μl上下游引物混合物(上下游引物浓度均为10μM)，7μl RNase-free water，1μl cDNA模板。
具体反应程序如下：酶热激活95℃30s，1个循环；变性95℃5s，延伸60℃30s，共40个循环。
其中，扩增HOX12基因的引物序列为：
HOX12上游引物：5'-GCGCCGACGGAGGATTAA-3'
HOX12下游引物：5'-AGGGCAACACGACTGATGAT-3'
以UBQ2作为内参基因，扩增内参UBQ2的引物序列为：
UBQ2上游引物：5'-GAGCCTCTGTTCGTCAAGTA-3'；
UBQ2下游引物：5'-ACTCGATGGTCCATTAAACC-3'。
数据的处理采用Comparative Ct的方法，即Ct值为PCR管中荧光信号达到设定的域值时所经历的循环数，ΔCt＝Ct(HOX12)-Ct(ACTIN1)，以2-ΔCt的值衡量基因转录水平，对各材料中HOX12基因的表达进行分析比较。
各实验材料中HOX12基因表达量的实时定量荧光PCR检测结果如图1所示，HOX12基因的表达均为相对值，可以看出：相比未转基因的野生型水稻日本晴(WT)，PCR阳性T0代转HOX12水稻株系#7和#12中HOX12基因的表达量在转录水平上显著提高。PCR阳性T0代转HOX12水稻株系#7和#12为阳性T0代转HOX12水稻，命名为HOX12-OX#7和HOX12-OX#12。
采用同样的方法检测T0代转空载体水稻，结果与野生型水稻无显著差异。
4、转HOX12水稻的表型分析
田间表型如图2所示。可以看出，与野生型水稻日本晴相比，HOX12-OX#7和HOX12-OX#12的株高降低，且包穗。随着HOX12基因表达量升高，转基因植株矮化越明显；当HOX12基因表达非常高时，转基因植株严重矮化，穗发育受到严重抑制，甚至不能生长。
野生型水稻日本晴和T0代转空载体水稻结果无显著差异。
二、HOX12蛋白的转录激活活性和表达模式
1、HOX12蛋白的转录激活活性
提取10天大小日本晴水稻幼苗的总RNA，反转录得到cDNA为模板，进行PCR扩增，扩增HOX12的全长ORF(去除终止密码子)，所用引物为：
GFP-HOX12-F：5′-GGTACCAGTCTCAAAGAAAGCACAAAGGT-3′
GFP-HOX12-R：5′-GGATCCGCTGAATTGGTCGTAGACCC-3′
将扩增得到的目的片段经酶切回收后与空载体pCAMBIA35S-GFP进行连接，使HOX12与GFP融合，测序鉴定正确后，分别将含有融合载体pCAMBIA35S-HOX12-GFP和空载体转入水稻原生质体中，室温下正常培养12h后，在激光共聚焦显微镜下观察结果。结果如图3，从图中可以看出，HOX12蛋白特异的定位在水稻细胞核中。
2、HOX12基因表达模式及诱导表达
取野生型水稻品种日本晴不同器官或组织，以及同一器官不同时期样本，分别提取其RNA，反转录得到cDNA为模板，进行实时定量荧光PCR，方法同前，实验设三次重复。
HOX12基因在不同器官或组织，以及同一器官不同时期中的表达情况如图所示，纵轴表示各器官和组织中HOX12基因与UBQ2基因的表达量之比。
结果如图4所示，图中为HOX12基因在根、茎、叶、叶鞘、茎节和幼穗中的表达情况。结果表明，HOX12基因在幼穗中的表达量较高。
3、在逆境的表达水平
分别用不同植物激素：10μM赤霉素(GA3)，10μM生长素(IAA)，10μM细胞分裂素(6-BA)，50μM茉莉酸(JA)，10μM脱落酸(ABA)，以及不同的非生物逆境：低温(4℃)，干旱(200MmMannitol)，高盐(200mMNaCl)(以上试剂均购自Sigma公司)，对生长14天的野生型品种日本晴幼苗进行处理，以水处理作为对照(Mock)。处理后提取其RNA，反转录后利用定量PCR技术进行检测HOX12基因的表达，方法同前，实验设三次重复。
结果如图5所示，A为低温、高盐、干旱处理，B为ABA处理，C为IAA、GA3和JA处理。可以看出，不同处理条件下，在根中HOX12基因特异受植物激素ABA、IAA、GA3和JA诱导，也受到逆境环境高盐诱导。在茎中,HOX12基因特异受植物激素ABA、GA3和JA诱导，也受到逆境环境低温、高盐、干旱诱导。
三、RNA干扰HOX12基因表达
1、重组表达载体HOX12-RNAi的构建
提取野生型日本晴幼苗的RNA，反转录得到cDNA作为模板，以Ri-F和Ri-R为引物进行PCR扩增，得到300bp的DNA片段，命名为HOX-Ri(序列4第521-832位核苷酸)。
Ri-F GGATCCACACCACCGGTCACTTG(序列1第11-27)
Ri-R GTCGACCTTCTTCTGCTCGCCAC(序列1第294-310)
用限制性内切酶BamH I和Sal I双酶切以上所得300bp的DNA片段，胶回收酶切片段，与经过BamH I和Sal I双酶切的pUCRNAi载体(记载于“Wang,K.J.,Tang,D.,Wang,M.,Lu,J.F.,Yu,H.X.,Liu,J.F.,Qian,B.X.,Gong,Z.Y.,W ang,X.,Chen,J.M.,Gu,M.H.andCheng,Z.K.(2009)MER3is required for normal meiotic crossover formation,butnot for presynaptic alignment in rice.J Cell Sci,122,2055-2063.”一文)骨架大片段相连，得到中间载体pURi-1。之后用限制性内切酶Xho I和BglII双酶切以上所得300bp的DNA片段，胶回收酶切片段，与经过Xho I和BglII双酶切的中间载体pSRi-1骨架大片段相连，得到中间载体pURi-2。最后用限制性内切酶Xho I和Pst I双酶切中间载体pURi-2，胶回收酶切片段，与经过Sal I和PstI双酶切的pCAMBIA2300-Actin载体骨架大片段相连，得到重组质粒。
将所述重组质粒送样测序，该质粒为将序列表中序列4所示DNA片段替换pCAMBIA2300-Actin载体的SalI和Pst I之间的DNA片段得到的质粒，命名为HOX12-RNAi，其中启动序列4所示DNA片段转录的启动子为水稻内源的Actin1启动子。
序列4所示DNA片段包括正向片段、内含子和反向片段，其中正向片段的核苷酸序列为序列4第521-832位核苷酸，内含子的核苷酸序列为序列4第521-832位核苷酸，反向片段的核苷酸序列为正向片段核苷酸序列的反向互补序列。
序列4所示DNA片段在植物细胞中转录产生带发夹结构的dsRNA，引发RNAi，从而抑制目的基因的表达。
2、RNA干扰HOX12的转HOX12-RNAi水稻的制备
将重组表达载体HOX12-RNAi转入农杆菌AGL1中得到重组菌AGL1/HOX12-RNAi(提取质粒测序验证阳性)。
按照前面转HOX12水稻的制备方法将重组菌AGL1/HOX12-RNAi转化日本晴水稻愈伤组织，得到T0代转HOX12-RNAi水稻。
T0代转HOX12-RNAi水稻播种直到得到T3代转HOX12-RNAi水稻。
T0代转空载体水稻播种直到得到T3代转空载体水稻。
3、转HOX12-RNAi水稻的分子鉴定
1)PCR初步鉴定
提取T3代转HOX12-RNAi水稻的基因组DNA，用新霉素磷酸转移酶(NPT II)引物F1和R1(引物序列如下)进行PCR鉴定，得到340bp的为PCR阳性T0代转HOX12-RNAi水稻。
F1：5’-TGCTCGCTCGATGCGATGTT-3’；
R1：5’-CTCTGATGCCGCCGTGTTCC-3’。
2)转录水平分析
提取PCR阳性T3代转HOX12-RNAi水稻水稻株系Ri-1、Ri-2、Ri-5和Ri-6总RNA，反转录得到cDNA作为模板，用前面T0代转HOX12水稻株系中的引物进行实时定量荧光PCR，检测各材料中HOX12基因在转录水平上的表达量。实验重复3次，结果取平均值。以野生型水稻(WT)为对照。
结果如图6所示，可以看出，相比未转基因的野生型水稻日本晴(WT)，PCR阳性T3代转HOX12-RNAi水稻株系Ri-1、Ri-2、Ri-5和Ri-6中HOX12基因的表达量在转录水平上显著降低。
采用同样的方法检测T3代转空载体水稻，结果与野生型水稻无显著差异。
4、转HOX12-RNAi水稻的表型分析
1)转HOX12-RNAi水稻的表型
将T3代转HOX12-RNAi水稻株系Ri-2和Ri-5、野生型水稻日本晴和T3代转空载体水稻播种，大田生长120天。每个株系16株，实验重复3次，结果取平均值。
观察表型，如图7所示；可以看出，与野生型水稻日本晴相比，T3代转HOX12-RNAi水稻株系Ri-2和Ri-5的水稻株高和穗茎长度增加。
测量水稻各个茎节长度和穗茎长度，结果如图8和图9所示，图8为各个茎节长度，图9为穗茎长度，可以看出，与野生型水稻日本晴相比，T3代转HOX12-RNAi水稻株系Ri-2和Ri-5的水稻穗茎和茎节长度均增加；HOX12的表达量越低，水稻穗茎的穗茎越长。Ri-2和Ri-5穗茎分别为野生型的3.1倍和3.9倍。
野生型水稻日本晴和T3代转空载体水稻结果无显著差异。
2)转HOX12-RNAi水稻的赤霉素含量
检测T3代转HOX12-RNAi水稻株系Ri-2和Ri-5、野生型水稻日本晴和T3代转空载体水稻穗茎中赤霉素含量，方法见Chen,M.,Fu,X.,Liu,J.,Ye,T.,Hou,S.,Huang,Y.,Yuan,B.,Wu,Y.,and Feng,Y.(2012).Highly sensitive and quantitative profiling ofacidic phytohormones using derivatization approach coupled with nano-LC–ESI-Q-TOF-MS analysis.J.Chromatogr.B Analyt.Technol.Biomed.Life Sci.905:67-74。
结果如图10所示，可以看出，HOX12-RNAi转基因水稻Ri-5株系穗茎中GA1和GA4的含量比野生型高。

Claims (8)

1.如下1）-3）中任一种物质在调控植物穗茎长度和/或穗茎赤霉素含量中的应用：
1）蛋白HOX12；
2）编码蛋白HOX12的DNA分子；
3）含有编码蛋白HOX12的DNA分子的重组载体、表达盒、转基因细胞系或重组菌；
所述蛋白HOX12为由序列表中序列2所示的氨基酸序列组成的蛋白质；
所述植物为水稻。
2.根据权利要求1所述的应用，其特征在于：所述调控植物穗茎长度和/或穗茎赤霉素含量为提高或降低植物穗茎长度和/或穗茎赤霉素含量。
3.抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质在培育穗茎和/或穗茎赤霉素含量提高的植物中的应用；
所述抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质为干扰或沉默蛋白HOX12编码基因表达的物质；
所述干扰或沉默蛋白HOX12编码基因表达的物质为如下1）-3）中任一种：
1）序列4所示核苷酸编码的RNA；
2）序列4所示的DNA；
3）含有2）所述DNA分子的重组载体、表达盒、转基因细胞系或重组菌；
所述植物为水稻。
4.根据权利要求1-3中任一所述的应用，其特征在于：所述赤霉素为GA1和/或GA4。
5.一种培育穗茎长度和/或穗茎赤霉素含量提高的转基因植物的方法，为抑制或者降低目的植物中蛋白HOX12活性，得到转基因植物；
所述转基因植物的穗茎长度和/或穗茎赤霉素含量高于所述目的植物；
所述植物为水稻。
6.根据权利要求5所述的方法，其特征在于：所述抑制或者降低蛋白HOX12活性为干扰或沉默蛋白HOX12编码基因表达；
所述干扰或沉默蛋白HOX12编码基因表达是通过如下1）-3）中任一种物质实现的：
1）序列4所示核苷酸编码的RNA；
2）序列4所示的DNA；
3）含有2）所述DNA分子的重组载体、表达盒、转基因细胞系或重组菌。
7.根据权利要求5或6所述的方法，其特征在于：所述赤霉素为GA1和/或GA4。
8.一种抑制或者降低蛋白HOX12活性的物质，为权利要求3所述应用中任一所述物质。
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