CN105368847B - 一种防治鸡球虫病的chp317基因、疫苗及其制备方法 - Google Patents

Abstract

本发明公开了一种柔嫩艾美耳球虫基因，该基因为Et CHP317基因，包含SEQ ID NO.1所示的氨基酸序列。同时提供一种防治鸡球虫病的疫苗的制备方法：将柔嫩艾美耳球虫保守蛋白Et CHP317的成熟肽与大肠杆菌或毕赤酵母细胞的表达载体相连获重组表达载体，再将重组表达载体转入大肠杆菌或毕赤酵母细胞宿主获得重组菌株，培养该重组菌株，即得防治鸡球虫病的疫苗，具有很高的应用价值。

Description

一种防治鸡球虫病的CHP317基因、疫苗及其制备方法

技术领域

本发明涉及生物工程技术领域，尤其涉及一种柔嫩艾美耳球虫保守蛋白EtCHP317基因，并利用这种基因制备的疫苗、相应的制备方法及其用途。

背景技术

鸡球虫病是几种艾美耳球虫寄生肠道所引起的一种危害极其严重的全球性寄生虫病，严重危害鸡的生长发育，是集约化养鸡业危害最大的疾病之一，每年给养鸡业造成巨大的经济损失。柔嫩艾美耳球虫(Eimeria tenella)是致病性最为严重的鸡球虫之一，它主要寄生于盲肠及其附近区域，能够引起出血性肠炎，对雏鸡危害最大，严重时能引起较高的死亡率。目前控制鸡球虫病的方法主要以在饲料中添加抗球虫药物预防为主，但由于抗球虫药的长期使用，鸡球虫耐药性的产生已成为无法避免的问题，任何一种抗球虫药在使用一定时间后都会引起球虫的耐药性，使得许多抗球虫药的防治效果显著降低，甚至完全失效，即使提高药物浓度也无济于事，仍然爆发球虫病，给养鸡业带来了无法弥补的损失。同时因球虫产生耐药性，使好不容易筛选出来的抗球虫药使用年限大大缩减，新药开发速度已赶不上耐药株出现的速度。而且抗球虫药作为饲料添加剂的潜在危害又逐渐成为人们关注的对象，食品安全日益受到关注，很多曾经效果很好的抗球虫药都被划入禁用之列，因此，人们期待用更理想的方法来替代抗球虫药物的使用。球虫活卵囊疫苗的成功研制和应用提供了一种可以替代药物控制鸡球虫病的技术手段。但活疫苗不可避免地存在难保存、散毒及潜在的致病威胁等缺点，未能在鸡场得到广泛使用，所以迫切需要寻找新的防治手段来控制鸡球虫病。而研制新疫苗和新药物的关键在于寻找到合适的虫体抗原基因或基因产物作为防治球虫病的作用靶标。

鸡球虫是属于顶复器门(Apicomplexa)艾美耳属(Eimeria)的一类寄生于鸡肠道的原虫。顶复器原虫多数是专一性的细胞内寄生虫，包括疟原虫(Plasmodium)、弓形虫(Toxoplasma)、艾美耳球虫(Eimeria)、隐孢子虫(Cryptosporidium)等，有复杂的生活史，需入侵宿主细胞，完成生活史循环需要更替一个或多个宿主，或更换不同的细胞和组织，因而成功地入侵宿主细胞是这类寄生虫感染建立的前提。虽然顶复器原虫入侵的宿主细胞不同，包括红细胞、淋巴细胞、巨噬细胞和消化道细胞等，但都有一个共同的高度保守的入侵机制，需要顶复器(微线、棒状体和致密颗粒)分泌一系列蛋白参与，这些蛋白相互作用，在宿主细胞膜与虫体表面形成一个高度保守的运动结构(Moving Junction，MJ)，对虫体入侵宿主细胞起至关重要的作用。

发明内容

本发明要解决针对药物防治球虫病极易产生耐药性的问题急需开发新型疫苗和新药的技术问题，提供一种柔嫩艾美耳球虫保守蛋白Et CHP317基因，该Et CHP317在柔嫩艾美耳球虫入侵宿主细胞过程中起着重要作用，对开发防治鸡球虫病的新疫苗或新药具有很高的应用价值。

此外，本发明提供一种携带柔嫩艾美耳球虫保守蛋白Et CHP317基因的疫苗。

此外，本发明提供一种防治鸡球虫病的疫苗的制备方法：将柔嫩艾美耳球虫保守蛋白Et CHP317的成熟肽与原核表达系统或真核表达系统的表达载体相连获重组表达载体，再将重组表达载体转入大肠杆菌或毕赤酵母细胞获得重组菌株，培养该重组菌株，即得防治鸡球虫病的疫苗。

为了解决上述技术问题，本发明通过如下技术方案实现：

在本发明的一个方面，利用5’RACE和3’RACE首次扩增了柔嫩艾美耳球虫EtCHP317基因的全长序列，如SEQ ID NO.2所示。

该序列全长1108bp，除了ORF(71-571bp)与NCBI柔嫩艾美耳球虫推测的特意蛋白100％同源外，该序列还包括5’的UTR序列，长70bp，含有CAAT序列，没有TATA序列；3’端UTR序列，长437bp，含poly(A)尾，没有典型的AATAAA序列。其中5’-UTR和3’-UTR，可通过一些调控因子的结合来对该基因的表达进行调控。mRNA分子的5’UTR通过其长度和碱基顺序以及二级结构等来参与表达调控。其中5’-UTR主要参与翻译调节，影响转录后的各个阶段，包括mRNA的稳定，折叠和核糖体的相互作用；3’-UTR影响RNA的水平，从而影响翻译后蛋白的表达量，因此，5’-UTR和3’-UTR在真核生物基因的转录、翻译和表达过程中发挥重要作用。

优选的，本发明同时提供了柔嫩艾美耳球虫Et CHP317的开放阅读框核苷酸序列；

优选的，本发明同时提供了柔嫩艾美耳球虫Et CHP317的开放阅读框编码的氨基酸序列，如SEQ ID NO.1所示。

在本发明的另一方面，提供了一种重组载体，包含柔嫩艾美耳球虫Et CHP317的开放阅读框核苷酸序列。

所述重组载体包括重组克隆载体或重组表达载体，重组表达载体包括重组原核表达载体、重组真核表达载体。

在本发明的另一方面，还提供了一种重组蛋白，该重组蛋白是由上述重组载体经表达而制得。

在本发明的另一方面，还提供了一种多克隆抗体，该多克隆抗体是用上述重组蛋白免疫兔子而制得。

在本发明的另一方面，还提供了一种上述柔嫩艾美耳球虫基因的应用，用于制备预防或治疗鸡球虫病的疫苗或药物。

所述疫苗或药物通过抑制柔嫩艾美耳球虫子孢子入侵宿主细胞而阻断球虫生活史来发挥作用。

优选的，本发明提供一种防治鸡球虫病的疫苗的制备方法：将柔嫩艾美耳球虫保守蛋白Et CHP317的成熟肽与大肠杆菌或毕赤酵母细胞的表达载体相连获重组表达载体，再将重组表达载体转入大肠杆菌或毕赤酵母细胞宿主获得重组菌株，培养该重组菌株，即得防治鸡球虫病的疫苗。

在本发明的另一方面，还提供了一种上述柔嫩艾美耳球虫基因的应用，用于筛选预防或治疗球虫病的药物。

在本发明的另一方面，还提供了一种疫苗，包含上述重组蛋白，或上述重组载体，该重组载体为真核表达载体。

在本发明的另一方面，还提供了一种作用靶标为Et CHP317蛋白的抗球虫药物。

本发明柔嫩艾美耳球虫保守蛋白Et CHP317基因，是柔嫩艾美耳球虫(Eimeriatenella)的一个新基因。Western-blot分析表明本发明Et CHP317的原核表达产物和真核表达产物都具有良好的免疫原性；免疫荧光定位实验和体外抑制试验结果显示Et CHP317与子孢子的入侵相关，在球虫子孢子入侵宿主细胞时发挥了重要作用。因此，本发明的EtCHP317基因，为开发抑制子孢子入侵、阻断球虫生活史的新疫苗或新药提供了新思路。

附图说明

下面结合附图和具体实施方式对本发明作进一步详细的说明。

图1是本发明实施例1柔嫩艾美耳球虫Et CHP317基因扩增产物电泳鉴定图；

M：标准DNA分子量(从上到下：2000bp，1000bp，750bp，500bp，250bp，100bp)；1：扩增的317基因。

图2是本发明实施例2实时定量PCR检测Et CHP317基因在柔嫩艾美耳球虫不同发育阶段的表达图；

UO代表柔嫩艾美耳球虫未孢子化卵囊；SO为柔嫩艾美耳球虫孢子化卵囊；Spz为柔嫩艾美耳球虫子孢子；Mrz为柔嫩艾美耳球虫第二代裂殖子。

图3是本发明实施例3重组原核表达质粒pET-Et CHP317的双酶切鉴定图；“1”代表重组表达质粒pET-Et CHP317的BamH I、Xho I双酶切产物。

图4是本发明实施例3重组表达质粒pET-Et CHP317不同时相表达蛋白的SDS-PAGE电泳图；

M：蛋白质标准分子量(从上至下为94.0kDa、66.2kDa、45.0kDa、35.0kDa、26.0kDa)；1：未加IPTG诱导的0h菌液；2-5：分别为2h、4h、6h、8h的表达产物。

图5是本发明实施例3纯化的Et CHP317重组蛋白分析图；

M：蛋白质标准分子量(从上至下为94.0kDa、66.2kDa、45.0kDa、35.0kDa、26.0kDa)；1：纯化的重组蛋白His-Et CHP317蛋白。

图6是本发明实施例5的Et CHP317蛋白免疫原性分析图；

M：预染的蛋白质标准分子量(从上至下为：170kDa、130kDa、95kDa、72kDa、55kDa、43kDa、34kDa、26kDa、17kDa)；1：柔嫩艾美耳球虫卵囊全蛋白免疫兔子的抗血清；2：抗His单克隆抗体；3：兔子阴性血清。

图7是本发明实施例6免疫荧光检测Et CHP317蛋白在柔嫩艾美耳球虫子孢子和第二代裂殖子的分布和定位图；

图8是本发明实施例7体外抑制试验结果图；

图9是本发明实施例8重组真核表达质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP317的PCR鉴定和双酶切鉴定图；

M：标准DNA分子量(从上到下：2000bp，1000bp，750bp，500bp，250bp，100bp)；1：重组质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP317的菌液PCR鉴定结果；2：重组质粒pcDNA3.1-flag-EtCHP317的BamH I、Hind 3双酶切产物。

图10是本发明实施例8重组真核表达质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP 317转染DF-1细胞的表达结果图；

1：pcDNA3.1-flag-Et CHP 317转染DF-1细胞；2：pcDNA3.1-flag转染DF-1细胞；3：正常DF-1细胞。

图11是本发明实施例8重组真核表达质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP 317转染DF-1细胞表达后Western-Blot检测结果图。

M：预染蛋白质分子量标准(从上至下为：170kDa、130kDa、95kDa、55kDa、43kDa、34kDa、26kDa、17kDa)；1：转染重组质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP 317的DF-1细胞；2：转染空载体pcDNA3.1-flag的DF-1细胞。

图12是本发明实施例8用Co-IP验证Et CHP317和Et AMA1相互作用的结果图。

M：预染蛋白质分子量标准(从上至下为：170kDa、130kDa、95kDa、55kDa、43kDa、34kDa、26kDa、17kDa)；1：阴性对照；2：Input。由图可知，用抗FLAG的抗体捕获的Input的western blot图中有两条条带，所以Et CHP317和Et AMA1为互作蛋白

图13是本发明实施例9重组真核表达质粒pBiFC-VC155-Et CHP 317的PCR鉴定和双酶切鉴定图。

M：标准DNA分子量(从上到下：2000bp，1000bp，750bp，500bp，250bp，100bp)；1：pBiFC-VC155-Et CHP317的菌液PCR鉴定结果；2：重组质粒pBiFC-VC155-Et CHP317的EcoRI、Bgl II双酶切产物。

图14是本发明实施例9BIFC结果图。

A：共转染pBiFC-bJunVN173和pBiFC-bFosVC155的DF-1细胞；B：共转染pBiFC-VC155-317和pBiFC-VN155-EtAMA1的DF-1细胞；C：共转染pBiFC-bJunVN173和pBiFC-bFos(deltaZIP)VC155的DF-1细胞，

图15是本发明实施例10GST pull-down的结果图。

M：预染蛋白质分子量标准(从上至下为：170kDa、130kDa、95kDa、55kDa、43kDa、34kDa、26kDa、17kDa)；1：阴性对照；2：Input。

具体实施方式

下列实施例中，未注明具体条件的实验方法，通常按常规条件，如《分子克隆实验指南》(J.萨姆布鲁克，D.W.拉塞尔著，黄培堂，汪嘉玺，朱厚础，等译.第3版，北京：科学出版社，2002)中所述的方法进行。

本发明以柔嫩艾美耳球虫为研究对象，筛选鉴定参与柔嫩艾美耳球虫入侵宿主细胞的相关蛋白。在前期实验室以柔嫩艾美耳球虫顶体膜蛋白1(EtAMA1)为诱饵，筛选柔嫩艾美耳球虫子孢子酵母双杂交cDNA文库获得可能与之相互作用蛋白的ESTs序列基础上，选择编号为317基因的EST序列，利用RACE(C末端快速扩增)技术扩增获得了含5’-UTR，3‘-UTR和一个完整ORF(开放阅读框)的基因全长序列，在原核表达系统和真核表达系统中成功表达该蛋白，并通过实验表明对Et CHP317与子孢子的入侵相关。

实施例1 柔嫩艾美耳球虫Et CHP 317基因全长cDNA的克隆及分析

1.材料

虫株和体外培养细胞：柔嫩艾美耳球虫(E.tenella)是由中国农业科学院上海兽医研究所保存、繁殖提供。DF-1(鸡胚成纤维细胞)细胞用于感染、抑制、免疫荧光试验和转染真核表达重组质粒。

2.方法

2.1总RNA提取

实验前将干净的金属提取器皿单独使用锡箔纸包好，180℃烤箱内烘烤6h。操作台和离心管架等均用75％酒精消毒，保证无RNase污染。所用移液枪、枪头和离心管均专一用于RNA的提取。

子孢子总RNA的提取参照Trizol试剂说明书操作，具体详细步骤为：

1)取保存于液氮中的E.tenella子孢子，加入适量Trizol试剂并充分混匀，室温静置6min。

2)向步骤1)中加入氯仿(按1mL Trizol加200μL氯仿)，盖紧离心管盖，用手颠倒混匀数次，再室温静置15min。

3)4℃12000r/min离心15min。

4)从离心机中小心取出离心管，此时匀浆液分为三层，即：无色的上清液、中间的白色蛋白层及带有颜色的下层有机相。吸取上清液转移至另一新的离心管中(切忌吸出白色中间层)。

5)向上清中加入等体积的异丙醇，颠倒离心管充分混匀后，在15～30℃下静置10mim。

6)4℃，12000r/min离心10min，RNA沉于管底。

7)小心弃上清，缓慢地沿离心管壁加入75％的乙醇1mL(DEPC水配制)，温和振荡沉淀。

8)4℃，12000r/min离心5min后小心弃去乙醇，沉淀室温干燥至无乙醇气味，用少量DEPC水溶解沉淀。电泳分析，并测定其浓度和分析其纯度。

2.2RACE扩增cDNA模板的制备：按照GeneRacer^TMKit(美国Invitrogen公司)说明书操作步骤将提取的柔嫩艾美耳球虫子孢子总RNA反转录合成cDNA第一链。

2.3柔嫩艾美耳球虫Et CHP 317基因的5′RACE扩增

5’端RACE引物设计合成：

在前期实验室利用柔嫩艾美耳球虫顶体膜蛋白1(EtAMA1)为诱饵，筛选柔嫩艾美耳球虫子孢子酵母双杂交cDNA文库，获得可能相互作用蛋白的ESTs序列基础上，本发明选择其中一个基因的EST序列，该EST序列含3’末端的Ploy(A)尾。Blast分析与柔嫩艾美耳球虫保守的假象蛋白(hypothetical protein，conserved)同源，该EST序列编号为317。利用Primer Premier 5.00软件设计5′端的引物，5′端RACE扩增引物见下表1。

表1 5′端RACE扩增引物序列

利用此引物扩增5′cDNA末端，将5′RACE PCR扩增产物回收后，与pGEM-T-easy载体连接，转化大肠杆菌TOP10感受态细胞，挑选白色菌落进行PCR鉴定，如果扩增片段与预期一致，则取500μL菌液送公司测序。对于阳性克隆测序结果，用DNAstar软件查找5′RACE扩增产物序列与原EST序列的重叠部分，拼接获得全长cDNA序列(SEQ ID NO.2)。

2.4柔嫩艾美耳球虫Et CHP 317基因ORF的克隆和分析

根据拼接的全长cDNA序列设计两端引物(见下表2)，在上下游引物中分别加入酶切位点Bam HI和Xho I，以5′RACE扩增时反转录合成的cDNA第一链为模板，进行PCR扩增。

表2 317号基因扩增引物序列

反应结束后进行1％琼脂糖凝胶电泳分析(见图1)。将回收的PCR产物与pGEM-T-easy载体连接，转化大肠杆菌感受态细胞。挑选白色菌落进行PCR鉴定。将鉴定的阳性菌落送公司测序。测序结果利用常规生物信息学软件对获得的全长cDNA序列及其编码蛋白结构进行预测分析。

结果：根据317基因EST序列，利用5’RACE技术扩增得了一个含完整开放阅读框(71-571bp)的全长cDNA序列，该序列全长1108bp，ORF长501bp，利用ProtParam tool预测目的基因编码蛋白质信息，结果为共编码167个氨基酸，理论分子量为18KDa，预测等电点为4.11，理论分子量为18KDa，预测等电点为4.11。在溶液中的不稳定指数为48.93，高于域值40，在溶液中性质不稳定，脂肪族指数88.76，总平均亲水性-0.176；信号肽、跨膜结构的分析表明：分析表明该基因编码的蛋白前段具有信号肽结构(其断裂位点位于第19个aa和第20个aa之间，不存在跨膜结构。疏水性分析显示最大值为2.578，最小值为-3.311。抗原位点分析发现，该蛋白可能有5个抗原位点，推测具有良好的免疫原性。Coil区分析发现该蛋白不具有卷曲螺旋结构。结构功能域分析发现317基因编码的蛋白可能含有1个N端糖基化位点，1个酪蛋白激酶磷酸化位点，6个N端豆蔻酰化位点，13个蛋白激酶C磷酸化位点和1个异戊烯基的结合位点。与柔嫩艾美耳球虫基因组数据库(http://www.genedb.org/Homepage/ Etenella)比较发现，Et CHP317基因的ORF与保守的假象蛋白(hypotheticai protein，conserved，Etm102F05)100％同源，因此将该基因命名为Et CHP317。

该序列全长1108bp，除了ORF(71-571bp)与NCBI柔嫩艾美耳球虫推测的特意蛋白100％同源外，该序列还包括5’的UTR序列，长70bp，含有CAAT序列，没有TATA序列；3’端UTR序列，长437bp，含poly(A)尾，没有典型的AATAAA序列。其中5’-UTR和3’-UTR，可通过一些调控因子的结合来对该基因的表达进行调控。mRNA分子的5’UTR通过其长度和碱基顺序以及二级结构等来参与表达调控。其中5’-UTR主要参与翻译调节，影响转录后的各个阶段，包括mRNA的稳定，折叠和核糖体的相互作用；3’-UTR影响RNA的水平，从而影响翻译后蛋白的表达量，因此，5’-UTR和3’-UTR在真核生物基因的转录、翻译和表达过程中发挥重要作用.

实施例2 Et CHP 317基因在柔嫩艾美耳球虫不同发育阶段的表达差异分析

分别提取柔嫩艾美耳球虫4个发育阶段虫体(未孢子化卵囊、孢子化卵囊、子孢子和第二代裂殖子)的总RNA，以柔嫩艾美耳球虫未孢子化卵囊、孢子化卵囊、子孢子、第二代裂殖子的cDNA第一链为模板，利用实时荧光定量PCR，选择18s rRNA作为内参，验证EtCHP317基因在柔嫩艾美耳球虫不同发育阶段虫体中的表达情况。表3为实时荧光定量PCR扩增引物序列。

表3 实时荧光定量PCR扩增引物序列

结果表明，Et CHP317基因mRNA在柔嫩艾美耳球虫4个不同发育阶段都有转录，其中在孢子化卵囊表达量最高(见图2)。

实施例3 Et CHP317基因原核表达重组质粒的构建及重组蛋白的表达

将之前测序正确的重组克隆质粒pGEM-T-Et CHP317，利用限制性内切酶BamH I和Xho I进行双酶切，然后再与用同样限制性内切酶双酶切的原核表达载体pET-28a连接，构建重组表达质粒pET-Et CHP317。转化大肠杆菌TOP10后，经PCR以及双酶切鉴定，获得与预期大小一致的目的条带(见图3)，表明含Et CHP317基因的原核表达质粒构建成功。

将构建成功的pET-Et CHP317重组表达质粒，转化大肠杆菌BL21(DE3)，在37℃下经1mmol/L IPTG诱导表达。分别取不同时间段的表达菌，进行SDS-PAGE电泳分析。发现目的条带有表达，大小为22kDa左右，与预测大小一致(Et CHP317预测分子量18kDa，表达的融合蛋白His标签约3.6kDa)(见图4)。

取20mL IPTG诱导表达6h后的菌液，4℃离心获得菌体沉淀后，加入适量PBS缓冲液，悬浮均匀，离心。分别取适量上清和沉淀进行SDS-PAGE电泳分析，结果显示，表达的融合蛋白His-Et CHP317以可溶蛋白形式存在。经过一系列诱导条件的改变，该融合蛋白仍然以包涵体形式存在，采用MERCK公司的His-tag蛋白纯化方法对其纯化，SDS-PAGE电泳结果显示获得了纯化的蛋白(见图5)。

实施例4 多克隆抗体制备

取纯化后的重组蛋白His-Et CHP317，BCA测定浓度后，免疫新西兰大白兔，以每只兔子200μg蛋白的剂量与弗氏完全佐剂按1∶1的比例混合装入EP管中，然后利用银汞调合器震荡乳化，吸入1mL的注射器中，在兔子腹股沟皮下多点注射，进行一免。两周后用相同剂量的蛋白与弗氏不完全佐剂按1∶1的比例混合乳化，相同方式进行二免，以后每隔一周进行一次免疫，待五免7天后，从兔颈动脉采血，收集血清，分装后于-20℃冻存。

实施例5 Et CHP317蛋白免疫原性分析

将纯化的重组蛋白His-Et CHP317进行SDS-PAGE后，再转移至PVDF膜上，重组蛋白分别用柔嫩艾美耳球虫可溶性蛋白免疫兔子制备的抗血清、鼠抗His单克隆抗体和兔子阴性血清作为一抗做Western-blot。二抗用HRP标记的羊抗兔IgG进行Western-blot分析。结果重组蛋白有反应条带，分子量与预期大小一致(见图6)，表明该重组蛋白具有一定的免疫原性。

实施例6 免疫荧光检测Et CHP317蛋白在柔嫩艾美耳球虫子孢子和第二代裂殖子的分布和定位

利用实施例4制备的兔抗His-Et CHP317多克隆抗体和FITC绿色荧光标记的羊抗兔二抗，分别观察Et CHP317蛋白在柔嫩艾美耳球虫子孢子以及第二代裂殖子的分布和表达。结果如图7所示，发现在PBS或DMEM孵育的子孢子中，Et CHP317主要分布于顶端(A、B)。在PBS孵育的第二代裂殖子中，Et CBS均匀分布于虫体(C)。

实施例7 体外抑制试验分析Et CHP317是否与子孢子入侵宿主细胞有关

免疫荧光检测发现Et CHP317蛋白主要位于子孢子的表面，且当子孢子加入完全培养基(DMEM)，该蛋白在子孢子顶端分泌加强，当加入DF-1细胞2h后，该蛋白主要位于顶端，因此推测该蛋白可能与柔嫩艾美耳球虫入侵宿主细胞有关。本实施例利用体外抑制试验验证Et CHP317蛋白是否是入侵相关蛋白。

提取新鲜的子孢子，用CFDA SE细胞增殖和示踪检测剂标记子孢子。利用ProteinA+G Agarose纯化兔抗His-Et CHP317抗血清的IgG，将纯化的IgG分别以浓度50μg/mL、100μg/mL、200μg/mL、400μg/mL量与子孢子在37℃水浴锅中孵育2h；同时取一健康兔IgG作为阴性对照，在相同的条件下，用相同浓度的抗体作用子孢子；另设空白对照，不加抗体。分别接种DF-1细胞中，培养14h后，用流式细胞分析仪进行分析。

结果显示：兔抗His-EtCHP317抗体作用子孢子后，与对照组相比子孢子入侵DF-1细胞的能力下降，且随着抗体浓度的不断增大，作用后子孢子入侵力逐渐降低，抗体抑制率逐渐升高，当抗体浓度为400μg/mL，抑制率为70％左右(见图8)，说明Et CHP317蛋白参与了柔嫩艾美耳球虫入侵宿主细胞的过程。

实施例8 Et CHP317基因在真核表达系统中的表达

1.重组真核质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP 317的构建

将鉴定正确的重组质粒pGEM-T-Et CHP317和真核表达载体pcDNA3.1-flag分别用BamH I和Hind 3进行双酶切，电泳后将Et CHP317目的条带和酶切的pcDNA3.1-flag载体分别进行胶回收，然后4℃连接过夜，将连接产物转化到大肠杆菌Top10感受态细胞中，经PCR鉴定为阳性的菌液提质粒进行双酶切鉴定(见图9)，结果显示：成功构建了真核表达重组质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP317。

2.真核重组表达质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP 317转染鸡胚成纤维细胞(DF-1细胞)

将处于对数生长期的DF-1细胞用胰酶消化后，按每孔60万细胞置于6孔细胞培养板中传代培养，24h后开始转染，转染步骤按照Lipofectamine2000操作说明书进行，一组转染pcDNA3.1-flag-Et CHP317，一组转染pcDNA3.1-flag作为对照。细胞在37℃含5％CO₂的细胞培养箱中培养48h后，取出转染的细胞分别进行间接免疫荧光(IFA)和Western blot检测表达情况。利用兔抗His-EtCHP317蛋白的多抗为一抗，FITC标记(绿色荧光)的山羊抗兔抗体为二抗，对真核表达重组质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP 317转染48h后的DF-1细胞进行免疫荧光检测。结果显示：pcDNA3.1-flag-Et CHP 317转染的DF-1细胞检测到明显的绿色荧光，而pcDNA3.1-flag转染的DF-1细胞未见绿色荧光，表明真核表达重组质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP 317成功转染DF-1细胞，且能在DF-1细胞中表达(见图10)。

同时收集转染的DF-1细胞，加入Western及IP细胞裂解液提取蛋白，SDS-PAGE电泳后转移至PVDF膜上，进行Western-Blot检测蛋白是否表达，一抗为兔抗Hi-EtCHP317蛋白多抗血清，二抗为近红外荧光羊抗兔IgG。结果显示，在转染重组质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP317的DF-1细胞中，可以检测到大小为33kDa的蛋白质条带；而在转染空载体质粒的DF-1细胞中，未检测到相应的目的条带(图11)。表明pcDNA3.1-flag-Et CHP 317重组质粒在DF-1细胞中表达。

结果表明Et CHP317在真核表达系统中能成功表达，可用于筛选新型疫苗(包括DNA疫苗、重组蛋白疫苗)和新型药物的靶标。

3.用Co-IP验证Et CHP317和Et AMA1的相互作用关系

免疫共沉淀(Co-Immunoprecipitation，Co-IP)是利用抗原和抗体的特异性结合以及细菌的Protein A或G特异性地结合到免疫球蛋白的Fc片段的现象开发出来的方法。其基本原理是，在细胞裂解液中加入感兴趣蛋白的抗体，孵育后再加入与抗体特异结合于Agarose珠上的Protein A或G，若细胞中有与兴趣蛋白结合的目的蛋白，就可以形成这样一种复合物：“兴趣蛋白-抗性蛋白抗体-Protein A或G-Agarose珠”，经变性聚丙烯酰胺凝胶电泳，复合物又被分开。然后经免疫印迹或质谱检测目的蛋白。该研究技术是研究蛋白质相互作用的传统方法之一，可信度高，应用广泛。目前该研究技术已经在各生物研究领域得到广泛应用，鉴定了许多关键的蛋白质间的相互作用，大大促进了对这些生物活动与机制的认识和理解。本实验按照Thermo公司的Co-IP试剂盒操作说明进行，实验结果用westernblot来检测。结果如图12所示。

实施例9 用双分子荧光互补技术验证Et CHP317基因与Et AMA1的相互作用关系

1.重组真核质粒pBiFC-VC155-Et CHP317的构建

将鉴定正确的重组质粒pGEM-T-Et CHP317和真核表达载体pBiFC-VC155分别用EcoR I和Bgl II进行双酶切，电泳后将Et CHP317目的条带和酶切的pBiFC-VC155载体分别进行胶回收，然后4℃连接过夜，将连接产物转化到大肠杆菌Top10感受态细胞中，经PCR鉴定为阳性的菌液提质粒进行双酶切鉴定(见图13)，结果显示：成功构建了真核表达重组质粒pBiFC-VC155-Et CHP317。

2.真核重组表达质粒pBiFC-VC155-Et CHP317转染DF-1细胞

将处于对数生长期的DF-1细胞用胰酶消化后，按每孔60万细胞置于6孔细胞培养板中传代培养，24h后开始转染，转染步骤按照Lipofectamine2000操作说明书进行，以pBiFC-VC155-Et CHP317和pBiFC-VN155-Et AMA1共转染DF-1细胞，并设立阳性对照组pBiFC-bJunVN55(I152L)和pBiFC-bFosVC155、阴性对照组pBiFC-bJunVN55(I152L)和pBiFC-bFos(deltaZIP)VC155，操作同上。转染后30h左右，将细胞培养板取出，在倒置荧光显微镜下观察细胞所发出的的荧光情况(图14)。BiFC技术不需要提取蛋白，可在活细胞内可视化的观察蛋白质互作关系，该技术是将绿色荧光蛋白(GFP)分子从环状结构的特定位点切割成N端片段和C端片段，然后将其和拟观察的目的蛋白融合表达，如果目的蛋白间可以相互作用，它们会相互靠近，使荧光蛋白的活性恢复，发出绿色荧光。本实验中将CHP317基因连接到pBiFC-VC155上与GFP的C端融合表达，将Et AMA1基因连接到pBiFC-VN155上与GFP的N端融合表达，将其分别共转染进DF-1细胞后，30h后观察绿色荧光，同时设立阳性对照组pBiFC-bJunVN55(I152L)和pBiFC-bFosVC155，阴性对照组pBiFC-bJunVN55(I152L)和pBiFC-bFos(deltaZIP)VC155。Jun和Fos都是核内癌基因产物，它们可以通过亮氨酸拉链区发生相互作用，阳性质粒组分别可以表达出完整的Jun和Fos蛋白产生互作后，在细胞内可观察到绿色荧光，阴性质粒组删除了Fos蛋白的亮氨酸拉链区，两个蛋白不再相互作用，就没有了绿色荧光。结果显示，实验组观察到绿色荧光，因此我们认为Et CHP317和与Et AMA1具有相互作用关系，实验结果与Co-IP的结果一致。

实施例10 用GST pull-down技术验证Et CHP317基因与Et AMA1的相互作用关系

GST Pull-down是一种常用的，在生物体外研究蛋白质相互作用的实验技术。GSTPull-down和免疫共沉淀基本原理相似：细菌表达的谷胱甘肽S一转移酶(GST)融合蛋白主要用于蛋白的亲和纯化，也可将GST融合蛋白作为探针，与溶液中的特异性搭档蛋白结合，然后根据谷胱甘肽琼脂糖球珠能够沉淀GST融合蛋白的能力来确定相互作用的蛋白。一般在得到目标蛋白的抗体前，或发现抗体干扰蛋白质-蛋白质之间的相互作用时，可以启用GST沉降技术。该方法只用于体外确定蛋白质相互作用。与免疫共沉淀技术相比，GST Pull-down的融合诱饵蛋白在体外系统中表达，可能出现蛋白翻译后修饰不足，由于该实验是体外研究蛋白质间的相互作用，不能完全反映反映体内蛋白的相互作用。但由于GST Pull-down外源表达系统简便、蛋白表达周期短，且谷胱甘肽和GST融合蛋白亲和性高，易分离出大量蛋白进行批量实验。目前主要应用于确定融合(或探针)蛋白与未知(或靶)蛋白间的新的相互作用；以及证实探针蛋白与已知蛋白质间可疑的相互作用。本研究的按照Thermo提供的操作说明书进行，实验结果用western blot来检测。结果如图15所示。由图可知，用GST-317蛋白捕获的Input的western blot图中只两条条带，所以Et CHP317基因与Et AMA1互为互作蛋白，与BIFC的结果一致。

实施例11、大肠杆菌(防鸡球虫病的疫苗)的制备方法：

(1)将上述实施例3所构建的重组表达载体(重组质粒)pGEM-T-Et CHP317在大肠杆菌中转化：

将构建成功的pET-Et CHP317重组表达质粒，转化大肠杆菌BL21(DE3)，接种于至含5％(质量比)葡萄糖和0.2％(质量比)谷胺酰胺的LB培养基中，37℃，180rpm振荡培养至细胞密度为10⁹cfu/ml，取20mL IPTG诱导上述菌液，4℃离心获得菌体沉淀后，加入适量PBS缓冲液，悬浮均匀，离心。用玉米淀粉吸附，具体可为：每克玉米淀粉吸附10¹⁰cfu疫苗；得菌粉1。

将25重量份的沸石粉与75重量份的玉米淀粉相混合，该沸石粉和玉米淀粉均能过100目筛；得载体。

将菌粉1与上述载体按1∶9的重量比进行混合，简单加以搅拌混合即得防治鸡球虫病的口服生物制剂；每克该口服生物制剂含有10⁹cfu的疫苗1。

(2)将上述实施例8所构建的重组表达载体(重组质粒)pcDNA3.1-flag-Et CHP317在毕赤酵母中转化：

将构建成功的pcDNA3.1-flag-Et CHP 317重组表达质粒，转化毕赤酵母细胞，接种于至含5％(质量比)葡萄糖和0.2％(质量比)谷胺酰胺的YPD培养基中，37℃，180rpm振荡培养至细胞密度为10⁹cfu/ml，4℃离心获得菌体沉淀后，加入适量PBS缓冲液，悬浮均匀，离心。用玉米淀粉吸附，具体可为：每克玉米淀粉吸附10¹⁰cfu疫苗；得菌粉2。

将25重量份的沸石粉与75重量份的玉米淀粉相混合，该沸石粉和玉米淀粉均能过100目筛；得载体。

将菌粉2与上述载体按1∶9的重量比进行混合，简单加以搅拌混合即得防治鸡球虫病的口服生物制剂；每克该口服生物制剂含有10⁹cfu的疫苗2。

为了取得更好的疫苗保存效果，可以在上述经离心、重悬、沉淀的细胞组分中加入药用辅料，所述的主要为润滑剂和填充剂，且所述润滑剂为总重量的0.5％～1.5wt％，填充剂为总重量的80％～96wt％，其余为细胞组分；所述的润滑剂为：羧甲基淀粉钠、硬脂酸镁、胶体二氧化硅和滑石一种或两种以上的组合；所述的填充剂包括但不限于：乳糖、玉米淀粉之一或两种以上的组合。

具体制备方法为：按照上述比例组分分别称好，首先将上述经离心、重悬、沉淀的细胞组分、润滑剂和与两者等量的填充剂混合5～10分钟；然后再倒入与桶内粉剂等量的填充剂混合5～10分钟，最后将剩下的填充剂倒入混合15～30分钟。将充分混合的上述组分进行胶囊填充，将填充好的胶囊铝箔包装，冷藏保存。

实施例12免疫保护试验

100只7日龄二黄鸡随机分成5组，每组20只。分别为口服本发明(实施例11)菌粉1的的试验组1(A)、口服本发明(实施例11)菌粉2试验组2(B)、大肠杆菌空载体对照组(C，其含量等同本发明)、感染非免疫对照组(D)和非感染非免疫对照组(E)。

大肠杆菌空载体对照组：5g大肠杆菌空载体/kg饲料。

试验组(本发明)：5g口服生物制剂/kg饲料。

7日龄时，各免疫组采用拌料方式进行口服免疫，连续免疫7天。试验期间自由采食和饮水。14日龄时，除不免疫不攻虫组之外，其余各组每只鸡经口接种柔嫩艾美耳球虫孢子化卵囊1万个。22日龄时结束实验，通过鸡的增重、盲肠病变记分、卵囊产量等指标进行免疫效果评价。

试验结果如下：

1、增重效果

表4 各组鸡增重情况

组别	免疫期间增重(g)	相对增重(％)	攻虫期间增重(g)	相对增重(％)
					A	61.3±8.6a	93.3	115.7±14.5a	93.1
B	60.8±9.9a	92.5	118.8±15.2a	95.6
					C	68.9±11.8a	104.9	93.1±15.7b	74.9
D	64.4±10.5a	98.0	84.9±18.6b	68.3
					E	65.7±11.4a	100.0	124.3±16.8a	100.0

由表4可知，在免疫期间，各免疫组的增重与不免疫组的相当(P＞0.05)，说明免疫对肉鸡生长无不良影响；其中含空表达载体的大肠杆菌组的增重最高，说明其能促进肉鸡的生长。在攻虫期间，表达Et CBS基因的两种口服生物制剂组的增重与非免疫非攻虫组的相当(P＞0.05)，均明显高于非免疫攻虫组和含空表达载体的大肠杆菌组(P＜0.05)，说明口服生物制剂对球虫感染具有一定的抵抗作用，而含空表达载体的大肠杆菌无此作用。

2、OPG值(克粪便卵囊数)

攻虫后第5-8天，每天收集各组粪便，称重，用麦氏虫卵计数法计算每克粪便的卵囊数(OPG)，统计平均每只鸡的排卵囊总量。具体操作如下：将取回的粪便混匀后，每组各取2g，加入58mL蒸馏水混匀后，经2层纱布过滤后，取2mL滤液加入4mL饱和盐水，充分混匀后，取卵囊液注满麦氏计数板，静置10min，镜检麦氏计数板两个计数室的卵囊数，取平均数计为A。计数室容积为0.15mL，故OPG值为A×600。平均每只鸡每天的排卵囊量＝(OPG×粪便总重量)÷每组鸡的数量；将攻虫后第5-8天每只鸡每天的排卵囊量累计起来，即得到每只鸡的排卵囊总量。

卵囊减少率(保护率)＝[(感染非免疫组每只鸡的排卵囊总量-试验组每只鸡的排卵囊总量)/感染非免疫组每只鸡的排卵囊总量]×100％。结果如表5所示。

表5 各组平均每只鸡排卵囊总量(10⁷)

组别	平均每只鸡排卵囊总量(107)	卵囊减少率(％)
			A	1.98	71
B	1.64	76
			C	4.92	28
D	6.83	0
			E	0	-

由表5可知，各免疫组对鸡球虫的繁殖均有一定程度的抑制作用，均明显少于非免疫攻虫组(P＜0.05)，而表达Et CBS基因的两种口服生物制剂组的卵囊减少率明显高于含空表达载体的大肠杆菌组(P＜0.05)，说明口服生物制剂能显著性地抑制球虫卵囊的繁殖，效果明显好于含空表达载体的大肠杆菌。

3、盲肠病变记分

攻虫后第8天剖杀鸡只，取盲肠，参照Johnson and Reid(1970)的标准进行病变记分，具体标准如下：

0分，无肉眼病变

+1分，盲肠壁有很少量散在的瘀点，肠壁不增厚，内容物正常。

+2分，病变数量较多，盲肠内容物明显带血，盲肠壁稍增厚，内容物正常。

+3分，盲肠内有多量血液或有盲肠芯(血凝块或灰白色干酪样的香蕉型块状物)，肠壁肥厚明显，盲肠中粪便含量少。

+4分，因充满大量血液或肠芯而盲肠肿大，肠芯中含有粪渣或不含，死亡鸡只也记+4分。结果如6所示。

表6 各组盲肠病变记分

组别	盲肠病变记分
		A	0.86±0.76a
B	0.67±0.58a
		C	1.25±0.57b
D	1.81±0.87b
		E	0a

由表6可知，表达Et CBS基因的两种口服生物制剂组的病变记分与非免疫非攻虫组的相当(P＞0.05)，均明显高于非免疫攻虫组和含空表达载体的大肠杆菌组(P＜0.05)，说明口服生物制剂对鸡球虫造成的盲肠病变有一定的改善作用。

以上结果说明，本发明的口服生物制剂是一种防预防鸡球虫病效果显著的安全的、使用方便的生物制剂。

以上所述实施例仅表达了本发明的实施方式，其描述较为具体和详细，但并不能因此而理解为对本发明专利范围的限制。应当指出的是，对于本领域的普通技术人员来说，在不脱离本发明构思的前提下，还可以做出若干变形和改进，这些都属于本发明的保护范围。因此，本发明专利的保护范围应以所附权利要求为准。

Claims (3)

1.一种制备预防鸡球虫病的疫苗或药物的方法，所述方法为：

将测序正确的重组克隆质粒pGEM-T-Et CHP317，利用限制性内切酶BamH I和Xho I进行双酶切，然后再与用同样限制性内切酶双酶切的原核表达载体pET-28a连接，构建重组表达质粒pET-Et CHP317；将构建成功的pET-Et CHP317重组表达质粒，转化大肠杆菌BL21(DE3)，接种于至含5％(质量比)葡萄糖和0.2％(质量比)谷胺酰胺的LB培养基中，37℃，180rpm振荡培养至细胞密度为10⁹cfu/ml，取20mL IPTG诱导上述菌液，4℃离心获得菌体沉淀后，加入适量PBS缓冲液，悬浮均匀，离心；

或者为，将鉴定正确的重组质粒pGEM-T-Et CHP317和真核表达载体pcDNA3.1-flag分别用BamH I和Hind 3进行双酶切，电泳后将Et CHP317目的条带和酶切的pcDNA3.1-flag载体分别进行胶回收，然后4℃连接过夜，将连接产物转化到大肠杆菌Top10感受态细胞中，构建重组表达质粒pcDNA3.1-flag-Et CHP 317；将构建成功的pcDNA3.1-flag-Et CHP 317重组表达质粒，转化毕赤酵母细胞，接种于至含5％(质量比)葡萄糖和0.2％(质量比)谷胺酰胺的YPD培养基中，37℃，180rpm振荡培养至细胞密度为10⁹cfu/ml，4℃离心获得菌体沉淀后，加入适量PBS缓冲液，悬浮均匀，离心；

其中，Et CHP317基因的氨基酸序列如SEQ ID NO.1所示。

2.如权利要求1所述的制备方法，将离心后的沉淀用玉米淀粉吸附，具体为：每克玉米淀粉吸附10¹⁰cfu细胞；得菌粉；

将25重量份的沸石粉与75重量份的玉米淀粉相混合，该沸石粉和玉米淀粉均能过100目筛；得载体；

将菌粉与上述载体按1∶9的重量比进行混合，简单加以搅拌混合即得防治鸡球虫病的口服生物制剂；每克该口服生物制剂含有10⁹cfu的疫苗或药物。

3.一种利用权利要求1或2所述的方法制备获得的用于制备预防鸡球虫病的疫苗或药物。