WO2011089151A2 - Procede de production de gaz methane - Google Patents

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WO2011089151A2
WO2011089151A2 PCT/EP2011/050680 EP2011050680W WO2011089151A2 WO 2011089151 A2 WO2011089151 A2 WO 2011089151A2 EP 2011050680 W EP2011050680 W EP 2011050680W WO 2011089151 A2 WO2011089151 A2 WO 2011089151A2
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methane
kerogens
fluids
chloride
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PCT/EP2011/050680
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WO2011089151A9 (fr
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Gilles Dromart
Philippe Oger
Original Assignee
Ecole Normale Superieure De Lyon
Universite Lyon 1 Claude Bernard
Centre National De La Recherche Scientifique - Cnrs
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Publication date
Application filed by Ecole Normale Superieure De Lyon, Universite Lyon 1 Claude Bernard, Centre National De La Recherche Scientifique - Cnrs filed Critical Ecole Normale Superieure De Lyon
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Publication of WO2011089151A3 publication Critical patent/WO2011089151A3/fr
Publication of WO2011089151A9 publication Critical patent/WO2011089151A9/fr

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    • C12P5/00—Preparation of hydrocarbons or halogenated hydrocarbons
    • C12P5/02—Preparation of hydrocarbons or halogenated hydrocarbons acyclic
    • C12P5/023—Methane
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
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    • C09K8/62—Compositions for forming crevices or fractures
    • C09K8/66—Compositions based on water or polar solvents
    • C09K8/665—Compositions based on water or polar solvents containing inorganic compounds
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    • Y02E50/00—Technologies for the production of fuel of non-fossil origin
    • Y02E50/30—Fuel from waste, e.g. synthetic alcohol or diesel

Definitions

  • the invention belongs to the field of methane production processes and in particular to processes for producing methane in geological subsoils by stimulating microorganisms. STATE OF THE ART AND TECHNICAL PROBLEM
  • Geological subsoils have a huge potential for energy. After oil, natural gas is one of the most widely used sources of fossil energy because of its high availability in many parts of the world and as a source of clean burning energy compared to other hydrocarbons common (oils, coals).
  • thermogenic processes are the consequence of a more or less progressive burial of the source rocks in the geological subsoil. They take place at substantial depths, from 2 to 3 kilometers, at temperatures of the order of 120 ° Celsius, under pressures of the order of 80 megapascal (MPa).
  • Shale gas is natural gas that is more or less diffuse in "shales", which are very fine-grained, clayey sedimentary rocks, which in fact constitute the source rocks of the gas from of which it was formed but did not migrate to a conventional tank.
  • This gas of thermogenic origin essentially (and microbiological in some cases), remained adsorbed on the organic matter, or is contained in the intergranular microporosity and in fractures crossing the rock.
  • Coal bed gas has become an important source of natural gas.
  • This coal gas has several cost advantages: on the one hand, it is produced locally, which reduces the need for transportation, and on the other hand, the geology of the coal beds is well known to geologists, which limits the costs of intensive exploration.
  • coal gas extraction methods have many disadvantages: they lead to the production of huge quantities of salt water that will flood certain ecosystems, deteriorate the quality of surface water and reduce groundwater resources.
  • oil shale or black shale is a very important source of hydrocarbons. Oil shale deposits are well circumscribed by geologists which makes their exploration easy and inexpensive.
  • Oil shale has been the subject of a long industrial exploitation in France in the last century and was used as fuel and burned in ovens after open pit mining, but it is obvious that the extraction process has an environmental impact. very negative and that the net energy benefit of the whole treatment remains relatively low.
  • oil shales can in particular supply oil (liquid hydrocarbon) by in situ processes of destructive distillation ("retorting"). This process gives rise to oil production tests by heating at 500-600 ° C subsurface shale layers by steam injection or by the installation of electrical resistances.
  • the results obtained are unreliable and inconclusive and the quantities of water required for the implementation of this process are very important.
  • WO 2005/115649 describes a method for stimulating microbial production of methane in a subsoil comprising oil, a residual liquid hydrocarbon.
  • This method consists of analyzing the environment of the subsoil comprising oil, to detect the presence of a microbial consortium comprising methanogenic and / or methanotrophic microorganisms and to compare them with known microorganisms having ecological physiological characteristics. known, to use the information obtained to determine an ecological environment that promotes the degradation of petroleum and the generation of methane by at least one methanogenic microorganism of the consortium and to modify the environment of the subsoil in question to stimulate the conversion of petroleum into methane and minimize the destruction of methane by contrary processes.
  • WO 01/68904 describes a method similar to the method described in WO 2005/115649 for stimulating microbial activity in a subterranean formation comprising hydrocarbons. These two methods describe only very succinctly the conditions and compositions making it possible to modify the environment of the subsoil to stimulate the production of methane by the microorganisms of the consortium. In addition, these two processes do not specify the conditions preventing the transformation of methane produced or promoting its recovery on the surface.
  • WO 2007/022122 describes systems for reinforcing the biogenic production of methane from formations comprising hydrocarbons. These systems consist of introducing amendments into the targeted subterranean formation in order to stimulate native microbial populations and increase or even select microbial populations by induced deficiency with a specific injected composition. Populations once stimulated, for example with the addition of organic matter, produce methane.
  • the systems described in this document relate to solid rocky substrates and involve the fracturing of said substrates to reach microbial populations, these systems are difficult to implement and give very low methane production results (a few milligrams of methane). produced per kilogram of bedrock).
  • the introduction of an external source of carbon gives rise to a major bias in this type of experiment since the source of the methane produced is ultimately unknown.
  • the conditions of application of these methods to geological terrains are not specified:
  • WO 2007/136716 discloses a method of increasing the production and release of methane from coals. This increase is obtained by stimulating the methanogenic microorganisms in situ by adding effective amounts of amino acids, less than 30 kg of amino acids per ton of coal contained in the targeted geological formation. Targeted microorganisms are not harvested and reintroduced into their environment. Although such a method is interesting, the document WO 2007/136716 however remains silent on the depth of the targeted geological layers, the injection modalities of microorganism stimulation fluids, containing said amino acids. Moreover, the methane production results obtained with such a method remain very low. OBJECTIVES OF THE INVENTION
  • the invention also aims to satisfy at least one of the following objectives:
  • the present invention which relates to a method for producing methane gas in situ, characterized in that: one or more layers rich in natural kerogens, preferably in kerogens having a H: C ratio of greater than or equal to 1, are selected in the superficial geological sub-soil ranging from 0 to 1500 m in depth, preferably up to at 1000m, more preferably still up to 500m, for example between 50m and 500m deep;
  • the growth and activity of indigenous microorganisms contained naturally and locally in said natural kerogens are stimulated to increase the degradation of said kerogens and the production of methane in said kerogens, the methane produced is extracted, preferably as and when produced .
  • the present invention relates to a process for the production of methane comprising the following steps:
  • the process for producing methane also comprises the step of:
  • the present invention also relates to a process for the production of methane in which the stimulation of microorganisms is carried out by in situ injection of fluids comprising at least water and nutrients. for syntrophic and methanogenic organisms, at least one adjuvant and optionally carbon dioxide and / or hydrogen.
  • the present invention also relates to the composition of injected fluids for metabolic forcing, the composition of nutrients used in said fluids.
  • the present invention relates to a method for producing methane by in situ stimulation of native microorganisms comprising at least bacteria and / or archaea.
  • the present invention also relates to a device for producing methane comprising at least:
  • means for collecting the methane produced for example means of separation, means for compressing the methane collected,
  • the present invention relates to a methane production process comprising a preliminary phase of exploration and prospection with a view to selecting one or more layers with high gas potential, preferably rich in kerogens, in a geological site. given.
  • layer means a sedimentary rock thickness between 0.1 mm and 100m, preferably between 1cm and 10m, more preferably between about 0.1m and 1m.
  • layer includes the terms “formation” and “lamines” which respectively correspond to a grouping of layers and very thin alternating layers (of the order of mm) of organic matter (total organic carbon greater than 1% by weight) and minerals.
  • - Rich means a content greater than or equal to 1% by mass of organic carbon on the mass of the total rock.
  • rock -mother means any rock of the geological subsoil which could or can produce, naturally or not, significant quantities of solid, liquid or gaseous fuel hydrocarbons.
  • Oil shale or oil shale means fine-grained and fine-grained sedimentary rocks (silt clay of a few microns to tens of microns) and whose mineral phase includes clay minerals, carbonates, silica and the organic matter consists essentially of kerogen and a minor amount of bitumen or other free hydrocarbon.
  • Black shales are schists containing kerogens but not closing little or no bitumen. Oil shale and black shale can provide by destructive distillation of oil and combustible gas.
  • kerogen is meant a macromolecular solid material, insoluble in organic solvents, composed of polyaromatic nuclei connected together by long aliphatic chains and heteroatomic bonds.
  • kerogen means one or more layers rich in kerogens, as defined above.
  • Bitumen means organic matter soluble in organic solvents (eg chloroform) and including resins and asphaltenes.
  • superficial geological subsoil we mean all the underground formations located between about 1500m deep and the terrestrial surface.
  • microorganism sensu stricto an organism of microscopic size and includes all organisms, prokaryotic or eukaryotic whose size is of the order of a few micrometers or less. As a result, this term includes de facto all bacteria, archaea and microeukaryotes. In the present application, it will be used without distinction microorganisms and populations.
  • Bacterium means a prokaryotic unicellular living organism (characterized by an absence of nucleus and organelles).
  • a bacterium is a few micrometers long and can present different shapes: spherical shapes (shells), elongated or rod shaped (bacilli), more or less spiral shapes.
  • Archaea (formerly archaeobacteria or arbberries), means a unicellular microorganism.
  • the archaea form a major group of prokaryotes and therefore do not have, like bacteria, neither nucleus nor intracellular organelles.
  • archaea are distinguished by certain biochemical characteristics, such as the constitution of the cell membrane.
  • the archaea are subdivided into four phyla, of which the two groups of Crenarchaeota and Euryarchaeota are the most studied.
  • indigenous microorganisms we mean the whole of the microbial flora naturally contained in the target underground formation and this without having been imported. In the present application, it is essentially all live microorganisms present in at least one of the kerogen-rich layers.
  • microorganisms svntrophes means an association between a microorganism whose energy metabolism produces residual compounds used by a second microbial population (synthetic association), and whose metabolism could not be carried out without the depletion of these residual compounds.
  • a syntrophic association exists, for example, between bacteria of the genus Syntrophus which degrade hydrocarbons (alkanes) to produce acetic acid and hydrogen and methanogenic archaea of the genus Methanosarcina which use hydrogen and possibly acetic acid. to produce methane.
  • -By consortium we mean a combination of microorganisms to achieve a synergistic metabolic function, for example the degradation of kerogens. In a consortium relationships are not necessarily syntrophic, but synthetic organisms can participate.
  • heterotrophic microorganism we mean a microorganism forced to develop by means of organic matter produced by other organisms, either living or dead, or on the remains of other living beings.
  • methanogenic microorganism any microorganism capable of producing methane by any method.
  • methanogen (s) can be used only.
  • metabolic forcing means the stimulation of the growth and activity of the microorganisms present in the formation targeted by the setting in adapted conditions, namely by the contribution, in sufficient conditions, of the elements present under limiting conditions (by for example, heat, adequate nutrients, water ...) and / or by suppressing deleterious effects so as to favor a metabolism at the expense of others, for example in order to stimulate the production of acetate and d hydrogen from hydrocarbon by syntrophic microorganisms, and / or methane production by methanogenic microorganisms.
  • a main object of the present invention was to find a methane production process involving a low cost of implementation and a high yield.
  • the present invention therefore aims first of all at a process for producing methane gas in situ, characterized in that:
  • one or more layers rich in natural kerogens preferably in kerogens rich in hydrogen and having an H: C ratio greater than or equal to 1, in the superficial geological sub-soil ranging from 0 to 1500 m in depth, are chosen; preferably up to 1000 m, more preferably still from 0m up to 500 m, and for example from 50m up to 500m,
  • methane is extracted, preferably as it is produced.
  • Oil shales show a wide range in their organic and mineral composition:
  • Type I kerogen (1.7> H: C> 1.5) with largely dominant amorphous organic matter derived from planktonic organisms (algae, copepods, ostracods) and microbials living in sediment / marl and limestone, tuffs volcanic, evaporitic minerals;
  • Type II kerogen (1 ⁇ H: C ⁇ 1.5) with mixed organic matter (figurative and amorphous derived from Tasmanite algae) I silica and clay minerals;
  • sapropelic coals type I kerogen derived from freshwater algae or spores
  • type III kerogen deposits alternating with type III kerogen deposits (humic charcoals characterized by an organic material having an atomic ratio H: C ⁇ 1 and a very high proportion of higher plant debris).
  • type I kerogens contain a large proportion of long aliphatic chains and few polyaromatic compounds.
  • type II kerogens contain more cyclic, aromatic and naphthenic material.
  • kerogens which are rich in hydrogen that is to say with a high hydrogen: carbon H: C ratio, preferably kerogens with a ratio of hydrogen: higher carbon or equal to 1 (H: C> 1). This is the case for all kerogens of oil shale or black shale. More preferably, choose kerogens whose Hydrogen: Carbon ratio is greater than 1.5.
  • Hydrogen-rich kerogens come from the transformation of organic materials originally rich in lipids and lipid-like molecules such as terpenoids, steroids, and some phospholipids. Lipids are very abundant in algae. A high lipid content of algae results in particular from growth in cold water under conditions deficient in nitrogen.
  • the finely rolled structure common to all oil shales suggests a settling deposit in a calm environment, marked by a succession of seasonal events or other periodic events.
  • the preservation of the lamination also demonstrates the absence of bioturbation and meso- to macrobenthic life in the sediments.
  • Such conditions are met in a confined physico-chemical environment, without mixing of water, where bottom anoxia is enhanced by the early decomposition of a fraction of the accumulated organic matter.
  • the hydrogen richness of kerogens also results from the low burial in the geological subsoil that these compounds have undergone and correlatively from their low degree of thermal evolution.
  • the implementation of the method according to the present invention does not require heating of the targeted subterranean formation but includes microbiological stimulation in situ.
  • the methane production process can be carried out in a reactor after excavating the substrate at an outcrop, or directly in a mine or borehole.
  • Targeting oil shale or black shale to produce methane in situ has several advantages.
  • these subterranean formations may be shallow and therefore drilling and operation represent a lower cost than the implementation of a process for extracting methane from different or deeper subterranean formations.
  • the inventors have shown that these schists, when selected in the shallow layers, for example from 0 to 1500m, preferably from 0m to 1000m and better still from 0m to 500m, contain a stronger stronger quantity of kerogen making it possible to obtain particularly high yields of methane production after metabolic forcing.
  • the general process according to the invention is based on the combination of a biotechnological process (1) with three industrial processes (2, 3 and 4) in the case of a direct underground operation: 1) the metabolic forcing of the microbes present in the source rocks to accelerate the degradation of the kerogen and its transformation into methane according to the following general reaction:
  • the present invention relates to a method for producing in situ methane as defined above and comprising the following steps:
  • the method according to the invention may advantageously comprise a step of hydraulic fracturing of the kerogen-rich layers, the fracturing advantageously leading to cracks in the horizontal or sub-horizontal orientation in the surface layers, in particular up to 500 meters deep (McLellan, P., Understanding and Modeling Hydraulic Fracturing at the Shallow Depth Petroleum Technology Alliance Canada Water Innovation Conference, Calgary, 2006). Hydraulic fracturing methods are known from the state of the art and are for example described in WO 2004009956.
  • the injection of fluids can be done from a mobile or fixed injection unit using hydraulic pumps.
  • This injection of fluids is preferably done under pressure and in particular at a pressure ranging from 50 to 500 bar depending on the depth of the layer (s) targeted.
  • a pressure of 180 bar is preferably used for a target located 500 meters deep.
  • Fluid injection may or may not participate in hydraulic fracturing of target rocks.
  • the injection under pressure is optimized to promote hydraulic fracturing of the kerogen-rich layer (s), homogeneous distribution of the fluids, maintenance of the open fracturing thus generated can be ensured by the joint injection, or subsequent and repeated injection, of proppants.
  • the injection or injections may be following a preliminary step PI drilling in the geological subsoil to inject fluids in one or more layers rich in natural kerogens, preferably kerogens having a H: C higher or
  • This drilling is carried out to a maximum depth of about 1500 m in order to target the desired geological formation, namely a rock-mother, preferably a shale containing kerogens or at least one geological layer rich in kerogens, by for example, in a depth between 0m and 1000m and better still, between 0m and 500m, for example between 50m and 500m.
  • the injection of fluids via the injection unit comprises at least water, nutrients for microorganisms, preferably for syntrophic and methanogenic microorganisms, at least one adjuvant, and optionally carbon dioxide, preferably carbon dioxide. carbon from recycling, and possibly hydrogen.
  • fluids will percolate in one or more layers rich in natural kerogens and via these fluids, microorganisms contained in situ are then stimulated or forced metabolically.
  • indigenous microorganisms located locally in situ may be dormant or bioconvert spontaneously local organic matter methane but at low yields and slow kinetics for lack of nutrients and water in situ.
  • the injected fluids then have a contribution of water, nutrient, adjuvant and / or C0 2, and / or H 2 , in an amount adapted to allow the microbes or microorganisms present in the parent rocks or in at least one layer kerogen-rich target to accelerate the kinetics of kerogen degradation and its transformation into methane.
  • the fluids percolating through the fractured parent rock, the layer or layers rich in kerogen, and containing the CO 2 and CH 4 produced are then drawn off by hydraulic pumps to the earth's surface and then they are separated on columns of water. adsorption, or by absorption in a liquid phase, or by washing with water, or by cryocondensation, preferably by membrane filtration which is a simple method and a compact and clean technology, in order to recover:
  • a first phase consisting of methane product which will be compressed by a compression unit and directed to a distribution circuit and possibly used directly or rapidly in the vicinity, and
  • a second phase consisting of water and residual CO 2 which can then be reinjected underground by recycling with the fluids injected in the step to stimulate the indigenous microorganisms.
  • This second phase can be used as hydraulic fracturing fluid and drilling to increase the area of action of fluids vis-à-vis local microorganisms and thus increase the ability to stimulate the production of methane.
  • the withdrawal can be carried out either at a withdrawal / pumping well carried out at a distance from the injection well, or at the injection well by alternating operation of the hydraulic pump between injection and withdrawal.
  • the injection units, pumping are those conventionally used by drilling specialists.
  • the separation and compression units are those also used in the usual way by gas extraction specialists. More specifically, the injection of fluids, and thus the hydraulic fracturing of the target layers that it causes, can be carried out according to the method described in patent WO 2004009956.
  • the separation of methane gas and carbon dioxide can be based on the method described in patent EP 0110858, or on the use of polymer membranes, a process proposed by MEDAL, an Air Liquide group company.
  • the compression of the gas can be achieved by the use of a gas compression station or unit (Pro2 Environment), or by using a lubricated screw compressor, for example a lubricated screw compressor from Air Liquide. Fluids
  • the present invention requires the stimulation of the growth and activity of indigenous microorganisms contained in natural kerogens.
  • the injected fluids will represent the culture medium of indigenous microorganisms for the stimulation of methanogenesis in situ.
  • the mineral base of the culture medium used to stimulate the natural production of methane by native populations is derived from culture media for marine methanogens of the Methanosarcinal family (Middle 141 of the DSMZ, German Collection of Type Cultures of Microorganisms). The medium has been modified to:
  • This microbiological stimulation is achieved by the targeted injection of fluids which comprise at least water, nutrients adapted to the targeted microorganisms to increase the production of methane, at least one adjuvant, and optionally C0 2 and / or H 2 .
  • Water is an essential element for the growth of microorganisms contained in the kerogen-rich layer (s) which are highly dehydrated.
  • This water supply step is the first step of the metabolic forcing step.
  • the choice of nutrients provided makes it possible to target the microorganisms that one wishes to stimulate and / or inhibit.
  • the composition of the fluids injected is the second component of metabolic forcing.
  • the composition is adjusted to provide the microorganisms present in the source rock, namely the target layer (s) rich in kerogens, the necessary food supplements, on the one hand, to stimulate the growth and activity of syntrophic microorganisms and microorganisms methanogens responsible for the methanogenic degradation of kerogens, and on the other hand, to limit the multiplication of sulphate-reducing microorganisms, in particular the sulphate-reducing bacteria responsible for the production of hydrogen sulphide (H 2 S), a methanogenic inhibitor.
  • the present invention relates to fluids, in particular to be injected according to the method of the present invention in order to increase the production of methane in one or more layers of kerogens, said fluids comprising:
  • At least one adjuvant preferably at a concentration of between 10 and 9 g / l of fluids,
  • nitrilotriacetic acid which is a metal chelating agent dissolved in solution. and which will stabilize the solution of the injected fluids.
  • the concentration of nitrilotriacetic acid is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.015 g / l.
  • the present invention also relates to on the composition of nutrients constituting in part the fluids mentioned above and in particular to be injected according to the method of the invention, said nutrient composition comprising:
  • inhibitors of native microbiological populations competing with native methanogenic microbiological populations preferably inhibitors of heterotrophic bacteria, and more particularly native denitrifying and sulphato-reducing bacteria,
  • a source of nitrogen preferably NH 4 C1
  • a source of phosphate preferably K 2 HPO 4
  • a source of acetate ions preferably Na acetate, CH 3 COONa,
  • a source of hydrogencarbonate ions preferably NaHCO 3 ,
  • the present invention also relates to a method for producing methane as described above and wherein said nutrients provided during the injection of fluids comprise:
  • inhibitors of native microbiological populations competing with native methanogenic microbiological populations preferably inhibitors of heterotrophic bacteria, and more preferably indigenous denitrifying and sulphato-reducing bacteria,
  • a source of nitrogen preferably NH 4 C1
  • a source of phosphate preferably K 2 HPO 4 ,
  • a source of acetate ions preferably Na acetate, CH 3 COONa,
  • a source of hydrogencarbonate ions preferably NaHCO 3 ,
  • trypticase also known as tryptone or peptone of casein
  • the present invention relates to a trace element composition constituting part of the nutrient composition as defined above used in the injected fluids and in particular to be injected according to the method of the present invention, and comprising at least:
  • the Fe preferably in its chloride form
  • Mg preferably in its chloride form
  • Ni preferably in its chloride form
  • the Li preferably in its chloride form
  • the K preferably in its chloride form
  • Mn preferably in its chloride form
  • Se in the form of sodium selenite (Na 2 Se 0 3 ).
  • selenium Se in the form of sodium selenite (Na 2 SeO 3 ) at a concentration of between 0 and 10 mM.
  • the complete vitamin solution used in the injected fluids is also part of the present invention and it can be derived from Wolfe formulations. It comprises at least thioctic acid (or ⁇ -lipoic acid), biotin, folic acid, pyridoxine and / or pyridoxine hydrochloride, thiamine with or without HCl, riboflavin, nicotinic acid, calcium pantothenate, p-aminobenzoic acid, cobalamin (or vitamin I1 ⁇ 2) and possibly ascorbic acid.
  • thioctic acid or ⁇ -lipoic acid
  • biotin folic acid
  • pyridoxine and / or pyridoxine hydrochloride thiamine with or without HCl
  • riboflavin riboflavin
  • nicotinic acid calcium pantothenate
  • p-aminobenzoic acid cobalamin (or vitamin I1 ⁇ 2) and possibly ascorbic acid.
  • the injected fluids comprise at least organic trace elements.
  • the latter are derivatives of cultured cell extracts, preferably bacterial or yeast cells, preferably baker's yeast, preferably extracted by hydroalcoholic extraction.
  • organic trace elements correspond to a complement in organic traces allowing to provide to the cultures a contribution of vital organic molecules in the state of ultratraces.
  • inhibitors of native microbiological populations competing with native microbiological methanogenic populations.
  • inhibitors of heterotrophic bacteria, and more particularly indigenous denitrifying bacteria, and / or native sulphate-reducing bacteria are used.
  • inhibitors which are the subject of the present invention, are selected from the nitrites N0 2 - , the sulphites, the molybdate M0O 4 - , the ferric oxides Fe 2 O 3 , and their mixtures.
  • the native denitrifying bacteria targeted in the process according to the invention are preferably chosen from the following list:
  • Acidiphilium cryptum Acidothermus cellulolyticus, Acidovorax citrulli, Aeropyrum pernix, Alcanivorax borkumensis, Alkalilimnicola ehrlichii, Alteromonas macleodii, Anaeromyxobacter dehalogenans, Aromatoleum aromaticum, Arthrobacter sp., Azorhizobium caulinodans, Bacillus amyloliquefaciens, Bacillus anthracis, Bacillus cereus, Bacillus clausii, Bacillus cytotoxicus, Bacillus licheniformis, Bacillus subtilis, Bacillus thuringiensis, Bacillus weihenstephanensis, Bordetella petrii, Brucella abortus, Brucella canis, Brucella melitensis, Brucella ovis, Brucella suis, Burkholderia ambifaria, Burkholderia mallei, Burkholderia
  • the native microorganisms (bacteria and archaea) sulfato-reductants referred to in the process according to the invention are preferably chosen from the following list: - Bacteria: Algorimarina butyrica, Desulfatibacillum aliphaticivorans, Desulfatibacillum alkenivorans, Desulfatiferula olefinivorans, Desulfatirhabdium butyrativorans, Desulfobacter curvatus, Desulfobacter halotolerans, Desulfobacter hydrogenophilus, Desulfobacter latus Desulfobacter postgatei, Desulfobacter psychrotolerans, Desulfobacter vibrioformis, Desulfobacterium aniline Desulfobacterium autotrophicum, Desulfobacterium corrodens, Desulfobacterium indolicum , Desulfobacterium vacuolatum, Desulfobacterium zeppelinii, Des
  • the fluids according to the present invention and in particular injected according to the method of the invention there is at least one source of nitrogen.
  • at least one source of nitrogen Preferably, use is made of NH 4 Cl, NH 4 HCO 3 , (NH 4 ) 2 CO 3 , NH 4 Br, NH 4 -acetate, NH 4 Br, NH 4 -citrate, or any other ammonium associated with an element of the same nature, or a mixture thereof.
  • K 2 HPO 4 , KH 2 PO 4 , Na 2 HPO 4 , NaH 2 PO 4 or any other phosphate associated with another element are used in the same way, or a mixture thereof.
  • acetate ions there is at least one source of acetate ions.
  • the fluids according to the present invention and in particular injected according to the method of the invention there is at least one source of peptides.
  • trypticase also known as tryptone or casein peptone
  • casamino acids such as tryptone or casein peptone
  • SoyCase ® such as SoyCase ®
  • a source of inorganic carbon such as C0 2 to promote the growth of methanogenic archaea.
  • a dye such as resazurin, an oxidation-reduction indicator, may also be added to the culture medium.
  • Other components may optionally be added to the injected fluids as described above. It could be for example hydrogen, quartz silts as a proppant.
  • the fluids injected into the fossil organic matter do not contain a significant source of carbon apart from the potential C0 2 , so the only source of carbon for the transformation and production of methane comes from the target rock, namely a rock rich in kerogen.
  • the usable concentration of CO 2 in the fluids according to the invention can be between 0 and 10% v / v in solution.
  • the usable concentration of H 2 in the fluids according to the invention can be between 0 and 10% v / v in solution.
  • the nutrient composition constituting in part said fluids, preferably to be injected according to the process of the invention is characterized in that:
  • the concentration of NaCl is between 0 and 35 g / l, preferably at 1 g per liter, b. the concentration of nitrite (NaN0 2 ) is between 2 and 10 mM, preferably at 5 mM,
  • the sulphite concentration (Na 2 SO 3 ) is between 2 and 10 mM, preferably at 5 mM, d. the concentration of molybdate (Na 2 MoO 4 ) is between 2 and 10 mM, preferably at 3 mM,
  • the concentration of ferric oxide (Fe 2 O 3 ) is between 2 and 10 mM, preferably at 5 mM,
  • the concentration of potassium chloride (KO) is between 10 ⁇ 9 and 10 g / l, preferably at 0.335 g / l,
  • the concentration of magnesium chloride (MgCl 2 ) is between 10 ⁇ 9 and 35 g / l, preferably at 3.45 g / l,
  • the concentration of manganese chloride (MnCl 2 ) is between 10 ⁇ 9 and 35 g / l, preferably at 4 g / l,
  • the concentration of ammonium chloride (NH 4 Cl) is between 10 -9 and 15 g / l, preferably at 0.25 g / l,
  • the concentration of calcium chloride (CaCl 2 ) is between 10 -9 and 35 g / l, preferably at 0.14 g / 1,
  • the concentration of potassium phosphate ( ⁇ 2 ⁇ 0 4 ) is between 10 -9 and 12 g / l, preferably at 0.14 g / 1,
  • the concentration of iron chloride (FeCl 3 ) is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 2 mg / l,
  • the concentration of sodium acetate is between 10 -9 and 150 g / l, preferably at 1 g / l,
  • the concentration of yeast extract is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 2 g / l,
  • the concentration of Trypticase is between 10 -9 and 50 g / l, preferably 2 g / l
  • the concentration of sodium hydrogen carbonate (NaHCO 3 ) is between 10 -9 and 50 g / l, preferably g / 1
  • the concentration of cobalt chloride (CoCl 2 ) is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 1 mg / l,
  • the concentration of nickel chloride (NiCl 2 ) is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 1 mg / l,
  • the concentration of zinc chloride (ZnCl 2 ) is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 1 mg / l,
  • the concentration of copper chloride (CuCl 2 ) is between 10 -9 and 5 g / 1, preferably at 0.1 mg / 1,
  • the concentration of sodium vanadate (Na 2 VO 3 ) is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.1 mg / l,
  • the concentration of potassium aluminum (AlK (OH) 2 ) is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.1 mg / l, w. the concentration of boric acid (H 3 BO 3 ) is between 10 ⁇ 9 and 5 g / l, preferably at 0.1 mg / l,
  • the concentration of lithium chloride (LiCl) is between 10 ⁇ 9 and 5 g / l, preferably at 0.01 mg / l,
  • the concentration of biotin is between 10 ⁇ 9 and 5 g / l, preferably at 0.02 mg / l,
  • the concentration of folic acid is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.02 mg / l,
  • the concentration of pyridoxine or of pyridoxine hydrochloride is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.1 mg / l,
  • the concentration of Thiamine or Thiamine-HCl is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.05 mg / l,
  • the concentration of riboflavin is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at
  • the concentration of Nicotinic acid is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.05 mg / l,
  • the concentration of calcium penthotenate is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.05 mg / l,
  • the concentration of vitamin B12 is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.001 mg / l,
  • the concentration of p-Aminobenzoic acid is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.05 mg / l,
  • the concentration of Thioctic Acid is between 10 -9 and 5 g / l, preferably
  • the concentration of ascorbic acid is between 10 -9 and 5 g / l, preferably at 0.05 mg / l,
  • the optional concentration of cysteine-HCl is between 10 -9 and 50 g / l, preferably at 0.5 g / l,
  • the possible concentration of Na 2 S is between 10 -9 and 50 g / l, preferably at 0.5 g / l.
  • the LCs organisms The LCs organisms.
  • the methane production process according to the invention is based in part on the stimulation of indigenous microorganisms naturally located in the targeted kerogen rich layer (s).
  • These indigenous microorganisms include at least bacteria and archaea.
  • the indigenous microorganisms used in the process according to the invention constitute an active consortium of syntrophic bacteria and archaea methanogens. More preferably, the stimulated indigenous archaea are of the family Crenarchaeota.
  • syntrophic bacteria used in the process or the device according to the invention will preferably be chosen from the following bacteria:
  • the methanogenic archaea used in the process or the device according to the invention will preferably be chosen from the following:
  • Methanocorpusculum aggregans methanocorpusculum bavaricum, methanocorpusculum labreanum, methanocorpusculum parvum methanocorpusculum sinense, Methanoculleus strengensis, Methanoculleus chikugoensis, Methanoculleus marisnigri, Methanoculleus palmolei, Methanoculleus receptaculi, Methanoculleus submarinus, Methanoculleus thermophilus methanofollis aquaemaris, methanofollis ethanolicus, methanofollis formosanus, methanofollis liminatans, methanofollis tationis , methanogenium boonei, methanogenium cariaci, methanogenium frigidum, methanogenium marinum, methanogenium organophilum, methanolacinia paynteri, mobile methanomicrobium, methanoplanus endosymbio
  • One of the major advantages of the present invention is that no consortium is added or injected into the targeted kerogen-rich layer (s). Thus, no change in the nature of native microorganisms is carried out. This in order not to "pollute" the source rocks but also for the sake of ease of implementation of the process and cost reduction.
  • the use of indigenous consortia avoids all the problems related to the use of consortia introduced, such as the difficulties of implementation, the degeneration of consortia introduced over time and the problems of low efficiency and decline induced efficiency.
  • methane production process according to the invention offers a very interesting yield of methane product and with a significant increase in the speed of conversion of hydrogen-rich kerogens and thermally immature in methane compared to art prior.
  • the rate of production of methane according to the process of the invention is clearly greater than the production rates obtained, obviously, with natural processes but also higher than the production rates described in the prior art with different methods and / or different geological targets. It can be particularly noted that methane production in the different experimental conditions of Jin et al.
  • WO 2007022122 are extremely low, with at best a yield of a few milligrams of methane (CH 4 ) per kilogram of bedrock, or a few parts per million, or some 1/10000 of a% (by weight percent).
  • CH 4 methane
  • the implementation of the method according to the present invention allows a rapid and significant methane conversion of a mass of kerogens rich in hydrogen and thermally immature and thus offers a conversion rate advantageously of the order of 25% after about ten days incubation after injection of the fluids, for example 80 days.
  • a preliminary phase P0 for exploration and prospecting preferably by coring (s), to select one or more layers with high gas potential, preferably rich in kerogens in a given geological site.
  • This exploration and prospecting is carried out by drilling (s), coring (s), and / or well logging (s) measurement (s).
  • the drilling and coring can be performed using fluids, provided that these fluids are nothing other than water so as not to distort the subsequent results of bioconversion.
  • Coring involves kerogen-rich target layers and their clays at depths between 20 and 1500m in the geological subsoil.
  • log measurements can be acquired at kerogen-rich target layers and their clays, preferably from high resolution resistivity in situ measurements (eg Schlumberger HRALS tool) and from gamma ray spectrometry (e.g. Schlumberger NGS tool).
  • the exploration and prospecting P0 phase comprises:
  • Rocks obtained by coring are cultured in order to perform bioconversion experiments on the source rocks and to observe the capacity of the rock taken to produce methane.
  • the cultures are produced by means of a culture medium corresponding to the culture medium as defined above and comprising at least water, nutrients for syntrophic and methanogenic microorganisms, at least one adjuvant and optionally C0 2 and / or or H 2 .
  • the nutrients used correspond to those described above, namely trace elements, a complete vitamin solution, organic trace elements and inhibitors of native microbiological populations competing with native methanogenic microbiological populations. Each of these constituents being themselves as defined above.
  • Rock samples taken by coring were cultured at a constant temperature between 5 ° C and 45 ° C, preferably at about 25 ° C, a temperature that corresponds to an average burial of about 500 m and at the depth of the intended target.
  • the preliminary results obtained show that the contact surface between the aqueous solution injected in the billing and the hydrocarbons contained in the targeted rock (s) is one of the key elements for a good degradation of the hydrocarbons. Consequently, in order to increase the contact area between the injected fluid or the injected aqueous solution, the core samples taken by coring are preferably finely ground (size 50 ⁇ ), preferably under anoxic atmosphere in order to avoid an impact.
  • oxic to native microbial populations before being added as the sole source of carbon and energy to the above-mentioned culture media.
  • the qualitative and / or quantitative identification of native microorganisms (bacterial and archaeal populations) of core-sampled, kerogen-rich rocks is followed by molecular biology techniques, such as polymerase chain reaction (PCR), cloning, and sequencing.
  • PCR polymerase chain reaction
  • cloning cloning
  • sequencing sequencing.
  • the technique of PCR / cloning / sequencing of a gene that makes it possible to carry out an identification of the microorganisms is preferably chosen.
  • the ribosomal gene 16S is preferably chosen, a reference gene for carrying out identification. of all life forms on Earth, after extraction of total DNA from rock cultures every two weeks.
  • the most commonly used gene which is the gene encoding the small ribosome subunit or 16S rRNA will preferably be selected.
  • the priming sequences used make it possible to specifically or non-specifically amplify a particular group of microorganisms, such as, for example, methanogens. (see table 1 below)
  • Target Total bacterial populations
  • McrAR (5'-GCTCCCGGCTACCDATTC-3 ')
  • Table 1 above gives, for example, pairs of primers and their field of use for the monitoring, quantification and identification of microbial populations in source rocks rich in fossil organic matter, preferably rich in kerogens.
  • the amplification conditions by PCR will be adapted to the microorganisms tested.
  • the following conditions will preferably be used:
  • genes can also be used for specific identification of the functional groups of the different populations of the samples.
  • the mcrK gene which encodes an enzyme conserved within the different methanogens and essential for methanogenesis, is preferably used.
  • the appropriate propagation vector may be, for example, a cloning / sequencing vector for E. coli bacteria.
  • Suitable vectors are preferably chosen for cloning PCR products such as pGEM-T ® or pGEM-T easy ®
  • PCR-amplified genes is a qualitative method to know precisely and robustly the taxonomic groups and microbial species present or not in the samples tested. It thus makes it possible to determine which species of methanogen is present in the rock tested, which is important for knowing the potential of conversion of organic matter into methane. This method is, however, quite cumbersome and time consuming to implement. It is therefore not suitable for monitoring colonization of sites, source rocks or crops.
  • DGGE and PCR-RFLP are used and will be detailed below.
  • This identification is done through the databases of aligned ARNrl6S genes available from different institutes, such as the Ribosomal Database Project (RDP, http://rdp.cme.msu.edu/, Michigan State University), or in specific taxonomy programs, such as the Arb program (http://www.arb-home.de/, Technical University of Kunststoff, Germany).
  • RDP Ribosomal Database Project
  • Arb program http://www.arb-home.de/, Technical University of Kunststoff, Germany.
  • the priming sequences used have a fluorescent marker which allows at any time during the DNA amplification reaction by PCR to measure the fluorescence present, to deduce the amount of DNA amplified from the target, and in comparison with controls, to establish the concentration of the target in the amplified sample.
  • the primer sequences are given in Table 1 above.
  • fluorescent label conventional fluorochromes of molecular biology such as cy3, cy5, rhodamine, fluorescein, etc. can be used. or radioactive marking at
  • a rhodamine label will be used.
  • an external labeling of the DNA can be used when performing quantification of the DNAs by qPCR, with DNA intercalators, such as ethidium bromide (BET), SYBR Green® , SYBR Gold ® , preferably non-cytotoxic, non-carcinogenic agents, such as SYBR Green ® .
  • the controls used consist of a range of suspensions of bacteria cells or methanogenic archaea in pure culture, counted by flow cytometry and in known concentration, over a range covering the cell concentrations expected in the samples, preferably using Methanosarcina mazei strain DSM 7222 as a control for archaea and Pseudomonas fluorescens strain 15344 as a control for bacteria.
  • the method of quantitative identification of two bacterial groups is of primary interest: the quantification of the total bacterial populations makes it possible to have a total estimate of the capacity of the medium to support the growth of the bacteria, and thus the degradation of the kerogens; and the quantification of the total methanogenic populations makes it possible to have an estimation of the ratio methanogens / bacteria.
  • this method of quantitative identification is completed by an estimation of the concentration of three microbial groups:
  • Methanosarcina mazei strain DSM 7222 will be used as a control;
  • Geobacter hydrogénophilus strain DSM 13691 will be used as a control.
  • a quantitative monitoring can be advantageously carried out in the preliminary phase P0 of exploration and prospection according to the invention.
  • This quantitative monitoring can be done by qPCR and it is essential to determine the concentrations of the different populations targets in the tested sample. This method is, however, rather cumbersome and expensive to implement. It is therefore not suitable for monitoring colonization of sites, source rocks or crops.
  • other methods based on a more superficial analysis of the amplified DNAs are used and detailed below (DGGE and PCR-RFLP).
  • DGGE density gradient electrophoresis
  • the electrophoresis is carried out under standard conditions, namely 0.8% agarose gel in an SDS gradient of 0 to 10% for a voltage between 40 and 150V.
  • the identification of the bands is carried out by reconstruction of the cladistic proximity between the different profiles, the creation of proximity trees by the neighbor-joining method, and by the test of the stability of the trees obtained by a test of bootstrap.
  • this monitoring method and in particular by the identification of the amplified gene fragments, it is possible to determine, in a semi-quantitative manner, the presence of each individualized DNA fragment on the electrophoresis gel and among a pool of starting amp. Therefore, if there is a direct correlation between this amplifiat pool and the microbial populations in the source rocks / crops, then it is possible to estimate the relative proportion of the groups of interest in the samples taken and tested. .
  • this method of semi-quantitative monitoring of the target populations in the sample tested makes it possible to determine whether the proportion of a given interest group varies, relatively, over time or according to treatments. This makes it all the more possible to optimize the composition of the fluids injected in situ in order to target the needs of the target populations as a function of time.
  • this method of DGGE does not give a very precise identification of the different microbial groups. It is necessary to add another monitoring method, such as cloning / sequencing.
  • methanogenic microorganisms have been identified in rocks rich in organic matter, preferably with high gas potential, such as rocks rich in kerogens from cores (s), it is then interesting to monitor the production of methane. by these so-called microorganisms identified.
  • Monitoring of methane production can be done by appropriate techniques such as chromato graphy.
  • chromato graphy Preferably, the gas phase chromatography (GC-
  • a fixed quantity of sky for example 50 ⁇ l, is taken regularly, preferably twice a week in each sample tested, preferably in test flasks, 2) the fraction of sky is injected into a gas phase chromatograph, preferably an Agilent 7820 chromato graph,
  • the fraction of sky is separated by chromatography on an ad hoc column, such as a capillary column, preferably a poraplot column Q ® (Varian, Inc., USA),
  • the methane is detected by an ad hoc detector, such as a flame induction detector (FID) or a thermal conductivity detector (TCD), preferably an FID flame induction detector,
  • FID flame induction detector
  • TCD thermal conductivity detector
  • the presence of impurities such as other gases such as C2 alkanes (ethane) or C3 (propane), C1 (methanol), C2 (ethanol) and C3 (propanol) alcohols can be detected from concomitantly with the same detector as in step 4) above, preferably an FID flame induction detector.
  • This impurity detection step is carried out systematically.
  • Predictive quantification of in situ production of methane is then estimated. This is based on the use of petrological markers (quality and quantity of fossil organic matter, size and composition of the geological layers), biological markers (identification and quantification of target populations) and estimates of the rate of conversion of the material. organic fossils by indigenous consortia. From this predictive quantification will result the decision making of the implementation or not in situ, on the appropriate geological sites, of the methane production process according to the present invention. It should be noted that this preliminary phase P0 exploration and prospecting is used only to determine whether it is interesting or not to continue in situ and predict the potential for methane production of a given site. It is clear that this phase does not in any way serve to select bacteria taken in situ and then reinject them via an injection unit into one or more kerone-rich layers in order to increase the production of methane from said kerogens.
  • FIG. 1 is a diagram showing the quantities of free hydrocarbons (gas and oil) measured by Rock Eval® pyrolysis at the Institut für du Pperile Energys imparts in rock samples taken between 0 and 2500 m deep for shale deposits. black.
  • Figure 2 is a schematic representation of the method according to the invention.
  • the water and CO 2 are directed towards the injection station Where they can be reused during a new injection of fluids.
  • the rocks crossed by the injection wells L and withdrawal M in FIG. 2 are an E water table, F and K argillites, G sandstones, H limestone, mother rocks I and J evaporites. that occurs during kerogen degradation is as follows:
  • Figure 3 is a schematic representation of the typical structures of the molecules present in rocks rich in fossil organic material not thermally matured, said oil shale.
  • Type I kerogen which corresponds to an assembly of aliphatic chains and polycyclic compounds such as the typical structure shows in A of Figure 3, and 20% of bitumen B itself composed of 73% of resins whose Typical structures are represented in B1 of FIG. 3, 22% of saturated hydrocarbons, the typical structures of which are represented in B2 of FIG. 3 and 5% of aromatic hydrocarbons, the typical structures of which are shown in B3 of FIG.
  • Figure 4 is a representation of the production of methane (in ⁇ g) obtained in different samples put in cultures (for 4g of rock taken).
  • the sample A corresponds to the culture medium alone (see below composition of the culture medium),
  • sample B corresponds to the culture medium with 4 g of Toarcian cardboard shale powder (commune d'Entrange, 57), previously sterilized by autoclave heating,
  • sample C corresponds to sterile distilled water with 4 g of Toarcian cardboard shale powder
  • the sample El corresponds to the culture medium (see below composition of the culture medium) with 4 g of Toarcian cardboard shale powder, level 1, taken at a depth of 12 meters,
  • the sample E2 corresponds to the culture medium (see below composition of the culture medium) with 4 g of Toarcian cardboard shale powder, level 2, taken at 8m depth,
  • the sample F corresponds to the culture medium (see below composition of the culture medium) with 4 g of bituminous shale powder from the Aumance basin (03), level 1, taken at a depth of 4.5 m.
  • FIG. 1 shows the quantities of free hydrocarbons in the samples of the same layer as a function of its burial depth (diagram made from the Roch Eval® pyrolysis measurement data at the Institut für du New Energys Oil
  • the diagram shows that the gases and oils present between 0 and 1300 / 1400m are essentially of microbiological origin.When more than 1500m deep, the gases and oils are of thermogenic origin
  • a second fraction, about 4g, is milled under anoxic conditions to limit the mortality of anaerobic organisms and mainly methanogens that are hypersensitive to oxygen, and cultured to stimulate populations of methanogens.
  • the bioconversion experiments of the parent rocks were carried out, at a constant temperature of 25 ° C., in 55 ml microcosms each containing 4 g of mother-rock per 20 ml of culture medium, the composition of which is given below (cf. culture media) with a volume of sky of about 40ml.
  • the sky is composed of a mixture of nitrogen and carbon dioxide in 80:20 proportions.
  • the cultures are incubated at the in situ temperature of the target bedrock (500m, 25 ° C) for a period of 4 months.
  • the detection and identification of the methanogens and the syntrophic cohort is carried out at three dates: at inoculation, after 3 weeks of incubation and after 7 weeks of incubation.
  • Example 3 Qualitative identification of the microorganisms of the samples taken.
  • 7.5 ⁇ M 5M Guanidine isothiocyanate The mixture is vortexed for 5 minutes and then incubated for 3 minutes at 60.degree. This stirring and incubation step is repeated and then incubated at 68 ° C. for 1 hour. Vortexed for 1 min. Centrifugation at 13000g for 15 min is performed.
  • the supernatant (approximately 90 ⁇ l) is collected in a 1.5 ml tube to which 11.25 ⁇ of 5M Potassium Acetate and 37.5 ⁇ l of 40% Polyethylene Glycol 8000 (PEG) are added. Precipitation is carried out at -20 ° C. for at least 1 h. It is left to thaw at room temperature. Centrifuge at 13000g for 15 min and allow to settle and keep the pellet.
  • PEG Polyethylene Glycol 8000
  • Sequencing sequences of the 16S rRNA gene are used and are described in Table 1 above. Conventional PCR methods are used and are described in Table 2 above. They thus make it possible to specifically or non-specifically amplify a particular group of microorganisms, such as, for example, methanogens. Couplings of primers were used to amplify total bacterial populations (pA, pH), total archaeal populations (pH, M910R) and methanogen populations (M344F, M910R) (see Table 1 above). .
  • the PCR products are purified on an affinity column (Qiaprep, Qiagen, Germany) according to the supplier's protocol.
  • concentration of the purified PCR products is estimated by electrophoresis on 1% agarose gel after migration to 100V in the presence of a molecular weight scale making it possible to perform this quantification, such as the lkb-ladder ® scale of Fermentas (Latvia ).
  • the purified PCR products are then cloned into the pGEM-T easy ® vector (Promega France) according to the manufacturer's instructions.
  • the cloned DNA fragments are amplified by the host bacteria (E. coli) by culturing in Gibco ® LBroth medium (Invitrogen, France), purified by affinity column chromatography using Qiagen's QIAquick PCR Purification Kit ( Germany) following the manufacturer's recommendations, and used as targets for sequencing by the Sanger method as described in (Maniatis, A laboratory Manual, 1989), on an ABI 3730 type automatic sequencer or equivalent.
  • E. coli E. coli
  • Gibco ® LBroth medium Invitrogen, France
  • Qiagen's QIAquick PCR Purification Kit Germany
  • the obtained DNA sequences were sent to the Ribosomal Database Project server for identification, using the "Classify" function to obtain the taxonomic position.
  • Example 4 Quantification of target populations (archaea and bacteria) by qPCR 1) E traçti No des_ açid_es_ _ nucleic (DNA) _A _rjartir_ de_ the .matrice _minérale i removed rock _la_ _AR j j: _arottage (s et_testé_e
  • the mixture should be protected from light until use.
  • a set of controls are used for quantification: A control without DNA; a concentration range of a known target (16S gene or mcrA gene), of a known strain (Methanosarcina mazei strain DSM 7222 for archaea, and Pseudomonas fluorecens strain 15344 for bacteria), of known concentrations and covering expected concentrations for the samples to be analyzed. Typically the range covers
  • EXAMPLE 5 Monitoring of the Production of Methane (Gas Chromatography)
  • the monitoring of the methane production of the samples taken according to Example 1 and tested according to Examples 2 and / or 3 is carried out by the technique of gas chromatography. (GC-FID) after separation on a column.
  • GC-FID gas chromatography.
  • methane production by native microorganisms is measured by direct quantification of the methane present in the skies of culture by the following method:
  • the methane is detected with a retention time of about 1mn50sec in this configuration by a flame induction detector (FID),
  • C0 2 and methane are separated by membrane filtration (according to the process proposed by MED AL, an Air Liquide group company) in the separation unit.
  • the methane produced is compressed by a gas compression unit (Pro2 Environcession), or by using a lubricated screw compressor, for example a lubricated screw compressor from Air Liquide, at a pressure of between 25 and 80 bar and directed towards the transport network.
  • phase resulting from the separation unit containing the residual CO 2 is then reoriented towards the injection unit and will be reused during a new injection of fluids as mentioned above.
  • nitrilotriacetic acid to about 500 ml of water and adjust to pH 6.5 with KOH to dissolve the compound. Bring to 1.0 L volume with the remaining water and add the remaining compounds one by one.
  • Nicotinic acid 5.0 mg

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Abstract

L'invention concerne un nouveau procédé de production in situ de gaz méthane dans lequel : - on choisit au moins une couche riche en kérogènes naturels dans le sous -sol géologique superficiel allant jusqu'à 1500 m de profondeur, - on stimule la croissance et l'activité des microorganismes indigènes contenus naturellement dans lesdits kérogènes pour augmenter la production de méthane, - on extrait le méthane produit. Le procédé peut comprendre une étape d'injection de fluides pour augmenter la production de méthane dans les kérogènes, les fluides comprenant au moins de l'eau, des nutriments pour les microorganismes syntrophes et méthanogènes, et au moins un adjuvant. La composition de nutriments constituant en partie lesdits fluides, ainsi que des compositions d ' oligoéléments, de solution vitaminique, d'inhibiteurs de populations microbiologiques indigènes, chacune d'elles constituant en partie ladite composition de nutriments, sont spécifiés. Le procédé de production de méthane peut comprendre une phase préalable de prospection pour sélectionner au moins une couche à fort potentiel gazier dans un site géologique donné.

Description

PROCEDE DE PRODUCTION DE GAZ METHANE
DOMAINE DE L'INVENTION
L'invention appartient au domaine des procédés de production de méthane et en particulier des procédés de production de méthane dans les sous-sols géologiques grâce à la stimulation de microorganismes. ETAT DE LA TECHNIQUE ET PROBLEME TECHNIQUE
Les sous-sols géologiques recèlent un potentiel immense en énergie. Après le pétrole, le gaz naturel est une des sources d'énergie fossile la plus utilisée en raison de sa grande disponibilité dans de nombreuses régions du globe et du fait qu'il constitue une source d'énergie de combustion propre en comparaison aux autres hydrocarbures communs (pétroles, charbons).
Actuellement, l'essentiel du gaz méthane utilisé est extrait de réservoirs du sous-sol géologique profond. Les réserves de ce gaz conventionnel de gisements sont considérables de part le monde mais sont localisées dans des secteurs géographiques souvent très éloignées des zones de consommation. Ce divorce géographique entre zones de production et zones de consommation implique pour le transport de ce produit une certaine autoconsommation énergétique et le développement d'infrastructures industrielles considérables et coûteuses. Au-delà de la construction des vecteurs de transport que peuvent être les méthaniers et les gazoducs, des infrastructures sont nécessaires au conditionnement préalable et postérieur au transport proprement dit : liquéfaction par cryogénie pour le transport par voie maritime ; compressions répétées pour l'acheminement par gazoduc, stockage temporaire en aquifères et cavités souterrains. Un besoin certain se fait sentir pour sécuriser, diversifier et domestiquer (production locale et contrôlée) la ressource en gaz méthane, ainsi que pour réduire les coûts et les impacts sur l'environnement de l'exploration, production et transport du gaz méthane.
Les ressources conventionnelles de gaz sont celles exploitées via des méthodes de récupération qualifiées de primaires. Ces gisements sont exploités par l'utilisation de techniques standards de forage jusqu'aux réservoirs pour conduire ou pomper le gaz jusqu'en surface. Classiquement, les réservoirs gazeux sont situés à une assez grande profondeur (quelques kilomètres) dans le sous-sol géologique et sont constitués de roches poreuses et perméables dans lesquelles le gaz s'est accumulé et a été piégé au cours de l'histoire géologique. Ce gaz méthane a été formé pour l'essentiel des gisements par des procédés thermogéniques de segmentation des chaînes et radicaux carbonés des molécules organiques contenues originellement dans les couches sédimentaires (roches-mères) à partir desquelles il a migré vers les réservoirs (roches-magasins). Les processus thermogéniques sont la conséquence d'un enfouissement plus ou moins progressif des roches-mères dans le sous-sol géologique. Ils se déroulent à des profondeurs conséquentes, à partir de 2 à 3 kilomètres, à des températures de l'ordre de 120° Celsius, sous des pressions de l'ordre de 80 MégaPascal (MPa).
En raison d'un accès aux ressources conventionnelles de plus en plus difficiles d'un point de vue géologique, géographique et géopolitique et d'un amenuisement des réservoirs classiques, les ressources dites non-conventionnelles de gaz font l'objet d'une attention grandissante et concernent des réservoirs atypiques, et totalement différents des précédents. Le « shale gas » ou gaz de schistes est du gaz naturel présent de manière plus ou moins diffuse dans des « shales » qui sont des roches sédimentaires à grains très fins, argileuses, et qui constituent en fait les roches-mères du gaz à partir desquelles celui-ci s'est formé mais n'a pas migré vers un réservoir conventionnel. Ce gaz, d'origine thermogénique essentiellement (et microbiologique dans certains cas), est resté adsorbé sur la matière organique, ou est contenu dans la microporosité intergranulaire et dans des fractures traversant la roche. Suite aux progrès techniques récents et conséquents réalisés sur le forage horizontal et la fracturation hydraulique dans les puits, le « shale gas » est devenu une source de gaz naturel importante. Cependant, le frein principal à l'exploitation de cette source réside dans le coût considérable des opérations de forage et de fracturation dans ces réservoirs qui sont situés à des profondeurs importantes ainsi que dans l'enrichissement progressif du contenu gazeux produit en dioxyde de carbone au cours du temps pour chaque puits de production.
Le gaz de couche de houille est devenu une source importante de gaz naturel. Ce gaz de houille présente plusieurs intérêts en termes de coûts : d'une part, il est produit localement, ce qui réduit la nécessité de transport, et, d'autre part, la gîtologie des couches de houille est bien connue des géologues, ce qui limite les coûts d'une exploration intensive. Cependant, les modes d'extraction du gaz de houille présentent de nombreux désavantages : ils engendrent une production d'énormes quantités d'eaux salées qui vont inonder certains écosystèmes, détériorer la qualité des eaux de surface et diminuer les ressources phréatiques. De manière alternative, les schistes bitumineux ou les schistes noirs représentent une source très conséquente d'hydrocarbures. Les gisements de schistes bitumineux sont bien circonscrits par les géologues ce qui rend leur exploration potentielle aisée et peu coûteuse. Les schistes bitumineux ont fait l'objet d'une longue exploitation industrielle en France au siècle dernier et ont été utilisés comme combustibles et brûlés dans des fours après excavation minière à ciel ouvert mais il est évident que le procédé d'extraction a un impact environnemental très négatif et que le bénéfice énergétique net de l'ensemble du traitement reste relativement faible. Par ailleurs, les schistes bitumineux peuvent fournir en particulier de l'huile (hydrocarbure liquide) par des procédés in situ de distillation destructive (« retorting »). Ce procédé donne lieu à des essais de production d'huile par chauffage à 500-600 °C des couches de schistes du sous-sol par injection de vapeur d'eau ou par l'installation de résistances électriques. Cependant, les résultats obtenus sont peu fiables et peu probants et les quantités d'eau nécessaires pour la mise en œuvre de ce procédé sont très importantes.
Dans le but de trouver de nouveaux moyens de production et/ou d'exploitation du gaz ou de nouveaux substrats permettant de produire du méthane, depuis quelques années, la majorité des efforts se sont tournés vers la bioconversion en méthane in situ ou ex situ des réserves naturellement contenues dans les sous-sols géologiques et ce, dans la majeure partie des cas, en stimulant uniquement les processus microbiologiques souterrains naturellement lents.
Le document WO 2005/115649 décrit un procédé pour stimuler la production microbienne de méthane dans un sous-sol comportant du pétrole, un hydrocarbure liquide résiduel. Ce procédé consiste à analyser l'environnement du sous-sol comportant du pétrole, à y détecter la présence d'un consortium microbien comprenant des microorganismes méthanogènes et/ou méthanotrophes et à le(s) comparer à des microorganismes connus ayant des caractéristiques physiologiques écologiques connues, à utiliser les informations obtenues pour déterminer un environnement écologique qui promeut la dégradation du pétrole et la génération de méthane par au moins un microorganisme méthanogène du consortium et à modifier l'environnement du sous-sol en question pour stimuler la conversion du pétrole en méthane et minimiser la destruction du méthane par des procédés contraires. Le document WO 01/68904 décrit un procédé similaire au procédé décrit dans WO 2005/115649 permettant de stimuler l'activité microbienne dans une formation souterraine comprenant des hydrocarbures. Ces deux procédés ne décrivent que de façon très succincte les conditions et compositions permettant de modifier l'environnement du sous-sol pour stimuler la production de méthane par les microorganismes du consortium. En outre, ces deux procédés ne précisent en rien les conditions empêchant la transformation du méthane produit ou encore favorisant sa récupération en surface.
Le document WO 2007/022122 décrit des systèmes de renforcement de la production biogénique de méthane à partir de formations comportant des hydrocarbures. Ces systèmes consistent à introduire des amendements dans la formation souterraine visée en vue de stimuler les populations microbiennes autochtones et accroître voire sélectionner les populations microbiennes par carence induite avec une composition injectée spécifique. Les populations une fois stimulées, par exemple avec ajout de matière organique, produisent du méthane. Cependant, bien que les systèmes décrits dans ce document concernent des substrats rocheux solides et impliquent la fracturation desdits substrats pour atteindre les populations microbiennes, ces systèmes sont difficiles à mettre en œuvre et donnent des résultats de production de méthane très faibles (quelques milligrammes de méthane produit par kilogramme de substrat rocheux). En outre, l'introduction d'une source externe de carbone engendre un biais majeur dans ce type d'expériences puisque in fine on ignore la provenance du méthane produit. Enfin, les conditions d'application de ces méthodes aux terrains géologiques ne sont pas précisées :
1) les types de charbons (sapropéliques versus humiques) ou les types de schistes bitumineux visés ne sont pas mentionnés ;
2) les profondeurs ciblées dans le sous-sol ne sont pas mentionnées;
3) les modalités d'injection des fluides et les systèmes de récupération des gaz ne sont pas énoncés.
Le document WO 2007/136716 décrit un procédé d'accroissement de la production et la libération de méthane à partir de charbons. Cet accroissement est obtenu grâce à la stimulation des microorganismes méthanogènes in situ par ajout de quantités efficaces d'acides aminés, inférieures à 30 kg d'acides aminés par tonne de charbon contenu dans la formation géologique visée. Les microorganismes ciblés ne subissent aucun prélèvement et réintroduction dans leur environnement. Bien qu'un tel procédé soit intéressant, le document WO 2007/136716 reste cependant silencieux sur la profondeur des couches géologiques ciblées, les modalités d'injection des fluides de stimulation des microorganismes, contenant lesdits acides aminés. Par ailleurs, les résultats de production de méthane obtenus avec un tel procédé restent très faibles. OBJECTIFS DE L'INVENTION
Les conditions d'exploitation et/ou de production de méthane de l'art antérieur présentant les nombreux inconvénients susmentionnés, il serait donc souhaitable d'avoir un procédé de production de méthane simple, efficace et peu coûteux à mettre en œuvre.
L'invention vise également à satisfaire au moins l'un des objectifs suivants :
- proposer un procédé de production de méthane ne nécessitant pas un recours à la distillation thermique ex situ ou in situ,
- proposer un procédé de production de méthane à partir de substrats souterrains non exploités à ce jour,
- proposer un procédé de production de méthane utilisant les microorganismes in situ sans nécessiter de sélection ex situ et/ou de réinjection de consortium de microorganismes,
- proposer un procédé de production de méthane in situ et permettant d'obtenir des rendements supérieurs à ceux de l'art antérieur,
- proposer un procédé de production de méthane utilisable immédiatement ou presque,
- proposer un procédé réduisant les coûts de stockage du méthane par une production contrôlée et flexible,
- proposer un procédé utilisé sur des sites géologiques proches des points de consommation du méthane réduisant les coûts d'acheminement du méthane produit.
Après de longues recherches et investigations, les demandeurs ont centré leurs efforts sur des matériaux sédimentaires peu exploités, riches en carbone organique ayant subi une évolution thermique limitée par défaut d'enfouissement naturel ainsi que sur la stimulation adéquate de microorganismes naturellement présents in situ dans ces matériaux. Ces matériaux sont les schistes bitumineux et contiennent des traces d'hydrocarbures gazeux (par exemple le méthane) en quantité inexploitable et des kérogènes, source potentiellement très favorable à la bioconversion car riches en hydrogène. Ces schistes bitumineux sont d'âges géologiques variés et leurs gisements sont bien circonscrits par les géologues, ce qui rend leur exploration potentielle aisée et peu coûteuse.
Forts de ces avancées, les inventeurs ont ainsi mis au point un procédé satisfaisant tout ou partie des objectifs évoqués ci-dessus, et d'autres. DESCRIPTION SUCCINCTE DE L'INVENTION
Les objectifs susvisés, parmi d'autres, sont ainsi atteints par la présente invention qui concerne un procédé de production in situ de gaz méthane caractérisé en ce que : - on choisit une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels, de préférence en kérogènes ayant un rapport H:C supérieur ou égal à 1, dans le sous-sol géologique superficiel allant de 0m jusqu'à 1500 m de profondeur, de préférence jusqu'à 1000m, plus préférentiellement encore jusqu'à 500 m, par exemple entre 50m et 500m de profondeur ;
on stimule la croissance et l'activité des microorganismes indigènes contenus naturellement et localement dans lesdits kérogènes naturels pour augmenter la dégradation desdits kérogènes et la production de méthane dans lesdits kérogènes, on extrait le méthane produit, de préférence au fur et à mesure de sa production.
Suivant un autre de ses aspects, la présente invention concerne un procédé de production de méthane comprenant les étapes suivantes visant :
- à injecter des fluides par des pompes hydrauliques, de préférence sous pression, éventuellement après forage, dans une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels,
à induire le forçage métabolique des microorganismes indigènes pour accroître la dégradation desdits kérogènes et la production de méthane dans lesdits kérogènes,
- à pomper les fluides ayant percolé au travers desdits kérogènes et contenant le méthane produit,
- à recueillir ledit méthane produit, puis
à stocker et/ou distribuer le méthane produit et recueilli.
Suivant un mode de réalisation préféré de l'invention, le procédé de production de méthane comprend en outre l'étape visant à :
- fracturer le sous-sol géologique pour permettre la diffusion de fluides d'injection dans des couches superficielles riches en kérogènes, allant de 0m à 1500m de profondeur, par exemple, de 0m à 1000m ou 0m à 500m, de préférence dans des couches riches en kérogènes dont le rapport H :C est supérieur ou égal à 1. La présente invention concerne également un procédé de production de méthane dans lequel la stimulation des microorganismes se fait par injection in situ de fluides comprenant au moins de l'eau, des nutriments pour les organismes syntrophes et méthanogènes, au moins un adjuvant et éventuellement du dioxyde de carbone et/ou de l'hydrogène.
La présente invention concerne également la composition de fluides injectés pour le forçage métabolique, la composition de nutriments utilisés dans lesdits fluides. Suivant un autre de ses aspects, la présente invention concerne un procédé de production de méthane par stimulation in situ de microorganismes indigènes comprenant au moins des bactéries et/ou des archées. La présente invention concerne également un dispositif de production de méthane comprenant au moins :
- des moyens d'injection de fluides, de préférence par pompes hydrauliques, dans une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels au travers desquels les fluides percolent,
- des moyens de forçage métabolique des microorganismes indigènes par lesdits fluides injectés par lesdits moyens d'injection,
- des moyens de pompage des fluides ayant percolé au travers desdits kérogènes et contenant le méthane produit,
- des moyens de recueil du méthane produit, par exemple des moyens de séparation, - des moyens de compression du méthane recueilli,
- des moyens de stockage et/ou de distribution du méthane recueilli et comprimé.
Suivant un autre de ses aspects, la présente invention concerne un procédé de production de méthane comportant une phase préalable d'exploration et de prospection en vue de sélectionner une ou des couches à fort potentiel gazier, de préférence riches en kérogènes, dans un site géologique donné.
DEFINITIONS Afin de mieux comprendre l'invention, il convient tout d'abord de rappeler ou de donner, à titre d'exemple, quelques définitions. Au sens de la présente demande :
- Par couche, on entend une épaisseur de roche sédimentaire comprise entre 0,1 mm et 100m, de préférence entre 1cm et 10m, plus préférentiellement encore entre environ 0,1m et lm. Par extension, le terme « couche » englobe les termes « formation » et « lamines » qui correspondent respectivement à un groupement de couches et à des couches alternantes très fines (de l'ordre du mm) de matière organique (carbone organique total supérieur à 1% en masse) et de minéraux.
- Par riche, on entend une teneur supérieure ou égale à 1% en masse de carbone organique sur la masse de la roche totale.
- Par roche -mère, on entend toute roche du sous-sol géologique qui a pu ou peut produire, naturellement ou non, des quantités significatives d'hydrocarbures combustibles solides, liquides ou gazeux. - Par schistes bitumineux ou schistes à huile, on entend des roches sédimentaires finement laminées et à grains fins (argile à silt de quelques microns à dizaines de microns) et dont la phase minérale comprend des minéraux argileux, des carbonates, de la silice et dont la matière organique est constituée pour l'essentiel de kérogène et en quantité minoritaire de bitume ou autre hydrocarbure libre.
Les schistes noirs sont des schistes contenant des kérogènes mais ne refermant peu ou pas de bitume. Schistes bitumineux et schistes noirs peuvent fournir par distillation destructive de l'huile et du gaz combustible.
- Par kérogène, on entend un matériau solide macromoléculaire, insoluble dans les solvants organiques, composé de noyaux polyaromatiques reliés entre eux par de longues chaînes aliphatiques et des liaisons hétéroatomiques. Par extension, par kérogène on désigne une ou plusieurs couches riches en kérogènes, selon la définition supra.
- Par bitume, on entend la matière organique soluble dans les solvants organiques (par ex. le chloroforme) et incluant les résines et les asphaltènes.
- Par nature ou naturellement, on entend placé sans intervention de l'homme, spontanément.
- Par sous-sol géologique superficiel, on entend l'ensemble des formations souterraines situées entre environ 1500m de profondeur et la surface terrestre.
- Par localement, on entend in situ au sein de la ou des couches exploitées.
- Par microorganisme, on entend sensu stricto un organisme de taille microscopique et comprend tous les organismes, procaryotes ou eucaryotes dont la taille est de l'ordre de quelques micromètres ou inférieure. De ce fait, ce terme inclut de facto toutes les bactéries, les archées et les microeucaryotes. Dans la présente demande, on utilisera sans distinction microorganismes et populations.
- Par bactérie, on entend un organisme vivant unicellulaire procaryote (caractérisé par une absence de noyau et d'organites). Une bactérie mesure quelques micromètres de long et peut présenter différentes formes : des formes sphériques (coques), des formes allongées ou en bâtonnets (bacilles), des formes plus ou moins spiralées.
- Par archée (anciennement archéobactéries ou bien encore archéb aciéries), on entend un micro-organisme unicellulaire. Les archées forment un groupe majeur de procaryotes et ne présentent donc, comme les bactéries, ni noyau, ni organites intracellulaires. En dépit des similitudes morphologiques et structurelles avec les bactéries, les archées s'en distinguent par certains caractères biochimiques, comme la constitution de la membrane cellulaire. Les archées sont subdivisées en quatre phyla, dont les deux groupes des Crenarchaeota et des Euryarchaeota sont les plus étudiés.
- Par microorganismes indigènes, on entend l'ensemble de la flore microbienne contenue naturellement dans la formation souterraine visée et ceci sans y avoir été importée. Dans la présente demande, il s'agit essentiellement de l'ensemble des microorganismes vivants présents dans au moins l'une des couches riches en kérogènes.
- Par microorganismes svntrophes, on entend une association entre un microorganisme dont le métabolisme énergétique produit des composés résiduels utilisés par une deuxième population microbienne (association synthrophique), et dont le métabolisme ne pourrait s'effectuer sans l'épuisement de ces composés résiduels. Une telle association syntrophique existe par exemple entre les bactéries du genre Syntrophus qui dégradent les hydrocarbures (alcanes) pour produire de l'acide acétique et de l'hydrogène et les archées méthanogènes du genre Methanosarcina qui utilisent l'hydrogène et éventuellement l'acide acétique pour produire le méthane. -Par consortium, on entend une association de microorganismes permettant de réaliser une fonction métabolique en synergie, par exemple la dégradation des kérogènes. Au sein d'un consortium les relations ne sont pas nécessairement syntrophiques, mais des organismes synthrophes peuvent y participer.
- Par microorganisme hétérotrophe, on entend un microorganisme contraint à se développer au moyen de la matière organique produite par d'autres organismes, soit vivants, soit morts, ou sur les restes d'autres êtres vivants.
- Par microorganisme méthanogène, on entend tout microorganisme apte à produire du méthane par n'importe quel procédé. Par extension, on pourra utiliser le terme « méthanogène(s) » uniquement.
- Par forçage métabolique, on entend la stimulation de la croissance et de l'activité des microorganismes présents dans la formation visée par la mise en conditions adaptées, à savoir par l'apport, en conditions suffisantes, des éléments présents en conditions limitantes (par exemple, la chaleur, les nutriments adéquats, l'eau...) et/ou par la suppression des effets délétères de manière à privilégier un métabolisme aux dépends des autres, par exemple dans le but de stimuler la production d'acétate et d'hydrogène à partir d'hydrocarbure par les microorganismes syntrophes, et/ou la production de méthane par les microorganismes méthanogènes.
DESCRIPTION DETAILLEE DE L'INVENTION
Un objet principal de la présente invention était de trouver un procédé de production de méthane impliquant un faible coût de mise en œuvre et un fort rendement.
C'est pourquoi les inventeurs ont mis au point au procédé de production de méthane à partir de couches géologiques contenant une forte proportion de kérogènes, et en particulier les schistes noirs et/ou les schistes bitumineux. Le procédé de production de méthane
La présente invention vise donc en premier lieu un procédé de production in situ de gaz méthane caractérisé en ce que :
- on choisit une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels, de préférence en kérogènes riches en hydrogène et ayant un rapport H:C supérieur ou égal à 1, dans le sous-sol géologique superficiel allant de 0m jusqu'à 1500 m de profondeur, de préférence jusqu'à 1000 m, plus préférentiellement encore de 0m jusqu'à 500 m, et par exemple de 50m jusqu'à 500m,
on stimule la croissance et l'activité des microorganismes indigènes contenus naturellement dans lesdits kérogènes naturels,
on extrait le méthane, de préférence au fur et à mesure de sa production.
Le Qu_Szsql_géologjque
Les schistes bitumineux montrent une large gamme dans leur composition organique et minérale :
1) kérogène de type I (1,7 > H:C > 1,5) avec une matière organique amorphe largement dominante dérivant d'organismes planctoniques (algues, copépodes, ostracodes) et microbiens vivant dans le sédiment / marnes et calcaires, tuffs volcaniques, minéraux évaporitiques ;
2) kérogène de type II (1 < H:C < 1,5) avec une matière organique mixte (figurée et amorphe dérivant des algues Tasmanites) I silice et minéraux argileux ;
3) charbons sapropèliques (kérogène de type I dérivant d'algues d'eaux douces ou de spores), en alternance avec des dépôts à kérogène de type III (charbons humiques caractérisés par une matière organique ayant un rapport atomique H:C < 1 et une très grande proportion de débris de végétaux supérieurs).
La spectrophotométrie infrarouge suggère que les kérogènes de type I contiennent une grande proportion de longues chaînes aliphatiques et peu de composés polyaromatiques. Au contraire, les kérogènes de types II renferment plus de matériel cyclique, aromatique et naphténique.
Pour la mise en œuvre du procédé selon l'invention, on choisit donc une, ou un groupement de 5 à 10 couches, riche(s) en kérogènes de type I et/ou II.
Dans la présente invention, on choisira de préférence des kérogènes qui sont riches en hydrogène, c'est-à-dire avec un rapport Hydrogène: Carbone H:C élevé, de préférence, on choisira des kérogènes présentant un rapport Hydrogène : Carbone supérieur ou égal à 1 (H:C > 1). C'est le cas pour tous les kérogènes des schistes bitumineux ou des schistes noirs. Plus préférentiellement, on choisira des kérogènes dont le rapport Hydrogène: Carbone est supérieur à 1,5. Les kérogènes riches en hydrogène proviennent de la transformation de matériaux organiques originellement riches en lipides et en molécules voisines des lipides comme les terpènoïdes, les stéroïdes, et certains phospholipides. Les lipides sont très abondants chez les algues. Une forte teneur en lipides des algues résulte en particulier d'une croissance en eaux froides dans des conditions déficitaires en azote.
La structure finement laminée commune à tous les schistes bitumineux suggère un dépôt par décantation dans un environnement calme, marquée par une succession d'événements saisonniers ou d'autres événements périodiques. La préservation de la lamination démontre aussi l'absence de bioturbation et de vie méso- à macrobenthique dans les sédiments. De telles conditions sont réunies dans un environnement physico-chimique confiné, sans brassage des eaux, où l'anoxie des fonds est renforcée par la décomposition précoce d'une fraction de la matière organique accumulée. La richesse en hydrogène des kérogènes résulte également du faible enfouissement dans le sous-sol géologique qu'ont subi ces composés et corrélativement de leur faible degré d'évolution thermique.
La mise en œuvre du procédé selon la présente invention ne nécessite pas de chauffage de la formation souterraine ciblée mais comprend la stimulation microbiologique in situ.
Le procédé de production de méthane peut être mis en œuvre dans un réacteur après excavation du substrat au niveau d'un affleurement, ou bien directement dans une mine ou dans un forage.
Le fait de cibler les schistes bitumineux ou les schistes noirs pour produire du méthane in situ présente plusieurs avantages. En effet, ces formations souterraines peuvent être peu profondes et par conséquent le forage et l'exploitation représentent un coût plus faible que la mise en œuvre de procédé d'extraction de méthane à partir de formations souterraines différentes ou plus profondes. De plus, les inventeurs ont mis en évidence que ces schistes, lorsqu'ils sont sélectionnés dans les couches peu profondes, par exemple de 0m à 1500m, de préférence de 0m à 1000m et mieux encore de 0m à 500m, contiennent une plus forte forte quantité de kérogène permettant d'obtenir des rendements de production de méthane après forçage métabolique particulièrement élevés.
Le procédé général selon l'invention repose sur la combinaison d'un procédé biotechnologique (1) à trois procédés industriels (2, 3 et 4) dans le cas d'une exploitation directe souterraine : 1) le forçage métabolique des microbes présents dans les roches-mères pour accélérer la dégradation du kérogène et sa transformation en méthane selon la réaction générale suivante :
(kérogène) C64Hi36 + 64 H20→ 15 C02 + 49 CH4 (méthane) + 34 H20
2) l'injection de fluides, de préférence sous pression, dans la roche-mère grâce à une unité d'injection,
3) le pompage des fluides ayant percolé au travers de la roche-mère grâce à une unité de pompage,
4) la séparation des gaz produits (C02 + CH4) afin de récupérer, d'une part, le méthane et le diriger vers un circuit de distribution et, d'autre part, le dioxyde de carbone pour éventuellement le réinjecter, via l'unité d'injection de fluides, au niveau des roche-mères à exploiter.
Ainsi, la présente invention concerne un procédé de production in situ de méthane tel que défini ci-dessus et comprenant les étapes suivantes :
1- l'injection de fluides, de préférence sous pression, dans une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels au travers desquels ces fluides percolent,
2- le forçage métabolique des microorganismes indigènes par lesdits fluides pour augmenter la dégradation desdits kérogènes et la production de méthane dans lesdits kérogènes,
3- le pompage des fluides ayant percolé au travers desdits kérogènes et contenant le méthane produit,
4- le recueil du méthane produit, de préférence au fur et à mesure de sa production,
5- la compression du méthane recueilli,
6- le stockage et/ou la distribution du méthane recueilli et comprimé.
En outre, le procédé selon l'invention peut avantageusement comprendre une étape de fracturation hydraulique des couches riches en kérogènes, la fracturation conduisant avantageusement à des fissures dans l'orientation horizontale ou sub-horizontale dans les couches superficielles, en particulier jusqu'à 500 mètres de profondeur (McLellan, P., Understanding and Modelling Hydraulic Fracturing at Shallow Depth. Petroleum Technology Alliance Canada Water Innovation Conférence, Calgary, 2006). Les méthodes de fracturation hydraulique sont connues de l'état de la technique et sont par exemple décrites dans WO 2004009956.
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L'injection de fluides peut se faire à partir d'une unité d'injection mobile ou fixe utilisant des pompes hydrauliques. Cette injection de fluides se fait de préférence sous pression et en particulier à une pression allant de 50 à 500 bars en fonction de la profondeur de la (les) couche(s) ciblées. On utilise de préférence une pression de 180 bars pour une cible située à 500 mètres de profondeur. L'injection de fluides peut participer ou non à la fracturation hydraulique des roches cibles. L'injection sous pression est optimisée pour favoriser une fracturation hydraulique de la ou les couches riches en kérogènes, une répartition homogène des fluides, un maintien de la fracturation ouverte ainsi engendrée peut être assuré par l'injection conjointe, ou ultérieure et répétée, d'agents de soutènement.
La ou les injections peuvent se faire suite à une étape préalable PI de forage dans le sous- sol géologique pour faire l'injection de fluides dans une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels, de préférence en kérogènes ayant un rapport H:C supérieur ou égal à 1. Ce forage se fait à une profondeur maximale d'environ entre 1500 m afin de cibler la formation géologique voulue à savoir une roche -mère, de préférence un schiste contenant des kérogènes ou au moins une couche géologique riche en kérogènes, par exemple, dans une profondeur située entre 0m et 1000m et mieux encore, entre 0m et 500m, par exemple entre 50m et 500m.
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L'injection de fluides via l'unité d'injection comprend au moins de l'eau, des nutriments pour microorganismes, de préférence pour microorganismes syntrophes et méthanogènes, au moins un adjuvant, et éventuellement du dioxyde de carbone, de préférence le dioxyde de carbone issu du recyclage, et, éventuellement de l'hydrogène.
Ces fluides vont percoler dans une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels et via ces fluides, les microorganismes contenus in situ sont alors stimulés ou forcés sur le plan métabolique. Avant cette injection de fluides, les microorganismes indigènes situés localement in situ peuvent être en dormance ou bioconvertir spontanément les matières organiques locales en méthane mais ceci à des rendements faibles et des cinétiques lentes par manque de nutriments et d'eau in situ. Les fluides injectés présentent alors un apport en eau, en nutriment, en adjuvant et/ou en C02, et/ou en H2, en quantité adaptée pour permettre aux microbes ou microorganismes présents dans les roches-mères ou dans au moins une couche visée riche en kérogènes d'accélérer la cinétique de dégradation du kérogène et sa transformation en méthane.
Grâce aux fluides injectés, la réaction de transformation de la matière organique fossile suivante est accélérée :
C64Hi36 + 64 H20→ 15 C02 + 49 CH4 + 34 H20 Cette réaction aboutit donc à la production de méthane (CH4) par les microorganismes méthanogènes mais également à une production de C02 principalement par les bactéries syntrophes. Le méthane produit par dégradation de la matière organique des kérogènes ainsi que le C02 engendré lors de cette dégradation vont percoler dans ladite (ou lesdites) couche(s) riche(s) en kérogènes.
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Les fluides percolant à travers la roche-mère fracturée, la ou les couches riches en kérogène, et contenant le C02 et le CH4 produits sont ensuite soutirés par des pompes hydrauliques jusqu'à la surface terrestre puis là ils sont séparés sur colonnes d'adsorption, ou encore par absorption dans une phase liquide, ou encore par lavage à l'eau, ou encore par cryocondensation, de préférence par filtration membranaire qui est une méthode simple et une technologie compacte et propre, ceci afin de récupérer :
1) une première phase constituée du méthane produit qui sera comprimé grâce à une unité de compression et orienté vers un circuit de distribution et éventuellement utilisé directement ou rapidement à proximité, et,
2) une deuxième phase constituée d'eau et de C02 résiduel qui pourra alors être réinjectée en sous-sol par recyclage avec les fluides injectés dans l'étape visant à stimuler les microorganismes indigènes. Cette deuxième phase pourra servir de fluide de fracturation hydraulique et de forage permettant d'augmenter la surface d'action des fluides vis-à-vis des microorganismes locaux et ainsi d'augmenter la capacité à stimuler la production de méthane.
Le soutirage peut être réalisé soit au niveau d'un puits de soutirage/pompage effectué à distance du puits d'injection, soit au niveau du puits d'injection par un fonctionnement alterné de la pompe hydraulique entre injection et soutirage.
Les unités d'injection, de pompage sont celles classiquement utilisées par les spécialistes du forage. Par ailleurs, les unités de séparation et de compression sont celles également utilisées de façon habituelles par les spécialistes de l'extraction de gaz. Plus spécifiquement, l'injection de fluides, et ainsi la fracturation hydraulique des couches cibles qu'elle provoque, peut être réalisée selon la méthode décrite dans le brevet WO 2004009956. La séparation du gaz méthane et du dioxyde de carbone peut être basée sur la méthode décrite dans le brevet EP 0110858, ou encore sur l'utilisation de membranes polymères, procédé proposé par MEDAL, société du groupe Air Liquide. La compression du gaz peut être réalisée par l'utilisation d'une station ou unité de compression de gaz (Pro2 Environnement), ou encore en utilisant un compresseur à vis lubrifiée par exemple un compresseur à vis lubrifiée de Air Liquide. Les fluides
Comme énoncé ci-dessus, la présente invention nécessite la stimulation de la croissance et de l'activité des microorganismes indigènes contenus dans les kérogènes naturels. Les fluides injectés vont représenter le milieu de culture des microorganismes indigènes pour la stimulation de la méthanogenèse in situ. La base minérale du milieu de culture utilisé pour stimuler la production naturelle de méthane par les populations indigènes est dérivée des milieux de culture pour les méthanogènes marins de la famille de Méthanosarcinales (Milieu 141 de la DSMZ, collection Allemande de Cultures Types de Microorganismes). Le milieu a été modifié pour :
1) refléter la différence de cible (eau douce vs. eau de mer; baisse de la concentration de NaCl),
2) contre-sélectionner les bactéries réductrices des sulfates et des nitrates dont l'activité est potentiellement antagoniste de la syntrophie, et donc par extension de la méthanogenèse (addition au moins de nitrites N02 ; de sulfites ; de molybdate M0O4 " ; d'oxydes ferriques Fe203),
3) apporter un complément de vitamines et de sels minéraux adaptés. Cette formulation est basée sur les formulations de Wolfe et sa composition est donnée dans les exemples ci- après.
Cette stimulation microbiologique s'opère par l'injection ciblée de fluides qui comprennent au moins de l'eau, des nutriments adaptés aux microorganismes visés pour accroître la production de méthane, au moins un adjuvant, et éventuellement du C02 et/ou de l'H2. L'eau est un élément essentiel à la croissance des microorganismes contenus dans la ou les couches riches en kérogènes qui sont fortement déshydratées. Cette étape d'apport d'eau est le premier volet de l'étape de forçage métabolique. Le choix des nutriments apportés permet de cibler les microorganismes que l'on souhaite stimuler et/ou inhiber. Ainsi, la composition des fluides injectés constitue le deuxième volet du forçage métabolique. La composition est ajustée pour apporter aux microorganismes présents dans la roche-mère, à savoir la ou les couches ciblées riches en kérogènes, les compléments alimentaires nécessaires, d'une part, pour stimuler la croissance et l'activité des microorganismes syntrophes et des microorganismes méthanogènes responsables de la dégradation méthanogénique des kérogènes, et d'autre part, pour limiter la multiplication des microorganismes sulfato-réducteurs, en particulier les bactéries sulfato-réductrices responsables de la production d'hydrogène sulfuré (H2S), inhibiteur des méthanogènes. La présente invention concerne des fluides, en particulier à injecter selon le procédé de la présente invention afin d'augmenter la production de méthane dans une ou plusieurs couches de kérogènes, lesdits fluides comprenant :
- de l'eau,
- des nutriments pour les microorganismes syntrophes et méthanogènes,
- au moins un adjuvant, de préférence à une concentration comprise entre 10~9 et 5 g/1 de fluides,
- éventuellement le C02, de préférence issu d'un recyclage, et
- éventuellement de l'hydrogène H2.
Parmi le ou les adjuvant(s) contenu(s) dans les fluides susmentionnés et en particulier injectés selon le procédé de la présente invention, on peut citer, de préférence, l'acide nitrilotriacétique, qui est un agent chélateur des métaux mis en solution et qui va stabiliser la solution des fluides injectés.
Dans les fluides, de préférence injectés selon le procédé, objet de la présente invention, la concentration en acide nitrilotriacétique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,015 g/1, Par ailleurs, la présente invention porte également sur la composition de nutriments constituant en partie les fluides mentionnés ci-dessus et en particulier à injecter selon le procédé de l'invention, ladite composition de nutriments comprenant :
- des oligoéléments,
- une solution vitaminique complète,
- des éléments traces organiques,
- des inhibiteurs de populations microbiologiques indigènes entrant en compétition avec les populations microbiologiques méthanogènes indigènes, de préférence des inhibiteurs des bactéries hétérotrophes, et plus particulièrement des bactéries dénitrifiantes et sulfato- réductrices indigènes,
- une source d'azote, de préférence NH4C1,
- une source de phosphate, de préférence K2HP04,
- une source d'ions acétate, de préférence de l'acétate de Na, CH3COONa,
- une source d'ions hydrogénocarbonate, de préférence NaHC03,
- une source de peptides, de préférence de la trypticase (dénommée également tryptone ou peptone de caséine). La présente invention concerne également un procédé de production de méthane tel que décrit ci-dessus et dans lequel lesdits nutriments apportés, lors de l'injection de fluides, comprennent :
- des oligoéléments,
- une solution vitaminique complète,
- des éléments traces organiques,
- des inhibiteurs de populations microbiologiques indigènes entrant en compétition avec les populations microbiologiques méthanogènes indigènes, de préférence des inhibiteurs des bactéries hétérotrophes, et plus préférentiellement des bactéries dénitrifiantes et sulfato- réductrices indigènes,
- une source d'azote, de préférence NH4C1,
- une source de phosphate, de préférence K2HP04,
- une source d'ions acétate, de préférence de l'acétate de Na, CH3COONa,
- une source d'ions hydrogénocarbonate, de préférence NaHC03,
- une source de peptides, de préférence de la trypticase (dénommée également tryptone ou peptone de caséine).
De plus, la présente invention concerne une composition d'oligoéléments constituant en partie la composition de nutriments telle que définie ci-dessus utilisés dans les fluides injectés et en particulier à injecter selon le procédé de la présente invention, et comprenant au moins :
- le bore, de préférence sous sa forme borate B03 ",
- le vanadium sous sa forme vanadate V04 ",
- le Cu, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Fe, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Mg, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Zn, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Ni, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Co, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Li, de préférence sous sa forme chlorure,
- le K, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Mn, de préférence sous sa forme chlorure,
- éventuellement le Na, de préférence sous leur forme chlorure Cl",
- l'aluminium sous sa forme aluminopotassique, A1KOH,
- le Ca, de préférence sous sa forme chlorure,
- éventuellement le Se, sous sa forme de sélénite de sodium (Na2Se 03). Dans une variante de réalisation, il pourra être ajouté du sélénium Se, sous sa forme de sélénite de sodium (Na2Se03) à une concentration comprise entre 0 et lOmM.
La solution vitaminique complète utilisée dans les fluides injectés, en particulier selon le procédé de l'invention, fait également partie de la présente invention et elle peut être dérivée des formulations de Wolfe. Elle comprend au moins l'acide thioctique (ou acide cc-lipoïque), la biotine, l'acide folique, la pyridoxine et/ou le chlorhydrate de pyridoxine, la thiamine avec ou sans HC1, la riboflavine, l'acide nicotinique, le pantothénate de calcium, l'acide p-aminobenzoïque, la cobalamine (ou vitamine I½) et éventuellement l'acide ascorbique.
Par ailleurs, les fluides injectés comprennent au moins des éléments traces organiques. Ces derniers sont des dérivés d'extraits de cellules de culture, de préférence de cellules de bactérie ou de levure, de préférence levure de boulangerie, de préférence extraits par extraction hydroalcoolique.
Ces éléments traces organiques correspondent à un complément en traces organiques permettant de fournir aux cultures un apport de molécules organiques vitales à l'état d'ultratraces.
Parmi les fluides injectés dans le procédé selon l'invention, figurent les inhibiteurs des populations microbiologiques indigènes entrant en compétition avec les populations microbiologiques méthanogènes indigènes. De préférence, on utilise des inhibiteurs des bactéries hétérotrophes, et plus particulièrement des bactéries dénitrifiantes indigènes, et/ou des bactéries sulfato-réductrices indigènes.
Ces inhibiteurs, objet de la présente invention, sont sélectionnés parmi les nitrites N02 ", les sulfites, le molybdate M0O4 ", les oxydes ferriques Fe203, et leurs mélanges.
Ils sont mis en œuvre dans le procédé objet de l'invention lors de l'injection des fluides dont ils font partie.
Les bactéries dénitrifïantes indigènes visées dans le procédé selon l'invention sont de préférence choisies dans la liste suivante :
Acidiphilium cryptum, Acidothermus cellulolyticus, Acidovorax citrulli, Aeropyrum pernix, Alcanivorax borkumensis, Alkalilimnicola ehrlichii, Alteromonas macleodii, Anaeromyxobacter dehalogenans, Aromatoleum aromaticum, Arthrobacter sp., Azorhizobium caulinodans, Bacillus amyloliquefaciens, Bacillus anthracis, Bacillus cereus, Bacillus clausii, Bacillus cytotoxicus, Bacillus licheniformis, Bacillus subtilis, Bacillus thuringiensis, Bacillus weihenstephanensis, Bordetella petrii, Brucella abortus, Brucella canis, Brucella melitensis, Brucella ovis, Brucella suis, Burkholderia ambifaria, Burkholderia mallei, Burkholderia multivorans, Burkholderia phymatum, Burkholderia pseudomallei, Burkholderia thailandensis, Burkholderia vietnamiensis, Candidatus vesicomyosocius, Caulobacter caulinodans, Chromobacterium violaceum, Chromohalobacter salexigens, Citrobacter koseri, Corynebacterium diphtheriae, Corynebacterium efficiens, Corynebacterium glutamicum, Corynebacterium glutamicum, Cronobacter sakazakii, Cupriavidus taiwanensis, Dechloromonas aromatica, Delftia acidovorans, Desulfitobacterium hafniense, Desulfobacterium autotrophicum, Diaphorobacter sp., Enterobacter sp, Escherichia coli, Escherichia fergusonii, Geobacillus thermodenitrificans, Geobacter lovleyi, Geobacter metallireducens, salmonella typhi, Hahella chejuensis, Haloarcula marismortui, Halorubrum lacusprofundi, Herminiimonas arsenicoxydans, Hyphomonas neptunium, Klebsiella pneumoniae, Klebsiella pneumoniae, Lactobacillus fermentum, Lactobacillus plantarum, Lactobacillus reuteri, Macrococcus caseolyticus, Maricaulis maris, Marinobacter aquaeolei, Methylibium petroleiphilum, Methylobacterium nodulans, Methylobacterium radiotolerans, Methylobacterium sp., Methylocella silvestris, Mycobacterium avium, Mycobacterium bovis, Mycobacterium gilvum, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium tuberculosis, Mycobacterium vanbaalenii, Nitrobacter hamburgensis, Nitrobacter winogradskyi, Nocardia farcinica, Ochrobactrum anthropi, Oligotropha carboxidovorans, Paracoccus denitrificans, Pectobacterium atrosepticum, Phenylobacterium zucineum, Polaromonas naphthalenivorans, Populus trichocarpa, Propionibacterium acnés, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas stutzeri, Psychrobacter arcticus, Pyrobaculum aerophilum, Pyrobaculum arsenaticum, Pyrobaculum calidifontis, Ralstonia eutropha, Ralstonia eutropha, Ralstonia metallidurans, Ralstonia pickettii, Ralstonia solanacearum, Rhodococcus opacus, Rhodoferax ferrireducens, Roseobacter denitrificans, Rubrobacter xylanophilus dsm 9941, Saccharopolyspora erythraea nrrl 2338, Salinispora arenicola cns-205, Salinispora tropica cnb-440, Salmonella enterica, Serratia proteamaculans, Shewanella halifaxensis, Shewanella sediminis, Shewanella woodyi, Shigella boydii, Shigella dysenteriae, Shigella flexneri, Shigella sonnei, Staphylococcus carnosus, Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus haemolyticus, Stenotrophomonas maltophilia, Stenotrophomonas maltophilia, Streptomyces coelicolor, Sulfolobus islandicus, Sulfolobus islandicus, Thiobacillus denitrificans.
Les microorganismes (bactéries et archées) sulfato-réducteurs indigènes visés dans le procédé selon l'invention sont de préférence choisis dans la liste suivante : - Bactéries : Algorimarina butyrica, Desulfatibacillum aliphaticivorans, Desulfatibacillum alkenivorans, Desulfatiferula olefinivorans, Desulfatirhabdium butyrativorans, Desulfobacter curvatus, Desulfobacter halotolerans, Desulfobacter hydrogenophilus, Desulfobacter latus, Desulfobacter postgatei, Desulfobacter psychrotolerans, Desulfobacter vibrioformis, Desulfobacterium aniline, Desulfobacterium autotrophicum, Desulfobacterium corrodens, Desulfobacterium indolicum, Desulfobacterium vacuolatum, Desulfobacterium zeppelinii, Desulfococcus niacini, Desulfobacula phenolica, Desulfobacula toluolica, Desulfobotulus sapovorans, Desulfocella halophila, Desulfococcus biacutus, Desulfococcus multivorans, Desulfococcus oleovorans, Desulfoluna spongiiphila, Desulfofaba fastidiosa, Desulfofaba gelida, Desulfofaba hansenii, Desulfofrigus fragile, Desulfofrigus oceanense, Desulfoluna butyratoxydans, Desulfonema ishimotonii, Desulfonema limicola, Desulfonema magnum, Desulforegula conservatrix, Desulfosalina propionicus, Desulfosarcina cetonica, Desulfosarcina ovata, Desulfospira joergensenii, Desulfotignum balticum, Desulfotignum phosphitoxidans, Desulfotignum toluenicum, Desulfobulbus elongates, Desulfobulbus japonicus, Desulfobulbus marinus, Desulfobulbus mediterraneus, Desulfobulbus propionicus, Desulfobulbus rhabdoformis, Desulfocapsa sulfexigens, Desulfocapsa thiozymogenes, Desulfofustis glycolicus, Desulfopila aestuarii, Desulforhopalus singaporensis, Desulforhopalus vacuolatus, Desulfotalea arctica, Desulfotalea psychrophila, Desulfurivibrio alkaliphilus, Desulfobacterium catecholicum, Nitrospina gracilis, Desulfohalobium retbaense, Desulfohalobium utahense, Desulfonatronospira délicate, Desulfonatronospira thiodismutans, Desulfonatronovibrio hydrogenovorans, Desulfonauticus autotrophicus, Desulfonauticus submarinus, Desulfothermus naphthae, Desulfothermus okinawensis, Desulfovermiculus halophilus, uncultured Desulfohalobiaceae bacterium, Desulfomicrobium apsheronum, Desulfomicrobium baculatum, Desulfomicrobium escambiense, Desulfomicrobium hypogeium, Desulfomicrobium macestii, Desulfomicrobium norvegicum, Desulfomicrobium orale, Desulfomicrobium thermophilum, Desulfonatronum cooperativum, Desulfonatronum lacustre, Desulfonatronum thiodismutans, Bilophila wadsworthia, Desulfocurvus vexinensis, Desulfomonas oviles, Desulfovibrio acrylicus, Desulfovibrio aerotolerans, Desulfovibrio aespoeensis, Desulfovibrio africanus, Desulfovibrio alaskensis, Desulfovibrio alcoholovorans, Desulfovibrio alkalitolerans, Desulfovibrio aminophilus, Desulfovibrio arcticus, Desulfovibrio bastinii, Desulfovibrio bizertensis, Desulfovibrio brasiliensis, Desulfovibrio burkinensis, Desulfovibrio caledoniensis, Desulfovibrio capillatus, Desulfovibrio carbinolicus, Desulfovibrio carbinoliphilus, Desulfovibrio cavernae, Desulfovibrio cuneatus, Desulfovibrio dechloracetivorans, Desulfovibrio desulfuricans, Desulfovibrio fairfieldensis, Desulfovibrio ferrireducens, Desulfovibrio ferrophilus, Desulfovibrio frigidus, Desulfovibrio fructosovorans, Desulfovibrio gabonensis, Desulfovibrio giganteus, Desulfovibrio gigas, Desulfovibrio gracilis, Desulfovibrio halophilus, Desulfovibrio hydrothermalis, Desulfovibrio idahonensis, Desulfovibrio indonesiensis, Desulfovibrio inopinatus, Desulfovibrio intestinalis, Desulfovibrio litoralis, Desulfovibrio longreachensis, Desulfovibrio longus, Desulfovibrio magneticus, Desulfovibrio marinisediminis, Desulfovibrio marinus, Desulfovibrio marrakechensis, Desulfovibrio mexicanus, Desulfovibrio multispirans, Desulfovibrio oliviopondense, Desulfovibrio oryzae, Desulfovibrio oxamicus, Desulfovibrio oxyclinae, Desulfovibrio paquesii, Desulfovibrio piger, Desulfovibrio portus, Desulfovibrio profundus, Desulfovibrio psychrotolerans, Desulfovibrio putealis, Desulfovibrio salexigens, Desulfovibrio senezii, Desulfovibrio simplex, Desulfovibrio singaporenus, Desulfovibrio sulfodismutans, Desulfovibrio termitidis, Desulfovibrio tunisiensis, Desulfovibrio vietnamensis, Desulfovibrio vulgaris, Desulfovibrio zosterae, Lawsonia intracellularis, Desulfobacca acetoxidans, Desulfomonile limimaris, Desulfomonile tiedjei, Smithella propionica, Syntrophus aciditrophicus, Syntrophus buswellii, Syntrophus gentianae, Desulfacinum hydrothermale, Desulfacinum infernum, Desulfacinum subterraneum, Desulfatimicrobium mahresensis, Desulfoglaeba alkanexedens, Desulforhabdus amnigena, Desulfovirga adipica, Syntrophobacter fumaroxidans, Syntrophobacter pfennigii, Syntrophobacter sulfatireducens, Syntrophobacter wolinii, Thermodesulforhabdus norvegica, Thermodesulfovibrio aggregans, Thermodesulfovibrio hydrogeniphilus, Thermodesulfovibrio islandicus, Thermodesulfovibrio thiophilus, Thermodesulfovibrio yellowstonii, Candidatus Desulforudis, Cryptanaerobacter phenolicus, Dehalobacter restrictus, Desulfitobacterium chlororespirans, Desulfitobacterium dehalogenans, Desulfitobacterium dichloroeliminans, Desulfitobacterium hafniense, Desulfitobacterium hafniense DCB-2, Desulfitobacterium hafniense DSM 13498, Desulfitobacterium hafniense Y51, Desulfitobacterium metallireducens, Desulfonispora thiosulfatigenes, Desulfosporosinus auripigmenti, Desulfosporosinus hippei, Desulfosporosinus lacus, Desulfosporosinus meridiei, Desulfosporosinus orientis, Desulfosporosinus youngii, Desulfotomaculum acetoxidans, Desulfotomaculum aeronauticum, Desulfotomaculum alcoholivorax, Desulfotomaculum alkaliphilum, Desulfotomaculum arcticum, Desulfotomaculum australicum, Desulfotomaculum carboxydivorans, Desulfotomaculum geothermicum, Desulfotomaculum gibsoniae, Desulfotomaculum halophilum, Desulfotomaculum hydrothermale, Desulfotomaculum indicum, Desulfotomaculum kuznetsovii, Desulfotomaculum luciae, Desulfotomaculum nigrificans, Desulfotomaculum putei, Desulfotomaculum reducens, Desulfotomaculum ruminis, Desulfotomaculum salinum, Desulfotomaculum sapomandens, Desulfotomaculum solfataricum, Desulfotomaculum thermoacetoxidans, Desulfotomaculum thermobenzoicum, Desulfotomaculum thermocisternum, Desulfotomaculum thermosapovorans, Desulfotomaculum thermo subterraneum, Desulfurispora thermophila, Pelotomaculum isophthalicicum, Pelotomaculum propionicicum, Pelotomaculum schinkii, Pelotomaculum terephthalicicum, Pelotomaculum thermopropionicum, Pelotomaculum thermopropionicum SI, Pelotomaculum sp. FP, Peptococcus niger, Sporotomaculum hydroxybenzoicum, Sporotomaculum syntrophicum, Syntrophobotulus glycolicus, Thermincola carboxydiphila, Thermincola ferriacetica, Desulfuromonas acetexigens, Desulfuromonas acetoxidans, Desulfuromonas alkaliphilus, Desulfuromonas chloroethenica, Desulfuromonas michiganensis, Desulfuromonas palmitatis, Desulfuromonas svalbardensis, Desulfuromonas thiophila, Desulfuromusa bakii, Desulfuromusa ferrireducens, Desulfuromusa kysingii, Desulfuromusa succinoxidans, Geoalkalibacter ferrihydriticus, Geoalkalibacter subterraneus, Geopsychrobacter electrodiphilus, Geothermobacter ehrlichii, Malonomonas rubra, Pelobacter acetylenicus, Pelobacter acidigallici, Pelobacter carbinolicus, Pelobacter masseliensis, Pelobacter propionicus, Pelobacter seleniigenes, Pelobacter venetianus ; - Archées : Archaeoglobus fulgidus, Archaeoglobus infectus, Archaeoglobus lithotrophicus, Archaeoglobus profundus, Archaeoglobus veneficus.
Parmi les fluides selon la présente invention et en particulier injectés selon le procédé de l'invention, on trouve au moins une source d'azote. De préférence, on utilise le NH4C1, le NH4HCO3, le (NH4)2C03, le NH4Br, le NH4-acétate, le NH4Br, le NH4-citrate, ou tout autre ammonium associé à un élément de même nature, ou un mélange de ceux-ci.
Parmi les fluides selon la présente invention et en particulier injectés selon le procédé de l'invention, on trouve au moins une source de phosphate. De préférence, on utilise le K2HP04, KH2P04, Na2HP04, NaH2P04 ou tout autre phosphate associé à un autre élément de la même manière, ou un mélange de ceux-ci.
Parmi les fluides selon la présente invention et en particulier injectés selon le procédé de l'invention, on trouve au moins une source d'ions acétate. De préférence, on utilise l'acétate de Na, l'acétate de potassium, l'acétate d'ammonium, ou tout autre acétate associé à un élément de même nature, ou un mélange de ceux-ci.
Parmi les fluides selon la présente invention et en particulier injectés selon le procédé de l'invention, on trouve au moins une source d'ions hydrogénocarbonate. De préférence, on utilise le NaHC03, le KHC03 ou tout autre ion HC03 " associé à un autre élément de la même manière, ou un mélange de ceux-ci.
Parmi les fluides selon la présente invention et en particulier injectés selon le procédé de l'invention, on trouve au moins une source de peptides. De préférence, on utilise de la trypticase (dénommée également tryptone ou peptone de caséine), casamino acids , SoyCase®, ou tout autre hydrolysat de protéine, ou un mélange de ceux-ci.
Dans une variante de réalisation du procédé, il peut être souhaitable d'ajouter une source de carbone minéral, telle que du C02 pour favoriser la croissance des archées méthanogènes.
Dans une variante de réalisation, lorsque les milieux de culture utilisés contiennent de l'oxygène, il est souhaitable d'ajouter de la cystéine-HCl et du Na2S.
Eventuellement, on peut ajouter également au milieu de culture un colorant tel que la Résazurine, indicateur d'oxydo-réduction.
D'autres constituants peuvent facultativement être ajoutés aux fluides injectés tels que décrits ci-dessus. Il pourrait s'agir par exemple de l'hydrogène, de silts quartzeux comme agent de soutènement.
Il est à noter que les fluides injectés dans la matière organique fossile ne contiennent pas de source de carbone en quantité significative hormis l'éventuel C02, ainsi la seule source de carbone permettant la transformation et la production de méthane provient de la roche cible, à savoir une roche riche en kérogène.
La concentration utilisable de C02 dans les fluides selon l'invention peut être comprise entre 0 et 10 % v/v en solution.
La concentration utilisable d'H2 dans les fluides selon l'invention peut être comprise entre 0 et 10 % v/v en solution.
La nature des composés formant les fluides injectés est importante mais leur concentration respective joue également un rôle majeur. Ainsi, la composition de nutriments constituant en partie lesdits fluides, de préférence à injecter selon le procédé de l'invention, est caractérisée en ce que :
a. la concentration en NaCl est comprise entre 0 et 35 g/1, de préférence à 1 g par litre, b. la concentration en nitrite (NaN02) est comprise entre 2 et lOmM, de préférence à 5 mM,
c. la concentration en sulfite (Na2S03) est comprise entre 2 et lOmM, de préférence à 5 mM, d. la concentration en molybdate (Na2Mo04) est comprise entre 2 et lOmM, de préférence à 3 mM,
e. la concentration en oxyde ferrique (Fe203) est comprise entre 2 et lOmM, de préférence à 5mM,
f. la concentration en chlorure de Potassium (KO) est comprise entre 10~9 et 10g/l, de préférence à 0,335 g/1,
g. la concentration en chlorure de Magnésium (MgCl2) est comprise entre 10~9 et 35g/l, de préférence à 3,45 g/1,
h. la concentration en chlorure de Manganèse (MnCl2) est comprise entre 10~9 et 35 g/1, de préférence à 4 g/1,
i. la concentration en chlorure d'Ammonium (NH4C1) est comprise entre 10"9 et 15g/l, de préférence à 0,25 g/1,
j. la concentration en chlorure de Calcium (CaCl2) est comprise entre 10"9 et 35g/l, de préférence à 0,14 g/1,
k. la concentration en Phosphate de Potassium (Κ2ΗΡ04) est comprise entre 10"9 et 12g/l, de préférence à 0,14 g/1,
1. la concentration en chlorure de fer (FeCl3) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 2 mg/1,
m. la concentration en acétate de sodium est comprise entre 10"9 et 150g/l, de préférence à 1 g/1,
n. la concentration en extrait de levure est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 2 g/1,
o. la concentration en Trypticase est comprise entre 10"9 et 50g/l, de préférence à 2 g/1, p. la concentration en hydrogénocarbonate de sodium (NaHC03) est comprise entre 10"9 et 50g/l, de préférence à 5 g/1,
q. la concentration en chlorure de cobalt (CoCl2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 1 mg/1,
r. la concentration en chlorure de nickel (NiCl2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 1 mg/1,
s. la concentration en chlorure de zinc (ZnCl2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 1 mg/1,
t. la concentration en chlorure de cuivre (CuCl2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1,
u. la concentration en vanadate de sodium (Na2V03) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1,
v. la concentration en aluminium potassique (A1K(0H)2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1, w. la concentration en acide borique (H3BO3) est comprise entre 10~9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1,
x. la concentration en chlorure de Lithium (LiCl) est comprise entre 10~9 et 5 g/1, de préférence à 0,01 mg/1,
y. la concentration en biotine est comprise entre 10~9 et 5 g/1, de préférence à 0,02 mg/1,
z. la concentration en acide folique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,02 mg/1,
aa. la concentration en Pyridoxine ou en chlorhydrate de pyridoxine est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1,
bb. la concentration en Thiamine ou en Thiamine-HCl est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
ce. la concentration en Riboflavine est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à
0,05 mg/1,
dd. la concentration en Acide Nicotinique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
ee. la concentration en Penthoténate de Calcium est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
ff la concentration en Vitamine B12 est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,001 mg/1,
gg. la concentration en Acide p-Aminobenzoïque est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
hh. la concentration en Acide Thioctique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à
0,05 mg/1,
ii. la concentration en Acide Ascorbique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
jj. la concentration éventuelle en Cystéine-HCl est comprise entre 10"9 et 50g/l, de préférence à 0,5 g/1,
kk. la concentration éventuelle en Na2S est comprise entre 10"9 et 50g/l, de préférence à 0,5 g/1.
Les i LC^organismes.
Comme évoqué largement ci-dessus, le procédé de production de méthane selon l'invention est basé en partie sur la stimulation des microorganismes indigènes localisés naturellement dans la ou les couches riches en kérogènes ciblées.
Ces microorganismes indigènes comprennent au moins des bactéries et des archées.
De préférence, les microorganismes indigènes mis en œuvre dans le procédé selon l'invention constituent un consortium actif de bactéries syntrophes et d'archées méthanogènes. Plus préférentiellement, les archées indigènes stimulées sont de la famille des Crenarchaeota.
Les bactéries syntrophes mises en œuvre dans le procédé ou le dispositif selon l'invention seront de préférence choisies parmi les bactéries suivantes :
Syntrophus buswellii, Syntrophus massiliense, Syntrophus gentianae, Acetobacterium bakii, Acetobacterium dehalogenans, Acetobacter acetigenum, Acetobacter acetosum, Acetobacter cerevisiae, Acetobacter cibinongensis, Acetobacter estunensis, Acetobacter indonesiensis, Acetobacter kuetzingianus, Acetobacter lovaniensis, Acetobacter malorum, Acetobacter melanogenus, Acetobacter orientalis, Acetobacter orleanensis, Acetobacter oxydans, Acetobacter pomorum, Acetobacter syzygii, Acetobacter tropicalis, Acetobacterium bakii, Acetobacterium carbinolicum, Acetobacterium fimetarium, Acetobacterium malicum, Acetobacterium paludosum, Acetobacterium tundrae, Acetobacterium wieringae, Acetobacter fabarum, Acetobacter senegalensis, Acetobacter ghanensis, Acetobacter rancens, Acetobacter suboxydans, Acetobacterium woodii, Acetobacter peroxydans, Acetobacter pasteurianus, Acetobacter aurantium, Acetobacter aurantius, Acetobacter xylinum, Acetobacter xylinus, Acetobacter intermedius, Acetobacter liquefaciens, Acetobacter oboediens, Acetobacter aceti, Acetobacter diazotrophicus, Acetobacter europaeus, Acetobacter hansenii, Acetobacter methanolicus, Desulfobacca acetoxidans, Desulfomonile limimaris, Desulfomonile tiedjei, Smithella propionica, Syntrophus aciditrophicus, Syntrophus buswellii, Syntrophus gentianae, Desulfacinum hydrothermale, Desulfacinum infernum, Desulfacinum subterraneum, Desulfatimicrobium mahresensis, Desulfoglaeba alkanexedens, Desulforhabdus amnigena, Desulfovirga adipica, Syntrophobacter fumaroxidans, Syntrophobacter pfennigii, Syntrophobacter sulfatireducens, Syntrophobacter wolinii, Thermodesulforhabdus norvegica, Syntrophomonas bryantii, Syntrophomonas cellicola, Syntrophomonas curvata, Syntrophomonas erecta, Syntrophomonas palmitatica, Syntrophomonas sapovorans, Syntrophomonas sporosyntrophas, Syntrophomonas wolfei, Syntrophomonas zehnderi, Syntripsa flavichela, Syntripsa matannensis, Acetobacter calcoaceticus, Acetobacter cerevisiae, Acetobacter cibinongensis, Acetobacter estunensis, Acetobacter fabarum, Acetobacter ghanensis, Acetobacter indonesiensis, Acetobacter lovaniensis, Acetobacter malorum, Acetobacter nitrogenifigens, Acetobacter oeni, Acetobacter orientalis, Acetobacter orleanensis, Acetobacter pasteurianus, Acetobacter peroxydans, Acetobacter pomorum, Acetobacter senegalensis, Acetobacter aceti, Acetobacter syzygii, Acetobacter tropicalis, Acetobacterium bakii, Acetobacterium carbinolicum, Acetobacterium carbinolicum subsp. Kysingense, Acetobacterium dehalogenans, Acetobacterium fimetarium, Acetobacterium malicum, Acetobacterium paludosum, Acetobacterium psammolithicum, Acetobacterium submarinus, Acetobacterium tundrae, Acetobacterium wieringae, Acetobacterium woodii. Les archées méthanogènes mises en œuvre dans le procédé ou le dispositif selon l'invention seront de préférence choisies parmi les suivantes :
Methanocorpusculum aggregans, Methanocorpusculum bavaricum, Methanocorpusculum labreanum, Methanocorpusculum parvum, Methanocorpusculum sinense, Methanoculleus bourgensis, Methanoculleus chikugoensis, Methanoculleus marisnigri, Methanoculleus palmolei, Methanoculleus receptaculi, Methanoculleus submarinus, Methanoculleus thermophilus, Methanofollis aquaemaris, Methanofollis ethanolicus, Methanofollis formosanus, Methanofollis liminatans, Methanofollis tationis, Methanogenium boonei, Methanogenium cariaci, Methanogenium frigidum, Methanogenium marinum, Methanogenium organophilum, Methanolacinia paynteri, Methanomicrobium mobile, Methanoplanus endosymbiosus, Methanoplanus limicola, Methanoplanus petrolearius, Methanosaeta concilii, Methanosaeta harundinacea, Methanosaeta thermophila, Methanimicrococcus blatticola, Methanococcoides alaskense, Methanococcoides burtonii, Methanococcoides methylutens, Methanohalobium evestigatum, Methanohalophilus euhalobius, Methanohalophilus halophilus, Methanohalophilus mahii, Methanohalophilus portucalensis, Methanolobus bombayensis, Methanolobus oregonensis, Methanolobus profundi, Methanolobus psychrophilus, Methanolobus taylorii, Methanolobus tindarius, Methanolobus vulcani, Methanolobus zinderi, Methanomethylovorans hollandica, Methanomethylovorans thermophila, Methanomethylovorans victoriae, Methanosalsum zhilinae, Methanosarcina acetivorans, Methanosarcina baltica, Methanosarcina barkeri, Methanosarcina lacustris, Methanosarcina mazei, Methanosarcina semesiae, Methanosarcina siciliae, Methanosarcina thermophila, Methanosarcina vacuolata, Methermicoccus shengliensis.
L'un des avantages majeurs de la présente invention vient du fait qu'aucun consortium n'est ajouté ou injecté dans la ou les couches riches en kérogènes ciblées. Ainsi, aucune modification de la nature des microorganismes indigènes n'est effectuée. Ceci afin de ne pas « polluer » les roches-mères mais également dans un souci de facilité de mise en œuvre du procédé et de réduction des coûts. D'autre part, l'utilisation des consortia indigènes évite tous les problèmes liés à l'utilisation de consortia introduits, tels que les difficultés d'implantation, la dégénérescence des consortia introduits au court du temps et les problèmes de faible efficacité et de baisse d'efficacité induits. Par ailleurs, un autre avantage indéniable de la présente invention vient du fait que le procédé de production de méthane selon l'invention offre un rendement en méthane produit très intéressant et ce avec une nette augmentation de la rapidité de conversion des kérogènes riches en hydrogène et thermiquement immatures en méthane par rapport à l'art antérieur. En effet, le taux de production de méthane selon le procédé de l'invention est nettement supérieur aux taux de production obtenus, bien évidemment, avec des processus naturels mais également supérieur aux taux de production décrits dans l'art antérieur avec des méthodes différentes et/ou des cibles géologiques différentes. On peut particulièrement noter que les productions de méthane dans les différentes conditions expérimentales de Jin et al. (WO 2007022122) sont extrêmement faibles, avec au mieux un rendement de quelques milligrammes de méthane (CH4) par kilogramme de substrat rocheux, soit quelques parties par million, soit quelques 1/10000 de % (en pourcentage pondéral). La mise en œuvre du procédé selon la présente invention permet une conversion rapide et importante en méthane d'une masse de kérogènes riches en hydrogène et thermiquement immatures et offre ainsi un taux de conversion avantageusement de l'ordre de 25% après quelque dizaine de jours d'incubation après injection des fluides, par exemple 80 jours.
Phase préalable P0 d'exploration et de prospection
Pour la mise en œuvre du procédé selon l'invention, il peut être nécessaire de mettre en œuvre une phase préalable P0 d'exploration et de prospection, de préférence par carottage(s), pour sélectionner une ou des couches à fort potentiel gazier, de préférence riches en kérogènes dans un site géologique donné.
Cette exploration et prospection est effectuée par forage(s), carottage(s), et /ou mesure(s) diagraphique(s) de puits. Le forage et le carottage peuvent être réalisés à l'aide de fluides, à conditions que ces fluides ne soient rien d'autres que de l'eau afin de ne pas fausser les résultats ultérieurs de bioconversion. Le carottage concerne les couches cibles riches en kérogènes et leurs épontes à des profondeurs situées entre 20 et 1500m dans le sous-sol géologique. En complément et postérieurement au carottage, des mesures diagraphiques peuvent être acquises au niveau des couches cibles riches en kérogènes et de leurs épontes, de préférences des mesures in situ de résistivité haute résolution (e.g. outil HRALS de Schlumberger) et de spectrométrie de rayonnement gamma (e .g. outil NGS de Schlumberger). Dans une variante de réalisation de l'invention, la phase P0 d'exploration et de prospection comprend :
- l'identification qualitative et/ou quantitative des microorganismes indigènes, contenus dans lesdits kérogènes du(des) carottage(s) par des méthodes de biologie moléculaire, telles que la réaction de polymérisation en chaîne (PCR), le clonage et le séquençage,
- et si des microorganismes méthanogènes sont identifiés dans lesdits kérogènes susvisés du(des) carottage(s), le suivi de la production de méthane par lesdits microorganismes indigènes identifiés préalablement dans les kérogènes du(des) carottage(s), ledit suivi comprenant :
• la mesure de la production du méthane dans les kérogènes cibles du(des) carottage(s) après injection des fluides comprenant de l'eau, des nutriments, d'au moins un adjuvant et éventuellement du C02 et/ou de l'hydrogène H2, la composition desdits fluides étant telle que définie précédemment,
• la comparaison de la concentration de méthane avec des prélèvements témoins,
• la quantification prédictive de la production in situ de méthane pour la(les) couche(s) géologique(s) étudiées.
Les roches obtenues par carottages sont mises en culture afin de réaliser des expériences de bioconversion des roches-mères et d'observer la capacité des roches prélevées à produire du méthane. Les cultures sont réalisées grâce à un milieu de culture correspondant au milieu de culture tel que défini ci-dessus et comportant au moins de l'eau, des nutriments pour les microorganismes syntrophes et méthanogènes, au moins un adjuvant et éventuellement du C02 et/ou de l'H2. Les nutriments utilisés correspondent à ceux décrits ci-dessus, à savoir des oligoéléments, une solution vitaminique complète, des éléments traces organiques et des inhibiteurs de populations microbiologiques indigènes entrant en compétition avec les populations microbiologiques méthanogènes indigènes. Chacun de ces constituants étant eux-mêmes tels que définis précédemment. Les échantillons de roches prélevées par carottage ont été mis en culture à température constante comprise entre 5°C et 45°C, de préférence à environ 25°C, une température qui correspond à un enfouissement moyen d'environ 500m et à la profondeur de la cible envisagée. Les résultats préliminaires obtenus montrent que la surface de contact entre la solution aqueuse injectée dans la facturation et les hydrocarbures contenus dans la ou les roches ciblées est un des éléments clés pour une bonne dégradation des hydrocarbures. En conséquence, afin d'augmenter la surface de contact entre le fluide injecté ou solution aqueuse injectée, les échantillons de roches-mères prélevées par carottage sont de préférence broyés finement (taille 50μιη), de préférence sous atmosphère anoxique afin d'éviter un choc oxique aux populations microbiennes autochtones, avant d'être ajoutés comme seule source de carbone et d'énergie aux milieux de culture susmentionnés. L'identification qualitative et/ou quantitative des microorganismes indigènes (populations bactériennes et archéennes) des roches riches en kérogène prélevées par carottage et testées est suivie par des techniques de biologie moléculaire, comme la réaction de polymérisation en chaîne (PCR), le clonage et le séquençage. On choisit de préférence la technique de PCR/clonage/séquençage d'un gène permettant de réaliser une identification des microorganismes. On choisit de préférence le gène ribosomal 16S, un gène de référence pour la réalisation d'identification moléculaire de toutes les formes de vie sur terre, après extraction de l'ADN total des cultures de roches toutes les deux semaines.
A - Identification qualitative des populations cibles (archées et bactéries) par PCR/clonage/séquençage.
L'identification qualitative des microorganismes ou populations indigènes se fait par la procédure suivante :
1 ) Extraction. des_ atid_es_ nucléiques _ (ADN) _à _partir_ de. la _matrjçe _minéralei _la_ roche prélevée _arj:_arottage(s et_testé_e
L'extraction de l'ADN total d'une roche est réalisée d'après Porteous L.A., Seidler R.J. and Watrud L.S. (1997) « An improved method for purifying DNA firom soil for polymerase chain reaction amplification and molecular ecology applications ". Mol Ecol 6: 787-791.
Figure imgf000032_0001
Pour un positionnement taxonomique (identification) des différentes populations, on choisira de préférence le gène le plus couramment utilisé qui est le gène codant pour la petite sous-unité du ribosome ou ARNr 16S. Les séquences d'amorçage utilisées permettent d'amplifier de manière spécifique ou non spécifique un groupe particulier de microorganisme, comme par exemple les méthanogènes. (cf tableau 1 ci-dessous)
Les séquences des amorces utilisées afin d'identifier les populations microbiologiques contenues dans les échantillons prélevés sont données dans le tableau récapitulatif 1 ci- dessous.
Méthode utilisée
couple d'amorce clonage/ qPCR Electrophorèse séquençage pour quantifier en gradient de pour les densité (DGGE) identifier les microorganismes pour suivre les microorgades échantillons microorganismes nismes des cibles des échantillons échantillons gène 16S :
Cible : populations bactériennes totales
Séquence des amorces oui oui oui pA (5'-AGAGTlTOATCCTGGCTCAG-3')
pH (5'-AAGGAGGTGATCCAGCCGCA-3 ')
gène 16S :
Cible : populations archéennes totales
Séquence des amorces oui oui oui pH (5'-AAGGAGGTGATCCAGCCGCA-3 ')
M910R (5'-GCTCCCCCGCCAATTC-3')
gène 16S :
oui oui oui
Cible : populations méthanogènes Séquence des amorces
M344F (5 '- ACGGGGCGC AGC AGGCGCG A-3 ')
M910 (5'-GCTCCCCCGCCAATTC-3')
gène mer A
Cible : populations méthanogènes actives possible
Séquence des amorces mais non oui oui McrAF (5'-ACGGGTTGGCCAGGCGCGA-3') privilégiée
McrAR (5'-GCTCCCGGCTACCDATTC-3')
Tableau 1
Le tableau 1 ci-dessus donne par exemple des couples d'amorces et leur domaine d'utilisation pour le suivi, la quantification et l'identification des populations microbiennes dans les roches-mères riches en matière organique fossile, de préférence riches en kérogènes.
Les conditions d'amplification par PCR seront adaptées aux microorganismes testés. Ainsi pour l'amplification de l'ADN de l'ARNr 16S des populations de microorganismes présents dans les roches testées riches en kérogènes, on utilisera de préférence les conditions suivantes :
Figure imgf000033_0002
Tableau 2
D'autres gènes peuvent aussi être utilisés pour une identification spécifique des groupes fonctionnels des différentes populations des échantillons. Dans le cas des méthanogènes, de préférence on utilise le gène mcrK, qui code pour une enzyme conservée au sein des différentes méthanogènes, et essentielle pour la méthanogenèse.
3) ÇJonage jle_s_s_éin en_ces_am ecteur_de propagation_aj3j3ropri_é
Le vecteur de propagation approprié peut être par exemple un vecteur de clonage/séquençage pour la bactérie E. coli. On choisit de préférence des vecteurs adaptés pour le clonage de produits de PCR tels que pGEM-T® ou pGEM-T easy®
4)
Figure imgf000033_0001
Cette détermination se fait par des méthodes classiques largement connues de l'homme du métier comme par exemple par la méthode Sanger ou les méthodes de séquençage de nouvelle génération (454 ou Solexa). On choisit de préférence la méthode de Sanger.
La méthode par clonage 3) suivie du séquençage 4) des gènes amplifiés par PCR (étape 2) est une méthode qualitative permettant de connaître de manière précise et robuste les groupes taxonomiques et les espèces microbiennes présentes ou non dans les échantillons testés. Elle permet donc de déterminer quelle espèce de méthanogène est présente dans la roche testée, ce qui est important pour connaître le potentiel de conversion de la matière organique en méthane. Cette méthode est cependant assez lourde et longue à mettre en œuvre. Elle n'est donc pas adaptée pour le suivi de colonisation de sites, de roches-mères ou de cultures. Pour le suivi, d'autres méthodes basées sur une analyse plus superficielle des ADN amplifiés sont utilisées et seront détaillées plus bas (DGGE et PCR-RFLP).
5)
Figure imgf000034_0001
çontrejes bases de_données_ existantes _du même_gè_ne_ cible iARNr_l_6S_ oujnçrA)
Cette identification se fait grâce aux bases de données de gènes d'ARNrl6S alignées disponibles auprès de différents instituts, tels que le Ribosomal Database Project (RDP, http://rdp.cme.msu.edu/, Michigan State University), ou dans des programmes spécifiques de taxonomie, tels que le programme Arb (http://www.arb-home.de/, Université technique de Munich, Allemagne). On utilise de préférence une identification par la fonction de classification du RDP.
B - Identification quantitative des populations cibles (archées et bactéries) par qPCR.
L'identification quantitative des populations indigènes d'intérêt se fait par une procédure dérivée de la précédente :
1 ) Extraçti n_ des_ atid_es_ nucléiques _ (ADN) _à _partir_ de_ la _matrjçe _minéralei _la_ roche prélevée _arj:_arottage(s et_testé_e
Cette extraction est identique à celle exposée pour l'identification qualitative des populations cibles.
Figure imgf000034_0002
Les séquences d'amorçage utilisées possèdent un marqueur fluorescent qui permet à tout moment lors de la réaction d'amplification de l'ADN par PCR de mesurer la fluorescence présente, d'en déduire la quantité d'ADN amplifié à partir de la cible, et par comparaison avec des témoins, d'établir la concentration de la cible dans l'échantillon amplifié. Les séquences d'amorces sont données dans le tableau 1 ci-dessus.
Comme marqueur fluorescent, on peut utiliser les fluorochromes classiques de la biologie moléculaire tels que cy3, cy5, rhodamine, fluorescéine, etc. ou un marquage radioactif au
32 P. De préférence, on utilisera un marquage à la rhodamine. On peut alternativement utiliser un marquage externe de l'ADN lors de la réalisation de la quantification des ADN par qPCR, avec des agents intercalant de l'ADN, tels que le Bromure d'éthidium (BET), le SYBR Green®, le SYBR Gold®, de préférence des agents non cytotoxiques, non carcinogènes, tels que le SYBR Green®. Les témoins utilisés sont constitués d'une gamme des suspensions de cellules de bactéries ou d'archées méthanogènes en culture pure, dénombrées par cytométrie en flux et en concentration connue, sur une gamme couvrant les concentrations cellulaires attendues dans les échantillons, de préférence on utilisera Methanosarcina mazei souche DSM 7222 comme témoin pour les archées et Pseudomonas fluorescens souch 15344 comme témoin pour les bactéries.
La méthode d'identification quantitative de deux groupes bactériens présentent un intérêt primordial: la quantification des populations bactériennes totales permet d'avoir une estimation totale de la capacité du milieu à supporter la croissance des bactéries, et donc la dégradation des kérogènes; et la quantification des populations méthanogènes totales permet d'avoir une estimation du ratio méthanogènes/bactéries.
De préférence, cette méthode d'identification quantitative est complétée par une estimation de la concentration de trois groupes microbiens :
- les microorganismes possédant le gène mcrA, et donc réalisant effectivement la méthanogenèse dans la culture, pour confirmer l'estimation de la proportion de méthanogènes basée sur le gène ARNr 16S, de préférence on utilisera Methanosarcina mazei souche DSM 7222 comme témoin ;
- les microorganismes réducteurs des sulfates et des nitrates, dont les activités sont antagonistes de la méthanogenèse, de préférence on utilisera Geobacter hydrogénophilus souche DSM 13691 comme témoin.
Les séquences utilisées pour chaque groupe sont données ci-dessus dans le tableau récapitulatif 1.
Un suivi quantitatif peut être avantageusement effectué dans la phase préalable P0 d'exploration et de prospection selon l'invention. Ce suivi quantitatif peut se faire par qPCR et il est essentiel pour déterminer les concentrations des différentes populations cibles dans l'échantillon testé. Cette méthode est cependant assez lourde et coûteuse à mettre en œuvre. Elle n'est donc pas adaptée pour le suivi de colonisation de sites, de roches-mères ou de cultures. Pour ce suivi quantitatif, d'autres méthodes basées sur une analyse plus superficielle des ADN amplifiés sont utilisées et détaillées ci-dessous (DGGE et PCR-RFLP).
Dans une variante de réalisation, il est avantageux d'effectuer un suivi des populations cibles (archées et bactéries) par électrophorèse en gradient de densité (DGGE).
Cette quantification des populations indigènes d'intérêt se fait par une procédure dérivée de la méthode d'identification quantitative précédente et se déroule comme suit :
1 ) Extraction. des_ açid_es_ nucléiques _ (ADN) _à _partir_ de_ la .matrice _minéralei _la_ roche prélevée j?_ar j:_arottage(s_)_et _testée
Cette extraction est identique à celle exposée ci-dessus pour l'identification qualitative des populations cibles.
Figure imgf000036_0001
Les séquences d'amorces sont données dans le tableau 1 ci-dessus. Cette amplification de fait de la même façon que décrite précédemment dans l'identification qualitative (A) ou quantitative (B) des populations cibles.
3) _^ép_aratipn_des_ ADN amplifiés _e_n fonction jie Ja _taille et _d_e_ lejar_çorr^ _sition_en bases azot_ées j3_ar_éleçtroph rèse_ en j^adient_de densité iPjGGE)
L' électrophorèse se fait dans des conditions standard, à savoir en gel d'agarose 0,8% dans un gradient de SDS de 0 à 10% pour un voltage compris entre 40 et 150V.
Cette séparation par gradient de concentration d'agent dénaturant permet de séparer physiquement et ainsi de distinguer, dans un mélange de molécules d'ADN amplifié par PCR, dont les tailles et par conséquent les mobilités électrophorétiques sont très proches, les molécules dont les séquences nucléiques diffèrent.
4) Analyse des J rpfîls e.mi ratiqn d sjragments dADN
Cette analyse se fait automatiquement à l'aide des outils logiciels appropriés tels que le logiciel DCode® de Biorad™.
5 ) Identijïç tion _des_ Jragments _de_ _gènes_ ampjifiés _par_ c mp araison _avec _d_e_s_ témoins d'identité connus De préférence, l'identification des bandes est réalisée par reconstruction de la proximité cladistique entre les différents profils, la création d'arbres de proximité par la méthode du neighbour-joining, et par le test de la stabilité des arbres obtenus par un test de bootstrap. Grâce à cette méthode de suivi et en particulier grâce à l'identification des fragments de gènes amplifiés, il est possible de déterminer de façon semi quantitative la présence de chaque fragment d'ADN individualisé sur le gel d'électrophorèse et ce parmi un pool d'amplifîât de départ. Par conséquent, si il existe une corrélation directe entre ce pool d' amplifiât et les populations microbiennes dans les roches-mères/cultures, il est possible alors de donner une estimation de la proportion relative des groupes d'intérêt dans les échantillons prélevés et testés.
De plus, cette méthode de suivi semi-quantitatif des populations cibles dans l'échantillon testé permet de déterminer si la proportion d'un groupe d'intérêt donné varie, de manière relative, au cours du temps ou en fonction des traitements. Ceci permet d'autant plus d'optimiser la composition des fluides injectés in situ afin de cibler au mieux en fonction du temps les besoins des populations cibles. En revanche, cette méthode de DGGE ne donne pas une identification très précise des différents groupes microbiens. Il est nécessaire de lui adjoindre une autre méthode de suivi, tel que le suivi par clonage/séquençage.
C - Suivi de la production de méthane par les populations cibles
Si des microorganismes méthanogènes ont été identifiés dans les roches riches en matières organiques, de préférence à fort potentiel gazier, telles que les roches riches en kérogènes issus des carottage(s), il est alors intéressant d'effectuer un suivi de la production de méthane par ces dits microorganismes identifiés.
Le suivi de la production de méthane peut être effectué par les techniques adéquates telles que la chromato graphie. De préférence, on choisit la chromatographie en phase gaz (GC-
FID) après séparation sur une colonne. Dans cette méthode de quantification du méthane par chromatographie en phase gaz, la production de méthane par les microorganismes indigènes est mesurée par quantification directe du méthane présent dans les ciels de culture par la méthode suivante :
1) une quantité fixée de ciel, par exemple 50μ1, est prélevée de manière régulière, de préférence bihebdomadaire dans chaque échantillon testé, de préférence dans des fioles d ' expérimentation, 2) la fraction de ciel est injectée dans un chromatographe à phase gaz, de préférence un chromato graphe Agilent 7820,
3) la fraction de ciel est séparée par chromatographie sur une colonne ad hoc, telle qu'une colonne capillaire, de préférence une colonne poraplot Q® (Varian, Inc, USA),
4) le méthane est détecté par un détecteur ad hoc, tel qu'un détecteur à induction de flamme (FID) ou un détecteur de conductivité thermique (TCD), de préférence un détecteur à induction de flamme FID,
5) la concentration de méthane dans les ciels est quantifiée par comparaison avec des témoins de méthane de concentrations connues. Ces témoins sont préparés à partir d'un gaz pur témoin commercial (Alphagaz®) afin de couvrir la gamme de concentration attendue lors du procédé (0 à 25%, v/v),
6) la présence d'impuretés, tels que d'autres gaz tels que des alcanes en C2 (éthane) ou C3 (propane), des alcools en Cl (méthanol), C2 (éthanol) et C3 (propanol) peut être détectée de manière concomitante avec le même détecteur qu'à l'étape 4) ci-dessus, de préférence un détecteur à induction de flamme FID. Cette étape de détection des impuretés est réalisée systématiquement.
Une quantification prédictive de la production in situ de méthane est alors estimée. Celle-ci repose sur l'utilisation de marqueurs pétrologiques (qualité et quantité de la matière organique fossile, taille et composition des couches géologiques), de marqueurs biologiques (identification et quantification des populations cibles) et des estimations de vitesse de conversion de la matière organique fossile par les consortia indigènes. De cette quantification prédictive découlera la prise de décision de la mise en œuvre ou non in situ, sur les sites géologiques appropriés, du procédé de production de méthane selon la présente invention. Il est à noter que cette phase préalable P0 d'exploration et de prospection sert uniquement à déterminer s'il est intéressant ou non de poursuivre in situ et de prédire le potentiel de production de méthane d'un site donné. Il est clair que cette phase ne sert nullement à sélectionner des bactéries prélevées in situ pour ensuite les réinjecter via une unité d'injection dans une ou des couches riches en kéro gènes en vue d'augmenter la production de méthane à partir desdits kérogènes.
DESCRIPTION DES FIGURES
La figure 1 est un diagramme montrant les quantités d'hydrocarbures libres (gaz et huile) mesurées par pyrolyse Rock Eval® à Y Institut Français du Pétrole Energies Nouvelles dans des échantillons de roches prélevées entre 0 et 2500 m de profondeur pour des gisements de schistes noirs. La figure 2 est une représentation schématique du procédé selon l'invention.
Sur cette figure 2, on observe que les fluides injectés (eau, nutriments, adjuvant(s) et/ou C02 et/ou H2) sont injectés par un puits d'injection L, via une unité d'injection A, à deux profondeurs de roche-mère I (roches riches en kérogènes). Après percolation et dégradation des kérogènes in situ, les fluides ayant percolés au travers des roches (eau, C02, CH4) dont le méthane produit sont soutirés, extraits par pompage au travers d'un puits de soutirage M et sont recueillis via une station de pompage C puis séparés dans l'unité de séparation B. Le méthane produit et recueilli est alors comprimé et stocké et/ou acheminé vers le circuit de distribution D. L'eau et le C02 sont orientés vers la station d'injection A où ils pourront être réutilisés lors d'une nouvelle injection de fluides. Les roches traversées par les puits d'injection L et de soutirage M sur la figure 2 sont une nappe phréatique E, des argilites F et K, des grès G, du calcaire H, des roches-mères I et des évaporites J. La réaction qui se produit lors de la dégradation du kérogène est la suivante :
C64Hi36 + 64 H20→15 C02 + 49 CH4 + 34 H20
La figure 3 est une représentation schématique des structures types des molécules présentes dans les roches riches en matière organique fossile non maturées thermiquement, ledit schiste bitumineux.
Ainsi, dans le schiste bitumineux, on trouve :
80% de kérogène de type I qui correspond à un assemblage de chaînes aliphatiques et de composés polycycliques tels que la structure type le montre en A de la figure 3, et 20% de bitume B composé lui-même de 73% de résines dont les structures types sont représentées en Bl de la figure 3, 22% d'hydrocarbures saturés dont les structures types sont représentées en B2 de la figure 3 et 5% d'hydrocarbures aromatiques dont les structures types sont représentées en B3 de la figure 3.
La figure 4 est une représentation de la production de méthane (en μg) obtenue dans différents échantillons mis en cultures (pour 4g de roche prélevée).
Ainsi, sur la figure 4 :
- l'échantillon A correspond au milieu de culture seul (voir ci-dessous composition du milieu de culture),
- l'échantillon B correspond au milieu de culture avec 4g de poudre de Schistes carton du Toarcien (commune d'Entrange, 57), préalablement stérilisée par chauffage à l'autoclave,
- l'échantillon C correspond à de l'eau distillée stérile avec 4g de poudre de Schistes carton du Toarcien, - l'échantillon El correspond au milieu de culture (cf. ci-dessous composition du milieu de culture) avec 4g de poudre de Schistes carton du Toarcien, niveau 1, prélevé à 12m de profondeur,
- l'échantillon E2 correspond au milieu de culture (cf. ci-dessous composition du milieu de culture) avec 4g de poudre de Schistes carton du Toarcien, niveau 2, prélevé à 8m de profondeur,
- l'échantillon F correspond au milieu de culture (cf. ci-dessous composition du milieu de culture) avec 4g de poudre de schistes bitumineux du bassin de l'Aumance (03), niveau 1, prélevé à 4,5m de profondeur.
On observe donc qu'une production de méthane est obtenue dans les échantillons C, El, E2 et F, c'est-à-dire dans les échantillons ayant du Schiste carton du Toarcien dont les microorganismes sont encore vivants. On observe de plus que dans les échantillons El, E2 et F, la production de méthane est nettement plus importante que la production de l'échantillon C, traduisant un rendement très élevé. Ceci est du à la combinaison du milieu de culture utilisé, objet de l'invention, et la variabilité des cibles géologiques choisies.
L'invention va maintenant être illustrée par les exemples suivants. EXEMPLES
Exemple 1 - Etude de distribution des gaz et huiles biogéniques en fonction de la profondeur des roches
Le diagramme présenté à la figure 1 montre les quantités d'hydrocarbures libres dans les échantillons d'une même couche en fonction de sa profondeur d'enfouissement (diagramme réalisé à partir des données de mesures par pyrolyse Roch Eval® effectuées à Y Institut Français du Pétrole Energies Nouvelles . Le diagramme révèle que les gaz et huiles présents entre 0 et 1300/1400m sont essentiellement d'origine microbiologique. Au- delà de 1500m de profondeur, les gaz et huiles sont d'origine thermogénique
Exemple 2 - Prélèvement in situ (exploration et prospection)
Des prélèvements dans les schistes bitumineux permiens du bassin de l'Aumance sur la commune de Franchesse (Allier) ont été réalisés. Plusieurs kilogrammes de roche prélevés entre 50 cm et lm50 de profondeur ont été récupérés par carottage dans des conditions d'asepsie les meilleures possibles, conservés en conditions anoxiques dans des fioles anaérobies jusqu'à leur mise en culture en laboratoire dans des milieux adaptés à la culture des archées méthanogènes. Une deuxième série de prélèvement par forage à 15m a été réalisée dans les formations de Schistes cartons toarciens du bassin parisien (commune d'Entrange, Moselle) et de nouveau dans les schistes bitumineux du bassin de l'Aumance. Le cœur de la carotte est prélevé. Une fraction de cet échantillon, environ lg, est utilisée pour une analyse chimique exhaustive de la matière organique présente. Une deuxième fraction, de 4g environ, est broyée en conditions anoxiques afin de limiter la mortalité des organismes anaérobies et principalement les méthanogènes qui sont hypersensibles à l'oxygène, et mise en culture pour stimuler les populations de méthanogènes. Les expériences de bioconversion des roches-mères ont été réalisées, à température constante de 25°C, dans des microcosmes de 55ml contenant chacun 4g de roche mère pour 20ml de milieu de culture dont la composition est donné ci-après (cf. composition des milieux de culture) avec un volume de ciel d'environ 40ml. Le ciel est composé d'un mélange d'azote et de dioxyde de carbone en proportions 80:20.
Les cultures sont incubées à la température in situ de la roche mère ciblée (500m, 25°C) pendant une période de 4 mois.
La détection et l'identification des méthanogènes et de la cohorte des syntrophes est réalisée à trois dates : à l'inoculation, après 3 semaines d'incubation et après 7 semaines d'incubation. Exemple 3 - Identification qualitative des microorganismes des échantillons prélevés.
L'identification des populations indigènes se fait par la procédure suivante :
1 ) Extraçti n_ des_ açi_d_es_ nucléiques _ (ADN) _à _partir_ de_ la jmatriçe _minérale_ ou_ roche prélevée jw_c_arottage
Pour 0,05 g de sol, on ajoute 95,3 μΐ de tampon de lyse (1% SDS, Tris HCL (pH=8) 0,1M, Na2EDTA (pH=8) 0,1M et NaCl 0,1M) et 7,5 μΐ de Guanidine isothiocyanate 5M. On agite au vortex 5 min, puis on incube 3 min à 60°C. On répète cette étape d'agitation et d'incubation puis on incube lh à 68°C. On agite au vortex 1 min. Une centrifugation à 13000g pendant 15 min est effectuée. Le surnageant (environ 90 μΐ) est récolté dans un tube de 1,5 ml auquel on ajoute 11,25 μΐ d'Acétate de Potassium 5M et 37,5 μΐ de Polyéthylène Glycol 8000 à 40% (PEG). On effectue une précipitation à -20°C au moins lh. On laisse décongeler à température ambiante. On centrifuge à 13000g pendant 15 min et on laisse décanter et on garde le culot.
Figure imgf000041_0001
Les séquences d'amorçage du gène ARNr 16S sont utilisées et sont décrites dans le tableau 1 ci-dessus. Les méthodes de PCR classiques sont utilisées et sont décrite dans le tableau 2 ci-dessus. Elles permettent ainsi d'amplifier de manière spécifique ou non spécifique un groupe particulier de microorganisme, comme par exemple les méthanogènes. Ont été utilisées les couples d'amorces permettant l'amplification des populations bactériennes totales (pA, pH), des populations archéennes totales (pH, M910R) et des populations de méthanogènes (M344F, M910R) (cf. tableau 1 ci-dessus).
3) ÇJonage jie_s_sjkr^^ vecteur_de propagatjon_aj3j3jopri_é
Les produits de PCR sont purifiés sur colonne d'affinité (Qiaprep, Qiagen, Allemagne) selon le protocole du fournisseur. La concentration des produits de PCR purifiés est estimée par électrophorèse sur gel d'agarose 1% après migration à 100V en présence d'une échelle de poids moléculaire permettant de réaliser cette quantification, telle que l'échelle lkb-ladder® de Fermentas (Lettonie). Les produits de PCR purifiés sont ensuite clonés dans le vecteur pGEM-T easy® (Promega France) selon les instructions du fabricant.
Figure imgf000042_0001
Les fragments d'ADN clonés sont amplifiés par les bactéries hôtes (E. colï) par culture en milieu Gibco® LBroth (Invitrogen, France), purifiés par chromatographie sur colonne d'affinité à l'aide du QIAquick PCR Purification Kit de Qiagen (Allemagne) en suivant les recommandations du fabricant, et utilisés comme cibles pour le séquençage par la méthode de Sanger telle que décrite dans (Maniatis, A laboratory Manual, 1989), sur un séquenceur automatique de type ABI 3730 ou équivalent.
5)
Figure imgf000042_0002
contre _les bases de_données_exi_stantesjlu
Les séquences d'ADN obtenues ont été envoyées au serveur du Ribosomal Database Project pour identification, en utilisant la fonction "Classifier" afin d'obtenir la position taxonomique.
6) L'éy lut_ion_ _ des _ _populati_ons_ _ baçtérien.nes_ _ _et _ _ archéennes a _ _été_ _ suivie par clonage/séquençage du gène de TARN ribosomal 16S après extraction de l'ADN total des cultures toute les deux semaines. La production de méthane en fin de cycle a été faite par chromatographie en phase gaz (GC-FID) après séparation sur une colonne PoraPlot Q (Varian, Inc) en utilisant une température de four variable de 40 à 200°C et une rampe en température de 10°C/mn, une pression d'injection de 10 PSI, une température de détecteur de 300°C, une vitesse de gaz porteur, de préférence l'He, de 30ml/mn, et un flux d'hydrogène de 30ml pour un flux d'air de 300ml pour la flamme du détecteur.
Exemple 4 - Quantification des populations cibles (archées et bactéries) par qPCR 1 ) E traçti n_ des_ açid_es_ nucléiques _ (ADN) _à _rjartir_ de_ la .matrice _minéralei _la_ roche prélevée j?_ar j:_arottage(s et_testé_e
Cette extraction est identique à celle exposée dans l'exemple 2.
Figure imgf000043_0001
Pour une meilleure quantification il est conseillé de refroidir le rotor à -20 °C avant de procéder à la qPCR.
Préparer le mélange qPCR sur glace .
En cas d'utilisation d'un couple d'amorces non marquées :
H20 2,6μ1
Amorces (10 μΜ chaque) 0,4μ1
cDNA 2μ1
2 x Qiagen QuantiTect SYBR Premix 2μ1
En cas d'utilisation d'un couple d'amorces marquées avec le fluorochrome cy2 :
H20 2,6μ1
Amorces (10 μΜ chaque) 0,4μ1
cDNA 2μ1
2 x Roche FastStartplus DNA Master Premix 2μ1
Il convient de protéger le mélange de la lumière jusqu'à utilisation.
Il s'agit ici des deux amorces nécessaires à l'amplification, par exemple pA et pH si l'on souhaite amplifier le gène ribosomique 16S de toutes les bactéries. Il convient d'utiliser une concentration identique de chacune des 2 amorces.
Pour chaque échantillon, utiliser 8μ1 du mélange PCR et 2μ1 de la cible à analyser dans les capillaires d'électrophorèse ad hoc pour la machine de PCR en temps réel.
Les PCR sont réalisées sous le paramétrage suivant :
Dénaturation initiale 95°C, 10s
Cyclage:
Dénaturation 95°C, 5s
Hybridation/Extension 60°C, 20s
Lecture de l'absorbance (à 560 nm) Un ensemble de témoins sont utilisés pour la quantification : Un témoin sans ADN; une gamme de concentration d'une cible connue (gène 16S ou gène mcrA), d'une souche connue (Methanosarcina mazei souche DSM 7222 pour les archées, et Pseudomonas fluorecens souche 15344 pour les bactéries), de concentrations connues et couvrant les concentrations attendues pour les échantillons à analyser. Typiquement la gamme recouvre
10 3
de 1(T à 1(T cibles par millilitre.
Exemple 5 - Suivi de la production de méthane (chromatographie en phase gaz) Le suivi de la production de méthane des échantillons prélevés selon l'exemple 1 et testés selon les exemples 2 et/ou 3 est effectué par la technique de chromatographie en phase gaz (GC-FID) après séparation sur une colonne. Dans cette méthode de quantification du méthane par chromatographie en phase gaz, la production de méthane par les microorganismes indigènes est mesurée par quantification directe du méthane présent dans les ciels de culture par la méthode suivante :
1) 50μ1 de ciel est prélevée de manière bihebdomadaire dans chaque échantillon testé dans des fioles d'expérimentation,
2) la fraction de ciel est injectée dans un chromatographe à phase gaz Agilent 7820 équipé d'un injecteur split/splitless et de deux détecteurs en série (TCD/FID),
3) la fraction de ciel est séparée par chromatographie sur une colonne Chrompak Poraplot Q column (e.g. 0.32 mm i.d. x 25 m),
4) le méthane est détecté avec un temps de rétention d'environ lmn50sec dans cette configuration par un détecteur à induction de flamme (FID),
5) la concentration de méthane dans les ciels est quantifiée par comparaison avec des témoins de méthane de concentrations connues. Ces témoins sont obtenus par dilution successive d'une source de gaz méthane pure (Alphagaz®) dans l'azote pur (Alphagaz®) afin de couvrir la zone de concentration adaptée (0 à 25% méthane dans l'azote, v/v),
6) la présence d'impuretés, qui apparaissent sur le spectre avec un temps d'élution supérieur au méthane (lmn50sec) est testée de manière concomitante avec le même détecteur (FID) en réalisant des séparations longues (17mn) qui excèdent largement les temps de rétention des contaminations principales attendues (Trpropane ~ 8mn).
Exemple 6 - Procédé de production de méthane selon l'invention Sur le site du bassin stéphano-permien du Bas-Dauphiné (i.e. plaine de l'Est lyonnais), 75 000 1 de fluides tels que définis ci-dessous (cf. composition des milieux de culture) auxquels ont été ajoutés 5% de C02, et 5% (v/v) de silts quartzeux comme agent de soutènement ont été injectés initialement grâce à une pompe hydraulique de type Udor GK, à la pression minimale de 180 bars au fond d'un puits, entre packer (système annulaire gonflable permettant d'obturer et d'étanchéifïer le conduit du puits), par un forage subhorizontal en profondeur au sein d'une couche riche en kérogène d'une épaisseur de 9m et située à 500m de profondeur. Après cette injection initiale, un flux stationnaire de fluides tels que définis ci-dessus vers la couche riche en kérogènes est assuré, à une pression de 180 bars. Ce flux correspond aux quantités de fluides conjointement extraits. Après 25 jours, les fluides ayant percolé au travers des roches riches en kérogènes ciblées commencent à être soutirés/pompés par une unité de pompage hydraulique de type Udor GK localisée en tête d'un puits secondaire de récupération situé en amont-pendage du puits d'injection, à une distance linéaire en surface de 500 mètres pour créer un flux continu de fluides au travers de la couche riche en kérogènes (voir figure 2).
De ces fluides pompés, le C02 et le méthane sont séparés par filtration membranaire (selon le procédé proposé par MED AL, société du groupe Air Liquide) dans l'unité de séparation. Le méthane produit est comprimé par une unité de compression de gaz (Pro2 Environnement), ou encore en utilisant un compresseur à vis lubrifiée par exemple un compresseur à vis lubrifiée de Air Liquide, à une pression située entre 25 et 80 bars et orienté vers le réseau de transport.
La phase issue de l'unité de séparation contenant le C02 résiduel est alors réorientée vers l'unité d'injection et sera réutilisée lors d'une nouvelle injection de fluides telle que mentionnée ci-dessus.
Composition des milieux de culture
Milieu de croissance CP141 "base" pour la stimulation de la croissance des méthanogènes
Milieu basé sur le « Methanogenium Médium DSMZ 141, mais la concentration en NaCl est de préférence de lg/l au lieu de 18g/l et les solutions « éléments trace» et « solution vitaminique» ont été remplacées par les solutions « minérales » et « vitamines de Wolfe » détaillées ci-dessous.
KC1 0,335 g
MnCl2 x 6 H20 4,000 g
MgCl2 x 6H20 3,450 g
NH4C1 0,250 g
CaCl2 x 2 H20 0,140 g
K2HP04 0,140 g
NaCl 1,000 g
Fe(NH4)2(S04)2 x 7H20 2,000 mg Na-acetate 1,000 g
Extrait de levure (Difco) 2,000 g
Trypticase (BBL) 2,000 g
Résazurine 1,000 mg (1ml de solution stock 0.1%)
NaHC03 5,000 g (à rajouter en dernier)
Eau distillée (qsp) 1000,000 ml
Milieu à préparer en conditions anaérobies (sous atmosphère H2+C02). Ajuster le pH à 7 avec HCl. Milieu à autoclaver à 121°c pendant 20 minutes. Et Au dernier (30 minutes avant « utilisation » du milieu on rajoute :
Solution minérale de Wolfe modifiée 10 ml (voir ci-après)
Solution vitaminique de Wolfe modifiée 10 ml (voir ci-après)
NaN02 5 mM (solution stock à 100X)
Na2S03 5 mM (solution stock à 100X)
Na2M04 . 2H20 3 mM (solution stock à 100X)
Fe203 5 mM (solution stock à 100X)
Cysteine-HCl x H20 0,500 g (solution stock à 100X)
Na2S x 9 H20 0,500 g (solution stock à 5%)
Solution minérale de Wolfe modifiée:
Disponible à partir de ATCC en tant que liquide stérile prêt à l'emploi (Trace Minerai Supplément, catalog no. MD-TMS.)
Acide Nitrilotriacétique 1,5 g
MgCl2 . 6H20 3,0 g
MnCl2 . xH20 0,5 g
NaCl 1,0 g
FeCl3 0,1 g
CoCl2 . 6H20 0,1 g
CaCl2 0,1 g
NiCl2 0,1 g
ZnCl2 0,1 g
CuCl2 . 10H2O 0,01 g
NaV03 0,01 g
AlK(OH)2 0,01 g
H3B03 0,01 g Na2Mo04 . 2H20 0,01 g
LiCl 0,01 g
Eau distillée (qsp) 1,0 L
Ajouter de l'acide nitrilotriacétique à environ 500 ml d'eau et ajuster au pH 6.5 avec du KOH pour dissoudre le composé. Amener au volume d'1,0 L avec l 'eau restante et ajouter les composés restants un à un.
Solution vitaminique de Wolfe modifiée :
Disponible à partir de ATCC en tant que liquide stérile prêt à l'emploi (Vitamin
Supplément, catalog no. MD-VS).
Biotine 2,0 mg
Acide Folique 2,0 mg
Chlorhydrate de Pyridoxine 10,0 mg
Thiamine . HC1 5,0 mg
Riboflavine 5,0 mg
Acide Nicotinique 5,0 mg
Calcium D-(+)-pantothenate 5,0 mg
Vitamine B12 0,1 mg
Acide p-Aminobenzoique 5,0 mg
Acide Thioctique 5,0 mg
Acide ascorbique 5,0 mg
Eau distillée (qsp) 1,0 L
Stériliser par filtration.

Claims

REVENDICATIONS
1- Procédé de production in situ de gaz méthane caractérisé en ce que :
- on choisit une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels, de préférence en kérogènes ayant un rapport H:C supérieur ou égal à 1, dans le sous-sol géologique superficiel allant de 0 m jusqu'à 1500 m de profondeur, de préférence de 0m jusqu'à 1000m, plus préférentiellement encore de 0m jusqu'à 500 m,
- on stimule la croissance et l'activité des microorganismes indigènes contenus naturellement et localement dans lesdits kérogènes naturels pour augmenter la dégradation desdits kérogènes et la production de méthane dans lesdits kérogènes,
- on extrait le méthane produit, de préférence au fur et à mesure de sa production.
2- Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes :
1- l'injection de fluides, de préférence sous pression, dans une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels au travers desquels ces fluides percolent,
2- le forçage métabolique des microorganismes indigènes par lesdits fluides pour augmenter la dégradation desdits kérogènes et la production de méthane dans lesdits kérogènes,
3- le pompage des fluides ayant percolé au travers desdits kérogènes et contenant le méthane produit,
4- le recueil du méthane, de préférence au fur et à mesure de sa production,
5- la compression du méthane recueilli,
6- le stockage et/ou la distribution du méthane recueilli et comprimé. 3- Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce qu'il comprend une étape préalable de fracturation hydraulique du sous-sol géologique dans une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels, de préférence en kérogènes ayant un rapport H:C supérieur ou égal à 1.
4- Procédé selon la revendication 3, caractérisé en ce qu'il comprend une étape préalable de forage du sous-géologique pour faire l'injection de fluides dans une ou plusieurs couches riches en kérogènes naturels, de préférence en kérogènes ayant un rapport H:C supérieur ou égal à 1.
5- Procédé selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisé en ce qu'il ne comprend pas de chauffage des fluides d'injection. 6- Procédé selon l'une des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que les microorganismes indigènes comprennent au moins des bactéries, des archées, de préférence un consortium actif de bactéries syntrophes et d'archées méthanogènes. 7- Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce les fluides à injecter pour augmenter la production de méthane dans une ou plusieurs couches de kérogènes, comprennent :
- de l'eau,
- des nutriments pour les microorganismes syntrophes et méthanogènes,
- au moins un adjuvant, de préférence à une concentration comprise entre 10~9 et 5 g/1 de fluides,
- éventuellement le C02, de préférence issu d'un recyclage, et
- éventuellement de l'hydrogène H2.
8- Procédé selon la revendication 7, caractérisé en ce que les fluides à injecter pour augmenter la production de méthane dans une ou plusieurs couches de kérogènes, ne comprennent pas de C02, ni d'H2.
9- Procédé selon les revendications 7 ou 8, caractérisé en ce que les fluides comprennent en outre :
- des oligoéléments,
- une solution vitaminique complète,
- des éléments traces organiques, de préférence tels que définis dans la revendication 4,
- des inhibiteurs de populations microbiologiques indigènes entrant en compétition avec les populations microbiologiques méthanogènes indigènes, de préférence des inhibiteurs des bactéries hétérotrophes, et plus particulièrement des bactéries dénitrifiantes et sulfato- réductrices indigènes, de préférence tels que définis dans la revendication 11 ,
- une source d'azote, de préférence NH4C1,
- une source de phosphate, de préférence K2HP04,
- une source d'ions acétate, de préférence de l'acétate de Na, CH3COONa,
- une source d'ions hydrogénocarbonate, de préférence NaHC03,
- une source de peptides, de préférence de la trypticase (dénommée également tryptone ou peptone de caséine).
10- Procédé selon l'une des revendications 7 à 9, caractérisé en ce que les fluides comprennent en outre une composition d'oligoéléments comprenant au moins :
- le bore, de préférence sous sa forme borate B03 ",
- le vanadium sous sa forme vanadateV04 ",
- le Cu, de préférence sous sa forme chlorure, - le Fe, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Mg, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Zn, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Ni, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Co, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Li, de préférence sous sa forme chlorure,
- le K, de préférence sous sa forme chlorure,
- le Mn, de préférence sous sa forme chlorure,
- éventuellement le Na, de préférence sous leur forme chlorure,
- l'aluminium sous sa forme aluminopotassique, A1K(0H)2,
- le Ca, de préférence sous sa forme chlorure,
- éventuellement le Se, sous sa forme de sélénite de sodium (Na2Se 03).
11- Procédé selon l'une des revendications 7 à 10, caractérisé en ce que les fluides comprennent en outre une composition vitaminique comprenant au moins :
- l'acide thioctique (ou acide cc-lipoïque),
- la biotine,
- l'acide folique,
- la pyridoxine et/ou le chorhydrate de pyridoxine,
- la thiamine avec ou sans HC1,
- la riboflavine,
- l'acide nicotinique,
- le pantothénate de calcium,
- l'acide p-aminobenzoïque,
- la cobalamine, et
- éventuellement l'acide ascorbique.
12- Procédé selon la revendication 7 à 11, caractérisé en ce que les fluides comprennent en outre une composition d'inhibiteurs des populations microbiologiques indigènes entrant en compétition avec les populations microbiologiques méthanogènes indigènes, et
2- comprenant des nitrites N02 ", des sulfites, du molybdate M0O4 ", des oxydes ferriques Fe2C"3, ou leurs mélanges.
13- Procédé selon la revendication 7 à 12, caractérisé en ce que les fluides comprennent en outre une composition de nutriments dans laquelle :
a. la concentration en NaCl est comprise entre 0 et 35 g/1, de préférence à 1 g par litre, b. la concentration en nitrite (NaN02) est comprise entre 2 et 10 mM, de préférence à 5 mM, c. la concentration en sulfite (Na2S03) est comprise entre 2 et lOmM, de préférence à 5 mM,
d. la concentration en molybdate (Na2Mo04) est comprise entre 2 et lOmM, de préférence à 3 mM,
e. la concentration en oxyde ferrique (Fe203) est comprise entre 2 et lOmM, de préférence à 5 mM,
f. la concentration en chlorure de Potassium (KCl) est comprise entre 10~9 et 10g/l, de préférence à 0,335 g/1,
g. la concentration en chlorure de Magnésium (MgCl2) est comprise entre 10~9 et 35 g/1, de préférence à 3,45 g/1,
h. la concentration en chlorure de Manganèse (MnCl2) est comprise entre 10~9 et 35 g/1, de préférence à 4 g/1,
i. la concentration en chlorure d'Ammonium (NH4C1) est comprise entre 10"9 et 15 g/1, de préférence à 0,25 g/1,
j. la concentration en chlorure de Calcium (CaCl2) est comprise entre 10"9 et 35g/l, de préférence à 0,14 g/1,
k. la concentration en Phosphate de Potassium (Κ2ΗΡ04) est comprise entre 10"9 et
12 g/1, de préférence à 0,14 g/1,
1. la concentration en chlorure de fer (FeCl3) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 2 mg/1,
m. la concentration en acétate de sodium est comprise entre 10"9 et 150g/l, de préférence à 1 g/1,
n. la concentration en extrait de levure est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 2 g/1,
o. la concentration en Trypticase est comprise entre 10"9 et 50g/l, de préférence à 2 g/1,
p. la concentration en hydrogénocarbonate de sodium (NaHC03) est comprise entre
10"9 et 50 g/1, de préférence à 5 g/1,
r. la concentration en chlorure de cobalt (CoCl2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 1 mg/1,
s. la concentration en chlorure de nickel (NiCl2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 1 mg/1,
t. la concentration en chlorure de zinc (ZnCl2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 1 mg/1,
u. la concentration en chlorure de cuivre (CuCl2) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1,
v. la concentration en vanadate de sodium (Na2V03) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1, w. la concentration en aluminium potassique (A1K(0H)2) est comprise entre 10~9 et
5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1,
x. la concentration en acide borique (H3BO3) est comprise entre 10~9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1,
y. la concentration en chlorure de Lithium (LiCl) est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,01 mg/1 ,
z. la concentration en biotine est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,02 mg/1,
aa. la concentration en acide folique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,02 mg/1,
bb. la concentration en Pyridoxine ou en chlorhydrate de pyridoxine est comprise entre
10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,1 mg/1,
ce. la concentration en Thiamine ou en Thiamine-HCl est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
dd. la concentration en Riboflavine est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
ee. la concentration en Acide Nicotinique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
ff la concentration en Penthotenate de Calcium est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
gg. la concentration en Vitamine B12 est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,001 mg/1,
hh. la concentration en Acide p-Aminobenzoïque est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
ii. la concentration en Acide Thioctique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
jj. la concentration en Acide Ascorbique est comprise entre 10"9 et 5 g/1, de préférence à 0,05 mg/1,
kk. la concentration éventuelle en Cystéine-HCl est comprise entre 10"9 et 50 g/1, de préférence à 0,5 g/1,
11. la concentration éventuelle en Na2S est comprise entre 10"9 et 50 g/1, de préférence à 0,5 g/1.
13- Procédé selon l'une des revendications 1 à 12, caractérisé en ce qu'il comprend une phase préalable P0 d'exploration et de prospection, de préférence par carottage(s), pour sélectionner une ou des couches à fort potentiel gazier, de préférence riches en kérogènes, dans un site géologique donné. 14- Procédé selon la revendication précédente caractérisé en ce que la phase PO comprend :
- l'identification qualitative et/ou quantitative des microorganismes indigènes, contenus dans lesdits kérogènes du(des) carottage(s) par des méthodes de biologie moléculaire, telles que la réaction de polymérisation en chaîne (PCR), le clonage et le séquençage,
- et si des microorganismes méthanogènes sont identifiés dans lesdits kérogènes susvisés du(des) carottage(s), le suivi de la production de méthane par lesdits microorganismes indigènes identifiés préalablement dans les kérogènes du(des) carottage(s), ledit suivi comprenant :
• la mesure de la production du méthane dans les kérogènes cibles du(des) carottage(s) après injection des fluides comprenant de l'eau, des nutriments, au moins un adjuvant et éventuellement du C02 et/ou de l'hydrogène H2, la composition desdits fluides étant telle que définie dans la revendication 7,
• la comparaison de la concentration de méthane avec des prélèvements témoins,
• la quantification prédictive de la production in situ de méthane pour la(les) couche(s) géologique(s) étudiées.
PCT/EP2011/050680 2010-01-19 2011-01-19 Procede de production de gaz methane WO2011089151A2 (fr)

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Cited By (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
CN106085926A (zh) * 2016-08-25 2016-11-09 农业部沼气科学研究所 快速解除丙酸积累的复合菌及其制备方法和应用
CN107965313A (zh) * 2016-10-18 2018-04-27 中国石油化工股份有限公司 一种提高内源微生物驱油现场试验效果的方法
CN110129378A (zh) * 2019-04-04 2019-08-16 农业部沼气科学研究所 一种引入外源菌群促进煤层强化产气的方法
CN111011398A (zh) * 2019-11-12 2020-04-17 广州航海学院 一种用于原油运输管道的生物杀菌剂及其应用
US11584943B2 (en) * 2018-06-05 2023-02-21 Université De Montpellier Method for converting CO2 by means of biological reduction

Citations (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
EP0110858A1 (fr) 1982-10-13 1984-06-13 Monsanto Company Procédé de séparation de gaz à membrane
WO2001068904A1 (fr) 2000-03-15 2001-09-20 Exxonmobil Upstream Research Company Processus de stimulation de l'activite microbienne dans une formation souterraine contenant des hydrocarbures
WO2004009956A1 (fr) 2002-07-23 2004-01-29 Schlumberger Canada Limited Procede de fracturation hydraulique de formation souterraine
WO2005115649A1 (fr) 2004-05-28 2005-12-08 University Of Newcastle Upon Tyne Procede pour stimuler la production microbienne de methane a partir de petrole dans des formations souterraines
WO2007022122A2 (fr) 2005-08-12 2007-02-22 University Of Wyoming Research Corporation D/B/A Western Research Institute Systemes d'amelioration de production de methane biogenique
WO2007136716A2 (fr) 2006-05-17 2007-11-29 Green Earth Industries, Llc Accroissement de la production par des micro-organismes de méthane dans des formations souterraines riches en hydrocarbures

Family Cites Families (13)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
CA1098062A (fr) * 1977-10-12 1981-03-24 Rolf Hallberg Methode d'extraction des gaz organiques emmagasines dans le sol ou les strates rocheuses, ou degages par les sediments deposes au fond des lacs
WO2002034931A2 (fr) * 2000-10-26 2002-05-02 Guyer Joe E Procede permettant de generer et de recuperer du gaz dans les formations souterraines de charbon, de schistes charbonneux et de schistes riches en matieres organiques
US20100248322A1 (en) * 2006-04-05 2010-09-30 Luca Technologies, Inc. Chemical amendments for the stimulation of biogenic gas generation in deposits of carbonaceous material
US7696132B2 (en) * 2006-04-05 2010-04-13 Luca Technologies, Inc. Chemical amendments for the stimulation of biogenic gas generation in deposits of carbonaceous material
US7977282B2 (en) * 2006-04-05 2011-07-12 Luca Technologies, Inc. Chemical amendments for the stimulation of biogenic gas generation in deposits of carbonaceous material
WO2008041990A1 (fr) * 2006-10-05 2008-04-10 Groundwater Services, Inc. Procédés et systèmes pour la stimulation de la production biogénique de gaz naturel dans une formation souterraine
WO2008128331A1 (fr) * 2007-04-18 2008-10-30 University Technologies International Inc. Procédé de séquestration du dioxyde de carbone
US7977056B2 (en) * 2008-05-12 2011-07-12 Synthetic Genomics, Inc. Methods of identifying stimulants for biogenic methane production from hydrocarbon-bearing formations
WO2009148569A1 (fr) * 2008-06-03 2009-12-10 Ciris Energy, Inc. Stimulation de la génération de gaz biogène dans des dépôts de matière carbonée
CA2638451A1 (fr) * 2008-08-01 2010-02-01 Profero Energy Inc. Methodes et systemes pour la production de gaz a partir d'un reservoir
US20100248321A1 (en) * 2009-03-27 2010-09-30 Luca Technologies, Inc. Surfactant amendments for the stimulation of biogenic gas generation in deposits of carbonaceous materials
AU2010268745A1 (en) * 2009-07-01 2011-12-15 Methane Technologies Pty Ltd A method of extracting methane from a coal deposit
EA201200877A1 (ru) * 2009-12-31 2013-02-28 Проферо Энерджи Инк. Способы повышения метаногенеза в приповерхностных пластах

Patent Citations (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
EP0110858A1 (fr) 1982-10-13 1984-06-13 Monsanto Company Procédé de séparation de gaz à membrane
WO2001068904A1 (fr) 2000-03-15 2001-09-20 Exxonmobil Upstream Research Company Processus de stimulation de l'activite microbienne dans une formation souterraine contenant des hydrocarbures
WO2004009956A1 (fr) 2002-07-23 2004-01-29 Schlumberger Canada Limited Procede de fracturation hydraulique de formation souterraine
WO2005115649A1 (fr) 2004-05-28 2005-12-08 University Of Newcastle Upon Tyne Procede pour stimuler la production microbienne de methane a partir de petrole dans des formations souterraines
WO2007022122A2 (fr) 2005-08-12 2007-02-22 University Of Wyoming Research Corporation D/B/A Western Research Institute Systemes d'amelioration de production de methane biogenique
WO2007136716A2 (fr) 2006-05-17 2007-11-29 Green Earth Industries, Llc Accroissement de la production par des micro-organismes de méthane dans des formations souterraines riches en hydrocarbures

Non-Patent Citations (3)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
MCLELLAN, P.: "Understanding and Modelling Hydraulic Fracturing at Shallow Depth", PETROLEUM TECHNOLOGY ALLIANCE CANADA WATER INNOVATION CONFERENCE, 2006
PORTEOUS L.A.; SEIDLER R.J; WATRUD L.S.: "An improved method for purifying DNA from soil for polymerase chain reaction amplification and molecular ecology applications", MOL ECOL, vol. 6, 1997, pages 787 - 791
SANGER, MANIATIS, A LABORATORY MANUAL, 1989

Cited By (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
CN106085926A (zh) * 2016-08-25 2016-11-09 农业部沼气科学研究所 快速解除丙酸积累的复合菌及其制备方法和应用
CN107965313A (zh) * 2016-10-18 2018-04-27 中国石油化工股份有限公司 一种提高内源微生物驱油现场试验效果的方法
US11584943B2 (en) * 2018-06-05 2023-02-21 Université De Montpellier Method for converting CO2 by means of biological reduction
CN110129378A (zh) * 2019-04-04 2019-08-16 农业部沼气科学研究所 一种引入外源菌群促进煤层强化产气的方法
CN110129378B (zh) * 2019-04-04 2023-06-27 农业部沼气科学研究所 一种引入外源菌群促进煤层强化产气的方法
CN111011398A (zh) * 2019-11-12 2020-04-17 广州航海学院 一种用于原油运输管道的生物杀菌剂及其应用
CN111011398B (zh) * 2019-11-12 2021-07-23 广州航海学院 一种用于原油运输管道的生物杀菌剂及其应用

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WO2011089151A3 (fr) 2011-11-24

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