SU998505A1

SU998505A1 - Method for determining degree of effect of physical and chemical factors of environment on active silt microflora

Info

Publication number: SU998505A1
Application number: SU803211101A
Authority: SU
Inventors: Анатолий Дмитриевич Артюшкин
Priority date: 1980-11-21
Filing date: 1980-11-21
Publication date: 1983-02-23

Description

ческой потребности в кислороде то снижение ХПК-, интенсивность обеих фаз нитрификации и развитие микрофау .. ны может лимитироватьс не только I токсичностью испытуемой жидкости, но и недостатком кислорода. Чувствитель ность способа таким образом зависит от реальных условий и варьирует в за висимости от них. Наиболее близким к предлагаемому по технической сущности вл етс способ определени степени воздействи на микрофлору активного ила физических и химических факторов внеш ней среды, предусматривающий контактирование опытных и контрольных образцов микрофлоры с субстратом-ацетатом натри в аэробных услови х, фиксацию результатов окислени субстрата путем непрерывной регистрации изменени во времени показателей 02 и/или рН и сравнение продолжительности окислени субстрата по времени потреблени кислорода и/или подкислени среды в контрольных и опыт ных образцах . Стандартна доза субстрата ЛОО мг/л, фиксирование результатов окислени субстрата производитс на диаграммной ленте в виде интегральной кривой с последую щим пересчетом в дифференциальную форму. Вывод о токсичности вещества делаетс по увеличению времени окислени стандартной дозы ацетата натри С2 . Недостатком известного способа вл етс то, что при рекомендуемой дозе тест-субстрата врем окислени даже в отсутствие токсина составл е 50-70 мин, а это не позвол ет обнарухси .ватьвоздействие факторов среды, резко и в короткий промежуток време ни угнетающих дыхание микрофлоры активного ила или оказывающих обрат мое воздействие, т.е. сужает перечень задач, которые можно решать с его помощью. Целью 13обретени вл етс повышение точности определени степени воздействи факторов среды на микро флоре активного ила. Указанна цель достигаетс способом определени степени воздействи на микрофлору активного ила физ ческих и химических факторов внешней среды, заключающимс в контакти ровании подвергнутых воздействию фа тора fопытных) и контрольных образцов микрофлоры с субстратом в услови х аэрации, фиксации результатов кислени субстрата путем непрерывной регистрации во времени показателей рН и сравнении продолжительности окислени субстрата по времени потреблени кислорода и/или подкисени среды в контрольнь1х,.и опытных СЗразцах, причем в качестве субстрата используют фенол или его оксипроизводные при концентрации 10-30 мг/л. При этом, с целью определени обратимости воздействи фактороввнешней среды на микрофлору активного ила, контактирование образцов с субтратом осуществл ют как сразу после воздействи фактора, так и в интервале до k8 ч после воздействи . С целью обеспечени определени степени воздействи факторов среды в зависимости от окислительно-восстановительных условий, часть образцов выдерживают перед контактированием с субстратом в услови х аэрации, а часть - в бескислородных услови х. При окислении фенолокисл ющей микрофлорой избытка субстрата, т.е. при концентрации фенольных соединений (фенол, крезолы) в пределах 10-30 мг/л последние миллиграммы этих соединений окисл ютс с возрастающей скоростью. Это дает возможность более точной регистрации (до с) момента-завершени окислени , при котором потребление кислорода и выделение двуокиси углерода микрофлорой резко и синхронно замедл ютс , что повышает чувствительность определени .. При использовании в качестве субстрата феиольных соединений момент резкого замедлени потреблени кислорода и синхронного с ним уменьшени подкислени jMI среды свидетельствует об исчерпанности субстрата, поскольку после начала движени указателей 02 и рй в сторону повышенных значений этих параметров летучие фенолы в жидкой фазе образца микрофлоры аналитически не обнаруживаютс . Другим средством слежени и контрол действительной исчерпанности субстрата может служить внесение в образц1з1 микрофлоры 1-2 мг/л фенольных соединений , сопровождаемое по влением на кривой 02 и рН ступенчатого изгиба лишь в том случае, если потребление кислорода и подкислёниё среды уже уменьшились, что объ сн етс ак тивизацией ферментных систем микроорганизмов вследствие по влени в о ружающей среде нерначительного коли чества субстрата, дополнительного п треблени кислорода И выделени дву окиси углерода. В случае, если микрофлора исследуемого образца или очистного соору жени не реагирует на внесение 10-30. мг/л фенольных соединений уск рением потреблени 2 или подкислен 1Й, то дл решени поставленной зад чи микрофлору необходимо предварительно адаптировать к этим соединени м , что достигаетс использова- нием известных технических решений, приемов. . При внесении в образцы микрофлоры 10-30 мг/л фенольных соединений врем потреблени кислорода и подкислени среды колеблетс в предела 1-15 мин, что позвол ет обнаруживать , воздействие факторов среды, ре ко угнетающих дыхание микрофлоры активного ила. Проведение определени сразу после воздействи и в интервале времени до 8 ч расшир ет возможности спо соба, позвол различать факторы, воздействующие обратимо, от факторов при которых воздействие и эффект разнесены во времени. Часть контрольных и опытных образ цов выдерживают до внесени .субстрата в бескислородных услови х, причем , в этом случае, субстрат внос т спуст 5-10 мин после возобновлени аэрации. Состо ние-и активность ферментных систем микроорганизмов завис т от окислительно-восстановительных условий . Поэтому выдерживание образцов микрофлоры в аэробных и анаэробных услови х дает возможность вы вить факторы среды, воздействующие в этих услови х различным образом. Предварительна мин аэраци образцов микрофлоры восстанавливает использование молекул кислорода в качестве акцептора электронов и в то же врем при удалении образовавшейс двуокиси углерода крива jSi перемещаетс в область нейтральных значений и выше, где момент резкого замедлени выделени микрофлорой двуокиси углерода и поворот указател рН в сторону повышенных знамений МОЖНО зарегистрировать с большей точ ностью. С целью упростить ход определени и исключить побочные воздейст1ви , бескислородные услови создают за счет потреблени кислорода мИкррфгюрой активного ила в объеме образца. Использование дл обескислороживани образцов микрофлоры продувки газом , например азотом, может усложн ть ход определени , а использование дл этой цели общеприн тых реагентов , например NOjSO и GoCl2, может исказить результаты определени . Способ осуществл ют следующим образом ., Активный ил аэрационного сооружени , окисл ющего фенольные соединени (фенол, крезолы) , или адаптиро- ванную к этим соединени м микрофлору разливают в стекл нные сосуды емкостью до 1 л. . . Емкость примен емых при определении сосудов и количество необходимого активного ила определ ютс размерами датчиков. При использовании дл регистрации потреблени кислорода анализатора растворенного кислорода типа ЭГ-152003 , оптимальный объем ила равен 1л. Дл регистрации подкислени среды с использованием рН-метра типаЛПУ-01 и потенциометра КСП- дл каждого образца берут 0,1 л активного ила или адаптированной микрофлоры с концентрацией биомассы по сухому веществу (при 105 С) в пределах 1-5 г/л. Определение начинают с регистрации на диаграммной ленте кривых потреблени кислорода и подкислени среды при внесении субстрата в контрольный образец микрофлоры. Предварительно в образец до дна опускают резиновую трубку, оканчивающуюс стекл нным капил ром или керамическим распылителем, подсоединенную через ротаметр к воздушной инии или микрокомпрессору, например, ипа МК-Л2. При аэрации образца с расходом воздуха в пределах 0,3 ,5 л/мин погружают в него на 1/2 , лубины сосуда датчик анализатора кисорода и/или на 1/2 длины электрод Н-метра. Температуру образцов при опредеении поддерживают посто нной с поощью автоматического регул тора, апример, типа ЭРА-М. При аэрации образцов микрофлоры крива потреблени кислорода переходит на плато, определ емое расходом кислорода на эндогенное дыхание Крива jiH в этом случае сдвигаетс в сторону более высоких значений .за счет удалени имеющейс и выдел щейс объемом биомассы микрофлоры двуокиси углерода. Когда температура образца микрофлоры достигает требуемого значени в пределах , в него внос т фенольное соединение ( водный раствор) из расчета 10-30 мг/л и включают секундомер. В результате значительного возра тани скоростей потреблени кислоро да и выделени микрофлорой активного ила двуокиси углерода кривые 02 и рН подвигаютс в сторону (соот ве ственно) нулевого значени 0 и более кислых значений рН. Завершение потреблени 0 и синх ронного с ним выделени двуокиси углерода регистрируетс началом дви жени указател в противоположную сторону и в этот момент секундомер останавливаетс . Внесение в образец микрофлоры в любой момент после начала дв иже:нй указател потенциометра в проти воположную сторону хот бы 1 мг/л субстрата приводит к дополнительном потреблению кислорода и выделению двуокиси углерода,что-всегда сопровождаетс замедлением движени указ тел и.по влению на кривой 02 и рН ступенчатого изгиба. Эти данные сви детельствуют о действительном завер шении окислени внесенного ранее в количестве 10-30 мг/л субстрата и о исчерпанности. Исход из времени, затраченного на потребление Q или подкисление , среды, расчитывают скорость (мг/л-ч окисление субстрата и скорость окис лени внесенного в контрольный образец субстрата принимают равной 100. Такие же измерени производ т с образцами микрофлоры сразу и в интервале времени до i8 ч после воздействи и по изменению в скорости ;(ч) окислени оценивают степень воз действи . Приведенные примеры определени воздействи на фенолокисл юиою микрофлору структурных аналогов, корот коволнового излучени в области 25 нм, водных растворов т желых металлов, подогрева и .10 минутного кип чени иллюстрируютс в большинстве случаев кривыми потреблени 02 и рП. П р и м е р 1. Воздействие на окисление фенола предварительного внесени в образец микрофлоры 0-ксилола . Услови определени : концентраци активного ила по сухому веществу 2,07 г/л; расход воздуха на аэрацию 1,5 л/мин; t 30°C-Con5t. На фиг. 1 изображены кривые потреблени кислорода, полученные с использованием анализатора растворенног9 кислорода типа ЭГ-152-003 и потенциометра ПСР-01 при скорости движени диаграммной ленты 60 мм/ч. В табл. 1 представлены значени скоростей окислени фенола в концентрации 10 и 30 мг/л до и после внесени в точке 3 60 мг/л 0-ксилола. Из данных табл. 1 следует, что окисление 30 мг/л фенола, внесенного в образец микрофлоры в точке 2 со скоростью, примерно в 1,5 раза меньшей скорости окислени 10. мг/л фенола (точка 1) вызвано ингибированием окислени фенола избытком субcTpaja . Окисление же 30 мг/л фенола (точка 5) со скоростью в 1,5 раза большей объ сн етс временным ингибированием окислени фенола в присутствии 0-ксилола. При определении воздействи на потребление Og предварительного внесени в виде эмульсии 500 мг/л 0-ксилола , крива потреблени кислорода в течение tO мин находитс на уровне эндогенного дыхани несмотр на то, что 30 мг/л фенола внос т в образец микрофлоры через 2 мин после внесени 0-ксилола. Кислород на окисление фенола начинает потребл тьс с возрастающей скорсотью лишь спуст ЦО мин после внесени и в течение последующих 20 мин окисл етс полностью . Обратимость воздействи предварительно добавленного О-ксилола на окисление фенола и отсутствие реакции микрофлоры на о-ксилол в услови х эксперимента позвол ют допустить , что структуры, осуществл ющие начальный метаболизм фенола, содержатс в клеточной стенке микроорганизмов или цитоплазматической мембране . Тогда обратимость воздействи о-ксилолa можно объ снить летучестью О-ксилола и непрочностью образовавшихс химических св зей. Прим ер 2. Воздействие на окисление о-крезола предварительного внесени в. качестве структурного аналога анилина. Опыт 1: концентраци биомассы ми рофлоры 3 г/л; аэраци с расходом воздуха 1,5 л/мин; . Опыт кон центраци биомассы 2-2,8 г/л; аэраци 1 ,5 л/ мин; . На фиг. 2 и 3 изображены кривые потреблени 02 до и после внесени в виде го водного раствора 10 мг/л анилина .. . Значени скоростей окислени 10 мг/л (л-крезола (табл.. 1) показывают , что в опыте 1 в присутствии 10 мг/л анилиза скорость уменьшаетс примерно в 10 раз, а в опыте 2 в раз. Определение воздействи анилина на окисление м-крезола показывает, что в отличие от О-ксилола анилин до суток ингибирует потребление кис лорода . П р и м е р 3. Определение возде стви на микрофлору активного ила одночасового облучени в услови х аэрации бактерицидной лампой БУВ-30 и защитного действи сульфаииловой кислоты, не вли ющей на окисление УГкрезола.. Концентраци подвергнутой воздей ствию КУФ микрофлоры 2,25 г/л; аэра ци 1,5 л/мин; температура при внесении субстратов 35°С. Колбы из кварцевого стекла с опыт образцами в течение 1 ч облучают открытой лампой БУВ-30 облучател . На фиг. 4 изображены кривые not треблени кислорода при внесении в образец микрофлоры м-крезола, бутано ла и ацетата натри сразу после облучени (а), спуст k ч (б) и спуст 16 ч (в). На фиг. 5 представлены .кривые потреблени 02 при окислении тех же субстратов образцом микрофлоры , в который до облучени внос т 150 мг/л сульфаниловой кислоты, сразу после облучени (а) и спуст 16 ч (б) по сравнению с контрольным образ цом через 16 ч (в). Результаты определени (табл. 1) показывают, что через 16 ч после облучени КУФ в области 25 нм скорость окислени субстратов уменьщает 0510 с на от контрол , а в присутствии сульфаниловой кислоты - ма 10-28%. Пример). Определение воздействи на микрофлору, окисл ющую J -крезол, т желых металлов (медь, серебро),которые внос т в виде водных растворов солей ОлЗОд. и из расчета 3 мг/л Ag. Контрольные и опытные образцы выдерживают до внесени субстрата в кислородных и бес илородных услови х . На фиг. 6 изображена динамика кривых р после внесени в точках 1 и 2 соответственно 10 и 30 крезола. Б табл. 2 приведены значени времени подкислени и расчетной скорости окислени w-крезола на следующий день после добавлени в опытные образцы водных растворов солей металлов. Результаты определени показывают, что воздействие меди на окисление микрофлорой м-крезола более резко про вл етс при выдерживании образца в бескислородных услови х , тогда как серебро во много раз снижает скорость окислени внесенного субстрата при предварительном выдерживании микрофлоры в кислородных услови х. После 16 ч выдерживани образца (б) в кислородных услови х прекращение на 1 ч аэрации удлин ет врем окислени 10 и 30 мг/л w-крезола (фиг. 6, в). Образец 3 после 16 ч выдерживани в бескислородных услови х через 1 ч. аэрации окисл ет м-крезол примерно с такой же скоростью (фиг. 6, и). При добавлении в точке Д 3 1 мг/л w-крезола движение указател замедл етс , что свидетельствует об исчерпанности внесенных в точке 2 31 мг/л A-крезол а. П р и м е р 5. Определение зависимости про влени бактерицидности меди от времени выдерживани образца в бескислородных услови х; концентраци микрофлоры - 1,82 г/л; аэраци 1 л/мин; С. Результаты определени в виде пересн тых с диаграммной ленты кривых рН скрость движени ленты мм/ч) представлены на фиг. 7, а значени скоростей окислени в табл. 2. При 10 мин выдерживании микрофлоы в бескислородных услови х скорость кислени 10-30 мг/л м-крезола сниаетс примерно на 1/5; при 25 мин более , чем наполовину, а при 1 ч 15 мин - почти в 20 раз. П р и м е р 6. Определение воздействи на микрофлору активного ил растворов солей меди и серебра в за висимости от условий выдерживани концентраци биомассы 2 г/л; аэраци 1.л/мин; t 25°С). Результаты определени подтверждают (.фиг. 8; табл. 2), что при вне сении в образцы 3 мг/л Ag в виде водных растворов солей, бакт рицидность меди и серебра про вл ет с во взаимоисключающихс услови х. 8 бескислородных услови х зарегистрировано снижение скорости окислени крезола на 85 за счет меди, а в кислородных - на 92 в присутствии серебра. Пример. Определение зависимости бактерицидности водных растворов меди и серебра от. концентрации металлов (концентраци биомассы г/л; аэраци 1 л/мин; ). Через 16 ч после добавлени в опытные образцы 1 и 3 мг/л растворов солей Си иДд определ ют вре м подкислени среды при внесении 10 и 30 мг/л ГА-крезола. Результаты определени приведены в табл. 3. Из табл. 3 следует ,что врем под кислени среды при внесении 10 и ЗС мг/л м-крезола увеличиваетс поч ти в 10 раз при воздействии меди в бескислородных услови х и серебра в кислородных, а при увеличении кон центрации добавленных в виде водных растворов меди и серебра в 3 раза врем подкислени увеличиваетс дл меди в бескислородных услови х в 15 раз и дл серебра в кислородных услови х в 11 раз, т.е. отмечено непропорциональное увеличению конце трации усиление воздействи на микр флору активного ила водных растворо солей меди и серебра. П р и м е р 8. Воздействие на вр м подкислени среды подогрева микрофлоры активного ила в пределах 20-52 0. Подогрев аэрируемого образца до требуемого значени температуры осу ществл ют на вод ной бане и контролируют ртутным термометром. Сразу после подогрева в стаканчик с образ цом микрофлоры помещают датчик рНметра и изменение рН среды при внесении в образцы 10-30 мг/л м-крезол регистрируют (при автоматической коррекции показаний) на диаграмме потенциометра КПС-4. Дл температуры 40 и 45°С примен ютс не только подогрев , но и выдерживание образцов при такой температуре в течение 5 мин. Услови определени : концентраци биомассы 2,Об г/л; аэраци 1л/мин. Результаты определени отображены на фиг. 9 в виде кривых рН, а в табл. 2 представлены значени времени подкислени и скорости окислени 10 и 30 мг/л гл-крезола при подогреве до 40, 5, 7, 8, 30 и . Определение воздействи на микрофлору активного ила подогрева показывает , что в услови х опыта имеет значение не только температура, до которой образец однократно подогреваетс , но и врем выдерживани образцов при данной температуре. При 40°С 5 минутное выдерживание не отражаетс на времени подкислени . Выдерживание образце при 45°С в Течение 5 мин увеличивает врем подкислени в 1,5-2 раза, что примерно , равнозначно подогреву образца до 48°С. П р и м е р 9. Определение воздейс тви на микрофлору активного, ила 10 минутного кип чени (концентраци биомассы 3,5б. г/л; расход воздуха на аэрацию 1,5 г/мин, t 30 С). По времени потреблени кислорода контрольным образцом расчитывают скорости окислени внесенных в концентрации 10-30 мг ацетона, ацетата натри и м-крезола (фиг. 10, табл.- 1, точки 1-8). После 10 минутного кип чени вдвое сконцентрированный по биомассе образец микрофлоры выдерживают 3 сут в бескислородных услови х при 30°С. При возобновлении аэрации , (фиг. 11, точка 1-30°С) через 1,5 ч аэрации крива потреблени 02устанавливаетс на нулевом значении содержани кислорода, т.е. весь раствор ющийс кислород расходуетс на окисление автолизированной биомассы. На 20 часу аэрации в точках 2, 3и 4 (фиг. 11, табл. 1) внос т aijeтат натри , ацетон и м-крезол. Поскольку внесение ацетона не отразилось на потреблении кислорода, а ацетат натри и м-крезол окисл лись с меньшими скорост ми, то результат воздействи следующий: реакци микрофлоры активного ила на исIточники углерода после кип чени измен етс .oxygen demand, COD reduction, intensity of both nitrification phases, and microfa development. . This can be limited not only by the toxicity of the test liquid, but also by the lack of oxygen. The sensitivity of the method thus depends on the actual conditions and varies depending on them. The closest to the proposed technical essence is a method for determining the degree of physical and chemical environmental factors affecting the microflora of activated sludge, which involves contacting experimental and control microflora samples with sodium acetate substrate under aerobic conditions, fixing the results of substrate oxidation by continuously recording changes time indices 02 and / or pH and comparison of the duration of substrate oxidation over the time of oxygen consumption and / or acidification of the medium in control and experimental samples. The standard dose of the substrate LOO mg / l, the results of the oxidation of the substrate are recorded on the chart tape in the form of an integral curve, followed by conversion to a differential form. The conclusion about the toxicity of the substance is made by increasing the oxidation time of the standard dose of sodium acetate C2. The disadvantage of the known method is that at the recommended dose of the test substrate, the oxidation time, even in the absence of the toxin, is 50-70 minutes, and this does not allow detection. influence of environmental factors, sharply and in a short period of time, which suppress the respiration microflora of the active sludge or have a reverse effect, t. e. narrows the list of tasks that can be solved with its help. The goal of the acquisition is to improve the accuracy of determining the degree of exposure to environmental factors on the micro flora of activated sludge. This goal is achieved by the method of determining the degree of physical and chemical environmental factors affecting the active sludge microflora, which consists in contacting the exposed (experienced) and control samples of microflora with the substrate under aeration conditions, fixing the results of substrate acidification by continuously recording indicators over time. pH and comparison of substrate oxidation duration over time of oxygen consumption and / or acidification of the medium in the controls. and experienced SZraztsah, and as a substrate using phenol or its hydroxy derivatives at a concentration of 10-30 mg / L. At the same time, in order to determine the reversibility of the effect of the external environment on the microflora of the activated sludge, the contacting of the samples with the subtrate is carried out both immediately after the exposure to the factor and in the interval up to k8 h after the exposure. In order to ensure that the degree of exposure to environmental factors is determined depending on the redox conditions, some of the samples are incubated before contacting with the substrate under aeration conditions, and some under oxygen-free conditions. During oxidation by phenol-oxidizing microflora of an excess substrate, t. e. when the concentration of phenolic compounds (phenol, cresols) is in the range of 10-30 mg / l, the last milligrams of these compounds are oxidized at an increasing rate. This allows for more accurate recording (up to c) of the moment of completion of oxidation, at which oxygen consumption and carbon dioxide emission by microflora slow down sharply and synchronously, which increases the detection sensitivity. . When using feiol compounds as a substrate, the time of a sharp slowdown in oxygen consumption and synchronous decrease in acidification of the jMI medium indicates that the substrate is exhausted, since after the start of movement of the indicators 02 and ry towards elevated values of these parameters, volatile phenols are not detected analytically in the liquid phase of the microflora sample. Another means of tracking and monitoring the actual exhaustion of the substrate can be the introduction of 1-2 mg / l of phenolic compounds into samples of microflora, accompanied by the appearance of a step-bend on the curve 02 and the pH only if oxygen consumption and acidification of the medium have already decreased, which is activation of enzyme systems of microorganisms due to the appearance in the environment of a negligible amount of substrate, additional consumption of oxygen and release of carbon dioxide. In case the microflora of the sample or treatment plant does not respond to the introduction of 10-30. mg / l of phenolic compounds by the acceleration of consumption of 2 or acidified by 1J, then to solve the set task, the microflora must first be adapted to these compounds, which is achieved by using known technical solutions and techniques. . When 10–30 mg / l of phenolic compounds are introduced into microflora samples, the time of oxygen consumption and acidification of the medium fluctuates within 1–15 min, which makes it possible to detect the effect of environmental factors that suppress the microflora of activated sludge. Conducting a determination immediately after exposure and in a time interval of up to 8 hours expands the possibilities of the method, making it possible to distinguish factors affecting reversibly from factors at which the effect and effect are separated in time. Some of the control and experimental samples are kept until application. substrate in anoxic conditions, and, in this case, the substrate is made after 5-10 minutes after the resumption of aeration. The state and activity of the enzyme systems of microorganisms depend on the redox conditions. Therefore, keeping the microflora samples under aerobic and anaerobic conditions makes it possible to detect environmental factors that act in these conditions in different ways. Pre-min aeration of microflora samples restores the use of oxygen molecules as an electron acceptor and, at the same time, when the carbon dioxide formed is removed, the jSi curve moves to a region of neutral values and higher, where the moment of a sharp slowdown in the release of carbon dioxide by the microflora and turning the pH indicators towards elevated signs is possible register with greater accuracy. In order to simplify the process of detection and exclude side effects, oxygen-free conditions are created by oxygen consumption by the microfusion of activated sludge in the sample volume. The use of gas purging with gas, for example nitrogen, to decontaminate microflora samples, can complicate the detection process, and the use of conventional reagents for this purpose, for example NOjSO and GoCl2, can distort the determination results. The method is carried out as follows. The activated sludge of an aeration structure oxidizing phenolic compounds (phenol, cresols), or the microflora adapted to these compounds, is poured into glass vessels with a capacity of up to 1 l. . . The capacity of the vessels used in the determination and the amount of activated sludge required are determined by the dimensions of the sensors. When using the EG-152003 type dissolved oxygen analyzer for recording oxygen consumption, the optimal volume of sludge is 1 l. To register the acidification of the medium using a pH-type LFP-01 type and a KSP potentiometer, 0.1 l of activated sludge or adapted microflora with a biomass concentration of dry matter (at 105 C) in the range of 1-5 g / l is taken for each sample. The determination begins with recording on the chart tape the curves of oxygen consumption and acidification of the medium when the substrate is introduced into the control microflora sample. A rubber tube, terminated with a glass capillary or a ceramic sprayer, connected through a rotameter to an air inlet or a microcompressor, for example, MK-L2, is lowered into the sample to the bottom. When a sample is aerated with an air flow rate of 0.3, 5 l / min, it is immersed in it by 1/2, the vessel's oxygen analyzer sensor and / or 1/2 the length of the H-meter electrode is immersed in it. The temperature of the samples during the determination is kept constant with the encouragement of an automatic controller, for example, of the ERA-M type. During aeration of microflora samples, the oxygen consumption curve passes to a plateau determined by the oxygen consumption for endogenous respiration. The jiH curve in this case shifts to higher values. due to the removal of the microflora microflora present in the biomass and its excretion. When the temperature of the microflora sample reaches the required value within the range, a phenol compound (aqueous solution) at a rate of 10-30 mg / l is added to it and a stopwatch is started. As a result of a significant increase in the rates of oxygen consumption and the release of carbon dioxide dioxide by the microflora of activated sludge, curves 02 and pH move towards (respectively) a zero value of 0 or more acidic pH values. The completion of the consumption of 0 and carbon dioxide emission synchronous with it is recorded by the start of the movement of the pointer in the opposite direction and at that moment the stopwatch stops. The introduction of microflora into the sample at any time after the start of the dvuh: the pointer of the potentiometer in the opposite direction at least 1 mg / l of the substrate leads to additional oxygen consumption and carbon dioxide emission, which is always accompanied by a slowdown of movement of decree and. appears on curve 02 and the pH of the stepwise bend. These data testify to the actual completion of the oxidation of the substrate introduced earlier in the amount of 10–30 mg / l of the substrate and its exhaustion. Based on the time spent on Q consumption or acidification, the media calculate the rate (mg / Lh oxidation of the substrate and the rate of oxidation of the substrate added to the control sample are equal to 100. The same measurements are made with microflora samples immediately and in the time interval up to i8 hours after exposure and by the change in speed; (h) the oxidation rate is assessed. Examples are given to determine the effect on phenol-acid by the microflora of structural analogs, short-wave radiation in the region of 25 nm, aqueous solutions of heavy metals, heating, and. 10 minutes of boiling are illustrated in most cases with consumption curves of 02 and RP. PRI me R 1. The effect on phenol oxidation of the preliminary introduction of 0-xylene microflora into the sample. Conditions for determining: active sludge dry matter concentration 2.07 g / l; air consumption for aeration of 1.5 l / min; t 30 ° C-Con5t. FIG. Figure 1 shows the oxygen consumption curves obtained using an EG-152-003 dissolved oxygen analyzer and a PSR-01 potentiometer with a chart tape moving speed of 60 mm / h. In tab. Figure 1 shows the oxidation rates of phenol at a concentration of 10 and 30 mg / l before and after adding 60 mg / l of 0-xylene at the 3 point. From the data table. 1, it follows that the oxidation of 30 mg / l of phenol introduced into the microflora sample at point 2 at a rate approximately 1.5 times lower than the oxidation rate 10. mg / l phenol (point 1) is caused by the inhibition of phenol oxidation by an excess of subcTpaja. The oxidation of 30 mg / l of phenol (point 5) at a rate of 1.5 times is more explained by the temporary inhibition of the oxidation of phenol in the presence of 0-xylene. When determining the effect on Og consumption of pre-application in the form of an emulsion of 500 mg / l of 0-xylene, the oxygen consumption curve during tO min is at the level of endogenous respiration despite the fact that 30 mg / l of phenol introduce microflora into the sample 2 min after making 0-xylene. Oxygen for the oxidation of phenol begins to be consumed at an increasing rate only after the CO min after introduction and for the next 20 minutes it is completely oxidized. The reversibility of the effect of pre-added O-xylene on the oxidation of phenol and the absence of the reaction of microflora on o-xylene under the experimental conditions allows us to assume that the structures that carry out the initial metabolism of phenol are contained in the cell wall of the microorganisms or cytoplasmic membrane. The reversibility of the effect of o-xylene can then be explained by the volatility of o-xylene and the weakness of the chemical bonds formed. Note 2. Impact on pre-o-cresol oxidation. as a structural analogue of aniline. Experiment 1: biomass concentration of microflora of 3 g / l; aeration with air flow 1.5 l / min; . Experience in biomass concentration 2-2.8 g / l; aeration 1, 5 l / min; . FIG. 2 and 3 show consumption curves 02 before and after adding 10 mg / l of aniline in the form of a go aqueous solution. . . Oxidation rates of 10 mg / l (l-cresol (Table . 1) show that in experiment 1 in the presence of 10 mg / l of anilysis, the rate decreases by about 10 times, and in experiment 2 in times. The determination of the effect of aniline on the oxidation of m-cresol shows that, unlike O-xylene, aniline inhibits oxygen up to 24 hours. PRI me R 3. Determination of a one-hour irradiation of the microflora of the activated sludge under aeration conditions using the BUL-30 bactericidal lamp and the protective action of sulphiic acid, which does not affect the oxidation of UC-cresol. . The concentration of KUV microflora exposed to 2.25 g / l; qi air 1.5 l / min; Substrate temperature 35 ° С. Flasks of quartz glass with experience samples for 1 h is irradiated with an open lamp BUV-30 irradiator. FIG. Figure 4 shows the curves of not oxygen consumption when m-cresol, butanol, and sodium acetate are introduced into the sample immediately after irradiation (a), after k h (b) and after 16 h (c). FIG. 5 are presented. the consumption curves of O2 during the oxidation of the same substrates with a sample of microflora, in which 150 mg / l of sulfanilic acid are introduced before irradiation, immediately after irradiation (a) and 16 hours later (b) compared to the control sample 16 hours later. The results of the determination (Table 1) show that 16 hours after the FUA irradiation in the region of 25 nm, the oxidation rate of the substrates reduces 0510 s from control, and in the presence of sulfanilic acid - 10-28%. Example). Determination of the effect on the microflora oxidizing J-cresol, heavy metals (copper, silver), which are introduced in the form of aqueous solutions of OZO-salts. and at the rate of 3 mg / l Ag. Control and prototypes are incubated until the substrate is introduced in oxygen and hydrogen-free conditions. FIG. Figure 6 shows the dynamics of the p-curves after adding cresol at points 1 and 2, respectively, 10 and 30. B tab. Table 2 shows the acidification time and the calculated oxidation rate of w-cresol the next day after the addition of aqueous solutions of metal salts to test samples. The results of the determination show that the effect of copper on the microflora oxidation of m-cresol is more pronounced when the sample is kept under anoxic conditions, whereas silver many times reduces the oxidation rate of the introduced substrate under the preliminary keeping of microflora under oxygen conditions. After 16 h of holding the sample (b) under oxygen conditions, the aeration cessation for 1 h prolongs the oxidation time of 10 and 30 mg / l of w-cresol (Fig. 6, c). Sample 3 after 16 hours of exposure to anoxic conditions after 1 hour. Aeration oxidizes m-cresol at about the same rate (FIG. 6, and). When w-cresol is added at the D 3 1 mg / l point, the movement of the pointer slows down, indicating that the 313 mg / l A-cresol a has been used at the 2 nd point. PRI me R 5. Determination of copper bactericidal manifestation as a function of sample exposure time in anoxic conditions; microflora concentration - 1.82 g / l; aeration 1 l / min; WITH. The results of determination, in the form of curves of pH that are reconnected from a chart ribbon, the speed of movement of the tape mm / h) are presented in FIG. 7, and the oxidation rates in Table. 2 When the microflora is kept under oxygen-free conditions for 10 minutes, the acidification rate of 10-30 mg / l of m-cresol decreases by about 1/5; at 25 minutes more than half, and at 1 h 15 minutes - almost 20 times. PRI me R 6. Determining the effect on the microflora of activated sludge solutions of copper and silver salts, depending on the conditions of exposure to a biomass concentration of 2 g / l; aeration 1. l / min; t 25 ° C). The results of the determination confirm (. FIG. eight; tab. 2) that, when 3 mg / l Ag in the form of aqueous solutions of salts, is detected, the bactericidal behavior of copper and silver is manifested in mutually exclusive conditions. 8 oxygen-free conditions registered a decrease in the rate of cresol oxidation by 85 due to copper, and in oxygen by 92 by the presence of silver. Example. Determination of bactericidal dependence of aqueous solutions of copper and silver from. metal concentrations (biomass concentration g / l; aeration 1 l / min;). Sixteen hours after the addition of 1 and 3 mg / l solutions of Cu salts to the test specimens and the determination of the acidification time of the medium with the addition of 10 and 30 mg / l of HA-cresol. The results of the determination are given in table. 3 From tab. 3, it follows that the time under acidification of the medium with the addition of 10 mg and liter of mg / l of m-cresol increases almost 10-fold when exposed to copper in anoxic conditions and silver in oxygen, and with increasing concentration of copper and silver added in the form of aqueous solutions the acidification time is 3 times longer for copper under oxygen-free conditions by 15 times and for silver under oxygen conditions 11 times longer, t. e. The increase in the effect on the microflora of activated sludge in aqueous solutions of copper and silver salts is disproportionate to the increase in the concentration. PRI me R 8. Impact on the time of acidification of the preheating microflora of activated sludge within 20-52 0. Heating of the aerated sample to the required temperature is carried out in a water bath and monitored with a mercury thermometer. Immediately after heating, a pH meter sensor is placed in a glass with a microflora sample and a change in the pH of the medium when added to samples of 10-30 mg / l m-cresol is recorded (with automatic correction of the readings) on the KPS-4 potentiometer diagram. For temperatures of 40 and 45 ° C, not only heating is used, but also keeping the samples at this temperature for 5 minutes. Conditions for determination: biomass concentration 2, V / g; aeration 1l / min. The determination results are shown in FIG. 9 in the form of pH curves, and in table. Figure 2 shows the acidification time and oxidation rates of 10 and 30 mg / l of hl-cresol upon heating to 40, 5, 7, 8, 30 and. The determination of the effect on the microflora of the activated sludge heating shows that, under the conditions of the experiment, not only the temperature to which the sample is heated once, but also the time it takes to keep the samples at a given temperature, is important. At 40 ° C, 5 minutes exposure is not reflected at the time of acidification. Keeping the sample at 45 ° C for 5 minutes increases the acidification time by 1.5-2 times, which is approximately equivalent to heating the sample to 48 ° C. PRI me R 9. Determination of the effect of twi on the microflora of the active, 10 minute boiling sludge (biomass concentration 3.5b. g / l; air consumption for aeration 1.5 g / min, t 30 C). From the time of oxygen consumption by the control sample, the oxidation rates were calculated at a concentration of 10-30 mg of acetone, sodium acetate and m-cresol (FIG. 10, tab. - 1, points 1-8). After 10 minutes of boiling, the microflora sample concentrated by biomass is kept for 3 days in anoxic conditions at 30 ° C. With the resumption of aeration, (FIG. 11, point 1-30 ° C) after 1.5 hours of aeration, the consumption curve 2 is set to zero oxygen content, t. e. all dissolved oxygen is consumed for the oxidation of autolyzed biomass. At 20 o'clock aeration at points 2, 3 and 4 (FIG. 11, tab. 1) Sodium aijetate, acetone and m-cresol are added. Since the introduction of acetone did not affect the consumption of oxygen, and sodium acetate and m-cresol oxidized at lower rates, the result of the following effect: the reaction of microflora of activated sludge on carbon sources after boiling changes.

Описываемый способ целесообразно использовать при оценке токсичности подаваемых на очистные сооружени сточных вод, а также вновь синтезируемых органических соединений. Дос таточно высока чувствительность способа дает возможность определени степени воздействи на микрофлору активного ила различных химических и физических факторов внешней среды.The described method is advisable to use when assessing the toxicity of wastewater supplied to the treatment plant, as well as newly synthesized organic compounds. The sufficiently high sensitivity of the method makes it possible to determine the degree of impact on the microflora of the activated sludge of various chemical and physical environmental factors.

Использование данного способа позвол ет интенсифицировать изучение воздействи на микрофлору активного ила сточных вод, содержащих токсичные компоненты, а инструментальный характер определени создает предпосылки дл автоматизации контрол за содержанием в сточных водах токсичных примесей в допустимых пределах .The use of this method allows to intensify the study of the effect on the microflora of activated sludge wastewater containing toxic components, and the instrumental nature of the determination creates the prerequisites for automating the monitoring of the content of toxic impurities in wastewater within acceptable limits.

Т а б л и ц а 1Table 1

1717

18 18

998505 Продолжение табл. 1998505 Continued table. one

сэ сзSe Sz

о CD I-- ил LA vOabout CD I-- il LA vO

- - СО Г-« r LA ОО- - CO G - “r LA OO

CD ОCD o

о сэoh se

СПSP

оabout

СЭ ,- CD СЭ ООSE, - CD SE OO

ООOO

ОЛ с .- .- ГOL with .- .-

CTvCTv

I- со I- with

ОО ОО ООOO OO OO

0000

о оoh oh

чОcho

vOvO

чОcho

22

2 О2 o

ОABOUT

cvlcvl

CS4CS4

ЮYU

mm

Claims

Invention Formula

The method of determining the extent to which the activated sludge microflora of physical and chemical environmental factors involves contacting the exposed factors (experimental) and control samples of the microflora with the substrate under aeration conditions, fixing the results of oxidation of sutrate by continuously recording changes in time 02 and / or pH and comparing the duration of substrate oxidation over the time of oxygen consumption and / or acidification of the medium in the control and experimental samples, characterized by that, in order to increase the determination accuracy, phenol or its derivatives are used as a substrate at a concentration of 10-30 mg / l.

2. The method according to claim 1, about tl and ha (Esch and so that, in order to determine the reversibility of the influence of external factors: the environment on the microflora of activated sludge, contacting the samples with the substrate, is carried out as. after exposure to a factor

and in the range up to f (8 hours after exposure.

. The method of claim 1, wherein and in order to determine the degree of exposure to environmental factors depending on the redox conditions, some of the samples are isolated before contacting with the substrate.

8 conditions of aeration, and some - in anoxic conditions.

Historical information taken into account in the examination

1. Calabina M.M. Methods for determining the toxicity of industrial wastewater and their individual components. Hygiene and Sanitation, N k. I f. § SO-2. Kulikov A., I., Vasilyeva A.N. Study of the effect of toxins on activated sludge using respiratory apparatus. Proceedings of the Institute WODGEP Scientific research in the field of mechanical and biological treatment of industrial wastewater M., 1979, p. . If Fig.1 Time, hour

0.5

iJv / V .A / V.

Y5Iff / ", 5

1015

O2.5

Time, hour Риг.З

5: .e, 5 ii: e ns

Yarem, we. "Pirt.

P

7s

I

П W 7J 7.1

and 75

7.7

7.S

7.3

7, f

FIG. 6

DH

a

M

e.7

W 7J

7/93

751

8 "f

J

75

Fig.d

%

/