RU2751797C1 - Method for determining spatial structure of biomolecules - Google Patents
Method for determining spatial structure of biomolecules Download PDFInfo
- Publication number
- RU2751797C1 RU2751797C1 RU2020140839A RU2020140839A RU2751797C1 RU 2751797 C1 RU2751797 C1 RU 2751797C1 RU 2020140839 A RU2020140839 A RU 2020140839A RU 2020140839 A RU2020140839 A RU 2020140839A RU 2751797 C1 RU2751797 C1 RU 2751797C1
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- oligonucleotide
- molecule
- scattering
- solution
- spatial structure
- Prior art date
Links
Classifications
-
- G—PHYSICS
- G01—MEASURING; TESTING
- G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
- G01N23/00—Investigating or analysing materials by the use of wave or particle radiation, e.g. X-rays or neutrons, not covered by groups G01N3/00 – G01N17/00, G01N21/00 or G01N22/00
- G01N23/20—Investigating or analysing materials by the use of wave or particle radiation, e.g. X-rays or neutrons, not covered by groups G01N3/00 – G01N17/00, G01N21/00 or G01N22/00 by using diffraction of the radiation by the materials, e.g. for investigating crystal structure; by using scattering of the radiation by the materials, e.g. for investigating non-crystalline materials; by using reflection of the radiation by the materials
- G01N23/201—Investigating or analysing materials by the use of wave or particle radiation, e.g. X-rays or neutrons, not covered by groups G01N3/00 – G01N17/00, G01N21/00 or G01N22/00 by using diffraction of the radiation by the materials, e.g. for investigating crystal structure; by using scattering of the radiation by the materials, e.g. for investigating non-crystalline materials; by using reflection of the radiation by the materials by measuring small-angle scattering
Abstract
Description
Изобретение относится к области биотехнологии, может применяться для определения пространственной структуры биологических молекул олигонуклеотидов.The invention relates to the field of biotechnology, can be used to determine the spatial structure of biological molecules of oligonucleotides.
Изучение пространственной структуры биологических молекул является актуальной задачей, необходимой для построения полноатомных моделей биологических макромолекул олигонуклеотидов, используемых в терапевтических и диагностических целях; анализа их структуры и функциональных свойств; идентификации активных сайтов - участков поверхности молекулы, которые непосредственно участвуют в специфическом связывании данных олигонуклеотидов с их молекулярными мишенями, в основном белками; для проведения процедуры молекулярного докинга - взаимного пространственного сопоставления молекулы олигонуклеотида и его мишени на предмет выяснения наиболее вероятных участков связывания биомолекул.The study of the spatial structure of biological molecules is an urgent task necessary for the construction of full-atomic models of biological macromolecules of oligonucleotides used for therapeutic and diagnostic purposes; analysis of their structure and functional properties; identification of active sites - areas of the surface of the molecule that are directly involved in the specific binding of these oligonucleotides with their molecular targets, mainly proteins; for the molecular docking procedure - mutual spatial comparison of the oligonucleotide molecule and its target in order to determine the most likely binding sites for biomolecules.
Известен способ определения структуры высокого разрешения биомолекул с помощью рентгеноструктурного анализа - дифракции рентгеновских лучей на кристаллической решётке вещества с помощью выращивания кристалла из биомолекул одного типа в специальных условиях, различающихся в зависимости от типа биомолекул [Nunn CM, Van Meervelt L, Zhang SD, Moore MH, Kennard O. DNA-drug interactions. The crystal structures of d(TGTACA) and d(TGATCA) complexed with daunomycin. J Mol Biol. 1991;222(2):167-77.], [Ruigrok VJ, Levisson M, Hekelaar J, Smidt H, Dijkstra BW, van der Oost J. Characterization of aptamer-protein complexes by X-ray crystallography and alternative approaches. Int J Mol Sci. 2012;13(8):10537-52.]. Таким способом изучено порядка четверти белков человека и других организмов.There is a known method for determining the structure of high-resolution biomolecules using X-ray structural analysis - X-ray diffraction on the crystal lattice of a substance by growing a crystal from biomolecules of the same type under special conditions that differ depending on the type of biomolecules [Nunn CM, Van Meervelt L, Zhang SD, Moore MH , Kennard O. DNA-drug interactions. The crystal structures of d (TGTACA) and d (TGATCA) complexed with daunomycin. J Mol Biol. 1991; 222 (2): 167-77.], [Ruigrok VJ, Levisson M, Hekelaar J, Smidt H, Dijkstra BW, van der Oost J. Characterization of aptamer-protein complexes by X-ray crystallography and alternative approaches. Int J Mol Sci. 2012; 13 (8): 10537-52.]. In this way, about a quarter of proteins in humans and other organisms have been studied.
Недостатком способа является то, что на данный момент нет отработанных методов по определению третичной структуры биомолекул, которые не поддаются кристаллизации, поэтому ведутся поиски других способов построить молекулярную модель белков и нуклеиновых кислот в растворе.The disadvantage of this method is that at the moment there are no proven methods for determining the tertiary structure of biomolecules that do not lend themselves to crystallization, therefore, other ways are being sought to construct a molecular model of proteins and nucleic acids in solution.
Известен способ изучения структуры биомолекул в растворе с помощью спектроскопии ядерного магнитного резонанса [Wüthrich K. NMR with proteins and nucleic acids //Europhysics News. – 1986. – Т. 17. – №. 1. – С. 11-13.], [Adrian M, Heddi B, Phan AT. NMR spectroscopy of G-quadruplexes. Methods. 2012;57(1):11-24].A known method for studying the structure of biomolecules in solution using nuclear magnetic resonance spectroscopy [Wüthrich K. NMR with proteins and nucleic acids // Europhysics News. - 1986. - T. 17. - No. 1. - S. 11-13.], [Adrian M, Heddi B, Phan AT. NMR spectroscopy of G-quadruplexes. Methods. 2012; 57 (1): 11-24].
Недостатком способа является необходимость внесения изотопов в состав молекулы, замещая ими оригинальные атомы. Для этого обычно используется выращивание бактерий, экспрессирующих данный белок, в изотопной среде. Таким образом происходит замена в аминокислотах атомов углерода 12C на 13C, азота 14N на 15N, которые дают резонанс. В итоге данный метод выходит довольно затратным. Нуклеиновые кислоты синтезируются искусственно, для этого необходимо использовать изотопированные нуклеотиды как сырьё, что более затратно в производстве, чем производство изотопированных белков.The disadvantage of this method is the need to introduce isotopes into the composition of the molecule, replacing them with the original atoms. This is usually done by growing bacteria expressing this protein in an isotopic medium. Thus, there is a replacement in amino acids of carbon atoms 12C by 13C, nitrogen 14N by 15N, which give a resonance. As a result, this method turns out to be quite costly. Nucleic acids are synthesized artificially, for this it is necessary to use isotoped nucleotides as raw materials, which is more expensive in production than the production of isotoped proteins.
Известен способ получения информации о наличии элементов вторичной структуры с помощью измерения кругового дихроизма [Paramasivan S, Rujan I, Bolton PH. Circular dichroism of quadruplex DNAs: applications to structure, cation effects and ligand binding. Methods. 2007;43(4):324-31.]. Метод удобен для отслеживания перехода между двумя различными конформациями в молекуле олигонуклеотида. Недостатком метода является то, что он даёт информацию только о некоторых типичных элементах вторичной структуры, к примеру, таких, как двойная спираль, G-квадруплекс.A known method of obtaining information about the presence of elements of the secondary structure by measuring circular dichroism [Paramasivan S, Rujan I, Bolton PH. Circular dichroism of quadruplex DNAs: applications to structure, cation effects and ligand binding. Methods. 2007; 43 (4): 324-31.]. The method is convenient for tracking the transition between two different conformations in an oligonucleotide molecule. The disadvantage of this method is that it gives information only about some typical elements of the secondary structure, for example, such as a double helix, G-quadruplex.
Известен способ определения структуры многоатомной молекулы [патент РФ №2260791, МПК G01N23/04, опубл. 20.09.2005], основанный на исследовании рассеянных образцом зондирующих частиц. A known method for determining the structure of a polyatomic molecule [RF patent No. 2260791, IPC G01N23 / 04, publ. 20.09.2005], based on the study of probe particles scattered by the sample.
Недостатком способа является то, что для биомолекул нуклеиновых кислот с количеством 10-100 нуклеотидов, как используется в ДНК/РНК-аптамерах, необходима высокая интенсивность рентгеновского излучения, либо электронов для того, чтобы получить приемлемую картину рассеяния, так как метод применяется на одиночных частицах. На более длинных олигонуклеотидных цепочках применение способа затрудняется в силу гибкости и подвижности самих молекул, что, собственно, является проблемой и для метода рентгеноструктурного анализа.The disadvantage of this method is that for biomolecules of nucleic acids with an amount of 10-100 nucleotides, as used in DNA / RNA aptamers, a high intensity of X-rays or electrons is required in order to obtain an acceptable scattering pattern, since the method is used on single particles ... On longer oligonucleotide chains, the application of the method is hindered by the flexibility and mobility of the molecules themselves, which, in fact, is a problem for the method of X-ray structural analysis.
Известен также способ Фёрстеровского резонансного переноса энергии [Bood M, Sarangamath S, Wranne MS, Grotli M, Wilhelmsson LM. Fluorescent nucleobase analogues for base-base FRET in nucleic acids: synthesis, photophysics and applications. Beilstein journal of organic chemistry. 2018;14:114-29.], который позволяет определить относительные расстояния между нуклеотидами, мечеными флуоресцентными метками, но не показывает всей структуры биомолекулы.There is also known a method of Förster resonant energy transfer [Bood M, Sarangamath S, Wranne MS, Grotli M, Wilhelmsson LM. Fluorescent nucleobase analogues for base-base FRET in nucleic acids: synthesis, photophysics and applications. Beilstein journal of organic chemistry. 2018; 14: 114-29.], Which allows you to determine the relative distances between nucleotides labeled with fluorescent labels, but does not show the entire structure of the biomolecule.
Все вышеизложенное показывает необходимость создания нового способа определения пространственной структуры биологических молекул, лишенного обозначенных недостатков и позволяющего повысить точность определения пространственной структуры биомолекул.All of the above shows the need to create a new method for determining the spatial structure of biological molecules, devoid of the indicated disadvantages and allowing to increase the accuracy of determining the spatial structure of biomolecules.
В качестве прототипов взяты способ определения пространственной структуры биомолекул методом малоуглового рентгеновского рассеяния (МУРР) [Feigin L. A., Svergun D. I. Structure analysis by small-angle X-ray and neutron scattering. – New York : Plenum Press, 1987.], [Petoukhov M. V., Svergun D. I. Analysis of X-ray and neutron scattering from biomacromolecular solutions //Current opinion in structural biology. – 2007. – Т. 17. – №. 5. – С. 562-571.], [Ikebukuro K., Okumura Y. et al. A novel method of screening thrombin-inhibiting DNA aptamers using an evolution-mimicking algorithm // Nucleic Acids Research, 2005, Vol. 33, No. 12 e108] и способ получения спектров гигантского комбинационного рассеяния (ГКР), который уже применялся при изучении взаимодействия ДНК-аптамеров с белками [Yang L. et al. Aptamer-based surface-enhanced Raman scattering (SERS) sensor for thrombin based on supramolecular recognition, oriented assembly, and local field coupling //Analytical and bioanalytical chemistry. – 2017. – Т. 409. – №. 1. – С. 235-242.], [Pagba C. V. et al. Direct detection of aptamer-thrombin binding via surface-enhanced Raman spectroscopy //Journal of biomedical optics. – 2010. – Т. 15. – №. 4. – С. 047006-047006-8.], [Galarreta B. C. et al. Microfluidic channel with embedded SERS 2D platform for the aptamer detection of ochratoxin A //Analytical and bioanalytical chemistry. – 2013. – Т. 405. – №. 5. – С. 1613-1621.].As prototypes, taken a method for determining the spatial structure of biomolecules by small-angle X-ray scattering (SAXS) [Feigin L. A., Svergun D. I. Structure analysis by small-angle X-ray and neutron scattering. - New York: Plenum Press, 1987.], [Petoukhov M. V., Svergun D. I. Analysis of X-ray and neutron scattering from biomacromolecular solutions // Current opinion in structural biology. - 2007. - T. 17. - No. 5. - S. 562-571.], [Ikebukuro K., Okumura Y. et al. A novel method of screening thrombin-inhibiting DNA aptamers using an evolution-mimicking algorithm // Nucleic Acids Research, 2005, Vol. 33, No. 12 e108] and the method of obtaining spectra of giant Raman scattering (GCR), which has already been used in the study of the interaction of DNA aptamers with proteins [Yang L. et al. Aptamer-based surface-enhanced Raman scattering (SERS) sensor for thrombin based on supramolecular recognition, oriented assembly, and local field coupling // Analytical and bioanalytical chemistry. - 2017. - T. 409. - No. 1. - S. 235-242.], [Pagba C. V. et al. Direct detection of aptamer-thrombin binding via surface-enhanced Raman spectroscopy // Journal of biomedical optics. - 2010. - T. 15. - No. 4. - S. 047006-047006-8.], [Galarreta B. C. et al. Microfluidic channel with embedded SERS 2D platform for the aptamer detection of ochratoxin A // Analytical and bioanalytical chemistry. - 2013. - T. 405. - No. 5. - S. 1613-1621.].
Малоугловое рентгеновское рассеяние (МУРР)Small angle X-ray scattering (SAXS)
Метод МУРР позволяет исследовать биомолекулы напрямую в жидкости, в буферном растворе, соответствующем нативной, естественной среде изучаемой биомолекулы, при температурных условиях, соответствующих условиям функционирования биомолекулы.The SAXS method allows one to study biomolecules directly in a liquid, in a buffer solution corresponding to the native, natural environment of the studied biomolecule, under temperature conditions corresponding to the conditions of the biomolecule functioning.
Малоугловое рентгеновское рассеяние представляет собой упругое (без передачи энергии системе) рассеяние рентгеновского излучения с длиной волны обычно в пределах 0.1-0.2 нм на электронной плотности вещества. Рассеяние происходит в небольшом диапазоне углов от 0° до 15° от основного пучка, поэтому и называется малоугловым. Исследуемые биомолекулы расположены в растворе, поэтому они не упорядочены в пространстве. Small-angle X-ray scattering is elastic (without energy transfer to the system) scattering of X-rays with a wavelength usually in the range 0.1-0.2 nm by the electron density of a substance. Scattering occurs in a small range of angles from 0 ° to 15 ° from the main beam, which is why it is called small-angle. The investigated biomolecules are located in solution, so they are not ordered in space.
В случае, когда вещество упорядочено в кристаллическую решётку, сигнал от рассеяния будет суммироваться, так как рассеяние на электронной плотности происходит от каждой плоскости решётки в том же направлении, что и от предыдущей. Волны рассеянного излучения интерферируют между собой, что даёт яркие дифракционные пики - мы наблюдаем рентгеновскую дифракцию.In the case when the substance is ordered into a crystal lattice, the signal from the scattering will be summed up, since the scattering by the electron density occurs from each plane of the lattice in the same direction as from the previous one. The scattered radiation waves interfere with each other, which gives bright diffraction peaks - we observe X-ray diffraction.
В случае малоуглового рассеяния происходит рассеяние лучей во всех направлениях, при этом равные расстояния между рассеивающими центрами внутри молекулы дают рассеяние на равные углы, вследствие чего на детекторе возникает картина рассеяния, симметричная относительно центра пучка, имеющая различные интенсивности на различных углах относительно центра основного пучка.In the case of small-angle scattering, beams are scattered in all directions, while equal distances between the scattering centers inside the molecule give scattering at equal angles, as a result of which a scattering pattern appears on the detector that is symmetric with respect to the center of the beam, having different intensities at different angles relative to the center of the main beam.
Рассеяние рентгеновских лучей происходит на электронной плотности любых молекул, поэтому суммарная картина рассеяния несёт в себе как рассеяние на биомолекулах, находящихся в растворе, так и на молекулах самого буферного раствора. Для получения картины рассеяния именно от самой биомолекулы, производится вычитание сигнала от буферного раствора из сигнала от раствора с образцом.Scattering of X-rays occurs at the electron density of any molecules, therefore, the total scattering pattern contains both scattering by biomolecules in solution and by molecules of the buffer solution itself. To obtain a scattering pattern from the biomolecule itself, the signal from the buffer solution is subtracted from the signal from the solution with the sample.
Техническим результатом прототипа является способ, на основе которого из полученных данных производится расчёт структурных параметров молекулы и построение её пространственной структуры низкого разрешения из псевдоатомов. Ранее был описан способ определения структуры однотяжевых нуклеиновых кислот с помощью методов малоуглового рентгеновского рассеяния и молекулярного моделирования [Tomilin, F. N., Moryachkov, R., Shchugoreva, I., Zabluda, V. N., Peters, G., Platunov, M., ... & Ovchinnikov, S. G. Four Steps for Revealing and Validating 3D Structure of Aptamers in Solution by Small Angle X-ray Scattering and Computer Simulation //Analytical and bioanalytical chemistry. – 2019. – Т. 411. – №. 25. – С. 6723.].The technical result of the prototype is a method on the basis of which the structural parameters of the molecule are calculated from the obtained data and the construction of its low-resolution spatial structure from pseudo-atoms. Previously, a method was described for determining the structure of single-stranded nucleic acids using small-angle X-ray scattering and molecular modeling [Tomilin, FN, Moryachkov, R., Shchugoreva, I., Zabluda, VN, Peters, G., Platunov, M., ... & Ovchinnikov, SG Four Steps for Revealing and Validating 3D Structure of Aptamers in Solution by Small Angle X-ray Scattering and Computer Simulation // Analytical and bioanalytical chemistry. - 2019. - T. 411. - No. 25. - S. 6723.].
При моделировании полноатомных моделей биомолекул производится проверка корректности построенной модели на соответствие структуре реальной молекулы в растворе с помощью построения картины рассеяния от модели in silico, осуществляется так называемый “симулированный прожиг” [Svergun D., Barberato C., Koch M. H. J. CRYSOL–a program to evaluate X-ray solution scattering of biological macromolecules from atomic coordinates //Journal of applied crystallography. – 1995. – Т. 28. – №. 6. – С. 768-773.].When modeling full-atomic models of biomolecules, the correctness of the constructed model is checked for compliance with the structure of a real molecule in solution by constructing a scattering pattern from the model in silico, the so-called “simulated burning” is carried out [Svergun D., Barberato C., Koch MHJ CRYSOL – a program to evaluate X-ray solution scattering of biological macromolecules from atomic coordinates // Journal of applied crystallography. - 1995. - T. 28. - No. 6. - S. 768-773.].
Недостатками данного прототипа являются отсутствие информации о составе и внутреннем строении молекулы, межатомных взаимодействиях, получение структуры олигонуклеотидов низкого разрешения.The disadvantages of this prototype are the lack of information on the composition and internal structure of the molecule, interatomic interactions, obtaining the structure of low-resolution oligonucleotides.
Гигантское комбинационное рассеяние (ГКР)Giant Raman Scattering (GCR)
Комбинационное рассеяние представляет собой неупругое рассеяние света на молекулах, сопровождающееся энергетическим обменом между фотонами и колебательными подуровнями энергии молекулы. В случае комбинационного рассеяния света в спектре рассеянного излучения появляются спектральные линии, которых нет в спектре первичного (возбуждающего) света и отличающиеся от частоты исходного излучения на величину, соответствующую частоте нормальных колебаний молекулы. Число и расположение появившихся линий определяется молекулярным строением вещества, позволяя точно идентифицировать образец [Кэри, П. (1985). Применение спектроскопии КР и РКР в биохимии. ( перевод с англ. А. А. С. ; под ред. Б. В. Локшина., Ed.) (Мир). Москва]. Поскольку полосы спектра КР характеризуют колебания химических связей и геометрии рассеивающих молекул, спектроскопия КР находит широкое применение для оценки конформационных изменений исследуемых молекул [Pézolet, M., & Georgescauld, D. (1985). Raman spectroscopy of nerve fibers. A study of membrane lipids under steady state conditions. Biophysical Journal, 47, 367–372. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(85)83927-8]. Комбинационное рассеяние света возникает вследствие того, что движение электронов в молекуле связано с колебаниями ядер. Способность электронного облака деформироваться под действием электрического поля электромагнитной волны зависит от конфигурации ядер в данный момент и в случае внутримолекулярных колебаний изменяется с их частотой. И, наоборот, при деформации электронного облака могут возникнуть колебания ядерного остова молекулы [Кэри, П. (1985). Применение спектроскопии КР и РКР в биохимии. ( перевод с англ. А. А. С. ; под ред. Б. В. Локшина., Ed.) (Мир). Москва.].Raman scattering is the inelastic scattering of light by molecules, accompanied by an energy exchange between photons and vibrational energy sublevels of the molecule. In the case of Raman scattering of light, spectral lines appear in the spectrum of scattered radiation, which are absent in the spectrum of the primary (exciting) light and differ from the frequency of the initial radiation by an amount corresponding to the frequency of normal vibrations of the molecule. The number and location of the lines that appear is determined by the molecular structure of the substance, making it possible to accurately identify the sample [Carey, P. (1985). Application of Raman and Raman spectroscopy in biochemistry. (translated from English A. A. S .; under the editorship of B.V. Lokshin., Ed.) (World). Moscow]. Since the bands of the Raman spectrum characterize the vibrations of chemical bonds and the geometry of scattering molecules, Raman spectroscopy is widely used to assess the conformational changes of the studied molecules [Pézolet, M., & Georgescauld, D. (1985). Raman spectroscopy of nerve fibers. A study of membrane lipids under steady state conditions. Biophysical Journal, 47, 367-372. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(85)83927-8]. Raman scattering of light arises due to the fact that the motion of electrons in a molecule is associated with vibrations of nuclei. The ability of an electron cloud to deform under the action of an electric field of an electromagnetic wave depends on the configuration of the nuclei at a given moment and, in the case of intramolecular vibrations, changes with their frequency. And, conversely, when the electron cloud is deformed, vibrations of the nuclear core of the molecule can occur [Carey, P. (1985). Application of Raman and Raman spectroscopy in biochemistry. (translated from English A. A. S .; under the editorship of B.V. Lokshin., Ed.) (World). Moscow.].
Метод спектроскопии гигантского комбинационного рассеяния использует эффект усиления интенсивности (до 108 – 1011 раз) эффективного сечения комбинационного рассеяния для ряда молекул, адсорбированных на шероховатой поверхности некоторых металлов, либо наночастицах металла (золото, серебро, медь, платина) за счёт явления поверхностного плазмонного резонанса [Емельянов В. И., Коротеев Н. И. Эффект гигантского комбинационного рассеяния света молекулами, адсорбированными на поверхности металла //Успехи физических наук. – 1981. – Т. 135. – №. 10. – С. 345-361.].The method of giant Raman spectroscopy uses the effect of increasing the intensity (up to 108 - 1011 times) of the effective cross section of Raman scattering for a number of molecules adsorbed on the rough surface of some metals, or metal nanoparticles (gold, silver, copper, platinum) due to the phenomenon of surface plasmon resonance [ Emelyanov V.I., Koroteev N.I. Effect of giant Raman scattering of light by molecules adsorbed on a metal surface // Uspekhi fizicheskikh nauk. - 1981. - T. 135. - No. 10. - S. 345-361.].
Генерация интенсивного ГКР производится с помощью облучения лазером специально приготовленных металлических поверхностей с сильной шероховатостью, либо наночастиц размерами 20-60 нм с неровной поверхность, либо покрытых шипами и бороздами, для получения наибольшего эффекта многократного усиления электрического поля вблизи наночастицы или подложки за счёт резонанса частоты падающего света и частоты коллективных колебаний свободных поверхностных электронов металла - плазмонов.Intense SERS is generated by laser irradiation of specially prepared metal surfaces with a strong roughness, or nanoparticles with a size of 20-60 nm with an uneven surface, or covered with thorns and grooves, in order to obtain the greatest effect of multiple amplification of the electric field near the nanoparticle or substrate due to the resonance of the incident frequency. light and the frequency of collective vibrations of free surface electrons of a metal - plasmons.
Таким образом, ГКР позволяет получить колебательные спектры биомолекул в растворе, идентифицировать определённые химические связи между атомами внутри молекулы, установить признаки растяжения, деформации отдельных связей. Недостатком данного способа является отсутствие информации о пространственном взаимном расположении доменов молекулы, что не даёт возможности построить полноатомную модель молекулы.Thus, SERS makes it possible to obtain vibrational spectra of biomolecules in solution, identify certain chemical bonds between atoms within a molecule, and establish signs of stretching and deformation of individual bonds. The disadvantage of this method is the lack of information about the spatial mutual arrangement of the domains of the molecule, which makes it impossible to build a full-atomic model of the molecule.
Таким образом, оба прототипа, используемые по отдельности, имеют обозначенные недостатки, не позволяющие определить пространственную структуру, изучаемых биологических молекул с высоким разрешением. Для решения технической задачи повышения точности определения пространственной структуры биомолекул предлагается использовать комбинацию МУРР и ГКР методов и набор данных, которые будут давать необходимый набор информации о структурных особенностях биомолекулы, используемый при молекулярном моделировании исследуемой молекулы.Thus, both prototypes, used separately, have the indicated drawbacks, which do not allow determining the spatial structure of the studied biological molecules with high resolution. To solve the technical problem of increasing the accuracy of determining the spatial structure of biomolecules, it is proposed to use a combination of SAXS and SERS methods and a data set that will provide the necessary set of information on the structural features of a biomolecule used in molecular modeling of the studied molecule.
Техническим результатом изобретения является способ получения пространственной структуры биологических молекул олигонуклеотидов в растворе высокого разрешения.The technical result of the invention is a method for obtaining the spatial structure of biological molecules of oligonucleotides in a high-resolution solution.
Технический результат достигается тем, что способ определения пространственной структуры биологических молекул олигонуклеотидов в растворе, включает измерение малоуглового рентгеновского рассеяния от биомолекул в растворе, определение структурных параметров, измерение спектров гигантского комбинационного рассеяния, моделирование полноатомной модели пространственной структуры биомолекулы олигонуклеотида. При построении полноатомной модели структуры биомолекулы олигонуклеотида высокого разрешения используется его олигонуклеотидная последовательность, построенные на её основе наиболее вероятные вторичные структуры, отдельные уникальные для молекулы полосы спектров гигантского комбинационного рассеяния в диапазоне 600-1800 см-1, из которого извлекается и формируется набор данных о межатомных связях в молекуле, ответственных за образование элементов вторичной и третичной структуры, а также прохождение валидации картины малоуглового рентгеновского рассеяния от модели на соответствие картине рассеяния от монодисперсного раствора с молекулами олигонуклеотида.The technical result is achieved by the fact that the method for determining the spatial structure of biological molecules of oligonucleotides in solution includes measuring small-angle X-ray scattering from biomolecules in solution, determining structural parameters, measuring giant Raman spectra, modeling a full-atomic model of the spatial structure of an oligonucleotide biomolecule. When constructing a high-resolution full-atomic model of the structure of an oligonucleotide biomolecule, its oligonucleotide sequence is used, the most probable secondary structures built on its basis, individual bands of giant Raman spectra in the range 600-1800 cm -1 , unique for the molecule, from which a set of data on interatomic bonds in the molecule responsible for the formation of elements of the secondary and tertiary structure, as well as the passage of the validation of the small-angle X-ray scattering pattern from the model for compliance with the scattering pattern from a monodisperse solution with oligonucleotide molecules.
Отличие заявляемого способа от прототипа заключается в том, что в заявляемом способе определение пространственной структуры биологических молекул олигонуклеотидов в растворе, включает измерение малоуглового рентгеновского рассеяния от биомолекул в растворе, определение структурных параметров, измерение спектров гигантского комбинационного рассеяния, моделирование полноатомной модели пространственной структуры биомолекулы олигонуклеотида. При построении полноатомной модели структуры биомолекулы олигонуклеотида высокого разрешения используется его олигонуклеотидная последовательность, построенные на её основе наиболее вероятные вторичные структуры, отдельные уникальные для молекулы полосы спектров гигантского комбинационного рассеяния в диапазоне 600-1800 см-1, из которого извлекается и формируется набор данных о межатомных связях в молекуле, ответственных за образование элементов вторичной и третичной структуры, а также прохождение валидации картины малоуглового рентгеновского рассеяния от модели на соответствие картине рассеяния от монодисперсного раствора с молекулами олигонуклеотида.The difference between the proposed method and the prototype lies in the fact that in the claimed method the determination of the spatial structure of biological molecules of oligonucleotides in solution includes the measurement of small-angle X-ray scattering from biomolecules in solution, determination of structural parameters, measurement of giant Raman spectra, modeling of a full-atomic model of the spatial structure of an oligonucleotide biomolecule. When constructing a high-resolution full-atomic model of the structure of an oligonucleotide biomolecule, its oligonucleotide sequence is used, the most probable secondary structures built on its basis, individual bands of giant Raman spectra in the range 600-1800 cm -1 , unique for the molecule, from which a set of data on interatomic bonds in the molecule responsible for the formation of elements of the secondary and tertiary structure, as well as the passage of the validation of the small-angle X-ray scattering pattern from the model for compliance with the scattering pattern from a monodisperse solution with oligonucleotide molecules.
Перечисленные выше отличительные от прототипа признаки позволяют сделать вывод о соответствии заявляемых технических решений критерию «новизна».The above-mentioned features distinguishing from the prototype make it possible to conclude that the proposed technical solutions comply with the "novelty" criterion.
Признаки, отличающие заявляемые технические решения от прототипа, не выявлены в других технических решениях и, следовательно, обеспечивают заявляемому решению соответствие критерию «изобретательский уровень». The features that distinguish the claimed technical solutions from the prototype are not identified in other technical solutions and, therefore, ensure compliance with the "inventive step" criterion for the claimed solution.
Сущность изобретения: Метод малоуглового рассеяния даёт информацию об общей форме молекулы и очертания её доменной структуры, так как является структурным методом низкого разрешения. С другой стороны, метод ГКР даёт информацию о строении молекулы на малых масштабах: отдельных химических связях, уровне взаимодействия отдельных нуклеотидов и их составных частей: гетероциклах, сахарных моносахаридах рибозе либо дезоксирибозе, фосфатном остове молекулы, азотистых основаниях. Знание самой последовательности, наличие наиболее вероятных вторичных структур, укладка их в форму общей электронной плотности на основе МУРР и уточнение структуры, наложение соответствующих ограничений на структуру, позволяют построить полноатомную модель структуры молекулы олигонуклеотида в растворе высокого разрешения, при этом построенная модель повторно проходит валидацию на соответствие картины рассеяния от модели картине рассеяния от молекулы из эксперимента МУРР.The essence of the invention: The method of small-angle scattering provides information about the general shape of the molecule and the outline of its domain structure, as it is a structural method of low resolution. On the other hand, the SERS method provides information on the structure of a molecule on a small scale: individual chemical bonds, the level of interaction of individual nucleotides and their constituent parts: heterocycles, sugar monosaccharides ribose or deoxyribose, phosphate backbone of a molecule, nitrogenous bases. Knowledge of the sequence itself, the presence of the most probable secondary structures, their folding into the form of a total electron density based on SAXS and the refinement of the structure, the imposition of appropriate restrictions on the structure, make it possible to construct a full-atomic model of the structure of an oligonucleotide molecule in a high-resolution solution, while the constructed model is re-validated for the correspondence of the scattering pattern from the model to the scattering pattern from the molecule from the SAXS experiment.
Первоначально определяются размеры молекулы, форм-фактор - взаимное распределение объёма молекулы в пространстве, восстанавливается трёхмерная, пространственная структура биомолекулы низкого разрешения, порядка 1-2 нм, с помощью метода малоуглового рентгеновского рассеяния. На основе изначально известной последовательности нуклеотидов, составляющих молекулу олигонуклеотида, строится набор вторичных структур.Initially, the size of the molecule is determined, the form factor is the mutual distribution of the volume of the molecule in space, the three-dimensional, spatial structure of a low-resolution biomolecule, of the order of 1-2 nm, is restored using the method of small-angle X-ray scattering. A set of secondary structures is built on the basis of the initially known sequence of nucleotides that make up the oligonucleotide molecule.
Далее, на основе пространственной формы молекулы низкого разрешения производится дизайн полноатомной модели структуры молекулы. На основе данных ГКР производится идентификация вторичной структуры, наиболее соответствующей структуре молекулы олигонуклеотида в растворе, а также накладываются существенные ограничения на расстояния между нуклеотидами, натяжения фосфатного остова, положение и растяжения гетероциклов, участие нуклеотидов в образовании элементов вторичной структуры, таких как шпильки, петли, комплементарное связывание в спираль B-типа, G-квадруплексы, стопкование нуклеотидов и другие. Для этого используется набор спектральных линий в диапазоне 600-1800 см-1, из которого извлекается и формируется набор данных о межатомных связях в молекуле. Производится дизайн структуры молекулы олигонуклеотида с учётом трёхмерной формы общей электронной плотности молекулы и ограничений, накладываемых на химические связи между атомами внутри молекулы, а также на связи, учитывающие взаимодействие внешних частей молекулы с окружающим раствором и распределения зарядов на её поверхности.Further, based on the spatial shape of the low-resolution molecule, a full-atomic model of the structure of the molecule is designed. Based on the SERS data, the secondary structure is identified that most closely matches the structure of the oligonucleotide molecule in solution, as well as significant restrictions are imposed on the distances between nucleotides, the tension of the phosphate backbone, the position and stretching of heterocycles, the participation of nucleotides in the formation of elements of the secondary structure, such as hairpins, loops, complementary binding in the B-type helix, G-quadruplexes, nucleotide stacking, and others. For this, a set of spectral lines in the range 600-1800 cm -1 is used , from which a set of data on interatomic bonds in a molecule is extracted and formed. The design of the structure of the oligonucleotide molecule is made, taking into account the three-dimensional form of the total electron density of the molecule and the restrictions imposed on the chemical bonds between atoms inside the molecule, as well as on the bonds, taking into account the interaction of the outer parts of the molecule with the surrounding solution and the distribution of charges on its surface.
Пример осуществленияImplementation example
Способ был применён для определения пространственной структуры молекулы ДНК-аптамера LC-18t к клеткам раковой опухоли лёгкого. Аптамеры - это короткие (10-100 нуклеотидов) однотяжевые цепочки ДНК, либо РНК, пространственная структура и распределение зарядов на поверхности которых позволяют им с высокой специфичностью и аффинностью связываться с определенными молекулярными мишенями, для которых эти аптамеры были отобраны. В качестве мишеней могут выступать белки, вирусы, бактерии, целые клетки, либо ткани организма. Их отбор производится обычно из большой библиотеки олигонуклеотидов с различными последовательностями. Такой метод называется систематической эволюцией лигандов с экспоненциальным обогащением (SELEX). Высокое сродство аптамера к его молекулярной мишени определяется его первичной структурой - олигонуклеотидной последовательностью. Она формирует вторичную структуру, состоящую из комплементарно связанных Уотсон-Криковских пар нуклеотидов в двойную спираль B-типа, шпильки, петли, G-квадруплексы и другие. Вторичная структура, в свою очередь, укладывается в уникальную вторичную структуру, которая формируется за счёт слабых нековалентных связей: водородных, Ван-дер-Ваальсовых, гидрофобных. Данную трёхмерную структуру довольно сложно, а чаще всего - почти невозможно, предсказать без опоры на какие-либо экспериментальные данные.The method was applied to determine the spatial structure of the LC-18t DNA aptamer molecule for lung cancer cells. Aptamers are short (10-100 nucleotides) single-stranded DNA or RNA chains, the spatial structure and distribution of charges on the surface of which allow them to bind with high specificity and affinity to certain molecular targets for which these aptamers were selected. The targets can be proteins, viruses, bacteria, whole cells, or body tissues. They are usually selected from a large library of oligonucleotides with different sequences. This method is called systematic ligand evolution with exponential enrichment (SELEX). The high affinity of the aptamer for its molecular target is determined by its primary structure, the oligonucleotide sequence. It forms a secondary structure consisting of complementary linked Watson-Crick base pairs in a B-type double helix, hairpins, loops, G-quadruplexes, and others. The secondary structure, in turn, fits into a unique secondary structure, which is formed due to weak non-covalent bonds: hydrogen, van der Waals, hydrophobic. This three-dimensional structure is quite difficult, and more often it is almost impossible, to predict without relying on any experimental data.
Для данных целей был применён представленный в изобретении способ. Аптамер LC-18t был подготовлен в нескольких концентрациях для измерений малоуглового рентгеновского рассеяния: 10, 5, 2 и 1 мг/мл, в буферном растворе PBS. Растворы с аптамером были экспонированы пучком синхротронного рентгеновского излучения с длиной волны 0.1 нм на станции МУРР P12 BioSAXS (EMBL, DESY), получены картины рассеяния на детекторе Dectris PILATUS 2M в диапазоне значений вектора рассеяния 0.2 < s < 5 нм-1, на основе которых определены структурные параметры молекулы, такие как максимальный размер, функция распределения по расстояниям между рассеивающими центрами, объём и молекулярная масса, форм-фактор частицы, восстановлена форма общей электронной плотности молекулы низкого разрешения (1-1.5 нм), построена шариковая модель из псевдоатомов для данной молекулы.For these purposes, the method presented in the invention was applied. Aptamer LC-18t was prepared at several concentrations for small angle X-ray scattering measurements: 10, 5, 2 and 1 mg / ml, in PBS buffer. The solutions with the aptamer were exposed to a synchrotron X-ray beam with a wavelength of 0.1 nm at the P12 BioSAXS SAXS station (EMBL, DESY), scattering patterns were obtained on the Dectris PILATUS 2M detector in the range of scattering vector values 0.2 <s <5 nm -1 , based on which the structural parameters of the molecule were determined, such as the maximum size, the distribution function over the distances between the scattering centers, the volume and molecular weight, the form factor of the particle; molecules.
Олигонуклеотидная последовательность аптамера известна, её длина 35 нуклеотидов. Далее были построены несколько наиболее вероятных вторичных структур с помощью программы mFold [Zuker M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction //Nucleic acids research. – 2003. – Т. 31. – №. 13. – С. 3406-3415.].The oligonucleotide sequence of the aptamer is known; its length is 35 nucleotides. Next, several of the most likely secondary structures were built using the mFold program [Zuker M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction // Nucleic acids research. - 2003. - T. 31. - No. 13. - S. 3406-3415.].
Регистрацию спектров гигантского комбинационного рассеяния (ГКР) осуществляли на приборе i-Raman Plus (B&WTeck) оснащенный ПЗС-матрицей и системой охлаждения до -70 °C. Регистрацию спектров осуществляли при использовании лазера с длиной волны возбуждающего света 532 нм. Время регистрации сигнала – 3 секунды, количество накоплений сигнала – 2, мощность лазера – 40 мВ. Регистрацию спектров осуществляли в диапазоне 150-4000 см-1 с шагом 1.8 см-1. Регистрация спектров ГКР с использованием длины волны возбуждающего света 785 нм проводили на приборе i-Raman Pro (B&WTeck) оснащенный ПЗС-матрицей и системой охлаждения до -70 °C. Время регистрации сигнала 5 секунд, мощность лазера 30 мВ. Регистрацию спектров осуществляли в диапазоне 180-3010 см-1 с шагом 2 см-1.The giant Raman spectra were recorded on an i-Raman Plus (B & WTeck) instrument equipped with a CCD matrix and a cooling system down to -70 ° C. The spectra were recorded using a laser with an exciting light wavelength of 532 nm. Signal registration time - 3 seconds, number of signal accumulations - 2, laser power - 40 mV. The spectra were recorded in the range 150-4000 cm -1 with a step of 1.8 cm -1 . SERS spectra were recorded using an exciting light wavelength of 785 nm using an i-Raman Pro (B & WTeck) instrument equipped with a CCD matrix and a cooling system down to -70 ° C. Signal registration time 5 seconds, laser power 30 mV. The spectra were recorded in the range 180-3010 cm -1 with a step of 2 cm -1 .
Для регистрации спектров ГКР использовали серебряные наночастицы (далее, AgNPs) с максимумом поглощения при 400 нм, диаметр составил 33.6 нм. Для регистрации сигнала, на алюминиевую подложку наносили раствор из аптамера (конечная концентрация 1 мг/мл) и серебряных наночастиц в соотношении 1:1. Время агрегации наночастиц составило 20 секунд.To record the SERS spectra, we used silver nanoparticles (hereinafter, AgNPs) with an absorption maximum at 400 nm; the diameter was 33.6 nm. To register the signal, a solution of aptamer (final concentration 1 mg / ml) and silver nanoparticles was applied to an aluminum substrate in a 1: 1 ratio. The nanoparticle aggregation time was 20 seconds.
Полученные спектры обрабатывали в программе Origin2017 (OriginLab Corporation, США). Обработка сигнала включала в себя вычитание базовой линии. При высокой зашумленности спектров использовали сглаживание по 5 точкам, которое не влияло на величину и форму пиков. Для построения разностных спектров и сравнения спектров от разных образцов между собой использовали нормировку на максимум полосы воды (диапазон 2900-3800 см-1) и нормировку на максимум спектра (далее, нормировка на максимум).The obtained spectra were processed using the Origin2017 software (OriginLab Corporation, USA). Signal processing included baseline subtraction. With a high noise level of the spectra, 5-point smoothing was used, which did not affect the size and shape of the peaks. To construct difference spectra and compare spectra from different samples with each other, we used normalization to the maximum of the water band (range 2900-3800 cm -1 ) and normalization to the maximum of the spectrum (hereinafter, normalization to the maximum).
Аптамер имеет уникальные для данной молекулы колебания в области 600-2000 см-1 в сравнении с другими исследуемыми аптамерами, характерные колебания СН2- СН3-связей в области 2800-3000 см-1 и ОН-групп воды в области 3000-3800 см-1. The aptamer has unique vibrations for a given molecule in the region of 600-2000 cm -1 in comparison with other studied aptamers, characteristic vibrations of CH2-CH3 bonds in the region of 2800-3000 cm -1 and OH groups of water in the region of 3000-3800 cm -1 ...
Также выявлены внеплоскостные колебания ССС-связей, колебания С-Н связей, растяжение СОО-связей, растяжение С-С-связей. В области валентных колебаний ОН-групп воды различно положение максимумов, что может указывать на различное электростатическое взаимодействие сильных и слабых О-Н-связей с аптамером, что указывает на различные значения заряда на поверхности молекулы олигонуклеотида.Also, out-of-plane vibrations of CCC bonds, vibrations of C - H bonds, stretching of COO bonds, and stretching of C - C bonds were revealed. In the region of stretching vibrations of the OH groups of water, the positions of the maxima are different, which may indicate different electrostatic interactions of strong and weak OH bonds with the aptamer, which indicates different values of the charge on the surface of the oligonucleotide molecule.
Выявлен уникальный набор полос (1018, 1195, 1272, 1344, 1352, 1404, 1443, 1583-1586, 1622 см-1), в том числе: 1018 и 1443 - колебания дезоксирибозы, 1272 - растяжение кольца и C-H деформация тимина, 1583 - участие N2H в гуанине в водородной связи и другие.A unique set of bands was revealed (1018, 1195, 1272, 1344, 1352, 1404, 1443, 1583-1586, 1622 cm -1 ), including: 1018 and 1443 - vibrations of deoxyribose, 1272 - ring tension and CH deformation of thymine, 1583 - participation of N2H in guanine in hydrogen bonds and others.
Использование набора индивидуальных полос ГКР позволило наложить требуемые ограничения на положения отдельных нуклеотидов в молекуле аптамера, на участие отдельных азотистых оснований в водородных связях, участвующих в образовании элементов вторичной структуры и укладки её в третичную структуру при построении полноатомной модели структуры биомолекулы олигонуклеотида.The use of a set of individual SERS bands made it possible to impose the required restrictions on the positions of individual nucleotides in the aptamer molecule, on the participation of individual nitrogenous bases in hydrogen bonds participating in the formation of secondary structure elements and its folding into a tertiary structure when constructing a full-atomic model of the oligonucleotide biomolecule structure.
Моделирование атомной структуры аптамеров осуществлялось с помощью программы Facio [Suenaga M., Facio: New Computational Chemistry Environment for PC GAMESS // J. Comput. Chem. Jpn. – 2005. – Vol. 4. –P25–32.]. На первом этапе проводилось построение первоначальной геометрии молекул в пространстве в соответствии с вторичной структурой. Затем, полученные атомные структуры накладывали и сравнивали с экспериментальной формой, полученной из малоуглового рассеяния. Добивались максимального совпадения размеров моделируемой структуры с экспериментально полученным объёмом. На втором этапе осуществляли «тонкую» подстройку геометрии молекулы под экспериментально полученную форму. Проводили подстройку частей молекул (нуклеотидов) таким образом, чтобы по форме они максимально совпадали с экспериментальными особенностями фигуры, полученной по данным МУРР с учётом ограничений и информации из спектров ГКРModeling of the atomic structure of aptamers was carried out using the Facio program [Suenaga M., Facio: New Computational Chemistry Environment for PC GAMESS // J. Comput. Chem. Jpn. - 2005. - Vol. 4. –P25–32.]. At the first stage, the initial geometry of molecules in space was constructed in accordance with the secondary structure. Then, the resulting atomic structures were superimposed and compared with the experimental shape obtained from small-angle scattering. Achieved maximum coincidence of the sizes of the modeled structure with the experimentally obtained volume. At the second stage, a "fine" adjustment of the geometry of the molecule to the experimentally obtained shape was carried out. The parts of molecules (nucleotides) were adjusted so that their shape coincided as much as possible with the experimental features of the figure obtained from the SAXS data, taking into account the limitations and information from the SERS spectra.
Полученная структура прошла валидацию на соответствие её картины рассеяния той картине рассеяния, что была получена в ходе измерений малоуглового рентгеновского рассеяния, с наименьшим значением невязки с экспериментальными данными в сравнении с предыдущими моделями, полученными только с применением способов, выбранных в качестве прототипов.The resulting structure was validated for the correspondence of its scattering pattern to the scattering pattern that was obtained in the course of measurements of small-angle X-ray scattering, with the lowest value of the discrepancy with the experimental data in comparison with previous models obtained only using the methods selected as prototypes.
Использование способа, описанного в изобретении, позволило получить структуру биомолекулы ДНК-аптамера LC-18t в высоком разрешении, что показывает применимость изобретения при решении поставленных практических задач.The use of the method described in the invention made it possible to obtain the structure of the biomolecule DNA aptamer LC-18t in high resolution, which shows the applicability of the invention in solving the set practical problems.
Claims (1)
Priority Applications (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| RU2020140839A RU2751797C1 (en) | 2020-12-11 | 2020-12-11 | Method for determining spatial structure of biomolecules |
Applications Claiming Priority (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| RU2020140839A RU2751797C1 (en) | 2020-12-11 | 2020-12-11 | Method for determining spatial structure of biomolecules |
Publications (1)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| RU2751797C1 true RU2751797C1 (en) | 2021-07-19 |
Family
ID=77019875
Family Applications (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| RU2020140839A RU2751797C1 (en) | 2020-12-11 | 2020-12-11 | Method for determining spatial structure of biomolecules |
Country Status (1)
| Country | Link |
|---|---|
| RU (1) | RU2751797C1 (en) |
Citations (4)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| RU2210986C2 (en) * | 2000-09-01 | 2003-08-27 | Кванта Вижн, Инк. | Molecular structural medicinal diagnostics |
| WO2013103408A1 (en) * | 2011-10-07 | 2013-07-11 | Duke University | Apparatus for coded aperture x-ray scatter imaging and method therefor |
| WO2015023741A1 (en) * | 2013-08-13 | 2015-02-19 | Duke University | Structured illumination for volumetric-molecular-imaging |
| RU2626576C1 (en) * | 2016-09-06 | 2017-07-28 | Федеральное государственное учреждение "Федеральный научно-исследовательский центр "Кристаллография и фотоника" Российской академии наук" | Method of determination of conditions of crystalisation of proteins |
-
2020
- 2020-12-11 RU RU2020140839A patent/RU2751797C1/en active
Patent Citations (4)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| RU2210986C2 (en) * | 2000-09-01 | 2003-08-27 | Кванта Вижн, Инк. | Molecular structural medicinal diagnostics |
| WO2013103408A1 (en) * | 2011-10-07 | 2013-07-11 | Duke University | Apparatus for coded aperture x-ray scatter imaging and method therefor |
| WO2015023741A1 (en) * | 2013-08-13 | 2015-02-19 | Duke University | Structured illumination for volumetric-molecular-imaging |
| RU2626576C1 (en) * | 2016-09-06 | 2017-07-28 | Федеральное государственное учреждение "Федеральный научно-исследовательский центр "Кристаллография и фотоника" Российской академии наук" | Method of determination of conditions of crystalisation of proteins |
Non-Patent Citations (1)
| Title |
|---|
| Galarreta B. C. et al., Microfluidic channel with embedded SERS 2D platform for the aptamer detection of ochratoxin A, Analytical and bioanalytical chemistry, 2013, Т. 405, N 5, с. 1613-1621. * |
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| Carey | Raman crystallography and other biochemical applications of Raman microscopy | |
| US11698373B2 (en) | Proteomic assay using quantum sensors | |
| Schmucker et al. | Correlating nanorod structure with experimentally measured and theoretically predicted surface plasmon resonance | |
| Burnum et al. | Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for the investigation of proteins and peptides | |
| Cesare Marincola et al. | Competitive Na+ and Rb+ binding in the minor groove of DNA | |
| Tomilin et al. | Four steps for revealing and adjusting the 3D structure of aptamers in solution by small-angle X-ray scattering and computer simulation | |
| Das et al. | Plasmonic nanostructures for the ultrasensitive detection of biomolecules | |
| US9606106B2 (en) | NMR-based metabolite screening platform | |
| Yan et al. | On the road to accurate protein biomarkers in prostate cancer diagnosis and prognosis: current status and future advances | |
| RU2751797C1 (en) | Method for determining spatial structure of biomolecules | |
| Wiercigroch et al. | FT-IR spectroscopic imaging of endothelial cells response to tumor necrosis factor-α: To follow markers of inflammation using standard and high-magnification resolution | |
| Yu et al. | Experimental approaches for investigating ion atmospheres around nucleic acids and proteins | |
| Kar et al. | Label-free discrimination of tumorigenesis stages using in vitro prostate cancer bone metastasis model by Raman imaging | |
| Xie et al. | Probing queuosine modifications of transfer RNA in single living cells via plasmonic affinity sandwich assay | |
| Dihazi et al. | The secretome analysis of activated human renal fibroblasts revealed beneficial effect of the modulation of the secreted peptidyl-prolyl cis-trans isomerase A in kidney fibrosis | |
| Váncza et al. | SPOCK1 overexpression suggests poor prognosis of ovarian cancer | |
| Liu et al. | Metabolic profiling disturbance of PM2. 5 revealed by Raman spectroscopy and mass spectrometry–based nontargeted metabolomics | |
| Gaston | Application of NIR Raman spectroscopy to probe the flexibility of RNA structure | |
| Nanda et al. | Cancer cell detection on the surface of top-gated monolayer graphene via raman spectroscopy | |
| Rafalskiy et al. | Application of vibrational spectroscopy and nuclear magnetic resonance methods for drugs pharmacokinetics research | |
| Partouche et al. | Techniques to analyze sRNA protein cofactor self-assembly in vitro | |
| Mamián-López et al. | Vibrational spectroscopy in bioanalysis | |
| Frickenstein | Improving Quantification of Nanoscale Interactions by Engineering Monodisperse Gold Nanoparticles | |
| Bordallo et al. | Uncovering the dynamics of confined water using neutron scattering: perspectives | |
| León-Paz-de-Rodríguez et al. | DNA Hyperstructure |