RU2370771C2 - Method of osteogenic potential assessment for mesenchymal stromal cells - Google Patents
Method of osteogenic potential assessment for mesenchymal stromal cells Download PDFInfo
- Publication number
- RU2370771C2 RU2370771C2 RU2007143233/15A RU2007143233A RU2370771C2 RU 2370771 C2 RU2370771 C2 RU 2370771C2 RU 2007143233/15 A RU2007143233/15 A RU 2007143233/15A RU 2007143233 A RU2007143233 A RU 2007143233A RU 2370771 C2 RU2370771 C2 RU 2370771C2
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- mscs
- osteogenic
- msc
- cells
- optical density
- Prior art date
Links
Abstract
Description
Изобретение относится к медицине и клеточной биологии и может быть использовано в трансплантологии, травматологии и ортопедии для предварительной оценки in vitro функциональной активности мезенхимальных стромальных клеток с целью определения их остеогенного потенциала.The invention relates to medicine and cell biology and can be used in transplantology, traumatology and orthopedics for a preliminary assessment in vitro of the functional activity of mesenchymal stromal cells in order to determine their osteogenic potential.
Мезенхимальные стромальные клетки (МСК) относятся к классу соматических полипотентных клеток-предшественников, которые характеризуются способностью к самоподдержанию и дифференцировке в различные типы клеток мезодермы (остеобласты, хондроциты, адипоциты). Впервые МСК были обнаружены в костном мозге, однако, в настоящее время показано, что МСК могут быть выделены также из других источников (жировая ткань, плацента, пуповинная кровь, амниотическая жидкость, хрящевая и мышечная ткань). В 2006 году Комитетом по стволовым клеткам Международного общества клеточной терапии была проведена согласительная конференция и определены «минимальные» критерии, специфичные для МСК: а) адгезия к пластику и фибробластоподобная морфология, б) характерный иммунофенотип (экспрессия CD73, CD90, CD105 и отсутствие экспрессии CD34, CD45, HLA-DR) и в) способность дифференцироваться в остеогенном, адипогенном и хондрогенном направлении [1].Mesenchymal stromal cells (MSCs) belong to the class of somatic polypotent progenitor cells, which are characterized by the ability to self-maintain and differentiate into different types of mesoderm cells (osteoblasts, chondrocytes, adipocytes). MSCs were first detected in the bone marrow, however, it has now been shown that MSCs can also be isolated from other sources (adipose tissue, placenta, umbilical cord blood, amniotic fluid, cartilage and muscle tissue). In 2006, the Stem Cell Committee of the International Society of Cell Therapy held a conciliation conference and determined the “minimum” criteria specific for MSCs: a) plastic adhesion and fibroblast-like morphology, b) characteristic immunophenotype (expression of CD73, CD90, CD105 and lack of expression of CD34 , CD45, HLA-DR) and c) the ability to differentiate in osteogenic, adipogenic and chondrogenic directions [1].
В современной трансплантологии широко разрабатываются новые подходы по использованию МСК, например, для восстановления репаративного остеогенеза у пациентов с различными его нарушениями как местного, так и системного характера [2, 3]. При этом наиболее безопасным считается использование аутологичного клеточного материала, что позволяет отказаться от гетеро- или аллотрансплантаций, сопряженных с решением проблем гистосовместимости, этических и юридических вопросов, а также позволяет исключить риск ятрогенного инфицирования.In modern transplantology, new approaches are widely developed for the use of MSCs, for example, for the restoration of reparative osteogenesis in patients with various disorders of both local and systemic nature [2, 3]. In this case, the use of autologous cellular material is considered the safest, which eliminates hetero- or allotransplantations associated with the solution of histocompatibility problems, ethical and legal issues, and also eliminates the risk of iatrogenic infection.
Однако использование МСК в целях аутотрансплантации диктует необходимость предварительной оценки их дифференцировочного потенциала. Способность МСК к направленной дифференцировке in vitro является ключевым параметром, отражающим функциональную активность МСК. Очевидно, что эффективность лечения с использованием трансплантации МСК во многом будет определяться сохранностью их дифференцировочных потенций, которые, в свою очередь, прямо зависят от множества факторов (возраст и генетические особенности больного, характер/распространенность патологического процесса, медикаментозная предлеченность, источник получения и особенности выделения/экспансии МСК in vitro и т.д.).However, the use of MSCs for autotransplantation necessitates a preliminary assessment of their differentiation potential. The ability of MSCs to directed differentiation in vitro is a key parameter that reflects the functional activity of MSCs. Obviously, the effectiveness of treatment using MSC transplantation will be largely determined by the preservation of their differentiation potentials, which, in turn, directly depends on many factors (age and genetic characteristics of the patient, the nature / prevalence of the pathological process, medication, source of production and features of isolation / expansion of MSCs in vitro, etc.).
Дифференцировку МСК в остеогенном направлении стимулируют путем их культивирования в течение 18-21 сут в индукционной питательной среде, содержащей дексаметазон или 1,25-дигидроксивитамин D3, β-глицерофосфат и аскорбиновой кислоты-2-фосфат. Для оценки остеогенной дифференцировки МСК используют несколько подходов [4, 5]. Чаще всего проводят гистохимический анализ клеточного монослоя по окрашиванию депозитов кальция во внеклеточном матриксе с помощью специальных красителей (либо ализарина красного S, либо нитрата серебра методом von Kossa). Наличие минерализации, как результат отстеогенной дифференцировки МСК, оценивается визуально с помощью обычной световой микроскопии. Реже используют проточную цитофлюориметрию или полимеразную цепную реакцию в режиме реального времени (real-time PCR) для оценки экспрессии поверхностных маркеров или мРНК генов, специфичных для остеобластов [6, 7]. Данные подходы являются, по сути, качественными методами, которые позволяют только выявить остеогенную дифференцировку МСК (есть/нет) без учета ее выраженности и интенсивности.The differentiation of MSCs in the osteogenic direction is stimulated by culturing them for 18-21 days in an induction nutrient medium containing dexamethasone or 1,25-dihydroxyvitamin D 3 , β-glycerophosphate and ascorbic acid-2-phosphate. Several approaches are used to assess the osteogenic differentiation of MSCs [4, 5]. Most often, a histochemical analysis of the cell monolayer is performed to stain calcium deposits in the extracellular matrix using special dyes (either alizarin red S or silver nitrate using the von Kossa method). The presence of mineralization, as a result of otsteogenous differentiation of MSCs, is assessed visually using conventional light microscopy. Less commonly, real-time PCR flow cytofluorimetry or real-time polymerase chain reaction is used to evaluate the expression of surface markers or mRNAs of genes specific for osteoblasts [6, 7]. These approaches are, in fact, qualitative methods that allow only to identify the osteogenic differentiation of MSCs (yes / no) without taking into account its severity and intensity.
Для количественной оценки остеогенного потенциала МСК используют измерение уровня кальция в супернатантах, полученных из лизатов клеток монослоя и внеклеточного матрикса. Данный метод требует этапа экстракции синтезированного кальция, для чего МСК обрабатывают 0,5 М раствором НСl при 4°С в течение 4 ч, затем полученный супернатат ультрацентрифугируют, добавляют коммерческий детектирующий реагент и измеряют концентрацию кальция (Са2+, мМ/мкг белка) с помощью фотометрии при длине волны 598 нм. Аналогичный подход по оценке остеогенного потенциала МСК основан на измерении активности щелочной фосфатазы (ЩФ). В этом случае лизат клеток монослоя получают с помощью раствора 0,01% NaCl и 0,1% Triton Х-100, полученный супернатант инкубируют с раствором р-нитрофенил фосфата при 37°С, затем ферментативную реакцию останавливают добавлением 1 М раствора NaOH. Уровень активности ЩФ (нМ/мин/мкг белка) также определяют с помощью многоканальной фотометрии при длине волны 415 нм и температуре 37°С, используя стандартную калибровочную кривую разведений р-нитрофенола.To quantify the osteogenic potential of MSCs, calcium levels in supernatants obtained from monolayer and extracellular matrix cell lysates are used. This method requires the stage of extraction of synthesized calcium, for which MSCs are treated with a 0.5 M HCl solution at 4 ° C for 4 hours, then the obtained supernatate is ultracentrifuged, a commercial detection reagent is added and the concentration of calcium (Ca2 +, mmol / μg protein) is measured using photometry at a wavelength of 598 nm. A similar approach to assessing the osteogenic potential of MSCs is based on measuring the activity of alkaline phosphatase (ALP). In this case, the monolayer cell lysate is obtained using a solution of 0.01% NaCl and 0.1% Triton X-100, the resulting supernatant is incubated with a solution of p-nitrophenyl phosphate at 37 ° C, then the enzymatic reaction is stopped by the addition of a 1 M NaOH solution. The activity level of alkaline phosphatase (nM / min / μg protein) is also determined using multichannel photometry at a wavelength of 415 nm and a temperature of 37 ° C using a standard calibration curve of dilutions of r-nitrophenol.
Существенным недостатком данных методов является относительная сложность их выполнения, связанная с необходимостью 1) этапа экстракции для получения клеточного лизата, 2) дополнительной реагентики для постановки самого теста и создания калибровочных кривых, 3) стандартизации полученных результатов по белку. Перечисленные недостатки не только технически усложняют, но и существенно повышают время и стоимость лабораторного анализа.A significant drawback of these methods is the relative complexity of their implementation, associated with the need for 1) an extraction step to obtain a cell lysate, 2) additional reagents for the test itself and the creation of calibration curves, 3) standardization of the obtained results for the protein. These shortcomings not only technically complicate, but also significantly increase the time and cost of laboratory analysis.
Наиболее близким решением, избранным в качестве прототипа, является способ оценки остеогенного потенциала МСК, основанный на измерении оптической плотности красителя (ализарина красного S), используемого для окрашивания депозитов кальция, содержащихся во внеклеточном матриксе МСК после их культивирования в остеогенной индукционной среде [8]. В соответствии с предложенным способом МСК, после их остеогенной дифференцировки, окрашивают стандартно с использованием ализарина красного S, после чего краситель экстрагируют из клеточного монослоя и внеклеточного матрикса с помощью уксусной кислоты, затем полученный супернатант нейтрализуют раствором хлорида аммония. Интенсивность цветовой реакции красителя, которая пропорциональна количеству образовавшихся депозитов кальция, оценивают фотометрически при длине волны 405 нм. Тем не менее, для осуществления данного способа также необходим этап экстракции красителя с использованием дополнительной реагентики, а также создание специальных условий (низкая рН) для повышения чувствительности метода.The closest solution, chosen as a prototype, is a method for assessing the osteogenic potential of MSCs, based on measuring the optical density of the dye (alizarin red S) used to stain calcium deposits contained in the extracellular matrix of MSCs after their cultivation in an osteogenic induction medium [8]. In accordance with the proposed method, MSCs, after their osteogenic differentiation, are stained standardly with alizarin red S, after which the dye is extracted from the cell monolayer and extracellular matrix with acetic acid, then the resulting supernatant is neutralized with ammonium chloride solution. The intensity of the color reaction of the dye, which is proportional to the amount of calcium deposits formed, is evaluated photometrically at a wavelength of 405 nm. However, to implement this method, a dye extraction step using additional reagents is also necessary, as well as the creation of special conditions (low pH) to increase the sensitivity of the method.
Задачей изобретения является создание способа полуколичественной оценки остеогенного потенциала мезенхимальных стромальных клеток, позволяющего по величине рассчитанных индексов определять наиболее оптимальные условия функционирования МСК в зависимости от типа тканевого источника МСК, клеточной плотности МСК, кратности/длительности пассирования МСК in vitro, концентрации ростовых сывороточных факторов в микроокружении и т.д., с целью повышения эффективности их последующей трансплантации в области травматологии и ортопедии.The objective of the invention is to provide a method for the semi-quantitative assessment of the osteogenic potential of mesenchymal stromal cells, which allows to determine the most optimal conditions for the functioning of MSCs depending on the type of tissue source of MSCs, the cell density of MSCs, the multiplicity / duration of passage of MSCs in vitro, the concentration of growth serum factors in the microenvironment etc., in order to increase the efficiency of their subsequent transplantation in the field of traumatology and orthopedics.
Задача решается тем, что в предложенном способе оценка остеогенноого потенциала МСК достигается измерением оптической плотности красителя в цельных культурах МСК в диапазоне клеточных концентраций от 625 до 10000 клеток/лунку и последующим определением индекса остеогенной дифференцировки в виде соотношения О/К, где О - оптическая плотность в опытных образцах МСК и К - в контрольных образцах МСК, культивированных в таком же диапазоне клеточных концентраций без добавления индукторов остеогенной дифференцировки. Предложенный способ позволяет оценивать эффективность остеогенной дифференцировки МСК in vitro и может быть использован для анализа функциональной активности МСК, выделенных из различных тканевых источников, а также для характеристики МСК в процессе их культивирования in vitro или при различных патологических состояниях. Кроме того, предложенный способ по сравнению с прототипом значительно упрощает технологию оценки остеогенного потенциала МСК и позволяет сократить материальные затраты и время, необходимые для проведения анализа.The problem is solved in that in the proposed method, the assessment of the osteogenic potential of MSCs is achieved by measuring the optical density of the dye in whole cultures of MSCs in the range of cell concentrations from 625 to 10,000 cells / well and then determining the osteogenic differentiation index in the form of the O / K ratio, where O is the optical density in test samples of MSCs and K, in control samples of MSCs cultured in the same range of cell concentrations without the addition of osteogenic differentiation inducers. The proposed method allows to evaluate the effectiveness of osteogenic differentiation of MSCs in vitro and can be used to analyze the functional activity of MSCs isolated from various tissue sources, as well as to characterize MSCs in the process of their cultivation in vitro or in various pathological conditions. In addition, the proposed method in comparison with the prototype greatly simplifies the technology for assessing the osteogenic potential of MSCs and allows you to reduce material costs and time required for analysis.
Способ осуществляется следующим образом.The method is as follows.
В качестве исходного материала для получения МСК используют костный мозг, жировую или плацентарную ткань. Костный мозг получают аспирационным путем из крыла подвздошной кости. По стандартной методике аспирируют от 5 до 100 мл костного мозга, помещают полученный аспират в стерильный флакон с раствором гепарина из расчета 50 Ед/мл и инкубируют при 37°С в течение 40 мин. После гравитационного разделения цельного костного мозга в отдельный флакон собирается «верхняя» фракция, состоящая из клеток лейковзвеси в аутоплазме. После центрифугирования (1500 об/мин, 8 мин) осадок клеток лейковзвеси ресуспендируют в фосфат-забуференном физиологическом растворе (ЗФР). Затем клетки лейковзвеси наслаивают на градиент плотности фиколла-верографина (1,078 г/л) и центрифугируют в течение 20 мин при 3000 об/мин. Собранные из интерфазы костномозговые мононуклеарные клетки (МНК-км) троекратно отмывают в ЗФР и ресуспендируют в среде α-МЕМ («БиолоТ», С-Пб). Подсчитывают общее количество выделенных МНК КМ и определяют их жизнеспособность по окраске трипановым синим.Bone marrow, adipose or placental tissue are used as starting material for MSCs. Bone marrow is obtained by aspiration from the iliac wing. According to the standard method, 5 to 100 ml of bone marrow are aspirated, the resulting aspirate is placed in a sterile heparin solution at a rate of 50 U / ml and incubated at 37 ° C for 40 minutes. After gravitational separation of the whole bone marrow, the “upper” fraction is collected in a separate vial, consisting of leukoprecipitated cells in the autoplasma. After centrifugation (1500 rpm, 8 min), the cell suspension of the suspension was resuspended in phosphate-buffered saline (PBS). Then, the suspension cells are layered on the density gradient of ficoll-verographin (1.078 g / l) and centrifuged for 20 min at 3000 rpm. The bone marrow mononuclear cells (MNC-km) collected from the interphase are washed three times in PBS and resuspended in α-MEM medium (BioloT, C-Pb). Count the total number of selected MNCs KM and determine their viability by staining with trypan blue.
Липоаспират, полученный при проведении липосакции, подвергают ферментативно-механической диссоциации с 0,1% раствором коллагеназы. Ткань плаценты, полученной при срочных физиологических родах, также подвергают механической и ферментативной диссоциации раствором трипсина, ЭДТА и коллагеназы. Подсчитывают общее количество ядросодержащих клеток, выделенных из жировой или плацентарной ткани (ЯСК-жт и ЯСК-пт), определяют их жизнеспособность по окраске трипановым синим.Lipoaspirate obtained by liposuction is subjected to enzymatic-mechanical dissociation with 0.1% collagenase solution. The tissue of the placenta obtained by urgent physiological delivery is also subjected to mechanical and enzymatic dissociation with a solution of trypsin, EDTA and collagenase. Count the total number of nucleated cells isolated from adipose or placental tissue (YaSK-gt and YaSk-pt), determine their viability by staining with trypan blue.
Для получения обогащенной популяции МСК выделенные МНК-км, ЯСК-жт или ЯСК-пт культивируют с исходной плотностью 1×106 клеток/см2 в пластиковых флаконах (Nunc, площадью 75 см2) в среде α-МЕМ, содержащей 20% эмбриональной телячьей сыворотки, при 37°С, в атмосфере 5% СО2. Через 24 ч инкубации культуральную среду обновляют и удаляют фракцию неприлипающих к пластику клеток.To obtain an enriched population of MSCs, the selected MNC-km, YAQ-ya or YaAH-pt are cultured with an initial density of 1 × 10 6 cells / cm 2 in plastic bottles (Nunc, area 75 cm 2 ) in α-MEM medium containing 20% fetal calf serum, at 37 ° C, in an atmosphere of 5% CO 2 . After 24 hours of incubation, the culture medium is updated and the fraction of non-adherent cells is removed.
С целью количественной экспансии МСК фракцию прилипающих к пластику клеток продолжают культивировать до получения клеточного монослоя, занимающего 80-90% площади культурального флакона (в среднем в течение 14 сут с заменой культуральной среды каждые 4-5 сут). Затем обогащенную популяцию МСК получают с помощью стандартной методики отделения клеток от пластиковой поверхности в присутствии 0,25% раствора трипсина и 0,02% раствора ЭДТА, при 37°С, в течение 8-10 мин, подсчитывают общее количество выделенных МСК и их жизнеспособность.In order to quantitatively expand MSCs, the fraction of cells adhering to the plastic is continued to be cultured until a cell monolayer is obtained that occupies 80-90% of the culture vial area (on average for 14 days with the culture medium being replaced every 4-5 days). Then the enriched population of MSCs is obtained using a standard technique for separating cells from a plastic surface in the presence of a 0.25% trypsin solution and a 0.02% EDTA solution, at 37 ° C, for 8-10 minutes, the total number of isolated MSCs and their viability are calculated .
С целью оценки остеогенного потенциала МСК полученные клетки помещают в лунки 96-луночных плоскодонных планшетов в диапазоне 2-кратно возрастающих концентраций от 625 до 10000 клеток/лунку в среде α-МЕМ, дополненной 100 мкг/мл гентамицина и 20% эмбриональной телячьей сыворотки («БиолоТ», С-Пб.). Через 72 ч проводят полную замену культуральной среды: в опытных образцах среду α-МЕМ дополняют индукторами остеогенной дифференцировки МСК (10 ммоль/л β-глицерофосфата, 100 нмоль/л дексаметазона и 0,2 ммоль/л аскорбата-дифосфата), тогда как в контрольных образцах МСК продолжают культивировать в стандартных условиях. Замену соответствующих сред (стандартной и индукционной) проводят дважды в неделю. Через 18 дней оценивают эффективность остеогенной дифференцировки МСК по методу von Kossa. Для этого опытные и контрольные культуры МСК фиксируют в 10% растворе формальдегида в течение 10-20 минут, затем обрабатывают 1% раствором нитрата серебра в течение 20 минут под ультрафиолетовым облучением, после чего двукратно промывают дистиллированной водой и выдерживают в 5% растворе тиосульфата натрия для удаления неспецифических избытков серебра. Свидетельством остеогенной дифференцировки МСК является продукция кальция в виде депозитов внеклеточного матрикса, которые окрашиваются нитратом серебра в черный цвет. Интенсивность цветовой реакции оценивают на многоканальном фотометре Multiskan Ascent (Thermo Electron Corp.) при длине волны 492 нм. Полученные результаты оптической плотности (в единицах экстинкции) в опытных и контрольных образцах выражают в виде Индекса Остеогенной Дифференцировки (ИОД), который рассчитывают по формуле: ИОД=О/К, где О - оптическая плотность в опытных и К - в контрольных образцах.In order to assess the osteogenic potential of MSCs, the obtained cells are placed in the wells of 96-well flat-bottomed plates in the range of 2-fold increasing concentrations from 625 to 10,000 cells / well in α-MEM medium supplemented with 100 μg / ml gentamicin and 20% fetal calf serum (" BioloT ", St. Petersburg.). After 72 h, the culture medium is completely replaced: in the experimental samples, the α-MEM medium is supplemented with the osteogenic differentiation inducers of MSCs (10 mmol / L β-glycerophosphate, 100 nmol / L dexamethasone and 0.2 mmol / L ascorbate diphosphate), whereas in control samples of MSCs continue to be cultured under standard conditions. Replace the appropriate media (standard and induction) is carried out twice a week. After 18 days, the effectiveness of the osteogenic differentiation of MSCs was assessed by the von Kossa method. For this, the experimental and control cultures of MSCs are fixed in 10% formaldehyde solution for 10-20 minutes, then treated with 1% silver nitrate solution for 20 minutes under ultraviolet irradiation, then washed twice with distilled water and kept in 5% sodium thiosulfate solution for removal of non-specific excess silver. Evidence of the osteogenic differentiation of MSCs is calcium production in the form of extracellular matrix deposits, which are stained with silver nitrate in black. The intensity of the color reaction is assessed using a Multiskan Ascent multichannel photometer (Thermo Electron Corp.) at a wavelength of 492 nm. The obtained optical density results (in units of extinction) in the experimental and control samples are expressed as the Osteogenic Differentiation Index (IOD), which is calculated by the formula: IOD = O / K, where O is the optical density in the experimental and K in the control samples.
Примеры конкретного выполнения.Examples of specific performance.
Пример №1. Использование предложенного способа оценки остеогенного потенциала МСК показывает, что МСК, выделенные из жировой ткани, дифференцируются в остеогенном направлении, при этом пик продукции депозитов кальция регистрируется в культурах, содержащих 5000-10000 клеток/лунку.Example No. 1. Using the proposed method for assessing the osteogenic potential of MSCs shows that MSCs isolated from adipose tissue differentiate in the osteogenic direction, while the peak production of calcium deposits is recorded in cultures containing 5000-10000 cells / well.
Оптическая плотность (ед. экст.) и индекс остеогенной дифференцировки МСК, выделенных из жировой тканиTable 1
Optical density (ext.) And osteogenic differentiation index of MSCs isolated from adipose tissue
Из данных таблицы 1 видно, что в контрольных культурах вне зависимости от исходной концентрации клеток оптическая плотность составляет в среднем 0,100 ед. экст., что, очевидно, связано с образованием плотного монослоя клеток на поверхности лунки в процессе длительного культивирования. Наличие в культуральной среде факторов, индуцирующих остеогенную дифференцировку МСК, проявляется увеличением оптической плотности в опытных образцах за счет образовавшихся депозитов кальция, окрашенных в черный свет. Пик увеличения оптической плотности, в среднем на 51-57%, приходится на культуры с исходным содержанием МСК 5000-10000 кл/лунку.From the data of table 1 it is seen that in the control cultures, regardless of the initial concentration of cells, the optical density is on average 0.100 units. ext., which, obviously, is associated with the formation of a dense monolayer of cells on the surface of the hole during prolonged cultivation. The presence of factors in the culture medium that induce osteogenic differentiation of MSCs is manifested by an increase in optical density in the experimental samples due to the formed deposits of calcium stained in black light. The peak increase in optical density, on average by 51-57%, occurs in cultures with an initial MSC content of 5000-10000 cells / well.
Пример №2. Использование предложенного способа оценки остеогенного потенциала МСК показывает, что МСК, выделенные из плацентарной ткани, также способны в заданных культуральных условиях к дифференцировке в остеогенном направлении. При этом, однако, обнаруживаются отличительные особенности продукции депозитов кальция. Из данных таблицы 2 видно, что в отличие от МСК жировой ткани пик увеличения оптической плотности регистрируется при исходной концентрации МСК плаценты 2500/лунку, который затем постепенно снижается в культурах с более высоким количеством МСК (5000/лунку), достигая базального уровня в лунках, содержащих 10000 клеток. Но даже при оптимальной клеточной концентрации остеогенный потенциал плацентарных МСК ниже, чем жировых МСК (ИОД 1,39-1,23 против 1,51-1,57, соответственно).Example No. 2. Using the proposed method for assessing the osteogenic potential of MSCs shows that MSCs isolated from placental tissue are also capable of differentiating in the osteogenic direction under given cultural conditions. At the same time, however, distinctive features of the production of calcium deposits are revealed. From the data of table 2 it is seen that, in contrast to adipose tissue MSCs, a peak in the increase in optical density is recorded at an initial concentration of placental MSCs of 2500 / well, which then gradually decreases in cultures with a higher amount of MSCs (5000 / well), reaching a basal level in the wells, containing 10,000 cells. But even with optimal cellular concentration, the osteogenic potential of placental MSCs is lower than fatty MSCs (IOD 1.39-1.23 vs. 1.51-1.57, respectively).
Оптическая плотность (ед. экст.) и индекс остеогенной дифференцировки МСК, выделенных из плацентарной тканиtable 2
Optical density (ext.) And the index of osteogenic differentiation of MSCs isolated from placental tissue
Пример №3. Использование предложенного способа оценки остеогенного потенциала МСК показывает, что изменение условий культивирования или свойств самих МСК сопровождается изменением их дифференцировочного остеогенного потенциала. В таблице 3 представлены данные сравнительного анализа интенсивности продукции депозитов кальция МСК жировой ткани, различающихся по продолжительности предварительного культивирования.Example No. 3. Using the proposed method for assessing the osteogenic potential of MSCs shows that a change in the cultivation conditions or properties of the MSC itself is accompanied by a change in their differentiating osteogenic potential. Table 3 presents the data of a comparative analysis of the intensity of production of calcium deposits of MSCs of adipose tissue, differing in the duration of pre-cultivation.
Оптическая плотность (ед. экст.) и индекс остеогенной дифференцировки МСК жировой ткани, различающихся по продолжительности предварительного культивированияTable 3
Optical density (ext.) And the index of osteogenic differentiation of adipose tissue MSCs, differing by the duration of preliminary cultivation
Видно, что в отличие от клеток, которые до начала остеогенной дифференцировки культивировались в среднем 20 суток (1-2 пассажа), МСК, полученные после 9 пассажей (120 суток культивирования), были резистентны к остеогенным сигналам и не продуцировали депозиты кальция, что, очевидно, связано, с известным феноменом «клеточного старения».It can be seen that, in contrast to cells that were cultured on average for 20 days before osteogenic differentiation (1-2 passages), MSCs obtained after 9 passages (120 days of cultivation) were resistant to osteogenic signals and did not produce calcium deposits, which, obviously related to the well-known phenomenon of “cell aging”.
Из данных таблицы 4 видно, что в условиях снижения процентного содержания эмбриональной телячьей сыворотки (FCS) в культуральной среде (с 20 до 10 и 5%) способность МСК к дифференцировке в остеогенном направлении существенно изменяется.From the data of table 4 it is seen that in the conditions of a decrease in the percentage of fetal calf serum (FCS) in the culture medium (from 20 to 10 and 5%), the ability of MSCs to differentiate in the osteogenic direction changes significantly.
Индекс остеогенной дифференцировки МСК, выделенных из жировой ткани и плаценты, в условиях депривации FCS в культуральной средеTable 4
Index of osteogenic differentiation of MSCs isolated from adipose tissue and placenta under conditions of FCS deprivation in culture medium
При этом также обнаруживаются специфические особенности МСК различного тканевого происхождения. МСК, выделенные из жировой ткани, характеризовались обратной зависимостью уровня продукции депозитов кальция от содержания FCS в культуральной среде, т.е. максимальная интенсивность их остеогенной дифференцировки наблюдалась при самой низкой 5% концентрации эмбриональной сыворотки. Наоборот, для плацентарных МСК была характерна прямая зависимость эффективности их остеогенной дифференцировки от содержания сывороточных факторов в культуральной среде.At the same time, specific features of MSCs of various tissue origin are also found. MSCs isolated from adipose tissue were characterized by an inverse relationship between the level of production of calcium deposits and the content of FCS in the culture medium, i.e. the maximum intensity of their osteogenic differentiation was observed at the lowest 5% concentration of fetal serum. On the contrary, placental MSCs were characterized by a direct dependence of the effectiveness of their osteogenic differentiation on the content of serum factors in the culture medium.
Пример №4. Использование предложенного способа оценки остеогенного потенциала МСК показывает, что МСК, выделенные из костного мозга больных с различными заболеваниями, отличаются по своей функциональной активности и способности дифференцироваться в остеогенном направлении.Example No. 4. Using the proposed method for assessing the osteogenic potential of MSCs shows that MSCs isolated from the bone marrow of patients with various diseases differ in their functional activity and ability to differentiate in the osteogenic direction.
В таблице 5 представлены значения индексов остеогенной дифференцировки МСК, выделенных из аспирата костного мозга больных со спинальной травмой (СпТр): 3 пациентов в возрасте 38-40 лет и 2 детей в возрасте 4 и 9 лет; больных циррозом печени (ЦП, n=4, 36-48 лет), острым лимфобластным лейкозом (ОЛЛ, n=1, 31 год) и системной красной волчанкой (СКВ, n=1,41 год).Table 5 presents the values of the indices of osteogenic differentiation of MSCs isolated from bone marrow aspirate in patients with spinal trauma (SpTr): 3 patients aged 38-40 years and 2 children aged 4 and 9 years; patients with cirrhosis of the liver (CP, n = 4, 36-48 years old), acute lymphoblastic leukemia (ALL, n = 1, 31 years old) and systemic lupus erythematosus (SLE, n = 1.41 years).
Остеогенный дифференцировочный потенциал МСК, выделенных из костного мозга больных различными заболеваниямиTable 5
Osteogenic differentiation potential of MSCs isolated from the bone marrow of patients with various diseases
Таким образом, предлагаемый способ измерения при длине волны 492 нм оптической плотности цельных культур МСК в диапазоне клеточных концентраций от 625 до 10000 клеток/лунку, после их культивирования в остеогенной индукционной среде и окрашивания депозитов кальция нитратом серебра, позволяет проводить полуколичественную оценку эффективности остеогенной дифференцировки МСК in vitro. Предлагаемый способ может быть использован для повышения эффективности трансплантации МСК в области травматологии и ортопедии, поскольку позволяет определять наиболее оптимальные условия функционирования МСК в зависимости от типа тканевого источника МСК, клеточной плотности МСК, кратности/длительности пассирования МСК in vitro, концентрации ростовых сывороточных факторов в микроокружении, характера сопутствующей патологии. Дополнительным преимуществом предлагаемого способа является отсутствие необходимости в проведении этапа экстракции красителя из монослоя клеток и внеклеточного матрикса, что позволяет без снижения качества анализа упростить технологию его проведения за счет сокращения материальных и временных затрат.Thus, the proposed method for measuring at a wavelength of 492 nm the optical density of whole MSC cultures in the range of cell concentrations from 625 to 10,000 cells / well, after culturing them in an osteogenic induction medium and staining calcium deposits with silver nitrate, allows a semi-quantitative assessment of the effectiveness of osteogenic differentiation of MSCs in vitro. The proposed method can be used to increase the efficiency of MSC transplantation in the field of traumatology and orthopedics, since it allows you to determine the most optimal conditions for the functioning of MSCs depending on the type of tissue source of MSCs, the cell density of MSCs, the multiplicity / duration of passage of MSCs in vitro, the concentration of growth serum factors in the microenvironment , the nature of concomitant pathology. An additional advantage of the proposed method is the absence of the need for the stage of extraction of the dye from the monolayer of cells and the extracellular matrix, which allows, without reducing the quality of the analysis, to simplify the technology of its implementation by reducing material and time costs.
ЛитератураLiterature
1. Dominici М., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. // Cytotherapy. - 2006. - Vol.8, №4. - P.315-317.1. Dominici M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. // Cytotherapy. - 2006. - Vol.8, No. 4. - P.315-317.
2. Чайлахян P.K. Способ восстановления целостности костей и трансплантат для его осуществления. //Патент РФ №2167662 от 27.05.2001 г.2. Chaylakhyan P.K. A method of restoring bone integrity and a graft for its implementation. // RF patent No. 2167662 dated 05/27/2001
3. Гольдштейн Д.В., Макаров А.В., Фатхудинов Т.Х. и др. Биотрансплантат и способ лечения остеопороза // Патент РФ №2235442 от 14.05.2004 г.3. Goldstein D.V., Makarov A.V., Fathudinov T.Kh. et al. Biotransplant and method for treating osteoporosis // RF Patent No. 2235442 of 05/14/2004.
4. Jaiswal N., et al. Osteogenic differentiation of purified, culture-expanded human mesenchymal stem cells in vitro // J Cell Biochem. - 1997. - Vol.64. - P.295-312.4. Jaiswal N., et al. Osteogenic differentiation of purified, culture-expanded human mesenchymal stem cells in vitro // J Cell Biochem. - 1997 .-- Vol.64. - P.295-312.
5. Ogura N., et al. Differentiation of the human mesenchymal stem cells derived from bone marrow and enhancement of cell attachment by fibronectin // J Oral Science. - 2004. - Vol.46, N4. - P.207-213.5. Ogura N., et al. Differentiation of the human mesenchymal stem cells derived from bone marrow and enhancement of cell attachment by fibronectin // J Oral Science. - 2004 .-- Vol. 46, N4. - P.207-213.
6. D'Ippolito G, et al. Marrow-isolated adult multilineage inducible (MIAMI) cells, a unique population of postnatal young and old human cells with extensive expansion and differentiation potential // J Cell Sci. - 2004. - Vol.117. - P.2971-2981.6. D'Ippolito G, et al. Marrow-isolated adult multilineage inducible (MIAMI) cells, a unique population of postnatal young and old human cells with extensive expansion and differentiation potential // J Cell Sci. - 2004 .-- Vol. 117. - P.2971-2981.
7. Gronthos S., et al. Molecular and cellular characterization of highly purified stromal stem cells derived from human bone marrow // J Cell Sci. - 2003. - Vol.116. - P.1827-1835.7. Gronthos S., et al. Molecular and cellular characterization of highly purified stromal stem cells derived from human bone marrow // J Cell Sci. - 2003. - Vol. 116. - P.1827-1835.
8. Gregory C.A., Gunn W.G., Peister A., Prockop D.J. An Alizarin red-based assay of mineralization by adherent cells in culture: comparison with cetylpyridinum chloride extraction // Analytical Biochemistry. - 2004. - Vol.329. - N1. - P.77-84.8. Gregory C.A., Gunn W.G., Peister A., Prockop D.J. An Alizarin red-based assay of mineralization by adherent cells in culture: comparison with cetylpyridinum chloride extraction // Analytical Biochemistry. - 2004 .-- Vol.329. - N1. - P.77-84.
Claims (4)
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
RU2007143233/15A RU2370771C2 (en) | 2007-11-21 | 2007-11-21 | Method of osteogenic potential assessment for mesenchymal stromal cells |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
RU2007143233/15A RU2370771C2 (en) | 2007-11-21 | 2007-11-21 | Method of osteogenic potential assessment for mesenchymal stromal cells |
Publications (2)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
RU2007143233A RU2007143233A (en) | 2009-05-27 |
RU2370771C2 true RU2370771C2 (en) | 2009-10-20 |
Family
ID=41022893
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
RU2007143233/15A RU2370771C2 (en) | 2007-11-21 | 2007-11-21 | Method of osteogenic potential assessment for mesenchymal stromal cells |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
RU (1) | RU2370771C2 (en) |
Cited By (3)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
RU2466408C1 (en) * | 2011-10-03 | 2012-11-10 | Федеральное государственное бюджетное учреждение "Российский научный центр "Восстановительная травматология и ортопедия" имени академика Г.А. Илизарова" Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации | Method for assessing osteocyte involvement in bone matrix mineralisation |
RU2542381C2 (en) * | 2013-06-17 | 2015-02-20 | Федеральное государственное бюджетное учреждение "Российский онкологический научный центр имени Н.Н. Блохина" Российской академии медицинских наук (ФГБУ "РОНЦ им. Н.Н. Блохина" РАМН) | MUS MUSCULUS'S HYBRID CULTURE CELL STRAIN α PRODUCING MONOCLONAL ANTIBODIES SPECIFIC TO HUMAN GRANULOCYTE COLONY-STIMULATING FACTOR (GCSF) |
RU2674336C2 (en) * | 2016-12-16 | 2018-12-07 | Федеральное государственное бюджетное учреждение "Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова" Министерства здравоохранения Российской Федерации | Method for assessing osteogenetic potential of mesenchymal stromal cells |
-
2007
- 2007-11-21 RU RU2007143233/15A patent/RU2370771C2/en not_active IP Right Cessation
Non-Patent Citations (1)
Title |
---|
GREGORY C.A at al. An Alizarin red-based assay of mineralization by adherent cells in culture: comparison with cetylpyridinum chloride extraction. Analytical Biochemistry. - 2004. - Vol.329. - N1. - P.77-84. WANG YH at al. Examination of mineralized nodule formation in living osteoblastic cultures using fluorescent dyes. Biotechnol Prog. 2006 Nov-Dec; 22(6): 1697-701. LEE WY at al. The effect of bone marrow transplantation on the osteoblastic differentiation of human bone marrow stromal cells. J Clin Endocrinol Metab. 2002 Jan; 87(1):329-35. * |
Cited By (3)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
RU2466408C1 (en) * | 2011-10-03 | 2012-11-10 | Федеральное государственное бюджетное учреждение "Российский научный центр "Восстановительная травматология и ортопедия" имени академика Г.А. Илизарова" Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации | Method for assessing osteocyte involvement in bone matrix mineralisation |
RU2542381C2 (en) * | 2013-06-17 | 2015-02-20 | Федеральное государственное бюджетное учреждение "Российский онкологический научный центр имени Н.Н. Блохина" Российской академии медицинских наук (ФГБУ "РОНЦ им. Н.Н. Блохина" РАМН) | MUS MUSCULUS'S HYBRID CULTURE CELL STRAIN α PRODUCING MONOCLONAL ANTIBODIES SPECIFIC TO HUMAN GRANULOCYTE COLONY-STIMULATING FACTOR (GCSF) |
RU2674336C2 (en) * | 2016-12-16 | 2018-12-07 | Федеральное государственное бюджетное учреждение "Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова" Министерства здравоохранения Российской Федерации | Method for assessing osteogenetic potential of mesenchymal stromal cells |
Also Published As
Publication number | Publication date |
---|---|
RU2007143233A (en) | 2009-05-27 |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
Burrow et al. | Human adipose-derived stem cells exhibit enhanced proliferative capacity and retain multipotency longer than donor-matched bone marrow mesenchymal stem cells during expansion in vitro | |
Mareschi et al. | Multipotent mesenchymal stromal stem cell expansion by plating whole bone marrow at a low cellular density: a more advantageous method for clinical use | |
Lama et al. | Evidence for tissue-resident mesenchymal stem cells in human adult lung from studies of transplanted allografts | |
RU2252252C1 (en) | Method for isolation of mesenchymal stem cells | |
Ullah et al. | In vitro comparative analysis of human dental stem cells from a single donor and its neuronal differentiation potential evaluated by electrophysiology | |
Iwata et al. | Validation of human periodontal ligament‐derived cells as a reliable source for cytotherapeutic use | |
Laino et al. | In vitro bone production using stem cells derived from human dental pulp | |
Bertolo et al. | An in vitro expansion score for tissue‐engineering applications with human bone marrow‐derived mesenchymal stem cells | |
US20060223106A1 (en) | Early-stage multipotential stem cells in colonies of bone marrow stromal cells | |
Koo et al. | Isolation and characterization of chorionic mesenchymal stromal cells from human full term placenta | |
Mehrabani et al. | Growth kinetics, characterization, and plasticity of human menstrual blood stem cells | |
US20120208269A1 (en) | Method of isolating dermal stem cells | |
Unguryte et al. | Human articular chondrocytes with higher aldehyde dehydrogenase activity have stronger expression of COL2A1 and SOX9 | |
Piryaei et al. | Ultrastructural maturation of human bone marrow mesenchymal stem cells‐derived cardiomyocytes under alternative induction of 5‐azacytidine | |
Chan et al. | Multiparameter flow cytometry for the characterisation of extracellular markers on human mesenchymal stem cells | |
Veryasov et al. | Isolation of mesenchymal stromal cells from extraembryonic tissues and their characteristics | |
Stimpfel et al. | Putative mesenchymal stem cells isolated from adult human ovaries | |
JP6781752B2 (en) | Composition that rapidly separates fatty stromal cells | |
CN111492051A (en) | Mesenchymal stromal cells and method for obtaining mesenchymal stromal cells from umbilical cord | |
RU2370771C2 (en) | Method of osteogenic potential assessment for mesenchymal stromal cells | |
Silva-Carvalho et al. | The immunosuppressive mechanisms of mesenchymal stem cells are differentially regulated by platelet poor plasma and fetal bovine serum supplemented media | |
Vozzi et al. | In vitro lifespan and senescent behaviour of human periosteal derived stem cells | |
Mammadov et al. | Comparison of long-term retinoic acid-based neural induction methods of bone marrow human mesenchymal stem cells | |
Gothard et al. | Regionally-derived cell populations and skeletal stem cells from human foetal femora exhibit specific osteochondral and multi-lineage differentiation capacity in vitro and ex vivo | |
Chen et al. | The biological characteristics of sheep umbilical cord mesenchymal stem cells |
Legal Events
Date | Code | Title | Description |
---|---|---|---|
QB4A | Licence on use of patent |
Free format text: LICENCE Effective date: 20101126 |
|
MM4A | The patent is invalid due to non-payment of fees |
Effective date: 20161122 |