RU2032743C1 - Method for producing of yeast alcohol oxidase - Google Patents
Method for producing of yeast alcohol oxidase Download PDFInfo
- Publication number
- RU2032743C1 RU2032743C1 SU4880040A RU2032743C1 RU 2032743 C1 RU2032743 C1 RU 2032743C1 SU 4880040 A SU4880040 A SU 4880040A RU 2032743 C1 RU2032743 C1 RU 2032743C1
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- catalase
- nacl
- edta
- protein
- yeast
- Prior art date
Links
Images
Landscapes
- Enzymes And Modification Thereof (AREA)
Abstract
Description
Изобретение относится к способам получения ферментных препаратов, а именно алкогольоксидазы (АО), и может быть использовано в биотехнологии для получения АО, применяемой при ферментативном определении концентрации алкоголя в крови и других биологических жидкостях человека и животных. The invention relates to methods for producing enzyme preparations, namely alcohol oxidase (AO), and can be used in biotechnology to obtain AO used in the enzymatic determination of the concentration of alcohol in the blood and other biological fluids of humans and animals.
Известен способ получения алкогольоксидазы путем культивирования в питательной среде метилотрофных каталазо- дефицитных дрожжей на смесях формиат-глюкоза или формальдегид глюкоза, при этом глюкоза служит источником углерода, а формиат и формальдегид энергетические субстраты. Используемые для получения АО метилотрофные дрожжи с дефицитным по каталазе штаммом не способны синтезировать каталазу, поэтому содержащуюся в них АО можно применять для количественного и качественного определения этанола [1]
Однако применение мутантного каталазо-дефицитного штамма ведет к удорожанию целевого продукта. Кроме того, известный способ характеризуется пониженным синтезом фермента АО, что делает способ экономически невыгодным.A known method for producing alcohol oxidase by culturing methylotrophic catalase-deficient yeast in formate-glucose or formaldehyde glucose mixtures in a nutrient medium, wherein glucose serves as a carbon source, and formate and formaldehyde are energy substrates. The methylotrophic yeast with a catalase-deficient strain used to produce AOs is not able to synthesize catalase; therefore, the AOs contained in them can be used for the quantitative and qualitative determination of ethanol [1]
However, the use of a mutant catalase-deficient strain leads to an increase in the cost of the target product. In addition, the known method is characterized by reduced synthesis of the enzyme AO, which makes the method economically disadvantageous.
Наиболее близким по технической сущности и достигаемому положительному эффекту (прототипом) является способ получения АО из метилотрофных дрожжей Hansenula polymorpha, включающий выращивание биомассы дрожжей на минеральной среде, выделение клеток из среды культивирования центрифугированием, трехкратное разрушение клеток в прессе высокого давления, осаждение белка в области 30-60% насыщения сульфатом аммония с последующим диализом (для удаления каталазы) белкового раствора против 20-кратного по объему буфера, содержащего 10 мМ ингибитор каталазы-3-амино-1,2,4 триазол и 0,05% Н2О2 метод химической модификации [2]
Выделенный по известному способу препарат (из 100 г дрожжей получают 6 г белка) имел удельную активность 10-12 Е/мг белка и хранился без потери активности в течение года при -40оС. Этого количества фермента было достаточно для 12000 колориметрических анализов при определении этанола.The closest in technical essence and the achieved positive effect (prototype) is a method for producing AO from Hansenula polymorpha methylotrophic yeast, including growing yeast biomass on a mineral medium, isolating cells from the culture medium by centrifugation, triple cell destruction in a high-pressure press, protein precipitation in region 30 -60% saturation with ammonium sulfate followed by dialysis (to remove catalase) of the protein solution against a 20-fold buffer containing 10 mM catalase-3- inhibitor amino-1,2,4 triazole and 0.05% H 2 O 2 chemical modification method [2]
The isolated by a known preparation method (100 g of yeast, 6 g protein) had a specific activity of 10-12 U / mg protein and was stored without loss of activity for years at -40 ° C. This was the amount of enzyme sufficient to 12000 colorimetric assays in the determination of ethanol.
Известный способ позволил добиться удаления значительного количества (около 90%) каталазы, однако довести процесс до конца, т.е. получить препарат АО, полностью лишенный примеси каталазы, известным способом не удалось, так как продолжение диализа приведет к тому, что оставшееся небольшое количество каталазы (около 10%) не окажет защитного эффекта на АО от Н2О2 и АО частично или полностью инактивируется. Наличие примеси каталазы в препарате АО вызывает необходимость при колориметрическом определении первичных алкоголей брать в инкубационную смесь большое количество фермента 500 мкг на одну пробу. Следовательно, учитывая высокие цены на ферментные препараты, использование полученной АО по известному способу для определения концентрации алкоголя в крови и других биологических жидкостях человека и животных делает этот анализ достаточно дорогим.The known method made it possible to remove a significant amount (about 90%) of catalase, however, to complete the process, i.e. it was not possible to obtain an AO preparation completely devoid of catalase impurities in a known manner, since continued dialysis will lead to the fact that the remaining small amount of catalase (about 10%) does not have a protective effect on AO from H 2 O 2 and the AO is partially or completely inactivated. The presence of a catalase impurity in the AO preparation makes it necessary to take a large amount of the enzyme 500 μg per sample in the incubation mixture for colorimetric determination of primary alcohols. Therefore, given the high prices of enzyme preparations, the use of AO obtained by a known method for determining the concentration of alcohol in the blood and other biological fluids of humans and animals makes this analysis quite expensive.
Целью изобретения является повышение чистоты ферментного препарата. The aim of the invention is to increase the purity of the enzyme preparation.
Изобретение заключается в том, что очистку белков ведут на ионообменнике ДЭАЭ-Тойоперл 650 М, уравновешенном 0,01-0,04 М трис-HCl буфером в присутствии 0,05 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтола при рН 7,6-8,2. The invention consists in the fact that protein purification is carried out on a DEAE-Toyoperl 650 M ion exchanger balanced with 0.01-0.04 M Tris-HCl buffer in the presence of 0.05 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol with pH 7.6-8.2.
На фиг. 1 для примера 1 приведена хроматография белкового раствора на ДЭАЭ Тойоперл 650 М; на фиг.2 для примера 2; на фиг.3 для примера 3; на фиг. 4,5 соответственно примерам 4 и 5; на фиг.6 зависимость скорости реакции от времени, где содержание этанола: 1-10 мг/л; 2-20 мг/л, 3-40 мг/л. In FIG. 1 for example 1 shows the chromatography of a protein solution on DEAE Toyoperl 650 M; figure 2 for example 2; figure 3 for example 3; in FIG. 4,5, respectively, examples 4 and 5; in Fig.6 the dependence of the reaction rate on time, where the ethanol content: 1-10 mg / l; 2-20 mg / l, 3-40 mg / l.
Способ осуществляют следующим образом. The method is as follows.
Культуру дрожжей boidinii выращивают на минеральной среде. Количество выращенной биомассы определяют спектрофотометрически, а чистоту культуры контролируют микроскопированием. Клетки собирают в логарифмической фазе роста. Собранные клетки суспендируют, суспензию дезынтегрируют в гомогенизаторе в присутствии кварцевого песка. Клеточный гомогенат центрифугируют с последующим удалением неразрушенных клеток. Надосадочную жидкость, включающую АО и каталазу, используют для последующей очистки. A boidinii yeast culture is grown on a mineral medium. The amount of biomass grown is determined spectrophotometrically, and the purity of the culture is monitored by microscopy. Cells are harvested in a logarithmic growth phase. The collected cells are suspended, the suspension is disintegrated in a homogenizer in the presence of silica sand. Cell homogenate is centrifuged, followed by the removal of intact cells. The supernatant, including AO and catalase, is used for subsequent purification.
Полученный бесклеточный центрифугат сорбируют на ДЭАЭ-Тойоперл 650М с последующим элюированием белка, получая на данной стадии очистки ферментный препарат АО, полностью свободный от примеси каталазы. Затем методом сульфоаммонийного фракционирования осуществляют стабилизацию АО. The obtained cell-free centrifugate is sorbed on DEAE-Toyoperl 650M followed by protein elution, obtaining at this stage of purification the enzymatic preparation AO completely free of catalase impurities. Then, by the method of sulfoammonium fractionation, stabilization of AO is carried out.
В предлагаемом способе получения АО на этапе отработки оптимальных его параметров установлено, что наилучший эффект регистрировался при разделении экстрагируемых белков на ионообменнике ДЭАЭ-Тойоперл 650М, уравновешенном 0,01-0,04 М трис-HCl буфером в присутствии 0,05 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтола при 7,6-8,2. Снижение молярности трис-HCl буфера ниже 0,01 М ведет к потере стабильности препарата АО вследствие его диссоциации на субъединицы, а увеличение молярности выше 0,04М приводит к снижению степени сорбции белкового препарата. Снижение рН буфера ниже 7,6 дестабилизирует структуру АО, в то время как использование рН выше 8,2 ухудшает разделение каталазы и АО. Увеличение концентрации ЭДТА и дитиотрейтола, стабилизирующих структуру АО, не ведет к усилению эффекта по сравнению с применяемыми концентрациями. Используемая молярность NaCl 0,05 М подобрана экспериментально и является оптимальной для достижения начального прочного связывания белка с носителем ДЭАЭ-Тойоперл 650 М. При выборе ионообменника установлено, что ни ДЭАЭ-сефадекс, ни ДЭАЭ-целлюлоза не обеспечивали полного разделения алкогольоксидазы и каталазы. Экспериментально подтверждено, что лишь ДЭАЭ-Тойоперл 650 М обладает необходимой разрешающей способностью, позволяющей разделить эти два фермента. In the proposed method for producing AO at the stage of working out its optimal parameters, it was found that the best effect was recorded when the extracted proteins were separated on a DEAE-Toyoperl 650M ion exchanger balanced with 0.01-0.04 M Tris-HCl buffer in the presence of 0.05 M NaCl, 0 , 1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol at 7.6-8.2. A decrease in the molarity of Tris-HCl buffer below 0.01 M leads to a loss of stability of the AO preparation due to its dissociation into subunits, and an increase in molarity above 0.04 M leads to a decrease in the degree of sorption of the protein preparation. Lowering the pH of the buffer below 7.6 destabilizes the structure of AO, while using a pH above 8.2 impairs the separation of catalase and AO. An increase in the concentration of EDTA and dithiothreitol, which stabilize the structure of AO, does not lead to an increase in the effect compared to the applied concentrations. The used molarity of NaCl 0.05 M was selected experimentally and is optimal for achieving the initial strong binding of the protein to the DEAE-Toyoperl carrier of 650 M. When choosing an ion exchanger, it was found that neither DEAE-Sephadex nor DEAE-cellulose provided complete separation of alcohol oxidase and catalase. It has been experimentally confirmed that only DEAE-Toyoperl 650 M has the necessary resolving power, allowing to separate these two enzymes.
П р и м е р 1. Культивирование дрожжей C.boidinii осуществляют при 29оС на минеральной среде следующего состава (г/л воды): (NH4)2SO4 5; KH2PO4 1; MgSO4 0,5; NaCl 0,1. В качестве источника углерода добавляют метанол в концентрации 0,5% по общему объему. Количество выращенной биомассы находят спектрофотометрически при 623 нм. Чистоту культуры контролируют микроскопированием. Клетки собирают в логарифмической фазе роста центрифуги- рованием при 5000g в течение 10 мин с последующей промывкой 0,02 М Nа-фосфатным буфером, рН 7,6 при 6оС. Культуру поддерживают на скошенном агаре следующего состава (г/л воды): глюкоза 20,0; пептон 20,0; дрожжевой автолизат 10,0; агар 20,0. Клетки хранят при -15оС в течение года.PRI me
Берут 10 г собранных клеток (размороженных) и суспендируют в 30 мл 0,02 М трис-HCl, буфера, рН 8,0 содержащего 0,05 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтол. Полученную суспензию дезынтегрируют в гомогенизаторе в присутствии 18 г кварцевого песка в течение 15 мин при 1000g. Клеточный гомогенат центрифугируют (30 мин, 20000g) с последующим удалением клеточного дебриса. Надосадочную жидкость, включающую смесь алкогольоксидазы и каталазы, используют для последующей очистки. Для этого берут 27 мл (810 мг) полученного бесклеточного центрифугата и наносят на колонку (2х20 см) с ДЭАЭ-Тойоперлом 650 М. Гель уравновешивают 0,02 М трис-HCl буфером, рН 8,0 в присутствии 0,05 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтола. После адсорбции белкового препарата колонку промывают 300 мл 0,02 М трис-HCl буфера, рН 8,0 содержащего 0,08 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтол, с последующей элюцией белка линейным градиентом NaCl 0,1-0,5 М в 0,02 М трис-HCl буфере, рН 8,0 с 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтолом со скоростью 8 мл/ч, собирая фракции по 4 мл. Объем резервуара и смесителя по 150 мл в каждом сосуде. Катализа элюируется в области 0,22-0,27 М NaCl, а АО несколько позже, в области 0,30-0,34 М (см. фиг.1). В результате на данной стадии очистки получила ферментный препарат АО с максимальной удельной активностью 15 Е (среднее значение 12,5 Е), полностью свободный от примеси каталазы (фиг.1). Стабилизацию АО осуществляют методом сульфоаммонийного фракционирования. С этой целью наиболее активные фракции АО объединяют и к ферментному элюату с концентрацией белка 6,1 мг/мл добавляют при постоянном перемешивании мелкодисперсный сульфат аммония до конечного насыщения 70% После 2-часового выдерживания при 4оС cмеcь центрифугируют 20 мин при 20000g. Осадок АО хранят в виде пасты при -20оС. Конечный выход белка составляет 43,4% Существенной потери активности в течение года не наблюдалось. Все операции по выделению и очистке АО проводят при 6оС. Результаты суммированы в табл.1.10 g of harvested cells (thawed) are taken and suspended in 30 ml of 0.02 M Tris-HCl, buffer, pH 8.0 containing 0.05 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol. The resulting suspension is disintegrated in a homogenizer in the presence of 18 g of silica sand for 15 minutes at 1000 g. Cell homogenate is centrifuged (30 min, 20,000 g), followed by removal of cell debris. The supernatant, including a mixture of alcohol oxidase and catalase, is used for subsequent purification. To do this, take 27 ml (810 mg) of the obtained acellular centrifuge and apply to a column (2x20 cm) with DEAE-Toyoperl 650 M. The gel is equilibrated with 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0 in the presence of 0.05 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol. After adsorption of the protein preparation, the column is washed with 300 ml of 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0 containing 0.08 M NaCl, 0.1 mm EDTA and 0.1 mm dithiothreitol, followed by elution of the protein with a linear NaCl gradient of 0.1 -0.5 M in 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0 with 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol at a rate of 8 ml / h, collecting 4 ml fractions. The volume of the tank and mixer is 150 ml in each vessel. Catalysis elutes in the region of 0.22-0.27 M NaCl, and AO somewhat later, in the region of 0.30-0.34 M (see figure 1). As a result, at this stage of purification, an AO enzyme preparation was obtained with a maximum specific activity of 15 U (average value of 12.5 U), completely free of catalase impurity (Fig. 1). AO stabilization is carried out by the method of sulfonammonium fractionation. For this purpose, the most active fractions were pooled and AO enzymatic eluate to a protein concentration of 6.1 mg / ml was added under stirring finely divided ammonium sulfate to a final saturation of 70% after 2-hour incubation at 4 ° C cmec centrifuged 20 min at 20000g. The precipitate AO are stored in the form of paste at -20 C. The final yield of protein of 43.4% A significant loss in activity was observed over a year. All operations on the isolation and purification of AO is carried out at 6 ° C. The results are summarized in Table 1.
П р и м е р 2. Культивирование дрожжей C.boidinii и получение клеточного гомогената проводят способом, идентичным способу, описанному в примере 1. PRI me
27 мл (810 мг) бесклеточного центрифугата, полученного после разрушения клеток в гомогенизаторе, наносят на колонку (2х20 см) с ДЭАЭ-Тойоперлом 650 М. Гель уравновешивают 0,01М трис-HCl буфером рН 7,6, содержащим 0,05М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтол. После связывания белка с ионообменником колонку промывают 300 мл 0,01М трис-HCl буфера, рН 7,6 содержащего 0,08 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтол, с последующей элюцией белка линейным градиентом NaCl 0,1-0,5 М в 0,01 М трис-HCl буфере, рН 7,6 с 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтолом, со скоростью 8 мл/ч, собирая фракции по 4 мл. Объем резервуара и смесителя по 150 мл в каждом сосуде. Каталаза элюируется в области 0,21-0,26 М NaCl, а АО несколько позже, в области 0,28-0,33 М (см. фиг. 2). В результате на данной стадии очистки получили ферментный препарат АО с максимальной удельной активностью 12 Е (среднее значение 9Е), полностью свободный от примеси каталазы (фиг.2). Стабилизацию АО осуществляли способом, идентичным способу, описанному в примере 1. Конечный выход белка составляет 40,4% Существенной потери активности в течение года не наблюдалось. Результаты суммированы в табл.1. 27 ml (810 mg) of a cell-free centrifugate obtained after destruction of the cells in a homogenizer is applied to a column (2x20 cm) with DEAE-Toyoperl 650 M. The gel is equilibrated with 0.01 M Tris-HCl with a pH of 7.6 containing 0.05 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol. After protein binding to the ion exchanger, the column is washed with 300 ml of 0.01 M Tris-HCl buffer, pH 7.6, containing 0.08 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol, followed by elution of the protein with a linear NaCl gradient of 0.1 -0.5 M in 0.01 M Tris-HCl buffer, pH 7.6 with 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol, at a rate of 8 ml / h, collecting 4 ml fractions. The volume of the tank and mixer is 150 ml in each vessel. Catalase elutes in the region of 0.21-0.26 M NaCl, and AO somewhat later, in the region of 0.28-0.33 M (see Fig. 2). As a result, at this stage of purification, an AO enzyme preparation was obtained with a maximum specific activity of 12 E (average value of 9E), completely free of catalase impurity (Fig. 2). AO stabilization was carried out in a manner identical to the method described in example 1. The final protein yield was 40.4%. There was no significant loss of activity during the year. The results are summarized in table 1.
П р и м е р 3. Культивирование дрожжей C.boidinii и получение клеточного гомогената проводят способом идентичным способу, описанному в примере 1. PRI me
27 мл (810 мг) бесклеточного центрифугата, полученного после разрушения клеток в гомогенизаторе, наносят на колонку (2х20 см) с ДЭАЭ-Тойоперлом 650М. Гель уравновешивают 0,04 М трис-HCl буфером, рН 8,2 содержащим 0,05 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтол. После связывания белка с ионообменником колонку промывают 300 мл 0,04 мМ трис-HCl буфера, содержащего 0,08М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтол, с последующей элюцией белка линейным градиентом NaCl 0,1-0,5 М в 0,04 М трис-HCl буфере, рН 8,2 с 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтолом со скоростью 8 мл/ч, собирая фракции по 4 мл. Объем резервуара и смесителя по 150 мл в каждом сосуде. Каталаза элюируется в области 0,24-0,29 М NaCl, а АО несколько позже, в области 0,33-0,37М (см. фиг. 3). В результате на данной стадии очистки получили ферментный препарат АО с максимальной удельной активностью 12,5 Е (среднее значение 10,5 Е), полностью свободный от примеси каталазы (фиг.3). Стабилизацию АО осуществляли способом, идентичным способу, описанному в примере 1. Конечный выход белка составляет 41,2% Значительной потери активности в течение года не наблюдалось. Результаты суммированы в табл.1. 27 ml (810 mg) of cell-free centrifugate obtained after the destruction of cells in a homogenizer is applied to a column (2x20 cm) with DEAE-Toyoperl 650M. The gel was equilibrated with 0.04 M Tris-HCl buffer, pH 8.2 containing 0.05 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol. After protein binding to the ion exchanger, the column is washed with 300 ml of 0.04 mM Tris-HCl buffer containing 0.08 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol, followed by elution of the protein with a linear NaCl gradient of 0.1-0.5 M in 0.04 M Tris-HCl buffer, pH 8.2 with 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol at a rate of 8 ml / h, collecting 4 ml fractions. The volume of the tank and mixer is 150 ml in each vessel. Catalase elutes in the region of 0.24-0.29 M NaCl, and AO somewhat later, in the region of 0.33-0.37 M (see Fig. 3). As a result, at this stage of purification, an AO enzyme preparation was obtained with a maximum specific activity of 12.5 U (average value of 10.5 U), completely free of catalase impurity (Fig. 3). AO stabilization was carried out in a manner identical to the method described in example 1. The final protein yield was 41.2%. No significant loss of activity was observed during the year. The results are summarized in table 1.
П р и м е р 4. Культивирование дрожжей Hansenula polymorpha осуществляют при 29оС на минеральной среде следующего состава (г/л): (NH4)2SO4 5; KH2PO4 1; MgSO4 0,5; NaCl 0,1. Минеральная среда рассчитана на 1 л воды. В качестве источника углерода добавляют метанол в концентрации 0,5% по общему объему. Количество выращенной биомассы находят спектрофотометрически при 623 нм. Чистоту культуры контролируют микроскопированием. Клетки собирают в логарифмической фазе роста центрифугированием при 5000g в течение 10 мин с последующей промывкой 0,02М Na-фосфатным буфером, рН 7,6 при 6оС. Культуру поддерживают на твердой питательной среде следующего состава (г/л): глюкоза 20,0; пептон 20,0; дрожжевой автолизат 10,0; агар 20,0. Клетки хранят при -15oС.PRI me
Берут 10 г собранных клеток (размороженных) и суспендируют в 30 мл 0,02 М трис-HCl буфере, рН 8,0, содержащего 0,05 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтола. Полученную суспензию дезынтегрируют в гомогенизаторе в присутствии 18 г кварцевого песка в течение 15 мин при 1000g. Клеточный гомогенат центрифугируют (30 мин, 20000g) с последующим удалением клеточного дебриса. Надосадочную жидкость, включающую смесь алкогольоксидазы и каталазы, используют для последующей очистки. Для этого берут 26 мл (594 мг) полученного бесклеточного центрифугата и наносят на колонку (2х20 см) с ДЭАЭ-Тойоперлом 650 М. Гель уравновешивают 0,02 М трис-HCl буфером, рН 8,0, в присутствии 0,05 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА, 0,01 мМ дитиотрейтола. После сорбции белкового препарата колонку промывают 300 мл 0,02 М трис-HCl буфера, pН 8,0 содержащего 0,08 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтола, с последующей элюцией белка линейным градиентом NaCl 0,1-0,5 М в 0,02 М трис-HCl буфере, рН 8,0 с 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтолом со скоростью 8 мл/ч, собирая фракции по 4 мл. Объем резервуара и смесителя по 150 мл в каждом сосуде. Каталаза элюируется в области 0,29-0,34 М NaCl, а АО несколько позже в области 0,4-0,44 М (см. фиг. 1). В результате на данной стадии очистки получили ферментный препарат АО с максимальной удельной активностью 17 Е (среднее значение 14Е), полностью свободной от примеси каталазы (фиг.4). Стабилизацию АО осуществляют методом сульфоаммонийного фракционирования. С этой целью наиболее активные фракции АО объединяют и к ферментному элюату с концентрацией белка 4,5 мг/мл добавляют при постоянном перемешивании мелкодисперсный сульфат аммония до конечного насыщения 70% После 2-часового выдерживания при 4оС смесь центрифугируют 20 мин при 20000g. Осадок АО хранят в виде пасты при -20оС. Конечный выход белка составляет 58,5% Все операции по выделению и очистке АО проводят при 6оС. Результаты суммированы в табл.2.10 g of harvested cells (thawed) are taken and suspended in 30 ml of 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0, containing 0.05 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol. The resulting suspension is disintegrated in a homogenizer in the presence of 18 g of silica sand for 15 minutes at 1000 g. Cell homogenate is centrifuged (30 min, 20,000 g), followed by removal of cell debris. The supernatant, including a mixture of alcohol oxidase and catalase, is used for subsequent purification. To do this, take 26 ml (594 mg) of the obtained acellular centrifuge and apply to a column (2x20 cm) with DEAE-Toyoperl 650 M. The gel is equilibrated with 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0, in the presence of 0.05 M NaCl 0.1 mM EDTA; 0.01 mM dithiothreitol. After sorption of the protein preparation, the column is washed with 300 ml of 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0 containing 0.08 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol, followed by elution of the protein with a linear NaCl gradient of 0.1 -0.5 M in 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0 with 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol at a rate of 8 ml / h, collecting 4 ml fractions. The volume of the tank and mixer is 150 ml in each vessel. Catalase elutes in the region of 0.29-0.34 M NaCl, and AO somewhat later in the region of 0.4-0.44 M (see Fig. 1). As a result, at this stage of purification, an AO enzyme preparation was obtained with a maximum specific activity of 17 E (average value of 14E), completely free of catalase impurity (Fig. 4). AO stabilization is carried out by the method of sulfonammonium fractionation. For this purpose, the most active fractions were pooled and AO enzymatic eluate to a protein concentration of 4.5 mg / ml was added under stirring finely divided ammonium sulfate to a final saturation of 70% after 2-hour incubation at 4 ° C the mixture was centrifuged 20 min at 20000g. The precipitate AO are stored in the form of paste at -20 C. The final yield of protein was 58.5% All operations of isolation and purification AO conducted at 6 ° C. The results are summarized in Table 2.
П р и м е р 5. Культивирование дрожжей Pichia pastoris и получение клеточного гомогената проводят способом, идентичным способу, описанному в примере 4. PRI me
25 мл (524 мг) бесклеточного центрифугата, полученного после разрушения клеток в гомогенизаторе, наносят на колонку (2х20 см) с ДЭАЭ-Тойоперлом 650 М. Гель уравновешивают 0,02 М трис-HCl буфером, рН 8,0, содержащим 0,05 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтола. После связывания белка с ионообменником колонку промывают 300 мл 0,02 М трис-HCl буфера, рН 8,0, содержащего 0,08 М NaCl, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтол, с последующей элюцией белка линейным градиентом NaCl 0,1-0,5 М в 0,02 М трис-HCl буфере, рН 8,0, с 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ дитиотрейтолом со скоростью 8 мл/ч, собирая фракции по 4 мл. Объем резервуара и смесителя по 150 мл в каждом сосуде. Каталаза элюируется в области 0,25-0,31 М NaCl, а АО несколько позже в области 0,37-0,41 М (см. фиг. 5). В результате на данной стадии очистки получили ферментный препарат АО с максимальной удельной активностью 13,5 Е (среднее значение 12 Е), полностью свободный от примеси каталазы (фиг.5). Стабилизацию АО осуществляли способом, идентичным способу, описанному в примере 4. Конечный выход белка составил 48,0% Результаты суммированы в табл.3. 25 ml (524 mg) of a cell-free centrifugate obtained after destruction of the cells in a homogenizer is applied to a column (2x20 cm) with DEAE-Toyoperl 650 M. The gel is equilibrated with 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0, containing 0.05 M NaCl, 0.1 mm EDTA and 0.1 mm dithiothreitol. After protein binding to the ion exchanger, the column is washed with 300 ml of 0.02 M Tris-HCl buffer, pH 8.0, containing 0.08 M NaCl, 0.1 mM EDTA and 0.1 mM dithiothreitol, followed by elution of the protein with a linear gradient of
Таким образом, как видно из графиков фиг.4 и 5, предлагаемый способ обеспечивает возможность достижения поставленной цели в случае использования в качестве источника алкогольоксидазы культуры дрожжей Hansenula polymorpha (прототип), а также и других видов метилотрофных дрожжей, например Pichia pastoris. Thus, as can be seen from the graphs of FIGS. 4 and 5, the proposed method makes it possible to achieve the goal if a yeast culture of Hansenula polymorpha (prototype), as well as other types of methylotrophic yeast, for example, Pichia pastoris, is used as an alcohol oxidase source.
Способ предусматривает использование культур, хранящихся в каталоге культур Всесоюзной коллекции непатогенных микроорганизмов. Штаммы дрожжей, являющиеся продуцентами целевого продукта (алкогольоксидаза, АО), имеют следующие номера в официальной коллекции микроорганизмов: Candida boidinii 34 Hansenula polymorpha 1397 Pichia polymorpha 1392 Pichia pastoric 1379 Pichia angusta 2599 Pichia pinus 1616
Выделенный по способу ферментный препарат, при котором из 10 г дрожжевых клеток получили 62 мг белка, имеет среднюю удельную активность 12,5 Е (пример 1). Этого количества АО (62 мг) достаточно для 20000 колориметрических анализов при определении концентраций этанола, т.е. на один анализ используется 3 мкг фермента при длительности анализа 3 мин (см. фиг.6), отражающую зависимость скорости алкогольоксидазной реакции от времени при содержании этанола 10 мг/л 1; 20 мг/л 2; 40 мг/л 3. Инкубационная среда в 1 мл содержала: 0,06 мл 0,07% 2,6-дихлорфенолиндофенола, 30 мкг в 0,03 мл пероксидазы хрена, 3 мкг АО и 0,9 мл 0,02 М фосфатного буфера рН 7,6.The method involves the use of cultures stored in the catalog of cultures of the All-Union collection of non-pathogenic microorganisms. The yeast strains that are the producers of the target product (alcohol oxidase, AO) have the following numbers in the official collection of microorganisms: Candida boidinii 34 Hansenula polymorpha 1397 Pichia polymorpha 1392 Pichia pastoric 1379 Pichia angusta 2599 Pichia pinus 1616
The enzyme preparation isolated by the method, in which 62 mg of protein was obtained from 10 g of yeast cells, has an average specific activity of 12.5 U (Example 1). This amount of AO (62 mg) is enough for 20,000 colorimetric assays to determine ethanol concentrations, i.e. for one analysis, 3 μg of the enzyme is used with an analysis duration of 3 minutes (see Fig. 6), which reflects the dependence of the rate of alcohol oxidase reaction on time with an ethanol content of 10 mg /
Следовательно, учитывая высокую стоимость ферментных препаратов, определение концентрации этанола с исполь- зованием полученной по данному способу АО, не содержащей примеси каталазы, значительно ускоряет время анализа и удешевляет его конечную стоимость по сравнению с прототипом. Therefore, given the high cost of enzyme preparations, the determination of ethanol concentration using AO obtained by this method that does not contain catalase impurities significantly accelerates the analysis time and reduces its final cost compared to the prototype.
Claims (1)
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
SU4880040 RU2032743C1 (en) | 1990-11-05 | 1990-11-05 | Method for producing of yeast alcohol oxidase |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
SU4880040 RU2032743C1 (en) | 1990-11-05 | 1990-11-05 | Method for producing of yeast alcohol oxidase |
Publications (1)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
RU2032743C1 true RU2032743C1 (en) | 1995-04-10 |
Family
ID=21543827
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
SU4880040 RU2032743C1 (en) | 1990-11-05 | 1990-11-05 | Method for producing of yeast alcohol oxidase |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
RU (1) | RU2032743C1 (en) |
-
1990
- 1990-11-05 RU SU4880040 patent/RU2032743C1/en active
Non-Patent Citations (2)
Title |
---|
1. M.Giuseppin, H.Eijk, C.Verduyn "Production of catalase - free alcohol by Hansenula polymorpha" Appl.Microbiol. Biotechnol., 1988. v.28, p.14-19. * |
2. C.Verduyn, j.P.van Dijken, A.Scheffers "Colorimetric alcohol assays with alcohol oxidase." j.Microbiol.Methods, 1984, v.2, p.15-25. * |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
EP0496001A1 (en) | Process for producing optically active 3-phenyl-1,3-propanediol | |
US5000966A (en) | Quality improvement of alcoholic liquors by enzymatic decomposing of ethyl carbamate | |
JP3523285B2 (en) | Production method for glycolytic enzymes | |
Fukumura | Hydrolysis of L-α-amino-ε-caprolactam by yeasts | |
JPS6219153B2 (en) | ||
US4753882A (en) | Urease and process for preparation thereof | |
EP0107400B1 (en) | Hybrid plasmid and process for producing glutathione using said plasmid | |
US5486467A (en) | Catalase from Bacillus subtilis IAM 1026 (Ferm BP-4844) | |
RU2032743C1 (en) | Method for producing of yeast alcohol oxidase | |
US4420562A (en) | Method for producing creatinase | |
Boa et al. | Acidophilic fungus Scp from peat hydrolyzate | |
JP2763551B2 (en) | Pyranose oxidase and method for producing the same | |
Gonchar et al. | Cytochrome c peroxidase from a methylotrophic yeast: physiological role and isolation | |
US5234827A (en) | Enzymatic process for manufacturing formaldehyde and hydrogen peroxide | |
US4335213A (en) | Process for the preparation of galactose oxidase | |
US4463095A (en) | Process for producing α-glycerophosphate oxidase | |
JP2662460B2 (en) | Fructose-1,6-bisphosphato-aldolase, method for producing the same and method for using the same | |
CA1310925C (en) | Quality improvement of alcoholic liquors | |
US5610045A (en) | Producing a high content of acetate kinase using bacillus stearothermophilus | |
JPH04365473A (en) | Cryptococcus laurenty dsm2762 | |
JP3030916B2 (en) | Method for producing β-glucooligosaccharide | |
SU1056909A3 (en) | Process for preparing glycerin-dehydrogenase | |
JP2005517442A (en) | Enone reductase | |
JP2624296B2 (en) | Method for producing γ-halo-β-hydroxybutyrate | |
SU1406160A1 (en) | Method of producing restriction endonuclease fok i from flavobacterium okeanokoites |