PL236055B1 - Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego - Google Patents

Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego Download PDF

Info

Publication number
PL236055B1
PL236055B1 PL419246A PL41924616A PL236055B1 PL 236055 B1 PL236055 B1 PL 236055B1 PL 419246 A PL419246 A PL 419246A PL 41924616 A PL41924616 A PL 41924616A PL 236055 B1 PL236055 B1 PL 236055B1
Authority
PL
Poland
Prior art keywords
discharge
suspension
eradication
reaction
bacterial
Prior art date
Application number
PL419246A
Other languages
English (en)
Other versions
PL419246A1 (pl
Inventor
Anna Dzimitrowicz
Agata Motyka
Wojciech Śledź
Piotr Jamróz
Paweł Pohl
Ewa Łojkowska
Original Assignee
Politechnika Wroclawska
Univ Gdanski
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Politechnika Wroclawska, Univ Gdanski filed Critical Politechnika Wroclawska
Priority to PL419246A priority Critical patent/PL236055B1/pl
Publication of PL419246A1 publication Critical patent/PL419246A1/pl
Publication of PL236055B1 publication Critical patent/PL236055B1/pl

Links

Landscapes

  • Water Treatment By Electricity Or Magnetism (AREA)
  • Apparatus For Disinfection Or Sterilisation (AREA)
  • Apparatus Associated With Microorganisms And Enzymes (AREA)

Description

Opis wynalazku
Przedmiotem wynalazku jest sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów, wykorzystujący stałoprądowe wyładowanie jarzeniowe pod ciśnieniem atmosferycznym (dc-APGD). Z amerykańskiego zgłoszenia patentowego nr US5876663 (A) znany jest sposób sterylizacji cieczy z wykorzystaniem stacjonarnego wyładowania jarzeniowego (z ang. Stady State Glow Discharge, SSGD), generowanego pod ciśnieniem jednej atmosfery, w przestrzeni między dwiema elektrodami - elektrodą górną oraz elektrodą dolną, wykonanymi z substancji przewodzącej np. z miedzi bądź aluminium. Do wytwarzania wyładowania jarzeniowego typu SSGD konieczne było dostarczenie do układów gazów wyładowczych tj. helu, argonu, neonu, dwutlenku węgla, tlenku azotu(IV) lub mieszaniny gazów szlachetnych z powietrzem, w stosunku objętościowym od 99:1 do 1:99. Wyładowanie jarzeniowe typu SSGD było generowane zarówno w układach o charakterze przepływowym, jak i stacjonarnym. W przypadku układów reakcyjno-wyładowczych, pracujących w systemie przepływowym, ciecz zanieczyszczoną mikroorganizmami wprowadzono z określoną szybkością (od 0,2 do 10 ml/sec), regulowaną za pomocą przepływomierza lub zaworu, do zbiornika usytuowanego pomiędzy elektrodami, gdzie inicjowane było wyładowanie. W odniesieniu do stacjonarnych układów reakcyjno-wyładowczych, ciecz poddawana sterylizacji umieszczona była w zbiorniku o wymiarach 25x25 cm, a ten z kolei znajdował się nad dolną elektrodą, nad którą inicjowano wyładowanie. W omawianej konstrukcji elektrody pokryto warstwą dielektryka i umieszczono w odległości 0,1-5 cm względem siebie. Ponadto zastosowano chłodzenie układu za pomocą wody, aby zapobiec odkształceniu powierzchni dolnej elektrody, dzięki czemu wytworzone wyładowanie było przestrzennie jednorodne. Generacja wyładowania jarzeniowego typu SSGD była związana z dostarczeniem do elektrod prądu zmiennego o częstotliwości od 1 do 100 kHz i napięcia od 1 do 10 kV. Wykorzystując opisywane wyładowanie jarzeniowe typu SSGD istnieje możliwość sterylizacji cieczy oraz żeli, zarówno o wysokiej, jak i o niskiej lepkości (tj. mleko, woda, piwo, krew itd.), prowadzące do unieczynnienia mikroorganizmów (grzybów w tym drożdży, bakteriofagów, bakterii Gram-dodatnich jak i Gram-ujemnych). Czas oddziaływania wytworzonej plazmy na zawiesinę poddawaną sterylizacji mieścił się w przedziale od 10 s do 20 minut.
W powyższym zgłoszeniu patentowym przedstawiono dwie formy układów reakcyjno-wyładowczych (przepływową oraz stacjonarną), w których wyładowanie jarzeniowe typu SSGD generowane jest z wykorzystaniem prądu zmiennego o wysokiej częstotliwości i wysokim napięciu oraz gazów wyładowczych. Ze względu na koszty przeprowadzania omawianego procesu sterylizacji, przedstawione układy reakcyjno-wyładowcze wydają się być wysoce nieekonomiczne.
W publikacji autorstwa M. Y. Alkawareek, Q. T. Algwari, G. Laverty, S. P. Gorman, W. G. Graham, D. O’Connell, B. F. Gilmore pt. „Eradication of Pseudomonas aeruginosa biofilms by atmospheric pressure non-thermal plasma”, opublikowanej w PLoS ONE 7(8) (2012):e44289, opisano sposób eradykacji biofilmu P. aeruginosa PA01 za pomocą nietermicznej plazmy generowanej pod ciśnieniem atmosferycznym w postaci strugi gazowej. Przedstawiony układ składał się z dwóch pierścieni-elektrod miedzianych o szerokości 2 mm umieszczonych na kwarcowej rurce (o średnicy wewnętrznej 4 mm i średnicy zewnętrznej 6 mm) w odległości 25 mm względem siebie. Do elektrod przykładano prąd zmienny o częstotliwości radiowej 20 lub 40 kHz oraz napięciu wynoszącym 6000 V. System zasilano za pomocą mieszaniny gazów wyładowczych składającej się z 0,5% tlenu oraz 99,5% helu. W przewężeniu pomiędzy elektrodami generowano plazmę, która wystawała ok. 5 mm poza jedną i drugą krawędź kwarcowej rurki w postaci stożków. Określono możliwość wykorzystania uzyskanej pod ciśnieniem atmosferycznym nietermicznej plazmy do eradykacji biofilmu P. aeruginosa. W pierwszym doświadczeniu wykazano, że wytworzony stożek plazmowy jest zdolny do unieczynnienia planktonicznej hodowli P. aeruginosa PA01 na podłożu agarowym MHA. Zmierzone strefy zahamowania wzrostu wynosiły kilka centymetrów, podczas gdy stożek plazmy miał średnicę mniejszą niż 5 mm. Ponieważ przeprowadzony test miał charakter przesiewowy i w znaczący sposób odbiegał od sytuacji spotykanej poza laboratorium mikrobiologicznym, naukowcy zainicjowali wytworzenie biofilmu przez P. aeruginosa PA01 na komercyjnie dostępnej płytce CBD (z ang. Calgary Biofilm Device). Po ekspozycji pozyskanego biofilmu na nietermiczną plazmę, generowaną z wykorzystaniem częstotliwości 20 kHz, zaobserwowano redukcję liczby żywych komórek bakteryjnych o ponad 4 logarytmy. Całkowitą eradykację drobnoustroju osiągnięto po 10 min. ekspozycji. Prezentowana metoda wydaje się być innowacyjna do sterylizacji urządzeń i cewników powszechnie używanych w medycynie, a zasiedlanych wtórnie przez lekooporne patogeny człowieka, występujące powszechnie w środowisku szpitalnym. Wymienione drobnoustroje są
PL 236 055 B1 szczególnie niebezpieczne dla życia pacjentów o obniżonej odporności. Jednakże zastosowanie przedstawionego układu do unieczynnienia drobnoustrojów obecnych w zawiesinach takich jak odpady poprodukcyjne wydaje się być wysoce wątpliwe. Jako przyczynę można podać zbyt długi czas ekspozycji niezbędny do całkowitej eradykacji patogenów (>10 min.), punktowe działanie, a także małą przenikliwość wytworzonego stożka plazmowego.
W publikacji autorstwa K. Kucerova oraz K. Hensel pt. „Biological and chemical effect of DC transient spark discharge on Escherichia coli, opublikowanej w WDS'15 Proceedings of Contributed Papers-Physics (2015) 192-198, ujawniono wpływ zimnej plazmy atmosferycznej, wytworzonej z zastosowaniem modulowanego stałoprądowego wyładowania iskrowego (z ang. Transient Spark Discharge, TSD), generowanego w atmosferze powietrza, na komórki E. coli CCM3954 obecne w planktonicznych zawiesinach odpowiednio w roztworze wodnym bądź w buforze fosforanowym. Na stacjonarną, uziemioną elektrodę układu wyładowczego, nad którą w odległości 1 cm umieszczono elektrodę podłączoną do generatora modulowanego prądu stałego o wysokim napięciu, wprowadzono zawiesinę komórek E. coli CCM3954 o gęstości 107 jtk/cm3. Wyładowanie typu TSD wytwarzano stosując napięcie w zakresie 10000-13000 V; szybkość wprowadzania zawiesiny bakteryjnej do układu wynosiła 14 cm 3/min., natężenie przepływu powietrza 2 dm3/min., natężenie prądu wyładowania 5-18 A, a częstotliwość modulacji 1,5-4 kHz. W celu określenia skuteczności wyładowania typu TSD względem inaktywacji komórek E. coli wykorzystano standardową metodę seryjnych rozcieńczeń, posiewów i zliczania jednostek tworzących kolonie obecnych w zawiesinie przed potraktowaniem drobnoustrojów wyładowaniem typu TSD, jak również po ich ekspozycji na działanie zimnej plazmy w czasie do 15 min. W wyniku oddziaływania omawianego wyładowania typu TSD zaobserwowano spadek liczby jednostek tworzących kolonie E. coli na cm3 (jtk/cm3) roztworu wodnego z początkowych 107 jtk/cm3 do 104 jtk/cm3 po 10 min. pracy układu. Ważnym czynnikiem warunkującym wydajność procesu okazała się być siła jonowa wprowadzanego roztworu, ponieważ redukcja w liczbie żywych komórek bakteryjnych E. coli po czasie ekspozycji wynoszącym 5 min. sięgnęła ok. 3 logarytmów gdy do układu wprowadzono roztwór wodny i odpowiednio ok. 1 logarytmu, gdy bakterie zawieszono w buforze fosforanowym. Ponadto istotną wadą przedstawionej metody eradykacji jest konieczność zastosowania dużej mocy wyładowania przy uzyskaniu relatywnie niskiej redukcji w liczbie żywych komórek E. coli, a także konieczność stosowania przepływu gazu wyładowczego w celu wytworzenia stabilnego wyładowania typu TSD.
Dotychczas nie został opisany w literaturze fachowej lub patentowej sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego generowanego pod ciśnieniem atmosferycznym (z ang. direct current Atmospheric Pressure Glow Discharge, dc-APGD) w kontakcie z przepływającą zawiesiną bakteryjnych fitopatogenów.
Istotą rozwiązania, według wynalazku, jest sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego dc-APGD, który polega na tym, że zawiesinę bakteryjnych fitopatogenów wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego, do komory wyładowczej w której w przestrzeni pomiędzy anodą, będącą stałą elektrodą wolframową, a przepływającą ciekłą katodą, będącą wprowadzaną do układu zawiesiną bakteryjnych fitopatogenów, bezpośrednio w atmosferze otaczającego powietrza inicjuje się i utrzymuje stabilne wyładowanie jarzeniowe typu dc-APGD, co powoduje efektywną inaktywację bakteryjnych fitopatogenów.
Korzystnie z zastosowaniem tego sposobu mogą być inaktywowane zawiesiny zawierające bakteryjne fitopatogeny z gatunków Dickeya solani, Pectobacterium atrosepticum, Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum, X. campestris pv. Campestris oraz Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus, Korzystnie zawiesinę bakteryjnych fitopatogenów wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego z szybkością od 1 do 6 cm3/min., najkorzystniej 3,5 cm3/min.
Korzystnie zawiesinę bakteryjnych fitopatogenów wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego w temperaturze pokojowej.
Korzystnie proces eradykacji prowadzi się stosując prąd wyładowania o natężeniu 20-60 mA, najkorzystniej 50 mA.
Korzystnie proces eradykacji prowadzi się dostarczając do układu napięcie od 100-2000 V, najkorzystniej 1100 V.
Korzystnie odległość pomiędzy elektrodą wolframową a roztworem ciekłej katody wynosi od 1 do 6 mm, najkorzystniej 5 mm.
Korzystnie w procesie eradykacji temperatura kinetyczna fazy gazowej wyładowania utrzymuje się na poziomie od 2000 do 3000 K.
PL 236 055 B1
Efektywność prezentowanego sposobu przetestowano z użyciem zawiesin drobnoustrojów, należących do 4 różnych gatunków i sklasyfikowanych w obrębie 10 najbardziej istotnych z ekonomicznego punktu widzenia bakteryjnych fitopatogenów wg. Mansfielda i innych (2012). Hodowle badanych fitopatogenów, inkubowane przez 24 h w optymalnych warunkach, poddano wirowaniu, usunięciu pożywki i po etapie płukania zawieszono w jałowej soli fizjologicznej (0,85% roztwór NaCl). Gęstość zawiesin bakteryjnych doprowadzono do ODeoo ~ 0,1. Przygotowane zawiesiny bakteryjne seryjnie rozcieńczono do 10-6 oraz wysiano po 100 μl z każdego z uzyskanych rozcieńczeń na podłoża agarowe, by oszacować liczbę jednostek tworzących kolonie na cm3 (jtk/cm3) obecnych w przygotowanych zawiesinach. Następnie, z szybkością 3,5 cm3/min. wprowadzano kolejno badane zawiesiny do prezentowanego przepływowego układu reakcyjno-wyładowczego i poddawano oddziaływaniu plazmy przez kilka sekund. Czynności związane z podawaniem mieszanin reakcyjnych do wspomnianego układu, jak i z ich zbieraniem były przeprowadzane w warunkach jałowych. Dodatkowo, w celu wykluczenia przenoszenia komórek drobnoustrojów pomiędzy poszczególnymi seriami, układ każdorazowo wyjałowiano, przepuszczając przez niego 70% roztwór etanolu. Następnie etanol wypłukano nadmiarową ilością jałowego 0,85% NaCl, by nie pozostawić resztek tego rozpuszczalnika wewnątrz układu. Poprawność zaproponowanej metody zweryfikowano stosując próby kontrolne - wprowadzając zawiesinę drobnoustrojów do układu bez zainicjowania wyładowania, a także badając tzw. próby ślepe zawierające jedynie jałowy 0,85% NaCl. Po przejściu poszczególnych zawiesin bakteryjnych przez układ reakcyjno-wyładowczy, zbierano je do jałowych probówek. Następnie każdą zawiesinę bakteryjną poddaną działaniu wyładowania seryjnie rozcieńczono do 10-6 i wysiewano po 100 μl rozcieńczonych zawiesin na podłoża agarowe. Skuteczność proponowanej metody eradykacji stwierdzono na podstawie redukcji liczby żywych komórek w zawiesinie po przejściu przez układ reakcyjno-wyładowczy dc-APGD.
Znaczna efektywność procesu eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z wykorzystaniem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD jest związana zarówno z bardzo wysoką temperaturą kinetyczną gazu wytworzonej plazmy, jak również z wytworzeniem reaktywnych form tlenu i azotu, fotonów UV, a także jonów dodatnich, np. H2O+, które biorą udział w procesie inaktywacji komórek bakteryjnych. Zaobserwowane antybakteryjne działanie plazmy na komórki bakteryjne wynika między innymi z tworzonych uszkodzeń w materiale genetycznym DNA czy w obrębie wewnętrznej błony komórkowej, a także degradacji zewnętrznej błony komórkowej drobnoustrojów. Wspomniane zmiany w obrębie bakteryjnej błony komórkowej przypisuje się działaniu powstających w wyładowaniu jarzeniowym typu dcAPGD wolnych rodników tlenowych jak anionorodnik ponadtlenkowy O2'-, rodnik wodoronadtlenkowy HO2' i rodnik hydroksylowy HO', które reagują z nienasyconymi kwasami tłuszczowymi występującymi w dwuwarstwie lipidowej tworzącej błonę komórkową. Postulowany jest również znaczący udział wzbudzonych atomów tlenu (O*) w antybakteryjnym działaniu wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD w porównaniu do wpływu promieniowania UV, rodników OH, O2, czy wzbudzonych cząsteczek tlenku azotu (NO*).
Zaletą omawianego sposobu eradykacji bakteryjnych fitopatogenów, według wynalazku, jest możliwość prowadzenia procesu w sposób ciągły, co znacznie zwiększa jego efektywność przy inaktywacji zawiesin o dużych objętościach, a zawierających szkodliwe bakteryjne drobnoustroje fitopatogenne. Możliwość kontroli parametrów pracy układu reakcyjno-wyładowczego tj. natężenia prądu wyładowania, szybkości wprowadzania zawiesiny komórek bakteryjnych do układu czy objętości wprowadzanej zawiesiny mikroorganizmów umożliwia przeprowadzenie procesu jałowienia z dużą dokładnością i skutecznością. Brak konieczności stosowania gazów wyładowczych do inicjacji wyładowania typu dc-APGD znacznie upraszcza konstrukcję w porównaniu do wcześniej opisywanych w literaturze układów reakcyjno-wyładowczych. Wszystko to sprawia, że metoda jest niezwykle ekonomiczna i konkurencyjna pod względem wykorzystywania jej do eradykacji bakteryjnych fitopatogenów.
Opracowany sposób inaktywacji bakteryjnych patogenów roślin z zastosowaniem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD jest niezwykle skuteczny, szybki, ekonomiczny, a także przyjazny dla środowiska. Potencjalne zastosowania opisanej metody eradykacji mikroorganizmów obejmują:
1) jałowienie płynnych odpadów poprodukcyjnych pochodzących z przemysłu przetwórczego bądź spożywczego (w płynach uwalnianych do środowiska mogą być obecne patogeny roślin);
2) utylizację odpadów niebezpiecznych pochodzących z Państwowej Inspekcji Ochrony Roślin, laboratoriów diagnostycznych oraz naukowo-badawczych.
Przedmiot wynalazku jest przedstawiony w przykładach realizacji oraz na rysunku przedstawiającym schemat układu reakcyjno-wyładowczego.
PL 236 055 Β1
Przykład 1
Sposób eradykacji bakterii fitopatogennych z gatunku Dickeya solani, na przykładzie szczepu IFB0099 z zastosowaniem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD, wytwarzanego w przestrzeni pomiędzy powierzchnią ciekłej katody a stałą elektrodą wolframową.
cm3 zawiesiny komórek bakteryjnych D. solani IFB0099 o gęstości optycznej ODeoo- 0.1, zawieszonych w jałowym roztworze 0,85% NaCI, wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego (Rys.) za pomocą pompy perystaltycznej 1 oraz wężyka doprowadzającego 12, poprzez rurkę kwarcową 2, umieszczoną wewnątrz rurki grafitowej 3, z szybkością przepływu 3,5 cm3/min. i poddaje oddziaływaniu wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD. Stabilne wyładowanie jarzeniowe typu dc-APGD 4 inicjowane jest w atmosferze otaczającego powietrza, w przestrzeni pomiędzy anodą 5, będącą stałą elektrodą wolframową, a tzw. ciekłą katodą 6, będącą wprowadzaną do układu zawiesiną komórek bakteryjnych D. solani IFB0099, po przyłożeniu do elektrod napięcia zasilającego ~1100V, wytwarzanego w wyniku pracy generatora wysokiego napięcia 7. Elektrody umieszcza się w odległości 5 mm względem siebie. Wartość natężenia prądu w układzie wynosi 50 mA, co jest związane z zastosowaniem opornika balastowego o odpowiedniej rezystancji. Układ reakcyjno-wyładowczy stanowi komora szklana 8, z czterema otworami rewizyjnymi, które umożliwiają odpowiednio:
a) doprowadzenie zawiesiny komórek bakteryjnych do układu 6 za pomocą rurki kwarcowej 2, umieszczonej wewnątrz rurki grafitowej 3 i zamocowanie tych rurek;
b) zamocowanie elektrody wolframowej 5 współosiowo w stosunku do przepływającej ciekłej katody 6;
c) doprowadzenie wysokiego napięcia 7 do elektrod;
d) odprowadzenie zawiesiny komórek bakteryjnych poddanych działaniu wyładowania z układu 9, poprzez otwór ze szlifem 10 z dołączonym wężykiem odpływowym 11.
Po przejściu zawiesiny komórek D. solani IFB0099 przez układ reakcyjno-wyładowczy, jest ona zbierana do jałowych probówek np. o objętości 15 cm3. Następnie wykonuje się seryjne rozcieńczenia zawiesiny w jałowej soli fizjologicznej do 10 6 i wysiewa po 100 μΙ ze wszystkich uzyskanych rozcieńczeń na płytki z podłożem TSA. Ponadto wykonuje się seryjne rozcieńczenia do 10 6 w jałowej soli fizjologicznej zawiesiny bakterii Dickeya solani IFB0099 o ODeoo ~ 0.1, z której pobrano wprowadzane do układu 10 cm3. Wysiewa się po 100 μΙ z każdego z uzyskanych rozcieńczeń na płytki z podłożem TSA celem określenia liczby jednostek tworzących kolonie na cm3 (jtk/cm3). Płytki z podłożem TSA inkubuje się w temp. 28°C przez 48 godzin. Następnie zlicza się kolonie bakteryjne, które wyrosły na płytkach agarowych i wylicza liczbę jtk/cm3 w zawiesinie bakterii D. solani IFB0099 przed i po ekspozycji zawiesiny na działanie wyładowania jarzeniowego. Efektywność eradykacji D. solani IFB0099 określa się w postaci procentu redukcji liczby jtk/cm3 w zawiesinie bakteryjnej po przejściu przez opisywany układ reakcyjno-wyładowczy. Przedstawione doświadczenie wykonano w trzech niezależnych powtórzeniach.
Efektywność procesu eradykacji: w Tabeli 1 zebrano wyniki dla trzech niezależnych powtórzeń procesu eradykacji bakterii fitopatogennych D. solani IFB0099 zużyciem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD. Podano gęstość zawiesiny D. solani IFB0099 w jtk/cm3 przed jej wprowadzeniem do układu reakcyjno-wyładowczego, po przejściu przez opisany w niniejszym zgłoszeniu patentowym układ reakcyjno-wyładowczy, jak i procent redukcji liczby żywych komórek D. solani IFB0099 uzyskany, według wynalazku, poprzez przeprowadzenie proponowanego sposobu eradykacji fito patogen ów.
Tabela 1. Wpływ działania zastosowanego wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD na zawiesinę D solani IFB0099.
Gęstość zawiesiny D. solani 1FB0099 przed działaniem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD [jtk/cm3! Gęstość zawiesiny D. solani IFB0099 po działaniu wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD | jtk/cm3 ] Redukcja liczby jtk/cm’ D. solani IFB0099 [%]
Powtórzenie 1 6,9 x 107 0 100,00
Powtórzenie 2 1,51 x 108 0 100,00
Powtórzenie 3 1,25 x 108 0 100,00
PL 236 055 B1
P r z y k ł a d 2
Sposób eradykacji bakterii fitopatogennych z gatunku Pectobacterium atrosepticum, na przykładzie szczepu IFB5103, z zastosowaniem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD, wytwarzanego w przestrzeni pomiędzy powierzchnią ciekłej katody, a stałą elektrodą wolframową.
cm3 zawiesiny komórek bakteryjnych P. atrosepticum IFB5103 o gęstości optycznej OD600 ~ 0.1, zawieszonych w jałowym roztworze 0,85% NaCl, wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego (Rys.) za pomocą pompy perystaltycznej 1 oraz wężyka doprowadzającego 12, poprzez rurkę kwarcową 2, umieszczoną wewnątrz rurki grafitowej 3, z szybkością przepływu 3,5 cm3/min. i poddaje oddziaływaniu wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD. Stabilne wyładowanie jarzeniowe typu dc-APGD 4 inicjowane jest w atmosferze otaczającego powietrza, w przestrzeni pomiędzy anodą 5, będącą stałą elektrodą wolframową, a tzw. ciekłą katodą 6, będącą wprowadzaną do układu zawiesiną komórek bakteryjnych P. atrosepticum IFB5103, po przyłożeniu do elektrod napięcia zasilającego ~1100V, wytwarzanego w wyniku pracy generatora wysokiego napięcia 7. Elektrody umieszcza się w odległości 5 mm względem siebie. Wartość natężenia prądu w układzie wynosi 50 mA, co jest związane z zastosowaniem opornika balastowego o odpowiedniej rezystancji. Układ reakcyjno-wyładowczy stanowi komora szklana 8, z czterema otworami rewizyjnymi, które umożliwiają odpowiednio:
a) doprowadzenie zawiesiny komórek bakteryjnych do układu 6 za pomocą rurki kwarcowej 2, umieszczonej wewnątrz rurki grafitowej 3 i zamocowanie tych rurek;
b) zamocowanie elektrody wolframowej 5 współosiowo w stosunku do przepływającej ciekłej katody 6;
c) doprowadzenie wysokiego napięcia 7 do elektrod;
d) odprowadzenie zawiesiny komórek bakteryjnych poddanych działaniu wyładowania z układu 9, poprzez otwór ze szlifem 10 z dołączonym wężykiem odpływowym 11.
Po przejściu zawiesiny komórek P. atrosepticum IFB5103 przez układ reakcyjno-wyładowczy, jest ona zbierana do jałowych probówek np. o objętości 15 cm3. Następnie wykonuje się seryjne rozcieńczenia zawiesiny w jałowej soli fizjologicznej do 10-6 i wysiewa po 100 gl ze wszystkich uzyskanych rozcieńczeń na płytki z podłożem TSA. Ponadto wykonuje się seryjne rozcieńczenia do 10-6 w jałowej soli fizjologicznej zawiesiny bakterii P. atrosepticum IFB5103 o OD600 ~ 0.1 z której pobrano wprowadzane do układu 10 cm3. Wysiewa się po 100 gl z każdego z uzyskanych rozcieńczeń na płytki z podłożem TSA celem określenia liczby jednostek tworzących kolonie na cm3 (jtk/cm3). Płytki z podłożem TSA inkubuje się w temp. 28°C przez 48 godzin. Następnie zlicza się kolonie bakteryjne, które wyrosły na płytkach agarowych i wylicza liczbę jtk/cm3 w zawiesinie bakterii P. atrosepticum IFB5103 przed i po ekspozycji zawiesiny na działanie wyładowania jarzeniowego. Efektywność eradykacji P. atrosepticum IFB5103 określa się w postaci procentu redukcji liczby jtk/cm3 w zawiesinie bakteryjnej po przejściu przez opisywany układ reakcyjno-wyładowczy. Przedstawione doświadczenie wykonano w trzech niezależnych powtórzeniach.
Efektywność procesu eradykacji: w Tabeli 2 zebrano wyniki dla trzech niezależnych powtórzeń procesu eradykacji bakterii fitopatogennych P. atrosepticum IFB5103 z użyciem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD. Podano gęstość zawiesiny P. atrosepticum IFB5103 w jtk/cm3 przed jej wprowadzeniem do układu reakcyjno-wyładowczego, po przejściu przez opisany w niniejszym zgłoszeniu patentowym układ reakcyjno-wyładowczy, jak i procent redukcji liczby żywych komórek P. atrosepticum IFB5103 uzyskany, według wynalazku, poprzez przeprowadzenie proponowanego sposobu eradykacji fitopatogenów.
PL 236 055 Β1
Tabela 2. Wpływ działania zastosowanego wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD na zawiesinę P. atrosepticum IFB5103.
Gęstość zawiesiny P. atrosepticum IFB5103 przed działaniem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD [jtk/cm3! Gęstość zaw iesiny P. atrosepticum IFB5103 po działaniu wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD [jtk/cm3 J Redukcja liczby jtk/cm3 P. atrosepticum IFB5103[%!
Powtórzenie 1 2.28 x 107 0 100.00
Powtórzenie 2 2,84 x 107 5.91 x 103 99,98
Powtórzenie 3 1,7 x 107 0 100,00
Przykład 3
Sposób eradykacji bakterii fitopatogennych z gatunku Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum, na przykładzie szczepu IFB5118, z zastosowaniem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD, wytwarzanego w przestrzeni pomiędzy powierzchnią ciekłej katody, a stałą elektrodą wolframową.
cm3 zawiesiny komórek bakteryjnych P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118 o gęstości optycznej ODeoo ~ 0.1, zawieszonych w jałowym 0,85% NaCI, wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego (Rys.) za pomocą pompy perystaltycznej 1 oraz wężyka doprowadzającego 12, poprzez rurkę kwarcową 2, umieszczoną wewnątrz rurki grafitowej 3, z szybkością przepływu 3,5 cm3/min i poddaje oddziaływaniu wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD. Stabilne wyładowanie jarzeniowe typu dc-APGD 4 inicjowane jest w atmosferze otaczającego powietrza, w przestrzeni pomiędzy anodą 5, będącą stałą elektrodą wolframową, a tzw. ciekłą katodą 6, będącą wprowadzaną do układu zawiesiną komórek bakteryjnych P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118, po przyłożeniu do elektrod napięcia zasilającego ~1100V, wytwarzanego w wyniku pracy generatora wysokiego napięcia 7. Elektrody umieszcza się w odległości 5 mm względem siebie. Wartość natężenia prądu w układzie wynosi 50 mA, co jest związane z zastosowaniem opornika balastowego o odpowiedniej rezystancji.
Układ reakcyjno-wyładowczy stanowi komora szklana 8, z czterema otworami rewizyjnymi, które umożliwiają odpowiednio:
a) doprowadzenie zawiesiny komórek bakteryjnych do układu 6 za pomocą rurki kwarcowej 2, umieszczonej wewnątrz rurki grafitowej 3 i zamocowanie tych rurek;
b) zamocowanie elektrody wolframowej 5 współosiowo w stosunku do przepływającej ciekłej katody 6;
c) doprowadzenie wysokiego napięcia 7 do elektrod;
d) odprowadzenie zawiesiny komórek bakteryjnych poddanych działaniu wyładowania z układu 9, poprzez otwór ze szlifem 10 z dołączonym wężykiem odpływowym 11.
Po przejściu zawiesiny komórek P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118 przez układ reakcyjno-wyładowczy, jest ona zbierana do jałowych probówek np. o objętości 15 cm3. Następnie wykonuje się seryjne rozcieńczenia zawiesiny w jałowej soli fizjologicznej do 10 6 i wysiewa po 100 μΙ ze wszystkich uzyskanych rozcieńczeń na płytki z podłożem TSA. Ponadto wykonuje się seryjne rozcieńczenia do 10'6 w jałowej soli fizjologicznej zawiesiny bakterii P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118 o ODeoo ~ 0.1 z której pobrano wprowadzane do układu 10 cm3. Wysiewa się po 100 μΙ z każdego z uzyskanych rozcieńczeń na płytki z podłożem TSA celem określenia liczby jednostek tworzących kolonie na cm3 (jtk/cm3). Płytki z podłożem TSA inkubuje się w temp. 28°C przez 48 godzin. Następnie zlicza się kolonie bakteryjne, które wyrosły na płytkach agarowych i wylicza liczbę jtk/cm3 w zawiesinie bakterii P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118 przed i po ekspozycji zawiesiny na działanie wyładowania jarzeniowego. Efektywność eradykacji P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118 określa się w postaci procentu redukcji liczby jtk/cm3 w zawiesinie bakteryjnej po przejściu przez opisywany układ reakcyjno-wyładowczy. Przedstawione doświadczenie wykonano w trzech niezależnych powtórzeniach.
Efektywność procesu eradykacji: w Tabeli 3 zebrano wyniki dla trzech niezależnych powtórzeń procesu eradykacji bakterii fitopatogennych P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118 z użyciem
PL 236 055 Β1 wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD. Podano gęstość zawiesiny P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118 w jtk/cm3 przed jej wprowadzeniem do układu reakcyjno-wyładowczego, po przejściu przez opisany w niniejszym zgłoszeniu patentowym układ reakcyjno-wyładowczy, jak i procent redukcji liczby żywych komórek P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118 uzyskany, według wynalazku, poprzez przeprowadzenie proponowanego sposobu eradykacji fitopatogenów.
Tabela 3. Wpływ działania zastosowanego wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD na zawiesinę P. carotovorum subsp. carotovorum IFB5118.
Gęstość zawiesiny P. carotovorum subsp. carotoyorum IFB5118 przed działaniem wyładowania jarzeniowego typu dcAPGD [jtk/cm3] Gęstość zawiesiny P. carotoyorum subsp. carotovorum IFB5118 po działaniu wyładowania jarzeniowego typu dcAPGD [jtk/cm3] Redukcja liczby jtk/cm3 P. carotoyorum subsp. carotoyorum IFB5118 [%]
Powtórzenie 1 2,8 x 107 7,76x103 99,97
Powtórzenie 2 2,81 x 107 0 100,00
Powtórzenie 3 3,2 x 1O7 1,2 x 104 99,96
Przykład 4
Sposób eradykacji bakterii fitopatogennych z gatunku Xanthomonas campestris pv. campestris, na przykładzie szczepu LMG 582, z zastosowaniem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD, wytwarzanego w przestrzeni pomiędzy powierzchnią ciekłej katody, a stałą elektrodą wolframową.
cm3 zawiesiny komórek bakteryjnych X. campestris pv. campestris LMG 582 o gęstości optycznej ODeoo ~ 0.1, zawieszonej w jałowym 0,85% NaCI, wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego (Rys.) za pomocą pompy perystaltycznej 1 oraz wężyka doprowadzającego 12, poprzez rurkę kwarcową 2, umieszczoną wewnątrz rurki grafitowej 3, z szybkością przepływu 3,5 cm3/min. i poddaje oddziaływaniu wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD. Stabilne wyładowanie jarzeniowe typu dcAPGD 4 inicjowane jest w atmosferze otaczającego powietrza, w przestrzeni pomiędzy anodą 5, będącą stałą elektrodą wolframową, a tzw. ciekłą katodą 6, będącą wprowadzaną do układu zawiesiną komórek bakteryjnych X. campestris pv. campestris LMG 582, po przyłożeniu do elektrod napięcia zasilającego ~1100V, wytwarzanego w wyniku pracy generatora wysokiego napięcia 7. Elektrody umieszcza się w odległości 5 mm względem siebie. Wartość natężenia prądu w układzie wynosi 50 mA, co jest związane z zastosowaniem opornika balastowego o odpowiedniej rezystancji. Układ reakcyjno-wyładowczy stanowi komora szklana 8, z czterema otworami rewizyjnymi, które umożliwiają odpowiednio:
a) doprowadzenie zawiesiny komórek bakteryjnych do układu 6 za pomocą rurki kwarcowej 2, umieszczonej wewnątrz rurki grafitowej 3 i zamocowanie tych rurek;
b) zamocowanie elektrody wolframowej 5 współosiowo w stosunku do przepływającej ciekłej katody 6;
c) doprowadzenie wysokiego napięcia 7 do elektrod;
d) odprowadzenie zawiesiny komórek bakteryjnych poddanych działaniu wyładowania z układu 9, poprzez otwór ze szlifem 10 z dołączonym wężykiem odpływowym 11.
Po przejściu zawiesiny komórek X. campestris pv. campestris LMG 582 przez układ reakcyjnowyładowczy, zbiera się ją do jałowych probówek np. o objętości 15 cm3. Następnie wykonuje się seryjne rozcieńczenia zawiesiny w jałowej soli fizjologicznej do 10-6 i wysiewa po 100 μΙ ze wszystkich uzyskanych rozcieńczeń na płytki z podłożem TSA. Ponadto wykonuje się seryjne rozcieńczenia do 10-6 w jałowej soli fizjologicznej zawiesiny bakterii X. campestris pv. campestris LMG 582 o ODeoo ~ 0.1 z której pobrano wprowadzane do układu 10 cm3. Wysiewa się po 100 μΙ z każdego z uzyskanych rozcieńczeń na płytki z podłożem TSA celem określenia liczby jednostek tworzących kolonie na cm3 (jtk/cm3). Płytki z podłożem TSA inkubuje się w temp. 28°C przez 48 godzin. Następnie zlicza się kolonie bakteryjne, które wyrosły na płytkach agarowych i wylicza liczbę jtk/cm3 w zawiesinie bakterii X. campestris pv. campestris LMG 582 przed i po ekspozycji zawiesiny na działanie wyładowania jarzeniowego. Efektywność eradykacji X. campestris pv. campestris LMG 582 określa się w postaci procentu redukcji liczby
PL 236 055 Β1 jtk/cm3 w zawiesinie bakteryjnej po przejściu przez opisywany układ reakcyjno-wyładowczy. Przedstawione doświadczenie wykonano w trzech niezależnych powtórzeniach.
Efektywność procesu eradykacji: w Tabeli 4 zebrano wyniki dla trzech niezależnych powtórzeń procesu eradykacji bakterii fitopatogennych X. campestris pv. campestris LMG 582 z użyciem wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD. Podano gęstość zawiesiny X. campestris pv. campestris LMG 582 w jtk/cm3 przed jej wprowadzeniem do układu reakcyjno-wyładowczego, po przejściu przez opisany w niniejszym zgłoszeniu patentowym układ reakcyjno-wyładowczy, jak i procent redukcji liczby żywych komórek X. campestris pv. campestris LMG 582 uzyskany, według wynalazku, poprzez przeprowadzenie proponowanego sposobu eradykacji fitopatogenów.
Tabela 4. Wpływ działania zastosowanego wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD na zawiesinę X. campestris pv. campestris LMG 582.
Gęstość zawiesiny X campestris pv. campestris 1 .MG 582 przed działaniem wyładowania jarzeniowego typu dcAPGD [jtk/cm3] Gęstość zawiesiny X. campestris pv. campestris LMG 582 po działaniu wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD [jtk/cnP] Redukcja liczby jtk/cm3 X campestris pv. campestris LMG 582 typu dc- APGD [%]
Powtórzenie 1 2,87 χ 107 0 100,00
Powtórzenie 2 2,98 χ 107 0 100,00
Powtórzenie 3 3,17 χ 107 0 100,00
Wykaz oznaczeń na rysunku:
- pompa perystaltyczna
- rurka kwarcowa
- rurka grafitowa
- wyładowanie jarzeniowe typu dc-APGD
- elektroda wolframowa
- zawiesina bakteryjnych fitopatogenów
-generator wysokiego napięcia
- szklana komora wyładowcza
- produkt: oczyszczona mieszanina reakcyjna za pomocą wyładowania jarzeniowego typu dc-APGD
- otwór odprowadzający z odpowiednio dopasowanym szlifem
- przewód wyprowadzający
- przewód wprowadzający

Claims (10)

  1. Zastrzeżenia patentowe
    1. Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego dc-APGD, znamienny tym, że zawiesinę bakteryjnych fitopatogenów wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego, do szklanej komory wyładowczej (8) w której w przestrzeni pomiędzy anodą, będącą stałą elektrodą wolframową (5), a przepływającą ciekłą katodą (6), będącą wprowadzaną do układu zawiesiną bakteryjnych fitopatogenów, bezpośrednio w atmosferze otaczającego powietrza generuje się i utrzymuje stabilne wyładowanie jarzeniowe typu dc-APGD (4) co powoduje efektywną inaktywację bakteryjnych fitopatogenów.
  2. 2. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że proces eradykacji prowadzi się w stosunku do bakteryjnych fitopatogenów z gatunków: Dickeya solani, Pectobacterium atrosepticum, Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum, X. campestris pv. Campestris.
    PL 236 055 B1
  3. 3. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że zawiesinę bakteryjnych fitopatogenów (6) wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego, do szklanej komory wyładowczej (8), z szybkością od 1 do 6 cm3/min.
  4. 4. Sposób według zastrz. 3, znamienny tym, że zawiesinę bakteryjnych fitopatogenów (6) wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego, do szklanej komory wyładowczej (8), z szybkością 3,5 cm3/min.
  5. 5. Sposób według zastrz. 3, znamienny tym, że zawiesinę bakteryjnych fitopatogenów (6) wprowadza się do układu reakcyjno-wyładowczego, do szklanej komory wyładowczej (8), w temperaturze pokojowej.
  6. 6. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że proces eradykacji prowadzi się stosując prąd wyładowania o natężeniu 20-60 mA.
  7. 7. Sposób według zastrz. 6, znamienny tym, że proces eradykacji prowadzi się stosując prąd wyładowania o natężeniu 50 mA.
  8. 8. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że proces eradykacji prowadzi się dostarczając do układu napięcie od 100-2000 V.
  9. 9. Sposób według zastrz. 8, znamienny tym, że proces eradykacji prowadzi się dostarczając do układu napięcie 1100 V.
  10. 10. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że w procesie eradykacji temperatura kinetyczna fazy gazowej wyładowania jarzeniowego dc-APGD utrzymuje się na poziomie od 2000 do 3000 K.
PL419246A 2016-10-26 2016-10-26 Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego PL236055B1 (pl)

Priority Applications (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
PL419246A PL236055B1 (pl) 2016-10-26 2016-10-26 Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego

Applications Claiming Priority (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
PL419246A PL236055B1 (pl) 2016-10-26 2016-10-26 Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego

Publications (2)

Publication Number Publication Date
PL419246A1 PL419246A1 (pl) 2018-01-03
PL236055B1 true PL236055B1 (pl) 2020-11-30

Family

ID=60787932

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
PL419246A PL236055B1 (pl) 2016-10-26 2016-10-26 Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego

Country Status (1)

Country Link
PL (1) PL236055B1 (pl)

Families Citing this family (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
PL236665B1 (pl) * 2018-10-29 2021-02-08 Politechnika Wroclawska Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów

Also Published As

Publication number Publication date
PL419246A1 (pl) 2018-01-03

Similar Documents

Publication Publication Date Title
Ma et al. Chemical mechanisms of bacterial inactivation using dielectric barrier discharge plasma in atmospheric air
US9585390B2 (en) Materials for disinfection produced by non-thermal plasma
Gluhchev et al. Electrochemically activited water: biophysical and biological effects of anolyte and catholyte types of water
Lee et al. Effects of pulsed and continuous wave discharges of underwater plasma on Escherichia coli
RU2527326C2 (ru) Способ для очистки, дезинфекции и стерилизации медицинских инструментов и устройство для его осуществления
Pawłat Atmospheric pressure plasma jet for decontamination purposes
Ki et al. Effects of humidity on room disinfection by dielectric barrier discharge plasma
Guionet et al. E. coli electroeradication on a closed loop circuit by using milli-, micro-and nanosecond pulsed electric fields: comparison between energy costs
Ignatov et al. Studying the antimicrobial and antiviral effects of electrochemically activated NaCl solutions of anolyte and catholyte on a strain of e. coli dh5 and classical swine fever (csf) virus
CN204813428U (zh) 高压脉冲电场灭菌饮水机
Du et al. Decontamination of Bacteria by Gas-Liquid Gliding Arc Discharge: Application to $ Escherichia~ coli$
Shawki et al. The effect of low AC electric field on bacterial cell death
US9662412B2 (en) Plasma vapor chamber and antimicrobial applications thereof
PL236055B1 (pl) Sposób eradykacji bakteryjnych fitopatogenów z zastosowaniem stałoprądowego wyładowania jarzeniowego
JP2017086705A (ja) プラズマ殺菌装置
Li et al. Steady-state corona discharges in atmospheric air for cleaning and decontamination
CN209989118U (zh) 等离子体与脉冲电场联用杀菌装置
Maeda et al. Bactericidal effect of atmospheric gas plasma on Escherichia coli K12.
Sari et al. Effect of corona discharge on decontamination of Pseudomonas aeruginosa and E-coli
Kajiwara et al. Liquid sterilization using intense electrical pulses combined with thermal post-treatment
Chang et al. Effects of atmospheric DBCD plasma on three kinds of typical microorganisms
Vaze et al. Air and water sterilization using non-thermal plasma
Ueno et al. Aerosol Sterilization by Impulse High Voltage with Different Electrode Structures
Saito et al. Investigation of selective sterilization of unnecessary microorganisms on pulsed electric field sterilization
Du et al. A portable plasma sterilizer