PL216091B1 - Nowe szczepy bakteriofagów do leczenia zakażeń bakteryjnych, zwłaszcza szczepami bakterii lekoopornych z rodzaju Klebsiella - Google Patents

Description

Przedmiotem wynalazku są nowe szczepy bakteriofagowe i ich wykorzystanie do wytwarzania preparatów znajdujących zastosowanie w leczeniu zakażeń bakteryjnych, zwłaszcza szczepami bakterii lekoopornych z rodzaju Klebsiella, szczególnie należącymi do gatunku Klebsiella pneumoniae.

Bakteriofagi (nazywane także fagami) to wirusy zakażające komórki bakteryjne. Występują one w wodzie, glebie, powietrzu a także są składnikiem mikroflory jelitowej ludzi i zwierząt. Wirusy te namnażając się w komórkach bakteryjnych regulują liczebność bakterii w przyrodzie i z tego powodu są istotnym czynnikiem wpływającym na zachowanie równowagi biologicznej. Obecnie odkryto i opisano ok. 5000 bakteriofagów namnażających się w komórkach różnych bakterii.

Bakteriofagi charakteryzują się wysoką swoistością w stosunku do komórek gospodarza. Związane jest to z obecnością odpowiednich dla wirusa receptorów na powierzchni komórki bakteryjnej, jak też charakterystycznymi enzymami reakcji metabolicznych koniecznych do namnażania cząstek wirusowych. Swoistość ta powoduje, iż konkretne fagi wykazują aktywność lityczną tylko do określonych gatunków bakterii, czy wręcz do poszczególnych szczepów danego gatunku. Cecha ta jest wykorzystywana do typowania bakterii w obrębie gatunku (fagotypia), co ma duże zastosowanie w epidemiologii oraz w celach eliminacji konkretnych szczepów bakteryjnych (fagoterapii). Przy fagotypii i fagoterapii stosuje się fagi lityczne, czyli wykazujące efekt bójczy wobec komórek gospodarza [1, 2, 3, 5, 6, 7].

Pomysł zastosowania bakteriofagów w identyfikacji oraz leczeniu infekcji bakteryjnych jest znany od lat. Niestety z nastaniem ery antybiotykowej, ze względu na łatwość uzyskiwania antybiotyków oraz szeroki zakres ich działania przeciwdrobnoustrojowego, wycofano się z powszechnego użycia preparatów fagowych. Tylko nieliczne ośrodki badawcze w Europie Wschodniej kontynuowały badania nad izolacją bakteriofagów ze środowiska oraz ich aplikacją w leczeniu [8]. Alarmujący wzrost oporności na antybiotyki wśród bakterii w ostatnich latach stal się poważnym problemem terapeutycznym współczesnej medycyny. Problem szerzenia się oporności na antybiotyki jest znacząco związany z horyzontalnym przekazywaniem informacji genetycznej wśród bakterii za pomocą plazmidów. Plazmidy oporności stanowią główny typ oporności obecny u bakterii Gram-ujemnych. Plazmidy te kodują najczęściej enzymy modyfikujące lub hydrolizujące antybiotyki (np. β-laktamazy). Oporność pałeczek Klebsiella związana z produkcją β-laktamaz typu ESBL, MBL czy KPC dotyczy niewrażliwości szczepu na antybiotyki z grupy β-laktamów, które są preparatami I rzutu w leczeniu zakażeń bakteryjnych. Jednocześnie notuje się, że większość izolatów ESBL+ , MBL+ oraz KPC+ wykazuje również oporność na inne niż β-laktamy grupy antybiotyków, co czyni szczep opornym nawet na wszystkie dostępne leki przeciwbakteryjne. Problem ten dotyczy głównie pałeczek Klebsiella pneumoniae, które są przyczyną zakażeń na oddziałach noworodkowych oraz pacjentów w szeroko rozumianej immunosupresji. Obejmuje też coraz powszechniej chorych ambulatoryjnych cierpiących na zakażenia dróg moczowych, dróg oddechowych, czy zaburzeń przewodu pokarmowego. Dlatego coraz więcej uwagi poświęca się powtórnemu wprowadzeniu do terapii metod sprzed ery antybiotykowej. Istnieje wiele doniesień o skutecznym leczeniu fagami zakażeń wywołanych przez wielolekooporne szczepy bakteryjne [9]. Uzyskane dotąd wyniki wskazują, że fagoterapia zakażeń bakteryjnych, w większości przypadków, jest wysoce efektywna, szczególnie, kiedy leczenie z użyciem dostępnych leków przeciwbakteryjnych jest bezskuteczne lub gdy pacjent z jakiś powodów nie może przyjmować antybiotyku. Niezwykle istotnym jest również swoiste działanie bakteriofagów, a także brak istotnych efektów ubocznych fagoterapii.

Dostępne dane literaturowe na temat bakteriofagów Klebsiella sp. dotyczą głównie bakteriofagów, które wykorzystywane były przez poprzednie 30 lat w typowaniu szczepów tej bakterii wyizolowanych w przebiegu zakażeń klinicznych oraz bakteriofagów zdolnych do degradacji różnych typów polisacharydu otoczkowego szczepów Klebsiella sp. Są to jednak doniesienia pochodzące z lat 1960-1990, i dotyczą głównie specyficzności litycznych poszczególnych fagów oraz aktywności enzymatycznych ich wybranych białek [11, 12]. Na temat wirulentnych bakteriofagów Klebsiella sp., w tym Klebsiella pneumoniae, wiadomo niewiele. Istnieje kilka wstępnych doniesień o skutecznym wykorzystaniu tych fagów w leczeniu eksperymentalnych zakażeń Klebsiella pneumoniae u zwierząt i człowieka [10, 13].

Wynalazek dotyczy nowego szczepu bakteriofaga specyficznego wobec bakterii należących do rodzaju Klebsiella, wybranego ze szczepów zdeponowanych w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów (PKM) pod numerami depozytowymi: F/00063, F/00064, F/00065, F/00066, F/00067, F/00068. Wynalazek obejmuje również zastosowanie szczepu bakteriofaga, wybranego ze szczepów zdeponowaPL 216 091 B1 nych w· Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów (PKM) pod numerami depozytowymi: F/00063, F/00064, F/00065, F/00066. F/00067, F/00068 do wytwarzania preparatów przeciwbakteryjnych służących do zwalczania bakterii należących do rodzaju Klebsiella, zwłaszcza należących do gatunku K. pneumoniae. Zastosowanie szczepu bakteriofaga dotyczy użycia całych wirionów bakteriofaga wirulentnego w preparatach złożonych z pojedynczego typu faga, jak i w postaci koktajlu zawierającego kilka lub kilkanaście aktywnych bakteriofagów. Dodatkowo wynalazek dotyczy wykorzystania oczyszczonych białek bakteriofagowych, korzystnie enzymów i białek enzymatycznych w postaci lizozymu, endolizyny i egzopolisacharydazy.

Istota wynalazku została zilustrowana poniższymi przykładami wykonania:

P r z y k ł a d 1

Fag KP15. Bakteriofag o oznaczeniu vB_KpnM_KP15 o morfotypie A1 sklasyfikowany jako Viruses; dsDNA viruses, no RNA stage; Caudovirales; Myoviridae; T4-like viruses; unclassified T4-like viruses. Bakteriofag wirulentny izolowany z pól irygacyjnych w Swiniarach we Wrocławiu na szczepie referencyjnym K. pneumoniae ATCC 700603. izolację faga prowadzono po 6 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C 1 ml uprzednio przefiltrowanej badanej próbki wody w 10 ml płynnego podłoża odżywczego z dodatkiem 0,1 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae ATCC 700603. Następnie uzyskaną mieszaninę odpowiednio rozcieńczano metodą Routine Test Dilution (RTD) a z każdego rozcieńczenia pobierano po 0,1 ml badanej mieszaniny i dodawano do probówek z 5 ml miękkiego agaru (0,6%) zawierającego 0,4 ml młodej hodowli szczepu-gospodarza. Po wymieszaniu całą mieszaninę wylewano na płytki z podłożem agarowym i pozostawiono do zastygnięcia. Płytki inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Czystą linię fagową wyprowadzano z pojedynczych łysinek z użyciem ezy izolacyjnej. Łysinki przeniesiono do probówek z 5 ml bulionu odżywczego zawierającego 0,05 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae ATCC 700603 i inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Uzyskany lizat fagowy wirowano przez 30 minut przy 5 000 rpm i sączono przez filtry antybakteryjne oraz kontrolowano na obecność faga. Izolowany bakteriofag został wykorzystany do określenia spektrum aktywności litycznej z użyciem szczepu referencyjnego K. pneumoniae ATCC 700603 oraz 277 szczepów K. pneumoniae, w tym 93 produkujących β-laktamazy typu ESBL i 54 szczepów K. oxytoca, w tym 9 produkujących β-laktamazy typu ESBL. Szczepy kliniczne kolekcji pochodziły z Pracowni Bakteriologii i Immunologii Dolnośląskiego Centrum Pediatrycznego im. Janusza Korczaka we Wrocławiu i kolekcji Laboratorium Bakteriofagowego Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu. Dodatnie reakcje lityczne obserwowano dla 32 szczepów K. pneumoniae, w tym 6 produkujących β-laktamazy typu ESBL i 24 szczepów K. oxytoca, w tym 3 produkujących β-laktamazy typu ESBL. Szczep faga KP15 został zdeponowany 28 września 2010 roku w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów we Wrocławiu posiadającej status międzynarodowego ośrodka depozytowego do celów postępowania patentowego (IDA). Depozytowi patentowemu nadano numer F/00063.

P r z y k ł a d 2

Fag KP27. Bakteriofag o oznaczeniu vB_KpnM_KP27 o morfotypie A1 sklasyfikowany jako Viruses; dsDNA viruses, no RNA stage; Caudovirales; Myoviridae; T4-like viruses; unclassified T4-like viruses. Bakteriofag wirulentny izolowany ze ścieków z oczyszczalni w Stroniu Śląskim na szczepie K. pneumoniae 767. Izolację faga prowadzono po 6 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C 1 ml uprzednio przefiltrowanej badanej próbki wody w 10 ml płynnego podłoża odżywczego z dodatkiem 0,1 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 767. Następnie uzyskaną mieszaninę odpowiednio rozcieńczano metodą Routine Test Dilution (RTD), a z każdego rozcieńczenia pobierano po 0,1 ml badanej mieszaniny i dodawano do probówek z 5 ml miękkiego agaru (0,6%) zawierającego 0,4 ml młodej hodowli szczepu-gospodarza. Po wymieszaniu całą mieszaninę wylewano na płytki z podłożem agarowym i pozostawiono do zastygnięcia. Płytki inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Czystą linię fagową wyprowadzano z pojedynczych łysinek z użyciem ezy izolacyjnej. Łysinki przeniesiono do probówek z 5 ml bulionu odżywczego zawierającym 0,05 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 767 i inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Uzyskany lizat fagowy wirowano przez 30 minut przy 5 000 rpm i sączono przez filtry antybakteryjne oraz kontrolowano na obecność faga. Izolowany bakteriofag został wykorzystany do określenia spektrum aktywności litycznej z użyciem szczepu referencyjnego K. pneumoniae ATCC 700603 oraz 277 szczepów K. pneumoniae, w tym 93 produkujących β-laktamazy typu ESBL i 54 szczepów K. oxytoca, w tym 9 produkujących β-laktamazy typu ESBL. Szczepy kliniczne kolekcji pochodziły z Pracowni Bakteriologii i Immunologii Dolnośląskiego Centrum Pediatrycznego im. Janusza Korczaka we Wrocławiu i kolekcji Laboratorium

PL 216 091 B1

Bakteriofagowego Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu. Dodatnie reakcje lityczne obserwowano dla 46 szczepów K. pneumoniae, w tym 16 produkujących β-laktamazy typu ESBL i 21 szczepów K. oxytoca, w tym 16 produkujących β-laktamazy typu ESBL. Szczep faga KP27 został zdeponowany 28 września 2010 roku w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów we Wrocławiu posiadającej status międzynarodowego ośrodka depozytowego do celów postępowania patentowego (IDA). Depozytowi patentowemu nadano numer F/00064.

P r z y k ł a d 3

Fag KP28. Bakteriofag o oznaczeniu vB_KpnM_KP28 o morfotypie A1 sklasyfikowany jako Viruses; dsDNA viruses, no RNA stage; Caudovirales; Myoviridae; T4-like viruses; unclassified T4-like viruses. Bakteriofag wirulentny izolowany z przydrożnego rowu w Nieciszowie na szczepie K. pneumoniae 767. Izolację faga prowadzono po 6 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C 1 ml uprzednio przefiltrowanej badanej próbki wody w 10 ml płynnego podłoża odżywczego z dodatkiem 0,1 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 767.

Następnie uzyskaną mieszaninę odpowiednio rozcieńczano metodą Routine Test Dilution (RTD), a z każdego rozcieńczenia pobierano po 0,1 ml badanej mieszaniny i dodawano do probówek z 5 ml miękkiego agaru (0,6%) zawierającego 0,4 ml młodej hodowli szczepu-gospodarza. Po wymieszaniu całą mieszaninę wylewano na płytki z podłożem agarowym i pozostawiono do zastygnięcia. Płytki inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Czystą linię fagową wyprowadzano z pojedynczych łysinek z użyciem ezy izolacyjnej. Łysinki przeniesiono do probówek z 5 ml bulionu odżywczego zawierającego 0,05 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 767 i inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Uzyskany lizat fagowy wirowano przez 30 minut przy 5 000 rpm i sączono przez filtry antybakteryjne oraz kontrolowano na obecność faga. Izolowany bakteriofag został wykorzystany do określenia spektrum aktywności litycznej z użyciem szczepu referencyjnego K. pneumoniae ATCC 700603 oraz 277 szczepów K. pneumoniae, w tym 93 produkujących β-Iaktamazy typu ESBL i 54 szczepów K. oxytoca, w tym 9 produkujących β-Iaktamazy typu ESBL. Szczepy kliniczne kolekcji pochodziły z Pracowni Bakteriologii i Immunologii Dolnośląskiego Centrum Pediatrycznego im. Janusza Korczaka we Wrocławiu i kolekcji Laboratorium Bakteriofagowego Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu. Dodatnie reakcje lityczne obserwowano dla 41 szczepów K. pneumoniae, w tym 11 produkujących β-laktamazy typu ESBL i 20 szczepów K. oxytoca, w tym 1 produkujących β-laktamazy typu ESBL. Szczep faga KP28 został zdeponowany 28 września 2010 roku w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów we Wrocławiu posiadającej status międzynarodowego ośrodka depozytowego do celów postępowania patentowego (IDA). Depozytowi patentowemu nadano numer F/00065.

P r z y k ł a d 4

Fag KP32. Bakteriofag o oznaczeniu vB_KpnP_KP32 o morfotypie C1 sklasyfikowany jako Viruses; dsDNA viruses, no RNA stage; Caudovirales; Podoviridae; Autographivirinae; T7-like viruses; unclassified T7-like viruses. Bakteriofag wirulentny izolowany z szamba w Nieciszowie na szczepie K. pneumoniae 271. Izolację faga prowadzono po 6 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C 1 ml uprzednio przefiltrowanej badanej próbki wody w 10 ml płynnego podłoża odżywczego z dodatkiem 0,1 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 271. Następnie uzyskaną mieszaninę odpowiednio rozcieńczano metodą Routine Test Dilution (RTD), a z każdego rozcieńczenia pobierano po 0,1 ml badanej mieszaniny i dodawano do probówek z 5 ml miękkiego agaru (0,6%) zawierającego 0,4 ml młodej hodowli szczepu-gospodarza. Po wymieszaniu całą mieszaninę wylewano na płytki z podłożem agarowym i pozostawiono do zastygnięcia. Płytki inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Czystą linię fagową wyprowadzano z pojedynczych łysinek z użyciem ezy izolacyjnej. Łysinki przeniesiono do probówek z 5 ml bulionu odżywczego zawierającego 0,05 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 271 i inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Uzyskany lizat fagowy wirowano przez 30 minut przy 5 000 rpm i sączono przez filtry antybakteryjne oraz kontrolowano na obecność faga. Izolowany bakteriofag został wykorzystany do określenia spektrum aktywności litycznej z użyciem szczepu referencyjnego K. pneumoniae ATCC 700603 oraz 277 szczepów K. pneumoniae, w tym 93 produkujących β-Iaktamazy typu ESBL i 54 szczepów K. oxytoca, w tym 9 produkujących β-Iaktamazy typu ESBL. Szczepy kliniczne kolekcji pochodziły z Pracowni Bakteriologii i Immunologii Dolnośląskiego Centrum Pediatrycznego im. Janusza Korczaka we Wrocławiu i kolekcji Laboratorium Bakteriofagowego Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu. Dodatnie reakcje lityczne obserwowano dla 45 szczepów K. pneumoniae, w tym 29 produkujących β-laktamazy typu ESBL i 3 szczepów K. oxytoca, w tym 1 produkujących β-Iaktamazy typu ESBL. Szczep faga KP32

PL 216 091 B1 został zdeponowany 28 września 2010 roku w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów we Wrocławiu posiadającej status międzynarodowego ośrodka depozytowego do celów postępowania patentowego (IDA). Depozytowi patentowemu nadano numer F/00066.

P r z y k ł a d 5

Fag KP34. Bakteriofag o oznaczeniu vB_KpnP_KP34 o morfotypie C1 sklasyfikowany jako

Viruses; dsDNA viruses, no RNA stage; Caudovirales; Podoviridae; Autographivirinae; φΚΜν-like viruses. Bakteriofag wirulentny izolowany z przydrożnego rowu w Nieciszowie na szczepie K. pneumoniae 77. Izolację faga prowadzono po 6 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C I ml uprzednio przefiltrowanej badanej próbki wody w 10 ml płynnego podłoża odżywczego z dodatkiem 0,1 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 77. Następnie uzyskaną mieszaninę odpowiednio rozcieńczano metodą Routine Test Dilution (RTD), a z każdego rozcieńczenia pobierano po 0,1 ml badanej mieszaniny i dodawano do probówek z 5 ml miękkiego agaru (0,6%) zawierającego 0,4 ml młodej hodowli szczepu-gospodarza. Po wymieszaniu całą mieszaninę wylewano na płytki z podłożem agarowym i pozostawiono do zastygnięcia. Płytki inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Czystą linię fagową wyprowadzano z pojedynczych łysinek z użyciem ezy izolacyjnej. Łysinki przeniesiono do probówek z 5 ml bulionu odżywczego zawierającego 0,05 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 77 i inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Uzyskany lizat fagowy wirowano przez 30 minut przy 5 000 rpm i sączono przez filtry antybakteryjne oraz kontrolowano na obecność faga. Izolowany bakteriofag został wykorzystany do określenia spektrum aktywności litycznej z użyciem szczepu referencyjnego K. pneumoniae ATCC 700603 oraz 377 szczepów K. pneumoniae, w tym 93 produkujących β-Iaktamazy typu ESBL i 54 szczepów K. oxytoca, w tym 9 produkujących β-laktamazy typu ESBL. Szczepy kliniczne kolekcji pochodziły z Pracowni Bakteriologii i Immunologii Dolnośląskiego Centrum Pediatrycznego im. Janusza Korczaka we Wrocławiu i kolekcji Laboratorium Bakteriofagowego Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu. Dodatnie reakcje lityczne obserwowano jedynie dla 58 szczepów K. pneumoniae, w tym 36 produkujących β-laktamazy typu ESBL. Szczep faga KP34 został zdeponowany 28 września 2010 roku w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów we Wrocławiu posiadającej status międzynarodowego ośrodka depozytowego do celów postępowania patentowego (IDA). Depozytowi patentowemu nadano numer F/00067.

P r z y k ł a d 6

Fag KP36. Bakteriofag o oznaczeniu vB_KpnS_KP36 o morfotypie B1 sklasyfikowany jako Viruses; dsDNA viruses, no RNA stage; Caudovirales; Siptioviridae; λ-like viruses; unclassified λ-like viruses. Bakteriofag wirulentny izolowany ze ścieków z oczyszczalni w Stroniu Śląskim na szczepie K. pneumoniae 486. Izolację faga prowadzono po 6 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C 1 ml uprzednio przefiltrowanej badanej próbki wody w 10 ml płynnego podłoża odżywczego z dodatkiem 0,1 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 486. Następnie uzyskaną mieszaninę odpowiednio rozcieńczano metodą Routine Test Dilution (RTD), a z każdego rozcieńczenia pobierano po 0,1 ml badanej mieszaniny i dodawano do probówek z 5 ml miękkiego agaru (0,6%) zawierającego 0,4 ml młodej hodowli szczepu-gospodarza. Po wymieszaniu całą mieszaninę wylewano na płytki z podłożem agarowym i pozostawiono do zastygnięcia. Płytki inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Czystą linię fagową wyprowadzano z pojedynczych łysinek z użyciem ezy izolacyjnej. Łysinki przeniesiono do probówek z 5 ml bulionu odżywczego zawierającego 0,05 ml młodej hodowli szczepu K. pneumoniae 486 i inkubowano przez 6 godzin w temperaturze 37°C. Uzyskany lizat fagowy wirowano przez 30 minut przy 5 000 rpm i sączono przez filtry antybakteryjne oraz kontrolowano na obecność faga. Izolowany bakteriofag został wykorzystany do określenia spektrum aktywności litycznej z użyciem szczepu referencyjnego K. pneumoniae ATCC 700603 oraz 377 szczepów K. pneumoniae, w tym 93 produkujących β-Iaktamazy typu ESBL i 54 szczepów K. oxytoca, w tym 9 produkujących β-Iaktamazy typu ESBL. Szczepy kliniczne kolekcji pochodziły z Pracowni Bakteriologii i Immunologii Dolnośląskiego Centrum Pediatrycznego im. Janusza Korczaka we Wrocławiu i kolekcji Laboratorium Bakteriofagowego Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu. Dodatnie reakcje lityczne obserwowano jedynie dla 44 szczepów K. pneumoniae, w tym 34 produkujących β-laktamazy typu ESBL. Szczep faga KP36 został zdeponowany 28 września 2010 roku w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów we Wrocławiu posiadającej status międzynarodowego ośrodka depozytowego do celów postępowania patentowego (IDA). Depozytowi patentowemu nadano numer F/00068.

PL 216 091 B1

Literatura

1. Dąbrowski M., Weber-Dąbrowska B., Doroszkiewicz W. - „The estimation of usefulness of the Pseudomonas bacteriophages in epidemiological investigations of Pseudomonas clinical strains”. Acta Microbiol. Polon., 1988; 37: 295-307.

2. Holmberg O. - „Phage typing of coagulase-negative staphylococci”. Zentralbl. Bacteriol., 1978; 241: 68-71.

3. Jarlov .J.O. - „Phenotypic characteristics of coagulase-negative staphylococci: typing and antibiotic susceptibility”. APMIS (Suppl.) 1999; 91: 1-42.

4. Kurzępa A., Dąbrowska Κ., Świtała-Jeleń Κ., Górski A. - „Molecular modification of T4 bacteriophage proteins and its potential application - Review”. Folia Microbiol (Praha), 2009; 54(1): 5-15.

5. Martin-de-Nicolas M. M., Vindel A., Saez-Nieto J.A. „Development of a new set of phages as an epidemiological marker in Staphylococcus epidermidis causing nosocomial infections”. Epidemiol. Infect., 1990; 104: 111-118.

6. Slopek S., Durlakova I., Kucharewicz-Krukowska A. i wsp. - „Phage typing of Shigella flexneri. Arch. Immunol. Ther. Exp., 1972; 20: 1-60.

7. Slopek S., Durlakova I., Kucharewicz-Krukowska A. i wsp. - „Phage typing of Shigella sonnei. Arch. Immunol. Ther. Exp., 1973; 21: 1-161.

8. Sulakvelidze A., Alavidze Z., Morris J.G. - „Bacteriophage Therapy”. Antimicrob. Agents And Chemother., Mar. 2001, Vol. 45, No. 3, 649-659.

9. Barrow P.A., Soothil J.S. - „Bacteriophage therapy and prophylaxis: rediscovery and renewed assessment of potential”. Trends in Microbiology, 1997; 5: 268-271.

10. Matsuzaki S., Rashel M., Uchlyama .1., Sakurai S., Ujiehara T., Kuroda M., Ikeuchi M., Tani T., Fujeda M., Wakiguchi H., Imai S. (2005) - „Bacteriophage therapy: a revitilized therapy against bacterial infectious deseases”. J. Infect. Chemother., 11: 211-219.

11. Sechter I., Mestre F., Hansen D.S. (2000) - „Twenty-three years of Klebsiella phage typing: a review of phage typing of 12 clusters of nosocomial infections, and comparison of phage typing with K serotyping”. Clin. Microbiol. Infect., 6: 233-238.

12. Scholl D., Merril C. (2005) - „Polysaccharide-degrading phages”. In.: Phages. Their Role in Bacterial Pathogenesis and Biotechnology (w edycji; Waldor M.K., Friedman D.I., Adhya S.L.). ASM Press, Washington D.C. 2005; 400-414.

13. Vinodkumar C.S., Neelagund Y.F., Kalsurmath S. (2005) - „Bacteriophages in the treatment of experimental septicemic mice from a clinical isolate of multidrug resistant Klebsiella pneumoniae”. J. Commun. Dis., 37: 18-29.

Claims (6)

1. Nowy szczep bakteriofaga specyficzny wobec bakterii należących do rodzaju Klebsiella, wybrany ze szczepów zdeponowanych w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów (PKM) pod numerami depozytowymi: F/00063, F/00064, F/00065, F/00066, F/00067, F/00068.

2. Zastosowanie szczepu bakteriofaga, wybranego ze szczepów zdeponowanych w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów (PKM) pod numerami depozytowymi: F/00063, F/00064, F/00065, F/00066, F/00067, F/00068 do wytwarzania preparatów przeciwbakteryjnych służących do zwalczania bakterii należących do rodzaju Klebsiella.

3. Zastosowanie według zastrz. 2, znamienne tym, że zwalczane bakterie należą do gatunku K. pneumoniae.

4. Zastosowanie według zastrz. 2, znamienne tym, że do wytwarzania preparatów przeciwbakteryjnych wykorzystuje się całe wiriony bakteriofaga wirulentnego w preparatach złożonych z pojedynczego typu faga.

5. Zastosowanie według zastrz. 2, znamienne tym, że do wytwarzania preparatów przeciwbakteryjnych wykorzystuje się koktajl zawierający kilka lub kilkanaście aktywnych bakteriofagów.

6. Zastosowanie według zastrz. 2, znamienne tym, że do wytwarzania preparatów przeciwbakteryjnych wykorzystuje się oczyszczone białka bakteriofagowe, korzystnie enzymy lityczne i białka enzymatyczne w postaci lizozymu, endolizyny i egzopolisacharydazy.