MX2011000580A - Metodo para usar un aparato de celulas de flujo para visualizar la deposicion aditiva en un sustrato. - Google Patents

Metodo para usar un aparato de celulas de flujo para visualizar la deposicion aditiva en un sustrato.

Info

Publication number
MX2011000580A
MX2011000580A MX2011000580A MX2011000580A MX2011000580A MX 2011000580 A MX2011000580 A MX 2011000580A MX 2011000580 A MX2011000580 A MX 2011000580A MX 2011000580 A MX2011000580 A MX 2011000580A MX 2011000580 A MX2011000580 A MX 2011000580A
Authority
MX
Mexico
Prior art keywords
flow cell
substrate
flow
composition
chamber
Prior art date
Application number
MX2011000580A
Other languages
English (en)
Inventor
Renee Danielle Bolden
Dirk Wilhelm Domaschko
Original Assignee
Procter & Gamble
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Procter & Gamble filed Critical Procter & Gamble
Publication of MX2011000580A publication Critical patent/MX2011000580A/es

Links

Classifications

    • GPHYSICS
    • G01MEASURING; TESTING
    • G01NINVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N35/00Automatic analysis not limited to methods or materials provided for in any single one of groups G01N1/00 - G01N33/00; Handling materials therefor
    • G01N35/10Devices for transferring samples or any liquids to, in, or from, the analysis apparatus, e.g. suction devices, injection devices
    • G01N35/1095Devices for transferring samples or any liquids to, in, or from, the analysis apparatus, e.g. suction devices, injection devices for supplying the samples to flow-through analysers
    • GPHYSICS
    • G01MEASURING; TESTING
    • G01NINVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N21/00Investigating or analysing materials by the use of optical means, i.e. using sub-millimetre waves, infrared, visible or ultraviolet light
    • G01N21/01Arrangements or apparatus for facilitating the optical investigation
    • G01N21/03Cuvette constructions
    • G01N2021/0346Capillary cells; Microcells
    • GPHYSICS
    • G01MEASURING; TESTING
    • G01NINVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N21/00Investigating or analysing materials by the use of optical means, i.e. using sub-millimetre waves, infrared, visible or ultraviolet light
    • G01N21/01Arrangements or apparatus for facilitating the optical investigation
    • G01N21/03Cuvette constructions
    • G01N21/05Flow-through cuvettes

Landscapes

  • Physics & Mathematics (AREA)
  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Analytical Chemistry (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • General Physics & Mathematics (AREA)
  • Immunology (AREA)
  • Pathology (AREA)
  • Cosmetics (AREA)
  • Investigating Or Analysing Biological Materials (AREA)
  • Optical Measuring Cells (AREA)
  • Automatic Analysis And Handling Materials Therefor (AREA)
  • Investigating Or Analysing Materials By Optical Means (AREA)

Abstract

Un método para visualizar la deposición de un aditivo de una composición para el cuidado personal en los sustratos tales como cabello, imitación de piel y tela mediante el uso de un dispositivo de célula de flujo.

Description

MÉTODO PARA USAR UN APARATO DE CÉLULAS DE FLUJO PARA VISUALIZAR LA DEPOSICIÓN ADITIVA EN UN SUSTRATO CAMPO DE LA INVENCIÓN La presente invención se refiere a un método para usar un aparato de células de flujo para visualizar la deposición aditiva de un aditivo en una superficie de sustrato, tal como cabello, imitación de piel o tela.
ANTECEDENTES DE LA INVENCIÓN Medir y visualizar la deposición de partículas en los sustratos es muy importante para una variedad de industrias. Se han desarrollado varias técnicas médicas para evaluar la deposición de las partículas extrañas en los tejidos pulmonares, y para evaluar los riesgos de bloqueos de los vasos sanguíneos. Se han desarrollado métodos para determinar la velocidad de las deposiciones de partículas cargadas en los sustratos con el propósito de medir la atracción electrostática. También se han usado simulaciones computacionales para observar la deposición de las partículas como una forma de medir la eficiencia de la filtración de aire. Estas técnicas proporcionan, generalmente, datos cuantitativos para describir sus resultados. Típicamente, interpretar estos datos requiere capacitación especializada en el campo relevante, o algún tipo de procesamiento secundario para comunicar las tendencias y los efectos. Por lo tanto, estas técnicas no proporcionan un medio eficiente para comunicar los beneficios o detrimentos basados en la deposición de las partículas en los sustratos. Igualmente, ninguna de estas técnicas proporcionan un entorno en donde la deposición de las partículas pueden observarse al introducir varios aditivos dentro de un sistema.
Las unidades de células de flujo son conocidas (véase la patente de los EE.UU. núm. 4,974,952), y frecuentemente se usan para introducir varios fármacos y aditivos en un entorno fluido para analizar sus efectos. Generalmente, se aplican unidades de células de flujo a una variedad de aplicaciones de investigación biológica. Las células de flujo se usan, comúnmente, en configuraciones de citometría de flujo. Estos dispositivos pueden usarse para analizar varios miles de partículas por segundo, y pueden separar y aislar activamente partículas con propiedades específicas. La citometría de flujo está asociada más comúnmente con aplicaciones celulares biológicas tales como clasificación celular activada por fluorescencia. Sin embargo, la tecnología también se ha aplicado ampliamente a la experimentación médica y de bioingeniería.
Se han hecho intentos de usar células de flujo para visualizar la deposición de partículas en sustratos. Los intentos anteriores de aplicar la tecnología a la visualización de la partícula-sustratos emplearon microscopía DIC de células de flujo para visualizar la interacción de coacervados con fibras capilares. J. Cosmet. Sci., 58, 637-650 (Noviembre/Diciembre 2007). Las fases de coacervados son importantes para ayudar en la deposición de partículas acondicionadoras a las fibras capilares, y la microscopía DIC de células de flujo es útil para visualizar la eficiencia de deposición de varias composiciones para el cuidado personal en el sustrato capilar.
Sin embargo, diseños anteriores de células de flujo colocan la fibra capilar entre dos resbaladillas, a través de las cuales se hace fluir una solución líquida. Esta configuración resulta en un sistema ineficiente en cuanto a que la solución líquida no puede fluir alrededor de toda la fibra capilar porque la fibra se encuentra intercalada en dos resbaladillas de células de flujo, en contacto con ambas. Por lo tanto, la solución líquida puede interactuar solamente con los bordes del sustrato que no están en contacto con las resbaladillas. Por lo tanto, durante el análisis, solamente los bordes del sustrato visible están expuestos a la solución líquida, y la visualización sufre. Además, a menudo la "intercalación" provoca que los aditivos se depositen en la superficie de las resbaladillas ya que hay poco espacio para que algunas partículas puedan pasar por el sistema. Por lo tanto, la deposición en el sustrato se vuelve indistinguible de otros aditivos que intervienen.
En base a lo anterior, hay una necesidad de un aparato de células de flujo que proporcione un medio para el análisis visual de la interacción partículas-sustrato, en donde un área de superficie mayor del sustrato esté expuesta para análisis.
BREVE DESCRIPCION DE LA INVENCIÓN La presente invención se refiere a un método para visualizar la deposición aditiva; el método comprende las etapas de: (a) preparar un diluyente que comprende una composición para el cuidado personal y agua; la composición para el cuidado personal comprende un aditivo; (b) colocar un sustrato en una célula de flujo, la célula de flujo comprende una cámara de la célula de flujo y una trayectoria de flujo, la cámara de célula de flujo comprende una capacidad de volumen de fluido y cuatro o más paredes de la cámara de célula de flujo; El sustrato está suspendido dentro de la cámara de célula de flujo de manera que el sustrato no contacta más de dos de las paredes de la cámara de célula de flujo y el sustrato está en la trayectoria de flujo; (c) inyectar el diluyente en la célula de flujo; (d) grabar una imagen visual de la cámara de célula de flujo.
BREVE DESCRIPCIÓN DE LAS FIGURAS Las figuras acompañantes ilustran modalidades de la invención y, junto con la descripción de la invención dada anteriormente en términos generales, y la descripción detallada que se da a continuación, sirven para explicar la invención: la Figura 1 es una vista diagramática del aparato de células de flujo; la Figura 2 una vista en sección transversal de la resbaladilla del microacueducto según las flechas 2— 2 de la Figura 1 ; la Figura 3A es una imagen tomada durante la operación de la unidad de células de flujo de la presente invención, en presencia de una composición de champú; la Figura 3B es una imagen tomada durante la operación de la unidad de células de flujo de la presente invención, después de descargar la composición de champú de la Figura 3A de la unidad de células de flujo; la Figura 4A es una imagen tomada durante la operación de la unidad de células de flujo de la presente invención, en presencia de una composición de champú que comprende partículas y un auxiliar de deposición; la Figura 4B es una imagen tomada durante la operación de la unidad de células de flujo de la presente invención, después de descargar la composición de champú que comprende partículas y un auxiliar de deposición de la Figura 4A de la unidad de células de flujo.
DESCRIPCIÓN DETALLADA DE LA INVENCIÓN La presente invención se refiere a un método para visualizar la deposición de partículas; el método comprende las etapas de preparar un diluyente que comprende un aditivo, colocar un sustrato en una célula de flujo que comprende una cámara de la célula de flujo y una trayectoria de flujo, inyectar el diluyente en la célula de flujo y grabar una imagen visual de la cámara de célula de flujo.
El control detallado de la relación de flujo de diluyente en la cámara de la célula de flujo y la selección de la capacidad de volumen de fluido de la cámara de la célula de flujo crean un entorno que visualiza las imágenes visuales de los aditivos al depositarse en un sustrato.
Diluyente Las composiciones para el cuidado personal se venden, frecuentemente, a los consumidores en una forma que el consumidor diluye aún más durante el uso. Por ejemplo, las composiciones de champú y acondicionador se dispensan a la mano del usuario y luego se aplican al cabello. Durante el uso, frecuentemente, se agrega agua al cabello, mezclándola y diluyendo la composición de champú y acondicionador, que muchas veces se llama condiciones "durante el uso". Por lo tanto, debe elegirse una relación de disolución para reflejar las condiciones presentes del consumidor al usar la composición para el cuidado personal para formar un diluyente para usar en el presente método.
La relación de disolución de la composición para el cuidado personal dependerá de la viscosidad y de la reología de la composición para el cuidado personal en cuestión, pero debe estar lo suficientemente diluida como para no impedir la transmisión del diluyente por la trayectoria de las células de flujo.
Más aún, la relación de disolución debe seleccionarse de manera que el diluyente pueda "verse" dentro de la cámara de la célula de flujo (que se describe a continuación). Ejemplos de lo que puede "verse" se encuentran en la Figura 4A.
"Verse" se usa en la presente descripción para referirse a que el diluyente y el aditivo en el diluyente son visibles con medios amplificadores y no necesariamente a simple vista.
Una relación de disolución de la composición líquida a agua debe ser de aproximadamente 1 :1 a aproximadamente 1 :150, con mayor preferencia, 1 :2 a aproximadamente 1 :50 y, con la máxima preferencia, de aproximadamente 1 :2 a aproximadamente 1 :9. En una modalidad una composición de champú se forma en un diluyente por medio de mezclar la composición a una relación de composición: agua de aproximadamente 1 :2 a aproximadamente 1 :10, tal como 1 :9. En una modalidad una composición de acondicionador se forma en un diluyente por medio de mezclar la composición a una relación de composición: agua de aproximadamente 1 :70 a aproximadamente 1 :150, tal como 1 :100. En una modalidad una composición para el cuidado de la piel, tal como jabón corporal, se forma en un diluyente por medio de mezclar la composición a una relación de composición: agua de aproximadamente 1 :1 a aproximadamente 1 :10, tal como 1 :2 o 1 :9. En una modalidad, una composición para el cuidado de las telas, tal como un suavizante de telas, se forma en un diluyente por medio de mezclar la composición en una relación de composición: agua de aproximadamente 1 :1 a aproximadamente 1 :100.
Aditivo El término "aditivo", como se usa en la presente descripción, significa cualquier elemento que está presente en el fluido al que se hace fluir por la trayectoria de las células de flujo, y que es visualmente distinguible del fluido que lo rodea cuando se mira a través de un microscopio u otro dispositivo amplificador. Estos aditivos se caracterizan mejor como los materiales de los que se derivó el beneficio particular (por ejemplo, acondicionado, suavidad, humectación, aumento de volumen) al usar la composición para el cuidado personal.
Por ejemplo, en las composiciones para el cuidado del cabello, tales como composiciones de champú, en las composiciones para el cuidado de la piel tal como composiciones de jabón corporal y en composiciones para el cuidado de las telas, se utilizan frecuentemente coacervados para proporcionar un vehículo para los activos que imparten beneficios acondicionadores, humectantes o suavizantes. Los coacervados en composiciones de champú se forman después de la disolución y son la separación de fase asociativa que ocurre cuando un suríactante aniónico interactúa con un polímero catiónico a una constante de asociación crítica. Por más información, véase Polymer-Surfactant Interaction, editado por Jan C.T, Kwak, Suríactant Science Series Vol. 77, arcel Dekker, Inc. Nueva York (1998). El coacervado con aditivos tales como siliconas se depositan en la superficie del cabello. Como tal, en una modalidad, el aditivo puede considerarse un coacervado con o sin materiales de silicona.
Las composiciones para el cuidado de la piel usan coacervados con materiales de vaselina. Las composiciones para el cuidado de las telas también usan materiales de silicona.
En las composiciones de acondicionador se utiliza un alcohol graso y una red de gel de suríactante, junto con materiales de silicona. Véase la patente de los Estados Unidos núm. 2006/0078528A1 Los materiales adecuados para el aditivo incluyen los descritos en las patentes de los Estados Unidos núms. US 2007/0207109A1 , US 2005/01582661 A1 , US 2006/0024381 A1 , US 2007/0010408A1 , US7528099B2.
Sin embargo, el aditivo también puede depositarse sobre una superficie mediante un mecanismo conocido como filtración, en donde el movimiento mecánico o flujo del diluyente sobre la superficie del sustrato provoca que el aditivo haga contacto con la superficie del sustrato y que permanezca en ella.
Sustratos Los sustratos adecuados para usar en el método de la presente invención incluyen hebras de cabello, imitación de piel y muestras de telas. El sustrato está orientado dentro de la cámara de la célula de flujo para ponerse en contacto con la trayectoria de flujo. Dependiendo del sustrato, la orientación del sustrato dentro de la cámara de la célula de flujo (descrita a continuación) afecta cómo el aditivo se deposita en la superficie del sustrato. En una modalidad se utiliza un solo cabello o una pluralidad de cabellos como sustrato. El cabello o cabellos están orientados axialmente para extenderse desde un extremo de la cámara de la célula de flujo al otro extremo en dirección de la trayectoria de flujo del diluyente para observar los efectos de deposición del diluyente sobre la superficie del cabello. En otra modalidad una pluralidad de cabellos está orientada axialmente perpendicular a la trayectoria de flujo del diluyente para observar los efectos de filtración del diluyente sobre la superficie del cabello.
Pueden usarse hebras de cabello o una pluralidad de hebras de cabello como sustrato. Pueden usarse muestras de cabello virgen (cabello que no ha sido alterado químicamente) y muestras de cabello dañado, dependiendo del tipo de visualización deseada (es decir, la deposición de aditivos sobre cabello virgen y/o dañado). Los cabello postizos se ofrecen comercialmente, tal como los ofrecidos por Hugo Royer International Limited (10 Lakeside Business Park, Sandhurst, Berkshire, GU47 9DN, Inglaterra).
La imitación de piel puede usarse como un sustrato particularmente cuando se utiliza una composición para el cuidado de la piel, tal como una espuma para el cuerpo. Más información con respecto a imitación de piel puede encontrarse en la patente núm. WO08/084442A1 .
Puede usarse tela - natural, sintética o fibras naturales/sintéticas, tales como seda, lana, algodón, rayón, nilón, poliéster, lycra y espandex.
Células de flujo Las células de flujo son conocidas como el dispositivo descrito en la patente de los Estados Unidos núm. US 4,974,952 y están disponibles comercialmente, tal como el dispositivo Focht Flow Cell de Bioptec s. Una célula de flujo adecuada (10) se presenta como una vista diagramática en la Figura 1. La célula de flujo (10) comprende un marco de cámara (12), una empaquetadura superior (14), una resbaladilla del microacueducto (16), un primer separador (18), un sustrato (20), un segundo separador (22), una resbaladilla de vidrio (24), una empaquetadura inferior (26) y una placa de soporte (28); La célula de flujo (10) debe seleccionarse de manera que pueda sostener un sustrato dentro de una cámara de la célula de flujo (32), dar una trayectoria de flujo (30) y estar dispuesta de manera que la luz pueda pasar a través de la célula de flujo (10) y la cámara de la célula de flujo (32). Por eso, el marco de cámara (12), la empaquetadura superior (14), la resbaladilla del microacueducto (16), el primer separador (18), el segundo separador (22), la resbaladilla de vidrio (24), la empaquetadura inferior (26) y la placa de soporte (28) se seleccionan de manera que por lo menos una porción de estos componentes tengan una abertura central o comprendan un área transparente. Además, las aberturas centrales o áreas transparentes de estos componentes se alinean a lo largo de un eje vertical similar a través de la célula de flujo (10), de manera que la luz puede pasar por la célula de flujo (10). En una modalidad, la primera empaquetadura (18) y la segunda empaquetadura (22) comprenden una abertura central de tal manera que la primera empaquetadura (18) y la segunda empaquetadura (22) tienen un borde interno y un borde externo, y el borde interno es concéntrico al borde externo.
La célula de flujo (10), cuando se ensambla, demuestra una trayectoria de flujo (30) para el diluyente que se va a inyectar en una cámara de célula de flujo (32), viaja por la cámara de célula de flujo (32) y luego sale la cámara de la célula de flujo (32). La trayectoria de flujo (30) y la cámara de la célula de flujo (32) pueden observarse en La Figura 2. La trayectoria de flujo comprende un tubo de entrada (34) que se extiende por lo menos parcialmente y que está contenido por lo menos parcialmente en el marco de cámara (12); el tubo de entrada (34) está conectado a un tubo vertical de flujo de entrada (36) contenido, por lo menos parcialmente, y que se extiende, por lo menos parcialmente, desde marco de cámara (12); el tubo vertical de entrada (36) se encuentra en comunicación continua con la cámara de la célula de flujo (32); la cámara de la célula de flujo (32) está en comunicación continua con un tubo vertical de salida (38) contenido, por lo menos parcialmente, y que se extiende, por lo menos parcialmente, desde el marco de cámara (12); el tubo vertical de salida (38) está conectado a un tubo de entrada (40) que se extiende, por lo menos parcialmente, y que está contenido, por lo menos parcialmente, en el marco de cámara (12).
Es importante lograr un flujo laminar del diluyente en la cámara de la célula de flujo (32). En una modalidad esto se logra mediante el uso de la resbaladilla del microacueducto (16) que comprende un par de canales de fluido poco profundos y opuestos, formados en la superficie de la resbaladilla del microacueducto (16), tal como mediante grabado o lo similar. En una modalidad los canales de fluido poco profundos tienen forma de T que están separados entre sí y dispuestos de manera que los troncos de los canales de fluido en forma de T poco profundos estén alineados axialmente entre sí, mientras que las partes superiores de los canales de fluido en forma de T poco profundos están dispuestos en relación paralela el uno con el otro.
Los canales de fluido poco profundos de la resbaladilla del microacueducto (16) proporcionan, además, parte de la estructura para la trayectoria de flujo (30) para el diluyente. El diluyente se inyecta mediante un medio de inyección tal como una bomba de jeringa, a un extremo del tubo de entrada (34) que va por el tubo de entrada (34) al tubo vertical de entrada (36) y que luego va por el tubo vertical de entrada (36). El tubo vertical de entrada (36) se extiende desde la parte inferior del marco de cámara (12) y se extiende por una abertura de fluido en la empaquetadura superior (14) y por una abertura de fluido en la resbaladilla del microacueducto (16). La abertura de fluido en la resbaladilla del microacueducto (16) se encuentra en el extremo terminal del tronco del canal de fluido poco profundo en forma de T.
Una cámara de la célula de flujo (32) es un espacio creado por la resbaladilla del microacueducto (16), el primer separador (18), el segundo separador (22) y la resbaladilla de vidrio (24). Hay cuatro o más paredes de la cámara de la célula de flujo (32). En una modalidad hay cuatro paredes que consisten en la parte inferior de la resbaladilla del microacueducto (16), los bordes internos de la abertura del primer separador (18) y del segundo separador (22) y la parte superior de la resbaladilla de vidrio (24).
El sustrato (20) está hecho para estar dentro de la cámara de la célula de flujo (32), pero suspendido de manera que el sustrato (20) no toca todas las paredes de la cámara de la célula de flujo (32). En una modalidad el sustrato está suspendido al estar sostenido entre el primer separador (18) y el segundo separador (22) en dos lugares distintos en los bordes internos del primer separador (18) y del segundo separador (22), recorriendo así las aberturas, pero sin tocar la parte inferior de la resbaladilla del microacueducto (16) o la parte superior de la resbaladilla de vidrio (24).
El diluyente continua en la trayectoria de flujo (30) desde el tubo vertical de entrada (36) en la cámara de la célula de flujo (32) a través del canal de fluido poco profundo de la resbaladilla del microacueducto (16). Entonces el diluyente pasa el sustrato (20) y sale de la cámara de la célula de flujo (32) a través del canal de fluido de la resbaladilla del microacueducto ubicada en forma opuesta (16), que comprende una abertura de fluido en la resbaladilla del microacueducto (16) que está ubicada en el extremo terminal del tronco del canal de fluido en forma de T, ubicado en el lado opuesto. La trayectoria de flujo (30) continúa desde la abertura de fluido en la resbaladilla del microacueducto (16) hasta un extremo terminal del tubo vertical de salida (38) que se extiende desde la parte inferior del marco de cámara (12) y se extiende por la abertura de fluido en la resbaladilla del microacueducto (16) y por una abertura de fluido en la empaquetadura superior (14). El diluyente va por el tubo vertical de salida (38) al tubo de salida (40) y luego va por el tubo de salida (40) para luego salir por la célula de flujo (10).
La cámara de la célula de flujo (32) debe tener una capacidad de volumen de fluido de aproximadamente 0.05 mi a aproximadamente 100 mi, preferentemente, de aproximadamente 0.1 mi a aproximadamente 50 mi, y, con la máxima preferencia, de aproximadamente 0.1 mi a aproximadamente 10 mi. Se ha encontrado que estos intervalos promueven el flujo laminar y proporcionan un entorno estable (flujo laminar) para observar la deposición de las partículas. El volumen de la cámara de la célula de flujo (32) se ve afectada por el grosor del primer separador (18) y del segundo separador (22) y el tamaño de las aberturas centrales de los separadores (18, 22).
Grosor de la empaquetadura/separador La capacidad de volumen de fluido de la cámara de la célula de flujo (32) puede ser ajustable y seleccionarse de manera que el separador entre el sustrato (20) y las superficies de la resbaladilla del microacueducto (16) y de la resbaladilla de vidrio (24) están de manera que el sustrato (20) no toca más de dos paredes de la cámara de la célula de flujo (32). El primer separador (18) y el segundo separador (22) deben tener, respectivamente, un grosor de por lo menos aproximadamente 0.1 mm, con mayor preferencia, por lo menos aproximadamente 0.25 mm, y, con la máxima preferencia, por lo menos aproximadamente 0.50 mm. Además, el primer separador (18) y el segundo separador (22) deben tener, respectivamente, un grosor menor que aproximadamente 1.5 mm, preferentemente, menor que aproximadamente 1.0 mm, y, con la máxima preferencia, menor que aproximadamente 0.50 mm. La cámara de la célula de flujo (32) también debe tener una capacidad de volumen de fluido que es, generalmente, aproximadamente o idéntica al volumen del diluyente que ingresa a la cámara de la célula de flujo (32), para promover el flujo laminar tal como se describe más adelante en la presente descripción.
Velocidad de flujo La velocidad de flujo del diluyente a la célula de flujo (10) y, preferentemente, a la cámara de la célula de flujo (32), debe mantenerse de aproximadamente 0.1 ml/min a aproximadamente 0.5 ml/min, con mayor preferencia, de aproximadamente 0.2 ml/min a aproximadamente 0.4 ml/min y, con la máxima preferencia, de aproximadamente 0.2 ml/min a aproximadamente 0.3 ml/min.
La velocidad de flujo se modifica por el diámetro interior y la longitud del tubo de entrada (34), el tubo vertical de entrada (36), el tubo vertical de salida (38) y tubo de salida (40). También debe tomarse en cuenta todo volumen muerto (como el que surge de las direcciones angulares en los tubos anteriormente mencionados.
En una modalidad el tubo de entrada (34) y el tubo de salida (40) tienen la misma longitud y diámetro interior. La longitud del tubo de entrada (34) y del tubo de salida (40) puede ser de aproximadamente 20 mm a aproximadamente 40 mm, con mayor preferencia, de aproximadamente 25 mm a aproximadamente 35 mm, con la máxima preferencia, aproximadamente 29 mm. El diámetro interior del tubo de entrada (34) y del tubo de salida (40) puede ser de aproximadamente 0.5 mm a aproximadamente 2 mm, con mayor preferencia, aproximadamente 1 mm a aproximadamente 1.6 mm, con la máxima preferencia, aproximadamente 1.57 mm.
En una modalidad el tubo vertical de entrada (36) y el tubo vertical de salida (38) tienen la misma longitud y diámetro interior. La longitud del tubo vertical de entrada (36) y del tubo vertical de salida (38) puede ser de aproximadamente 5 mm a aproximadamente 20 mm, preferentemente, de aproximadamente 7 mm a aproximadamente 15 mm, preferentemente, aproximadamente 10 mm. El diámetro interior del tubo vertical de entrada (36) y del tubo vertical de salida (38) puede ser de aproximadamente 0.5 mm a aproximadamente 1 mm, preferentemente, de 0.6 mm a aproximadamente 0.9 mm, preferentemente, aproximadamente 0.88 mm.
Etapa opcional El método de la presente invención puede comprender, además, la etapa de inyectar agua en la célula de flujo (10) de la misma manera en que se inyecta el diluyente en la célula de flujo (10). La etapa de inyectar agua replica más aún las condiciones "durante el uso" de los consumidores y puede ser equiparado al enjuague de la composición para el cuidado personal del sustrato. La velocidad de flujo del agua en la célula de flujo (10) debe mantenerse de aproximadamente 0.1 ml/min a aproximadamente 0.5 ml/min, con mayor preferencia, de aproximadamente 0.2 ml/min a aproximadamente 0.4 ml/min y, con la máxima preferencia, de aproximadamente 0.2 ml/min a aproximadamente 0.3 ml/min.
Etapa de grabación La grabación de una imagen visual de la cámara de la célula de flujo debe incluir una imagen visual de por lo menos una porción del sustrato. La grabación puede realizarse mediante cualquier medio para grabación visual fija o dinámica tal como una cámara digital o cámara de video Para ayudar en la captura de una imagen visual debe usarse una fuente de luz, de manera que la luz pase a través de la célula de flujo (10), preferentemente, dirigida desde la fuente de luz a través la célula de flujo (10) desde la placa de soporte (28) de la célula de flujo (10), y el dispositivo de grabación se ubica en el marco de cámara (12) de la célula de flujo (10). Por lo tanto, el método puede comprender, además, la etapa de iluminar la célula de flujo de una fuente de luz a través de la célula de flujo a un dispositivo de grabación ubicado en el lado opuesto de la célula de flujo desde la fuente de luz. Los ejemplos de imágenes visuales capturadas para el método descrito pueden verse en la Figuras 3A-4B.
La Figura 3A es una imagen tomada durante el método descrito anteriormente, en donde la composición para el cuidado personal es una composición de champú que se muestra en la Tabla 1 que se ha diluido con agua en una relación composición de champú a agua de 1 :9. El diluyente se inyecta a una relación de flujo de 0.2 ml/min.
La Figura 3B es una imagen tomada durante el método descrito para la Figura 3A, en donde el método comprende la etapa opcional de inyectar agua desionizada; el agua se inyecta a una velocidad de flujo de 0.3 ml/min.
La Figura 4A es una imagen tomada durante la operación de la unidad de células de flujo de la presente invención, en presencia de una composición de champú que se muestra en la Tabla 2 a continuación, que comprende partículas y un auxiliar de deposición que ha sido diluido con agua en una relación de composición de champú a agua de 1 :9. El diluyente se inyecta a una velocidad de flujo de 0.2 ml/min.
La Figura 4B es una imagen tomada durante la operación de la unidad de células de flujo de la presente invención, después de descargar la composición de champú que comprende partículas y un auxiliar de deposición de la Figura 4A de la unidad de células de flujo con agua desionizada, en donde el agua se inyecta a una velocidad de flujo de 0.3 ml/min.
A medida que el diluyénte se introduce en la cámara de la célula de flujo (32), el aditivo puede verse como partículas de coacervado que se acumulan alrededor, y que se depositan en el sustrato (20) de una sola fibra capilar en la Figura 4A, mientras que pocos a ninguna partícula de coacervado se ven en la Figura 3A. El método descrito en la presente descripción presenta una clara indicación visual de la eficiencia de deposición de las partículas de una composición para el cuidado personal.
Además, al replicar una situación de enjuague "durante el uso" cuando el agua desionizada pasa a través de la célula de flujo (32), la Figura 4B muestra que las partículas del diluyente de champú permanecen depositadas en el sustrato de fibra capilar. Por lo tanto, el método descrito en la presente descripción es útil para observar y analizar la eficiencia de deposición de las partículas en el sustrato. También es importante observar que la selección del volumen de la cámara de la célula de flujo (32) volumen de la presente invención proporciona una vista clara de la deposición de las partículas, no solamente a lo largo de los bordes del sustrato, sino que también permite visualizar la deposición de las partículas en toda la superficie visible de la fibra capilar.
El área de deposición visible mejorada es posible por el incremento del volumen de la cámara de la célula de flujo (32) mediante el uso del primer separador (18) y del segundo separador (22), que suspende de forma efectiva el sustrato (20) al contactar la filmina del microacueducto (16) y la resbaladilla de vidrio (24). Después del análisis con la célula de flujo (10), el sustrato (20) puede retirarse de la célula de flujo (10) para cualquier otro análisis subsecuente, tal como microscopía electrónica, para confirmar cuantitativamente la deposición de aditivos en el sustrato (20).
Tabla 1 1. Poli LR-30M ex Americol Tabla 2 1. MIRAPOL® AT-1 ex Rhodia Las dimensiones y los valores expuestos en la presente descripción no deben entenderse como estrictamente limitados a los valores numéricos exactos mencionados. En lugar de ello, a menos que se especifique de cualquier otra forma, cada una de esas dimensiones significará tanto el valor mencionado como también un intervalo funcionalmente equivalente que abarca ese valor. Por ejemplo, una dimensión expresada como "40 mm" se entenderá como "aproximadamente 40 mm".
Todo documento citado en la presente descripción, que incluye cualquier patente o solicitud a la que se haga referencia o que esté relacionada se incorpora en la presente descripción como referencia en su totalidad, a menos que se excluya expresamente o que se limite de cualquier otra forma. La cita de cualquier documento no constituye una admisión de que es industria anterior con respecto a cualquier invención descrita o reivindicada en la presente descripción o de que individualmente o en combinación con cualquier otra referencia o referencias, enseña, sugiere o describe dicha invención. Además, en el grado en que cualquier significado o definición de un término en este documento contradiga cualquier significado o definición del mismo término en un documento incorporado como referencia, el significado o definición asignado a ese término en este documento deberá regir.
Si bien se han ilustrado y descrito modalidades particulares de la presente invención, será evidente para aquellos con experiencia en la industria que se pueden hacer varios cambios y modificaciones sin desviarse del espíritu y alcance de la invención. Por lo tanto, se ha pretendido, abarcar en las reivindicaciones anexas todos los cambios y modificaciones dentro del alcance de la invención.

Claims (10)

REIVINDICACIONES
1 . Un método para visualizar la deposición aditiva; caracterizado el método porque comprende las etapas de: (a) preparar un diluyente que comprende una composición para el cuidado personal y agua; la composición para el cuidado personal comprende un aditivo; (b) colocar un sustrato en una célula de flujo, la célula de flujo comprende una cámara de la célula de flujo y una trayectoria de flujo, la cámara de célula de flujo comprende una capacidad de volumen de fluido y cuatro o más paredes de la cámara de célula de flujo; el sustrato está suspendido dentro de la cámara de célula de flujo de manera que el sustrato no contacte más de dos de las paredes de la cámara de célula de flujo y el sustrato esté en la trayectoria de flujo; (c) inyectar el diluyente en la célula de flujo; (d) grabar una imagen visual de la cámara de la célula de flujo. (e) inyectar agua en la célula de flujo.
2. El método de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizado además porque el diluyente comprende una relación de dilución de la composición de cuidado personal y agua de 1 : 1 a 1 : 150, con más preferencia de 1 :2 a 1 :50 y con la mayor preferencia de 1 :2 a 1 :9.
3. El método de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizado además porque la trayectoria de flujo resulta en un flujo laminar cuando la trayectoria de flujo está dentro de la cámara de la célula de flujo.
4. El método de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizado además porque la inyección del diluyente preferentemente se mantiene para que la velocidad de flujo del diluyente en la cámara de la célula de flujo se mantenga a una velocidad de flujo es de 0.1 ml/min. a 0.5 ml/min., con más preferencia de 0.2 ml/min. a 0.4 ml/min. y con la mayor preferencia de 0.2 ml/min. a 0.3 ml/min.
5. El método de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizado además porque la capacidad de volumen de fluido es de 0.05 mi a 100 mi, con más preferencia de 0.1 mi a 50 mi y con la mayor preferencia de 0.1 mi a 10 mi.
6. El método de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizado además porque la inyección del agua se mantiene de manera que una velocidad de flujo del diluyente en la cámara de la célula de flujo es de 0.1 ml/min a 0.5 ml/min, con más preferencia de 0.2 ml/min. a 0.4 ml/min. y con la mayor preferencia de 0.2 ml/min. a 0.3 ml/min.
7. El método de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizado además porque la capacidad de volumen de fluido es ajustable y se selecciona de manera que la distancia entre el sustrato y las paredes de la cámara de la célula de flujo que no están en contacto con el sustrato es de al menos 0.1 mm, con más preferencia de al menos de 0.25 mm, y con la mayor preferencia de al menos 0.50 mm y menos que 1 .5 mm, preferentemente menos que 1 .0 mm y con la mayor preferencia menos que 0.50 mm.
8. El método de conformidad con la reivindicación 2, caracterizado además porque el sustrato es cabello y composición para el cuidado personal seleccionada de: a) una composición de champú y la relación de dilución es de 1 :2 a 1 : 10, tal como 1 :9; y una velocidad de flujo de 0.1 a 0.5 mi / min.; o b) una composición de acondicionador y la relación de dilución es de 1 :70 a 1 :150 y una velocidad de flujo de 0.1 a 0.5 mi / min.
9. El método de conformidad con la reivindicación 2, caracterizado además porque el sustrato es imitación de piel y la composición para el cuidado personal es una composición para el cuidado de la piel y la relación de dilución es de 1 :1 a 1 :10, tal como 1 :2 o 1 :9; y una velocidad de flujo de 0.1 a 0.5 mi / min.
10. El método de conformidad con la reivindicación 2, caracterizado además porque el sustrato es tela y la composición para el cuidado personal es una composición para el cuidado de las telas y la relación de dilución es de 1 :1 a 1 :100 y una velocidad de flujo de 0.1 a 0.5 mi / min.
MX2011000580A 2008-07-17 2009-07-16 Metodo para usar un aparato de celulas de flujo para visualizar la deposicion aditiva en un sustrato. MX2011000580A (es)

Applications Claiming Priority (2)

Application Number Priority Date Filing Date Title
US8143908P 2008-07-17 2008-07-17
PCT/US2009/050823 WO2010009301A1 (en) 2008-07-17 2009-07-16 Method of using a flow cell apparatus for visualizing additive deposition on a substrate

Publications (1)

Publication Number Publication Date
MX2011000580A true MX2011000580A (es) 2011-03-02

Family

ID=41130480

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
MX2011000580A MX2011000580A (es) 2008-07-17 2009-07-16 Metodo para usar un aparato de celulas de flujo para visualizar la deposicion aditiva en un sustrato.

Country Status (5)

Country Link
EP (1) EP2300833A1 (es)
JP (1) JP5175395B2 (es)
CN (1) CN102099691A (es)
MX (1) MX2011000580A (es)
WO (1) WO2010009301A1 (es)

Families Citing this family (2)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP6883664B2 (ja) * 2016-12-05 2021-06-09 パットスナップ リミテッド 大規模データベース内で論じられる化学構造の類似性に従って大規模データベースで利用可能な情報を検索及び表示するためのシステム
JP2018200458A (ja) * 2017-05-29 2018-12-20 学校法人早稲田大学 顕微鏡観察用容器

Family Cites Families (16)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2526038B2 (ja) * 1986-06-17 1996-08-21 株式会社資生堂 毛髪の柔軟性測定方法及び装置
US4974952A (en) * 1988-03-31 1990-12-04 Focht Daniel C Live cell chamber for microscopes
US5257128A (en) * 1988-06-22 1993-10-26 Board Of Regents, The University Of Texas System Freezing/perfusion microscope stage
US5414556A (en) * 1993-03-29 1995-05-09 Focht; Daniel C. Securing and locking assembly for live cell chambers
US20040004717A1 (en) * 1996-11-13 2004-01-08 Reed Wayne F. Automatic mixing and dilution methods and apparatus for online characterization of equilibrium and non-equilibrium properties of solutions containing polymers and/or colloids
JP3738274B2 (ja) * 1997-06-20 2006-01-25 株式会社コーセー 人工皮膚モデルおよびその製法
EP0908174A2 (en) * 1997-09-18 1999-04-14 INTERNATIONAL FLAVORS & FRAGRANCES INC. Compositions for fragrancing at least one perfumable material and fragrance diffusion evaluation apparatus
FR2780317B1 (fr) * 1998-06-30 2000-08-11 Vedalab Dispositif de determination d'un analyte dans un echantillon liquide
DE19835055A1 (de) * 1998-08-04 2000-02-24 Wella Ag Verfahren zur Bestimmung des Zustandes von Haaren sowie hierfür geeignete Vorrichtungen und Mittel
DE10034890A1 (de) * 2000-07-18 2002-01-31 Basf Ag Vorrichtung und Verfahren zur automatisierten Formulierung und automatisierten Charakterisierung von Dispersionen
DE10056389A1 (de) * 2000-11-14 2002-05-29 Basf Ag Verfahren und Vorrichtung zur automatisierten Herstellung und Charakterisierung von flüssigen Mehrkomponentensystemen
JP2003004628A (ja) * 2001-06-18 2003-01-08 Shiseido Co Ltd 分光分析用セル及び分光分析方法
US6769292B2 (en) * 2001-08-24 2004-08-03 Symyx Technologies, Inc High throughput rheological testing of materials
US6773677B2 (en) * 2002-01-09 2004-08-10 Caliper Life Sciences, Inc. Slide cassette for fluidic injection
JP2004305352A (ja) * 2003-04-04 2004-11-04 Ohm Denki Kk 毛髪測定装置
US7355697B2 (en) * 2004-08-26 2008-04-08 The United States Of America As Represented By The Department Of Health And Human Services Flow-through, thermal-expansion-compensated cell for light spectroscopy

Also Published As

Publication number Publication date
WO2010009301A1 (en) 2010-01-21
EP2300833A1 (en) 2011-03-30
CN102099691A (zh) 2011-06-15
JP5175395B2 (ja) 2013-04-03
JP2011527019A (ja) 2011-10-20

Similar Documents

Publication Publication Date Title
Tomaiuolo et al. Red blood cell deformation in microconfined flow
EP2813837B1 (en) Optical imaging based on viscoelastic focusing
Tomaiuolo et al. Microfluidics analysis of red blood cell membrane viscoelasticity
Cwikel et al. Comparing contact angle measurements and surface tension assessments of solid surfaces
WO2013158044A1 (en) Apparatus and method for separating a biological entity from a sample volume
JP5722458B2 (ja) 試料の混合及び分析を容易にするために抗吸着剤を使用する装置及び方法
Dahl et al. Experimental observation of the asymmetric instability of intermediate-reduced-volume vesicles in extensional flow
CN101923045A (zh) 微流控芯片观测台以及双视野微流控芯片观测系统
JPWO2011077765A1 (ja) 検体識別分取装置および検体識別分取方法
MX2011000580A (es) Metodo para usar un aparato de celulas de flujo para visualizar la deposicion aditiva en un sustrato.
US8064050B2 (en) Method of using a flow cell apparatus for visualizing additive deposition on a substrate
Chandrala et al. A device for measuring the in-situ response of human bronchial epithelial cells to airborne environmental agents
Dong et al. Opposed flow focusing: evidence of a second order jetting transition
Ström et al. Short and long-range cyclic patterns in flows of DNA solutions in microfluidic obstacle arrays
KR20110115481A (ko) 미세유체장치
Chen et al. Desiccation patterns of plasma sessile drops
Rodriguez-Quijada et al. Non-contact microfluidic mechanical property measurements of single apoptotic bodies
Hemminger et al. Microscopic origin of wall slip during flow of an entangled DNA solution in microfluidics: Flow induced chain stretching versus chain desorption
Yamamoto et al. Direct measurement of single soft lipid nanotubes: nanoscale information extracted in a noninvasive manner
CN111491736A (zh) 惯性细胞聚焦和分选
Li et al. High-recovery sorting of cancer cells from whole blood via periodic-focusing inertial microchip
JP6439902B2 (ja) サンプリングフィルター、サンプリング装置およびそれを用いたサンプリング方法
Jeong et al. Non‐Contact Microfluidic Analysis of the Stiffness of Single Large Extracellular Vesicles from IDH1‐Mutated Glioblastoma Cells
Layachi et al. Rheology of vesicle prototissues: A microfluidic approach
CN106198158A (zh) 一种微孔滤膜制片染色检测自动负压控制方法

Legal Events

Date Code Title Description
FA Abandonment or withdrawal