KR101542656B1 - Method for protein quantification using differential scanning fluorimetry - Google Patents

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Abstract

본 발명은 시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry)을 이용한 단백질 정량방법, 이를 이용한 재조합 단백질 생산 공정의 품질관리(quality control; QC) 방법 및 특정 단백질을 과발현하는 세포의 스크리닝 방법에 관한 것이다.
본 발명에 따른 DSF를 이용한 단백질의 정량방법은 표적 단백질의 표지나 항체 등을 필요로 하지 않고 적은 양의 시료로도 단백질을 정량할 수 있으며, 특히 별도의 정제과정 없이 세포 용해물로부터 직접 생산된 단백질의 정량이 가능하고 상용화된 RT-PCR 기기 및 플레이트를 이용할 수 있어 동시에 96개 내지는 384개 시료까지도 분석할 수 있다. 따라서, 세포배양기로부터 채취한 세포 용해물로부터 세포가 단백질을 정상적으로 발현하고 있는지 빠르고 간편하게 확인할 수 있으므로, 재조합 단백질의 생산 과정에서 품질관리를 위한 수단으로 유용하게 사용될 수 있다. 또한, 단백질의 대량 생산을 위한 특정 단백질을 과발현하는 세포주 선별을 스크리닝하는 방법에도 적용할 수 있다.
The present invention relates to a protein quantification method using differential scanning fluorimetry, a quality control (QC) method for producing a recombinant protein using the same, and a screening method for cells overexpressing a specific protein.
The method of quantifying protein using DSF according to the present invention does not require the labeling of target protein or antibody and can quantify the protein with a small amount of sample. Especially, the protein can be directly produced from cell lysate without a separate purification process A commercially available RT-PCR instrument and plate capable of quantifying protein can be used, and 96 to 384 samples can be analyzed at the same time. Therefore, it can be quickly and easily confirmed whether the cell normally expresses the protein from the cell lysate collected from the cell incubator, and thus it can be usefully used as a means for quality control in the production process of the recombinant protein. In addition, the present invention can be applied to a method of screening cell line screening for over-expressing a specific protein for mass production of protein.

Description

시차 주사 형광측정법을 이용한 단백질 정량방법{Method for protein quantification using differential scanning fluorimetry}[0001] The present invention relates to a protein quantification method using differential scanning fluorescence measurement,

본 발명은 시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry)을 이용한 단백질 정량방법, 이를 이용한 재조합 단백질 생산 공정의 품질관리(quality control; QC) 방법 및 특정 단백질을 과발현하는 세포의 스크리닝 방법에 관한 것이다.
The present invention relates to a protein quantification method using differential scanning fluorimetry, a quality control (QC) method for producing a recombinant protein using the same, and a screening method for cells overexpressing a specific protein.

최근 생명과학분야에서 재조합 단백질의 이용에 대한 관심이 농학 및 의학분야에서 뿐만 아니라 학술적 연구를 위해 급증하고 있다. 현재 이용 가능한 재조합 DNA 기술은 파아지(phage), 세균, 효모, 곰팡이, 식물, 곤충 및 포유류 세포를 포함하는 다양한 숙주 시스템이 있다. 이와 같은 재조합 단백질 발현을 위한 숙주 시스템의 선택은 일반적으로 배출, 당쇄화 및 응용분야와 같은 표적 단백질의 특이적인 요구에 의존한다. 그러나, 이종단백질 발현시스템(heterologous protein expression system)으로서 제일 먼저 선택되는 것은 일반적으로 E. coli이다. E. coli에서의 이종단백질 발현의 가장 중요한 목표는 최대화된 수율로 수용성 및 활성 단백질을 수득하는 것이다.Recently, interest in the use of recombinant proteins in the field of life sciences has been increasing for academic research as well as in the fields of agriculture and medicine. Currently available recombinant DNA techniques include a variety of host systems including phage, bacteria, yeast, fungi, plants, insects and mammalian cells. The choice of host system for such recombinant protein expression generally depends on the specific needs of the target protein, such as excretion, glycosylation and application fields. However, E. coli is the first choice as a heterologous protein expression system. The most important goal of heterologous protein expression in E. coli is to obtain water-soluble and active proteins with maximized yields.

따라서, 이종숙주세포에서 발현된 표적 세포의 상태를 결정하기 위하여 직접 또는 간접적으로 정량하는 방법은 매우 중요하다. 종래 재조합 단백질을 검출하기 위한 방법은 웨스턴 블롯 분석 및 효소결합면역흡착분석법(enzyme linked immunosorbent assay)이다. 이들 방법은 높은 수준의 기술 및 상대적으로 긴 실험시간뿐만 아니라 표적 단백질 특이적인 항체 또는 단백질 태그를 필요로 한다. 뿐만 아니라 세포 용해물로부터 재조합 단백질을 직접 정량적으로 검출하는 것은 불가능하다. 이에 따라, 세포 용해물에서 재조합 단백질을 직접적으로 분석하기 위한 다양한 방법들이 개발되고 있다.Therefore, it is very important to directly or indirectly quantify the target cell to determine the state of the target cell expressed in the main cell line. Methods for detecting conventional recombinant proteins are Western blot analysis and enzyme linked immunosorbent assay. These methods require high levels of technology and relatively long experimental times as well as target protein-specific antibody or protein tags. In addition, it is impossible to directly quantitatively detect recombinant proteins from cell lysates. Accordingly, various methods for directly analyzing recombinant proteins in cell lysates have been developed.

종래 재조합 단백질을 정량하기 위한 방법의 예로는 재조합 단백질 발현을 용이하게 검출하기 위하여 GFP와 같은 표지 단백질을 표지하는 방법이 있다. 상기 GFP-표지는 재조합 단백질 발현을 확인하기 위한 강력한 수단임에도 불구하고 발현된 단백질은 GFP 첨가를 위하여 물리적으로 개질되어야 하며 이에 따라 단백질 원래의 형태로 사용이 요구되는 경우 추후 응용을 위하여 결합된 GFP를 제거하는 과정을 필요로 한다는 단점이 있다. 또한 GFP의 상대적으로 거대한 크기는 재조합 단백질의 접힘 및 기능에 영향을 주기도 한다.As an example of a method for quantifying a recombinant protein in the prior art, there is a method of labeling a labeled protein such as GFP in order to easily detect expression of a recombinant protein. Although the GFP-label is a powerful tool for confirming the expression of recombinant proteins, the expressed protein must be physically modified for GFP addition so that if the original form of the protein is required, the combined GFP- There is a disadvantage in that it requires a process of removing it. The relatively large size of GFP also affects the folding and function of recombinant proteins.

다른 방법으로는 최근 Xiaohong 등에 의해 보고된 항-히스 태그 분자 비콘 앱타머(anti-His tag molecular beacon aptamer; HMBA)를 이용하는 방법이다. 히스-태그와 융합된 재조합 단백질은 히스-태그와 HMBA 간의 상호작용에 의해 직접적으로 측정될 수 있다. 히스-태그된 단백질에 결합되었을 때, HMBA의 줄기 부분은 소광체(quencher)로부터 형광체가 물리적으로 분리되어 광조사에 의해 형광신호를 방출할 수 있도록 재조직된다. 이와 같이 HMBA 방법이 재조합 단백질 검출하기에 충분히 강력함에도 불구하고 히스-태그된 재조합 단백질 및 HMBA 모두를 필요로 하는 등의 단점을 갖는다.Another method is a method using an anti-His tag molecular beacon aptamer (HMBA) recently reported by Xiaohong et al. Recombinant proteins fused to the His-tag can be measured directly by interaction between the His-Tag and HMBA. When bound to a heath-tagged protein, the stem portion of the HMBA is physically separated from the quencher and reorganized to emit a fluorescent signal by light irradiation. Thus, although the HMBA method is strong enough to detect a recombinant protein, it has disadvantages such that it requires both a heath-tagged recombinant protein and HMBA.

한편, 단백질의 녹는점(melting temperature; Tm)은 천연형 및 변성된 상태의 단백질이 평형에서 동일하게 존재하는 온도로 정의된다. 이는 접힘(folding) 및 풀림(unfolding) 상태에 온전히 의존하는 단백질의 중요한 특성이다. Tm은 원평광 이색성 분광법(circular dichroism spectrometry; CD), 시차 주사 열량측정법(differential scanning calorimetry; DSC), 시차 정지 광산란(differential static light scatter; DSLS) 및 시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry; DSF)를 포함하는 다양한 분석기기를 사용하여 측정할 수 있다. 이중 DSF는 다양한 조건에서 단백질-리간드 결합 및 단백질의 안정성을 연구하기 위하여 사용되는 빠르고 비용-효율적인(cost-effective) 방법이다. DSF를 이용하여, 풀림 과정 동안 노출되는 단백질의 소수성 부분에 대해 향상된 결합력을 갖는 특정 염료의 형광세기 증가에 의해 단백질 풀림을 모니터할 수 있다. 이는 상용화된 RT-PCR(real-time PCR) 기기를 이용하여 용이하게 수행될 수 있다.
On the other hand, the melting temperature (T m ) of a protein is defined as the temperature at which the natural and denatured proteins are equally present in equilibrium. This is an important characteristic of proteins that rely entirely on folding and unfolding conditions. The T m can be measured using circular dichroism spectrometry (CD), differential scanning calorimetry (DSC), differential static light scatter (DSLS) and differential scanning fluorimetry (DSF) ). ≪ / RTI > DSF is a fast and cost-effective method used to study protein-ligand binding and protein stability under a variety of conditions. Using DSF, protein loosening can be monitored by increasing the fluorescence intensity of certain dyes with improved binding to the hydrophobic portion of the protein exposed during the loosening process. This can be easily performed using a commercial RT-PCR (real-time PCR) instrument.

이에 본 발명자들은 재조합 단백질의 생산에 있어서, 세포로부터 발현되는 단백질의 양을 빠르게 정량화할 수 있는 방법을 찾기 위하여 예의 연구 노력한 결과, 종래 단백질의 안정성 평가에 사용되는 DSF를 이용하면 표적 단백질의 표지나 별도의 정제과정 없이 세포 용해물로부터 직접 생산된 단백질의 정량이 가능함을 확인하고 본 발명을 완성하였다.
Accordingly, the present inventors have made intensive researches to find a method for rapidly quantifying the amount of protein expressed from cells in the production of a recombinant protein. As a result, it has been found that the use of DSF, which is conventionally used for evaluating the stability of a protein, It is possible to quantify proteins directly produced from the cell lysate without a separate purification process. Thus, the present invention has been completed.

본 발명의 목적은 시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry)을 이용한 단백질 정량방법, 이를 이용한 재조합 단백질 생산 공정의 품질관리(quality control; QC) 방법 및 특정 단백질을 과발현하는 세포의 스크리닝 방법을 제공하는 것이다.
It is an object of the present invention to provide a protein quantification method using differential scanning fluorimetry, a quality control (QC) method of a recombinant protein production process using the same, and a screening method of a cell overexpressing a specific protein .

상기 목적을 달성하기 위한 하나의 양태로서, 본 발명은 시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry; DSF)을 이용한 단백질 정량방법으로서, (a) 목적 단백질, 및 단백질의 소수성 부분에 대해 향상된 결합력을 갖는 염료를 포함하는 시료용액을 준비하는 단계; (b) 20 내지 100℃의 범위에서 온도를 변화시키면서 상기 염료의 형광파장에서 상기 시료용액으로부터의 형광세기를 측정하는 단계; 및 (c) 상기 측정된 형광세기의 최대값과 최소값의 차이를 도출하는 단계를 포함하는 방법을 제공한다.In order to accomplish the above object, the present invention provides a protein quantification method using differential scanning fluorimetry (DSF), comprising: (a) a target protein; and a dye having an improved binding force to a hydrophobic part of the protein Preparing a sample solution containing the sample solution; (b) measuring fluorescence intensity from the sample solution at a fluorescence wavelength of the dye while changing the temperature in a range of 20 to 100 캜; And (c) deriving a difference between a maximum value and a minimum value of the measured fluorescence intensity.

바람직하게, 상기 정량은 정량하고자 하는 단백질을 2개 이상의 상이한 기지농도로 포함하는 시료에 대한 측정값으로부터 작성한 표준곡선과 비교하여 수행되는 것인 방법일 수 있다.Preferably, the quantification is performed by comparing the protein to be quantified with a standard curve prepared from a measurement for a sample containing at least two different known concentrations.

바람직하게, 상기 단백질은 정제된 단백질 또는 세포 용해물에 포함된 단백질인 것인 방법일 수 있다.Preferably, the protein is a purified protein or a protein contained in a cell lysate.

바람직하게 상기 세포는 특정 단백질을 과발현하는 것인 방법일 수 있다.Preferably, the cell overexpresses a specific protein.

바람직하게 상기 특정 단백질은 외래 도입된 단백질인 것인 방법일 수 있다.Preferably, the specific protein is a foreign introduced protein.

바람직하게 상기 정량은 효소활성에 의해 측정된 농도와 비교하여 0 내지 10% 이내의 오차범위로 측정되는 것이 특징인 방법일 수 있다.Preferably, the quantification may be a method of measuring an error range of 0 to 10% as compared with a concentration measured by enzyme activity.

바람직하게 상기 정량은 분석하고자 하는 단백질의 정제과정 없이 세포 용해물로부터 직접 측정되는 것이 특징인 방법일 수 있다.Preferably, the quantification may be a method characterized by measuring directly from the cell lysate without purification of the protein to be analyzed.

다른 하나의 양태로서, 본 발명은 (a) 세포를 배양하여 재조합 단백질을 발현시키는 단계; (b) 상기 (a) 단계의 세포 배양으로부터 세포를 포함하여 시료를 채취하는 단계; (c) 상기 채취한 시료를 용해시킨 세포 용해물의 시차 주사 형광(DSF)을 측정하는 단계; 및 (d) 상기 측정한 DSF로부터 세포 용해물 내의 재조합 단백질을 정량하는 단계를 포함하는, 재조합 단백질 생산 공정의 품질관리(quality control; QC) 방법을 제공한다.In another embodiment, the present invention provides a method for producing a recombinant protein, comprising: (a) culturing a cell to express a recombinant protein; (b) collecting a sample including cells from the cell culture of step (a); (c) measuring the differential scanning fluorescence (DSF) of the cell lysate in which the collected sample is dissolved; And (d) quantifying the recombinant protein in the cell lysate from the measured DSF.

바람직하게 상기 세포는 특정 단백질을 과발현하도록 조작된 것이 특징인 방법일 수 있다.Preferably, the cell is a method characterized by being engineered to over-express a particular protein.

바람직하게 상기 (b) 단계 내지 (d) 단계는 전체 세포 배양기간 동안 1회 내지 10회 반복하여 수행되는 것이 특징인 방법일 수 있다.Preferably, the steps (b) to (d) are repeated one to ten times during the entire cell culture period.

바람직하게 상기 품질관리는 측정시점까지 배양기간을 고려하여 (d) 단계에서 재조합 단백질 정량값이 일정 기준 미만인 경우, 세포의 재조합 단백질 생산능이 불량한 것으로 판단하는 것이 특징인 방법일 수 있다.Preferably, the quality control is a method characterized in that when the quantitative value of the recombinant protein is less than a predetermined standard in the step (d), the recombinant protein production capacity of the cell is determined to be poor considering the culture period until the measurement time.

또 하나의 양태로서, 본 발명은 (a) 분석하고자 하는 세포를 배양하는 단계; (b) 상기 세포 배양으로부터 세포를 포함하여 시료를 채취하는 단계; (c) 상기 채취한 시료를 용해시킨 세포 용해물의 시차 주사 형광(DSF)을 측정하는 단계; 및 (d) 상기 DSF 곡선으로부터 Tm값(녹는점; melting temperature)의 존재 여부를 판단하는 단계를 포함하는 DSF를 이용하여 특정 단백질을 과발현하는 세포의 스크리닝 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention provides a method for producing a cell, comprising: (a) culturing a cell to be analyzed; (b) collecting a sample including cells from the cell culture; (c) measuring the differential scanning fluorescence (DSF) of the cell lysate in which the collected sample is dissolved; And (d) determining whether or not a T m value (melting point) exists from the DSF curve. The present invention also provides a method of screening cells overexpressing a specific protein using DSF.

바람직하게 상기 제4단계로부터 Tm값이 존재하는 것으로 판단된 시료에 대해 상기 Tm값으로부터 과발현되는 단백질의 후보군을 선발하는 단계를 추가로 포함하는 것인 방법일 수 있다.Preferably from the fourth step may be a method which further comprises the step of selecting a candidate group of the protein over-expression from the T m values for the samples determined that the T m value is present.

바람직하게 상기 선발된 단백질 후보군에 대한 활성평가를 추가로 수행하여 단백질을 동정하는 단계를 추가로 포함하는 것이 특징인 방법일 수 있다.
Preferably, the method further comprises the step of further evaluating the activity of the selected protein candidate group to identify the protein.

본 발명의 일 실시예에 의하면 시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry; DSF)을 이용한 단백질 정량방법은 표적 단백질의 표지나 이에 특이적인 항체 등이 없이도 종래의 단백질 변성을 측정하는 시약 및 기기를 사용하여 단백질의 정량을 할 수 있다.According to one embodiment of the present invention, a protein quantification method using differential scanning fluorimetry (DSF) can be carried out by using a reagent and a device for measuring a conventional protein denaturation without the labeling of a target protein or an antibody specific thereto Protein quantification can be done.

본 발명의 다른 실시예에 의하면 상기 DSF를 이용한 단백질 정량방법은 재조합 단백질 생산에 있어서, 별도의 정제과정 없이도 세포 용해물로부터 직접 목적단백질을 정량할 수 있으므로 재조합 단백질 생산 공정의 품질관리(quality control; QC)에 유용하게 사용할 수 있다.According to another embodiment of the present invention, the protein quantitation method using the DSF can quantify the target protein directly from the cell lysate without producing a separate purification step in the production of the recombinant protein. Therefore, quality control of the recombinant protein production process QC).

본 발명의 또 다른 실시예에 의하면 상기 DSF를 이용한 단백질 정량방법은 별도의 정제과정 없이도 세포 용해물로부터 직접 목적단백질을 정량할 수 있으므로 상기 측정으로부터 Tm값(녹는점; melting temperature)의 존재 여부를 판정하여 특정 단백질을 과발현하는 세포를 스크리닝할 수 있다.
According to another embodiment of the present invention, the protein quantitation method using the DSF can quantify the target protein directly from the cell lysate without a separate purification process, and therefore, the presence of the T m value (melting temperature) And the cells overexpressing the specific protein can be screened.

도 1은 본 발명의 일 실시예에 의한 α-아밀라제에 대한 융해곡선(melting curve)을 나타낸 도이다.
도 2는 본 발명의 일 실시예에 의한 α-아밀라제의 단백질 농도에 대한 Δ(형광세기)의 복합 플롯(composite plot)을 나타낸 도이다.
도 3은 본 발명의 일 실시예에 의한 셀로비아제에 대한 융해곡선을 나타낸 도이다.
도 4는 본 발명의 일 실시예에 의한 셀로비아제의 단백질 농도에 대한 Δ(형광세기)의 복합 플롯을 나타낸 도이다.
도 5는 본 발명의 일 실시예에 의한 pHCXHD을 포함하는 E. coli MC1061(빨간 선) 및 pHCDGAS을 포함하는 E. coli MC1061(파란 선)의 세포 용해물에 대한 융해곡선을 나타낸 도이다.
도 6은 본 발명의 일 실시예에 의한 pHis119를 포함하는 E. coli DH10B(빨간 선) 및 pHisThMA를 포함하는 E. coli DH10B(파란 선)의 세포 용해물에 대한 융해곡선을 나타낸 도이다.
도 7은 본 발명의 일 실시예에 의한 DGAS에 대한 융해곡선을 나타낸 도이다.
도 8은 본 발명의 일 실시예에 의한 DGAS의 단백질 농도에 대한 Δ(형광세기)의 복합 플롯을 나타낸 도이다.
도 9는 본 발명의 일 실시예에 의한 ThMA에 대한 융해곡선을 나타낸 도이다.
도 10은 본 발명의 일 실시예에 의한 ThMA의 단백질 농도에 대한 Δ(형광세기)의 복합 플롯을 나타낸 도이다.
1 is a diagram showing a melting curve for? -Amylase according to an embodiment of the present invention.
2 shows a composite plot of? (Fluorescence intensity) versus protein concentration of? -Amylase according to an embodiment of the present invention.
FIG. 3 is a graph showing a melting curve for cellobiase according to an embodiment of the present invention. FIG.
4 is a graph showing a composite plot of? (Fluorescence intensity) versus protein concentration of cellobiase according to an embodiment of the present invention.
Figure 5 is a graph showing the melting curve for E. coli MC1061 (red line) containing pHCXHD and E. coli MC1061 (blue line) containing pHCDGAS for cell lysate according to an embodiment of the present invention.
FIG. 6 is a graph showing the melting curve of E. coli DH10B (red line) containing pHis119 and E. coli DH10B (blue line) containing pHisThMA to cell lysate according to an embodiment of the present invention.
7 is a graph showing a melting curve for DGAS according to an embodiment of the present invention.
FIG. 8 is a graph showing a composite plot of? (Fluorescence intensity) versus protein concentration of DGAS according to an embodiment of the present invention.
9 is a graph showing a melting curve for ThMA according to an embodiment of the present invention.
FIG. 10 is a graph showing a composite plot of? (Fluorescence intensity) versus protein concentration of ThMA according to an embodiment of the present invention.

상기 목적을 달성하기 위한 하나의 양태로서, 본 발명은 시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry; DSF)을 이용한 단백질 정량방법으로서, (a) 목적 단백질, 및 단백질의 소수성 부분에 대해 향상된 결합력을 갖는 염료를 포함하는 시료용액을 준비하는 단계; (b) 20 내지 100℃의 범위에서 온도를 변화시키면서 상기 염료의 형광파장에서 상기 시료용액으로부터의 형광세기를 측정하는 단계; 및 (c) 상기 측정된 형광세기의 최대값과 최소값의 차이를 도출하는 단계를 포함하는 방법을 제공한다.In order to accomplish the above object, the present invention provides a protein quantification method using differential scanning fluorimetry (DSF), comprising: (a) a target protein; and a dye having an improved binding force to a hydrophobic part of the protein Preparing a sample solution containing the sample solution; (b) measuring fluorescence intensity from the sample solution at a fluorescence wavelength of the dye while changing the temperature in a range of 20 to 100 캜; And (c) deriving a difference between a maximum value and a minimum value of the measured fluorescence intensity.

본 발명에서 용어 "시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry; DSF)"은 표적 단백질의 열안정성 및 리간드 결합을 측정하는 열-변성 분석법(thermal-denaturation assay) 중의 하나로, 달리 열이동 분석법(thermal shift assay), 형광 열이동 분석법(fluorescence thermal shift assay) 또는 형광기반 열이동 분석법(fluorescence-based thermal shift assay)이라고도 한다. 구체적으로, 표적 단백질의 소수성 부분, 예컨대 접힌 상태에서 단백질의 내부에 위치하는 부분에 대해 결합력을 갖는 염료를 도입하고, 상기 염료가 결합된 단백질의 온도를 증가시키면서 염료의 형광을 측정함으로써 수행된다. 일반적으로 단백질은 온도가 증가함에 따라 고유의 접힘 상태로부터 풀림 상태로 구조가 변화된다. 이와 같이 단백질의 구조가 풀림 상태로 전환됨에 따라 단백질 내부 즉, 소수성 부분에 결합된 염료가 노출되고 이의 형광세기는 증가한다. 상기 접힘 상태로부터 풀림 상태로의 전환은 수 ℃ 이내의 범위에서 급격히 일어난다. 이때, 접힘 상태와 풀림 상태가 평형을 이룬 온도를 단백질의 녹는점(melting point; Tm)이라 한다. 상기 녹는점은 단백질 고유의 물리적 특성 중 하나로 각각의 단백질은 고유의 녹는점 값을 갖는다. 상기 녹는점은 온도에 따른 형광세기 곡선의 일차미분 값이 최대이고 이차미분 값이 0인 온도이다.The term " differential scanning fluorimetry (DSF) "in the present invention is one of the thermal-denaturation assays for measuring the thermal stability and ligand binding of target proteins, ), Fluorescence thermal shift assay or fluorescence-based thermal shift assay. Specifically, this is carried out by introducing a dye having a binding force to a hydrophobic part of the target protein, for example, a part located inside the protein in the folded state, and measuring the fluorescence of the dye while increasing the temperature of the protein bound to the dye. Generally, as the temperature increases, the structure changes from the original folded state to the loosened state. As the structure of the protein is converted into the loosened state, the dye bonded to the inside of the protein, that is, the hydrophobic part is exposed and the fluorescence intensity thereof is increased. The switching from the folded state to the unfastened state occurs rapidly within a range of several degrees centigrade. At this time, the temperature at which the folded state and the relaxed state are equilibrated is called the melting point (T m ) of the protein. The melting point is one of the inherent physical properties of proteins, and each protein has its own melting point value. The melting point is a temperature at which the first derivative value of the fluorescence intensity curve is maximum and the second derivative value is zero.

자연계에 존재하는 대부분의 단백질은 20 내지 100℃ 범위에 녹는점을 갖는다. 따라서, 상기 (b) 단계의 형광세기의 측정은 20 내지 100℃ 범위에서 수행하는 것이 바람직하다.Most of the proteins present in nature have melting points in the range of 20 to 100 캜. Therefore, the measurement of the fluorescence intensity in the step (b) is preferably performed in the range of 20 to 100 ° C.

한편, 상기 측정된 형광세기는 온도, pH, 염 등 다양한 조건에 따라 다른 바탕세기를 나타낼 수 있다. 따라서, 정량을 위해서는 이러한 바탕세기 변화를 보정하기 위하여 순수한 염료의 형광세기에 의존하는 형광세기의 최대값으로부터 최소값 즉, 바탕세기를 제거한 차이값을 이용하여 정량을 수행하는 것이 바람직하다.On the other hand, the measured fluorescence intensity may show different background intensity depending on various conditions such as temperature, pH, salt and the like. Therefore, it is preferable to perform the quantification using the difference value obtained by subtracting the minimum value from the maximum value of the fluorescence intensity depending on the fluorescence intensity of the pure dye, i.e., the background intensity, in order to correct the background intensity change.

상기 DSF를 이용하여 단백질에 대한 리간드 결합의 측정은 단백질에 이에 특이적인 리간드가 결합한 경우 일반적으로 리간드가 결합하지 않은 단백질에 비해 녹는점이 증가한다는 사실을 기초로 한다. 이는 저분자량 리간드의 결합이 단백질 구조변화(conformational change)를 야기할 수 있으며, 이러한 변화는 단백질의 열적 안정성의 변화를 유발할 수 있다는 개념에서 출발한다. 이때, 상기 열적 안정성 변화는 열에 의해 유도되는 단백질 변성에 의해 측정될 수 있다.Measurement of ligand binding to proteins using the DSF is based on the fact that binding of a specific ligand to a protein generally increases the melting point of the protein compared to the protein to which the ligand is not bound. It begins with the concept that binding of low molecular weight ligands can cause conformational changes in proteins, which can lead to changes in the thermal stability of proteins. At this time, the thermal stability change can be measured by thermally induced protein denaturation.

실험적인 면에서 상기 DSF는 용기에 시료와 염료를 혼합한 후 온도를 증가시키면서 특정 파장 예컨대, 상기 염료의 형광 방출 파장에서 형광세기를 검출하여 온도에 대하여 플롯함으로써 수행될 수 있다. 예컨대, 정제된 표적 단백질 용액 또는 표적단백질을 포함하는 세포 용해물일 수 있으며, 상기 염료는 단백질의 소수성 부분에 높은 결합력을 갖는 염료인 것이 바람직하다. 상기 염료의 비제한적인 예에는 Sypro 루비, Sypro 오렌지, Sypro 텐저린 및 Sypro 레드 등이 있다. 상기 염료들은 자외선 내지 가시광선 범위에서 고유의 흡수 스펙트럼을 가지며, 가시광선 영역에서 고유의 형광 스펙트럼을 갖는다. 이들 염료의 최대 흡수 및 형광 파장은 염료의 종류에 따라 상이하며, 따라서 사용하는 염료의 종류에 따라 흡수 및 형광 파장을 선택하는 것이 바람직하다. 예컨대, Sypro 루비는 280 및 450 nm에서 흡수 피크를 610 nm에서 형광 피크를 갖는 스펙트럼을 가지므로 430 내지 470 nm 범위의 파장으로 여기시키고 600 내지 620 nm 범위의 파장에서 형광을 검출할 수 있다. 마찬가지로, Sypro 오렌지는 470 nm의 최대 흡수 및 570 nm의 최대 형광파장을 가지므로 450 내지 490 nm 범위의 파장으로 여기시키고 560 내지 580 nm 범위의 파장에서 형광을 검출할 수 있다. Sypro 텐저린은 490 nm의 최대 흡수 및 640 nm의 최대 형광파장을 가지므로 470 내지 510 nm 범위의 파장으로 여기시키고 610 내지 630 nm 범위의 파장에서 형광을 검출할 수 있다. 또한 Sypro 레드는 550 nm의 최대 흡수 및 630 nm의 최대 형광파장을 가지므로 530 내지 570 nm 범위의 파장으로 여기시키고 620 내지 640 nm 범위의 파장에서 형광을 검출할 수 있다.In an experimental aspect, the DSF can be performed by mixing a sample and a dye in a container, and then detecting the fluorescent intensity at a specific wavelength, for example, the fluorescence emission wavelength of the dye, while increasing the temperature, and plotting against the temperature. For example, it may be a purified target protein solution or a cell lysate containing the target protein, and the dye is preferably a dye having a high binding force to the hydrophobic part of the protein. Non-limiting examples of such dyes include Sypro ruby, Sypro orange, Sypro tengerine, and Sypro red. The dyes have an intrinsic absorption spectrum in the ultraviolet to visible range and have an intrinsic fluorescence spectrum in the visible range. The maximum absorption and fluorescence wavelength of these dyes depend on the type of dye, and it is therefore preferable to select absorption and fluorescence wavelengths depending on the type of dye used. For example, Sypro ruby has an absorption peak at 280 and 450 nm with a spectrum having a fluorescence peak at 610 nm, so it can excite a wavelength in the range of 430 to 470 nm and detect fluorescence at wavelengths in the range of 600 to 620 nm. Likewise, Sypro orange has a maximum absorption of 470 nm and a maximum fluorescence wavelength of 570 nm, so it can be excited to a wavelength in the range of 450 to 490 nm and fluorescence can be detected at a wavelength in the range of 560 to 580 nm. Sypro tengerine has a maximum absorption of 490 nm and a maximum fluorescence wavelength of 640 nm, so it can excite it to wavelengths in the range of 470 to 510 nm and detect fluorescence in the wavelength range of 610 to 630 nm. Also, Sypro red has a maximum absorption of 550 nm and a maximum fluorescence wavelength of 630 nm, so it can excite a wavelength in the range of 530 to 570 nm and detect fluorescence in the wavelength range of 620 to 640 nm.

바람직하게 상기 DSF는 온도 조절기를 구비한 형광분광계를 이용하거나, 이와 유사한 상용화된 기기인 RT-PCR 기기를 사용하여 수행될 수 있다. 이때 온도는 0.1 내지 10℃/분의 속도로 변화시킬 수 있으며, 바람직하게는 1℃/분의 속도로 변화시킬 수 있으나, 이에 제한되지 않는다. 상기 범위를 벗어나는 속도로 변화시키면서 측정하는 경우 정확한 융해곡선을 얻을 수 없으며, 이에 따라 이러한 속도로 측정된 융해곡선으로부터 도출된 녹는점 값은 신뢰하기 어렵다.Preferably, the DSF can be performed using a fluorescence spectrometer with a temperature controller, or a similar commercialized instrument, RT-PCR instrument. At this time, the temperature can be changed at a rate of 0.1 to 10 ° C / minute, preferably at a rate of 1 ° C / minute, but is not limited thereto. An accurate melting curve can not be obtained when measuring at a speed out of the above range, so that the melting point value derived from the melting curve measured at this rate is difficult to be relied upon.

본 발명에서 용어 "세포 용해물(cell lysate)"은 용해된 세포 함유물(contents of lysed cells)을 포함하는 유체(fluid)를 지칭하며, 상기 용해(lysis)는 세포를 파괴시키는 과정을 의미하는 것으로, 상기 용해는 바이러스, 효소 또는 삼투압 등에 의해 유발되는 것일 수 있다. 본 발명에서는 단백질을 포함한 세포 함유물이 분해되지 않고 고유의 특성을 유지하는 한 당업계에 공지된 용해방법을 제한없이 사용하여 세포 용해물을 수득할 수 있다. 바람직하게는 세포 및 배양액을 포함하는 세포 배양물을 채취하여 공지의 세포 용해 완충액을 가하여 세포를 용해시킴으로써 세포 용해물을 수득할 수 있으나, 이에 제한되지 않는다. 상기 세포 용해 완충액은 급격한 pH 변화로 인한 세포 함유물의 변성을 억제하기 위한 트리스-HCl 등의 완충액, 세포벽 완전성 유지에 필수적인 칼슘이온을 제거하여 세포벽을 붕괴시키고 단백질을 분해하는 메탈로프로테아제 활성을 억제하기 위한 EDTA, EGTA 등의 금속 킬레이트, 단백질을 변성은 유발하지 않으면서 단백질을 분리시키기 위한 SDS, 디옥시콜레이트, 트리톤 X 및/또는 NP-40 등의 비이온성 또는 양쪽이온성 계면활성제(non-ionic or zwitter ionic surfactant)를 포함함거나, 또는 삼투압에 의해 세포를 용해시키기 위해 NaCl 등의 염을 고농도로 포함할 수 있으나, 이에 제한되지 않는다.The term "cell lysate" in the present invention refers to a fluid containing contents of lysed cells, and the lysis refers to the process of destroying cells The dissolution may be caused by viruses, enzymes or osmotic pressure. In the present invention, a cell lysate can be obtained by using a dissolution method known in the art without limitation as long as the cellular inclusion containing the protein is not degraded but retains its inherent characteristics. Preferably, a cell culture product containing cells and a culture medium is collected and a cell lysate is obtained by dissolving the cells by adding a known cell lysis buffer, but the present invention is not limited thereto. The cell lysis buffer is a buffer solution such as Tris-HCl for inhibiting denaturation of cell contents due to a rapid pH change, a calcium ion that is necessary for maintaining cell wall integrity, and thereby inhibits the metalloprotease activity that disrupts the cell wall and decomposes the protein Non-ionic surfactants such as SDS, dioxycholate, Triton X and / or NP-40 for separating proteins without causing denaturation of the proteins, metal chelates such as EDTA and EGTA, or zwitter ionic surfactant, or may contain a high concentration of salts such as NaCl to dissolve cells by osmotic pressure, but are not limited thereto.

구체적으로 본 발명의 일 실시예에 따른 DSF를 이용한 단백질의 정량은 온도에 따른 형광세기로 주어지는 측정된 융해곡선에서 최대 형광세기와 바탕 형광세기의 차이 즉, Δ(형광세기)가 시료에 함유된 단백질의 농도에 비례한다는 사실에 기초하여 측정된 융해곡선으로부터 Δ(형광세기)를 계산하여 단백질의 농도를 유추할 수 있다.Specifically, the quantification of proteins using the DSF according to an embodiment of the present invention is performed by measuring the difference between the maximum fluorescence intensity and the background fluorescence intensity, that is,? (Fluorescence intensity) in the measured melting curve given by the fluorescence intensity according to temperature, Based on the fact that it is proportional to the concentration of the protein, the concentration of the protein can be deduced by calculating Δ (fluorescence intensity) from the measured melting curve.

바람직하게 상기 정량은 정량하고자 하는 표적 단백질을 2개 이상의 상기한 기지농도로 포함하는 시료에 대한 측정값으로부터 작성한 표준곡선과 비교하여 수행될 수 있다. 전술한 바와 같이 Δ(형광세기)는 단백질의 농도와 비례하므로 2개 이상의 상이한 기지농도의 단백질 시료에 대해 측정된 Δ(형광세기)를 농도에 대하여 플롯하면 이들 플롯은 선형적 비례관계를 가지므로 최소 자승법을 이용하여 최적화된 농도 대 Δ(형광세기)에 대한 직선에 대한 방정식을 얻을 수 있다. 나아가, 상기 방정식에 동일 단백질을 미지농도로 포함하는 시료로부터 측정된 Δ(형광세기) 값을 대입함으로써 시료 중 단백질의 농도를 계산할 수 있다.Preferably, the quantification may be performed by comparing the target protein to be quantified with a standard curve prepared from a measurement value of a sample containing at least two known concentrations. Since Δ (fluorescence intensity) is proportional to the concentration of the protein as described above, when plotting Δ (fluorescence intensity) measured for two or more different known protein samples at different concentrations, these plots have a linear proportional relationship The least squares method can be used to obtain an equation for a straight line for the optimized concentration versus Δ (fluorescence intensity). Further, the concentration of protein in the sample can be calculated by substituting the value of? (Fluorescence intensity) measured from the sample containing the same protein as the unknown concentration into the above equation.

본 발명의 일 실시예에 따른 정량방법은 정제된 단백질뿐만 아니라 세포 용해물에 포함된 단백질도 정량가능한 것이 특징이다. 바람직하게 상기 세포는 내재적으로 또는 외래 도입에 의해 특정 단백질을 과발현하는 세포일 수 있다.The quantification method according to an embodiment of the present invention is characterized in that not only the purified protein but also the protein contained in the cell lysate can be quantified. Preferably, the cell may be a cell that overexpresses a particular protein either by intrinsic or extrinsic introduction.

세포 용해물은 정량하고자 하는 표적 단백질뿐만 아니라 각기 다른 녹는점을 갖는 다양한 성분의 세포 함유물을 포함하므로 이들에 의한 간섭으로 정제된 단백질에 대한 것과는 달리 고유한 녹는점이 부재하는 넓게 확산된 형태의 융해곡선이 얻어질 수 있다. 그러나 특정 단백질을 고발현하는 세포의 용해물은 해당 단백질을 다른 세포 함유물보다 현저히 높은 농도로 포함하므로, 해당 단백질의 녹는점에 해당하는 온도에서 정제된 단백질에서와 유사한 형태의 피크를 가질 수 있다. 다만, 여전히 상대적으로 낮은 농도로 존재하는 다양한 다른 세포 함유물로 인해 높은 바탕세기를 나타내기는 하지만, 본 발명의 일 실시예에 따른 정량방법은 측정된 절대적인 형광세기를 이용하는 것이 아니라 융해곡선에서 최대 형광세기로부터 바탕 형광세기를 제거한 차이를 이용하므로 상기 불특정한 세포 함유물에 의한 바탕세기의 증가 효과를 상쇄할 수 있다.Because cell lysates contain not only target proteins to be quantified but also cell contents of various components with different melting points, unlike those for proteins purified by interference by these, dissolution of widely diffused forms A curve can be obtained. However, lysates of cells that specifically express a particular protein contain the protein at a significantly higher concentration than other cell entities, and thus may have peaks similar to those in the purified protein at temperatures corresponding to the melting point of the protein . However, the quantitative method according to one embodiment of the present invention does not utilize the absolute fluorescence intensity measured, but the maximum fluorescence intensity in the melting curve Since the difference in intensity of background fluorescence is removed from the intensity, the increase effect of the background intensity due to the unspecified cell inclusion can be offset.

나아가 본 발명의 일 실시예에 따른 DSF를 이용한 단백질의 정량은 효소활성에 의해 측정된 농도와 비교하여 0 내지 10% 이내의 오차범위로 측정되는 것이 특징이다.Further, the quantitation of protein using DSF according to an embodiment of the present invention is characterized by an error range of 0 to 10% compared with the concentration measured by enzyme activity.

본 발명의 구체적인 실시예에서, 각각 DGAS와 ThMA를 과발현하는 발현 벡터를 포함하는 재조합 E. coli 세포의 용해물에 대하여 DSF 분석을 적용한 결과, 상기 발현 벡터를 포함하지 않는 세포의 용해물(도 2 빨간 점선)에서와 달리 특정 온도에서 형광세기의 급격한 증가가 관찰되는 것을 확인하였으며(도 2 파란 실선), 이들 스펙트럼은 바탕세기가 높은 것을 제외하고는 정제된 단백질에 의해 측정된 스펙트럼(도 1)과 유사한 형태를 나타내며, 상기 급격한 형광세기의 증가가 관찰되는 온도는 별도로 측정한 DGAS 및 ThMA의 녹는점과 각각 일치함을 확인하였다. 또한 상기 DSF를 이용하여 세포 용해물로부터 재조합 DGAS 및 ThMA를 정량하여 얻은 단백질 농도는 효소활성에 의해 계산된 단백질 농도와 각각 9.1%(0.11 mg/ml 대 0.12 mg/ml) 및 5.6%(0.54 mg/ml 대 0.51 mg/ml)의 차이로 측정되었다.In a specific embodiment of the present invention, DSF analysis of the lysates of recombinant E. coli cells containing DGAS and ThMA overexpressing vectors showed that the lysates of cells not containing the expression vector (Fig. 2 (FIG. 2), except that the background intensity is high, unlike in the case of the red dotted line (FIG. 2), which shows a sharp increase in the fluorescence intensity at a certain temperature And the temperature at which the rapid increase in fluorescence intensity was observed was found to coincide with the melting point of DGAS and ThMA measured separately. The protein concentration obtained by quantifying recombinant DGAS and ThMA from the cell lysate using the DSF was 9.1% (0.11 mg / ml vs. 0.12 mg / ml) and 5.6% (0.54 mg / ml vs 0.51 mg / ml).

따라서, 본 발명의 일 실시예에 따른 DSF를 이용한 단백질의 정량은 분석하고자 하는 단백질의 정제과정 없이 이를 과발현하는 세포 용해물로부터 직접 측정할 수 있는 것이 특징이다.
Therefore, the quantification of proteins using the DSF according to an embodiment of the present invention can be directly measured from a cell lysate overexpressing the protein without purification of the protein to be analyzed.

다른 하나의 양태로서, 본 발명은 (a) 세포를 배양하여 재조합 단백질을 발현시키는 단계; (b) 상기 (a) 단계의 세포 배양으로부터 세포를 포함하여 시료를 채취하는 단계; (c) 상기 채취한 시료를 용해시킨 세포 용해물의 시차 주사 형광(DSF)을 측정하는 단계; 및 (d) 상기 측정한 DSF로부터 세포 용해물 내의 재조합 단백질을 정량하는 단계를 포함하는, 재조합 단백질 생산 공정의 품질관리(quality control; QC) 방법을 제공한다.In another embodiment, the present invention provides a method for producing a recombinant protein, comprising: (a) culturing a cell to express a recombinant protein; (b) collecting a sample including cells from the cell culture of step (a); (c) measuring the differential scanning fluorescence (DSF) of the cell lysate in which the collected sample is dissolved; And (d) quantifying the recombinant protein in the cell lysate from the measured DSF.

상기 재조합 단백질 생산 공정은 이에 제한되지 않으나, 의약품 등의 용도로 특정 단백질을 대량생산하기 위한 방법으로 사용되는 공정으로서, 유전자 조작 또는 형질감염 등을 통해 해당 단백질을 과발현하는 세포를 생물반응기 등을 이용하여 일정 기간 동안 대량으로 배양하는 공정이며, 추가적으로 배양 후 회수 및/또는 정제하는 과정을 포함할 수 있다. 상기 공정은 대량으로 세포를 배양하는 것이 특징이므로 다량의 배지 및 기타 배양 첨가물을 이용하게 되며, 세포의 생존, 증식 및 상기 세포로부터 단백질의 발현을 촉진시키기 위한 배양조건은 실험실 수준의 그것과는 상이하다. 1회 생산에 소비되는 배지의 양만 고려하더라도 생산규모에 따라 수십 리터에서 수천 리터에 달하며, 배양기간도 수일에서 수십일까지 소요된다. 특히, 외관상으로 오염이나 별다른 이상 징후없이 세포가 생장을 진행하더라도 원하는 단백질의 발현이 정상적으로 이루어지고 있는지는 별개의 문제이다. 그러므로, 배양 중간에 품질관리 과정 없이 공정을 진행하는 것은 시간적 및/또는 비용적인 면에서 큰 손해를 초래할 수 있다. 따라서, 전 공정을 통해 일정주기로 세포 배양물을 채취하여 공정이 제대로 이루어지고 있는지 확인하는 것은 중요하다.The process for producing the recombinant protein is not limited thereto, but is a process used as a method for mass-producing a specific protein for use in medicine and the like. The cell overexpressing the protein through gene manipulation or transfection is used for a bioreactor or the like And culturing the cells in a large amount for a predetermined period, and may further include recovery and / or purification after culturing. Since the process is characterized in that the cells are cultured in a large amount, a large amount of medium and other culture additives are used. The culture conditions for promoting cell survival, proliferation and protein expression from the cells are different from those at the laboratory level Do. Even considering the volume of medium consumed in a single production, it can range from tens of liters to thousands of liters depending on the production scale, and the cultivation period can be from days to tens of days. Particularly, it is a separate problem whether the expression of a desired protein is normally performed even if the cell grows without apparent contamination or other abnormal symptoms. Therefore, carrying out the process without a quality control process in the middle of culture may result in great loss in terms of time and / or cost. Therefore, it is important to collect the cell culture at regular intervals throughout the entire process to check whether the process is performed properly.

또한, 배양일에 비해 비정상적으로 낮은 단백질 발현율을 나타내는 것은 생산성을 저하시키는 원인이 되는 한편, 비정상적으로 높은 발현은 세포생장을 저해하거나 발현되는 단백질의 질을 저하시킬 수 있다. 이에 따라 생산 공정 중에 주기적으로 세포 배양물을 채취하여 세포생장율 뿐만 아니라 발현된 재조합 단백질의 농도를 확인하여 생장환경을 조절해 줄 수 있다. 즉, 단백질 발현율이 비정상적으로 낮은 경우 배지, 첨가물, 온도 및 용존 가스 농도 등의 배양조건을 적절히 조절하거나 불필요한 시간 및 비용소모를 줄이기 위하여 배양을 중단하는 등의 판단을 내릴 수 있다. 또는 과도하게 발현이 진행된 경우 배지나 첨가물의 양을 조절하거나, 조기 회수하는 등의 판단을 내릴 수 있다. 이와 같이 재조합 단백질 생산 공정에 있어서 공정 중간에 단백질의 발현 정도를 확인하는 것은 중요하다.In addition, exhibiting an abnormally low protein expression ratio as compared with the culture day causes a decrease in productivity, while an abnormally high expression may inhibit cell growth or lower the quality of expressed protein. Accordingly, the cell culture can be periodically collected during the production process to check the cell growth rate as well as the concentration of the expressed recombinant protein, thereby regulating the growth environment. That is, when the protein expression rate is abnormally low, the culture conditions such as medium, additives, temperature and dissolved gas concentration may be appropriately adjusted, or the culture may be stopped to reduce unnecessary time and cost. Or when excessive expression proceeds, it is possible to make a judgment such as adjusting the amount of the feed or the additive, or early recovery. In this way, it is important to confirm the expression level of the protein in the middle of the process in the recombinant protein production process.

그러나, 기존에 존재하는 단백질 발현을 정량하기 위한 방법은 해당 단백질에 특이적인 항체를 이용하거나 별도의 표지물질을 표지하는 단계를 필요로 하므로 비용과 시간이 소요되어 반복하여 수행하거나 즉시 판단하기 어려운 단점이 있었다. 본 발명의 일 실시예에 따른 DSF를 이용한 단백질 정량법은 배양기로부터 채취한 세포 배양물을 용해시킨 세포 용해물에 직접 적용가능하므로 적은 비용으로 빠르고 쉽게 분석할 수 있으며, 단회에 약 백 내지 수백개의 시료까지 동시에 처리가능한 특징이 있다. 재조합 단백질 생산이라는 목적상 상기 세포는 특정 단백질을 과발현하도록 조작된 세포인 것이 바람직하다. 이것이 전술한 바와 같이 세포 용해물로부터 직접 정량가능한 이유이다.However, a method for quantifying existing protein expression requires a step of using an antibody specific to the protein or a step of marking a separate labeling substance, which is costly and time-consuming, . Since the protein assay using the DSF according to an embodiment of the present invention can be applied directly to a cell lysate obtained by dissolving a cell culture collected from an incubator, it can be analyzed quickly and easily at a low cost, and a sample of about one hundred to several hundred Can be processed at the same time. For the purpose of recombinant protein production, the cell is preferably a cell engineered to overexpress a specific protein. This is why it is possible to quantify directly from the cell lysate as described above.

일반적으로 재조합 단백질을 위한 세포 배양은 수일 내지 수십일에 걸쳐 진행되므로 상기 (b) 단계 내지 (d) 단계는 전체 세포 배양기간 동안 1회 내지 10회 반복하여 수행되는 것이 바람직하다. 즉, 1 내지 5일 간격으로 수행되는 것이 바람직하나, 이에 제한되는 것은 아니며, 측정간격이나 횟수는 세포 종류, 발현 단백질, 배양배지, 총 세포 배양기간 등에 따라 정할 수 있으며, 특히 한 번의 배양과정 내에서도 이전 측정결과에 따라 유동적으로 조절할 수 있다.In general, since the cell culture for the recombinant protein proceeds over several days to several tens of days, the steps (b) to (d) are preferably repeated one to ten times during the entire cell culture period. That is, the measurement interval and the number of times may be determined according to the type of cell, expression protein, culture medium, total cell culture period, etc., It can be adjusted flexibly according to the previous measurement result.

전술한 바와 같이 특히, 상기 품질관리는 측정시점까지 배양기간을 고려하여 (d) 단계에서 재조합 단백질 정량값이 일정 기준 미만인 경우, 해당 세포의 재조합 단백질 생산능이 불량한 것으로 판단할 수 있다.
As described above, in particular, the quality control can be judged as having poor recombinant protein production capacity when the quantitative value of the recombinant protein is less than a predetermined standard in the step (d) considering the culture period until the measurement time.

또 하나의 양태로서, 본 발명은 (a) 분석하고자 하는 세포를 배양하는 단계; (b) 상기 세포 배양으로부터 세포를 포함하여 시료를 채취하는 단계; (c) 상기 채취한 시료를 용해시킨 세포 용해물의 시차 주사 형광(DSF)을 측정하는 단계; 및 (d) 상기 DSF 곡선으로부터 Tm값(녹는점; melting temperature)의 존재 여부를 판단하는 단계를 포함하는 DSF를 이용하여 특정 단백질을 과발현하는 세포의 스크리닝 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention provides a method for producing a cell, comprising: (a) culturing a cell to be analyzed; (b) collecting a sample including cells from the cell culture; (c) measuring the differential scanning fluorescence (DSF) of the cell lysate in which the collected sample is dissolved; And (d) determining whether or not a T m value (melting point) exists from the DSF curve. The present invention also provides a method of screening cells overexpressing a specific protein using DSF.

이에 제한되는 것은 아니나, 단백질의 대량 생산을 위하여, 내재적으로 특정 단백질을 높은 수준으로 발현하는 세포를 탐색하거나, 발현을 향상시킬 수 있을 것으로 예상되는 유전자를 외래로부터 도입시켜 발현시키거나, 유전자에 돌연변이를 유발하거나 하는 등의 다양한 노력이 진행되고 있다.In order to mass-produce the protein, it is possible to search for a cell expressing a specific protein at a high level intrinsically, or to express the gene that is expected to improve the expression by exogenously introducing it, And so on.

이러한 노력에 있어서, 특정 단백질을 과발현할 것으로 예상되는 또는 과발현하도록 제조된 후보 세포군으로부터 발현되는 단백질 양을 측정하여 원하는 단백질을 과발현하는 세포를 선별하는 과정 즉, 스크리닝 과정을 필요로 한다.In this effort, a process of screening cells overexpressing a desired protein, i.e., a screening process, is required by measuring the amount of protein expressed from a candidate cell group that is expected to overexpress or overexpress a specific protein.

전술한 바와 같이 정제된 단백질이 아닌 기타 세포 함유물을 포함하는 세포 용해물에 대해 DSF에 의해 작성된 융해곡선에서 Tm값의 존재는 다른 세포 함유물에 비해 상대적으로 높은 수준으로 발현되는 특정한 단백질이 존재함을 암시한다. 따라서, Tm값의 존재 여부를 확인하여 일차적으로 특정 단백질을 과발현하는 세포군을 선별할 수 있다.The presence of the T m value in the melting curve created by the DSF for cell lysate containing other cell inclusions other than the purified protein as described above allows for the expression of a specific protein that is expressed at a relatively higher level than other cell inclusions It implies existence. Therefore, it is possible to select a cell group overexpressing a specific protein primarily by confirming the presence of the T m value.

나아가 상기 제4단계로부터 Tm값이 존재하는 것으로 판단된 시료에 대해 상기 Tm값으로부터 과발현되는 단백질의 후보군을 선발하는 단계를 추가함으로써 특정 단백질을 과발현하도록 제조된 세포에서 과발현되는 단백질이 표적 단백질과 일치하는지 여부를 판단하거나, 내재적으로 또는 외래 도입에 의해 과발현되는 미지의 단백질을 동정할 수도 있다. 상기 융해곡선으로부터 계산된 Tm값은 단백질의 고유한 특성이므로 이와 유사한 Tm값을 갖는 단백질군을 검색하여 해당 시스템에서 과발현되고 있는 것으로 판단할 수 있는 단백질 후보군으로 설정할 수 있다. 또는 기지의 단백질을 과발현하도록 제조된 시료인 경우 측정된 Tm값이 해당 단백질의 Tm값과 일치하는지 여부를 확인하여 판단할 수 있다.Furthermore, the second the protein over-expression in a cell engineered to overexpress a specific protein, the target protein by adding the step of selecting a candidate group of the protein over-expression from the T m values for the samples determined that the T m value is present from stage 4 , Or may identify an unknown protein that is overexpressed by intrinsic or extrinsic introduction. Since the T m value calculated from the melting curve is a unique characteristic of a protein, a protein group having a similar T m value can be searched and set as a protein candidate group that can be determined to be overexpressed in the system. Alternatively, in the case of a sample prepared to overexpress a known protein, it can be judged by checking whether the measured T m value coincides with the T m value of the corresponding protein.

바람직하게는 상기 선발된 단백질 후보군에 대한 활성평가를 추가로 수행함으로써 과발현되는 단백질을 구체적으로 동정할 수 있다. 상기 활성평가는 후보 단백질에 적합하게 당업계에 공지된 방법을 제한없이 이용하여 수행될 수 있다.
Preferably, the over expressed protein can be specifically identified by further performing an activity evaluation on the selected protein candidate group. The activity evaluation can be performed using any method known in the art without limitation as appropriate to the candidate protein.

이하, 실시예를 통하여 본 발명을 보다 상세히 설명하고자 한다. 이들 실시예는 본 발명을 보다 구체적으로 설명하기 위한 것으로, 본 발명의 범위가 이들 실시예에 한정되는 것은 아니다.
Hereinafter, the present invention will be described in more detail with reference to Examples. These examples are for further illustrating the present invention, and the scope of the present invention is not limited to these examples.

실시예Example 1: 물질 1: substance

α-아밀라제(α-amylase; EC 3.2.1.1, A6380) 및 셀로비아제(cellobiase; EC 3.2.1.4, A6105)는 시그마-알드리치 케미컬 컴퍼니(Sigma-Aldrich Chemical Co, St. Louis, MO, USA)로부터 구입하였다. Life Technologies(Carlsbad, CA, USA)로부터 SYPRO 오렌지염료(orange dye; DMSO에 5,000× 농축), MicroAmp® 신속 광학 96-웰 반응접시(Applied Biosystems, Foster City, CA, USA)와 MicroAmp® 광학 접착필름(Applied Biosystems)을 DSF(differential scanning fluorimetry; 시차 주사 형광측정법) 분석에 사용하였다. 다른 모든 화합물은 시약급을 사용하였고, 시그마-알드리치 케미칼 컴퍼니와 Duchefa Biochemie B.V. (Haarlem, The Netherlands)로부터 구입하였다.
(Sigma-Aldrich Chemical Co., St. Louis, Mo., USA) was added to the reaction mixture at a temperature of < RTI ID = 0.0 >Lt; / RTI > From Life Technologies (Carlsbad, CA, USA ) SYPRO Orange dye (orange dye; 5,000 × concentrated in DMSO), MicroAmp ® Optical 96-well reaction plate quickly (Applied Biosystems, Foster City, CA , USA) and MicroAmp ® Optical adhesive film (Applied Biosystems) was used for DSF (differential scanning fluorimetry) analysis. All other compounds were reagent grade and were purchased from Sigma-Aldrich Chemical Company and Duchefa Biochemie BV (Haarlem, The Netherlands).

실시예Example 2: 형광 측정 2: Fluorescence measurement

단백질의 보체(complement) 풀림점(unfolding point)을 DSF로 측정하였다. 시료는 10 ㎕의 SYPRO 오렌지(10×)와 10 ㎕의 효소용액 또는 E. coli 세포 용해물(lysate)(10×)을 혼합하여 준비하였다. 단백질과 SYPRO 오렌지 혼합물을 실시간-PCR(RT-PCR) 시스템에서 30℃로부터 99℃까지 1℃ 씩 증가하는 온도 구배를 사용하여 인큐베이션하였다. 모든 형광측정은 Applied Biosystems 7500 Fast RT-PCR 시스템(Applied Biosystems)을 사용하여 수행하였다. 모든 그래프 분석과 데이터 통계처리에 시그마플롯 12.0 소프트웨어(Systat Software, San Jose, USA)와 마이크로소프트 엑셀 프로그램(Redmond, WA, USA)을 사용하였다.
The complement unfolding point of the protein was measured by DSF. Samples were prepared by mixing 10 μl of SYPRO orange (10 ×) and 10 μl of enzyme solution or E. coli cell lysate (10 ×). The protein and SYPRO orange mixture was incubated in a real-time PCR (RT-PCR) system using a temperature gradient increasing from 1O < 0 > C to 99 < 0 > C. All fluorescence measurements were performed using an Applied Biosystems 7500 Fast RT-PCR system (Applied Biosystems). Sigma Plot 12.0 software (Systat Software, San Jose, USA) and Microsoft Excel program (Redmond, WA, USA) were used for all graph analysis and data statistical processing.

실시예Example 3:  3: E. E. colicoli 에서 재조합 단백질의 발현 및 정제Expression and purification of recombinant proteins

E. coli에서 재조합 단백질 발현을 정량하는 데 있어서, DSF 방법의 효율을 확인하기 위하여, 모델 단백질로서 데이노코커스 제오써말리스(Deinococcus geothermalis) DSM 11300으로부터 발현되는 아밀로수크라제(amylosucrase)(DGAS)와 써머스 종(Thermus sp .)으로부터 발현되는 말토게닉아밀라제(Maltogenic amylase)(ThMA)를 사용하였다. 항시적(constitutive) DGAS 및 ThMA 발현 벡터인 pHCDGAS와 pHisThMA는 공지된 구조로 구축하였다. pHCDGAS를 포함하는 재조합 E. coli MC1061[F- araD139 Δ(ara-leu)7696 galE15 galK16 Δ(lac)X74 rpsL(Strr) hadR2 (rk-mk +) mrcA mrcB1] 세포와 pHisThMA를 포함하는 재조합 E. coli DH10B[F-Φ80lacZ M15 (lacZYA-argF) U169 recA1endA1 hsdR17(rk +, mk +) phoA supE44 thi-1 gyrA96 relA1λ-] 세포를 100 ml의 LB 배지(broth)에 200 rpm으로 교반하면서 37℃에서 24시간 동안 배양하였다. 원심분리(7,000×g, 4℃에서 20분)하여 세포를 수득하고 20 mM Tris-HCl, 500 mM NaCl 및 20 mM 이미다졸(pH 7.0)을 포함하는 결합 완충액으로 세척하였다. 세균 펠렛을 결합 완충액에 재현탁시키고, 얼음 수조에서 초음파(Sonifier 450, Branson, Danbury, CT, USA; 출력 4, 6×10초, 일정충격(constant duty))처리하여(sonication) 분해하였다. 원심분리(10,000×g, 4℃에서 10분)로 수득한 상층액을 재조합 단백질과 세포 용해물 시료를 얻기 위한 시작 물질로 사용하였다. In order to determine the efficiency of the DSF method in quantifying the recombinant protein expression in E. coli , amylosucrase (DGAS) expressed from Deinococcus geothermalis DSM 11300 as a model protein ) And Thermus sp. ( Thermus sp . (Maltogenic amylase (ThMA)) expressed in the culture medium was used. Constitutive DGAS and ThMA expression vectors pHCDGAS and pHisThMA were constructed with a known structure. Recombinant containing pHCDGAS E. coli MC1061 [F - araD139 Δ (ara-leu) 7696 gal E15 gal K16 Δ (lac) X74 rps L (Str r) had R2 (r k -m k +) mrc A mrc B1] Cells and recombinant E. coli DH10B containing pHisThMA [F - Φ80 lac Z M15 ( lac ZYA- arg F) U169 rec A1 end A1 hsd R17 (r k + , m k + ) pho sup sup E44 thi -1 gyr A96 rel A1? - ] cells were cultured in 100 ml of LB broth at 37 ° C for 24 hours with stirring at 200 rpm. The cells were harvested by centrifugation (7,000 x g, 4 ° C for 20 min) and washed with binding buffer containing 20 mM Tris-HCl, 500 mM NaCl and 20 mM imidazole (pH 7.0). The bacterial pellet was resuspended in binding buffer and sonicated in sonication (Sonifier 450, Branson, Danbury, CT, USA; output 4, 6x10 sec, constant duty) in an ice bath. The supernatant obtained by centrifugation (10,000 x g, 10 min at 4 [deg.] C) was used as starting material to obtain recombinant proteins and cell lysate samples.

HisTrap HP 컬럼(GE Healthcare, Uppsala, Sweden)을 구비한 고속 액체 크로마토그래피(fast performance liquid chromatography, FPLC) 시스템을 사용하여 재조합 DGAS 및 ThMA의 정제를 수행하였다. 세포 용해물을 HisTrap HP 컬럼에 주입하고, 용출 완충액(elution buffer; 20 mM Tris-HCl, 500 mM NaCl 및 500 mM 이미다졸(pH 7.0)])으로 1.0 ml/min의 유속으로 용출시켰다. 모든 분획을 회수하여, 10% (w/v) 아크릴아미드 겔(acrylamide gel)을 이용한 SDS-PAGE(sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis)로 확인하였다. 단백질 농도는 표준으로 소혈청알부민(bovine serum albumin, BSA)을 포함하는 BCA™ 단백질 분석 키트(BCA™ protein assay kit, Pierce Biotechnology Inc, Rockford, IL, USA)를 이용하여 결정하였다.
Purification of recombinant DGAS and ThMA was performed using a fast performance liquid chromatography (FPLC) system with a HisTrap HP column (GE Healthcare, Uppsala, Sweden). The cell lysate was injected into HisTrap HP column and eluted with elution buffer (20 mM Tris-HCl, 500 mM NaCl and 500 mM imidazole (pH 7.0)) at a flow rate of 1.0 ml / min. All fractions were collected and identified by SDS-PAGE (sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis) using 10% (w / v) acrylamide gel. Protein concentrations were determined using a BCA ™ protein assay kit (Pierce Biotechnology Inc, Rockford, IL, USA) containing bovine serum albumin (BSA) as standard.

실시예Example 4:  4: DGASDGAS  And ThMAThMA 에 대한 활성 분석Activity analysis for

DGAS 활성은 디니트로살리실릭산(dinitrosalicylic acid, DNS) 방법에 의해 가수분해 활성을 결정하여 측정하였다. 반응 혼합물은 20 ㎕ 5% sucrose, 20 ㎕ 탈이온수 및 50 ㎕ 100 mM Tris-HCl 완충액(pH 7.0)으로 구성되었다. 반응은 기질 용액에 효소 용액 10 ㎕를 첨가함으로써 개시되었고, 45℃에서 10분 동안 지속되었다. 300 ㎕의 DNS 용액을 첨가하고 이어서 5분 동안 비등시킴으로써 반응 혼합물 중의 환원당(reducing sugar)의 존재를 결정하였다. 울트라 다기능성 마이크로플레이트 리더(ultra multifunctional microplate reader, InfinteM200, Tecan, Durham, NC, USA)를 사용하여 마지막 반응용액의 흡광도를 측정하였다. 환원당 농도는 프락토스(fructose)를 표준으로 사용하여 계산하였다. DGAS의 단위 유닛은 분석조건에서 분당 프락토스 1 μmole을 생산하는 효소의 양으로 정의하였다.DGAS activity was determined by determining the hydrolytic activity by the dinitrosalicylic acid (DNS) method. The reaction mixture consisted of 20 l 5% sucrose, 20 l deionized water and 50 l 100 mM Tris-HCl buffer (pH 7.0). The reaction was initiated by adding 10 [mu] l of the enzyme solution to the substrate solution and lasted for 10 minutes at 45 [deg.] C. The presence of reducing sugars in the reaction mixture was determined by adding 300 [mu] l of the DNS solution and then boiling for 5 minutes. The absorbance of the final reaction solution was measured using an ultra multifunctional microplate reader (InfinteM200, Tecan, Durham, NC, USA). The reducing sugar concentration was calculated using fructose as a standard. The unit of DGAS was defined as the amount of enzyme producing 1 μmole of fructose per minute under the conditions of the assay.

ThMA의 효소 활성은 50 mM 구연산나트륨 완충액(sodium-citrate buffer, pH 6.0)에 녹인 1% 말토트리오스(maltotriose; G3)를 사용하여 결정하였다. 동일한 완충액에 희석시킨 ThMA(50 ㎕)를 2% G3 50 ㎕와 60℃에서 10분 동안 반응시켰다. 10분 동안 비등시켜 반응을 멈추고 G3으로부터 글루코스의 방출을 글루코스 산화효소-과산화효소(Glucose oxidase-peroxidase, GOD-POD) 방법을 사용하여 측정하였다. 900 ㎕ GOD-POD 용액을 첨가하고 37℃에서 5분 동안 인큐베이션하여 반응 혼합물 중의 D-글루코스의 존재를 확인하였다. UV/VIS 분광 광도계(DU 730, Beckman coulter, Fullerton, CA, USA)를 사용하여 505 nm에서 최종 혼합물 용액의 흡광도를 측정하였다. ThMA의 단위 유닛은 분석조건에서 분당 1 μmole의 D-글루코스 생산을 촉매작용하는 효소의 양으로 정의하였다.
The enzyme activity of ThMA was determined using 1% maltotriose (G3) dissolved in 50 mM sodium citrate buffer (pH 6.0). ThMA (50 μl) diluted in the same buffer was reacted with 50 μl of 2% G3 for 10 minutes at 60 ° C. The reaction was stopped by boiling for 10 minutes and the release of glucose from G3 was measured using the Glucose oxidase-peroxidase (GOD-POD) method. 900 [mu] l GOD-POD solution was added and incubated at 37 [deg.] C for 5 minutes to confirm the presence of D-glucose in the reaction mixture. The absorbance of the final mixture solution was measured at 505 nm using a UV / VIS spectrophotometer (DU 730, Beckman coulter, Fullerton, Calif., USA). A unit unit of ThMA was defined as the amount of enzyme catalyzing D-glucose production of 1 μmole per minute under assay conditions.

실험예Experimental Example 1:  One: DSFDSF 를 이용한 단백질 정량Quantification of protein using

DSF를 이용한 단백질 정량이 가능함을 확인하기 위하여 2개의 상업적으로 이용 가능한 효소 α-아밀라제와 셀로비아제를 이용하였다. 먼저, 바실러스 아밀로리퀴파시엔스(Bacillus amyloliquefaciens)로부터 분리된 아밀라제는 약 50 kDa의 분자량 및 65℃의 최적온도를 가졌다. RT-PCR 기기로부터 얻은 α-아밀라제에 대한 대표적인 DSF 그래프를 도 1A에 나타내었다. 단백질의 Tm(melting temperature)은 DSF 곡선의 일차 미분 플롯(first derivative plot)의 가장 낮은 지점으로부터 얻을 수 있으며, 64.2±0.4℃로 계산되었다(도 1A). 가장 높은 형광세기는 1.0 mg/ml의 α-아밀라제 농도에서 1.6×105 임의 단위(arbitrary units; A.U.)였다. 형광세기는 증가하는 단백질 농도와 함께 증가되었다. Δ(형광세기)와 단백질 농도 사이의 관계는 도 1B에 나타난 바와 같이 0.986의 R2 값을 갖는 우수한 상관관계를 나타내었다(도 1B). 이는 단백질 농도가 DSF 그래프의 Δ(형광세기)로부터 측정될 수 있음을 시사한다.Two commercially available enzymes α-amylase and cellobiase were used to confirm protein quantification using DSF. First, the amylase isolated from Bacillus amyloliquefaciens had a molecular weight of about 50 kDa and an optimum temperature of 65 캜. A representative DSF graph for? -Amylase from RT-PCR instrument is shown in FIG. 1A. The melting temperature (T m ) of the protein can be obtained from the lowest point of the first derivative plot of the DSF curve and was calculated as 64.2 ± 0.4 ° C (FIG. 1A). Was; (arbitrary units AU) The highest fluorescence intensity is 1.0 mg / ml 1.6 × 10 5 arbitrary units in α- amylase concentration. Fluorescence intensity was increased with increasing protein concentration. The relationship between Δ (fluorescence intensity) and protein concentration showed an excellent correlation with the R 2 value of 0.986 as shown in FIG. 1B (FIG. 1B). This suggests that the protein concentration can be measured from? (Fluorescence intensity) of the DSF graph.

셀로비오스를 두 개의 글루코스 분자로 가수분해하는 셀로비아제(또한 노보자임 188(Novozyme 188)로 불림)로 동일한 실험을 수행하였다. 상기 셀로비아제는 아스퍼질러스 나이거(Aspergillus niger)의 액침발효(submerged fermentation)에 의해 획득하였다. 곡선의 가장 높은 형광세기의 값은 동일하지 않을지라도, 셀로비아제에 대해 관찰된 DSF 곡선의 패턴은 α-아밀라제의 그것과 일치하였다. 셀로비아제의 Tm은 66.7±0.2℃로 계산되었다(도 1C). 가장 높은 형광세기는 0.6 mg/ml의 셀로비오스 농도에서 2.9×104 A.U.였다. α-아밀라제에서 나타난 바와 같이, Δ(형광세기)와 셀로비아제의 단백질 농도 사이에 강한 상관관계가 존재하였으며, R2 값은 0.994였다(도 1D). 상기 결과는 DSF에 의해 높은 신뢰도로 단백질 농도를 분석할 수 있음을 나타낸다. The same experiment was performed with cellobiase (also called Novozyme 188) which hydrolyzes cellobiose to two glucose molecules. The cellobiase was obtained by submerged fermentation of Aspergillus niger . Although the values of the highest fluorescence intensities of the curves were not the same, the pattern of the DSF curve observed for cellobiase was consistent with that of? -Amylase. The T m of cellobiase was calculated as 66.7 ± 0.2 ° C (Figure 1C). The highest fluorescence intensity was 2.9 × 10 4 AU at a cellobiose concentration of 0.6 mg / ml. As shown in? -amylase, there was a strong correlation between? (fluorescence intensity) and the protein concentration of cellobiase, and the R 2 value was 0.994 (FIG. 1D). The above results indicate that protein concentration can be analyzed with high reliability by DSF.

DSF는 단백질에 결합하며 안정성을 촉진하는 낮은 분자량의 리간드를 동정하기 위한 빠르고 매력적인 스크리닝 방법으로 사용되어 왔다. 또한, 계면활성제의 존재 하에 DSF에 의해 단클론 항체의 높은 처리율(high-throughput)로 Tm을 분석하였다. DSF 분석에서, 단백질의 소수성 부분에 결합력(affinity)을 갖는 특정 염료, 예컨대 SYPRO 오렌지의 형광 증가에 의해 단백질 풀림을 분석할 수 있다. 상기 염료는 물 또는 친수성 환경의 자유 상태에서 약한 형광을 가지나, 변성된 단백질에서 노출된 소수성 부위에 결합했을 때는 강하게 형광을 나타낸다. 비록 실제적인 형광세기는 다를지라도, α-아밀라제와 셀로비아제는 모두 RT-PCR로부터 얻은 DSF 플롯에서 전형적인 단백질 변성 곡선을 나타내었다. 형광세기의 차이는 단백질의 소수성에서의 차이에 기인할 수 있다. α-아밀라제 보다 소수성인 내부를 갖는 변성된 셀로비아제에 보다 많은 SYPRO 오렌지가 결합하며, 이는 DSF에서 보다 높은 형광세기를 나타낸다. 그러나, 가장 중요한 특징은 Δ(형광세기)가 두 가지 단백질 모두의 농도와 밀접하게 관련되었다는 것으로, 이는 DSF가 용액 내의 단백질에 대한 정량적 검출 방법으로 사용될 수 있음을 뒷받침한다.
DSF has been used as a fast and attractive screening method to identify low molecular weight ligands that bind to proteins and promote stability. In addition, T m was analyzed by DSF at high throughput of monoclonal antibodies in the presence of a surfactant. In DSF analysis, protein annealing can be analyzed by increasing the fluorescence of certain dyes, such as SYPRO orange, which have affinity to the hydrophobic portion of the protein. The dye has weak fluorescence in the free state of water or a hydrophilic environment, but strongly fluoresces when bound to the exposed hydrophobic region in the denatured protein. Although the actual fluorescence intensity was different, both α-amylase and cellobiase exhibited typical protein denaturation curves in DSF plots obtained from RT-PCR. The difference in fluorescence intensity can be attributed to differences in the hydrophobicity of the protein. More SYPRO oranges bind to the modified cellobiase having an internal hydrophobic than? -amylase, which exhibits higher fluorescence intensity in DSF. However, the most important feature is that Δ (fluorescence intensity) is closely related to the concentration of both proteins, suggesting that DSF can be used as a quantitative detection method for proteins in solution.

실험예Experimental Example 2:  2: E. E. colicoli 용해물에서In the melt 재조합 단백질의  Of recombinant protein DSFDSF 분석 analysis

재조합 DNA 기술에서 사용된 수종의 E. coli 균주(strain)의 세포 용해물을 DSF 분석에 사용하였다. 사용된 E. coli 균주는 E. coli DH10B, MC1061 및 BL21이었으며, 이들은 유사한 DSF 곡선 패턴을 나타내었다. pUC19나 pGEM3Z와 같은 전형적인 클로닝 벡터의 존재는 DSF 분석에 영향을 주었다. 그러나, 완충액에서 α-아밀라제와 셀로비아제의 DSF 분석에서 관찰된 것과 비교하여 바탕선 형광세기(ca. 3.0×105-4.0×105 A.U.)가 높은 것은 세포 용해물의 다양한 구성요소에 기인할 수 있다.Cell lysates of several E. coli strains used in recombinant DNA technology were used for DSF analysis. The E. coli strains used were E. coli DH10B, MC1061 and BL21, which showed similar DSF curve patterns. The presence of a typical cloning vector such as pUC19 or pGEM3Z influenced DSF analysis. However, the higher baseline fluorescence intensity (ca. 3.0 × 10 5 -4.0 × 10 5 AU) compared to that observed in the DSF analysis of α-amylase and cellobiase in the buffer is due to the various components of the cell lysate can do.

재조합 E. coli 세포로부터 획득한 세포 용해물을 DSF 분석에 적용하였다. DGAS에 대한 항시적 발현 벡터인 pHCDGAS를 포함하는 E. coli는 65℃ 근처에서 형광세기의 큰 증가를 나타내는 대조군 E. coli와는 다른 DSF 곡선 패턴을 나타내었다(도 2A). DGAS의 Tm은 59.3±0.7℃이며, 이는 65℃ 근처에서 형광의 증가가 E. coli 세포 용해물 중의 재조합 DGAS의 변성에 기인함을 시사한다. 실제로, 정제된 DGAS를 이용한 DSF의 가장 높은 형광세기는 DGAS를 포함하는 재조합 E. coli 세포의 DSF 곡선에서 최대값과 동일한 온도에서 관찰되었다. 다른 E. coli 숙주 시스템에서 이종 단백질(foreign protein)의 다른 발현 수준으로 인한 Δ(형광세기)에서 일부 차이가 존재함에도 불구하고, 사용된 E. coli 숙주 균주와 무관하게 DSF 그래프의 패턴은 동일하였다. Cell lysates obtained from recombinant E. coli cells were subjected to DSF analysis. E. coli containing the constant expression vector for DGAS, pHCDGAS, exhibited a different DSF curve pattern than the control E. coli showing a large increase in fluorescence intensity at around 65 DEG C (FIG. 2A). The T m of DGAS is 59.3 ± 0.7 ° C, suggesting that increased fluorescence near 65 ° C is due to denaturation of recombinant DGAS in E. coli cell lysates. Indeed, the highest fluorescence intensity of DSF using purified DGAS was observed at the same temperature as the maximum in the DSF curve of recombinant E. coli cells containing DGAS. Despite the presence of some differences in Δ (fluorescence intensity) due to different expression levels of foreign proteins in different E. coli host systems, the pattern of the DSF graph was identical regardless of the E. coli host strain used .

또한 ThMA에 대한 항시적 발현 벡터(constitutive expression vector)인 pHisThMA를 포함하는 E. coli DH10B 세포를 DSF로 확인하였다(도 2B). DSF 곡선은 ThMA의 Tm인 75℃ 근처에서 큰 돌출을 나타내었다(Tm=74.5±0.3℃). 이는 DGAS 연구와 유사하게 돌출부가 E. coli에서 발현된 재조합 ThMA의 변성을 나타냄을 시사한다. E. coli MC1061와 BL21로부터 동일한 결과를 얻었으며, 이는 DSF 방법이 대부분의 E. coli 세포에 적용될 수 있음을 나타낸다.
In addition, E. coli DH10B cells containing pHisThMA, a constitutive expression vector for ThMA, were identified by DSF (FIG. 2B). The DSF curve showed a large protrusion (T m = 74.5 ± 0.3 ° C) near 75 ° C, which is the T m of ThMA. This suggests that the protrusions show denaturation of recombinant ThMA expressed in E. coli , similar to the DGAS study. The same results were obtained from E. coli MC1061 and BL21, indicating that the DSF method can be applied to most E. coli cells.

실험예Experimental Example 3:  3: DSFDSF 를 이용한 Using E. E. colicoli 에서 발현되는 재조합 단백질의 정량Quantification of recombinant proteins expressed in

정제된 DGAS를 모델 단백질로서 이용하여 Δ(형광세기)와 단백질 농도 사이의 관계에 대한 표준 곡선을 얻었다(도 3A 및 B). 사용된 단백질 농도는 11.3 μg/ml 내지 0.133 mg/ml 범위였다. 이때, 형광세기 차이는 단백질의 농도가 증가함에 따라 증가하였으며, Δ(형광세기)와 단백질 농도 사이의 결정계수(coefficient of determination; R2 값)는 0.986이었다. 이는 상기 2개의 변수 간에 서로 밀접한 연관성이 있음을 나타낸다. DSF를 이용하여 결정한 재조합 세포 용해물 중 발현된 DGAS의 0.12±0.01 mg/ml이었다. 또한, 정제된 DGAS의 특이적 활성은 59.09±2.49 U/mg로 계산되었으며, 세포 용해물의 활성은 6.75±0.06 U/ml로, 0.11±0.00 mg/ml의 농도로 재조합 세포 용해물 중에 발현된 DGAS를 수득하였다. 상기 수치는 DSF 분석으로부터 획득한 농도에 매우 근접하며, 이는 DSF 방법에 의해 효율적으로 E. coli에서 발현되는 재조합 단백질의 직접적인 정량이 가능함을 암시한다.Using purified DGAS as a model protein, a standard curve for the relationship between delta (fluorescence intensity) and protein concentration was obtained (Figures 3A and B). The protein concentration used ranged from 11.3 μg / ml to 0.133 mg / ml. At this time, the fluorescence intensity difference was increased with increasing protein concentration, and the coefficient of determination (R 2 value) between Δ (fluorescence intensity) and protein concentration was 0.986. This indicates that there is a close relationship between the two variables. And 0.12 ± 0.01 mg / ml of DGAS expressed in the recombinant cell lysate determined using DSF. The specific activity of the purified DGAS was calculated to be 59.09 ± 2.49 U / mg. The activity of the cell lysate was 6.75 ± 0.06 U / ml, which was expressed in the recombinant cell lysate at a concentration of 0.11 ± 0.00 mg / ml DGAS. These values are very close to the concentrations obtained from the DSF analysis suggesting that direct quantification of recombinant proteins expressed in E. coli is possible by the DSF method.

ThMA로 동일한 실험을 수행하였다(도 3C 및 D). Δ(형광세기)와 단백질 농도 사이 관계의 R2 값은 0.988이었으며, 이는 DGAS에 대한 결과에 매우 근접한 것이었다. 따라서, Δ(형광세기)와 단백질 농도는 또한 ThMA 발현에 대해 강한 상관관계를 나타내었다. 정제된 ThMA의 특이적 활성은 24.49±1.20 U/mg이었으며, 세포 용해물로부터 결정된 활성은 13.16±0.36 U/ml로, 재조합 세포 용해물에서 발현된 ThMA의 농도는 0.54±0.02 mg/ml이었다. 상기 수치는 DSF 실험으로부터 획득한 ThMA 농도 0.51±0.07 mg/ml와 일치하였다.The same experiment was performed with ThMA (Fig. 3C and D). The R 2 value of the relationship between Δ (fluorescence intensity) and protein concentration was 0.988, which was very close to the result for DGAS. Therefore, Δ (fluorescence intensity) and protein concentration also showed a strong correlation with ThMA expression. The specific activity of purified ThMA was 24.49 ± 1.20 U / mg, the determined activity from the cell lysate was 13.16 ± 0.36 U / ml, and the concentration of ThMA expressed in the recombinant cell lysate was 0.54 ± 0.02 mg / ml. The above values were in agreement with the ThMA concentration obtained from DSF experiments of 0.51 ± 0.07 mg / ml.

본 발명에 따른 정량 방법으로서, 세포 용해물을 이용한 DSF 측정에 의해 E. coli로부터 발현된 재조합 DGAS 및 ThMA 단백질에 대한 활성 및 정량데이터를 정리하여 하기 표 1에 나타내었다.As a quantitative method according to the present invention, activity and quantitative data for recombinant DGAS and ThMA protein expressed from E. coli by DSF measurement using cell lysate are summarized in Table 1 below.

Figure 112013064960014-pat00001
Figure 112013064960014-pat00001

상기 결과를 종합하면, 시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorometry; DSF)을 이용하여, 특정 단백질을 정량할 수 있으며, 특히 단백질의 정제과정 없이도 정량이 가능함을 확인하였다.
As a result, it was confirmed that a specific protein can be quantified using differential scanning fluorometry (DSF), and quantification can be performed without purification of protein.

이상의 설명으로부터, 본 발명이 속하는 기술분야의 당 업자는 본 발명이 그 기술적 사상이나 필수적 특징을 변경하지 않고서 다른 구체적인 형태로 실시될 수 있다는 것을 이해할 수 있을 것이다. 이와 관련하여, 이상에서 기술한 실시 예들은 모든 면에서 예시적인 것이며 한정적인 것이 아닌 것으로서 이해해야만 한다. 본 발명의 범위는 상기 상세한 설명보다는 후술하는 특허 청구범위의 의미 및 범위 그리고 그 등가 개념으로부터 도출되는 모든 변경 또는 변형된 형태가 본 발명의 범위에 포함되는 것으로 해석되어야 한다.From the above description, it will be understood by those skilled in the art that the present invention may be embodied in other specific forms without departing from the spirit or essential characteristics thereof. In this regard, it should be understood that the above-described embodiments are to be considered in all respects as illustrative and not restrictive. The scope of the present invention should be construed as being included in the scope of the present invention without departing from the scope of the present invention as defined by the appended claims.

Claims (14)

시차 주사 형광측정법(differential scanning fluorimetry; DSF)을 이용한 단백질 정량방법으로서,
(a) 목적 단백질, 및 소수성 부분을 포함함으로써 단백질의 소수성 부분에 대해 결합력을 갖고 자외선 내지 가시광선 범위에서 고유의 흡수 스펙트럼을 가지며, 가시광선 영역에서 고유의 형광 스펙트럼을 갖는 염료를 포함하는 시료용액을 준비하는 단계;
(b) 20 내지 100℃의 범위에서 온도를 변화시키면서 상기 염료의 형광파장에서 상기 시료용액으로부터의 형광세기를 측정하는 단계;
(c) 상기 측정된 형광세기의 최대값과 최소값의 차이를 도출하는 단계; 및
(d) 상기 (c) 단계로부터 도출된 값을 목적 단백질을 2개 이상의 상이한 기지농도로 포함하는 시료에 대한 측정값으로부터 작성한 표준곡선과 비교하는 단계를 포함하는 단백질 정량방법.
As a protein quantification method using differential scanning fluorimetry (DSF)
(a) a sample solution containing a dye having an intrinsic absorption spectrum in the ultraviolet to visible light range and having an intrinsic fluorescence spectrum in the visible light region, the protein having binding force to a hydrophobic portion of the protein by including a target protein and a hydrophobic portion; ;
(b) measuring fluorescence intensity from the sample solution at a fluorescence wavelength of the dye while changing the temperature in a range of 20 to 100 캜;
(c) deriving a difference between a maximum value and a minimum value of the measured fluorescence intensity; And
(d) comparing the value derived from step (c) with a standard curve drawn from measurements for a sample containing the target protein at two or more different known concentrations.
삭제delete 제1항에 있어서,
상기 단백질은 정제된 단백질 또는 세포 용해물에 포함된 단백질인 것인 단백질 정량방법.
The method according to claim 1,
Wherein the protein is a purified protein or a protein contained in a cell lysate.
제3항에 있어서,
상기 세포는 특정 단백질을 과발현하는 것인 단백질 정량방법.
The method of claim 3,
Wherein the cell overexpresses a specific protein.
제4항에 있어서,
상기 특정 단백질은 외래 도입된 단백질인 것인 단백질 정량방법.
5. The method of claim 4,
Wherein the specific protein is a foreign introduced protein.
제1항에 있어서,
상기 정량은 효소활성에 의해 측정된 농도와 비교하여 10% 이내의 오차범위로 측정되는 것이 특징인 단백질 정량방법.
The method according to claim 1,
Wherein said quantification is measured within an error range of less than 10% as compared to the concentration measured by enzyme activity.
제1항에 있어서,
상기 정량은 분석하고자 하는 단백질의 정제과정 없이 세포 용해물로부터 직접 측정되는 것이 특징인 단백질 정량방법.
The method according to claim 1,
Wherein the quantification is directly measured from the cell lysate without purification of the protein to be analyzed.
(a) 세포를 배양하여 재조합 단백질을 발현시키는 단계;
(b) 상기 (a) 단계의 세포 배양으로부터 세포를 포함하여 시료를 채취하는 단계;
(c) 상기 채취한 시료를 용해시킨 세포 용해물에, 소수성 부분을 포함함으로써 단백질의 소수성 부분에 대해 결합력을 갖고 자외선 내지 가시광선 범위에서 고유의 흡수 스펙트럼을 가지며, 가시광선 영역에서 고유의 형광 스펙트럼을 갖는 염료를 첨가하고 이의 시차 주사 형광(DSF)을 측정하는 단계;
(d) 상기 측정한 DSF로부터 형광세기의 최대값과 최소값의 차이를 도출하는 단계;
(e) 상기 (d) 단계로부터 도출된 값을 재조합 단백질을 2개 이상의 상이한 기지농도로 포함하는 시료에 대한 측정값으로부터 작성한 표준곡선과 비교하여 세포 용해물 내의 재조합 단백질을 정량하는 단계; 및
(f) 상기 정량된 수치를 정상 수치와 비교하여 비정상적으로 낮거나 높은 경우 배양조건이나 첨가물의 양의 조절 여부 또는 배양 지속 여부를 판단하는 단계를 포함하는, 재조합 단백질 생산 공정의 품질관리(quality control; QC) 방법.
(a) culturing a cell to express a recombinant protein;
(b) collecting a sample including cells from the cell culture of step (a);
(c) the cell lysate in which the collected sample is dissolved has a binding force to a hydrophobic part of the protein by including a hydrophobic part and has an intrinsic absorption spectrum in a range of ultraviolet to visible light, and has an intrinsic fluorescence spectrum Adding a dye having the formula: < RTI ID = 0.0 > (DSF) < / RTI >
(d) deriving a difference between a maximum value and a minimum value of fluorescence intensity from the measured DSF;
(e) quantifying the recombinant protein in the cell lysate by comparing the value derived from step (d) with a standard curve prepared from a measurement value for a sample containing the recombinant protein at two or more different known concentrations; And
(f) comparing the quantified value with a normal value to determine whether the culture condition or the amount of the additive is adjusted or whether the culture is continued if abnormally low or high, and the quality control of the recombinant protein production process ; QC) method.
제8항에 있어서,
상기 세포는 특정 단백질을 과발현하도록 조작된 것이 특징인 품질관리 방법.
9. The method of claim 8,
Wherein said cell is engineered to overexpress a specific protein.
제8항에 있어서,
상기 (b) 단계 내지 (d) 단계는 전체 세포 배양기간 동안 1회 내지 10회 반복하여 수행되는 것이 특징인 품질관리 방법.
9. The method of claim 8,
Wherein the steps (b) to (d) are repeated one to ten times during the entire cell culture period.
제8항에 있어서,
상기 품질관리는 측정시점까지 배양기간을 고려하여 (d) 단계에서 재조합 단백질 정량값이 일정 기준 미만인 경우, 세포의 재조합 단백질 생산능이 불량한 것으로 판단하는 것이 특징인 품질관리 방법.
9. The method of claim 8,
Wherein the quality control determines that the recombinant protein production capacity of the cell is poor when the quantification value of the recombinant protein is less than a predetermined standard in the step (d) considering the culture period until the measurement time.
(a) 분석하고자 하는 세포를 배양하는 단계;
(b) 상기 세포 배양으로부터 세포를 포함하여 시료를 채취하는 단계;
(c) 상기 채취한 시료를 용해시킨 세포 용해물에, 소수성 부분을 포함함으로써 단백질의 소수성 부분에 대해 결합력을 갖고 자외선 내지 가시광선 범위에서 고유의 흡수 스펙트럼을 가지며, 가시광선 영역에서 고유의 형광 스펙트럼을 갖는 염료를 첨가하고 이의 시차 주사 형광(DSF)을 측정하는 단계;
(d) 상기 DSF 곡선으로부터 Tm값(녹는점; melting temperature)의 존재 여부를 판단하는 단계; 및
(e) Tm값이 존재하는 경우 다른 세포 함유물에 비해 상대적으로 높은 수준으로 발현되는 특정한 단백질이 존재하는 것으로 판단하는 단계를 포함하는 DSF를 이용하여 특정 단백질을 과발현하는 세포의 스크리닝 방법.
(a) culturing a cell to be analyzed;
(b) collecting a sample including cells from the cell culture;
(c) the cell lysate in which the collected sample is dissolved has a binding force to a hydrophobic part of the protein by including a hydrophobic part and has an intrinsic absorption spectrum in a range of ultraviolet to visible light, and has an intrinsic fluorescence spectrum Adding a dye having the formula: < RTI ID = 0.0 > (DSF) < / RTI >
(d) determining whether a T m value (melting point) exists from the DSF curve; And
(e) determining the presence of a specific protein expressed at a relatively high level relative to other cell inclusions in the presence of the T m value, using a DSF.
제12항에 있어서,
상기 (d) 단계로부터 Tm값이 존재하는 것으로 판단된 시료에 대해 상기 Tm값으로부터 과발현되는 단백질의 후보군을 선발하는 단계를 추가로 포함하는 것인 스크리닝 방법.
13. The method of claim 12,
The method of screening comprises from step (d) the further step of selecting a candidate group of the protein over-expression from the T m values for the samples determined that the T m value is present.
제13항에 있어서,
상기 선발된 단백질 후보군에 대한 활성평가를 추가로 수행하여 단백질을 동정하는 단계를 추가로 포함하는 것이 특징인 스크리닝 방법.
14. The method of claim 13,
And further evaluating the activity of the selected protein candidate group to identify the protein.
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