JPH09201194A - New alpha-glucosidase and its production - Google Patents

New alpha-glucosidase and its production

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JPH09201194A
JPH09201194A JP3117096A JP3117096A JPH09201194A JP H09201194 A JPH09201194 A JP H09201194A JP 3117096 A JP3117096 A JP 3117096A JP 3117096 A JP3117096 A JP 3117096A JP H09201194 A JPH09201194 A JP H09201194A
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JP
Japan
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enzyme
glucosidase
optimum
stable
range
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Application number
JP3117096A
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Japanese (ja)
Inventor
Tomoyuki Nanbara
智之 南原
Kimiharu Okada
王春 岡田
Masaru Suzuki
勝 鈴木
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Kikkoman Corp
Original Assignee
Kikkoman Corp
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Publication date
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Abstract

PROBLEM TO BE SOLVED: To produce a new α-glucosidase, capable of hydrolyzing an α-glucoside bond and providing α-D-glucose and useful for measurement, etc., of α-amylase activities by culturing a strain, belonging to the genus Bacillus and having the ability to produce the specific α-glucosidase. SOLUTION: This new α-glucosidase has functions to hydrolyze an α-glucoside bond and produce α-glucose, is capable of acting on maltooligosaccharide having the polymerization degree ranging from maltose to maltooctaose, a p- nitrophenyl-α-D-glucopyranoside, a p-nitrophenyl-α-D-maltoside, a p-nitrophenyl-α- D-maltopentaoside and nigerose without acting on isomaltose and kojibiose, has 6.5-7.0 optimum pH, 50-55 deg.C optimum temperature and about 42,000±5000 (measured by a gel filtration method) and is useful for measurement, etc., of α-amylase activities. The enzyme is obtained from a cultured product of a strain belonging to the genus Bacillus and having the ability to produce the α-glucosidase.

Description

【発明の詳細な説明】Detailed Description of the Invention

【0001】[0001]

【発明の属する技術分野】本発明は、マルトースからマ
ルトオクタオースまでの重合度を持つマルトオリゴサッ
カライド、パラニトロフェニル−α−D−グルコピラノ
シド(以下、PNPGという)、パラニトロフェニル−
α−D−マルトシド(以下、PNPG2という)、パラ
ニトロフェニル−α−D−マルトペンタオシド(以下、
PNPG5という)、ニゲロースなどに作用してα−D
−グルコシド結合を加水分解してα−D−グルコースを
生成するが、イソマルトース、コージビオースには作用
しない基質特異性を有し、耐熱性、pH安定性に優れ、
また作用適温の範囲が実用測定付近にある、α−アミラ
ーゼ活性測定やクロルイオンの定量の際の共役酵素など
として有用な、新規なα−グルコシダーゼ及びその製造
方法に関する。
TECHNICAL FIELD The present invention relates to maltooligosaccharides having a degree of polymerization of maltose to maltooctaose, paranitrophenyl-α-D-glucopyranoside (hereinafter referred to as PNPG), and paranitrophenyl-.
α-D-maltoside (hereinafter referred to as PNPG2), para-nitrophenyl-α-D-maltopentaoside (hereinafter, referred to as
PNPG5), acting on nigerose etc., α-D
-It hydrolyzes a glucoside bond to produce α-D-glucose, but has a substrate specificity that does not act on isomaltose and kojibiose, and has excellent heat resistance and pH stability,
Further, the present invention relates to a novel α-glucosidase useful as a conjugate enzyme in the α-amylase activity measurement and the quantification of chloride ion, which has a suitable temperature range for practical use, and a method for producing the same.

【0002】[0002]

【従来の技術】α−グルコシダーゼは、広く生物界に存
在し、酵母、糸状菌、細菌類、哺乳動物、植物種子等に
存在していることが知られている。また、これらα−グ
ルコシダーゼの耐熱性、至適pH、基質特異性等の酵素
的諸性質は多様である。従来知られているマルトース及
びPNPGを加水分解するα−グルコシダーゼとして
は、バイオサイエンス バイオテクノロジー バイオケ
ミストリー(Biosci.Biotech.Bioc
hem.)第57巻、第11号、第1902−1905
頁、1993年、に記載の酵母由来のもの、デンプン
カガク(Denpun Kagaku)第36巻、第3
号、第181〜187頁、同第189〜195頁、19
89年、に記載の米由来のもの、バイオケミカ バイオ
フィジカ アクタ(Biochimica et Bi
ophysica Acta)第787巻、第281〜
289頁、1984年、に記載のバチルス、ステアロサ
ーモフィラス(Bacillus stearothe
rmophilus)由来のものなどが知られている。
また、市販酵素として、酵母由来のもの(シグマ社、東
洋紡績(株))、米由来のもの(シグマ社)、そして微
生物由来のもの(東洋紡績(株))などがある。
2. Description of the Related Art It is known that α-glucosidase is widely present in the living world and is present in yeast, filamentous fungi, bacteria, mammals, plant seeds and the like. Further, these α-glucosidases have various enzymatic properties such as heat resistance, optimum pH and substrate specificity. Examples of conventionally known α-glucosidases that hydrolyze maltose and PNPG include bioscience, biotechnology and biochemistry (Biosci. Biotech. Bioc.
hem. ) Vol. 57, No. 11, 1902-1905
Yeast-Derived, Starch, pp. 1993
Kamen (Denpun Kagaku) Volume 36, Volume 3
Pp. 181-187, 189-195, 19
1989, derived from rice, Biochemica Biophysica Actor (Biochimica et Bi
Ophysica Acta) Volume 787, Volume 281-
289, 1984, Bacillus stearothermophilus.
Those derived from rmophilus) are known.
In addition, examples of commercially available enzymes include those derived from yeast (Sigma Co., Toyobo Co., Ltd.), those derived from rice (Sigma Co.), and microorganisms (Toyobo Co., Ltd.).

【0003】しかしながら、前記のα−グルコシダーゼ
において、酵母由来のα−グルコシダーゼは、熱、p
H、阻害剤などに対する安定性に欠け、酵素製造や常温
での使用に際して支障をきたす。また米由来の酵素は、
植物種子由来酵素であり、製造に時間を要すること、そ
してその酵素の性質において、至適pHが酸性側である
ため、中性付近での使用には不向きである。さらにまた
バチルス ステアロサーモフィラス由来酵素は、耐熱性
に優れているものの、至適温度が約70℃付近にあるの
で、一般的な酵素反応の際に行われる37℃付近での反
応では、多量の酵素を用いる必要がある。
However, among the above-mentioned α-glucosidases, α-glucosidase derived from yeast is heat,
It lacks stability against H, inhibitors, etc. and causes problems in enzyme production and use at room temperature. The rice-derived enzyme is
Since it is a plant seed-derived enzyme, it takes time to produce it, and the nature of the enzyme is not suitable for use in the vicinity of neutrality because the optimum pH is on the acidic side. Furthermore, the Bacillus stearothermophilus-derived enzyme has excellent heat resistance, but since the optimum temperature is around 70 ° C, the reaction at around 37 ° C, which is a general enzyme reaction, It is necessary to use a large amount of enzyme.

【0004】[0004]

【発明が解決しようとする課題】本発明は、前述した従
来のα−グルコシダーゼが有する欠点を克服し、例え
ば、α−アミラーゼ活性測定、クロルイオンの定量など
の際に用いられる共役酵素として、またマルトースなど
のマルトオリゴサッカライドの測定並びに消去用酵素と
して、あるいはオリゴ糖類からのグルコース、並びにフ
ルクトースなどの単糖類糖の生成などの工業的生産にお
いて使用可能なα−グルコシダーゼ、及びこの酵素を安
価に、そして容易に製造する方法を提供することを目的
としてなされたものである。
The present invention overcomes the drawbacks of the above-mentioned conventional α-glucosidases, and, for example, as a conjugated enzyme used in the measurement of α-amylase activity, quantification of chloride ion, etc. Α-Glucosidase that can be used as an enzyme for measuring and eliminating maltooligosaccharides such as maltose and as an enzyme for elimination, or in industrial production such as production of glucose from oligosaccharides, and monosaccharide sugars such as fructose, and this enzyme at low cost, and The purpose of the invention is to provide a method for easily manufacturing.

【0005】[0005]

【課題を解決するための手段】本発明者らは、前記目的
を達成すべく広く自然界よりα−グルコシダーゼを生産
し得る微生物の検索を行った結果、土壌中より分離した
バチルス(Bacillus)属に属する一菌株が、マ
ルトースからマルトオクタオースまでの重合度を持つマ
ルトオリゴサッカライド、PNPG、PNPG2、PN
PG5、ニゲロースに作用するが、イソマルトース、コ
ージビオース、には作用しない、安定性に優れ、しかも
作用適温の範囲を実用測定付近にもつ新規なα−グルコ
シダーゼを生産することを見出し、この知見に基づき本
発明を完成するに至った。
Means for Solving the Problems As a result of a search for microorganisms capable of producing α-glucosidase widely from nature in order to achieve the above-mentioned object, the present inventors have found that it belongs to the genus Bacillus isolated from soil. One strain belonging to is maltooligosaccharide, PNPG, PNPG2, PN having a polymerization degree from maltose to maltooctaose.
Based on this finding, it was found that a novel α-glucosidase that acts on PG5 and nigerose, but does not act on isomaltose and cordiose, has excellent stability and has a suitable action temperature range in the vicinity of practical measurement is produced. The present invention has been completed.

【0006】すなわち、本発明は下記の理化学的性質、 (a)作用:α−グルコシド結合を加水分解して、α−
D−グルコースを生成する。 (b)基質特異性:マルトースからマルトオクタオース
までの重合度を持つマルトオリゴサッカライド、パラニ
トロフェニル−α−D−グルコピラノシド、パラニトロ
フェニル−α−D−マルトシド、パラニトロフェニル−
α−D−マルトペンタオシド、ニゲロースに作用する
が、イソマルトース、コージビオースには作用しない。 (c)至適pH及び安定pH範囲:至適pHは6.5〜
7.0近辺であり、安定pH範囲は、0.2%牛血清ア
ルブミン存在下で25℃、20時間処理で、pH6.0
〜10.5である。 (d)作用適温の範囲:作用適温の範囲は、50−55
℃近辺である。 (e)pH、温度などによる失活の条件:0.2%牛血
清アルブミン存在下で25℃、20時間処理で、pH
6.0〜10.5の範囲で安定であり、pH4.5以下
又はpH11以上で失活する。また熱安定性は、pH
7.0、30分処理で55℃まで安定であり、65℃以
上で完全に失活する。 (f)分子量:約42,000±5,000(ゲルろ過
法)。 (g)阻害剤処理の影響:0.2%牛血清アルブミン存
在下、pH7.0、25℃、1時間の阻害剤処理処理に
より、銅、水銀及び銀の重金属イオンおよびドデシル硫
酸ナトリウム、p−クロロメルクリ安息香酸により失活
する。 (h)Km値:パラニトロフェニル−α−D−グルコピ
ラノシドを基質とし、pH7.0、37℃におけるKm
値は、2.8×10-3Mである。を有する新規なα−グ
ルコシダーゼであり、またバチルス属に属し、前記の理
化学的性質を有するα−グルコシダーゼ生産能を有する
菌株を培地に培養し、その培養物から該α−グルコシダ
ーゼを採取することを特徴とする前記α−グルコシダー
ゼの製造法である。以下、本発明を詳細に説明する。
That is, the present invention has the following physicochemical properties: (a) Action: α-glucoside bond is hydrolyzed to give α-glucoside bond.
It produces D-glucose. (B) Substrate specificity: maltooligosaccharides having a degree of polymerization from maltose to maltooctaose, paranitrophenyl-α-D-glucopyranoside, paranitrophenyl-α-D-maltoside, paranitrophenyl-
It acts on α-D-maltopentaoside and nigerose, but does not act on isomaltose and cordiose. (C) Optimum pH and stable pH range: The optimum pH is 6.5.
It is around 7.0 and the stable pH range is pH 6.0 when treated at 25 ° C. for 20 hours in the presence of 0.2% bovine serum albumin.
110.5. (D) Optimum temperature range of action: The optimum temperature range of action is 50-55.
It is around ℃. (E) Conditions of inactivation due to pH, temperature, etc .: pH at 20 ° C. for 20 hours at 25 ° C. in the presence of 0.2% bovine serum albumin
It is stable in the range of 6.0 to 10.5 and deactivates at pH 4.5 or lower or pH 11 or higher. Also, the thermal stability is pH
It is stable up to 55 ° C after treatment for 7.0 minutes, and completely deactivates at 65 ° C or higher. (F) Molecular weight: about 42,000 ± 5,000 (gel filtration method). (G) Effect of inhibitor treatment: In the presence of 0.2% bovine serum albumin, pH 7.0, 25 ° C, 1 hour inhibitor treatment, copper, mercury and silver heavy metal ions and sodium dodecyl sulfate, p- Deactivated by chloromercuribenzoic acid. (H) Km value: Km at pH 7.0 and 37 ° C. using para-nitrophenyl-α-D-glucopyranoside as a substrate.
The value is 2.8 × 10 −3 M. It is a novel α-glucosidase having, also belonging to the genus Bacillus, culturing a strain having an α-glucosidase-producing ability having the physicochemical properties in a medium, and collecting the α-glucosidase from the culture. A method for producing the above-mentioned α-glucosidase, which is characterized. Hereinafter, the present invention will be described in detail.

【0007】[0007]

【発明の実施の形態】まず、本発明の新規な酵素、α−
グルコシダーゼ(以下、本酵素という)の理化学的性質
の詳細は以下の通りである。
BEST MODE FOR CARRYING OUT THE INVENTION First, a novel enzyme of the present invention, α-
Details of physicochemical properties of glucosidase (hereinafter referred to as the present enzyme) are as follows.

【0008】(1)作用:本酵素は、α−グルコシド結
合をもつ配糖体もしくは少糖類を、その非還元末端側か
ら加水分解し、α−D−グルコースを生成する。
(1) Action: This enzyme hydrolyzes a glycoside or an oligosaccharide having an α-glucoside bond from its non-reducing terminal side to produce α-D-glucose.

【0009】(2)基質特異性:マルトースからマルト
オクタオースまでの重合度を持つマルトオリゴサッカラ
イド、PNPG、PNPG2、PNPG5、ニゲロース
に作用するが、イソマルトース、コージビオースには作
用しない。PNPGのグルコース生成量を100とした
ときの本酵素の各種基質に対する相対活性を調べた結果
の一例を表1に示す。
(2) Substrate specificity: acts on maltooligosaccharides having a degree of polymerization of maltose to maltooctaose, PNPG, PNPG2, PNPG5 and nigerose, but does not act on isomaltose and kojibiose. Table 1 shows an example of the results of examining the relative activity of the enzyme with respect to various substrates when the glucose production amount of PNPG is 100.

【0010】[0010]

【表1】 [Table 1]

【0011】なお、相対活性の測定条件及び方法は、次
の通りである。各基質(20mM)0.11ml、0.
1%牛血清アルブミン(以下、BSAという)含有10
0mMリン酸カリウム緩衝液(pH7.0)0.49m
l、蒸留水0.39mlを混和し、37℃、5分間プレ
インキュベーションを行った。その後、BSA 0.1
%を含む100mMリン酸カリウム緩衝液(pH7.
0)で希釈した本酵素液(0.0826mg/ml)を
0.01ml反応液に添加、37℃、15分間正確に加
水分解反応を行った。反応時間終了後、沸騰水中に反応
液の入った試験管を投入し、酵素反応を止め、生成した
グルコース量を、グルコースCIIテストワコー(和光
純薬社製)を用いてグルコースオキシダーゼ法により測
定した。
The conditions and method for measuring the relative activity are as follows. 0.11 ml of each substrate (20 mM), 0.
Contains 1% bovine serum albumin (hereinafter referred to as BSA) 10
0 mM potassium phosphate buffer (pH 7.0) 0.49 m
1 and 0.39 ml of distilled water were mixed and preincubated at 37 ° C. for 5 minutes. Then BSA 0.1
% Potassium phosphate buffer (pH 7.
This enzyme solution (0.0826 mg / ml) diluted with 0) was added to 0.01 ml of the reaction solution, and the hydrolysis reaction was accurately performed at 37 ° C for 15 minutes. After completion of the reaction time, a test tube containing the reaction solution was put into boiling water to stop the enzymatic reaction, and the amount of glucose produced was measured by the glucose oxidase method using Glucose CII Test Wako (manufactured by Wako Pure Chemical Industries, Ltd.). .

【0012】(3)至適pH及び安定pH範囲:至適p
Hは、緩衝液として、100mM 酢酸−酢酸ナトリウ
ム緩衝液(pH3.5〜5.5)、100mM MES
−水酸化ナトリウム緩衝液(pH 5.5〜7.0)、
100mM HEPES−水酸化ナトリウム緩衝液(p
H 7.0〜8.0)、100mM TAPS−水酸化
ナトリウム緩衝液(pH 8.0〜9.0)、100m
M CHES−水酸化ナトリウム緩衝液(pH 9.0
〜10.0)、100mM CAPS−水酸化ナトリウ
ム緩衝液(pH 10.0〜11.0)を用いた。活性
測定は各緩衝液0.7ml、20mM PNPG溶液
0.25mlを添加後、37℃、5分間のプレインキュ
ベーションを行い、その後、酵素液(0.000033
mg/mlに濃度を調製し、希釈緩衝液として、0.2
%BSA含有10mMリン酸カリウム緩衝液pH7.0
を使用)0.05mlを添加し、正確に37℃、15分
間反応を行った。反応時間経過後、0.2M炭酸ナトリ
ウム液1mlを添加、反応を停止させ、生成したパラニ
トロフェノールを発色させた後、その生成量を日立分光
光度計(U−2000A 日立社製)を用いて400n
mにおける吸光度を測定することにより求めた。その結
果は、図1に示すとおりであり、本酵素の至適pHは、
6.5〜7.0近辺である。
(3) Optimum pH and stable pH range: optimum p
H is 100 mM acetic acid-sodium acetate buffer (pH 3.5 to 5.5), 100 mM MES as a buffer.
-Sodium hydroxide buffer (pH 5.5-7.0),
100 mM HEPES-sodium hydroxide buffer (p
H 7.0-8.0), 100 mM TAPS-sodium hydroxide buffer (pH 8.0-9.0), 100 m
M CHES-sodium hydroxide buffer (pH 9.0)
.About.10.0), and 100 mM CAPS-sodium hydroxide buffer solution (pH 10.0 to 11.0) were used. Activity is measured by 0.7 ml of each buffer, 20 mM PNPG solution
After adding 0.25 ml, preincubation was carried out at 37 ° C. for 5 minutes, and then the enzyme solution (0.000033) was added.
Adjust the concentration to mg / ml and use 0.2% as the dilution buffer.
% BSA-containing 10 mM potassium phosphate buffer pH 7.0
0.05 ml was added, and the reaction was carried out exactly at 37 ° C. for 15 minutes. After the lapse of the reaction time, 1 ml of 0.2 M sodium carbonate solution was added to stop the reaction, and the produced para-nitrophenol was colored, and the produced amount was measured using a Hitachi spectrophotometer (U-2000A manufactured by Hitachi Ltd.). 400n
It was determined by measuring the absorbance at m. The results are shown in Fig. 1, and the optimum pH of this enzyme is
It is around 6.5 to 7.0.

【0013】また、安定pH範囲は、緩衝液として、1
00mM 酢酸−酢酸ナトリウム緩衝液(pH 3.5〜
5.5)、100mM MES−水酸化ナトリウム緩衝
液(pH 5.5〜7.0)、100mM HEPES
−水酸化ナトリウム緩衝液(pH 7.0〜8.0)、
100mM TAPS−水酸化ナトリウム緩衝液(pH
8.0〜9.0)、100mM CHES−水酸化ナ
トリウム緩衝液(pH9.0〜10.0)、100mM
CAPS−水酸化ナトリウム緩衝液(pH10.0〜
11.0)、100mMリン酸カリウム緩衝液(pH
6.5〜8.0)及び100mM トリス−塩酸緩衝液
(pH7.5〜9.0)を用いた。各緩衝液0.05m
lに、0.34mg/mlの酵素0.01ml、0.5
%BSA 0.04mlを添加し、25℃で20時間処
理を行った。処理後0.2%BSA含有100mMリン
酸カリウム緩衝液pH7.0で500倍に希釈し10分
放置後、その酵素活性を定法により測定し、その酵素活
性残存度を求めた。その結果は、図2に示すとおりであ
り、本酵素の安定pH範囲はpH6.0〜10.5であ
る。
The stable pH range of the buffer solution is 1
00 mM acetic acid-sodium acetate buffer (pH 3.5-
5.5), 100 mM MES-sodium hydroxide buffer (pH 5.5 to 7.0), 100 mM HEPES
-Sodium hydroxide buffer (pH 7.0-8.0),
100 mM TAPS-sodium hydroxide buffer (pH
8.0-9.0), 100 mM CHES-sodium hydroxide buffer (pH 9.0-10.0), 100 mM
CAPS-sodium hydroxide buffer (pH 10.0-
11.0), 100 mM potassium phosphate buffer (pH
6.5-8.0) and 100 mM Tris-HCl buffer (pH 7.5-9.0) were used. Each buffer 0.05m
0.01 ml of 0.34 mg / ml enzyme, 0.5
% BSA (0.04 ml) was added, and the mixture was treated at 25 ° C. for 20 hours. After the treatment, it was diluted 500-fold with a 100 mM potassium phosphate buffer solution pH 7.0 containing 0.2% BSA, allowed to stand for 10 minutes, and its enzyme activity was measured by a conventional method to determine the residual enzyme activity. The results are shown in Fig. 2, and the stable pH range of the present enzyme is pH 6.0 to 10.5.

【0014】(4)作用適温の範囲:後述する力価測定
法における基質、酵素混合液を用い、種々の温度にて本
酵素の力価を測定した。その結果は、図3に示す通りで
あり、本酵素の作用適温の範囲は50−55℃付近であ
り、また40℃付近においても最大活性の約80%の値
を示す。
(4) Optimum temperature range of action: The titer of this enzyme was measured at various temperatures using a mixture of substrate and enzyme in the titer determination method described later. The results are as shown in FIG. 3. The optimum temperature range for the action of the enzyme is around 50-55 ° C., and it shows a value of about 80% of the maximum activity even at around 40 ° C.

【0015】(5)pH、温度等による失活の条件:本
酵素は、0.2%BSA存在下25℃、20時間処理
で、pH6.0〜10.5の範囲で安定であり、図2に
示すように、pH4.5以下及びpH11以上で20%
以上が失活する。また、熱安定性については、緩衝液と
して100mMリン酸カリウム緩衝液pH7.0で酵素
濃度を0.0782mg/mlとなるように調整した
後、各温度にて30分間インキュベーションを行った。
インキュベーション後、0.2%BSA含有10mMリ
ン酸カリウム緩衝液pH7.0で500倍希釈してその
酵素活性を定法により測定し、その酵素活性残存度を求
めた。その結果は、図4に示すとおりであり、本酵素
は、本条件で55℃まで安定であり、pH7.0、30
分処理で65℃以上で完全に失活する。
(5) Conditions for inactivation due to pH, temperature, etc .: This enzyme is stable in the range of pH 6.0 to 10.5 when treated at 25 ° C. for 20 hours in the presence of 0.2% BSA. As shown in 2, 20% at pH 4.5 or below and pH 11 or above
The above is deactivated. Regarding the thermostability, 100 mM potassium phosphate buffer (pH 7.0) was used as a buffer and the enzyme concentration was adjusted to 0.0782 mg / ml, followed by incubation at each temperature for 30 minutes.
After the incubation, the enzyme activity was measured 500 times with a 10 mM potassium phosphate buffer (pH 7.0) containing 0.2% BSA, and the enzyme activity was measured by a standard method to determine the residual enzyme activity. The results are shown in FIG. 4, and the present enzyme is stable under these conditions up to 55 ° C. and has a pH of 7.0, 30.
It is completely deactivated at a temperature of 65 ° C or higher by minute treatment.

【0016】(6)分子量:TSKgel G3000
SWXL(東ソー社製)によるゲルろ過法で、分子量は
約42,000±5,000と算出された。また、SD
S−ポリアクリルアミドゲル電気泳動法(使用ゲル:マ
ルチゲル10−20、第一化学社製アクリルアミド勾配
10−20%のグラジエントゲル)により電気泳動を行
った結果、図5に示すごとく単一のバンドが得られ、十
分純化精製されていることが確認された。またその分子
量は57,500と算出され、ゲルろ過法の結果と併
せ、本酵素はモノマー構造であると判断した。
(6) Molecular weight: TSKgel G3000
The molecular weight was calculated to be about 42,000 ± 5,000 by the gel filtration method using SWXL (manufactured by Tosoh Corporation). Also, SD
As a result of electrophoresis by S-polyacrylamide gel electrophoresis (using gel: Multi-gel 10-20, Daiichi Kagaku Co., Ltd. acrylamide gradient 10-20% gradient gel), a single band was obtained as shown in FIG. It was confirmed that it was obtained and sufficiently purified. Its molecular weight was calculated to be 57,500, and together with the results of the gel filtration method, it was determined that this enzyme has a monomer structure.

【0017】(7)阻害剤処理の影響:各種阻害剤処理
による影響は、以下の方法で行った。先ず22mMの各
阻害剤0.01ml(ただし、界面活性剤においては
1.1%)に、0.017mg/mlの酵素液を含む
0.2%BSA含有100mMHEPES−水酸化ナト
リウム緩衝液pH7.0を0.1ml添加し、25℃、
1時間の処理を行った。次いで前記処理後、0.2%B
SA含有10mMリン酸カリウム緩衝液(pH7.0)
を用いて200倍に希釈し、その酵素残存活性度を後述
の活性測定法により求めた。その結果は、表2に示すと
おりであり、本酵素は、銅、水銀、銀の重金属イオン及
びドデシル硫酸ナトリウム(SDS)、p−クロロメル
クリ安息香酸(PCMB)により失活する。
(7) Effect of inhibitor treatment: The influence of various inhibitor treatments was carried out by the following method. First, 0.01 mM of 22 mM of each inhibitor (however, 1.1% in the case of a surfactant), 0.2 mM BSA-containing 100 mM HEPES-sodium hydroxide buffer pH 7.0 containing 0.017 mg / ml of enzyme solution was added. 0.1 ml was added,
The treatment was carried out for 1 hour. Then, after the above treatment, 0.2% B
SA-containing 10 mM potassium phosphate buffer (pH 7.0)
Was diluted 200 times and the residual enzyme activity was determined by the activity measuring method described below. The results are shown in Table 2, and the enzyme is inactivated by heavy metal ions of copper, mercury, silver, sodium dodecyl sulfate (SDS), and p-chloromercuribenzoic acid (PCMB).

【0018】[0018]

【表2】 [Table 2]

【0019】(8)Km値 ラインウエーバー・バークのプロットからKm値は、P
NPGを基質としてpH7.0、37℃において、2.
8×10-3Mである。
(8) Km value From the line Weber-Burk plot, the Km value is P
1. NPG as a substrate at pH 7.0 and 37 ° C.
It is 8 × 10 −3 M.

【0020】(9)力価の測定法:本酵素の力価の測定
は、下記の方法で行い、PNPGより1分間に1μmo
lのパラニトロフェノールを遊離する酵素量を1単位
(U)とした。
(9) Method for measuring titer: The titer of this enzyme was measured by the following method, and 1 μmo / min was measured from PNPG.
The amount of enzyme that liberates 1 para-nitrophenol was defined as 1 unit (U).

【0021】1液;基質液 20mM PNPG溶液 PNPG 0.603gを蒸留水に溶解し、100ml
とした。 2液;緩衝液 0.1M リン酸カリウム緩衝液pH7.0 1M−リン酸1カリウム液と1M−リン酸2カリウム液
を混合してpH7.0に調整した。 3液;反応停止液 0.2M 炭酸ナトリウム液 21.2gの無水炭酸ナトリウムを蒸留水に溶解し10
00mlとした。 酵素希釈液 0.2%BSA含有0.01M リン酸カリウム緩衝液
pH7.0を調製した。
1 solution: Substrate solution 20 mM PNPG solution 0.603 g of PNPG was dissolved in distilled water to obtain 100 ml.
And 2 solution; buffer solution 0.1M potassium phosphate buffer solution pH 7.0 1M-potassium phosphate solution and 1M-dipotassium phosphate solution were mixed to adjust to pH 7.0. 3 solution: Reaction stop solution 0.2 M sodium carbonate solution 21.2 g of anhydrous sodium carbonate was dissolved in distilled water and 10
00 ml. Enzyme diluent A 0.01 M potassium phosphate buffer (pH 7.0) containing 0.2% BSA was prepared.

【0022】(測定手順)先ず、前記した1液 0.2
5ml、2液 0.5mlを混合し、37℃にて5分間
プレインキュベーションした後、該プレインキュベーシ
ョンした液と0.005〜0.02U/ml付近に調整
した酵素液0.25mlを混合し、37℃において15
分間正確に反応させた。次いで、反応時間終了後、3液
1mlを添加して反応を停止させ、パラニトロフェノー
ルを発色させ、発色液を日立分光光度計(U−2000
A、日立社製)で400nmにおけるサンプルの吸光度
を測定した。なお、ブランク値の測定は、基質液、緩衝
液を混合、プレインキュベーションの後、酵素液を添加
せず正確に15分間インキュベーションを行い、3液1
mlを添加し、その後に酵素液を添加してブランク吸光
度を測定した。
(Measurement procedure) First, the above-mentioned 1 liquid 0.2
5 ml, 2 solutions 0.5 ml were mixed, pre-incubated at 37 ° C. for 5 minutes, and then the pre-incubated solution was mixed with 0.25 ml of enzyme solution adjusted to about 0.005-0.02 U / ml, 15 at 37 ° C
Allowed to react accurately for minutes. Then, after the reaction time is over, 1 ml of the 3rd solution is added to stop the reaction, and the para-nitrophenol is allowed to develop color.
(A, manufactured by Hitachi Ltd.), the absorbance of the sample at 400 nm was measured. In addition, the blank value is measured by mixing the substrate solution and the buffer solution, pre-incubating, and then incubating for 15 minutes exactly without adding the enzyme solution.
ml was added, and then the enzyme solution was added to measure the blank absorbance.

【0023】(力価の計算)前記の測定法で求めたサン
プル吸光度、ブランク吸光度の各値から、下記の計算式
数1によって力価を求めた。
(Calculation of titer) From the respective values of the sample absorbance and the blank absorbance determined by the above-mentioned measuring method, the titer was determined by the following formula 1.

【0024】[0024]

【数1】 [Equation 1]

【0025】(10)精製方法:本酵素の単離、精製は
常法に従って行うことができ、例えば、硫安塩析法、有
機溶媒沈殿法、イオン交換クロマトグラフ法、ゲルろ過
クロマトグラフ法、吸着クロマトグラフ法、アフィニテ
ィークロマトグラフ法、電気泳動法、疎水クロマトグラ
フ法などを単独、あるいは適切に組み合わせて用いられ
る。
(10) Purification method: The present enzyme can be isolated and purified by a conventional method, for example, ammonium sulfate salting-out method, organic solvent precipitation method, ion exchange chromatography method, gel filtration chromatography method, adsorption method. The chromatographic method, the affinity chromatographic method, the electrophoretic method, the hydrophobic chromatographic method and the like can be used alone or in an appropriate combination.

【0026】本発明の酵素の主要な理化学的性質は前記
の通りであるが、この酵素が新規である根拠を次に示
す。前述のごとく、従来から微生物由来などの種々のα
−グルコシダーゼが見出されているが、ここで本酵素と
それら公知酵素の主要な理化学的性質を表3に示して比
較する。
The main physicochemical properties of the enzyme of the present invention are as described above, and the reason why this enzyme is novel is shown below. As mentioned above, various αs derived from microorganisms have been used.
-Glucosidases have been found, where the major physicochemical properties of this enzyme and those known enzymes are shown in Table 3 for comparison.

【0027】[0027]

【表3】 [Table 3]

【0028】なお、表3中、(注1)の酵母由来α−グ
ルコシダーゼのデータは、バイオサイエンス バイオテ
クノロジー バイオケミストリー(Biosci.Bi
otech.Biochem.)第57巻、第11号、
第1902−1905頁、1993年から、また、(注
2)のバチルス ステアロサーモフィラス(Bacil
lus stearothermophilus)由来
α−グルコシダーゼのデータは、バイオケミカ バイオ
フィジカ アクタ(Biochimica et Bi
ophysica Acta)第787巻、第281〜
289頁、1984年から、さらにまた、(注3)の米
由来α−グルコシダーゼのデータは、デンプン カガク
(Denpun Kagaku)第36巻、第3号、第
181〜187頁、同第189〜195頁、1989年
よりそれぞれ引用した。
In Table 3, the data on the yeast-derived α-glucosidase (Note 1) is shown in Bioscience Biotechnology Biochemistry (Biosci. Bi).
otech. Biochem. ) Volume 57, Issue 11,
Pp. 1902-1905, 1993, and (Note 2) Bacillus stearothermophilus (Bacil)
The data of α-glucosidase derived from L. stearothermophilus is shown in Biochemica Biophysica Actor (Biochimica et Bi).
Ophysica Acta) Volume 787, Volume 281-
289, 1984, and data for α-glucosidase derived from rice in (Note 3) are further described in Starch Kagaku (Denpun Kagaku) Vol. 36, No. 3, 181-187, 189-195. , 1989 respectively.

【0029】表3からわかるように、本酵素は、その基
質特異性において、マルトペンタオース以上マルトオク
タオースまでの重合度を持つマルトオリゴ糖にも良く作
用し、また可溶性澱粉にも作用すること、また熱安定
性、pH安定性に優れていることから、酵母由来酵素と
は異なるものであり、このように本酵素は安定であるこ
とから、例えば該酵素の使用及び製造などの際に極めて
有利である。また本酵素は、米由来酵素とは異なり至適
pHが中性付近にあるので中性付近での使用に適してい
る。また本酵素はバチルス ステアロサーモフィラス
(Bacillus stearothermophi
lus)由来酵素とは異なり、至適温度が50−55℃
付近であり、また40℃付近での活性がその最大活性の
約80%を示すので、一般に行われる30℃あるいは3
7℃などでの酵素反応に用いられる共役、測定、消去用
などの酵素として有用である。これらのことから、本発
明酵素は従来にはない有用な性質を有する新規なα−グ
ルコシダーゼである。
As can be seen from Table 3, in terms of its substrate specificity, this enzyme acts well on maltooligosaccharides having a degree of polymerization of maltopentaose to maltooctaose and also on soluble starch. Further, since it is excellent in heat stability and pH stability, it is different from the yeast-derived enzyme. Since the present enzyme is stable in this way, it is extremely advantageous in the use and production of the enzyme. Is. Further, unlike the rice-derived enzyme, this enzyme has an optimum pH in the vicinity of neutrality, and thus is suitable for use in the vicinity of neutrality. This enzyme is also used in Bacillus stearothermophilus.
Unlike the enzyme derived from lus), the optimum temperature is 50-55 ° C.
Since the activity at around 40 ° C shows about 80% of its maximum activity, it is generally performed at 30 ° C or 3 ° C.
It is useful as an enzyme for conjugation, measurement, elimination, etc. used for enzyme reaction at 7 ° C or the like. From these facts, the enzyme of the present invention is a novel α-glucosidase having a useful property that has not been heretofore available.

【0030】次に、本酵素の製造方法について説明す
る。先ず、使用される菌としてはバチルス属に属し、本
酵素生産能を有する菌株であればいかなる菌でもよく、
またこれらの菌の変種又は変異株でもよい。そして、そ
の微生物の具体例としては、バチルス エスピー(Ba
cillus sp.)KS−41Bが挙げられ、該菌
株の変種又は変異株も用いることができる。このバチル
ス エスピー KS−41Bは本発明者らが熊本県内の
土壌より採取して得た菌株であり、その菌学的性質は以
下に示すとおりである。なお菌学的性質の同定のための
実験は、主として長谷川武治編著「微生物の分類と同定
東京大学出版会(1975年)によって行った。また分類同
定の基準として、バージーズ マニュアル オブ デタ
ーミネィテブ バクテリオロジー(第8版)(1974
年)を参考にした。
Next, the method for producing the present enzyme will be described. First, as a bacterium to be used, any bacterium belonging to the genus Bacillus may be used as long as it is a strain having the ability to produce this enzyme,
Further, it may be a variant or mutant strain of these bacteria. And as a specific example of the microorganism, Bacillus sp.
cillus sp. ) KS-41B, and variants or mutants of the strain can also be used. This Bacillus sp. KS-41B is a strain obtained by the present inventors from soil in Kumamoto prefecture, and its mycological properties are as shown below. The experiments for identifying the mycological properties were conducted mainly by Takeshi Hasegawa, “Classification and Identification of Microorganisms, The University of Tokyo Press (1975). As a criterion for classification and identification, the Vergiz Manual of Determinative Bacteriology (No. 1) was used. 8th edition (1974
Year).

【0031】バチルス エスピー KS−41Bの菌学
的性質 (A)形態的性質 顕微鏡的観察(肉汁寒天培地(pH7.0)上で、50
℃、5〜7時間培養)。 (1)細胞の形及び大きさ:0.1〜0.5×1〜5ミ
クロンの桿菌。 (2)運動性の有無:運動性あり。 (3)胞子の有無:あり。末端部に形成。 (4)グラム染色性:陽性。
Bacteriological properties of Bacillus sp. KS-41B (A) Morphological properties Microscopic observation (50 on broth agar medium (pH 7.0))
C, 5-7 hours culture). (1) Cell shape and size: 0.1 to 0.5 × 1 to 5 micron bacilli. (2) Mobility: Mobility. (3) Spore presence: Yes. Formed at the end. (4) Gram staining: positive.

【0032】(B)各培地(pH7.0)における生育
状態 (1)肉汁寒天平板培養 50℃、16時間の静置培養で、淡茶色の円形コロニ−
を形成する。色素の産生は認められない。 (2)肉汁寒天斜面培養 50℃、16時間の培養で糸状に生育を示す。 (3)肉汁液体培養 50℃、16時間の静置培養で培地全体に生育(濁り)
が認められる。下部に沈殿を生ずる。 (4)肉汁ゼラチン穿刺培養 50℃、3日間の静置培養で、ゼラチンを液化する。 (5)リトマスミルク培養 50℃、48時間の静置培養で、リトマスミルクの凝
固、液化は認められず、酸もしくはアルカリの産生も認
められない。
(B) Growth state in each medium (pH 7.0) (1) Meat broth agar plate culture A light brown circular colony in static culture at 50 ° C. for 16 hours.
To form No pigment production is observed. (2) Slope culture of broth agar It shows filamentous growth when cultured at 50 ° C. for 16 hours. (3) Liquid culture of broth Grows on the whole medium (turbidity) by static culture at 50 ° C for 16 hours.
Is recognized. Precipitation occurs at the bottom. (4) Meat juice gelatin stab culture Gelatin is liquefied by static culture at 50 ° C for 3 days. (5) Litmus milk culture After standing at 50 ° C. for 48 hours, no coagulation or liquefaction of litmus milk is observed, and no production of acid or alkali is observed.

【0033】(C)生理的性質 主に、pH7.0に調整した培地を用いて試験した。 (1)硝酸塩の還元:還元しない。 (2)脱窒反応:無し。 (3)MRテスト:陰性。 (4)VPテスト:陰性。 (5)インド−ルの生成:生成しない。 (6)硫化水素の生成:生成しない。 (7)デンプンの加水分解:加水分解する。 (8)クエン酸の利用:利用しない。 (9)無機窒素源の利用:硝酸塩、アンモニウム塩共に
利用する。 (10)色素の生成:生成しない。 (11)ウレア−ゼ:陰性。 (12)オキシダ−ゼ:弱いが陽性。 (13)カタラ−ゼ:陽性。 (14)生育の範囲:温度;33〜65℃、pH;6.
1〜8.8 (15)酸素に対する態度:好気性。 (16)O〜Fテスト(Hugh−Leifson
法):酸化(炭素源としてグルコースを0.5%添加) (17)糖類からの酸及びガスの生成:表4に示すごと
く、D−グルコース、D−フラクトース、D−キシロー
ス、D−アラビノース、D−マンニトール、D−ソルビ
トール、デキストリンより酸の生成が認められるが、い
ずれの糖類からもガスの生成は認められない。
(C) Physiological properties The test was carried out mainly using a medium adjusted to pH 7.0. (1) Reduction of nitrate: No reduction. (2) Denitrification reaction: None. (3) MR test: negative. (4) VP test: negative. (5) Indole generation: No generation. (6) Generation of hydrogen sulfide: No generation. (7) Hydrolysis of starch: It is hydrolyzed. (8) Use of citric acid: Do not use. (9) Use of inorganic nitrogen source: Use both nitrate and ammonium salt. (10) Formation of dye: No formation. (11) Urease: negative. (12) Oxidase: weak but positive. (13) Catalase: Positive. (14) Growth range: temperature; 33 to 65 ° C., pH;
1 to 8.8 (15) Attitude toward oxygen: aerobic. (16) OF test (Hugh-Leifson
Method): Oxidation (adding 0.5% glucose as a carbon source) (17) Generation of acid and gas from saccharides: As shown in Table 4, D-glucose, D-fructose, D-xylose, D-arabinose, Generation of acid is observed from D-mannitol, D-sorbitol, and dextrin, but no gas generation is observed from any saccharide.

【0034】[0034]

【表4】 [Table 4]

【0035】前記した菌学的性質を有し、新規なα−グ
ルコシダーゼ生産能を有する本菌株は、グラム染色が陽
性であり、胞子形成能を有すること、運動性を有するこ
と、O−Fテストが酸化であることなどから、バチルス
属に属するものと判定される。従って本菌株をバチルス
エスピー(Bacillus sp.)KS−41B
と同定命名した。本菌株は工業技術院生命工学工業技術
研究所に、FERMP−15346として寄託されてい
る。なお、本発明におけるα−グルコシダーゼとして
は、前記した作用、基質特異性などの主要な理化学的性
質を有するものであればよく、その他の理化学的性質が
多少の相違を示すものであっても本酵素として包含され
る。そして前記の微生物はこのようなα−グルコシダー
ゼを得るための使用菌の一例であって、本発明において
はバチルス属に属し、前記α−グルコシダーゼ生産能を
有するものであれば使用できる。
This strain, which has the above-mentioned mycological properties and has a novel α-glucosidase-producing ability, is positive in Gram staining, has sporulation ability, has motility, and OF test. Is determined to belong to the genus Bacillus. Therefore, this strain was designated as Bacillus sp. KS-41B.
It was named and identified. This strain has been deposited as FERMP-15346 at the Institute of Biotechnology, Institute of Biotechnology, AIST. As the α-glucosidase in the present invention, the above-mentioned action, as long as it has major physicochemical properties such as substrate specificity, even if other physicochemical properties show some differences, Included as an enzyme. The above-mentioned microorganism is an example of a bacterium used for obtaining such α-glucosidase, and in the present invention, any microorganism can be used as long as it belongs to the genus Bacillus and has the α-glucosidase-producing ability.

【0036】本発明に使用する上記菌株を用いて、本酵
素を生産するには、培地として炭素源、窒素源、無機
物、その他の栄養源をほどよく含有するものであれば使
用できる。炭素源としては、本酵素を誘導することが可
能な炭素化合物であればよく、例えばマルトース、可溶
性澱粉、粉末水飴(昭和産業社製)などを含む培地が好
ましく用いられる。窒素源としては、利用可能な窒素化
合物であればよく、例えば酵母エキス、ペプトン、肉エ
キス、コーンスチープリカー、大豆粉、アミノ酸、硫
安、硝酸アンモニウムなどが使用される。その他、食
塩、塩化カリウム、硫酸マグネシウム、塩化マンガン、
硫酸第一鉄、リン酸第一カリウム、リン酸第二カリウ
ム、炭酸ナトリウムなどの種々の塩類、ビタミン類、消
泡剤などが使用される。これらの栄養源はそれぞれ単独
で用いることもでき、またこれらを組み合わせて用いる
こともできる。
In order to produce the present enzyme using the above-mentioned strain used in the present invention, any medium can be used as long as it contains a carbon source, a nitrogen source, an inorganic substance and other nutrient sources in a proper amount. The carbon source may be any carbon compound capable of inducing the present enzyme, and for example, a medium containing maltose, soluble starch, powdered starch syrup (manufactured by Showa Sangyo Co., Ltd.) or the like is preferably used. The nitrogen source may be any available nitrogen compound, and examples thereof include yeast extract, peptone, meat extract, corn steep liquor, soybean powder, amino acid, ammonium sulfate, ammonium nitrate and the like. In addition, salt, potassium chloride, magnesium sulfate, manganese chloride,
Various salts such as ferrous sulfate, potassium dihydrogenphosphate, potassium dihydrogenphosphate and sodium carbonate, vitamins, antifoaming agents and the like are used. These nutrient sources can be used alone or in combination.

【0037】上記のごとくして調製した液体培地を用い
て本酵素を生産するには、通気攪拌深部培養または振盪
培養などにより好気的に培養することが好ましい。その
際に、培地の初発pHを6.5〜7.0程度に調整し、
35〜55℃、好ましくは50℃前後の温度で7時間以
上培養する。培養終了後、培養物から本酵素を採取する
には、通常の酵素採取手段を用いることができる。
In order to produce the present enzyme using the liquid medium prepared as described above, aerobically culturing is preferably carried out by aeration-agitation deep culture or shaking culture. At that time, the initial pH of the medium is adjusted to about 6.5 to 7.0,
Culturing is performed at a temperature of 35 to 55 ° C., preferably about 50 ° C. for 7 hours or more. After completion of the culture, the enzyme can be collected from the culture using conventional enzyme collecting means.

【0038】本酵素は、主に菌体内に存在する酵素であ
るため、培養物から例えばろ過、遠心分離などの操作に
より菌体を分離し、この菌体からα−グルコシダーゼを
採取することが好ましい。この場合、菌体をそのまま用
いることもできるが、超音波破砕機、フレンチプレス、
ダイナミルなどの種々の破壊手段を用いて菌体を破壊す
る方法、リゾチームのごとき細胞壁溶解酵素を用いて菌
体細胞壁を溶解する方法、トリトンX−100などの界
面活性剤を用いて菌体から酵素を抽出する方法などを採
用することが好ましく、これらは単独または適宜組み合
わせて用いることができる。次いで、ろ過または遠心分
離などにより不純物を除き、本酵素の粗酵素液を得る。
このようにして得られた粗酵素液から本酵素を単離する
には、前記したごとき通常の酵素精製に用いられる方法
が使用できる。
Since the present enzyme is an enzyme mainly present in the microbial cells, it is preferable to separate the microbial cells from the culture by an operation such as filtration and centrifugation, and collect α-glucosidase from the microbial cells. . In this case, although the bacterial cells can be used as they are, an ultrasonic crusher, a French press,
A method of destroying bacterial cells using various destroying means such as dynamyl, a method of lysing bacterial cell wall using a cell wall lysing enzyme such as lysozyme, an enzyme from bacterial cells using a surfactant such as Triton X-100 It is preferable to employ a method of extracting the above or the like, and these can be used alone or in appropriate combination. Then, impurities are removed by filtration or centrifugation to obtain a crude enzyme solution of the present enzyme.
In order to isolate the present enzyme from the crude enzyme solution thus obtained, the method used for the usual enzyme purification as described above can be used.

【0039】以上のごとくして得られた本酵素は、例え
ばα−アミラーゼ活性測定やクロルイオン定量時の共役
酵素として、またマルトースなどのマルトオリゴサッカ
ライドの測定並びに消去用酵素として、あるいはまたオ
リゴ糖類からのグルコース、並びにフルクトースなどの
単糖類糖生成などの工業的生産酵素として使用が可能で
ある。
The present enzyme obtained as described above is used, for example, as a coupling enzyme for measuring α-amylase activity and quantifying chlorine ion, as an enzyme for measuring and eliminating maltooligosaccharides such as maltose, or from oligosaccharides. It can be used as an industrially produced enzyme for producing glucose as well as monosaccharide sugars such as fructose.

【0040】[0040]

【実施例】以下、実施例により本発明を具体的に説明す
るが、本発明は、これらの実施例によって、なんら限定
されるものではない。 (実施例1)粉末水飴(昭和産業社製)2.0%、ポリ
ペプトン 2.0%、酵母エキス1.0%、リン酸1カ
リウム 0.01%、リン酸2カリウム 0.01%、
硫酸マグネシウム7水和物0.01%および水道水から
なる培地(pH7.0)100mlを坂口コルベンに入
れ、121℃で7分間殺菌した。この培地に、バチルス
エスピー(Bacillus sp.)KS−41B
(FERM P−15346号)の保存スラントより1
白金耳を接種し、これを振盪機にて40℃で約16時間
振盪培養し、種培養液とした。次いで、別に前記と同様
の培地に、消泡剤(ニッサンディスホームCC−48
5)を2ml添加し、121℃、7分間殺菌して調製し
た培地20Lを含む30L容ジャーファメンターへ、前
記種培養液100ml(坂口コルベン 1本分)を接種
し、回転数 300rpm、内圧0.5L、通気量 2
0L/min、温度50℃で約7時間培養した。培養終
了後、培養液 20Lから、マイクローザPW−303
(旭化成社製)を用いて菌体を集め、水道水にて菌体を
洗浄した後、菌体を約10Lに濃縮した。
EXAMPLES The present invention will be specifically described below with reference to examples, but the present invention is not limited to these examples. (Example 1) Powdered starch syrup (manufactured by Showa Sangyo Co., Ltd.) 2.0%, polypeptone 2.0%, yeast extract 1.0%, 1 potassium phosphate 0.01%, 2 potassium phosphate 0.01%,
100 ml of a medium (pH 7.0) consisting of 0.01% magnesium sulfate heptahydrate and tap water was placed in Sakaguchi Korben and sterilized at 121 ° C. for 7 minutes. Bacillus sp. KS-41B was added to this medium.
(1) from the preservation slant of (FERM P-15346)
A platinum loop was inoculated, and this was cultured with shaking on a shaker at 40 ° C. for about 16 hours to obtain a seed culture solution. Then, another antifoaming agent (Nissan Dishome CC-48
5 ml of 5) was added, and 100 ml of the seed culture solution (for one Sakaguchi Korben) was inoculated into a 30 L jar fermenter containing 20 L of medium prepared by sterilizing at 121 ° C. for 7 minutes, and the rotation speed was 300 rpm and the internal pressure was 0. 0.5L, ventilation 2
The culture was performed at 0 L / min and a temperature of 50 ° C. for about 7 hours. After completion of the culturing, from 20 L of the culture solution, Microza PW-303
The cells were collected using (Asahi Kasei), washed with tap water, and then concentrated to about 10 L.

【0041】本酵素の精製は、以下に示す操作により行
なった。 ステップ1(粗酵素液の調製):前記菌体懸濁液に、
0.55M EDTA 2ナトリウム塩(pH8.0)
を1L添加、混合し、20℃で1晩放置後、さらに卵白
リゾチーム11gを添加して1晩放置して溶菌させた。
溶菌させた後、5%プロタミン水溶液(pH8.0)2
00mlを攪拌しながら滴下して除核酸処理を行った。
この上澄液を限外ろ過膜を用いて0.1M塩化カリウム
を含む0.01Mリン酸カリウム緩衝液(pH7.0)
(以下、緩衝液Aという)に対して透析した。
Purification of this enzyme was performed by the following procedure. Step 1 (preparation of crude enzyme solution):
0.55M EDTA disodium salt (pH 8.0)
1 L was added and mixed, and the mixture was allowed to stand at 20 ° C. overnight, then 11 g of egg white lysozyme was further added and allowed to stand overnight to lyse the cells.
After lysis, 5% aqueous protamine solution (pH 8.0) 2
Nucleic acid removal treatment was performed by dropping 00 ml with stirring.
This supernatant was added to a 0.01 M potassium phosphate buffer (pH 7.0) containing 0.1 M potassium chloride using an ultrafiltration membrane.
It was dialyzed against (hereinafter referred to as buffer solution A).

【0042】ステップ2(DEAEーセルロース処
理):前記の透析液(約 10L)に、湿重量で約9K
gのDEAE−セルロースを添加、混合して、本酵素を
吸着させた後、0.1M塩化カリウム含有緩衝液Aにて
DEAEーセルロースを洗浄し、次に、0.3M塩化カ
リウム含有緩衝液Aにて本酵素を溶出し、その溶出液を
フォロファイバータイプ限外ろ過装置を使用して濃縮
し、0.05M塩化カリウム含有緩衝液Aに置換する透
析を行った。
Step 2 (DEAE-Cellulose treatment): The above dialysate (about 10 L) was wet weighted at about 9 K.
After adding and mixing g DEAE-cellulose to adsorb the present enzyme, the DEAE-cellulose was washed with 0.1 M potassium chloride-containing buffer A, and then 0.3 M potassium chloride-containing buffer A was added. The present enzyme was eluted with the filter, the eluate was concentrated using a follofiber type ultrafiltration device, and dialyzed by substituting the buffer A with 0.05 M potassium chloride.

【0043】ステップ3(QAE−セファデックスA−
50 カラムクロマトグラフィー):前記の透析液(1
000ml)に、1000mlのQAE−セファデック
スA−50を添加、混合して、本酵素を吸着させた後、
0.07M塩化カリウム含有緩衝液AにてQAE−セフ
ァデックス A−50を洗浄し、次に、0.07M〜
0.2塩化カリウム含有緩衝液Aにて直線濃度勾配法に
より溶出させた。その溶出液をフォロファイバータイプ
限外ろ過装置を使用して濃縮し、0.04M塩化カリウ
ム含有緩衝液Aに置換する透析を行った。
Step 3 (QAE-Sephadex A-
50 column chromatography): the above dialysate (1
000 ml), 1000 ml of QAE-Sephadex A-50 was added and mixed to adsorb the present enzyme.
The QAE-Sephadex A-50 was washed with the buffer A containing 0.07M potassium chloride, and then 0.07M-
Elution was performed with the buffer solution A containing 0.2 potassium chloride by the linear concentration gradient method. The eluate was concentrated using a follofiber type ultrafiltration device, and dialyzed by replacing with 0.04 M potassium chloride-containing buffer solution A.

【0044】ステップ4(DEAEトヨパール 650
Cカラムクロマトグラフィー):前記の透析液(500
ml)を、DEAE−トヨパール 650Cのカラム
(4.2×30cm)に吸着させ、0.04M塩化カリ
ウム含有緩衝液Aにて洗浄し、次に、0.04M〜0.
1M塩化カリウム含有緩衝液Aにて直線濃度勾配法によ
り溶出させた。溶出された活性画分は、フォロファイバ
ータイプ限外ろ過装置を使用して濃縮、及び緩衝液Aに
置換する透析を行った。
Step 4 (DEAE Toyopearl 650
C column chromatography): The above dialysate (500
ml) was adsorbed on a column of DEAE-Toyopearl 650C (4.2 x 30 cm), washed with buffer A containing 0.04 M potassium chloride, and then 0.04 M to 0.
Elution was performed with the buffer A containing 1 M potassium chloride by the linear concentration gradient method. The eluted active fraction was concentrated using a follofiber type ultrafiltration device, and dialyzed for substitution with buffer solution A.

【0045】ステップ5(ブチルトヨパール650Cカ
ラムクロマトグラフィ−):前記透析液(37ml)
に、2M硫安含有緩衝液Aを等量添加した後、同酵素液
をブチルトヨパール650Cのカラム(2.7×20c
m)に吸着させ、1M硫安含有緩衝液Aにて洗浄し、次
に、1M〜0.5M硫安含有緩衝液Aにて直線濃度勾配
法により溶出させた。溶出された活性画分は、フォロフ
ァイバータイプ及び平膜タイプの限外ろ過装置を使用し
て濃縮し、0.01Mリン酸カリウム緩衝液pH7.0
に置換する透析を行った。
Step 5 (Butyl Toyopearl 650C column chromatography): The dialysate (37 ml)
To the butyltoyopearl 650C column (2.7 × 20c), an equal amount of 2M ammonium sulfate-containing buffer solution A was added.
m) and washed with 1 M ammonium sulfate-containing buffer A, and then eluted with 1 M to 0.5 M ammonium sulfate-containing buffer A by the linear concentration gradient method. The eluted active fraction was concentrated using a follofiber type and a flat membrane type ultrafiltration device to obtain 0.01M potassium phosphate buffer solution pH 7.0.
Dialysis was performed to replace

【0046】ステップ6(ハイドロキシアパタイトカラ
ムクロマトグラフィ−):前記の透析液(40ml)を
ハイドロキシアパタイトカラム(2.7×10cm)に
吸着させ、0.01Mリン酸カリウム緩衝液pH7.0
にて洗浄し、次に、0.01M〜0.2Mリン酸カリウ
ム緩衝液pH7.0にて直線濃度勾配法により溶出させ
た。溶出された活性画分は、フォロファイバータイプ及
び平膜タイプの限外ろ過装置を使用して濃縮し、10m
Mリン酸カリウム緩衝液に置換する透析を行った。
Step 6 (Hydroxyapatite column chromatography): The above dialysate (40 ml) was adsorbed on a hydroxyapatite column (2.7 × 10 cm), and 0.01 M potassium phosphate buffer pH 7.0.
And then eluted with a linear concentration gradient method using 0.01 M to 0.2 M potassium phosphate buffer (pH 7.0). The eluted active fraction was concentrated using a fiber optic type and flat membrane type ultrafiltration equipment to
Dialysis was performed by replacing with M potassium phosphate buffer.

【0047】ステップ7 ゲルろ過(Bio−Gel
A1.5m200−400mesh): 前記の透析液
(約2ml)を、Bio−Gel A1.5m200−
400meshを充填したカラム(2.5 ×95c
m)に通過させ、0.1mM塩化カリウム含有緩衝液A
にてゲルろ過を行い、溶出された活性画分を採取した。
以上の精製操作により、精製酵素標品(約106.7
U、127.8 U/mg蛋白質)を得た。
Step 7 Gel filtration (Bio-Gel
A1.5m200-400mesh): The above dialysate (about 2 ml) was added to Bio-Gel A1.5m200-
Column filled with 400 mesh (2.5 x 95c
buffer solution A containing 0.1 mM potassium chloride.
Gel filtration was carried out with and the eluted active fraction was collected.
By the above purification operation, a purified enzyme preparation (about 106.7
U, 127.8 U / mg protein).

【0048】[0048]

【発明の効果】本酵素は、基質特異性において、マルト
ースからマルトオクタオースまでの重合度を持つマルト
オリゴサッカライド、パラニトロフェニル−α−D−グ
ルコピラノシド、パラニトロフェニル−α−D−マルト
シド、パラニトロフェニル−α−D−マルトペンタオシ
ド、ニゲロースに作用するが、イソマルトース、コージ
ビオースには作用しないこと、そして耐熱性、pH安定
性に優れ、かつ至適pHが中性付近にあり、また作用適
温の範囲が実用測定温度、例えば40℃においても最高
活性の約80%あるという特徴を有しているため、従来
安定性の良くない酵母由来の酵素により広く行われてい
る、α−アミラーゼ活性測定やクロルイオンの定量など
の際の共役酵素として、またマルトースなどのマルトオ
リゴサッカライドの定量並びに消去用酵素として、安定
性の良い酵素として利用価値が非常に高い。また本酵素
は、オリゴ糖類からのグルコース、並びにフルクトース
などの単糖類などの生成、並びに糖転移作用を利用した
希少なヘテロ少糖類の酵素的合成などの工業的生産にお
いても利用が可能である。さらにまた、本発明の方法に
よれば、本酵素を微生物の培養によって単時間に大量に
得られること、しかも本酵素は、熱、pHに対する安定
性に優れているため、例えば55℃までの熱処理、pH
6.0〜10.5の幅広い範囲で精製が可能で、また界
面活性剤処理にも安定であることなどから、本酵素を容
易にまた、安価に製造が可能であり、産業上極めて有用
である。
INDUSTRIAL APPLICABILITY The present enzyme has malt oligosaccharides having a degree of polymerization ranging from maltose to maltooctaose, paranitrophenyl-α-D-glucopyranoside, paranitrophenyl-α-D-maltoside, and paranitro in substrate specificity. It acts on phenyl-α-D-maltopentaoside and nigerose, but it does not act on isomaltose and kojibiose, and it has excellent heat resistance and pH stability, and its optimum pH is near neutral. The α-amylase activity, which has been widely performed by yeast-derived enzymes having poor stability, is characterized by the fact that the optimum temperature range is about 80% of the maximum activity even at a practical measurement temperature, for example, 40 ° C. As a coupling enzyme for measurement and quantification of chloride ion, and for malto-oligosaccharides such as maltose. As the amount and erasing enzyme, a very high utility value as a good stability enzymes. The enzyme can also be used in industrial production such as production of glucose and monosaccharides such as fructose from oligosaccharides, and enzymatic synthesis of rare hetero-oligosaccharides utilizing the glycosyl transfer activity. Furthermore, according to the method of the present invention, a large amount of the present enzyme can be obtained in a single hour by culturing a microorganism. Moreover, since the present enzyme has excellent stability against heat and pH, heat treatment up to 55 ° C., for example. , PH
Since it can be purified in a wide range of 6.0 to 10.5 and is stable to the treatment with a surfactant, the enzyme can be easily produced at low cost and is extremely useful in industry. is there.

【図面の簡単な説明】[Brief description of drawings]

【1図】 本酵素の37℃における至適pHを示すグラ
フ。
FIG. 1 is a graph showing the optimum pH of this enzyme at 37 ° C.

【2図】 本酵素の0.2%BSA存在下で、25℃、
20時間処理における安定pH範囲を示すグラフ。
FIG. 2 In the presence of 0.2% BSA of this enzyme at 25 ° C.
The graph which shows the stable pH range in a 20-hour process.

【3図】 本酵素のpH7.0における作用適温の範囲
を示すグラフ。
FIG. 3 is a graph showing the optimum temperature range for action of the present enzyme at pH 7.0.

【4図】 本酵素のpH7.0における熱安定性を示す
グラフ。
FIG. 4 is a graph showing the thermal stability of this enzyme at pH 7.0.

【5図】 本酵素の電気泳動図。[Fig. 5] Electropherogram of this enzyme.

Claims (2)

【特許請求の範囲】[Claims] 【請求項1】 下記理化学的性質を有する新規なα−グ
ルコシダーゼ。 (a)作用:α−グルコシド結合を加水分解して、α−
D−グルコースを生成する。 (b)基質特異性:マルトースからマルトオクタオース
までの重合度を持つマルトオリゴサッカライド、パラニ
トロフェニル−α−D−グルコピラノシド、パラニトロ
フェニル−α−D−マルトシド、パラニトロフェニル−
α−D−マルトペンタオシド、ニゲロースに作用する
が、イソマルトース、コージビオースには作用しない。 (c)至適pH及び安定pH範囲:至適pHは6.5〜
7.0近辺であり、安定pH範囲は、0.2%牛血清ア
ルブミン存在下で25℃、20時間処理で、pH6.0
〜10.5である。 (d)作用適温の範囲:作用適温の範囲は、50−55
℃近辺である。 (e)pH、温度などによる失活の条件:0.2%牛血
清アルブミン存在下で25℃、20時間処理で、pH
6.0〜10.5の範囲で安定であり、pH4.5以下
又はpH11以上で失活する。また熱安定性は、pH
7.0、30分処理で55℃まで安定であり、65℃以
上で完全に失活する。 (f)分子量:約42,000±5,000(ゲルろ過
法)。 (g)阻害剤処理の影響:0.2%牛血清アルブミン存
在下、pH7.0、25℃、1時間の阻害剤処理処理に
より、銅、水銀及び銀の重金属イオンおよびドデシル硫
酸ナトリウム、p−クロロメルクリ安息香酸により失活
する。 (h)Km値:パラニトロフェニル−α−D−グルコピ
ラノシドを基質とし、pH7.0、37℃におけるKm
値は、2.8×10-3Mである。
1. A novel α-glucosidase having the following physicochemical properties. (A) Action: α-glucoside bond is hydrolyzed to produce α-
It produces D-glucose. (B) Substrate specificity: maltooligosaccharides having a degree of polymerization from maltose to maltooctaose, paranitrophenyl-α-D-glucopyranoside, paranitrophenyl-α-D-maltoside, paranitrophenyl-
It acts on α-D-maltopentaoside and nigerose, but does not act on isomaltose and cordiose. (C) Optimum pH and stable pH range: The optimum pH is 6.5.
It is around 7.0 and the stable pH range is pH 6.0 when treated at 25 ° C. for 20 hours in the presence of 0.2% bovine serum albumin.
110.5. (D) Optimum temperature range of action: The optimum temperature range of action is 50-55.
It is around ℃. (E) Conditions of inactivation due to pH, temperature, etc .: pH at 20 ° C. for 20 hours at 25 ° C. in the presence of 0.2% bovine serum albumin
It is stable in the range of 6.0 to 10.5 and deactivates at pH 4.5 or lower or pH 11 or higher. Also, the thermal stability is pH
It is stable up to 55 ° C after treatment for 7.0 minutes, and completely deactivates at 65 ° C or higher. (F) Molecular weight: about 42,000 ± 5,000 (gel filtration method). (G) Effect of inhibitor treatment: In the presence of 0.2% bovine serum albumin, pH 7.0, 25 ° C, 1 hour inhibitor treatment, copper, mercury and silver heavy metal ions and sodium dodecyl sulfate, p- Deactivated by chloromercuribenzoic acid. (H) Km value: Km at pH 7.0 and 37 ° C. using para-nitrophenyl-α-D-glucopyranoside as a substrate.
The value is 2.8 × 10 −3 M.
【請求項2】 バチルス属に属し、請求項1記載の理化
学的性質を有するα−グルコシダーゼ生産能を有する菌
株を培地に培養し、その培養物から該α−グルコシダー
ゼを採取することを特徴とする請求項1記載のα−グル
コシダーゼの製造法。
2. A strain which belongs to the genus Bacillus and has the α-glucosidase-producing ability having the physicochemical properties according to claim 1, is cultured in a medium, and the α-glucosidase is collected from the culture. The method for producing α-glucosidase according to claim 1.
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Cited By (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2012254061A (en) * 2011-06-10 2012-12-27 National Agriculture & Food Research Organization Nigerose phosphorylase

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