JP5579456B2 - L-cysteine producing bacterium and method for producing L-cysteine - Google Patents
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Description
本発明は、Ｌ−システインの製造法に関し、詳しくはＬ−システインの製造に好適な微生物、及びそれを用いたＬ−システインの製造法に関する。Ｌ−システイン及びＬ−システインの誘導体は、医薬品、化粧品及び食品分野で利用されている。 The present invention relates to a method for producing L-cysteine, and more particularly to a microorganism suitable for producing L-cysteine, and a method for producing L-cysteine using the same. L-cysteine and L-cysteine derivatives are used in the fields of pharmaceuticals, cosmetics and foods.
従来、Ｌ−システインは、毛髪、角、羽毛等のケラチン含有物質から抽出することにより、あるいはＤＬ−２−アミノチアゾリン−４−カルボン酸を前駆体とする微生物酵素変換により得られている。また、新規な酵素を用いた固定化酵素法によるＬ−システインの大量生産も計画されている。 Conventionally, L-cysteine has been obtained by extraction from keratin-containing substances such as hair, horns and feathers, or by microbial enzyme conversion using DL-2-aminothiazoline-4-carboxylic acid as a precursor. In addition, mass production of L-cysteine by an immobilized enzyme method using a novel enzyme is also planned.
さらに、微生物を用いた発酵法によるＬ−システインの生産も試みられている。Ｌ−システインによるフィードバック阻害が低減された特定の変異を有するセリンアセチルトランスフェラーゼ（SAT）をコードするＤＮＡを有する微生物を用いた、Ｌ−システインの製造法が知られている（特許文献１参照）。また、非特許文献１には、Ｌ−システインによるフィードバック阻害を受けないシロイヌナズナ由来のSATアイソザイムをコードする遺伝子を導入したエシェリヒア・コリを用いたＬ−システインの製造法が開示されている。一方、特許文献２には、抗生物質又は微生物に毒性の物質を細胞から直接放出するために好適である蛋白質をコードする遺伝子を過剰発現する微生物を用いたＬ−システインの製造法が報告されている。
Furthermore, production of L-cysteine by fermentation using microorganisms has also been attempted. A method for producing L-cysteine using a microorganism having a DNA encoding serine acetyltransferase (SAT) having a specific mutation with reduced feedback inhibition by L-cysteine is known (see Patent Document 1). Non-Patent
また、本発明者らは、Ｌ−システイン分解系が抑制され、かつ、Ｌ−システインによるフィードバック阻害が低減されたセリンアセチルトランスフェラーゼ（serine acetyltransferase（EC 2.3.1.30）：以下、「SAT」ともいう）を保持するエシェリヒア属細菌を用いたＬ−システインの製造法を開示している（特許文献３参照）。この文献では、Ｌ−システイン分解系を抑制する手段としては、細胞中のシステインデスルフヒドラーゼ（以下、「CD」ともいう）活性を低下させることが開示されている。 The present inventors also have serine acetyltransferase (EC 2.3.1.30: hereinafter also referred to as “SAT”) in which the L-cysteine degradation system is suppressed and feedback inhibition by L-cysteine is reduced. Discloses a method for producing L-cysteine using Escherichia bacterium that retains (see Patent Document 3). In this document, as a means for suppressing the L-cysteine degradation system, it is disclosed to reduce cysteine desulfhydrase (hereinafter also referred to as “CD”) activity in cells.
エシェリヒア・コリにおいて多少なりともCD活性をもつ酵素として、シスタチオニン−β−リアーゼ（metC産物。以下、「CBL」ともいう）（非特許文献２参照）、及びトリプトファナーゼ（tnaA産物。以下、「TNase」ともいう）（非特許文献３参照）が報告されている。特許文献４には、シスタチオニン−β−リアーゼ及びトリプトファナーゼ活性が低下したエシェリヒア属細菌を用いたL-システインの製造法が開示されていた。しかしながら、これら以外には、CD活性を有する酵素については知られていなかった。
As an enzyme having a CD activity to some extent in Escherichia coli, cystathionine-β-lyase (metC product, hereinafter also referred to as “CBL”) (see Non-Patent Document 2), and tryptophanase (tnaA product; hereinafter, “ (Also referred to as “TNase”) (see Non-Patent Document 3).
本発明は、CD活性を担う酵素及びその遺伝子を明らかにし、同遺伝子をＬ−システイン生産菌の育種に利用し、新たなＬ−システインの製造法を提供することを課題とする。 An object of the present invention is to clarify an enzyme responsible for CD activity and its gene, and to use the same gene for breeding L-cysteine-producing bacteria to provide a new method for producing L-cysteine.
本発明者らは、上記課題を解決すべく鋭意検討を行った結果、O-アセチルセリン スルフヒドリラーゼB（OASS-B）及びMalY 調節タンパク質（MalY regulatory protein；MalY）がエシェリヒア・コリのCD活性を担う酵素であることを見出し、これらをコードする遺伝子を改変してCD活性を低下させることにより、Ｌ−システイン生産能を向上させることができることを見出し、本発明を完成させるに至った。 As a result of intensive studies to solve the above problems, the present inventors have found that O-acetylserine sulfhydrylase B (OASS-B) and MalY regulatory protein (MalY) are CD of Escherichia coli. It has been found that the enzyme is responsible for the activity, and it has been found that the L-cysteine-producing ability can be improved by modifying the genes encoding these to lower the CD activity, thereby completing the present invention.
すなわち本発明は、以下のとおりである。
（１） Ｌ−システイン生産能を有し、かつ、システインデスルフヒドラーゼ活性が低下又は欠失するようにMalY 調節タンパク質をコードする遺伝子が改変されたエシェリヒア属細菌。
（２） MalY 調節タンパク質をコードする遺伝子が破壊された（１）のエシェリヒア属細菌。
（３） さらにＬ−システイン生合成系酵素活性が増強された（１）または（２）のエシェリヒア属細菌。
（４） Ｌ−システイン生合成系酵素がセリンアセチルトランスフェラーゼである（３）のエシェリヒア属細菌。
（５） セリンアセチルトランスフェラーゼがＬ−システインによるフィードバック阻害に非感受性のセリンアセチルトランスフェラーゼである（４）のエシェリヒア属細菌。
（６） エシェリヒア・コリである（１）〜（５）のいずれかのエシェリヒア属細菌。
（７） （１）〜（６）のいずれかのエシェリヒア属細菌を培地で培養し、Ｌ−システインを培地中に生成蓄積させ、該培地よりＬ−システインを採取する、Ｌ−システインの製造方法。
That is, the present invention is as follows.
(1) A bacterium belonging to the genus Escherichia having an ability to produce L-cysteine and having a gene encoding a MalY regulatory protein modified so that cysteine desulfhydrase activity is reduced or deleted.
(2) The Escherichia bacterium according to (1), wherein a gene encoding a MalY regulatory protein is disrupted.
(3) The Escherichia bacterium according to (1) or (2), wherein the enzyme activity of L-cysteine biosynthesis system is further enhanced.
(4) The Escherichia bacterium according to (3), wherein the L-cysteine biosynthesis enzyme is serine acetyltransferase.
(5) The bacterium belonging to the genus Escherichia according to (4), wherein the serine acetyltransferase is a serine acetyltransferase insensitive to feedback inhibition by L-cysteine.
(6) The Escherichia bacterium according to any one of (1) to (5), which is Escherichia coli.
(7) A method for producing L-cysteine, wherein the Escherichia bacterium according to any one of (1) to (6) is cultured in a medium, L-cysteine is produced and accumulated in the medium, and L-cysteine is collected from the medium. .
本発明の微生物を使用することにより、Ｌ−システインを効率よく発酵生産することができる。 By using the microorganism of the present invention, L-cysteine can be efficiently fermented and produced.
本発明のエシェリヒア属細菌は、Ｌ−システイン生産能を有し、かつ、CD活性が低下又は欠失するようにOASS-B又はMalY調節タンパク質をコードする遺伝子が改変されたエシェリヒア属細菌である。本発明のエシェリヒア属細菌は、Ｌ−システイン生産能を有し、かつ、CD活性が低下又は欠失するようにOASS-B遺伝子及びMalY遺伝子の両遺伝子が改変されたものであってもよい。本発明のエシェリヒア属細菌は、上記いずれかの細菌においてさらにＬ−システイン生合成系酵素活性が増強されたエシェリヒア属細菌であってもよい。また、上記いずれかの細菌において、さらに、トリプトファナーゼ（TNase）遺伝子及びシスタチオニン−β−リアーゼ（CBL）遺伝子のうちの１又は２種の遺伝子が改変されたも
のであってもよい。
The Escherichia bacterium of the present invention is an Escherichia bacterium having an ability to produce L-cysteine and a gene encoding an OASS-B or MalY regulatory protein modified so that CD activity is reduced or deleted. The bacterium belonging to the genus Escherichia of the present invention may have L-cysteine producing ability, and both the OASS-B gene and the MalY gene may be modified so that the CD activity is reduced or deleted. The Escherichia bacterium of the present invention may be an Escherichia bacterium in which L-cysteine biosynthetic enzyme activity is further enhanced in any of the above bacteria. In any one of the above bacteria, one or two of the tryptophanase (TNase) gene and cystathionine-β-lyase (CBL) gene may be modified.
本発明においてＬ−システイン生産能とは、本発明のエシェリヒア属細菌を培地に培養したときに、培地から回収することができる量のＬ−システインを培地中に蓄積する能力をいう。Ｌ−システイン生産能は、OASS-B遺伝子又はMalY遺伝子の改変とは別途付与されるものであってもよいが、これらの遺伝子の改変によって付与されたものであってもよい。さらに、Ｌ−システイン生産能を本来的に有する細菌を用いることもできる。尚、本発明においてＬ−システインとは、特記しない限り、還元型Ｌ−システインもしくはＬ−シスチンまたはこれらの混合物を指す。 In the present invention, the ability to produce L-cysteine refers to the ability to accumulate in the medium an amount of L-cysteine that can be recovered from the medium when the Escherichia bacterium of the present invention is cultured in the medium. The L-cysteine producing ability may be imparted separately from modification of the OASS-B gene or MalY gene, but may be imparted by modification of these genes. Furthermore, bacteria inherently having the ability to produce L-cysteine can also be used. In the present invention, L-cysteine refers to reduced L-cysteine or L-cystine or a mixture thereof unless otherwise specified.
エシェリヒア属細菌は、ナイトハルトらの著書（Neidhardt,F.C.et.al., Escherichia coli and Salmonella Typhimurium, American Society for Microbiology, Washington D.C.,1208, table 1）に挙げられるもの、例えばエシェリヒア・コリ等が利用できる。エシェリヒア・コリの野生株としては、例えばK12株又はその誘導体、エシェリヒア・コリ MG1655株（ATCC No.47076）、及びW3110株（ATCC No.27325）等が挙げられる。これらを
入手するには、例えばアメリカン・タイプ・カルチャー・コレクション（ATCC）より分譲を受けることができる（住所 12301 Parklawn Drive,Rockville Maryland 20852,United
States of America ）。
Examples of Escherichia bacteria include those listed in the book by Neidhardt et al. (Neidhardt, FCet.al., Escherichia coli and Salmonella Typhimurium, American Society for Microbiology, Washington DC, 1208, table 1), for example, Escherichia coli. Examples of wild strains of Escherichia coli include the K12 strain or derivatives thereof, Escherichia coli MG1655 strain (ATCC No. 47076), and W3110 strain (ATCC No. 27325). These can be obtained, for example, from the American Type Culture Collection (ATCC) at 12301 Parklawn Drive, Rockville Maryland 20852, United
States of America).
本発明の細菌は、上記のようなエシェリヒア属細菌を、CD活性が低下又は欠失するようにOASS-B遺伝子又はMalY遺伝子を改変し、さらに、Ｌ−システイン生産能を付与することによって得られる。また、Ｌ−システイン生産能を付与した後に、CD活性が低下又は欠失するようにOASS-B遺伝子、又はMalY遺伝子を改変することによっても取得することができる。さらに、これらの株においてTNase遺伝子、CBL遺伝子のうちの１又は２種の遺伝子を改変してもよい。
本発明のエシェリヒア属細菌を得る方法について、以下に具体的に説明する。
The bacterium of the present invention can be obtained by modifying the Escherichia bacterium as described above by modifying the OASS-B gene or the MalY gene so that the CD activity is reduced or deleted, and further imparting the ability to produce L-cysteine. . In addition, it can also be obtained by modifying the OASS-B gene or the MalY gene so that the CD activity is reduced or deleted after imparting L-cysteine-producing ability. Furthermore, in these strains, one or two of the TNase gene and CBL gene may be modified.
The method for obtaining the Escherichia bacterium of the present invention will be specifically described below.
＜１＞OASS-B遺伝子又はMalY遺伝子の改変
エシェリヒア属細菌のCD活性が低下又は欠失するようにOASS-B又はMalY遺伝子を改変する方法としては、変異処理や遺伝子破壊などの方法を挙げることができる。変異処理法としては、例えば、エシェリヒア属細菌を紫外線照射またはN−メチル−N'−ニトロ−N−ニトロソグアニジン（NTG）もしくは亜硝酸等の通常変異処理に用いられている変異剤によって処理し、OASS-B遺伝子又はMalY遺伝子に変異が導入されて、CD活性が低下した変異株を選択する方法が挙げられる。ただし、OASS-B活性又はMalY活性を確実に低下又は消失させるためには、OASS-B、又はMalYをコードする遺伝子を用いた遺伝子破壊によって改変することが好ましい。
<1> Modification of OASS-B gene or MalY gene Examples of methods for modifying OASS-B or MalY gene so that the CD activity of Escherichia bacteria is reduced or deleted include methods such as mutation treatment and gene disruption. Can do. As the mutation treatment method, for example, the Escherichia bacterium is treated with a mutation agent usually used for mutation treatment such as ultraviolet irradiation or N-methyl-N′-nitro-N-nitrosoguanidine (NTG) or nitrous acid, Examples include a method of selecting a mutant strain in which a mutation is introduced into the OASS-B gene or MalY gene and the CD activity is reduced. However, in order to reliably reduce or eliminate OASS-B activity or MalY activity, modification by gene disruption using a gene encoding OASS-B or MalY is preferable.
エシェリヒア・コリでは、OASS-BはCysM遺伝子、MalY調節タンパク質はMalY遺伝子によってそれぞれコードされている。これらの遺伝子の塩基配列は既に報告されている（cysM；GenBank accession M32101、J. Bacteriol. 172 (6), 3351-3357 (1990)、及びmalY；GenBank accession M60722、J. Bacteriol. 173 (15), 4862-4876 (1991)）。したがって、それぞれの配列の基づいて合成したプライマーを用い、エシェリヒア・コリ染色体ＤＮＡを鋳型とするPCRによって、各々の遺伝子の破壊用ＤＮＡ断片を取得することができる
。具体的には、例えば、OASS-Bをコードする遺伝子の内部を欠失し、正常に機能するOASS-Bを産生しないように改変したCysM遺伝子（欠失型CysM遺伝子）、又はMalYをコードする遺伝子の内部を欠失し、正常に機能するMalYを産生しないように改変したmalY遺伝子（欠失型malY遺伝子）を、図２に示したプライマーを用いたPCRにより取得することができる。なお、遺伝子破壊に使用するDNAは、必ずしも上記エシェリヒア・コリ由来のものである必要はなく、相同組換え可能なDNAである限り、他の生物由来のDNAや合成DNAを使用してもよい。具体的には、エシェリヒア・コリのcysM遺伝子又はmalY遺伝子の塩基配列と80
％以上、好ましくは90％以上、より好ましくは95％以上のホモロジーを有するDNAを使用することができる。
In Escherichia coli, OASS-B is encoded by the CysM gene, and the MalY regulatory protein is encoded by the MalY gene. The nucleotide sequences of these genes have already been reported (cysM; GenBank accession M32101, J. Bacteriol. 172 (6), 3351-3357 (1990), and malY; GenBank accession M60722, J. Bacteriol. 173 (15) , 4862-4876 (1991)). Therefore, DNA fragments for disruption of each gene can be obtained by PCR using Escherichia coli chromosomal DNA as a template using primers synthesized based on the respective sequences. Specifically, for example, it encodes a CysM gene (deleted CysM gene) modified so as not to produce a normally functioning OASS-B by deleting the inside of the gene encoding OASS-B, or MalY. A malY gene (deleted malY gene) modified so as not to produce MalY functioning normally by deleting the inside of the gene can be obtained by PCR using the primers shown in FIG. The DNA used for gene disruption is not necessarily derived from Escherichia coli, and DNA derived from other organisms or synthetic DNA may be used as long as it is DNA capable of homologous recombination. Specifically, the base sequence of the cysM gene or malY gene of Escherichia coli and 80
% Or more, preferably 90% or more, more preferably 95% or more DNA having a homology can be used.
以下に、OASS-Bをコードする遺伝子を破壊する方法を説明するが、同様にしてMalYをコードする遺伝子を破壊することができる。 Hereinafter, a method for destroying a gene encoding OASS-B will be described, but a gene encoding MalY can be similarly disrupted.
OASS-Bをコードする遺伝子の内部を欠失し、正常に機能するOASS-Bを産生しないように改変したCysM遺伝子（欠失型CysM遺伝子）を含むＤＮＡでエシェリヒア属細菌を形質転換し、欠失型CysM遺伝子と染色体上のCysM遺伝子との間で組換えを起こさせることにより、染色体上のCysM遺伝子を破壊することができる。なお、形質転換に用いる改変遺伝子は、内部配列が欠失したものの他に、OASS-B遺伝子の発現産物の量が低下するようにプロモーターなどの発現調節領域に欠失又は変異が導入されたものや、OASS-B遺伝子産物の活性が低下するような部位特異的変異が導入されたものであってもよい。 Transform Escherichia bacteria with DNA containing the CysM gene (deleted CysM gene) modified so that it does not produce a normal functioning OASS-B by deleting the inside of the gene encoding OASS-B. By causing recombination between the lost CysM gene and the CysM gene on the chromosome, the CysM gene on the chromosome can be destroyed. The modified gene used for transformation has a deletion or mutation introduced into the expression control region such as a promoter so that the amount of OASS-B gene expression product is reduced in addition to the deletion of the internal sequence. Alternatively, a site-specific mutation that reduces the activity of the OASS-B gene product may be introduced.
このような相同組換えを利用した遺伝子置換による遺伝子破壊は既に確立しており、直鎖ＤＮＡを用いる方法や温度感受性複製起点を含むプラスミドを用いる方法などがある。エシェリヒア・コリ用の温度感受性複製起点を含むプラスミドとしては、例えばpMAN031（Yasueda, H. et al, Appl. Microbiol. Biotechnol., 36, 211 (1991)）、pMAN997（WO99/03988号）、及びpEL3（K. A. Armstrong et. al., J. Mol. Biol. (1984) 175, 331-347）が挙げられる。 Gene disruption by gene replacement using such homologous recombination has already been established, and there are a method using linear DNA and a method using a plasmid containing a temperature-sensitive replication origin. Examples of plasmids containing a temperature-sensitive replication origin for Escherichia coli include pMAN031 (Yasueda, H. et al, Appl. Microbiol. Biotechnol., 36, 211 (1991)), pMAN997 (WO99 / 03988), and pEL3. (KA Armstrong et. Al., J. Mol. Biol. (1984) 175, 331-347).
欠失型CysM遺伝子を、宿主染色体上のCysM遺伝子と置換するには、例えば以下のようにすればよい。温度感受性複製起点と、変異型CysM遺伝子と、アンピシリン又はクロラムフェニコール等の薬剤に耐性を示すマーカー遺伝子とをベクターに挿入して組換えＤＮＡを調製し、この組換えＤＮＡでエシェリヒア属細菌を形質転換し、温度感受性複製起点が機能しない温度で形質転換株を培養し、続いてこれを薬剤を含む培地で培養することにより、組換えＤＮＡが染色体ＤＮＡに組み込まれた形質転換株が得られる。 In order to replace the deleted CysM gene with the CysM gene on the host chromosome, for example, the following may be performed. A recombinant DNA is prepared by inserting a temperature-sensitive replication origin, a mutant CysM gene, and a marker gene resistant to drugs such as ampicillin or chloramphenicol into a vector, and using this recombinant DNA, Escherichia bacteria By transforming and culturing the transformant at a temperature at which the temperature-sensitive replication origin does not function, and subsequently culturing it in a medium containing a drug, a transformant in which the recombinant DNA is incorporated into the chromosomal DNA can be obtained. .
こうして染色体に組換えＤＮＡが組み込まれた株は、染色体上にもともと存在するCysM遺伝子配列との組換えを起こし、染色体CysM遺伝子と欠失型CysM遺伝子との融合遺伝子２個が組換えＤＮＡの他の部分（ベクター部分、温度感受性複製起点及び薬剤耐性マーカー）を挟んだ状態で染色体に挿入されている。したがって、この状態では正常なCysM遺伝子が優性であるので、形質転換株は正常なCysMを発現する。 In this way, a strain in which the recombinant DNA is integrated into the chromosome undergoes recombination with the CysM gene sequence originally present on the chromosome, and two fusion genes of the chromosome CysM gene and the deleted CysM gene are present in addition to the recombinant DNA. (A vector part, a temperature sensitive replication origin and a drug resistance marker) are inserted into the chromosome. Therefore, since the normal CysM gene is dominant in this state, the transformed strain expresses normal CysM.
次に、染色体ＤＮＡ上に欠失型CysM遺伝子のみを残すために、２個のCysM遺伝子の組換えにより１コピーのCysM遺伝子を、ベクター部分（温度感受性複製起点及び薬剤耐性マーカーを含む）とともに染色体ＤＮＡから脱落させる。その際、正常なCysM遺伝子が染色体ＤＮＡ上に残され、欠失型CysM遺伝子が切り出される場合と、反対に欠失型CysM遺伝子が染色体ＤＮＡ上に残され、正常なCysM遺伝子が切り出される場合がある。いずれの場合も、温度感受性複製起点が機能する温度で培養すれば、切り出されたＤＮＡはプラスミド状で細胞内に保持される。次に、温度感受性複製起点が機能しない温度で培養すると、プラスミド上のCysM遺伝子は、プラスミドとともに細胞から脱落する。そして、PCRまたはサ
ザンハイブリダイゼーション等により、染色体上に欠失型CysM遺伝子が残った株を選択することによって、CysM遺伝子が破壊された株を取得することができる。
Next, in order to leave only the deleted CysM gene on the chromosomal DNA, one copy of the CysM gene is recombined by recombination of the two CysM genes, together with the vector portion (including the temperature-sensitive replication origin and drug resistance marker). Remove from DNA. At that time, the normal CysM gene is left on the chromosomal DNA and the deleted CysM gene is excised, and conversely, the deleted CysM gene is left on the chromosomal DNA and the normal CysM gene is excised. is there. In either case, if the cells are cultured at a temperature at which the temperature-sensitive replication origin functions, the excised DNA is retained in the cell in the form of a plasmid. Next, when cultured at a temperature at which the temperature-sensitive replication origin does not function, the CysM gene on the plasmid is removed from the cell together with the plasmid. A strain in which the CysM gene is disrupted can be obtained by selecting a strain in which the deleted CysM gene remains on the chromosome by PCR or Southern hybridization.
上記のようにして取得された遺伝子破壊株又は変異株のCD活性が低下又は消失していることは、候補株の菌体抽出液について、実施例に記載のCD活性染色や硫化水素を定量する方法等によりCD活性を測定し、親株又は非改変株のCD活性と比較することにより確認することができる。 The CD activity of the gene-disrupted strain or mutant strain obtained as described above is reduced or disappeared. The CD activity staining and hydrogen sulfide described in the Examples are quantified for the bacterial cell extract of the candidate strain. It can be confirmed by measuring the CD activity by a method or the like and comparing it with the CD activity of the parent strain or the unmodified strain.
なお、本発明の細菌は、さらに、トリプトファナーゼ（TNase）及び／又はシスタチオニン−β−リアーゼ（CBL）をコードする遺伝子が改変されたものであってもよい。これらの遺伝子（tnaA遺伝子又はmetC遺伝子）を改変する方法については、特開2003-169668
号公報に詳細に記載されている。
In addition, the bacterium of the present invention may be one in which a gene encoding tryptophanase (TNase) and / or cystathionine-β-lyase (CBL) is further modified. For a method for modifying these genes (tnaA gene or metC gene), see JP-A-2003-169668.
It is described in detail in the gazette.
＜２＞Ｌ−システイン生合成系酵素活性の増強
本発明の細菌は、Ｌ−システイン生合成系酵素活性が増強されたものであってもよい。
Ｌ−システイン生合成系酵素活性の増強は、例えば、セリンアセチルトランスフェラーゼ（SAT）活性を増強することによって行うことができる。エシェリヒア属細菌細胞内のSAT活性の増強は、SATをコードする遺伝子のコピー数を高めることによって達成される。例えば、SATをコードする遺伝子断片を、エシェリヒア属細菌で機能するベクター、好ましくはマルチコピー型のベクターと連結して組換えDNAを作製し、これを宿主エシェリヒア属細菌に導入して形質転換すればよい。
<2> Enhancement of L-cysteine biosynthesis system enzyme activity The bacterium of the present invention may have enhanced L-cysteine biosynthesis system enzyme activity.
L-cysteine biosynthesis system enzyme activity can be enhanced by, for example, enhancing serine acetyltransferase (SAT) activity. Enhancement of SAT activity in Escherichia bacterial cells is achieved by increasing the copy number of the gene encoding SAT. For example, if a gene fragment encoding SAT is ligated with a vector that functions in an Escherichia bacterium, preferably a multicopy-type vector, a recombinant DNA is prepared, and this is introduced into the host Escherichia bacterium and transformed. Good.
SAT遺伝子は、エシェリヒア属細菌由来の遺伝子および他の生物由来の遺伝子のいずれも使用することができる。エシェリヒア・コリのSATをコードする遺伝子として、cysEが野生株及びＬ−システイン分泌変異株よりクローニングされ、塩基配列が明らかになっている（Denk, D. and Boeck, A., J. General Microbiol., 133, 515-525 (1987)）。したがって、その塩基配列（配列番号３１）に基づいて作製したプライマーを用いて、エシェリヒア属細菌の染色体DNAを鋳型とするPCRによって、SAT遺伝子を取得することができる（特開平11-155571号参照）。他の生物のSATをコードする遺伝子も、同様にして取得され得る。 As the SAT gene, any of genes derived from bacteria belonging to the genus Escherichia and genes derived from other organisms can be used. As a gene encoding SAT of Escherichia coli, cysE has been cloned from a wild type strain and an L-cysteine secreting mutant, and its nucleotide sequence has been clarified (Denk, D. and Boeck, A., J. General Microbiol. , 133, 515-525 (1987)). Therefore, the SAT gene can be obtained by PCR using a chromosomal DNA of an Escherichia bacterium as a template using a primer prepared based on the base sequence (SEQ ID NO: 31) (see JP-A-11-155571). . Genes encoding SATs of other organisms can be obtained in the same manner.
染色体ＤＮＡは、ＤＮＡ供与体である細菌から、例えば、斎藤、三浦の方法（H. Saito and K.Miura, Biochem.B iophys. Acta, 72, 619 (1963)、生物工学実験書、日本生物工学会編、９７〜９８頁、培風館、１９９２年参照）等により調製することができる。 Chromosomal DNA is obtained from bacteria that are DNA donors, for example, the method of Saito and Miura (H. Saito and K. Miura, Biochem. Biophys. Acta, 72, 619 (1963), Biotechnology Experiments, Nippon Biotechnology, Ed., Pp. 97-98, Bafukan, 1992).
PCR法により増幅されたSAT遺伝子を含むＤＮＡ断片をエシェリヒア属細菌に導入するには、通常のタンパク質発現に用いられる種々のベクターを用いることができる。このようなベクターとしては、pUC19、pUC18、pHSG299, pHSG399, pHSG398, RSF1010, pBR322, pACYC184, pMW219等が挙げられる。 In order to introduce a DNA fragment containing the SAT gene amplified by the PCR method into a bacterium belonging to the genus Escherichia, various vectors used for normal protein expression can be used. Examples of such vectors include pUC19, pUC18, pHSG299, pHSG399, pHSG398, RSF1010, pBR322, pACYC184, pMW219 and the like.
SAT遺伝子を含む組換えベクターをエシェリヒア属細菌に導入するには、D.A.Morrisonの方法（Methods in Enzymology 68, 326 (1979)）あるいは受容菌細胞を塩化カルシウムで処理してＤＮＡの透過性を増す方法（Mandel,M. and Higa,A.,J.Mol.Biol.,53,159(1970)）等、エシェリヒア属細菌の形質転換に通常用いられている方法により行うことができる。 To introduce a recombinant vector containing the SAT gene into a bacterium belonging to the genus Escherichia, the method of DA Morrison (Methods in Enzymology 68, 326 (1979)) or the method of increasing the DNA permeability by treating the recipient cells with calcium chloride (Mandel, M. and Higa, A., J. Mol. Biol., 53, 159 (1970)) and the like can be performed by a method usually used for transformation of Escherichia bacteria.
SAT遺伝子のコピー数を高めることは、SAT遺伝子をエシェリヒア属細菌の染色体DNA上に多コピー存在させることによっても達成できる。エシェリヒア属細菌の染色体DNA上にSAT遺伝子を多コピーで導入するには、染色体DNA上に多コピー存在する配列を標的に利用して相同組換えにより行う。染色体DNA上に多コピー存在する配列としては、レペティティブDNA、転移因子の端部に存在するインバーテッド・リピートが利用できる。あるいは、特開平2-109985号公報に開示されているように、SAT遺伝子をトランスポゾンに搭載してこれを転移させて染色体DNA上に多コピー導入することも可能である。 Increasing the copy number of the SAT gene can also be achieved by making multiple copies of the SAT gene on the chromosomal DNA of Escherichia bacteria. In order to introduce multiple copies of the SAT gene into the chromosomal DNA of an Escherichia bacterium, homologous recombination is performed using a sequence present in multiple copies on the chromosomal DNA as a target. As a sequence present in multiple copies on chromosomal DNA, repetitive DNA and inverted repeats present at the end of a transposable element can be used. Alternatively, as disclosed in Japanese Patent Application Laid-Open No. 2-109985, it is possible to mount a SAT gene on a transposon, transfer it, and introduce multiple copies onto chromosomal DNA.
SAT活性の増強は、上記の遺伝子増幅による以外に、染色体DNA上またはプラスミド上のSAT遺伝子のプロモーター等の発現調節配列を強力なものに置換することによっても達成される（特開平1-215280号公報参照）。例えば、lacプロモーター、trpプロモーター、trcプロモーター等が強力なプロモーターとして知られている。発現調節配列の置換は、例え
ば温度感受性プラスミドを用いた遺伝子置換によっても行うことができる。
In addition to the gene amplification described above, the enhancement of SAT activity can also be achieved by replacing expression control sequences such as the promoter of the SAT gene on chromosomal DNA or plasmid with a strong one (JP-A-1-215280). See the official gazette). For example, lac promoter, trp promoter, trc promoter and the like are known as strong promoters. The replacement of the expression regulatory sequence can also be performed, for example, by gene replacement using a temperature sensitive plasmid.
また、国際公開WO00/18935に開示されているように、SAT遺伝子のプロモーター領域に数塩基の塩基置換を導入し、より強力なものに改変することも可能である。これらのプロモーター置換または改変によりSAT遺伝子の発現が増強され、SAT活性が増強される。これら発現調節配列の改変は、SAT遺伝子のコピー数を高めることと組み合わせてもよい。 Further, as disclosed in International Publication WO00 / 18935, it is possible to introduce a base substitution of several bases into the promoter region of the SAT gene and modify it to be more powerful. These promoter substitutions or modifications enhance SAT gene expression and enhance SAT activity. Modification of these expression regulatory sequences may be combined with increasing the copy number of the SAT gene.
さらに、SAT遺伝子の発現に「Ｌ−システインによるフィードバック阻害」などの抑制機構が存在する場合には、該抑制機構に非感受性となるように、発現調節配列又は抑制に関与する遺伝子を改変することによっても、SAT遺伝子の発現を増強することができる。 Furthermore, when there is a suppression mechanism such as “feedback inhibition by L-cysteine” in the expression of the SAT gene, the expression regulatory sequence or the gene involved in the suppression is modified so as to be insensitive to the suppression mechanism. Can also enhance the expression of the SAT gene.
例えば、Ｌ−システインによるフィードバック阻害が低減又は解除されたSAT（以下、「変異型SAT」ともいう）をエシェリヒア属細菌に保持させることによって、SAT活性をさらに上昇させることができる。変異型SATとしては、野生型SAT（配列番号３２）の２５６位のメチオニン残基に相当するアミノ酸残基をリジン残基及びロイシン残基以外のアミノ酸残基に置換する変異、又は２５６位のメチオニン残基に相当するアミノ酸残基からＣ末端側の領域を欠失させる変異を有するSATが挙げられる。前記リジン残基及びロイシン残基以外のアミノ酸残基としては、通常のタンパク質を構成するアミノ酸のうち、メチオニン残基、リジン残基及びロイシン残基を除く１７種類のアミノ酸残基が挙げられる。より具体的にはイソロイシン残基が挙げられる。野生型SAT遺伝子に所望の変異を導入する方法としては、部位特異的変異が挙げられる。変異型SAT遺伝子としては、エシェリヒア・コリの変異型SATをコードする変異型cysEが知られている（WO 97/15673号国際公開パンフレット、特開平11-155571号参照）。２５６位のメチオニン残基をグルタミン酸残基に置換した変異型SATをコードする変異型cysEを含むプラスミドpCEM256Eを保持するエシェリヒア・コリJM39-8株（E. coli JM39-8(pCEM256E)、プライベートナンバー：AJ13391）は、平成９年11月20日より工業技術院生命工学工業技術研究所（郵便番号305 日本国茨城県つくば市東一丁目１番３号）に、FERM P-16527の受託番号のもとで寄託されている。 For example, SAT activity can be further increased by retaining SAT in which feedback inhibition by L-cysteine is reduced or eliminated (hereinafter also referred to as “mutant SAT”) in Escherichia bacteria. The mutant SAT includes a mutation in which an amino acid residue corresponding to the methionine residue at position 256 of wild-type SAT (SEQ ID NO: 32) is substituted with an amino acid residue other than a lysine residue and a leucine residue, or methionine at position 256 SAT having a mutation that deletes the C-terminal region from the amino acid residue corresponding to the residue. Examples of amino acid residues other than the lysine residue and leucine residue include 17 types of amino acid residues other than methionine residues, lysine residues and leucine residues among amino acids constituting normal proteins. More specifically, an isoleucine residue is mentioned. Examples of a method for introducing a desired mutation into the wild-type SAT gene include site-specific mutation. As a mutant SAT gene, a mutant cysE encoding a mutant SAT of Escherichia coli is known (see WO 97/15673 International Publication Pamphlet, Japanese Patent Laid-Open No. 11-155571). Escherichia coli JM39-8 strain (E. coli JM39-8 (pCEM256E) carrying a plasmid pCEM256E containing a mutant cysE encoding a mutant SAT in which the methionine residue at position 256 is substituted with a glutamic acid residue, private number: AJ13391) has been enrolled in the Institute of Biotechnology, National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (Postal Code 305 1-3-1 Higashi 1-chome, Tsukuba, Ibaraki, Japan) since November 20, 1997, under the accession number of FERM P-16527. Deposited at
また、エシェリヒア属細菌に変異型SATを保持させるには、細胞内のSAT遺伝子に、コードされるSATのＬ−システインによるフィードバック阻害が解除されるような変異を導入することによって行うことができる。変異の導入は、紫外線照射またはN−メチル−N'−ニトロ−N−ニトロソグアニジン（NTG）もしくは亜硝酸等の通常の突然変異に用いられている変異剤による処理によって行うことができる。 In addition, the Escherichia bacterium can retain the mutant SAT by introducing into the intracellular SAT gene a mutation that cancels feedback inhibition of the encoded SAT by L-cysteine. Mutation can be introduced by ultraviolet irradiation or treatment with a mutagen used for normal mutation such as N-methyl-N′-nitro-N-nitrosoguanidine (NTG) or nitrous acid.
なお、本発明において、「Ｌ−システインによるフィードバック阻害に非感受性」とは、上記のようにＬ−システインによるフィードバック阻害に非感受性になるように改変されるものであってもよいが、元来フィードバック阻害を受けないものであってもよい。シロイヌナズナのSATは、Ｌ−システインによるフィードバック阻害を受けないことが知られており、本発明に好適に用いることができる。シロイヌナズナ由来のSAT遺伝子含有プラスミドとして、pEAS-m（FEMS Microbiol. Lett., 179 (1999) 453-459）が知られている。 In the present invention, “insensitive to feedback inhibition by L-cysteine” may be modified so as to be insensitive to feedback inhibition by L-cysteine as described above. It may not be subject to feedback inhibition. Arabidopsis SAT is known not to be feedback-inhibited by L-cysteine and can be suitably used in the present invention. As a SAT gene-containing plasmid derived from Arabidopsis thaliana, pEAS-m (FEMS Microbiol. Lett., 179 (1999) 453-459) is known.
＜３＞Ｌ−システインの生産
上記のようにして得られる本発明のエシェリヒア属細菌を好適な培地で培養し、該培養物中にＬ−システインを生産蓄積せしめ、該培養物からＬ−システインを採取することにより、Ｌ−システインを効率よく、かつ、安定に製造することができる。尚、本発明の方法により製造されるＬ−システインには、還元型のシステインに加えてシスチンも含まれる場合があるが、本発明の製造法の対象物にはシスチン又は還元型のシステイン及びシスチンの混合物も含まれる。
<3> Production of L-cysteine The Escherichia bacterium of the present invention obtained as described above is cultured in a suitable medium, L-cysteine is produced and accumulated in the culture, and L-cysteine is produced from the culture. By collecting, L-cysteine can be produced efficiently and stably. The L-cysteine produced by the method of the present invention may contain cystine in addition to the reduced cysteine, but the object of the production method of the present invention includes cystine or reduced cysteine and cystine. A mixture of
使用する培地としては、炭素源、窒素源、イオウ源、無機イオン及び必要に応じその他の有機成分を含有する通常の培地が挙げられる。炭素源としては、グルコース、フラクトース、シュクロース、糖蜜やでんぷんの加水分解物などの糖類、フマール酸、クエン酸、コハク酸等の有機酸類を用いることができる。 Examples of the medium to be used include a normal medium containing a carbon source, a nitrogen source, a sulfur source, inorganic ions, and other organic components as required. As the carbon source, saccharides such as glucose, fructose, sucrose, molasses and starch hydrolysate, and organic acids such as fumaric acid, citric acid and succinic acid can be used.
窒素源としては、硫酸アンモニウム、塩化アンモニウム、リン酸アンモニウム等の無機アンモニウム塩、大豆加水分解物などの有機窒素、アンモニアガス、アンモニア水等を用いることができる。 As the nitrogen source, inorganic ammonium salts such as ammonium sulfate, ammonium chloride and ammonium phosphate, organic nitrogen such as soybean hydrolysate, ammonia gas, aqueous ammonia and the like can be used.
イオウ源としては、硫酸塩、亜硫酸塩、硫化物、次亜硫酸塩、チオ硫酸塩等の無機硫黄化合物が挙げられる。有機微量栄養源としては、ビタミンＢ１などの要求物質または酵母エキス等を適量含有させることが望ましい。これらの他に、必要に応じてリン酸カリウム、硫酸マグネシウム、鉄イオン、マンガンイオン等が少量添加される。 Examples of the sulfur source include inorganic sulfur compounds such as sulfate, sulfite, sulfide, hyposulfite, and thiosulfate. As an organic trace nutrient source, it is desirable to contain a required substance such as vitamin B1 or a yeast extract. In addition to these, potassium phosphate, magnesium sulfate, iron ions, manganese ions and the like are added in small amounts as necessary.
培養は好気的条件下で30〜90時間実施するのがよく、培養温度は２５℃〜３７℃に、培養中ｐＨは５〜８に制御することが好ましい。尚、ｐＨ調整には無機あるいは有機の酸性あるいはアルカリ性物質、更にアンモニアガス等を使用することができる。培養物からのＬ−システインの採取は通常のイオン交換樹脂法、沈澱法その他の公知の方法を組み合わせることにより実施できる。 Cultivation is preferably carried out under aerobic conditions for 30 to 90 hours. The culture temperature is preferably controlled at 25 ° C. to 37 ° C., and the pH during culture is preferably controlled at 5 to 8. In addition, an inorganic or organic acidic or alkaline substance, ammonia gas or the like can be used for pH adjustment. Collection of L-cysteine from the culture can be carried out by a combination of ordinary ion exchange resin method, precipitation method and other known methods.
以下、本発明を実施例によりさらに具体的に説明する。 Hereinafter, the present invention will be described more specifically with reference to examples.
１−１．菌株
CD遺伝子の同定には、cysE欠損株であるエシェリヒア・コリJM39（F＋ cysＥ51 tfr-8
）（Denk, D. and Bock, A., J. Gene. Microbiol, 133, 515-525(1987)）を用いた。CD遺伝子破壊株として、JM39ΔtnaA, JM39ΔmetC, JM39ΔcysM, JM39ΔmalY, JM39ΔcysKの単独CD遺伝子破壊株、そして、二重CD遺伝子破壊株JM39ΔtnaAΔmetC、JM39ΔcysKΔcysM及び四重CD遺伝子破壊株JM39ΔtnaAΔmetCΔcysMΔmalY、五重CD遺伝子破壊株JM39ΔtnaAΔmetCΔcysKΔcysMΔmalYを作製した。システイン生産では、JM39とJM39ΔtnaA, JM39ΔmetC, JM39ΔcysM, JM39ΔmalYの単独CD遺伝子破壊株、そして四重CD遺伝子破壊株JM39ΔtnaAΔmetCΔmalYΔcysMの計６株において、シロイヌナズナ由来のSAT遺伝子含有プラスミドpEAS-m（FEMS Microbiol. Lett., 179 (1999) 453-459）を導入した株を用いた。
1-1. Strain
For identification of the CD gene, Escherichia coli JM39 (F + cysE51 tfr-8, which is a cysE-deficient strain, was used.
) (Denk, D. and Bock, A., J. Gene. Microbiol, 133, 515-525 (1987)). As CD gene disruption strains, JM39ΔtnaA, JM39ΔmetC, JM39ΔcysM, JM39ΔmalY, JM39ΔcysK single CD gene disruption strains, double CD gene disruption strains JM39ΔtnaAΔCyJ Produced. In cysteine production, Arabidopsis SAT gene-containing plasmid pEAS-m Let (FEMS Microbiol.tm. , 179 (1999) 453-459).
１−２．プラスミド
CDの同定には、E. coliの全遺伝子 (ORF) 4,388個を含むpCA24Nプラスミドライブラリー（4,388種類のプラスミドが48枚の96穴プレートの各ウェルに分注されている）を使用した。このプラスミドライブラリーは、pCA24Nというベクターのlacプロモーターの下流に4,388個存在すると推定されているE .coliのORF全てが各々連結されていて、その発現は、IPTGによって誘導されるものである。また、遺伝子破壊用には、プラスミドpEL3（K.A. Armstrong et. al., J. Mol. Biol. (1984) 175, 331-347）を用い、pEL3gdtnaA, pEL3gdmetC, pEL3gdcysM, pEL3gdcysK, pEL3gdmalYを構築して使用した。その構築は後記する。
1-2. Plasmid
For the identification of CD, a pCA24N plasmid library containing 4,388 E. coli genes (ORF) (4,388 kinds of plasmids were dispensed into each well of 48 96-well plates) was used. In this plasmid library, all 4,388 ORFs of E. coli estimated to be present downstream of the lac promoter of the vector pCA24N are linked, and their expression is induced by IPTG. For gene disruption, plasmid pEL3 (KA Armstrong et. Al., J. Mol. Biol. (1984) 175, 331-347) was used to construct and use pEL3gdtnaA, pEL3gdmetC, pEL3gdcysM, pEL3gdcysK, and pEL3gdmalY. did. Its construction will be described later.
１−３．培地
E. coliの形質転換や一般的な培養には完全培地LBを、最小培地としてM9培地（Na2HPO4
6g/L、KH2PO4 3g/L、NaCl 0.5g/L、MgSO4・7H2O 0.25g/L、CaCl2・4H2O 0.015mg/L、グルコース 4g/L、チアミン・HCl 0.001g/L）を使用し、必要に応じてアンピシリン (Amp) を添加した。実験に応じて、10〜30mMのシステインを添加したLB液体培地を使用した。また、培養は特記しない場合37℃で行った。システインの生産培養は、C1（グルコース 30g/L、NH4Cl 10g/L、KH2PO4 2g/L、MgSO4・7H2O 1g/L、FeSO4・7H2O 10mg/L、MnCl2・4H2O 10
mg/L、CaCO3 20g/L） + チオ硫酸ナトリウム培地を用い、システイン定量のためのアッセイ培地も同じ組成の培地を用いた。
1-3. Culture medium
For transformation and general culture of E. coli, complete medium LB is used as minimum medium, M9 medium (Na 2 HPO 4
6g / L, KH 2 PO 4 3g / L, NaCl 0.5g / L,
mg / L, CaCO 3 20 g / L) + sodium thiosulfate medium, and a medium having the same composition was used as the assay medium for cysteine quantification.
１−４. 細胞抽出液の調製
培養菌体からの細胞抽出液の調製は、超音波破砕によって行った。超音波破砕機その際に用いたBufferの組成は、[ [ 100 mM Tris-HCl (pH 8.6), 100 mM DTT ( (±)-Dithiothreitol ), 10 mM PLP ( Pyridoxal Phosphate ) ] ] である。
1-4. Preparation of cell extract The cell extract was prepared from the cultured cells by ultrasonic disruption. The composition of the buffer used at that time was [[100 mM Tris-HCl (pH 8.6), 100 mM DTT ((±) -Dithiothreitol), 10 mM PLP (Pyridoxal Phosphate)]].
１−５. Native-PAGEゲルの組成とNative-PAGE
後述するCD活性染色によって、CDの同定や確認、CD遺伝子破壊株の構築を確認する等のために、細胞抽出液中のタンパク質を未変性状態のまま分離する必要があるためSDSを含まないNative-PAGEゲルを作製した。分離ゲル3枚分の組成は、12.5%ゲル [ Acrylamide/Bisacrylamide/amide (37 : 5 : 1) 6.4 ml, 1 M Tris-HCl (pH 8.7) 6.7 ml, dH2O 6.8 ml,
10% APS (Ammonium persulfate) 100 μl, TEMED (N, N, N, N'-Tetra-methyl-etylenediamine) 10 μl ]で、10%ゲル [ Acrylamide / Bisacrylamide / amide (37 : 5 : 1) 5.1 ml, 1 M Tris-HCl (pH 8.7) 6.7 ml, dH2O 8.1 ml, 10% APS 100 μl, TEMED 10 μl] である。また、濃縮ゲルは4.5%で、3枚分の組成は、[ Acrylamide / Bisacrylamide /amide (37 : 5 : 1) 0.7 ml, 1 M Tris-HCl (pH 6.8) 0.75 ml, dH2O 4.52 ml, 10% APS30 μl, TEMED 5 μl ]である。Native-PAGEは、ミニスラブ式電気泳動装置 (AEW-6500, ATTO社製)を用い、30 μg〜50 μgの細胞抽出液を2×Native-PAGE buffer と混合してゲルにアプライし、200 V, 20 mA/gelで、2時間から4時間泳動を行った。その際用いた泳動Bufferの1 L中の組成は、(L-Glycine 14.43 g, Tris 3.0 g) で、pH 8.6に調整した。
1-5. Native-PAGE gel composition and Native-PAGE
Native without SDS, because it is necessary to isolate proteins in cell extracts in their native state in order to identify and confirm CDs and confirm the construction of CD gene-disrupted strains by CD activity staining described below. -PAGE gel was made. The composition of the three separated gels was 12.5% gel [Acrylamide / Bisacrylamide / amide (37: 5: 1) 6.4 ml, 1 M Tris-HCl (pH 8.7) 6.7 ml, dH 2 O 6.8 ml,
10% APS (Ammonium persulfate) 100 μl, TEMED (N, N, N, N'-Tetra-methyl-etylenediamine) 10 μl], 10% gel [Acrylamide / Bisacrylamide / amide (37: 5: 1) 5.1 ml , 1 M Tris-HCl (pH 8.7) 6.7 ml, dH 2 O 8.1 ml, 10% APS 100 μl,
１−６．CD活性染色
CD活性を持つ酵素の存在を、特異的に視覚化し検出する方法としてCD活性染色法を用いた。1-5に記述したように細胞抽出液中のタンパク質を泳動分離後、CD活性染色液にゲルを浸し、室温で数時間から一晩、振とうしながら放置してCDのバンドを検出した。CD活性染色液の100 ml中の組成は、 [Tris 1.21 g, EDTA 0.372 g, L-Cysteine (システイン) 0.605 g, BiCl3 (塩化ビスマス)50 mg, 10 mM PLP 200 μl]で、pH 8.6である。CD活性染色は、Native-PAGEゲルで分離されたCDがゲル中の存在する場所で、その触媒反応によってCD活性染色液中に含まれるシステインをピルビン酸とアンモニア、H2Sに分解する。生成したH2Sは、同じくCD活性染色液中に含まれる塩化ビスマス (BiCl3)と反応し硫化ビスマス (Bi2S3)となって黒色バンドを呈するという原理を利用して行った。
1-6. CD activity staining
The CD activity staining method was used as a method for specifically visualizing and detecting the presence of an enzyme having CD activity. As described in 1-5, after the protein in the cell extract was electrophoretically separated, the gel was immersed in a CD activity staining solution and allowed to stand at room temperature for several hours to overnight with shaking to detect the CD band. The composition of CD activity staining solution in 100 ml was [Tris 1.21 g, EDTA 0.372 g, L-Cysteine (cysteine) 0.605 g, BiCl 3 (bismuth chloride) 50 mg, 10
１−７. E. coli全遺伝子プラスミドライブラリーを用いたCDの同定
各プラスミドが分注された48枚分の96穴プレートを、プレートナンバー1〜5、6〜10と言うように区切り、5プレート分毎の混合プラスミド液 (それぞれ480種類のプラスミドが含まれる)を9種類調製した。それぞれの混合プラスミド溶液を用い、JM39株を形質転換して、それぞれ約10,000コロニー分の形質転換体をグリセロールストックした。9種類のグリセロールストック溶液をLB + クロラムフェニコール (Cm) + 0.01 mM IPTG培地に添加して培養後、細胞抽出液を調製し、Native-PAGEに供したあとCD活性染色を行ってどの混合プラスミド溶液に目的のCDが存在するか検出した。目的のCDをコードする遺伝子が480種類に絞り込むことができたので、次に、96種類 まで絞り込む操作を行った。480種類のプラスミドを96種類ごとに分けた5つの混合プラスミド溶液を調製した。それぞれの混合プラスミド溶液でJM39株を形質転換し、形質転換体約6,000コロニー分をグリセロールストック後、培養してCD活性染色を行い目的のCDが存在する混合プラスミド溶液を確認した。目的のCDをコードする遺伝子を96種類にまで絞り込んだあと、さらに8種類に絞り込み、最後は、8種類のタンパク質をそれぞれ発現させてCD活性染色を行って目的のCDを同定した。
1-7. Identification of CD using E. coli whole gene plasmid library Forty-eight 96-well plates into which each plasmid was dispensed were separated as
１−８. CD遺伝子破壊用プラスミドの構築
各CD遺伝子を破壊するために、温度感受性の複製開始点をもったプラスミドpEL3を用いて、5種類の破壊用プラスミド、pEL3gdtnaA , pEL3gdmetC ,pEL3gdcysM, pEL3gdcysK, pEL3gdmalYを構築した。これらの作製法を以下に示す。すなわち、E. coli JM39のゲノムを鋳型に、破壊したい各CD遺伝子の2箇所の領域で、300 bp〜700 bp のDNA断片をPCRによって増幅した。このDNA断片をそれぞれ相同領域DNA断片-AとBとする。用いたプライマーは、図２に記載した。相同領域DNA断片-Aの増幅には、各CD遺伝子破壊用プライマー1と2を用い、相同領域DNA断片-Bの増幅には3と4を用いた。プライマーのDNA配列内には制限酵素サイトが設計してあり、増幅した相同領域DNA断片の両末端には制限酵素サイトが付加される。A, B両断片に共通の制限酵素（KpnI、HindIII、又はEcoRI）で処理後、両断片をライゲーションさせて各CD遺伝子破壊用断片作成用の鋳型とした。各CD遺伝子破壊用プライマー1と4を用いてPCRにより各CD遺伝子破壊用断片を大量に調製した。破壊用断片とpEL3をBamHI制限酵素処理し、それぞれを連結させて各CD遺伝子破壊用プラスミドを構築した。構築の確認はDNAシーケンシングによって行った。
1-8. Construction of plasmid for CD gene disruption In order to destroy each CD gene, plasmid pEL3 having a temperature-sensitive replication origin is used, and five kinds of plasmids for disruption, pEL3gdtnaA, pEL3gdmetC, pEL3gdcysM, pEL3gdcysK, pEL3gdmalY was constructed. These manufacturing methods are shown below. That is, using the E. coli JM39 genome as a template, DNA fragments of 300 bp to 700 bp were amplified by PCR in two regions of each CD gene to be disrupted. These DNA fragments are designated as homologous region DNA fragments -A and B, respectively. The primers used are shown in FIG. For amplification of the homologous region DNA fragment-A,
１−１０. CD遺伝子破壊操作
１-9のように構築した破壊用プラスミドを用いて、E. coli JM39株からCD遺伝子破壊株の構築を行った。まず、JM39に各破壊用プラスミドを導入し形質転換体を得た。温度感受性プラスミドpEL3の制限温度は42 ℃で、通常のE. coliの培養温度である37 ℃は制限温度以下であるが、念のために30 ℃で培養を行った。次に各形質転換体をLB + Amp培地で30 ℃、一晩培養後、培養液を103希釈し、200 μlの希釈液をLB + Ampプレートに塗り広げた。42 ℃で培養することにより、プラスミドが複製不可能になり、そのままの状態では形質転換体がAmpによって生育阻害を受け、コロニー形成できない条件にした。そのような培養条件下において、複製が止まったプラスミド上の各破壊用断片とJM39株の染色体に存在する相同領域で相同組換えを起こし、破壊用プラスミドの全長が染色体に組み込まれることでAmp耐性のコロニーを形成した破壊用プラスミド組み込み株をスクリーニングした。破壊用プラスミドの染色体への組み込みの確認は、図２に記載した各CD遺伝子破壊用プライマーのFWとRVを用いたPCRによって確認した。破壊用プラスミドの染色体組み込みを確認したコロニーをLB液体培地で培養し、再度相同組み替えを起こして破壊用断片だけが残り、プラスミド配列と目的遺伝子を欠落させる操作を行った。LB液体培地で、数度植え継いで培養し、LB寒天培地で200〜300コロニー形成するように培養液を希釈して塗り広げた。生育してきたコロニーをLBとLB + Amp寒天培地にレプリカし、Amp感受性コロニーを選び出した。そして、FWとRVプライマーを用いたコロニーPCRを行い破壊用断片だけが残ったCD遺伝子破壊株をスクリーニングした。
破壊株についてCD活性染色を行い、破壊遺伝子に由来するCD活性の消失を確認した。また、多重CD遺伝子破壊株の構築は、構築の完了したCD遺伝子破壊株に、続けて目的のCD遺伝子を破壊する操作を行うことを繰り返すことで行った。
1-10. CD Gene Disruption Procedure Using the disruption plasmid constructed as in 1-9, a CD gene disruption strain was constructed from E. coli JM39 strain. First, each disruption plasmid was introduced into JM39 to obtain a transformant. The temperature limit of the temperature sensitive plasmid pEL3 was 42 ° C, and the normal E. coli culture temperature of 37 ° C was below the limit temperature, but the culture was performed at 30 ° C just in case. Then 30 ° C. Each transformant LB + Amp medium, after overnight incubation, the culture solution was 10 3 dilution, the dilution of 200 [mu] l were spread on LB + Amp plates. By culturing at 42 ° C., the plasmid became incapable of replicating, and in the state as it was, the transformant was subjected to growth inhibition by Amp so that colonies could not be formed. Under such culture conditions, homologous recombination occurs in each homologous region present in the chromosome of the JM39 strain with each disruption fragment on the plasmid where replication has stopped, and the entire length of the disruption plasmid is integrated into the chromosome, resulting in Amp resistance. The disrupting plasmid-integrating strain that formed a colony was screened. Confirmation of the integration of the plasmid for disruption into the chromosome was confirmed by PCR using FW and RV of the respective primers for disrupting the CD gene described in FIG. A colony in which chromosomal integration of the plasmid for disruption was confirmed was cultured in LB liquid medium, and homologous recombination was caused again so that only the fragment for disruption remained, and the plasmid sequence and the target gene were deleted. Inoculated several times with LB liquid medium and cultured, and the culture solution was diluted and spread so as to form 200-300 colonies with LB agar medium. The grown colonies were replicated on LB and LB + Amp agar, and Amp-sensitive colonies were selected. Then, colony PCR using FW and RV primers was performed to screen for a CD gene disruption strain in which only the disruption fragment remained.
The disrupted strain was stained with CD activity to confirm the disappearance of CD activity derived from the disrupted gene. In addition, the construction of the multiple CD gene-disrupted strain was carried out by repeating the operation of subsequently destroying the target CD gene in the CD gene-disrupted strain that had been constructed.
１−１１. total CD活性測定 (硫化物・H2S定量法)
細胞抽出液中の全CDの活性 (total CD活性)を、システインがCDによって分解され発生
する硫化水素 (H2S) の量を定量することで測定した。活性を測定したい菌株を、5 mlのLBおよびLB + 10mMシステイン培地で37 ℃一晩培養後、細胞抽出液を2-2-4のように調製した。活性測定bufferの組成は、[ 100mM Tris-HCl (pH 8.6), 100 μM DTT, 10 mM PLP, 2μM L-Cysteine ]で、活性測定buffer 1 mlに細胞抽出液10 mlを添加し、30 ℃で10分間反応させた。また、検量線用に水および0.1 mM, 0.2 mM, 2 mMのNa2Sをそれぞれ10 μl活性測定bufferに添加し、同様にインキュベートした。反応終了後、100 mlの20 mM N, N-ジメチル-P-フェニルジアミン硫酸塩 (in 7.2 N HCl)と同量の30 mM FeCl3 (in 1.2 N HCl)を添加し激しく混合後、暗所で15分間静置した。N, N-ジメチル-P-フェニルジアミン硫酸塩 は、塩酸酸性で酸化剤として塩化鉄を共存させると試料中の硫化物と反応してチアジン色素メチレンブルーを生じ緑青ないし青色を呈する。この反応を15分間で生じさせた
。15分の静置後、OD650を測定し1 μmolのH2Sを与える酵素量を1Uと定義し活性を算出した。
1-11. Measurement of total CD activity (sulfide / H 2 S quantitative method)
The activity of total CD in the cell extract (total CD activity) was measured by quantifying the amount of hydrogen sulfide (H 2 S) generated when cysteine was decomposed by CD. The strain whose activity was to be measured was cultured overnight at 37 ° C. in 5 ml of LB and LB + 10 mM cysteine medium, and a cell extract was prepared as in 2-2-4. The composition of the activity measurement buffer is [100 mM Tris-HCl (pH 8.6), 100 μM DTT, 10 mM PLP, 2 μM L-Cysteine]. Add 10 ml of cell extract to 1 ml of activity measurement buffer, and add it at 30 ° C. The reaction was allowed for 10 minutes. For the calibration curve, water and 0.1 mM, 0.2 mM, and 2 mM Na 2 S were added to 10 μl activity measurement buffer, respectively, and incubated in the same manner. After completion of the reaction, add 100 ml of 20 mM N, N-dimethyl-P-phenyldiamine sulfate (in 7.2 N HCl) and the same amount of 30 mM FeCl 3 (in 1.2 N HCl) and mix vigorously. Left for 15 minutes. N, N-dimethyl-P-phenyldiamine sulfate reacts with sulfides in the sample when it is acidic with hydrochloric acid and iron chloride coexists as an oxidizing agent to produce the thiazine dye methylene blue, which is patina or blue. This reaction was allowed to occur in 15 minutes. After standing for 15 minutes, OD650 was measured and the amount of enzyme giving 1 μmol of H 2 S was defined as 1 U, and the activity was calculated.
１−１２. システイン生産培養
得られた各形質転換株を、C1 + チオ硫酸ナトリウム（チオ硫酸 15g/L）培地を２０mL入れた坂口フラスコに接種し、37℃で培養し、24、48、72および96時間後の上清のＬ−システイン含量を定量した。Ｌ−システインの含量は、ロイコノストック・メセンテロイデス（Leuconostoc mesenteroides）を用いるバイオアッセイ（Tsunoda, T. et al., Amino acids, 3, 7-13 (1961)）により、還元型システイン及びシスチンの総量として測定した。
1-12. Cysteine Production Culture Each transformed strain obtained is inoculated into a Sakaguchi flask containing 20 mL of C1 + sodium thiosulfate (thiosulfuric acid 15 g / L) medium, cultured at 37 ° C., 24, 48, 72 And the L-cysteine content of the supernatant after 96 hours was quantified. The content of L-cysteine was determined based on the total amount of reduced cysteine and cystine according to a bioassay using Leuconostoc mesenteroides (Tsunoda, T. et al., Amino acids, 3, 7-13 (1961)). As measured.
２. 結果
2-1. E. coli CDの存在の確認
E. coliに存在するCDを確認するために、JM39株の細胞抽出液を調製してNative-PAGEに供し、約2時間の泳動でタンパク質を分離後、活性染色を行った。その結果を図１に示す。CD活性を示す5本のバンドが検出できた。本実験により、E. coliにはCDが少なくとも5種類存在することがわかった。このうち、２つは、トリプトファナーゼ（TNase）、シスタチオニン−β−リアーゼ（CBL）であることがアミノ酸分析等によって明らかになっている（特開2003-169668号公報）。残りの3つを同定するために以下の実験を行った。
2. Results
2-1. Confirmation of the presence of E. coli CD
In order to confirm the CD present in E. coli, a cell extract of JM39 strain was prepared and subjected to Native-PAGE, and the protein was separated by electrophoresis for about 2 hours, followed by activity staining. The result is shown in FIG. Five bands showing CD activity were detected. From this experiment, it was found that E. coli contains at least 5 types of CD. Of these, it has been revealed by amino acid analysis and the like that two are tryptophanase (TNase) and cystathionine-β-lyase (CBL) (Japanese Patent Laid-Open No. 2003-169668). The following experiment was conducted to identify the remaining three.
2-3. E. coli全遺伝子プラスミドライブラリーを用いた未同定CDの同定
E. coliのゲノムには、4,388個の遺伝子(ORF)が存在すると推定されている。それら全ORFを個々にプラスミドに連結したE. coli全ORFライブラリーを使用して、１−７に記した手順でCDの同定を続けた。CD活性染色で未同定CDのバンドを検出することによって、未同定CDをコードしている遺伝子が連結されているプラスミドをまず、4,388種類から480種類に絞り込み、次に96種類、さらに8種類と絞り込んだ。最後に8種類のプラスミドをそれぞれ評価したところ、cysM遺伝子、cysK遺伝子及びmalY遺伝子がコードするタンパク質が未同定CDであることを突き止めることができた。E. coliのcysMは、O-acetyl L-serinesulfhydlase-B (OASS-B)をコードしていることが報告されている（J. Bacteriol. 172 (6), 3351-3357 (1990)）。また、cysKはO-acetyl L-serinesulfhydlase-A (OASS-A)をコードしていることが報告されている（Mol. Microbiol. 2 (6), 777-783 (1988)）。さらに、malYは、マルトース資化経路遺伝子群の調節因子であり、CBLとその立体構造が相似していて、C-Sリアーゼ反応を触媒することも見出されたタンパク質であるMalYをコードしていることが報告されている(EMBO J. 2000，Mar; 19(5): 831-842)。
2-3. Identification of unidentified CD using E. coli whole gene plasmid library
It is estimated that there are 4,388 genes (ORF) in the genome of E. coli. Using the E. coli whole ORF library in which these whole ORFs were individually ligated to the plasmid, the identification of CD was continued by the procedure described in 1-7. By detecting the band of unidentified CD by CD activity staining, the plasmids to which the genes encoding unidentified CD are linked are first narrowed from 4,388 types to 480 types, then 96 types, and then 8 types. Refined. Finally, when eight types of plasmids were evaluated, it was found that the proteins encoded by the cysM gene, cysK gene and malY gene were unidentified CDs. It has been reported that cysM of E. coli encodes O-acetyl L-serinesulfhydlase-B (OASS-B) (J. Bacteriol. 172 (6), 3351-3357 (1990)). In addition, cysK has been reported to encode O-acetyl L-serinesulfhydlase-A (OASS-A) (Mol. Microbiol. 2 (6), 777-783 (1988)). In addition, malY is a regulator of the maltose utilization pathway gene cluster and encodes MalY, a protein that is similar in structure to CBL and found to catalyze the CS lyase reaction. Has been reported (EMBO J. 2000, Mar; 19 (5): 831-842).
2-4. CDの確認
２−３で同定したOASS-B、OASS-A及びMalYがCDであることは、JM39株においてこれらの遺伝子を過剰発現させることにより確認できた。すなわち、各遺伝子を過剰発現させCD活性染色によってバンドを検出したところ、染色されるバンドがJM株に比べて濃くなり、各遺伝子がCD活性を有するタンパク質をコードすることがわかった。
2-4. Confirmation of CD It was confirmed by overexpressing these genes in the JM39 strain that OASS-B, OASS-A and MalY identified in 2-3 were CDs. That is, when each gene was overexpressed and a band was detected by CD activity staining, the stained band was darker than that of the JM strain, and it was found that each gene encodes a protein having CD activity.
2-5. CD遺伝子破壊株の構築
E. coliに存在する 5つのCDを全て同定することができたので、各CD遺伝子破壊株の構築を行った。なお、JM39ΔtnaA JM39ΔmetC 株については特開2003-169668号公報にもその作製方法が開示されている。まず、１−８のような手順でtnaA, metC, cysM, cysK, malYそれぞれの破壊用プラスミド、pEL3gdtnaA , pEL3gdmetC ,pEL3gdcysM, pEL3gdcysK, pEL3gdmalYを構築し、JM39に導入して破壊の操作を行い、それぞれの単独破壊株を構築した。さらに、遺伝子破壊を繰り返してtnaA, metC, cysM, malY が破壊された4重破壊株JM39ΔtnaAΔmetCΔcysMΔmalYなどの多重破壊株についても作製した。遺伝子破壊の操作後、コロニーPCRによって増幅したDNA断片の鎖長から、遺伝子レベルで破壊の確認を行い、さらにCD活性染色によって各CDが目的通り破壊され活性を失っていることを確認した。
2-5. Construction of CD gene disruption strain
Since all five CDs present in E. coli were identified, each CD gene-disrupted strain was constructed. Incidentally, the production method of JM39ΔtnaA JM39ΔmetC strain is also disclosed in JP-A-2003-169668. First, construct the plasmids for destruction of tnaA, metC, cysM, cysK, and malY, pEL3gdtnaA, pEL3gdmetC, pEL3gdcysM, pEL3gdcysK, and pEL3gdmalY by the procedure as in 1-8, and introduce them into JM39. A single disruption strain was constructed. Furthermore, multidisruption strains such as JM39ΔtnaAΔmetCΔcysMΔmalY were also prepared, in which tnaA, metC, cysM, and malY were disrupted by repeated gene disruption. After the gene disruption operation, the disruption was confirmed at the gene level from the length of the DNA fragment amplified by colony PCR, and further, it was confirmed by CD activity staining that each CD was destroyed as intended and lost its activity.
2-6. total CD活性測定
１−１１の方法に従って、本研究で用いた全CD遺伝子破壊株のtotal CD活性を測定した。結果を表１に示す。その結果、まず、LB培地で培養した場合の各菌株のtotal CD活性を親株のJM39と比較すると、全ての破壊株で活性の低下が認められた。多重破壊株の活性をJM39の活性と比較すると、JM39ΔcysMΔcysKを除き顕著な活性の低下が認められた。また、その活性の低下は、各単独破壊株の活性低下と比較しても有意であった。JM39ΔcysMΔcysKの活性もそれぞれの単独破壊株の活性と比較すると低下していた。次に、システインを培地に添加して培養した場合のtotal CD活性を分析した。JM39ΔtnaA を除いたすべての株において、LB培地で培養した場合の活性と比較して顕著な活性の増加が認められた。
2-6. Measurement of total CD activity The total CD activity of all the CD gene-disrupted strains used in this study was measured according to the method of 1-11. The results are shown in Table 1. As a result, first, when the total CD activity of each strain when cultured in LB medium was compared with the parent strain JM39, a decrease in the activity was observed in all the disrupted strains. When the activity of the multiple disruption strain was compared with that of JM39, a significant decrease in activity was observed except for JM39ΔcysMΔcysK. Moreover, the decrease in the activity was significant even compared with the decrease in the activity of each single disruption strain. The activity of JM39ΔcysMΔcysK was also reduced compared to the activity of each single disruption strain. Next, total CD activity when cysteine was added to the medium and cultured was analyzed. In all the strains except JM39ΔtnaA, a marked increase in activity was observed compared to the activity when cultured in LB medium.
2-7． CD遺伝子破壊株を用いたシステイン生産
JM39とJM39ΔtnaA, JM39ΔmetC, JM39ΔcysM, JM39ΔmalYの単独CD遺伝子破壊株 を4株、そして四重CD遺伝子破壊株 JM39ΔtnaAΔmetCΔmalYΔcysMの計６株に、A. thaliana SAT-m プラスミド・pEAS-mを導入してシステイン生産に使用した。1-12の方法にしたがってシステインの生産培養を行い、システインの定量を行った。対照株及び各CD遺伝子破壊株のシステイン生産量を生育度 (Growth: OD562値)で割った値の経時変化を表２又は図３に示す。なお、生育度はJM39ΔtnaAについてはやや低下したが、その他の破壊株は対照株JM39とほとんど変わらなかった。
2-7. Cysteine production using CD gene disruption strain
Cysteine production by introducing A. thaliana SAT-m plasmid and pEAS-m into 4 strains of JM39, JM39ΔtnaA, JM39ΔmetC, JM39ΔcysM, JM39ΔmalY single CD gene disruption strain, and 4 quadruple CD gene disruption strains JM39ΔtnaAΔmetCΔmalYΔcysM Used for. Cysteine production culture was performed according to the method of 1-12, and cysteine was quantified. Table 2 or FIG. 3 shows the change over time in the value obtained by dividing the cysteine production amount of the control strain and each CD gene-disrupted strain by the growth degree (Growth: OD 562 value). The growth degree was slightly decreased for JM39ΔtnaA, but other disrupted strains were almost the same as the control strain JM39.
各破壊株のL-システイン生産量は、いずれも対照株JM39の値を上回った。したがって、CD遺伝子を破壊しシステインの分解系を抑制することが、システインの生産性を向上させるために効果的であることが明らかになった。なお、cysK破壊株を使用した場合は、C1 +チオ硫酸ナトリウムのシステイン生産培地を用いる限り、システインをほとんど合成す
ることができなかった。
The L-cysteine production amount of each disrupted strain exceeded the value of the control strain JM39. Therefore, it has been clarified that destroying the CD gene and suppressing the cysteine degradation system are effective in improving cysteine productivity. When a cysK-disrupted strain was used, cysteine was hardly synthesized as long as a cysteine production medium of C1 + sodium thiosulfate was used.
本発明の細菌を使用することにより、Ｌ−システインを効率よく製造することができる。Ｌ−システイン及びＬ−システインの誘導体は、医薬品、化粧品及び食品分野で有用である。 By using the bacterium of the present invention, L-cysteine can be efficiently produced. L-cysteine and derivatives of L-cysteine are useful in the pharmaceutical, cosmetic and food fields.
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