JP3868345B2

JP3868345B2 - Skin condition discrimination method

Info

Publication number: JP3868345B2
Application number: JP2002213266A
Authority: JP
Inventors: 暢夫橿淵; 義和平井
Original assignee: Pola Chemical Industries Inc
Current assignee: Pola Chemical Industries Inc
Priority date: 2002-07-23
Filing date: 2002-07-23
Publication date: 2007-01-17
Anticipated expiration: 2022-07-23
Also published as: JP2004053491A

Description

【０００１】
【発明の属する技術分野】
本発明は、角質細胞採取用具及び該角質細胞採取用具を使用して採取された角質細胞を用いた皮膚の状態の鑑別法に関する。
【０００２】
【従来の技術】
角質細胞の面積が、皮膚の状態と密接に関連することは古くから知られており、これを利用して肌分析が行われている。この様な場合、角質細胞の採取は粘着テープなど皮膚より採取し、これをスライドグラス上に固定した後、有機溶剤で粘着剤を溶解させ、染色、観察する方法が採られている。この方法によれば、角質細胞はスライドグラス上に固定する際にここの細胞に分かれ、正確に面積を計測することができる。しかしながら、近年の検討では、皮膚の状態の指標としては、面積ではなく、細胞の厚さを用いることがより好ましいことがわかってきている。即ち、充分に成熟したバリア機能の高い角質細胞は、充分に扁平になっている。又、角質細胞の体積は個体差が大きく、面積で細胞の厚さの程度を代替して鑑別することには自ずから限度が生じている。かかる細胞の厚さの程度を求めるためには、面積と体積とを計測し、体積を面積で除することが必要である。この為、これまでの採取方法で採取していた角質細胞を用いると、溶剤により角質細胞より脂質を脱脂してしまうため、本来の体積を計測できない問題が生じてきている。この対応としては、水溶性の固着剤を用いて角質細胞を採取し、水性担体で固着剤を除去する方法が考えられるが、この様な方法では角質細胞がデスモゾームを介して接着し、数個の細胞が接着したままで個々の細胞には分かれにくい問題があり、水溶性の固着剤を用いる方法はこれまで採られていなかった。個々の細胞に分かれていなければ、その体積を計測することはできないからである。面積の計測では、従来の方法で支障がなかったのも、水溶性の固着剤が使用されなかった一因でもある。言い換えれば、近年になって、皮膚状態の新しい指標として角質細胞体積、細胞の厚さが見出され、体積形状を損なわずに角質細胞を採取する手段の開発が望まれるようになった。
【０００３】
一方、水溶性の固着剤を、支持体上に塗工してなる、角質細胞採取用具は全く知られていないし、この様な角質細胞採取用具の水溶性の固着剤塗工面を水で湿らせ、膨潤させた後、角質細胞の採取部に貼付し、乾燥固化させ、剥離し、固着剤を水性担体で溶解させ、固着剤に固着された角質細胞を水性担体中に分散手段により分散させ、水性担体に分散された角質細胞の面積と体積を測定し、該体積を面積で除した細胞の厚さを指標とすることを特徴とする、皮膚の状態の鑑別法も知られていない。
【０００４】
【発明が解決しようとする課題】
本発明は、この様な状況下為されたものであり、体積形状を損なわずに角質細胞を採取する手段を提供し、皮膚の状態の鑑別をより正確に行わんとするものである。
【０００５】
【課題を解決するための手段】
本発明者らは、この様な状況に鑑みて、体積形状を損なわずに角質細胞を採取する手段を求めて、鋭意研究努力を重ねた結果、水溶性の固着剤を、支持体上に塗工してなる、角質細胞採取用具を用いて、水溶性の固着剤塗工面を湿潤用の水性担体で湿らせ、膨潤させた後、角質細胞の採取部に貼付し、乾燥固化させ、剥離し、固着剤を分散用の水性担体で溶解させ、固着剤に固着された角質細胞を水性担体中に分散手段により分散させることにより、角質細胞の形状を損なわずに角質細胞が採取できることを見出し、発明を完成させるに至った。即ち、本発明は以下に示す技術に関するものである。
ビニルピロリドン・酢酸ビニル共重合体を含む水溶性の固着剤を支持体に塗工してなる角質細胞採取用具の固着剤塗工面を、湿潤用の水性担体で湿らせ膨潤させる工程、
該角質細胞採取用具を角質細胞の採取部位に貼付し、固着剤を乾燥固化させた後、角質細胞採取用具を剥離する工程、
該角質細胞採取用具の固着剤を分散用の水性担体で溶解させる工程、並びに
固着剤が溶解した水性担体にプロテアーゼ及び／又は界面活性剤を加え、更に超音波を当てて角質細胞を分散させる工程を含む、角質細胞の採取方法。
以下、本発明について詳細に説明を加える。
【０００６】
【発明の実施の形態】
（１）本発明の角質細胞採取用具
本発明の角質細胞採取用具は、水溶性の固着剤を、支持体上に塗工してなることを特徴とする。本発明で言う、水溶性の固着剤とは水と混合し一様な溶状を呈する高分子化合物であって、少量具体的には自重量の２倍程度の水分との混合に於いては、粘着質のゲル状の性状を呈するものを総称する。この様な水溶性の固着剤としては、酢酸ビニル、ビニルピロリドン、ビニルアルコール、ビニルエーテルなどの重合体乃至は共重合体が好ましく例示でき、中でも、ポリ酢酸ビニル、ポリビニルピロリドン、ポリビニルアルコール、ポリビニルエーテル、ビニルピロリドン・酢酸ビニル共重合体、ヒドロキシプロピルセルロース、ヒドロキシプロピルメチルセルロース、ポリアクリル酸及び／又はその塩並びにポリメタクリル酸及び／又はその塩から選択されるものがより好ましく例示できる。これらは唯一種でも用いることができるし、二種以上を組み合わせて用いることもできる。特に好ましいものは、ポリ酢酸ビニル、ポリビニルピロリドン、ビニルピロリドン・酢酸ビニル共重合体などが特に好ましい。又、支持体としては、形態維持性のあるものであれば特段の限定はなく使用でき、中でも、形態維持性を有しつつも、適度の変形性を有する材料が好ましく例示できる。かかる材料は、透明でも不透明でも構わないが、皮膚との密着性が観察できる点で、透明であることが有利である。かかる支持体の好ましいものとしては、ポリエチレンテレフタレート（ＰＥＴ）、ポリ塩化ビニル、ナイロン、アクリル樹脂などの板乃至はディスクが好ましく例示できる。ディスクとは厚さ０．１〜１ｍｍの薄板を意味し、形態維持性と変形性とを有するので、本発明の支持体としては特に好ましい。支持体上に水溶性の固着剤を塗工する方法であるが、これは常法に従って行えば良く、例えば、水性担体で支持体を湿らせ、これに水溶性の固着剤の粉末を噴霧する方法、水溶性の固着剤の水溶液を噴霧乾燥させる方法或いは水溶性の固着剤の水溶液をドクターブレードなどで塗工し乾燥させる方法等が好ましく例示できる。かかる塗工に際して、支持体上を予め界面活性剤などで処理し、塗工厚をより均一化することもできる。この様な界面活性剤としては、エーテル系の界面活性剤が好ましく、具体的にはトリトンＸ−１００が好ましく例示できる。この様な形態は、細胞を採取後、水性担体中に分散させ回収する際に、デスモゾームを介する接着を超音波などの処理をするだけで解除できるので、その意味で好ましい。かかる塗工によって生じる水溶性の固着剤の被膜の厚さは０．１〜１０ミルが好ましい。これは塗工膜の厚さが厚すぎると、塗工膜から細胞を回収する際の回収率が損なわれる場合があり、薄すぎると、皮膚からの細胞の採取効率が損なわれる場合があるからである。
【０００７】
（２）本発明の皮膚の状態の鑑別法
本発明の皮膚の状態の鑑別法は、上記角質細胞採取用具を用いて行うことを特徴とする。即ち、前記角質細胞採取用具の水溶性の固着剤塗工面を湿潤用の水性担体で湿らせ、膨潤させた後、角質細胞の採取部に貼付し、乾燥固化させ、剥離し、固着剤を分散用の水性担体で溶解させ、固着剤に固着された角質細胞を水性担体中に分散手段により分散させ、水性担体に分散された角質細胞の面積と体積を測定し、該体積を面積で除した細胞の厚さを指標とすることを特徴とする。ここで、湿潤用の水性担体としては、固着剤を湿潤化でき、粘着性を付与できるものであれば特段の限定はされず、例えば、水、エタノール水溶液等が例示でき、これらの水性担体は等張に調整されていても良いし、ｐＨを調整されていても良いが、手軽さから言えば水が特に好ましい。かかる水性担体の適用量は、被覆されている固着剤に対して、０．５〜２重量倍量が好ましい。かくして固着剤が湿潤、粘性ゲル化した本発明の角質細胞採取用具は、角質細胞採取部位、例えば、露出部位であれば頬部、非露出部位であれば上腕内側部等の部位に、固着剤が乾燥固化するまで密着、貼付し、しかる後に剥離する。この剥離時に角質細胞が固着剤に固着した形態で採取できる。かくして採取した角質細胞は、分散用の水性担体に分散する。分散に際しては、角質細胞同士のデスモゾームを介しての接着を解除する必要がある。この様な解除手段としては、界面活性剤を用いる方法とプロテアーゼによる処理が挙げられる。界面活性剤としては、エーテル型の界面活性剤が好ましく、トリトンＸ−１００が特に好ましく例示できる。かかる界面活性剤の好ましい処理濃度は０．０５〜０．５重量％である。又、プロテアーゼとしては、キモトリプシン、トリプシン、カテプシンＤ等が好ましく例示でき、処理濃度としては０．０１〜０．２５重量％が好ましく例示できる。かかる分散手段は、前記の界面活性剤或いはプロテアーゼを分散用の水性担体に含有させ、物理的攪拌手段で攪拌することにより実現できる。攪拌に際しては、超音波による処理を行うことが好ましい。超音波処理の処理時間は３〜８分が好ましい。超音波の処理時間が短すぎると、細胞が個々の細胞にほぐれない場合があり、長すぎると発生した熱エネルギーにより、角質細胞が変性する場合があるからである。又、分散用の水性担体としては、前記界面活性剤やプロテアーゼ以外に、塩化ナトリウムなどの等張剤や緩衝塩等の緩衝剤を含有することができる。好ましい形態は、界面活性剤乃至はプロテアーゼを含有するリン酸緩衝生理食塩水である。ｐＨとしては６．５〜７．５が好ましい。かくして得られた細胞の形状を計測し、皮膚状態を鑑別する。すなわち、分散された角質細胞の面積と体積を測定し、該体積を面積で除した細胞の厚さを指標とし、皮膚の状態を鑑別する。厚さが薄いほど成熟した角質細胞が表皮に存在する鑑別でき、いい皮膚状態であると鑑別されるし、厚さが厚いほど未熟な角質細胞が表皮に存在し、悪い状態であると鑑別される。角質細胞の大凡の正常値としては、細胞の投影面積は６００〜１０００μｍ２程度、角質細胞体積は２００〜３００μｍ３程度、角質細胞の厚みは０．１〜０．３μｍ程度である。これらの値を判定の基準とすることができる。
【０００８】
【実施例】
以下に、実施例を挙げて、本発明について更に詳細に説明を加えるが、本発明がかかる実施例にのみ限定されないことは言うまでもない。
【０００９】
＜参考例１＞
次に示す、手順に従って、角質細胞採取用具を作製した。即ち、厚さ０．２ｍｍのＰＥＴのディスク（２ｃｍ×４ｃｍ）上に下記に示す粘性組成物を２０ミルのドクターブレードで塗工し、４０℃で乾燥させ、角質細胞採取用具１（参考例１）とした。塗工厚は１．８ミルであった。
ポリ酢酸ビニルエマルジョン（固形分３０％）３５重量部
ヒドロキシプロピルメチルセルロース５重量部
トリトンＸ−１０００．１重量部
水５９．９重量部
【００１０】
＜実施例１＞
参考例１と同様に下記の粘性組成物を用いて本発明の角質細胞採取用具２（実施例１）を得た。塗工厚は２．３ミルであった。
ビニルピロリドン・酢酸ビニル共重合体１０重量部
ヒドロキシプロピルセルロース５重量部
ポリオキシエチレン（２０）ベヘニルエーテル１重量部
水８５重量部
【００１１】
＜参考例２＞
参考例１と同様に下記の粘性組成物を用いて角質細胞採取用具３（参考例２）を得た。塗工厚は１．６ミルであった。
ポリ酢酸ビニルエマルジョン（固形分３０％）３５重量部
ポリビニルピロリドン５重量部
ポリオキシエチレン（２０）ベヘニルエーテル１重量部
水５９重量部
【００１２】
＜実施例２＞
参考例１、実施例１及び参考例２の角質細胞採取用具１〜３を用いて、ヘアレスマウスの背部より採取し、０．１％トリトンＸ−１００含有リン酸緩衝生理食塩水（ｐＨ７）に、超音波処理５分を行って、分散させ、しかる後、角質細胞を遠心分離によって集め、原
子間力顕微鏡で観察し、角質細胞体積を計測した。角質細胞採取用具は０．５ｍｌの水を垂らして湿潤化した後用いた。比較例として、粘着テープを貼付した後、剥離し、粘着テープの粘着剤をキシレンによって熔解させ、キシレン中に角質細胞を分散させ、集めたものも同様に計測した。計測結果、分散後の細胞の回収率、及び、剥離したときの取れ具合を表１に示す。計測結果の単位はμｍ³、回収率及び取れ具合の判断基準は〇が良い、△がやや悪い、×が悪いである。これより、有機溶剤を使用する従来法に於いては、脂質が抽出されることにより角質細胞の体積の減少が認められるが、本発明の角質細胞採取用具を用い、水性担体により採取することにより、細胞の形状を変えることなく角質細胞が採取できることがわかる。又、水溶性の固着剤としては、ビニルピロリドン・酢酸ビニル共重合体が特に好ましいこともわかる。
【００１３】
【表１】

【００１４】
＜実施例３＞
実施例２と同様に、角質細胞用具２を用い、分散手段をトリトンＸ−１００から、キモトリプシン０．１％含有リン酸緩衝生理食塩水（ｐＨ７）、トリプシン０．１％含有リン酸緩衝生理食塩水（ｐＨ７）、カテプシンＤ０．１％含有リン酸緩衝生理食塩水（ｐＨ７）に代え、３７℃２時間のインキュベーション条件で同様の実験を行った。酵素処理後には、超音波を５分間かけた。結果を表２に示す。これより、プロテアーゼによって実施例２と同様の結果が得られることがわかる。
【００１５】
【表２】

【００１６】
＜実施例４＞
投影面積からの肌分析では正常に分類されてしまうアトピー性皮膚炎患者より、角質細胞採取用具２を用い、トリプシン０．１％含有リン酸緩衝生理食塩水（ｐＨ７）を分散用の水性担体とし、３７℃２時間のインキュベーション条件で同様の実験を行った。酵素処理後には、超音波を５分間かけ細胞を回収し、体積、投影面積、細胞の厚さを計測した。比較例は粘着テープで角質細胞を採取し、キシレンで粘着剤を熔解し、細胞を回収して計測したものである。これらの計測結果を表３に示す。これより、このアトピー性皮膚炎患者は、投影面積では正常と鑑別されるが、角質細胞体積或いは角質細胞の厚み指標にすることにより正確にアトピー性皮膚炎患者と鑑別できることがわかる。尚、正常人に於ける角質細胞の投影面積は６００〜１０００μｍ²程度、角質細胞体積は２００〜３００μｍ³程度、角質細胞の厚みは０．１〜０．３μｍ程度である。
【００１７】
【表３】

【００１８】
【発明の効果】
本発明によれば、体積形状を損なわずに角質細胞を採取する手段を提供し、皮膚の状態の鑑別をより正確に行うことができる。[0001]
BACKGROUND OF THE INVENTION
The present invention relates to a keratinocyte collection tool and a method for distinguishing a skin condition using keratinocytes collected using the keratinocyte collection tool.
[0002]
[Prior art]
It has been known for a long time that the area of corneocytes is closely related to the state of the skin, and skin analysis is performed using this. In such a case, corneocytes are collected from skin such as an adhesive tape, fixed on a slide glass, dissolved in an organic solvent, stained, and observed. According to this method, the corneocytes are divided into cells when fixed on the slide glass, and the area can be accurately measured. However, recent studies have shown that it is more preferable to use cell thickness rather than area as an indicator of skin condition. That is, fully mature keratinocytes with a high barrier function are sufficiently flattened. In addition, the volume of keratinocytes varies greatly from one individual to another, and there is a limit to the differentiation by substituting the degree of cell thickness by area. In order to determine the degree of thickness of such cells, it is necessary to measure the area and volume and divide the volume by the area. For this reason, when the keratinocytes collected by the conventional collection method are used, the lipid is degreased from the keratinocytes by the solvent, and thus the problem that the original volume cannot be measured has arisen. As a countermeasure, a method of collecting keratinocytes using a water-soluble fixing agent and removing the fixing agent with an aqueous carrier can be considered, but in such a method, keratinocytes adhere via desmosome and several However, the method using a water-soluble fixing agent has not been adopted so far. This is because the volume cannot be measured unless it is divided into individual cells. In the measurement of the area, there was no problem with the conventional method, and this is one reason why the water-soluble fixing agent was not used. In other words, in recent years, keratinocyte volume and cell thickness have been found as new indicators of skin condition, and it has become desirable to develop means for collecting keratinocytes without losing volume shape.
[0003]
On the other hand, there is no known keratinocyte collection tool formed by coating a water-soluble adhesive on a support, and the surface of the keratinocyte collection tool coated with a water-soluble adhesive is moistened with water. After swelling, affixed to the corneocyte collection part, dried and solidified, peeled off, dissolved the sticking agent with an aqueous carrier, and dispersed the keratinocytes fixed to the sticking agent in the aqueous carrier, There is also no known method for distinguishing the skin condition characterized by measuring the area and volume of keratinocytes dispersed in an aqueous carrier and using the thickness of the cell divided by the area as an index.
[0004]
[Problems to be solved by the invention]
The present invention has been made under such circumstances, and provides a means for collecting keratinocytes without impairing the volume shape, and intends to more accurately differentiate skin conditions.
[0005]
[Means for Solving the Problems]
In view of such a situation, the present inventors have sought for means for collecting keratinocytes without impairing the volume shape and, as a result of intensive research efforts, applied a water-soluble fixing agent on the support. Using a keratinocyte collection tool, the water-soluble adhesive agent-coated surface is moistened and swollen with an aqueous carrier for wetting, and then applied to the keratinocyte collection part, dried, solidified, and peeled off. , By finding that the keratinocytes can be collected without damaging the shape of the keratinocytes by dissolving the sclerotic cells in the aqueous carrier for dispersion and dispersing the keratinocytes fixed to the adhesive in the aqueous carrier by the dispersing means, The invention has been completed. That is, the present invention relates to the following technique.
A step of moistening and swelling the adhesive-coated surface of a keratinocyte collection tool formed by coating a water-soluble adhesive containing vinylpyrrolidone / vinyl acetate copolymer on a support with an aqueous carrier for wetting;
Attaching the keratinocyte collection tool to a keratinocyte collection site, drying and solidifying the adhesive, and then peeling the keratinocyte collection tool;
Dissolving the adhering agent of the keratinocyte collection tool with an aqueous carrier for dispersion; and
A method for collecting keratinocytes, comprising a step of adding a protease and / or a surfactant to an aqueous carrier in which a fixing agent is dissolved, and further applying ultrasonic waves to disperse the keratinocytes.
Hereinafter, the present invention will be described in detail.
[0006]
DETAILED DESCRIPTION OF THE INVENTION
(1) The corneocyte collection tool of the present invention The corneocyte collection tool of the present invention is characterized in that a water-soluble fixing agent is coated on a support. The water-soluble fixing agent referred to in the present invention is a polymer compound that mixes with water to exhibit a uniform solution, and in a small amount, specifically when mixed with water about twice its own weight, It is a collective term for sticky gel-like properties. As such a water-soluble fixing agent, polymers or copolymers such as vinyl acetate, vinyl pyrrolidone, vinyl alcohol, and vinyl ether can be preferably exemplified. Among them, polyvinyl acetate, polyvinyl pyrrolidone, polyvinyl alcohol, polyvinyl ether, More preferable examples include those selected from vinylpyrrolidone / vinyl acetate copolymer, hydroxypropylcellulose, hydroxypropylmethylcellulose, polyacrylic acid and / or a salt thereof, and polymethacrylic acid and / or a salt thereof. These may be used alone or in combination of two or more. Particularly preferred are polyvinyl acetate, polyvinyl pyrrolidone, vinyl pyrrolidone / vinyl acetate copolymer and the like. Further, the support can be used without particular limitation as long as it has a form maintaining ability, and among them, a material having an appropriate deformability while having the form maintaining ability can be preferably exemplified. Such a material may be transparent or opaque, but it is advantageous that it is transparent in that the adhesion to the skin can be observed. Preferable examples of such a support include a plate or a disk made of polyethylene terephthalate (PET), polyvinyl chloride, nylon, acrylic resin, or the like. The disk means a thin plate having a thickness of 0.1 to 1 mm, and is particularly preferable as the support of the present invention because it has a form maintaining property and a deformability. This is a method of applying a water-soluble fixing agent on a support, and this may be carried out in accordance with a conventional method. For example, the support is moistened with an aqueous carrier and sprayed with water-soluble fixing agent powder. Preferred examples include a method, a method of spray-drying an aqueous solution of a water-soluble fixing agent, a method of applying an aqueous solution of a water-soluble fixing agent with a doctor blade, and the like. In such coating, the support can be previously treated with a surfactant or the like to make the coating thickness more uniform. As such a surfactant, an ether type surfactant is preferable, and specifically, Triton X-100 can be preferably exemplified. Such a form is preferable in that sense because, when cells are collected and dispersed in an aqueous carrier and recovered, adhesion via desmosome can be released simply by treatment with ultrasonic waves or the like. The thickness of the water-soluble fixing agent film produced by such coating is preferably 0.1 to 10 mils. This is because if the coating film is too thick, the recovery rate when cells are recovered from the coating film may be impaired, and if it is too thin, the efficiency of collecting cells from the skin may be impaired. It is.
[0007]
(2) Method for distinguishing skin condition of the present invention The method for distinguishing the skin condition of the present invention is characterized by being performed using the above-mentioned keratinocyte collection tool. That is, the surface of the keratinocyte collection tool coated with a water-soluble adhesive is moistened and swollen with an aqueous carrier for wetting, and then applied to the keratinocyte collection part, dried and solidified, peeled off, and the adhesive is dispersed. The keratinocytes dissolved in the aqueous carrier for use and dispersed in the aqueous carrier were dispersed in the aqueous carrier by a dispersing means, and the area and volume of the keratinocytes dispersed in the aqueous carrier were measured, and the volume was divided by the area. The cell thickness is used as an index. Here, the aqueous carrier for wetting is not particularly limited as long as it can wet the sticking agent and can provide tackiness, and examples thereof include water, an aqueous ethanol solution, and the like. Although it may be adjusted to be isotonic or pH may be adjusted, water is particularly preferable in terms of ease. The amount of the aqueous carrier applied is preferably 0.5 to 2 times the amount of the fixing agent coated. Thus, the keratinocyte collection device of the present invention in which the sticking agent is wetted and becomes a viscous gel is used in the keratinocyte collecting site, for example, the cheek portion if it is an exposed portion and the inner portion of the upper arm if it is a non-exposed portion. It sticks and sticks until it dries and solidifies, and then peels off. At the time of this exfoliation, the corneocytes can be collected in a form that adheres to the adhesive. The keratinocytes thus collected are dispersed in an aqueous carrier for dispersion. When dispersing, it is necessary to release the adhesion between the corneocytes via the desmosome. Examples of such releasing means include a method using a surfactant and a treatment with a protease. As the surfactant, an ether type surfactant is preferable, and Triton X-100 is particularly preferable. A preferred treatment concentration of such surfactant is 0.05 to 0.5% by weight. Moreover, chymotrypsin, trypsin, cathepsin D etc. can be illustrated preferably as a protease, and 0.01-0.25 weight% can be illustrated preferably as a process concentration. Such dispersing means can be realized by containing the surfactant or protease in an aqueous carrier for dispersion and stirring with a physical stirring means. When stirring, it is preferable to perform treatment with ultrasonic waves. The treatment time for ultrasonic treatment is preferably 3 to 8 minutes. If the ultrasonic treatment time is too short, the cells may not be loosened by individual cells, and if it is too long, the keratinocytes may be denatured by the generated thermal energy. In addition to the surfactant and protease, the aqueous carrier for dispersion can contain isotonic agents such as sodium chloride and buffering agents such as buffer salts. A preferred form is phosphate buffered saline containing a surfactant or protease. The pH is preferably 6.5 to 7.5. The shape of the cells thus obtained is measured, and the skin state is differentiated. That is, the area and volume of the dispersed keratinocytes are measured, and the state of the skin is identified using the thickness of the cell obtained by dividing the volume by the area as an index. The thinner the thickness, the more mature keratinocytes can be identified in the epidermis, and the better the skin state, and the thicker the thickness, the immature keratinocytes are present in the epidermis and are identified as being in a bad state. The Roughly normal values for the keratinocytes are the projected area of the cells of about 600 to 1000 μm2, the keratinocyte volume of about 200 to 300 μm3, and the thickness of the keratinocytes of about 0.1 to 0.3 μm. These values can be used as criteria for determination.
[0008]
【Example】
Hereinafter, the present invention will be described in more detail with reference to examples, but it is needless to say that the present invention is not limited to such examples.
[0009]
< Reference Example 1 >
A corneocyte collection tool was prepared according to the following procedure. That is, the viscous composition shown below on the thickness 0.2 mm PET disks (2 cm × 4 cm) was coated with 20 mils doctor blade, dried at 40 ° C., angular quality cell collection tool 1 (reference Example 1) . The coating thickness was 1.8 mil.
Polyvinyl acetate emulsion (solid content 30%) 35 parts by weight Hydroxypropylmethylcellulose 5 parts by weight Triton X-100 0.1 part by weight Water 59.9 parts by weight
< Example 1 >
In the same manner as in Reference Example 1, a corneocyte collection tool 2 (Example 1) of the present invention was obtained using the following viscous composition. The coating thickness was 2.3 mil.
Vinylpyrrolidone / vinyl acetate copolymer 10 parts by weight Hydroxypropyl cellulose 5 parts by weight Polyoxyethylene (20) behenyl ether 1 part by weight Water 85 parts by weight
< Reference Example 2 >
Afforded Reference Example 1 square quality cells using the following viscosity composition in the same manner as Collection Equipment 3 (Reference Example 2). The coating thickness was 1.6 mil.
Polyvinyl acetate emulsion (solid content 30%) 35 parts by weight Polyvinylpyrrolidone 5 parts by weight Polyoxyethylene (20) behenyl ether 1 part by weight Water 59 parts by weight
<Example 2 >
Using the corneocyte collection tools 1 to 3 of Reference Example 1, Example 1 and Reference Example 2, the sample was collected from the back of a hairless mouse and added to phosphate buffered saline (pH 7) containing 0.1% Triton X-100. Then, sonication was performed for 5 minutes to disperse, and then the keratinocytes were collected by centrifugation and observed with an atomic force microscope to measure the keratinocyte volume. The keratinocyte collection tool was used after dampening 0.5 ml of water. As a comparative example, the adhesive tape was applied and then peeled, the adhesive of the adhesive tape was melted with xylene, and the keratinocytes were dispersed in xylene. Table 1 shows the measurement results, the cell recovery rate after dispersion, and the degree to which the cells were detached. The unit of the measurement result is μm ³ , and the criteria for the recovery rate and the degree of removal are good, △ is somewhat bad, and x is bad. From this, in the conventional method using an organic solvent, a decrease in the volume of the keratinocytes is recognized by extracting the lipid, but by collecting with an aqueous carrier using the keratinocyte collection tool of the present invention. It can be seen that keratinocytes can be collected without changing the shape of the cells. It can also be seen that vinylpyrrolidone / vinyl acetate copolymer is particularly preferable as the water-soluble fixing agent.
[0013]
[Table 1]

[0014]
< Example 3 >
In the same manner as in Example 2 , the keratinocyte device 2 was used, and the dispersion means was changed from Triton X-100, 0.1% chymotrypsin-containing phosphate buffered saline (pH 7), 0.1% trypsin-containing phosphate buffered saline. A similar experiment was performed under the incubation conditions of 37 ° C. for 2 hours instead of water (pH 7) and phosphate buffered saline (pH 7) containing cathepsin D 0.1%. After the enzyme treatment, ultrasonic waves were applied for 5 minutes. The results are shown in Table 2. From this, it can be seen that the same result as in Example 2 can be obtained by protease.
[0015]
[Table 2]

[0016]
< Example 4 >
From atopic dermatitis patients who are normally classified in the skin analysis from the projected area, use a corneocyte collection tool 2 and use phosphate buffered saline (pH 7) containing 0.1% trypsin as an aqueous carrier for dispersion. The same experiment was performed under an incubation condition of 37 ° C. for 2 hours. After the enzyme treatment, cells were collected by applying ultrasonic waves for 5 minutes, and the volume, projected area, and cell thickness were measured. In the comparative example, corneocytes were collected with an adhesive tape, the adhesive was melted with xylene, and the cells were collected and measured. These measurement results are shown in Table 3. From this, it can be seen that this atopic dermatitis patient is differentiated from normal in the projected area, but can be accurately differentiated from the atopic dermatitis patient by using the keratinocyte volume or the keratinocyte thickness index. In a normal person, the projected area of keratinocytes is about 600 to 1000 μm ² , the keratinocyte volume is about 200 to 300 μm ³ , and the thickness of the keratinocytes is about 0.1 to 0.3 μm.
[0017]
[Table 3]

[0018]
【The invention's effect】
ADVANTAGE OF THE INVENTION According to this invention, the means which extract | collects a keratinocyte without impairing a volume shape is provided, and differentiation of a skin state can be performed more correctly.

Claims

A step of moistening and swelling the adhesive-coated surface of a keratinocyte collection tool formed by coating a water-soluble adhesive containing vinylpyrrolidone / vinyl acetate copolymer on a support with an aqueous carrier for wetting;
Attaching the keratinocyte collection tool to a keratinocyte collection site, drying and solidifying the adhesive, and then peeling the keratinocyte collection tool;
A step of dissolving the adhering agent of the corneocyte collecting tool with an aqueous carrier for dispersion, and a step of adding protease and / or a surfactant to the aqueous carrier in which the adhering agent is dissolved, and further applying ultrasonic waves to disperse the corneocytes. A method for collecting keratinocytes, comprising: