JP2021159015A - Blood brain barrier model using human conditionally immortalized cell, and method for manufacturing the same - Google Patents
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Abstract
Description
本発明は、ヒト条件的不死化細胞を用いた血液脳関門モデルおよびその製造方法に関する。 The present invention relates to a blood-brain barrier model using human conditioned immortalized cells and a method for producing the same.
血液脳関門(Blood Brain Barrier;BBB)は、脳微小血管内皮細胞(Brain Microvascular Endothelial Cells;BMEC)と、その周囲に存在するアストロサイトやペリサイトなどの支持細胞によって形成される(非特許文献1、非特許文献2)。BMECは、BBBの主要な構成要素であるが、BBB特異的な性質を獲得するには、アストロサイトとペリサイトの双方が必要であり、またこれらは共にBBBの制御および維持に重要な役割を果たす(非特許文献3)。 The blood-brain barrier (BBB) is formed by brain microvascular endothelial cells (Brain Microvasual Endothelial Cells; BMEC) and supporting cells such as astrocytes and pericytes existing around the blood-brain barrier (BBB) (Non-Patent Document 1). , Non-Patent Document 2). Although BMEC is a major component of BBB, both astrocytes and pericytes are required to acquire BBB-specific properties, both of which play important roles in the control and maintenance of BBB. Fulfill (Non-Patent Document 3).
BBBは、末梢と中枢神経系(Central Nervous System;CNS)との間の重要な境界面を提供し、独立した生理学的恒常性を維持し、かつ、薬剤などの潜在的に有害な化学物質が脳に入るのを防ぐ(非特許文献4、非特許文献5)。BBBを構成する2つの主な分子実体は、(1)薬剤の脳内への傍細胞流入を厳密に制限する細胞間ジャンクション(タイトジャンクションおよび接着ジャンクション);および(2)BMECの頂端膜側で種々の薬剤を積極的に運び出す複数の排出トランスポーター(P糖タンパク質(P−gp)および乳癌耐性タンパク質(BCRP)を含む)である(非特許文献6、非特許文献7、非特許文献8、非特許文献9)。 The BBB provides an important interface between the peripheral and central nervous system (CNS), maintains independent physiological homeostasis, and contains potentially harmful chemicals such as drugs. Prevents entry into the brain (Non-Patent Document 4, Non-Patent Document 5). The two major molecular entities that make up the BBB are (1) intercellular junctions (tight junctions and tight junctions) that strictly limit the paracellular influx of the drug into the brain; and (2) on the apical membrane side of the BMEC. A plurality of efflux transporters (including P-glycoprotein (P-gp) and breast cancer resistant protein (BCRP)) that actively carry out various drugs (Non-Patent Document 6, Non-Patent Document 7, Non-Patent Document 8, Non-Patent Document 9).
このような特殊な機能のため、優れたBBB透過性を持つ薬物候補の特定は、CNS薬の開発における大きな課題であった。このような状況の下、in vitroのBBBモデルは、BBB透過性を有するCNS薬の特定プロセスを促進するための貴重なツールを提供することが期待される。 Due to these special functions, identification of drug candidates with excellent BBB permeability has been a major challenge in the development of CNS drugs. Under these circumstances, the in vitro BBB model is expected to provide a valuable tool for facilitating the specific process of BBB-permeable CNS drugs.
BMECの単一培養システムはin vivoのBBBを正確に模倣しないため、アストロサイトおよび/またはペリサイトとの共培養が、高度かつ特殊な機能を有するBBBモデルの開発に有用な方法であると考えられている(非特許文献10、非特許文献11、非特許文献12)。これを達成するために、さまざまな動物種から得られたBBB細胞が広く使用されているが、動物とヒトのBBB機能には、BBBトランスポーターの発現レベルが異なることによって示されるように、いくつかの相違点があることが明らかになっている(非特許文献13、非特許文献14、非特許文献15)。したがって、CNS薬の開発には、ヒト由来のBBBモデルが必要である。
Since the single culture system of BMEC does not accurately mimic in vivo BBB, co-culture with astrocytes and / or pericytes is considered to be a useful method for developing BBB models with advanced and special functions. (Non-Patent
本発明は、ヒト条件的不死化細胞を用いた血液脳関門モデルおよびその製造方法を提供することを目的とする。 An object of the present invention is to provide a blood-brain barrier model using human conditioned immortalized cells and a method for producing the same.
先述のような背景の下、本発明者らは、2つ不死化遺伝子、すなわち、(1)テロメア長を伸長し、成長停止、および細胞分割に伴うテロメア短縮によって生ずるゲノム損傷に対抗するヒトテロメラーゼ逆転写酵素(hTERT)遺伝子;(2)温度感受性シミアンウイルス40大腫瘍抗原(tsSV40T)遺伝子をヒトの初代BBB細胞へと導入することによって、BMEC、アストロサイトおよび脳ペリサイトに由来する、ヒト不死化細胞を樹立した(参考文献24、参考文献25、参考文献26)。
Against this background, we have two immortalizing genes: (1) human telomerase that extends telomere length and counters genomic damage caused by telomere shortening associated with growth arrest and cell division. Reverse transcriptase (hTERT) gene; (2) Human immortality derived from BMEC, astrosites and brain pericite by introducing the temperature-
tsSV40Tは、条件付き不死化特性を細胞へ付与する。具体的には、33℃の培養温度で安定であり、細胞周期を促進するが、37℃以上の温度において、急速に分解される。それによって、不死化シグナルが消失すると同時に細胞は再分化する(参考文献24、参考文献25、参考文献26、参考文献30、参考文献31)。上記2つの遺伝子の機能に基づき、ヒト不死化BBB細胞は、継続的な増殖プロファイルを示す重要な細胞特性を保持する。この点は、多様な適用可能性に鑑みて、薬剤開発における、従来の細胞種に対する明らかな利点である。 The tsSV40T imparts conditional immortalization properties to cells. Specifically, it is stable at a culture temperature of 33 ° C. and promotes the cell cycle, but is rapidly decomposed at a temperature of 37 ° C. or higher. As a result, the cells redifferentiate at the same time as the immortalization signal disappears (Reference 24, Reference 25, Reference 26, Reference 30, Reference 31). Based on the functions of the above two genes, human immortalized BBB cells retain important cellular properties that exhibit a continuous proliferative profile. This is a clear advantage over conventional cell types in drug development in view of various applicability.
これらのヒト不死化BBB細胞は、薬剤透過性研究におけるヒトBBBモデルの開発に貢献することが期待される。本発明者らは、これまでに本発明者らが樹立したヒト不死化アストロサイト細胞株(HASTR/ci35)、ヒト不死化脳ペリサイト細胞株(HBPC/ci37)およびヒト不死化脳微小血管内皮細胞株(HBMEC/ci18)を用いて、ヒト不死化細胞に基づく多細胞BBBモデルを開発し、当該BBBモデルの特性決定を行った。 These human immortalized BBB cells are expected to contribute to the development of human BBB models in drug permeability studies. The present inventors have established the human immortalized astrocyte cell line (HASTR / ci35), the human immortalized brain pericite cell line (HBPC / ci37), and the human immortalized brain microvascular endothelium. Using a cell line (HBMEC / ci18), a multi-cell BBB model based on human immortalized cells was developed, and the characteristics of the BBB model were determined.
すなわち、本発明は:
[1](i)ヒト条件的不死化ペリサイトを第1の培地に播種して培養するペリサイト培養工程と、
(ii)前記培養したヒト条件的不死化ペリサイトを第2の培地において分化させるペリサイト分化工程と、
(iii)ヒト条件的不死化アストロサイトを第3の培地に播種して培養するアストロサイト培養工程と、
(iv)前記培養したヒト条件的不死化アストロサイトを第4の培地において分化させるアストロサイト分化工程と、
(v)ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を第5の培地に播種して、前記播種したヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を培養する脳微小血管内皮細胞培養工程と
を含み、
前記ペリサイト培養工程(i)および/または前記ペリサイト分化工程(ii)において、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物が形成され、
前記アストロサイト培養工程(iii)および/または前記アストロサイト分化工程(iv)において、ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物が形成され、
前記ペリサイト分化工程(ii)における分化が、前記ペリサイト培養工程(i)における培養温度とは異なる温度で行われ、
前記アストロサイト分化工程(iv)における分化が、前記アストロサイト培養工程における培養温度とは異なる温度で行われ、
前記工程(ii)および前記工程(iv)の後で、前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)が行われ、
前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)において、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が形成され、
前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)において、前記播種されたヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養が、第6の培地中における前記ヒト条件的不死化ペリサイトの更なる培養および前記ヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養と共に行われ、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物と前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物とが相互作用することが可能なように配置されている、多細胞血液脳関門モデルの製造方法;
[2]前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)における、前記播種されたヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養、ならびに、前記ヒト条件的不死化ペリサイトの更なる培養および前記ヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養が、前記ペリサイト分化工程(ii)における分化および/または前記アストロサイト分化工程(iv)における分化とは異なる温度で行われる、[1]に記載の製造方法;
[3]前記ペリサイト培養工程(i)における培養が32〜34℃の温度範囲で行われ、前記ペリサイト分化工程(ii)における分化が35〜39℃の温度範囲で行われ、および/または
前記アストロサイト培養工程(iii)における培養が32〜34℃の温度範囲で行われ、前記アストロサイト分化工程(iv)における分化が35〜39℃の温度範囲で行われる、[1]または[2]に記載の製造方法;
[4]前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)における、前記播種されたヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養、ならびに、前記ヒト条件的不死化ペリサイトの更なる培養および前記ヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養が、32〜34℃の温度範囲で行われる、[1]〜[3]のいずれか1項に記載の製造方法;
[5]前記ペリサイト培養工程(i)における培養および前記アストロサイト培養工程(iii)における培養が、それぞれ独立して、播種後12〜72時間行われる、[1]〜[4]のいずれか1項に記載の製造方法;
[6]前記ペリサイト分化工程(ii)における分化および前記アストロサイト分化工程(iv)における分化が、それぞれ独立して、12〜72時間行われる、[1]〜[5]のいずれか1項に記載の製造方法;
[7]前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)が、播種後12〜240時間行われる、[1]〜[6]のいずれか1項に記載の製造方法;
[8]前記ペリサイト培養工程(i)における培養と前記アストロサイト培養工程(iii)における培養とが、同時に行われる、[1]〜[7]のいずれか1項に記載の製造方法;
[9]前記ペリサイト分化工程(ii)における分化と前記アストロサイト分化工程(iv)における分化とが、同時に行われる、[1]〜[8]のいずれか1項に記載の製造方法;
[10]前記ペリサイト培養工程(i)および/または前記ペリサイト分化工程(ii)において形成されるヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物が層であり、および/または、
前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)において形成されるヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が層である、[1]〜[9]のいずれか1項に記載の製造方法;
[11]前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)において形成されるヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が単層である、[1]〜[10]のいずれか1項に記載の製造方法;
[12]前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物の一方の側に、前記ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物が位置し、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物の他方の側に、前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が位置する、[1]〜[11]のいずれか1項に記載の製造方法;
[13]前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物と、前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物とが、多孔性基材のそれぞれの面に形成されていることによって、前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物と、前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物とが相互作用することが可能なように配置されている、[1]〜[12]のいずれか1項に記載の製造方法;
[14]前記多孔性基材が、細胞外マトリックスを構成する分子によって被覆されている、[13]に記載の製造方法;
[15]前記第3の培地と前記第4の培地とは、前記第3の培地に含まれる血清が前記第4の培地には含まれない点において相違する、[1]〜[14]のいずれか1項に記載の製造方法;
[16]前記第5の培地は、成長因子を含まない培地である、[1]〜[15]のいずれか1項に記載の製造方法;
[17]前記第6の培地が、第1の培地、第2の培地、第3の培地、第4の培地および第5の培地のいずれとも異なる、[1]〜[16]のいずれか1項に記載の製造方法;
[18][1]〜[17]のいずれか1項に記載の製造方法によって製造される、多細胞血液脳関門モデル;
[19](A)ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物と、
(B)ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物と、
(C)ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物と、
(D)前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞のための培地と、
(E)前記ヒト条件的不死化ペリサイトおよび前記ヒト条件的不死化アストロサイトのための培地と
を含む多細胞血液脳関門モデルであって、
前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)と前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)とが相互作用することが可能なように配置されており、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)の一方の側に、前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が位置し、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)の他方の側に、前記ヒト条件的不死化アストロサイト(C)を含む培養物が位置する、多細胞血液脳関門モデル;
[20]前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が層であり、および/または、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)が層である、[19]に記載の多細胞血液脳関門モデル;
[21]前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が単層である、[19]または[20]に記載の多細胞血液脳関門モデル。
[22]多孔性基材をさらに含み、
前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が多孔性基材の一方の面を被覆し、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)が多孔性基材の他方の面を被覆すする、[19]〜[21]のいずれか1項に記載の多細胞血液脳関門モデル;
[23]前記培地(D)が、成長因子を含まない培地であり、
前記培地(E)が、神経細胞用培地である、[19]〜[22]のいずれか1項に記載の多細胞血液脳関門モデル
に関する。
That is, the present invention is:
[1] (i) A pericyte culture step of seeding and culturing human conditionally immortalized pericyte in a first medium, and
(Ii) A pericyte differentiation step of differentiating the cultured human conditionally immortalized pericyte in a second medium,
(Iii) An astrocyte culturing step in which human conditionally immortalized astrocytes are seeded and cultured in a third medium, and
(Iv) An astrocyte differentiation step of differentiating the cultured human conditional immortalized astrocytes in a fourth medium.
(V) Including a step of culturing brain microvascular endothelial cells in which human conditional immortalized cerebral microvascular endothelial cells are seeded in a fifth medium and the seeded human conditional immortalized cerebral microvascular endothelial cells are cultured.
In the pericyte culture step (i) and / or the pericyte differentiation step (ii), a culture containing human conditionally immortalized pericyte was formed.
In the astrocyte culture step (iii) and / or the astrocyte differentiation step (iv), a culture containing human conditionally immortalized astrocytes was formed.
The differentiation in the pericyte differentiation step (ii) is performed at a temperature different from the culture temperature in the pericyte culture step (i).
Differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) is performed at a temperature different from the culture temperature in the astrocyte culture step.
After the step (ii) and the step (iv), the brain microvascular endothelial cell culture step (v) is performed, and the step (iv) is performed.
In the cerebral microvascular endothelial cell culture step (v), a culture containing human conditional immortalized cerebral microvascular endothelial cells was formed.
In the cerebral microvascular endothelial cell culturing step (v), the culturing of the seeded human conditional immortalized cerebral microvascular endothelial cells further cultivates the human conditioned immortalized pericyte in a sixth medium and Performed with further culture of the human conditionally immortalized astrocytes,
A multicellular blood-brain barrier model in which the culture containing the human conditionally immortalized pericyte and the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are arranged so as to be able to interact with each other. Manufacturing method;
[2] Culture of the seeded human conditional immortalized brain microvascular endothelial cells in the brain microvascular endothelial cell culture step (v), further culture of the human conditional immortalized pericyte, and the human. The production according to [1], wherein further culturing of the conditional immortalized astrocytes is carried out at a temperature different from the differentiation in the pericyte differentiation step (ii) and / or the differentiation in the astrocyte differentiation step (iv). Method;
[3] Culturing in the pericyte culturing step (i) is carried out in a temperature range of 32 to 34 ° C., differentiation in the pericyte differentiation step (ii) is carried out in a temperature range of 35 to 39 ° C., and / or. Culturing in the astrocyte culturing step (iii) is carried out in a temperature range of 32 to 34 ° C., and differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) is carried out in a temperature range of 35 to 39 ° C. [1] or [2]. ] The manufacturing method described in
[4] Culture of the seeded human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells in the brain microvascular endothelial cell culture step (v), further culture of the human conditionally immortalized pericyte, and the human. The production method according to any one of [1] to [3], wherein further culture of conditional immortalized astrocytes is carried out in a temperature range of 32 to 34 ° C.;
[5] Any of [1] to [4], wherein the culture in the pericyte culture step (i) and the culture in the astrocyte culture step (iii) are independently performed for 12 to 72 hours after sowing. The manufacturing method according to
[6] Any one of [1] to [5], wherein the differentiation in the pericyte differentiation step (ii) and the differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) are independently performed for 12 to 72 hours, respectively. The manufacturing method described in
[7] The production method according to any one of [1] to [6], wherein the cerebral microvascular endothelial cell culture step (v) is carried out for 12 to 240 hours after seeding;
[8] The production method according to any one of [1] to [7], wherein the culture in the pericyte culture step (i) and the culture in the astrocyte culture step (iii) are performed at the same time;
[9] The production method according to any one of [1] to [8], wherein the differentiation in the pericyte differentiation step (ii) and the differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) are performed at the same time;
[10] The culture containing the human conditionally immortalized pericyte formed in the pericyte culture step (i) and / or the pericyte differentiation step (ii) is a layer and / or.
The production according to any one of [1] to [9], wherein the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells formed in the brain microvascular endothelial cell culture step (v) is a layer. Method;
[11] Any one of [1] to [10], wherein the culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells formed in the brain microvascular endothelial cell culture step (v) is a single layer. The manufacturing method described in
[12] On one side of the culture containing the human conditionally immortalized pericyte, the culture containing the human conditionally immortalized astrocyte is located.
In any one of [1] to [11], the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is located on the other side of the culture containing the human conditionally immortalized pericyte. The manufacturing method described;
[13] By forming the culture containing the human conditionally immortalized pericyte and the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells on the respective surfaces of the porous substrate. , The culture containing the human conditionally immortalized pericyte and the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are arranged so as to be able to interact with each other, [1] to The production method according to any one of [12];
[14] The production method according to [13], wherein the porous substrate is coated with molecules constituting the extracellular matrix;
[15] The third medium and the fourth medium differ in that the serum contained in the third medium is not contained in the fourth medium, according to [1] to [14]. The manufacturing method according to any one of the above;
[16] The production method according to any one of [1] to [15], wherein the fifth medium is a medium containing no growth factor;
[17] Any one of [1] to [16], wherein the sixth medium is different from any of the first medium, the second medium, the third medium, the fourth medium, and the fifth medium. The manufacturing method described in the section;
[18] A multicellular blood-brain barrier model produced by the production method according to any one of [1] to [17];
[19] (A) A culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells and
(B) Cultures containing human conditioned immortalized pericytes and
(C) Cultures containing human conditionally immortalized astrocytes,
(D) The medium for the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells and
(E) A multicellular blood-brain barrier model comprising the human conditioned immortalized pericyte and a medium for the human conditioned immortalized astrocyte.
The culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells and the culture (B) containing the human conditionally immortalized pericytes are arranged so as to be able to interact with each other.
On one side of the culture (B) containing the human conditionally immortalized pericyte, the culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is located.
A multicellular blood-brain barrier model in which the culture containing the human conditionally immortalized astrocytes (C) is located on the other side of the culture containing the human conditionally immortalized pericytes (B);
[20] The culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is a layer and / or
The multicellular blood-brain barrier model according to [19], wherein the culture (B) containing the human conditionally immortalized pericyte is a layer;
[21] The multicellular blood-brain barrier model according to [19] or [20], wherein the culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is a single layer.
[22] Further containing a porous substrate,
The culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells covered one surface of the porous substrate.
The multicellular blood-brain barrier model according to any one of [19] to [21], wherein the culture (B) containing the human conditionally immortalized pericyte covers the other surface of the porous substrate. ;
[23] The medium (D) is a medium containing no growth factor.
The multicellular blood-brain barrier model according to any one of [19] to [22], wherein the medium (E) is a medium for nerve cells.
本発明によれば、ヒト不死化細胞を用いた血液脳関門モデルを提供することができる。 According to the present invention, it is possible to provide a blood-brain barrier model using human immortalized cells.
以下、本発明についてより詳細に説明する。 Hereinafter, the present invention will be described in more detail.
本発明の第1の側面は、ヒト条件的不死化細胞を用いた多細胞血液脳関門モデルの製造方法を提供する。具体的には、本製造方法によって提供される多細胞血液脳関門モデルは、ヒトのインビトロの血液脳関門モデルである。本製造方法は、以下に説明する工程を含むものである。 The first aspect of the present invention provides a method for producing a multicellular blood-brain barrier model using human conditioned immortalized cells. Specifically, the multicellular blood-brain barrier model provided by this production method is a human in vitro blood-brain barrier model. The present manufacturing method includes the steps described below.
すなわち、本発明にかかる多細胞血液脳関門モデルの製造方法は、下記:
(i)ヒト条件的不死化ペリサイトを第1の培地に播種して培養するペリサイト培養工程と、
(ii)前記培養したヒト条件的不死化ペリサイトを第2の培地において分化させるペリサイト分化工程と、
(iii)ヒト条件的不死化アストロサイトを第3の培地に播種して培養するアストロサイト培養工程と、
(iv)前記培養したヒト条件的不死化アストロサイトを第4の培地において分化させるアストロサイト分化工程と、
(v)ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を第5の培地に播種して、前記播種したヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を培養する脳微小血管内皮細胞培養工程と
を含む。以下、各工程について詳述する。
That is, the method for producing the multicellular blood-brain barrier model according to the present invention is as follows:
(I) A pericyte culture step of seeding and culturing human conditionally immortalized pericyte in a first medium, and
(Ii) A pericyte differentiation step of differentiating the cultured human conditionally immortalized pericyte in a second medium,
(Iii) An astrocyte culturing step in which human conditionally immortalized astrocytes are seeded and cultured in a third medium, and
(Iv) An astrocyte differentiation step of differentiating the cultured human conditional immortalized astrocytes in a fourth medium.
(V) Includes a brain microvascular endothelial cell culture step in which human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are seeded in a fifth medium and the seeded human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are cultured. Hereinafter, each step will be described in detail.
<ペリサイト培養工程(工程(i))>
本工程では、ヒト条件的不死化ペリサイトを培地に播種して培養する。本工程で培養されたヒト条件的不死化ペリサイトは、後続のペリサイト分化工程において、分化に供される。本工程におけるヒト条件的不死化ペリサイトの培養は、例えば31〜35℃の範囲内、好ましくは32〜34℃の範囲内、より好ましくは33℃で行われる。より低い温度やより高い温度で培養すると、細胞の増殖速度が低下する可能性がある。
<Pericyte culture step (step (i))>
In this step, human conditionally immortalized pericytes are seeded in a medium and cultured. The human conditionally immortalized pericytes cultured in this step are subjected to differentiation in the subsequent pericyte differentiation step. Culturing of human conditionally immortalized pericytes in this step is carried out, for example, in the range of 31 to 35 ° C, preferably in the range of 32 to 34 ° C, and more preferably in the range of 33 ° C. Culturing at lower or higher temperatures can reduce the rate of cell growth.
ペリサイト培養工程(i)における培養は、例えば播種後12〜72時間、好ましくは18〜60時間、より好ましくは20〜48時間、さらに好ましくは22〜36時間行われる。一態様において、ペリサイト培養工程(i)における培養は、播種後24時間行われる。より短い時間培養を行うと、十分に細胞が接着・進展・増殖しない可能性があり、より長い時間培養を行うと過増殖が懸念され、また、モデル作製に時間がかかり、効率的ではない。 The culture in the pericyte culture step (i) is carried out, for example, 12 to 72 hours after sowing, preferably 18 to 60 hours, more preferably 20 to 48 hours, still more preferably 22 to 36 hours. In one embodiment, the culture in the pericyte culture step (i) is carried out for 24 hours after sowing. If the cells are cultured for a shorter period of time, the cells may not adhere, develop, or proliferate sufficiently, and if the cells are cultured for a longer period of time, overgrowth may occur, and model preparation takes time, which is not efficient.
ヒト条件的不死化ペリサイトは例えば、図2Bに示すような、平坦な面を有する基材に播種されることが好ましいが、培養物を形成する限り、これに限定されない。平坦な面を有する基材に播種される場合は、後述するように、当該平坦な面の反対側に、脳微小血管内皮細胞培養工程において、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が層状に形成される。 Human conditionally immortalized pericytes are preferably, for example, seeded on a substrate having a flat surface, as shown in FIG. 2B, but are not limited to this as long as the culture is formed. When seeded on a substrate having a flat surface, a culture containing human conditional immortalized brain microvascular endothelial cells in the brain microvascular endothelial cell culture step on the opposite side of the flat surface, as described later. Objects are formed in layers.
本工程では、ペリサイトの培養に通常用いられる当該分野で既知の培地を使用することができ、例えば、市販品としては、ペリサイト培地(Scien Cell社製)が挙げられる。 In this step, a medium known in the art that is usually used for culturing pericytes can be used. For example, a commercially available product includes a pericyte medium (manufactured by Scien Cell).
<ペリサイト分化工程(工程(ii))>
本工程では、ペリサイト培養工程において培養したヒト条件的不死化ペリサイトを分化させる。本工程におけるヒト条件的不死化ペリサイトの分化は、前記ペリサイト培養工程における培養温度とは異なる温度で行われる。ヒト条件的不死化ペリサイトの分化は、前記ペリサイト培養工程における培養温度よりも高い温度で行われ、例えば1℃以上、好ましくは2℃以上、より好ましくは3℃以上、特に好ましくは4℃以上高い温度で行われる。より具体的には、ヒト条件的不死化ペリサイトの分化は、前記ペリサイト培養工程における培養温度よりも、例えば1〜7℃高い温度、好ましくは2〜6℃高い温度、より好ましくは3〜5℃高い温度、さらに好ましくは3.5〜4.5℃高い温度、最も好ましくは4℃高い温度で行われる。
<Pericyte differentiation step (step (ii))>
In this step, human conditionally immortalized pericytes cultured in the pericyte culturing step are differentiated. Differentiation of human conditionally immortalized pericytes in this step is performed at a temperature different from the culture temperature in the pericyte culture step. Differentiation of human conditional immortalized pericytes is carried out at a temperature higher than the culture temperature in the pericyte culture step, for example, 1 ° C. or higher, preferably 2 ° C. or higher, more preferably 3 ° C. or higher, particularly preferably 4 ° C. It is performed at a higher temperature. More specifically, the differentiation of human conditionally immortalized pericytes is carried out, for example, at a
本工程における、ヒト条件的不死化ペリサイトの分化は具体的には、例えば34〜40℃、好ましくは35〜39℃、より好ましくは36〜38℃の温度範囲内で行われる。一態様において、当該分化は36.5〜37.5℃の温度範囲内で行われる。別の一態様において、当該分化は37℃で行われる。 The differentiation of human conditioned immortalized pericytes in this step is specifically carried out within a temperature range of, for example, 34-40 ° C, preferably 35-39 ° C, more preferably 36-38 ° C. In one embodiment, the differentiation takes place within a temperature range of 36.5 to 37.5 ° C. In another embodiment, the differentiation takes place at 37 ° C.
実施例において後述するように、本発明者らは、具体的な実験においては、37℃という、増殖は抑えつつも分化を促進する温度条件で分化を行うことにより、好適な血液脳関門モデルを得ることに成功した。これまで、39℃において細胞の不死化シグナルが完全に解除されることが報告されていたが、本発明者らは、37℃でも不死化シグナルの働きを弱めて分化を促進できることを示した。本発明にかかる製造方法は、より低い温度で分化を促進できるという点で汎用性がより高まった方法である。 As will be described later in the examples, in a specific experiment, the present inventors obtained a suitable blood-brain barrier model by performing differentiation under a temperature condition of 37 ° C., which suppresses proliferation but promotes differentiation. I succeeded in getting it. So far, it has been reported that the immortalization signal of cells is completely released at 39 ° C., but the present inventors have shown that the function of the immortalization signal can be weakened and differentiation can be promoted even at 37 ° C. The production method according to the present invention is a more versatile method in that differentiation can be promoted at a lower temperature.
ペリサイト分化工程(ii)における分化は、例えば12〜72時間、好ましくは18〜60時間、より好ましくは20〜48時間、さらに好ましくは22〜36時間行われる。一態様において、ペリサイト分化工程(iii)における分化は、24時間行われる。 Differentiation in the pericyte differentiation step (ii) is carried out, for example, for 12 to 72 hours, preferably 18 to 60 hours, more preferably 20 to 48 hours, still more preferably 22 to 36 hours. In one aspect, differentiation in the pericyte differentiation step (iii) takes place for 24 hours.
本工程では、ペリサイトの分化に通常用いられる当該分野で既知の培地を使用することができ、例えば、ペリサイト用培地(ScienCell, San Diego, CA)が挙げられるが、これに限定されない。当該培地にはさらに、血清、成長因子、抗生剤などを添加してもよい。血清としてはFetal Bovine Serum (FBS)(Thermo Fisher Scientific, Waltman, CA)など、成長因子としては、Pericyte Growth Factors(ScienCell)など、抗生剤としては、ペニシリン/ストレプトマイシン(pen/st、Wako, Osaka)、ブラストサイジンS(nacali tesque, Kyoto)などが挙げられるが、これらに限定されない。 In this step, a medium known in the art that is usually used for pericyte differentiation can be used, and examples thereof include, but are not limited to, a medium for pericytes (ScienCell, San Diego, CA). Serum, growth factors, antibiotics and the like may be further added to the medium. Fetal bovine serum (FBS) (Thermo Fisher Scientific, Waltman, CA) as a serum, Pericyte Growth Factors (ScienCell) as a growth factor, penicillin / streptomycin (penicillin / streptomycin) as an antibiotic. , Blast scidin S (nacali tesque, Kyoto) and the like, but are not limited thereto.
好ましい一態様において、ペリサイト分化工程で用いられる培地(第2の培地)は、ペリサイト培養工程で用いられる培地(第1の培地)と同一であるか、または、第1の培地と第2の培地とは、第1の培地に含まれる血清が第2の培地には含まれない点において相違する。第2の培地が血清を含有しない場合、含有する場合と比較して、ペリサイトの分化が促進される。一態様では、ペリサイト分化工程で用いられる培地(第2の培地)は、ペリサイト培養工程で用いられる培地(第1の培地)と同一である。 In a preferred embodiment, the medium used in the perisite differentiation step (second medium) is the same as the medium used in the perisite culture step (first medium), or is the first medium and the second medium. The medium is different from the above medium in that the serum contained in the first medium is not contained in the second medium. When the second medium does not contain serum, pericyte differentiation is promoted as compared with the case where it contains serum. In one aspect, the medium used in the pericyte differentiation step (second medium) is the same as the medium used in the pericyte culturing step (first medium).
ペリサイト培養工程(i)および/またはペリサイト分化工程(ii)において、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物が形成される。ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物の形状は、層または塊であってよい。一態様において、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物は、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む層である。当該ヒト条件的不死化ペリサイトを含む層は、単層および複数層であってよく、好ましくは単層である。ヒト条件的不死化ペリサイトを含む層が単層であれば、内皮において形成されるバリア機能の過大評価を回避することができる。 In the pericyte culture step (i) and / or the pericyte differentiation step (ii), a culture containing human conditionally immortalized pericyte is formed. The shape of the culture containing human conditionally immortalized pericytes may be a layer or mass. In one aspect, the culture containing human conditionally immortalized pericytes is a layer containing human conditionally immortalized pericytes. The layer containing the human conditionally immortalized pericyte may be a single layer or a plurality of layers, and is preferably a single layer. If the layer containing human conditionally immortalized pericytes is a single layer, overestimation of the barrier function formed in the endothelium can be avoided.
本明細書において「層」の語が、ヒト条件的不死化ペリサイト、ヒト条件的不死化アストロサイトおよびヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞に関して使用される場合、「層」の語には、細胞同士が一部重なる部分を有する層や、細胞が存在しない隙間部分を有する層も包含されるものとする。すなわち、本明細書において「層」の語には、完全で均一な構造を有する層以外にも、層様の構造およびシート状の構造が包含される。 When the term "layer" is used herein with respect to human conditioned immortalized pericytes, human conditioned immortalized astrocytes and human conditioned immortalized brain microvascular endothelial cells, the term "layer" is used. , A layer having a portion where cells partially overlap each other and a layer having a gap portion where cells do not exist are also included. That is, in the present specification, the term "layer" includes a layer-like structure and a sheet-like structure in addition to a layer having a complete and uniform structure.
<アストロサイト培養工程(工程(iii))>
本工程では、ヒト条件的不死化アストロサイトを培地に播種して培養する。本工程で培養されたヒト条件的不死化アストロサイトは、後続のアストロサイト分化工程において、分化に供される。本工程におけるヒト条件的不死化アストロサイトの培養は、例えば31〜35℃の範囲内、好ましくは32〜34℃の範囲内、より好ましくは33℃で行われる。
<Astrocyte culture step (step (iii))>
In this step, human conditionally immortalized astrocytes are seeded in a medium and cultured. The human conditionally immortalized astrocytes cultured in this step are subjected to differentiation in the subsequent astrocyte differentiation step. Culturing of human conditionally immortalized astrocytes in this step is carried out, for example, in the range of 31 to 35 ° C, preferably in the range of 32 to 34 ° C, and more preferably in the range of 33 ° C.
アストロサイト培養工程(iii)における培養は、例えば播種後12〜72時間、好ましくは18〜60時間、より好ましくは20〜48時間、さらに好ましくは22〜36時間行われる。培養をより長い時間行うと、細胞の機能が低下する可能性がある。一態様において、アストロサイト培養工程(iii)における培養は、播種後24時間行われる。 Culturing in the astrocyte culturing step (iii) is carried out, for example, 12 to 72 hours after sowing, preferably 18 to 60 hours, more preferably 20 to 48 hours, still more preferably 22 to 36 hours. Prolonged culture can reduce cell function. In one aspect, culturing in the astrocyte culturing step (iii) is carried out 24 hours after sowing.
ヒト条件的不死化アストロサイトは例えば、図2Bに示すような、内側に更なる容器を挿入可能な容器内に播種されることが好ましい。一態様において、当該容器は、平坦な底面を有する。 Human conditional immortalizing astrocytes are preferably seeded, for example, in a container into which an additional container can be inserted, as shown in FIG. 2B. In one aspect, the container has a flat bottom surface.
本工程でアストロサイトを播種する第3の培地としては、アストロサイトの培養に通常用いられる当該分野で既知の培地を使用することができ、例えば、市販品としては、ダルベッコ改変イーグル培地(DMEM)(LONZA、Sigma−Aldrich、Thermo Fisher Scientificなど)が挙げられるが、これらに限定されない。第3の培地には、適宜、抗生剤、血清、N2サプリメント(Wako)などが添加されてよい。 As the third medium for seeding astrocytes in this step, a medium known in the art that is usually used for culturing astrocytes can be used. For example, as a commercial product, Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM) can be used. (LONZA, Sigma-Aldrich, Thermo Fisher Scientific, etc.), but are not limited thereto. Antibacterial agents, serum, N2 supplement (Wako) and the like may be added to the third medium as appropriate.
<アストロサイト分化工程(工程(iv))>
本工程では、アストロサイト培養工程において培養したヒト条件的不死化アストロサイトを分化させる。本工程におけるヒト条件的不死化アストロサイトの分化は、前記アストロサイト培養工程における培養温度とは異なる温度で行われる。ヒト条件的不死化アストロサイトの分化は、前記アストロサイト培養工程における培養温度よりも高い温度で行われ、例えば1℃以上、好ましくは2℃以上、より好ましくは3℃以上、特に好ましくは4℃以上高い温度で行われる。より具体的には、ヒト条件的不死化アストロサイトの分化は、前記アストロサイト培養工程における培養温度よりも、例えば1〜7℃高い温度、好ましくは2〜6℃高い温度、より好ましくは3〜5℃高い温度、さらに好ましくは3.5〜4.5℃高い温度、最も好ましくは4℃高い温度で行われる。
<Astrocyte differentiation process (process (iv))>
In this step, human conditionally immortalized astrocytes cultured in the astrocyte culturing step are differentiated. The differentiation of human conditionally immortalized astrocytes in this step is performed at a temperature different from the culture temperature in the astrocyte culturing step. Differentiation of human conditionally immortalized astrocytes is carried out at a temperature higher than the culture temperature in the astrocyte culture step, for example, 1 ° C. or higher, preferably 2 ° C. or higher, more preferably 3 ° C. or higher, particularly preferably 4 ° C. It is carried out at a higher temperature. More specifically, the differentiation of human conditionally immortalized astrocytes is carried out, for example, at a
本工程における、ヒト条件的不死化アストロサイトの分化は具体的には、例えば34〜40℃、好ましくは35〜39℃、より好ましくは36〜38℃の温度範囲内で行われる。一態様において、当該分化は36.5〜37.5℃の温度範囲内で行われる。別の一態様において、当該分化は37℃で行われる。 The differentiation of human conditionally immortalized astrocytes in this step is specifically carried out within a temperature range of, for example, 34-40 ° C, preferably 35-39 ° C, more preferably 36-38 ° C. In one embodiment, the differentiation takes place within a temperature range of 36.5 to 37.5 ° C. In another embodiment, the differentiation takes place at 37 ° C.
実施例の項において後述するように、本発明者らは、具体的な実験においては、37℃という、増殖は抑えつつも分化を促進する温度条件で分化を行うことにより、好適な血液脳関門モデルを得ることに成功した。これまで、39℃において細胞の不死化シグナルが完全に解除されることが報告されていたが、本発明者らは、37℃でも不死化シグナルの働きを弱めて分化を促進できることを示した。本発明にかかる製造方法は、より低い温度で分化を促進できるという点で汎用性がより高まった方法である。 As will be described later in the section of Examples, in a specific experiment, the present inventors performed a suitable blood-brain barrier by performing differentiation under a temperature condition of 37 ° C., which suppresses proliferation but promotes differentiation. I succeeded in getting a model. So far, it has been reported that the immortalization signal of cells is completely released at 39 ° C., but the present inventors have shown that the function of the immortalization signal can be weakened and differentiation can be promoted even at 37 ° C. The production method according to the present invention is a more versatile method in that differentiation can be promoted at a lower temperature.
アストロサイト分化工程(iv)における分化は、例えば12〜72時間、好ましくは18〜60時間、より好ましくは20〜48時間、さらに好ましくは22〜36時間行われる。より長い時間、分化を行うと、細胞の機能が低下する可能性がある。一態様において、アストロサイト分化工程(iv)における分化は、24時間行われる。 Differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) is carried out, for example, for 12 to 72 hours, preferably 18 to 60 hours, more preferably 20 to 48 hours, still more preferably 22 to 36 hours. Differentiation for a longer period of time can reduce cell function. In one aspect, differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) is carried out for 24 hours.
本工程でアストロサイトを分化させる第4の培地としては、アストロサイトの分化に通常用いられる当該分野で既知の分化用培地を使用することができ、例えば、市販品としては、ダルベッコ改変イーグル培地(DMEM)(LONZA、Sigma−Aldrich、Thermo Fisher Scientificなど)が挙げられるが、これらに限定されない。 As the fourth medium for differentiating astrocytes in this step, a differentiation medium known in the art, which is usually used for astrocyte differentiation, can be used. For example, as a commercial product, Dulbecco's modified Eagle's medium ( DMEM) (LONZA, Sigma-Aldrich, Thermo Fisher Scientific, etc.), but is not limited thereto.
好ましい一態様において、アストロサイト分化工程で用いられる培地(第4の培地)は、アストロサイト培養工程で用いられる培地(第3の培地)とは、第3の培地に含まれる血清を含まない点において相違する。 In a preferred embodiment, the medium used in the astrocyte differentiation step (fourth medium) is different from the medium used in the astrocyte culture step (third medium) in that it does not contain serum contained in the third medium. Is different.
ここで、血清としては例えば、FBSなどが挙げられるがこれらに限定されない。第3の培地が血清を含むことにより、アストロサイトの細胞増殖が促進され、第4の培地が血清を含まないことにより、アストロサイトの分化が抑制されることを防ぐ。 Here, the serum includes, for example, FBS and the like, but is not limited thereto. Serum-containing third medium promotes cell proliferation of astrocytes, and serum-free fourth medium prevents astrocyte differentiation from being suppressed.
別の一態様において、アストロサイト分化工程で用いられる培地(第4の培地)は、アストロサイト分化促進剤を含んでもよい。アストロサイト分化促進剤としては、例えば、cAMPおよびそのアナログ(dBcAMPなど)が挙げられるが、これらに限定されない。 In another embodiment, the medium used in the astrocyte differentiation step (fourth medium) may contain an astrocyte differentiation promoter. Examples of the astrocyte differentiation promoter include, but are not limited to, cAMP and its analogs (such as dBcAMP).
一態様において、第4の培地は、適宜、抗生剤を含んでもよい。別の一態様において、第3の培地が抗生剤を含む場合、第4の培地は、第3の培地に含まれる抗生剤を含まなくてもよい。抗生剤としては例えば、ブラストサイジンなどが挙げられるが、これらに限定されない。 In one aspect, the fourth medium may optionally contain an antibiotic. In another aspect, if the third medium contains an antibiotic, the fourth medium may not contain the antibiotic contained in the third medium. Examples of the antibiotic include, but are not limited to, blastidin.
アストロサイト培養工程(iii)および/またはアストロサイト分化工程(iv)において、ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物が形成される。ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物の形状は、層または塊であってよい。一態様において、ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物は、ヒト条件的不死化アストロサイトを含む層である。当該ヒト条件的不死化アストロサイトを含む層は、単層および複数層であってよい。また、ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物は、細胞塊や複雑な立体形状をとってもよい。 In the astrocyte culture step (iii) and / or the astrocyte differentiation step (iv), a culture containing human conditionally immortalized astrocytes is formed. The shape of the culture containing human conditionally immortalized astrocytes may be a layer or mass. In one embodiment, the culture containing human conditionally immortalized astrocytes is a layer containing human conditionally immortalized astrocytes. The layer containing the human conditional immortalizing astrocyte may be a single layer or a plurality of layers. In addition, the culture containing human conditionally immortalized astrocytes may have a cell mass or a complex three-dimensional shape.
ペリサイト培養工程(i)における培養とアストロサイト培養工程(iii)における培養とは、例えば、上記の時間範囲内で、それぞれ独立して行われる。好ましい一態様において、ペリサイト培養工程(i)における培養とアストロサイト培養工程(iii)における培養とは、上記の時間範囲内で、同時に行われる。これらの培養を同時に行うことで、モデル作製に要する時間を短縮することができる。 The culture in the pericyte culture step (i) and the culture in the astrocyte culture step (iii) are performed independently, for example, within the above time range. In a preferred embodiment, the culture in the pericyte culture step (i) and the culture in the astrocyte culture step (iii) are carried out simultaneously within the above time range. By performing these cultures at the same time, the time required for model preparation can be shortened.
また、ペリサイト分化工程(ii)における分化とアストロサイト分化工程(iv)における分化とは、例えば、上記の時間範囲内で、それぞれ独立して行われる。好ましい一態様において、ペリサイト分化工程(ii)における分化とアストロサイト分化工程(iv)における分化とは、上記の時間範囲内で、同時に行われる。これらの分化を同時に行うことで、モデル作製に要する時間を短縮することが可能である。 Further, the differentiation in the pericyte differentiation step (ii) and the differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) are performed independently within the above time range, for example. In a preferred embodiment, the differentiation in the pericyte differentiation step (ii) and the differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) are carried out simultaneously within the above time range. By performing these differentiations at the same time, it is possible to shorten the time required for model preparation.
<脳微小血管内皮細胞培養工程(工程(v))>
本工程は、ペリサイト分化工程(工程(ii))およびアストロサイト分化工程(工程(iv))の後で行われる。本工程では、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を培地に播種して、播種したヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を培養する。
<Cerebral microvascular endothelial cell culture step (step (v))>
This step is performed after the pericyte differentiation step (step (ii)) and the astrocyte differentiation step (step (iv)). In this step, human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are seeded in a medium, and the seeded human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are cultured.
本工程において、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が形成される。ここで、好ましくは、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物は層である。一態様において、脳微小血管内皮細胞を含む培養物は単層である。ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む層が単層であれば、in vivoにおける血液脳関門の構造をより忠実に模すことができる。 In this step, a culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is formed. Here, preferably, the culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is a layer. In one embodiment, the culture containing brain microvascular endothelial cells is monolayer. If the layer containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is a single layer, the structure of the blood-brain barrier in vivo can be more faithfully mimicked.
本工程において、播種されたヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養は、第6の培地におけるヒト条件的不死化ペリサイトの更なる培養およびヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養と共に行われる。このように共培養することにより、生体内の脳環境により近い状態を再現することができ、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞における血液脳関門機能を向上させることができる。 In this step, the culture of seeded human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is combined with a further culture of human conditionally immortalized pericytes and a further culture of human conditionally immortalized astrocytes in a sixth medium. Will be done. By co-culturing in this way, a state closer to the brain environment in the living body can be reproduced, and the blood-brain barrier function in human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells can be improved.
脳微小血管内皮細胞培養工程において、播種されたヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養、ならびに、ヒト条件的不死化ペリサイトの更なる培養およびヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養は、ペリサイト分化工程(工程(ii))における分化および/またはアストロサイト分化工程(工程(iv))における分化とは、異なる温度で行われることが好ましい。分化工程(ii)および/または分化工程(iv)における分化温度よりも低い温度、例えば1℃以上、好ましくは2℃以上、より好ましくは3℃以上、特に好ましくは4℃以上低い温度で行われる。より具体的には、例えば1〜7℃低い温度、好ましくは2〜6℃低い温度、より好ましくは3〜5℃低い温度、さらに好ましくは3.5〜4.5℃低い温度、最も好ましくは4℃低い温度で行われる。
In the brain microvascular endothelial cell culture step, culture of seeded human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells, and further culture of human conditionally immortalized pericytes and further culture of human conditionally immortalized astrocytes. Is preferably carried out at a different temperature from the differentiation in the pericyte differentiation step (step (ii)) and / or the differentiation in the astrocyte differentiation step (step (iv)). It is carried out at a temperature lower than the differentiation temperature in the differentiation step (ii) and / or the differentiation step (iv), for example, 1 ° C. or higher, preferably 2 ° C. or higher, more preferably 3 ° C. or higher, and particularly preferably 4 ° C. or higher. .. More specifically, for example, a
一態様において、本工程におけるヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養、ならびに、ヒト条件的不死化ペリサイトおよびヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養は、例えば31〜35℃の範囲内、好ましくは32〜34℃の範囲内、より好ましくは33℃で行われる。 In one embodiment, the culture of human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells in this step and the further culture of human conditionally immortalized pericytes and human conditionally immortalized astrocytes are, for example, in the range of 31-35 ° C. Of these, the temperature is preferably in the range of 32 to 34 ° C, more preferably 33 ° C.
本工程におけるヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養、ならびに、ヒト条件的不死化ペリサイトおよびヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養は、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の播種後、例えば12時間以上、好ましくは12〜240時間、より好ましくは12〜150時間、さらに好ましくは18〜120時間、特に好ましくは、24〜120時間行われる。培養時間が上記範囲よりも長いと、脳微小血管内皮細胞の機能が保たれない可能性があることに加え、モデルの作製に時間がかかりすぎ、効率的ではない。一方、培養時間が上記範囲よりも短いと、脳微小血管内皮細胞が十分に増殖しないか、または層を形成できない可能性がある。一態様において、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養ならびにヒト条件的不死化ペリサイトおよびヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養は、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の播種後24時間行われる。 The culture of human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells in this step, and the further culture of human conditionally immortalized pericytes and human conditionally immortalized astrocytes, are performed on human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells. After sowing, for example, 12 hours or more, preferably 12 to 240 hours, more preferably 12 to 150 hours, still more preferably 18 to 120 hours, particularly preferably 24 to 120 hours. If the culture time is longer than the above range, the function of the brain microvascular endothelial cells may not be maintained, and the model is too time-consuming and inefficient. On the other hand, if the culture time is shorter than the above range, the brain microvascular endothelial cells may not proliferate sufficiently or form a layer. In one embodiment, culturing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells and further culturing human conditionally immortalized pericytes and human conditionally immortalized astrocytes disseminate human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells. It will be done for another 24 hours.
ここで、形成されたヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物は、生体内の血液脳関門(BBB)構造の頂端膜側を模すものであり、先の工程において形成された、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物とヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物とは、BBB構造の基底側を模すものである。 Here, the culture containing the human conditioned immortalized cerebral microvascular endothelial cells formed here mimics the astrocyte side of the blood-brain barrier (BBB) structure in vivo and was formed in the previous step. The cultures containing human conditionally immortalized pericytes and the cultures containing human conditionally immortalized astrocytes mimic the basal side of the BBB structure.
本工程におけるヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養では、第5の培地として、当該分野で既知の培地を使用することができ、例えば、市販品としてはVascuLife basal medium (KURABO,Osaka,Japan)が挙げられるがこれに限定されない。好ましくは、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養における第5の培地は、成長因子を含まない培地である。一態様では、第5の培地として、VEGFおよびhEGFやブラストサイジンSを含まないVascuLife complete medium(Vas−V/E不含培地)を使用することができる。第5の培地は、適宜、抗生剤を含んでよい。ここで成長因子としては、VEGF、hEGF、bFGF、IGFなどが挙げられるがこれらに限定されない。また、抗生剤としては、ブラストサイジン、ペニシリン、ストレプトマイシンなどが挙げられるがこれらに限定されない。 In the culture of human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells in this step, a medium known in the art can be used as the fifth medium. For example, as a commercially available product, VascuLife basic medium (KURABO, Osaka, etc.) Japan), but is not limited to this. Preferably, the fifth medium in culturing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is a growth factor-free medium. In one aspect, as the fifth medium, VascuLife complete medium (Vas-V / E-free medium) containing no VEGF and hEGF or Blasticidin S can be used. The fifth medium may optionally contain an antibiotic. Here, examples of the growth factor include, but are not limited to, VEGF, hEGF, bFGF, IGF, and the like. Further, examples of the antibiotic include, but are not limited to, blastsidedin, penicillin, streptomycin and the like.
本工程における、ヒト条件的不死化ペリサイトおよびヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養では、第6の培地として、当該分野で既知の培地を使用することができる。好ましくは、第6の培地は、第1の培地、第2の培地、第3の培地、第4の培地および第5の培地のいずれとも異なるものである。第6の培地としては、例えば、市販品を用いてもよい。第6の培地として、神経基底培地(Neurobasal medium)(Thermo Fisher Scientific)が挙げられるがこれに限定されない。当該培地には、適宜、抗生剤、N2サプリメント等を添加してもよい。一態様において、第6の培地としては、神経基底培地(Neurobasal medium)(Thermo Fisher Scientific)を使用することができ、当該培地にpen/st、アポトランスフェリンを含んだN2 supplement、L−グルタミンを添加してもよい(このようにして作製された培地は、脳実質培地(BPM)とも称する。)。 In the further culture of human conditionally immortalized pericytes and human conditionally immortalized astrocytes in this step, a medium known in the art can be used as the sixth medium. Preferably, the sixth medium is different from any of the first medium, the second medium, the third medium, the fourth medium and the fifth medium. As the sixth medium, for example, a commercially available product may be used. The sixth medium includes, but is not limited to, a neurobasal medium (Thermo Fisher Scientific). Antibacterial agents, N2 supplements and the like may be added to the medium as appropriate. In one embodiment, as the sixth medium, a neurobasal medium (Thermo Fisher Scientific) can be used, and pen / st, N2 supplement containing apotransferrin, and L-glutamine are added to the medium. (The medium thus prepared is also referred to as brain parenchymal medium (BPM)).
上述のようにして製造された多細胞血液脳関門モデルにおいて、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物の一方の側に、ヒト条件的不死化アストロサイトを含む層が位置し、かつ、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物の他方の側に、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が位置する。 In the multicellular blood-brain barrier model produced as described above, a layer containing human conditioned immortalized astrocytes is located on one side of the culture containing human conditioned immortalized pericytes and is human. On the other side of the culture containing the conditionally immortalized pericytes is a culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells.
また、一態様において、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物とヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物とは、相互作用を行うことが可能なように連通している。ここで、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物とヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物との相互作用とは、少なくとも液性因子を介した相互作用であるが、ペリサイトと脳微小血管内皮細胞とが多孔性膜の孔を通じて直接接触していてもよい。別の一態様において、培養物が層である場合、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物の層とヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物の層とが、相互作用を行うことが可能なように連通している。 Further, in one embodiment, the culture containing human conditionally immortalized pericyte and the culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are communicated so as to be able to interact with each other. Here, the interaction between the culture containing human conditionally immortalized pericytes and the culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is at least an interaction mediated by a humoral factor, but pericytes. The site and brain microvascular endothelial cells may be in direct contact through the pores of the porous membrane. In another embodiment, when the culture is a layer, the layer of the culture containing human conditionally immortalized pericytes and the layer of the culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells interact. Communicate so that it can be done.
一態様において、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物とヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物とは、多孔性基材のそれぞれの面に形成されていることによって、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物と、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物とが相互作用を行うことが可能なように連通している。多孔性基材は、例えば多孔性膜である。多孔性基材の材質は、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物とヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物との直接的な相互作用を妨げない範囲で適宜選択され、例えばポリエチレンテレフタレート等、当該分野で用いられる多孔性膜に一般的なものが挙げられるが、これらに限定されない。 In one embodiment, the culture containing human conditionally immortalized pericytes and the culture containing human conditionally immortalized cerebral microvascular endothelial cells are formed on the respective surfaces of a porous substrate, whereby humans. The culture containing the conditionally immortalized pericytes and the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are communicated so as to be able to interact with each other. The porous substrate is, for example, a porous membrane. The material of the porous substrate is appropriately selected as long as it does not interfere with the direct interaction between the culture containing human conditionally immortalized pericytes and the culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells. For example, general porous membranes used in the art such as polyethylene terephthalate can be mentioned, but the present invention is not limited thereto.
多孔性基材の孔のサイズは、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物とヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物との相互作用を妨げない範囲や、細胞の培養物(例えば層や塊)の形成を妨げない範囲で適宜選択されてよい。多孔性基材の市販品の例としては、translucent polyethylene terephthalate, 0.4 μm high−density pores(BD Falcon, Franklin Lakes, NJ)が挙げられる。 The size of the pores of the porous substrate does not interfere with the interaction between the culture containing human conditionally immortalized pericytes and the culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells, and the cell culture. It may be appropriately selected as long as it does not interfere with the formation of (for example, a layer or a mass). Examples of commercially available products of the porous substrate include transfluent polyethylene terephthalate, 0.4 μm high-density poses (BD Falcon, Franklin Lakes, NJ).
多孔性基材は、細胞の接着を促進するために、細胞外マトリックスを構成する分子によって被覆されていることが好ましい。多孔性基材は例えば、コラーゲン、フィブロネクチンおよびラミニンからなる群より選択される少なくとも1つで被覆されている。このような物質で被覆することにより、細胞の接着と分化形質が向上する。一態様において、多孔性基材は、コラーゲンおよび/またはフィブロネクチンによって被覆されている。 The porous substrate is preferably coated with molecules that make up the extracellular matrix in order to promote cell adhesion. The porous substrate is coated with, for example, at least one selected from the group consisting of collagen, fibronectin and laminin. Coating with such a substance improves cell adhesion and differentiation traits. In one embodiment, the porous substrate is coated with collagen and / or fibronectin.
本発明にかかる製造方法において、播種されるヒト条件的不死化ペリサイトの数、ヒト条件的不死化アストロサイトの数、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の数や、これらの数の比は、適宜調整されてよい。 In the production method according to the present invention, the number of human conditionally immortalized pericytes seeded, the number of human conditionally immortalized astrocytes, the number of human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells, and the ratio of these numbers. May be adjusted as appropriate.
<その他の工程>
前記製造方法は、さらに、作製された多細胞血液脳関門モデルを凍結する凍結工程、作製された当該モデルの形状、性能等を維持する工程、当該モデルを必要とされる場所に輸送する輸送工程を含んでもよい。
<Other processes>
The manufacturing method further includes a freezing step of freezing the prepared multicellular blood-brain barrier model, a step of maintaining the shape, performance, etc. of the prepared model, and a transporting step of transporting the model to a required place. May include.
本発明の第2の側面は、先述の製造方法によって製造される、多細胞血液脳関門モデルに関する。 A second aspect of the present invention relates to a multicellular blood-brain barrier model produced by the production method described above.
本発明の第3の側面は、下記:
(A)ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物と、
(B)ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物と、
(C)ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物と、
(D)前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞のための培地と、
(E)前記ヒト条件的不死化ペリサイトおよび前記ヒト条件的不死化アストロサイトのための培地と
を含む多細胞血液脳関門モデルに関する。
The third aspect of the present invention is as follows:
(A) Cultures containing human conditioned immortalized brain microvascular endothelial cells and
(B) Cultures containing human conditioned immortalized pericytes and
(C) Cultures containing human conditionally immortalized astrocytes,
(D) The medium for the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells and
(E) The present invention relates to a multicellular blood-brain barrier model containing the human conditional immortalized pericyte and a medium for the human conditional immortalized astrocyte.
本モデルにおいて、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)とヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)とは相互作用することが可能なように配置されている。一態様において、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)とヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)との間には多孔性基材が存在してもよく、この場合、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が多孔性基材の一方の面を被覆し、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)が多孔性基材の他方の面を被覆している。 In this model, the culture containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells (A) and the culture containing human conditionally immortalized pericytes (B) are arranged so as to be able to interact with each other. There is. In one embodiment, even if a porous substrate is present between the culture (A) containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells and the culture (B) containing human conditionally immortalized pericytes. Often, in this case, the culture (A) containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells covers one surface of the porous substrate, and the culture (B) containing human conditionally immortalized pericytes It covers the other surface of the porous substrate.
ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)の一方の側には、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が位置し、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)の他方の側には、ヒト条件的不死化アストロサイト(C)を含む培養物が位置する。 On one side of the culture (B) containing human conditionally immortalized pericytes, the culture (A) containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is located to provide human conditionally immortalized pericytes. On the other side of the containing culture (B) is a culture containing human conditional immortalized astrocytes (C).
好ましい一態様において、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が層であり、および/または、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)が層である。別の好ましい一態様において、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)は単層であり、および/または、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)は単層である。 In a preferred embodiment, the culture (A) containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is the layer and / or the culture (B) containing human conditionally immortalized pericytes is the layer. In another preferred embodiment, the culture (A) containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is monolayer and / or the culture (B) containing human conditionally immortalized pericytes is monolithic. It is a layer.
培地(D)は、先述の第5の培地に対応し、成長因子を含まない培地である。培地(D)はさらに、抗生剤を含まなくてもよい。培地(E)は先述の第6の培地に対応し、神経細胞用培地である。 The medium (D) corresponds to the above-mentioned fifth medium and does not contain a growth factor. Medium (D) may also be free of antibiotics. The medium (E) corresponds to the above-mentioned sixth medium and is a medium for nerve cells.
一態様において、本発明にかかる多細胞血液脳関門モデルは、ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物(C)を内部に保持する第1の容器と、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)およびヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)を担持した第2の容器とを含む。例えば、第1の容器は、内部に第2の容器を設置することができる構造を有していてよく、例えば、一定の深さを有するウェルの構造を有してよい。この場合、第2の容器は、第1の容器の内部に配置されるインサートであってもよい。 In one aspect, the multicellular blood-brain barrier model according to the present invention comprises a first container that internally holds a culture (C) containing human conditionally immortalized astrocytes and a human conditionally immortalized brain microvascular endothelium. Includes a second vessel carrying a culture containing cells (A) and a culture containing human conditional immortalized pericytes (B). For example, the first container may have a structure in which a second container can be installed, and may have, for example, a well structure having a certain depth. In this case, the second container may be an insert placed inside the first container.
第2の容器は、一方の側(例えば、第2の容器の内側)にヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)を、他方の側(例えば、第2の容器の外側)にヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)を担持している。このように培養物(A)および培養物(B)を担持することによって、第1の容器と第2の容器とを組み合わせた場合に、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物層(B)の一方の側には、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物層(A)が位置し、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物層(B)の他方の側には、ヒト条件的不死化アストロサイト(C)を含む培養物層が位置する構成となり、生体内での構造を模倣したBBBモデルを再現できる(例えば、図2B、図3Aおよび図8)。第1の容器および第2の容器は好ましくは、平坦な底面を有する。 The second container contains the culture (A) containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells on one side (eg, inside the second container) and the other side (eg, inside the second container). A culture (B) containing human conditioned immortalized pericytes is carried on the outside). By carrying the culture (A) and the culture (B) in this way, when the first container and the second container are combined, the culture layer (B) containing human conditioned immortalized pericytes. ) Is located on one side of the culture layer (A) containing human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells, and on the other side of the culture layer (B) containing human conditionally immortalized pericytes. Has a structure in which a culture layer containing human conditional immortalized astrocytes (C) is located, and a BBB model that mimics the structure in vivo can be reproduced (for example, FIGS. 2B, 3A and 8). The first container and the second container preferably have a flat bottom surface.
ここで、培養物(A)、(B)および(C)の配置や、第1の容器および第2の容器の配置は、上記のものに限定されず、生体内でのBBBの構造ないし機能を模倣できる範囲で、適宜変更されてもよい。また、第1の容器および第2の容器の形状も、生体内でのBBBの構造ないし機能を模倣できる範囲で、適宜変更されてよい。 Here, the arrangement of the cultures (A), (B) and (C) and the arrangement of the first container and the second container are not limited to those described above, and the structure or function of the BBB in vivo. It may be changed as appropriate as long as it can imitate. Further, the shapes of the first container and the second container may be appropriately changed as long as the structure or function of the BBB in the living body can be imitated.
先に述べたとおり、in vitro血液脳関門(BBB)モデルは、脳標的薬の開発とBBBの生理学的および病態生理学的機能の理解のための重要な研究ツールである。本発明によれば、ヒト条件的不死化細胞を用いた多細胞血液脳関門モデルを提供することができる。当該モデルは、基本的なヒトのBBB特性を保持すると共に、不死化細胞の無限の増殖能力に基づき、様々なBBB研究を加速するための有用で適用性の高い実験プラットフォームを提供することが期待される。 As mentioned earlier, the in vitro blood-brain barrier (BBB) model is an important research tool for the development of brain-targeted drugs and the understanding of the physiological and pathophysiological functions of BBB. According to the present invention, it is possible to provide a multicellular blood-brain barrier model using human conditioned immortalized cells. The model is expected to retain basic human BBB properties and provide a useful and highly applicable experimental platform for accelerating various BBB studies based on the infinite proliferative capacity of immortalized cells. Will be done.
以下、実施例を挙げて本発明をより具体的に説明するが、本発明はこれら実施例により何ら限定されるものではない。 Hereinafter, the present invention will be described in more detail with reference to examples, but the present invention is not limited to these examples.
<1>試料および試験方法
[細胞のメンテナンス]
HBMEC/ci18(以下で説明)およびヒト肝類洞内皮細胞株(HLSEC/ciJ(参考文献32)にはVascuLife complete medium (Vas−comp)を、HASTR/ci35にはアストロサイト増殖培地(AGM)を、HBPC/ci37細胞にはペリサイト培地(PM)を使用して培養を行った。使用した培地の組成を、表1に示す。
<1> Sample and test method [Cell maintenance]
HBMEC / ci18 (described below) and human liver sinusoid endothelial cell line (HLSEC / ciJ (Reference 32) with VascuLife complete medium (Vas-comp), HASTR / ci35 with astrocyte growth medium (AGM)) , HBPC / ci37 cells were cultured using pericyte medium (PM). The composition of the medium used is shown in Table 1.
Vas−compは、VascuLife basal medium (KURABO,Osaka,Japan)に、5ng/mL human fibroblast growth factor−basic(hFGF−b)、50μg/mL アスコルビン酸、1μg/mLヒドロコルチゾン(HC)、15ng/mL ヒトインスリン様成長因子−1(hIGF−1)、5ng/mL ヒト表皮成長因子(hEGF)、5ng/mL 血管内皮細胞成長因子(VEGF)、0.75unit/mL ヘパリン、10mM L−グルタミン(Wako, Osaka, Japan)、2%(v/v)ウシ胎児血清(FBS)(グルタミン以外のすべてはKURABOから購入した)、100unit/mL ペニシリン/ストレプトマイシン(pen/st)(Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA)および4μg/mL ブラストサイジンS(InvivoGen, San Diego, CA)を添加したものである。 Vas-comp is added to VascuLife basic medium (KURABO, Osaka, Japan), 5 ng / mL human fibroblast growth factor-basic (hFGF-b), 50 μg / mL ascorbic acid, 1 μg / mL ascorbic acid, 1 μg / mL Insulin-like growth factor-1 (hIGF-1), 5 ng / mL human epidermal growth factor (hEGF), 5 ng / mL vascular endothelial cell growth factor (VEGF), 0.75 unit / mL heparin, 10 mM L-glutamine (Wako, Osaka) , Japan), 2% (v / v) bovine fetal serum (FBS) (all but glutamine purchased from KURABO), 100 unit / mL penicillin / streptomycin (pen / st) (Thermo Fisher Scientific, Waltherm, MA) and 4 μg / mL Blast Saidin S (InvivoGen, San Diego, CA) was added.
AGMは、ダルベッコ改変イーグル培地(DMEM)高グルコースGlutaMAXピルベート(Thermo Fisher Scientific)に、transferrinを含む1% (v/v) N2 supplement(Wako)、10%(v/v)FBS(Thermo Fisher Scientific)、100unit/mL〜100μg/mL pen/stおよび4μg/mL ブラストサイジンSを添加したものである。 AGM is Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) High Glucose GlutaMAX Pilbate (Thermo Fisher Scientific) containing transferrin in 1% (v / v) N2 suplement (Wako), 10% (v / v) FBS (Therciliter). , 100 units / mL to 100 μg / mL pen / st and 4 μg / mL Blastsaidin S added.
ペリサイト培地(PM)は、ペリサイト基本培地に、2%(v/v)FBS、1%(w/v)ペリサイト成長因子および1% pen/st(すべてScienCell, San Diego, CAから購入した)を添加したものである。 Pericyte medium (PM) was purchased from 2% (v / v) FBS, 1% (w / v) pericyte growth factor and 1% pen / st (all from ScienCell, San Diego, CA) in pericyte basal medium. ) Is added.
不死化細胞はすべて、タイプIコラーゲン被覆ディッシュ中で、33℃、5%CO2/95%airの条件で培養した。細胞はすべて、0.25%トリプシン−エチレンジアミン四酢酸(EDTA)を用いて、3日ごとに継代培養した。 All immortalized cells were cultured in a Type I collagen coated dish at 33 ° C. and 5% CO 2 /95% air. All cells were subcultured every 3 days with 0.25% trypsin-ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA).
[条件的不死化ヒトBMECクローン18(HBMEC/ci18)の単離]
HBMEC/ciクローン18(HBMEC/ci18、図1)は、Vas−compを使用したこと以外は参考文献24に記載のとおり、HBMEC/ci親細胞より連続希釈法に基づいて単離した。
[Isolation of Conditionally Immortalized Human BMEC Clone 18 (HBMEC / ci18)]
The HBMEC / ci clone 18 (HBMEC / ci18, FIG. 1) was isolated from the HBMEC / ci parent cells by the serial dilution method as described in Reference 24 except that Vas-comp was used.
[細胞増殖解析]
HASTR/ci18を、5.0×104 cells/mLの濃度で播種し(Day0)、33℃または37℃のいずれかで培養した。Day3、Day5およびDay9で、サイトメーターを用いて細胞数をカウントした。
[Cell proliferation analysis]
HASTR / ci18 was seeded at a concentration of 5.0 × 10 4 cells / mL (Day 0) and cultured at either 33 ° C or 37 ° C. The number of cells was counted using a cytometer on Day 3,
[Total RNA単離、cDNA合成、およびReal−Time Quantitative PCR(qPCR)]
Total RNA抽出、ゲノムDNAコンタミネーションチェック、およびcDNA合成は、参考文献24、26、33に記載の方法に従って行った。qPCRは、表2に示すプライマーを用いてHBMEC/ci18のcDNAを鋳型として行った。標的mRNAについては、図の説明および本明細書の対応箇所に記載した。各qPCRの増幅効率が1に近いことを確認した。各細胞種におけるグリセルアルデヒド3−リン酸デヒドロゲナーゼ(GAPDH)のmRNAのレベルを標準化コントロールとして決定した。これらの値についてデルタ−デルタCT法を用いて、相対発現レベルを決定した。
[Total RNA isolation, cDNA synthesis, and real-time Quantative PCR (qPCR)]
Total RNA extraction, genomic DNA contamination checks, and cDNA synthesis were performed according to the methods described in References 24, 26, 33. qPCR was performed using the HBMEC / ci18 cDNA as a template using the primers shown in Table 2. Target mRNAs are described in the description of the figure and in the corresponding sections herein. It was confirmed that the amplification efficiency of each qPCR was close to 1. The mRNA level of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase (GAPDH) in each cell type was determined as a standardized control. Relative expression levels were determined for these values using delta-delta CT.
[免疫細胞化学(ICC)]
ICCは、参考文献25、26、33、34に記載の方法に従って行った。使用した一次抗体および二次抗体を表3に示す。抗体はすべて、Can Get Signal immunostain solution A (TOYOBO, Osaka, Japan)によって適切な濃度に希釈された。核対比染色には、4’,6−ジアミジノ−2−フェニルインドール(DAPI)(Dojindo, Kumamoto, Japan)を用いた。細胞を、antifade(0.1% 「w/v」 p−phenylenediamineおよび68.8% 「v/v」 glycerol,pH8.0)によって封入し、Zeiss LSM780共焦点顕微鏡(Carl Zeiss, Oberkochen, Germany)を用いて蛍光を検出した。
[Immunocytochemistry (ICC)]
The ICC was performed according to the method described in References 25, 26, 33, 34. The primary and secondary antibodies used are shown in Table 3. All antibodies were diluted to the appropriate concentration by Can Get Signal immunostain solution A (TOYOBO, Osaka, Japan). For nuclear counterstaining, 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) (Dojindo, Kumamoto, Japan) was used. Cells were encapsulated by antifade (0.1% “w / v” p-phenylenediamine and 68.8% “v / v” glycerol, pH 8.0) and Zeiss LSM780 confocal microscope (Carl Zeiss, Oberkochen, Germany). Fluorescence was detected using.
[インビトロBBBモデルの開発]
図2に示すように、ヒト不死化BBB細胞を、トランスウェル培養システム(12または24ウェル)内で組み合わせてBBBモデルを開発した。セルカルチャーインサートの膜(translucent polyethylene terephthalate, 0.4 μm high−density pores, BD Falcon, Franklin Lakes, NJ)を、100μg/mL type−IV コラーゲン(Nitta Gelatin, Osaka, Japan)、100μg/mL フィブロネクチン(Thermo Fisher Scientific)溶液によって37℃で1時間インキュベートした(細胞外マトリックスコーティング)。インサートは空気によって乾燥し、リン酸緩衝生理食塩水(PBS)で二度洗浄した。
[Development of in vitro BBB model]
As shown in FIG. 2, human immortalized BBB cells were combined in a transwell culture system (12 or 24 wells) to develop a BBB model. Cell culture insert membrane (translucent polythylene thermoslate, 0.4 μm high-density pores, BD Falcon, Franklin Lakes, NJ), 100 μg / mL type-ive-IV collagen (Nitta) Incubated with Thermo Fisher Scientific solution at 37 ° C. for 1 hour (extracellular matrix coating). The inserts were air dried and washed twice with phosphate buffered saline (PBS).
共培養モデルについては、HASTR/ci35(2.5×104細胞/cm2)およびHBPC/ci37(3.0×104細胞/cm2)をインサートの膜の外側(24ウェルについては0.33cm2、12ウェルについては0.9cm2)またはプレート(BD Falcon)の底部に(24ウェルについては2.0cm2または12ウェルについては4.0cm2)播種した。 For co-culture models, HASTR / ci35 (2.5 × 10 4 cells / cm 2 ) and HBPC / ci37 (3.0 × 10 4 cells / cm 2 ) were placed outside the insert membrane (0. For 24 wells). for 33cm 2, 12 well 0.9 cm 2) or plates (for bottom (24 wells BD Falcon) for 2.0 cm 2 or 12 wells were 4.0 cm 2) seeding.
HBMEC/ci18細胞(Day2)を播種する前の2日間(図2、Step1)、HASTR/ci35はAGM、HBPC/ci37はPMを用いて培養した。播種後、33℃で1日培養し、その後(Day1)、培養温度を33℃から37℃にシフトさせ、かつ、AGMをアストロサイト分化培地(ADM)に換えることにより、HASTR/ci35およびHBPC/ci37の細胞分化を行った。 For 2 days (Fig. 2, Step 1) before seeding HBMEC / ci18 cells (Day2), HASTR / ci35 was cultured with AGM and HBPC / ci37 was cultured with PM. After sowing, the cells were cultured at 33 ° C. for 1 day, and then (Day 1), the culture temperature was shifted from 33 ° C. to 37 ° C., and the AGM was replaced with an astrocyte differentiation medium (ADM) to HASTR / ci35 and HBPC /. Cell differentiation of ci37 was performed.
ここで、ADMは、
(i)FBSおよびブラストサイジンSを含まないこと
(ii)1mM ジブチリル環状アデノシン一リン酸(dBcAMP, Santa Cruz Biotech, Santa Cruz, CA)を含むこと
以外はAGMと同じ組成である(図2A、Step2参照)。
Here, ADM is
(I) Free of FBS and Blasticidin S (ii) Same composition as AGM except that it contains 1 mM dibutyryl cyclic adenosine monophosphate (dBcAMP, Santa Cruz Biotech, Santa Cruz, CA) (FIG. 2A, Fig. 2A, See Step 2).
Day0では、共培養を始めるため(図2A、Step3参照)、HBMEC/ci18細胞(1.3x105細胞/cm2)を、前記のHBPC/ci37(またはHASTR/ci35)細胞を培養しているインサートの内側に播種した直後、2つの細胞種を保持するインサートを、HASTR/ci35(またはHBPC/ci37)の細胞を培養しているウェルに移動した。HBMEC/ci18細胞の単独培養には、他の細胞がいないインサートの内側に細胞を播種した(図2B参照)。
On
BBBモデルのすべてのタイプ(図2B参照)において、
・頂端膜側(インサート)には、VEGFおよびhEGFを含まないVascuLife complete medium(Vas−V/E不含培地)を、
・基底側(ウェル)には、脳実質培地(BPM)を
使用した。
For all types of BBB models (see Figure 2B)
-VascuLife complete medium (Vas-V / E-free medium) containing no VEGF and hEGF was placed on the apical membrane side (insert).
-For the basal side (well), brain parenchymal medium (BPM) was used.
Vas−V/E不含培地は、VEGF、hEGFおよびブラストサイジンSを含まないこと以外はVascompと同一の組成である(表1−1参照)。 The Vas-V / E-free medium has the same composition as Vascomp except that it does not contain VEGF, hEGF and Blasticidin S (see Table 1-1).
BPMは、100 units/mLペニシリン−100μg/mLストレプトマイシン、1%(v/v)アポトランスフェリンを含んだ1%(v/v)N2 supplementおよび2mM L−グルタミンを添加した神経基底培地(Neurobasal medium)(Thermo Fisher Scientific)から構成される(表1−4参照)。 BPM is a neurobasal medium supplemented with 1% (v / v) N2 supplement and 2 mM L-glutamine containing 100 units / mL penicillin-100 μg / mL streptomycin and 1% (v / v) apotransferrin. (Thermo Fisher Scientific) (see Table 1-4).
Step3において、細胞の培養は33℃で行った。Day1でRNA抽出、ICCおよび透過率アッセイを行い、Day1、Day2およびDay5で経内皮電気抵抗(TEER)分析を行った。
In Step 3, cell culture was performed at 33 ° C. RNA extraction, ICC and permeability assays were performed on
[経内皮電気抵抗(TEER)の測定]
STX01電極(Millipore)を備えたMillicell ERS−2 (Millipore, Darmstadt, Germany)を用いてTEERの測定を行った。培養インサートの面積を用いて、TEER値(Ω x cm2)を算出した。
[Measurement of transendothelial electrical resistance (TEER)]
TER was measured using a Millicell ERS-2 (Millipore, Darmstadt, Germany) equipped with an STX01 electrode (Millipore). The TEER value (Ω x cm 2 ) was calculated using the area of the culture insert.
[P−gpの機能アッセイ]
排出トランスポーター機能(P−gp)は、ローダミン123(R123、P−gpの基質)を用いた双方向輸送実験によって決定した。
[Functional assay of P-gp]
The efflux transporter function (P-gp) was determined by bidirectional transport experiments with rhodamine 123 (R123, P-gp substrate).
具体的には、R123(5μM、Wako)を頂端膜側(A)に添加した。20分間、40分間または60分間のインキュベーションの後、頂端膜側(A)および基底側(B)のそれぞれから培地を回収し、Pe値(頂端膜側−基底側方向にはPeAB、基底側−頂端膜側方向にはPeBA)を算出して、排出率(ER)(PeBA/PeAB)を決定した。 Specifically, R123 (5 μM, Wako) was added to the apical membrane side (A). After incubation for 20 minutes, 40 minutes or 60 minutes, the medium was collected from each of the apical membrane side (A) and the basal side (B), and the Pe values (peA B in the apical membrane side-basal side direction, basal side-) were collected. PeBA) was calculated in the apical membrane side direction to determine the discharge rate (ER) (PeBA / PeAB).
Pe値を決定するために、以下の式を用いて、cleared volumeを算出した。 In order to determine the Pe value, the cleared volume was calculated using the following formula.
上記式では、頂端膜(Capical)側および基底(Cbasolateral)側における化合物濃度、ならびに、頂端膜側の体積(Vapical=750μL)および基底側の体積(Vbasolateral=2250μL)を用いた。Cleared volumeを時間軸に対してプロットし、BBBモデル(PStotal)および細胞不含インサート(PSinsert)についてクリアランス直線のスロープを得た。内皮単層(PSe)については、下記式を用いて透過性×面積の値を決定した。 In the above formula, the compound concentration on the apical side and the basal (C basolaternal ) side, and the volume on the apical membrane side (V apical = 750 μL) and the volume on the basal side (V basolaternal = 2250 μL) were used. Cleared volume was plotted against the time axis to obtain clearance straight slopes for the BBB model (PS total ) and cell-free inserts (PS insert). For the endothelial monolayer (PS e ), the value of permeability × area was determined using the following formula.
最終的に、以下に示すように、PSe値を表面積Aで除してPe値を得た(12ウェルのインサートについてはA:0.9cm2)。 Finally, as shown below, the PS e value was divided by the surface area A to obtain the Pe value (A: 0.9 cm 2 for a 12-well insert).
[インビトロBBB透過性試験]
HBMEC/ci18細胞の単独培養物(E00)、HASTR/ci35細胞および HBPC/ci37細胞との共培養物(EPA)を用いてルシファーイエローの透過性アッセイを行った。インサートをPBS(+)で一度洗った後、培地を、カルシウムおよびマグネシウムを含有するハンクス緩衝塩類溶液(Thermo Fisher Scientific)で置き換えた後、33℃で10分間、プレインキュベーションを行った。その後、ルシファーイエロー(LY,10μM、Wako)を頂端膜側に添加した。
[In vitro BBB permeability test]
A lucifer yellow permeability assay was performed using a single culture of HBMEC / ci18 cells (E00), a co-culture with HASTR / ci35 cells and HBPC / ci37 cells (EPA). After washing the inserts once with PBS (+), the medium was replaced with a Hanks buffered saline solution (Thermo Fisher Scientific) containing calcium and magnesium, followed by preincubation at 33 ° C. for 10 minutes. Then, Lucifer Yellow (LY, 10 μM, Wako) was added to the apical membrane side.
37℃で30、60または90分間インキュベーションした後、培地を基底ウェルから回収した。LYの定量のため、各培地の蛍光強度を、Infinite 200 PRO (Tecan, Mannedorf, Switzerland)を用いて決定した(波長は428/536(nm/nm))。 After incubation at 37 ° C. for 30, 60 or 90 minutes, medium was withdrawn from the basal well. For quantification of LY, the fluorescence intensity of each medium was determined using Infinite 200 PRO (Tecan, Mannedorf, Switzerland) (wavelength 428/536 (nm / nm)).
[統計的解析]
統計的解析は、Excelを用いて、ystat2006 (Igakutosho Shuppan Ltd., Tokyo, Japan)によって行った。複数の値間の比較を、1元配置分散分析(ANOVA)によって行った後、ボンフェローニ補正を行った。2つの値は、独立スチューデントt−試験によって比較した。
[Statistical analysis]
Statistical analysis was performed by ystat2006 (Igakutosho Shuppan Ltd., Tokyo, Japan) using Excel. A comparison between the plurality of values was performed by one-way analysis of variance (ANOVA), followed by Bonferroni correction. The two values were compared by an independent Student's t-test.
[培地の最適化]
3種類の細胞の共培養における基底側の培地(すなわち、ペリサイトおよびアストロサイトの培養のための培地)として、以下の培地について検討を行った。各培地の組成は、以下の通りである。
・Vas−comp(表1−1)
・Vas−V/E不含培地(表1−1)
・ADM(表1−2)
・PM(表1−3、ただしここでは血清不含)
・BPM(表1−4)
[Media optimization]
The following media were examined as the basal medium (that is, the medium for culturing pericytes and astrocytes) in the co-culture of the three types of cells. The composition of each medium is as follows.
・ Vas-comp (Table 1-1)
-Vas-V / E-free medium (Table 1-1)
・ ADM (Table 1-2)
・ PM (Table 1-3, but serum-free here)
・ BPM (Table 1-4)
<2>結果
[条件的不死化ヒト脳微小血管内皮細胞株の新規クローンHBMEC/ci18の単離および特性決定]
本発明者らは、これまでにヒト脳微小血管内皮細胞/条件的不死化クローンβ、HBMEC/ciβ(参考文献24)を単離したが、より優れたBBB特性を有するクローンを作製するために、親細胞から再度クローニングを行った。本発明者らは、ここから得られたクローンより、クローン18を選択し、HBMEC/ci18とした(図1A)。
<2> Results [Isolation and characterization of novel clone HBMEC / ci18 of conditional immortalized human brain microvascular endothelial cell line]
We have isolated human brain microvascular endothelial cells / conditional immortalized clone β, HBMEC / ciβ (Reference 24) so far, but in order to prepare clones with better BBB characteristics. , Cloning was performed again from the parent cells. The present inventors selected clone 18 from the clones obtained from this clone and used it as HBMEC / ci18 (FIG. 1A).
HBMEC/ci18細胞は、典型的な伸長錘型の細胞形態を示し(図1A)、代表的な内皮マーカータンパク質であるフォン・ヴィレブランド因子(vWF)とCD31を発現していた(図1B)。さらに、HBMEC/ci18細胞は、不死化タンパク質であるtsSV40TとhTERTを発現していた(図1C)。また、本細胞は優れた増殖能を示した(図1D)。 HBMEC / ci18 cells exhibited a typical elongated weight-shaped cell morphology (FIG. 1A) and expressed the representative endothelial marker proteins von Willebrand factor (vWF) and CD31 (FIG. 1B). In addition, HBMEC / ci18 cells expressed the immortalizing proteins tsSV40T and hTERT (FIG. 1C). In addition, this cell showed excellent proliferative ability (Fig. 1D).
次いで、HBMEC/ci18細胞が、脳血管内皮細胞特異的な遺伝子発現の特徴を示すかどうかを調べるため、BBBに特徴的なmRNA発現レベルを試験し、条件的不死化ヒト肝類洞壁内皮細胞株(HLSEC/ciJ、非脳血管由来細胞株)の発現レベルと比較した。その結果、HBMEC/ci18細胞は、BMECに特徴的なmRNA(低密度リポタンパク質受容体関連タンパク質1、インスリン受容体、多剤耐性関連タンパク質4、グルコーストランスポーター1(GLUT1)、major facilitator superfamily domain(MFSD)2A、P−gp、モノカルボン酸トランスポーター8およびトランスフェリン受容体)を、HLSEC/ciJよりも高いレベルで発現していた(図1E)。
Next, in order to investigate whether HBMEC / ci18 cells exhibit the characteristics of cerebrovascular endothelial cell-specific gene expression, the mRNA expression level characteristic of BBB was tested, and conditional immortalized human hepatic sinusoidal endothelial cells. The expression level of the strain (HLSEC / ciJ, non-cerebral blood vessel-derived cell line) was compared. As a result, HBMEC / ci18 cells were found to have BMEC-characteristic mRNAs (low-density lipoprotein receptor-related
まとめると、HBMEC/ci18細胞は、基本的なBMECの特性を有していると考えられた。そこで、以降、HBMEC/ci18を用いて、インビトロBBB培養モデルの開発を行った。 In summary, HBMEC / ci18 cells were considered to have basic BMEC properties. Therefore, thereafter, an in vitro BBB culture model was developed using HBMEC / ci18.
[ヒト不死化細胞に基づくインビトロBBBモデルの開発]
アストロサイトおよびペリサイトは、BMECにおけるBBB特性の誘発に重要な役割を果たすことが知られている(参考文献4および5)。いくつかのインビトロ研究によって、アストロサイトおよび/またはペリサイトと共培養したBMECのBBB機能は、単独培養したBMECよりも高いことが報告されている(参考文献12〜14)。したがって、本発明者らはHBMEC/ci18細胞と、HASTR/ci35細胞およびHBPC/ci37細胞とを組み合わせることによって、共培養BBBモデルを開発することとした(図2)。
[Development of in vitro BBB model based on human immortalized cells]
Astrocytes and pericytes are known to play an important role in inducing BBB properties in BMEC (references 4 and 5). Several in vitro studies have reported that the BBB function of BMEC co-cultured with astrocytes and / or pericytes is higher than that of single-cultured BMEC (References 12-14). Therefore, the present inventors decided to develop a co-cultured BBB model by combining HBMEC / ci18 cells with HASTR / ci35 cells and HBPC / ci37 cells (Fig. 2).
これを達成するため、本発明者らは、新たな培養法の開発に取り組んだ。例えば、HASTR/ci35およびHBPC/ci3細胞の成熟を促進するため、無血清培地および37℃の培養温度を利用した(Step2)。また、血管内皮細胞の機能を高めるために、BBB形成に対して抑制的に作用するVEGFおよびhEGF(参考文献35、36)非添加の内皮培地を用いた。 To achieve this, the present inventors have worked on the development of a new culture method. For example, serum-free medium and a culture temperature of 37 ° C. were used to promote the maturation of HASTR / ci35 and HBPC / ci3 cells (Step 2). In addition, in order to enhance the function of vascular endothelial cells, an endothelial medium to which VEGF and hEGF (References 35 and 36), which act suppressively on BBB formation, were not added was used.
これらの条件下、図2Bに示す6つのBBBモデルタイプを作製した。6つのモデルタイプの詳細は以下の通りである。
(1)E00:HBMEC/ci18細胞のみ培養したもの
(2)EP0:HBMEC/ci18細胞をHBPC/ci37と共培養したもの
(3)EA0:HBMEC/ci18細胞をHASTR/ci35と共培養したもの(HASTR/ci35は、インサート外側)
(4)E0A:HBMEC/ci18細胞をHASTR/ci35と共培養したもの(HASTR/ci35は、ウェル底面側)
(5)EPA:3種類の細胞すべてを共培養したもの(HBPC/ci37がインサート外側、HASTR/ci35がウェル底面側)
(6)EAP:3種類の細胞すべてを共培養したもの(HASTR/ci35がインサート外側、HBPC/ci37がウェル底面側)
Under these conditions, the six BBB model types shown in FIG. 2B were made. Details of the six model types are as follows.
(1) E00: HBMEC / ci18 cells only cultured (2) EP0: HBMEC / ci18 cells co-cultured with HBPC / ci37 (3) EA0: HBMEC / ci18 cells co-cultured with HASTR / ci35 (1) HASTR / ci35 is on the outside of the insert)
(4) E0A: HBMEC / ci18 cells co-cultured with HASTR / ci35 (HASTR / ci35 is on the bottom side of the well)
(5) EPA: Co-cultured all three types of cells (HBPC / ci37 is on the outside of the insert, HSTR / ci35 is on the bottom of the well)
(6) EAP: Co-cultured all three types of cells (HASTR / ci35 is on the outside of the insert, HBPC / ci37 is on the bottom of the well)
図3Aに示すTEER分析の結果から、共培養モデルのTEER値は、単独培養のE00モデルのTEER値(60.3±4.1 Ω×cm2)と比較して、より高いことが示された。また、共培養モデルの中でも、EPAモデルが最も高いTEER値(93.0±3.4Ω×cm2)を有していた。したがって、図3Bに示すように、これらのTEERレベルは、少なくともDay5まで維持された。したがって、EPAモデルが、BBBモデルの開発のための最も好ましい構成である。
From the results of the TEER analysis shown in FIG. 3A, it was shown that the TEER value of the co-culture model was higher than the TEER value of the E00 model of the single culture (60.3 ± 4.1 Ω × cm 2). rice field. In addition, among the co-culture models, the EPA model had the highest TER value (93.0 ± 3.4 Ω × cm 2 ). Therefore, as shown in FIG. 3B, these TEER levels were maintained up to at
これらのデータに基づき、本発明者らは、BBBモデルのさらなる特性解析においてはEPAモデルを用い、比較にはE00モデルを用いた。 Based on these data, we used the EPA model for further characterization of the BBB model and the E00 model for comparison.
[ヒト不死化細胞BBBモデルにおける細胞ジャンクションの機能的発現]
EPAモデルのHBMEC/ci18細胞において、細胞間ジャンクションが形成され機能しているか明らかにするため、本発明者らは、接着結合関連遺伝子(VEカドヘリンおよびβカテニン)および密着結合関連遺伝子(ZO−1、 クローディン−5およびオクルディン)の発現レベルおよび局在化について、qPCRおよび免疫組織化学によって調べた。図4Aに示すとおり、EPAモデルでは、これらすべてのmRNAレベルがE00モデルよりも高かった。この結果と一致して、VEカドヘリンおよびβ−カテニンタンパク質の発現レベルも、E00モデルよりもEPAモデルにおいて高かった(図4B)。
[Functional expression of cell junctions in the human immortalized cell BBB model]
To clarify whether cell-cell junctions are formed and function in HBMEC / ci18 cells of the EPA model, we present adhesion-related genes (VE-cadherin and β-catenin) and tight-junction-related genes (ZO-1). , Claudin-5 and occludin) were examined by qPCR and immunohistochemistry. As shown in FIG. 4A, all these mRNA levels were higher in the EPA model than in the E00 model. Consistent with this result, expression levels of VE-cadherin and β-catenin proteins were also higher in the EPA model than in the E00 model (Fig. 4B).
これらの結果より、HASTR/ci35およびHBPC/ci37細胞は、HBMEC/ci18細胞における細胞間ジャンクション形成(主にAJ)を促進し、より強い細胞間バリアの形成に関与すると考えられる。 From these results, it is considered that HASTR / ci35 and HBPC / ci37 cells promote the formation of intercellular junctions (mainly AJ) in HBMEC / ci18 cells and are involved in the formation of a stronger intercellular barrier.
[ヒト不死化細胞BBBモデルにおける排出トランスポーターの機能解析]
EPAおよびE00モデルにおけるP−gp活性を、R123(P−gpの基質)の双方向性輸送解析により調べた。R123の排出率(ER)は、E00モデルよりもEPAモデルの方が高いことが示された(R123:1.72vs1.31)(図5)。
[Functional analysis of excretion transporter in human immortalized cell BBB model]
P-gp activity in the EPA and E00 models was examined by bidirectional transport analysis of R123 (the substrate for P-gp). The emission rate (ER) of R123 was shown to be higher in the EPA model than in the E00 model (R123: 1.72 vs 1.31) (FIG. 5).
続いて、EPAおよびE00モデルにおけるP−gpの発現レベルをqPCRおよび免疫細胞化学によって比較した。その結果、EPAモデルにおけるP−gpおよびBCRPのmRNAおよびタンパク質発現レベルは、E00モデルにおけるレベルよりも有意に高かった(図6Aおよび図6B)。 Subsequently, the expression levels of P-gp in the EPA and E00 models were compared by qPCR and immunocytochemistry. As a result, the mRNA and protein expression levels of P-gp and BCRP in the EPA model were significantly higher than those in the E00 model (FIGS. 6A and 6B).
さらに、EPAモデルにおけるP−gpおよびBCRPの細胞内局在を垂直断面(Z軸面)の画像から解析したところ、P−gpおよびBCRPは、頂端膜に主に局在していることが明らかとなった。これらの局在性は、上記の双方向輸送分析の結果とよく一致していた。一方、接着結合タンパク質であるβ−カテニンタンパク質は、P−gpやBCRPと異なり、細胞−細胞の境界に局在していた(図6B)。 Furthermore, when the intracellular localization of P-gp and BCRP in the EPA model was analyzed from the image of the vertical cross section (Z-axis plane), it was revealed that P-gp and BCRP were mainly localized in the apical membrane. It became. These localizations were in good agreement with the results of the bidirectional transport analysis above. On the other hand, the β-catenin protein, which is an adhesion-binding protein, was localized at the cell-cell boundary, unlike P-gp and BCRP (Fig. 6B).
まとめると、EPAモデルは、E00モデルと比較して、より良好な排出トランスポーター機能を有しており、このことは、HASTR/ci35細胞およびHBPC/ci37細胞との共培養によって、EPAモデルのHBMEC/ci18細胞におけるP−gpおよびBCRPの発現や機能が誘導されたことを示唆する。 In summary, the EPA model has better excretion transporter function compared to the E00 model, which is due to co-culture with HASTR / ci35 cells and HBPC / ci37 cells, which is the HBMEC of the EPA model. / It suggests that the expression and function of P-gp and BCRP in ci18 cells were induced.
[ヒト不死化細胞BBBモデルを用いた化合物透過性評価]
ヒト不死化細胞によるBBBモデルが化合物透過性試験に用いることが可能か、代表的な透過性マーカーであるルシファーイエローを用いて検討した。E00モデルおよびEPAモデルを用いた透過性試験の結果から、ルシファーイエローの透過性はいずれのモデルでも低く、さらにその値はE00よりもEPAモデルで低いことが示された。したがって、ヒト不死化細胞によるBBBモデルは、化合物透過性試験に用いることが可能であり、さらに、E00モデルよりもEPAモデルの方が、より優れた機能を有することが明らかとなった。
[Evaluation of compound permeability using human immortalized cell BBB model]
Whether the BBB model using human immortalized cells could be used for the compound permeability test was examined using Lucifer Yellow, which is a typical permeability marker. The results of the permeability test using the E00 model and the EPA model showed that the permeability of Lucifer Yellow was low in both models, and that the value was lower in the EPA model than in the E00 model. Therefore, it was revealed that the BBB model using human immortalized cells can be used for the compound permeability test, and that the EPA model has better functions than the E00 model.
[培地の評価]
図8に示す結果から、EPAモデルにおける基底側の培地にBPMを用いた場合にTEER値が最も高いことが示され、BPMがアストロサイトまたは/およびペリサイトの共培養効果を増強することが確認された。なお、三種共培養の効果は、いずれのモデルにおいてもDay1がピークであった。
[Evaluation of medium]
From the results shown in FIG. 8, it was shown that the TEER value was the highest when BPM was used as the basal medium in the EPA model, and it was confirmed that BPM enhances the co-culture effect of astrocytes and / and pericytes. Was done. The effect of the three-kind co-culture had a peak on
<3>考察
上記のとおり、3つの条件的不死化ヒトBBB細胞株を共培養することによって、インビトロのヒトBBBモデルを樹立した。このヒト不死化細胞に基づいたBBBモデルを、以下、「hiBBB90モデル」と称する。hiBBB90モデルは、CNS薬剤候補のBBB透過性スクリーニングのためのユニークな利点を有する。
<3> Discussion As described above, an in vitro human BBB model was established by co-culturing three conditional immortalized human BBB cell lines. The BBB model based on this human immortalized cell is hereinafter referred to as "hiBBB90 model". The hiBBB90 model has unique advantages for BBB permeability screening of CNS drug candidates.
細胞ジャンクション(バリア)機能に関し、hiBBB90モデルがTEER値90(Ω × cm2)を有することは、HBMEC/ci18細胞が、機能的なバリア機能を有することを示す。なお、インビボにおいて観察される値(1000超)(参考文献21、22)やラットの初代細胞に基づいたBBBモデルにおいて観察される値(約350)(参考文献14)には至らないが、hiBBB90モデルのTEER値は、ヒト初代細胞BBBモデルの値(140〜260)に近いものである(参考文献12、37)。BBBモデルとして最低限必要なTEERレベルは未だ定まっていないが、これまでに、150〜400(Ω × cm2)を超えるTEER値を示すBBBモデルにおいて、蛍光化合物のPe値は一定に達することが報告されており(参考文献38、39)、これらの値が、現時点でのBBBモデルにおけるベンチマークTEERと考えることができる。また、本モデルは、BBB非透過性マーカーであるLYに対しても低い透過性を示しており、この点からも機能的なバリアを形成していることが伺える。 With respect to cell junction (barrier) function, the hiBBB90 model having a TEER value of 90 (Ω × cm 2 ) indicates that HBMEC / ci18 cells have a functional barrier function. Although it does not reach the value observed in vivo (more than 1000) (references 21 and 22) and the value observed in the BBB model based on rat primary cells (about 350) (reference 14), hiBBB90 The TEER value of the model is close to that of the human primary cell BBB model (140-260) (references 12 and 37). The minimum TEER level required for the BBB model has not yet been determined, but so far, the Pe value of the fluorescent compound may reach a certain level in the BBB model showing a TEER value exceeding 150 to 400 (Ω × cm 2). It has been reported (references 38, 39) and these values can be considered as benchmark TEERs in the current BBB model. In addition, this model also shows low permeability to LY, which is a BBB impermeable marker, and from this point as well, it can be seen that a functional barrier is formed.
さらに、hiBBB90モデルは、排出トランスポーター機能を有しており、このことは、P−gp/BCRPの免疫細胞化学検出およびR123のER(それぞれ、1.72)の結果により支持される。 In addition, the hiBBB90 model has an excretion transporter function, which is supported by immunocytochemical detection of P-gp / BCRP and ER results of R123 (1.72, respectively).
また、培地を最適化することで、本モデルの機能をより高めることができた。その最も特徴的な点は、まず、脳側の環境を再現するための神経用培地の使用である。これにより、従来モデルと比較して、より脳環境を再現出来たことが、本モデルの確立における重要な要因であると考えられる。 In addition, by optimizing the medium, the function of this model could be further enhanced. The most characteristic point is the use of a neural medium to reproduce the environment on the brain side. As a result, it is considered that the ability to reproduce the brain environment more than the conventional model is an important factor in the establishment of this model.
上記のBBB機能に加え、その優れたスケーラビリティもhiBBB90モデルのユニークな利点である。3つの不死化細胞株は、長期間の培養または繰り返しの凍結/融解が可能で、かつ、これらに伴うフェノタイプ異常も認められなかった。さらに、本研究では簡便なスフェロイド構築法を開発し、この点も研究遂行上大きなメリットである。 In addition to the above BBB features, its excellent scalability is also a unique advantage of the hiBBB90 model. The three immortalized cell lines were capable of long-term culture or repeated freezing / thawing, and no phenotypic abnormalities associated with them were observed. Furthermore, in this research, we developed a simple spheroid construction method, which is also a great merit in carrying out the research.
以上より、hiBBB90モデルはBBBの機能性と実用性をともに有しており、薬物のBBB透過性スクリーニングをはじめ様々な中枢薬開発研究に応用できると期待される。 Based on the above, the hiBBB90 model has both the functionality and practicality of BBB, and is expected to be applicable to various central drug development research including BBB permeability screening of drugs.
本研究におけるhiBBB90モデルの開発の要点は、培地組成と共培養条件の変更である。特に、HASTR/ci35細胞およびHBPC/ci37細胞を分化させる点は、このモデルに固有のものである。これまでに、発明者らは37℃の培養温度によりHASTR/ci35細胞およびHBPC/ci37細胞の分化形質が大幅に促進することを報告している(参考文献26、33)。この分化形質の向上により、HBMEC/ci18細胞に対する共培養効果が大きくなり、BBBモデルとしての機能も向上したものと推察される。共培養効果の分子メカニズムは不明であるが、参考文献2、3、5、14などを参考にすると、例えば、グリア由来神経栄養因子、ソニックヘッジホッグ、およびアストロサイトから分泌されるWntタンパク質、または周皮細胞から分泌されるangiopep−1などが考えられる。したがって、HASTR/ci35およびHBPC/ci37細胞におけるこれらの栄養因子の発現レベルが分化に伴い増加する可能性がある。
The main points of the development of the hiBBB90 model in this study are changes in the medium composition and co-culture conditions. In particular, the point of differentiating HASTR / ci35 cells and HBPC / ci37 cells is unique to this model. So far, the inventors have reported that the culture temperature of 37 ° C. significantly promotes the differentiation traits of HASTR / ci35 cells and HBPC / ci37 cells (References 26 and 33). It is presumed that the improvement of this differentiation trait increased the co-culture effect on HBMEC / ci18 cells and improved the function as a BBB model. Although the molecular mechanism of co-culture effect is unknown, referring to
最後に、CNS医薬品開発におけるhiBBB90モデルのさらなる活用について簡単に言及する。一般に、脳内の薬物の薬理作用は、その血漿濃度と明確に関連づけることはできず、むしろ脳内薬物濃度と関連している。そのため、ラットではあるが、in vitroBBBモデルデータからのインビボ定常状態Kp,uu,brainを予測する方法が最近提案されている(参考文献40)。したがって、hiBBB90モデルを用いることで、ヒトのin vitroのデータから薬物のヒトin vivoにおける脳濃度−時間プロファイルを予測することが可能となるかもしれない(参考文献41)。 Finally, we briefly mention the further utilization of the hiBBB90 model in CNS drug development. In general, the pharmacological action of a drug in the brain cannot be clearly associated with its plasma concentration, but rather with the drug concentration in the brain. Therefore, although it is a rat, a method for predicting the in vivo steady state Kp, uu, and brain from in vivo BBB model data has been recently proposed (Reference 40). Therefore, by using the hiBBB90 model, it may be possible to predict the brain concentration-time profile of a drug in human in vivo from human in vitro data (Reference 41).
本研究で発明したhiBBB90モデルは、基本的なBBB特性を保持すると同時に、優れたスケーラビリティと取り扱いの簡便さを備えている。本モデルは、新しいCNS薬の脳移行性評価や、BBB生物学の分子メカニズムを解明する研究に幅広く活用できる可能性がある。したがって、本発明によるhiBBB90モデルは、CNS医薬品開発を含む様々なヒトBBB研究を加速するための新たなツールとなることが期待される。 The hiBBB90 model invented in this study retains basic BBB characteristics, and at the same time has excellent scalability and ease of handling. This model has the potential to be widely used in the evaluation of brain migration of new CNS drugs and in research to elucidate the molecular mechanism of BBB biology. Therefore, the hiBBB90 model according to the present invention is expected to be a new tool for accelerating various human BBB studies including CNS drug development.
参考文献
References
Claims (23)
(ii)前記培養したヒト条件的不死化ペリサイトを第2の培地において分化させるペリサイト分化工程と、
(iii)ヒト条件的不死化アストロサイトを第3の培地に播種して培養するアストロサイト培養工程と、
(iv)前記培養したヒト条件的不死化アストロサイトを第4の培地において分化させるアストロサイト分化工程と、
(v)ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を第5の培地に播種して、前記播種したヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を培養する脳微小血管内皮細胞培養工程と
を含み、
前記ペリサイト培養工程(i)および/または前記ペリサイト分化工程(ii)において、ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物が形成され、
前記アストロサイト培養工程(iii)および/または前記アストロサイト分化工程(iv)において、ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物が形成され、
前記ペリサイト分化工程(ii)における分化が、前記ペリサイト培養工程(i)における培養温度とは異なる温度で行われ、
前記アストロサイト分化工程(iv)における分化が、前記アストロサイト培養工程における培養温度とは異なる温度で行われ、
前記工程(ii)および前記工程(iv)の後で、前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)が行われ、
前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)において、ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が形成され、
前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)において、前記播種されたヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞の培養が、第6の培地中における前記ヒト条件的不死化ペリサイトの更なる培養および前記ヒト条件的不死化アストロサイトの更なる培養と共に行われ、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物と前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物とが相互作用することが可能なように配置されている、多細胞血液脳関門モデルの製造方法。 (I) A pericyte culture step of seeding and culturing human conditionally immortalized pericyte in a first medium, and
(Ii) A pericyte differentiation step of differentiating the cultured human conditionally immortalized pericyte in a second medium,
(Iii) An astrocyte culturing step in which human conditionally immortalized astrocytes are seeded and cultured in a third medium, and
(Iv) An astrocyte differentiation step of differentiating the cultured human conditional immortalized astrocytes in a fourth medium.
(V) Including a step of culturing brain microvascular endothelial cells in which human conditional immortalized cerebral microvascular endothelial cells are seeded in a fifth medium and the seeded human conditional immortalized cerebral microvascular endothelial cells are cultured.
In the pericyte culture step (i) and / or the pericyte differentiation step (ii), a culture containing human conditionally immortalized pericyte was formed.
In the astrocyte culture step (iii) and / or the astrocyte differentiation step (iv), a culture containing human conditionally immortalized astrocytes was formed.
The differentiation in the pericyte differentiation step (ii) is performed at a temperature different from the culture temperature in the pericyte culture step (i).
Differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) is performed at a temperature different from the culture temperature in the astrocyte culture step.
After the step (ii) and the step (iv), the brain microvascular endothelial cell culture step (v) is performed, and the step (iv) is performed.
In the cerebral microvascular endothelial cell culture step (v), a culture containing human conditional immortalized cerebral microvascular endothelial cells was formed.
In the cerebral microvascular endothelial cell culturing step (v), the culturing of the seeded human conditional immortalized cerebral microvascular endothelial cells further cultivates the human conditioned immortalized pericyte in a sixth medium and Performed with further culture of the human conditionally immortalized astrocytes,
A multicellular blood-brain barrier model in which the culture containing the human conditionally immortalized pericyte and the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells are arranged so as to be able to interact with each other. Manufacturing method.
前記アストロサイト培養工程(iii)における培養が32〜34℃の温度範囲で行われ、前記アストロサイト分化工程(iv)における分化が35〜39℃の温度範囲で行われる、請求項1または2に記載の製造方法。 Culturing in the pericyte culturing step (i) is carried out in a temperature range of 32 to 34 ° C., differentiation in the pericyte differentiation step (ii) is carried out in a temperature range of 35 to 39 ° C., and / or the astrocyte. The production according to claim 1 or 2, wherein the culture in the culturing step (iii) is carried out in a temperature range of 32 to 34 ° C., and the differentiation in the astrocyte differentiation step (iv) is carried out in a temperature range of 35 to 39 ° C. Method.
前記脳微小血管内皮細胞培養工程(v)において形成されるヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が層である、請求項1〜9のいずれか1項に記載の製造方法。 The culture containing the human conditionally immortalized pericytes formed in the pericyte culture step (i) and / or the pericyte differentiation step (ii) is a layer and / or.
The production method according to any one of claims 1 to 9, wherein the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells formed in the brain microvascular endothelial cell culture step (v) is a layer.
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物の他方の側に、前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物が位置する、請求項1〜11のいずれか1項に記載の製造方法。 On one side of the culture containing the human conditionally immortalized pericyte, the culture containing the human conditionally immortalized astrocyte is located.
The one according to any one of claims 1 to 11, wherein the culture containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is located on the other side of the culture containing the human conditionally immortalized pericyte. Production method.
(B)ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物と、
(C)ヒト条件的不死化アストロサイトを含む培養物と、
(D)前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞のための培地と、
(E)前記ヒト条件的不死化ペリサイトおよび前記ヒト条件的不死化アストロサイトのための培地と
を含む多細胞血液脳関門モデルであって、
前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)と前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)とが相互作用することが可能なように配置されており、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)の一方の側に、前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が位置し、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)の他方の側に、前記ヒト条件的不死化アストロサイト(C)を含む培養物が位置する、多細胞血液脳関門モデル。 (A) Cultures containing human conditioned immortalized brain microvascular endothelial cells and
(B) Cultures containing human conditioned immortalized pericytes and
(C) Cultures containing human conditionally immortalized astrocytes,
(D) The medium for the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells and
(E) A multicellular blood-brain barrier model comprising the human conditioned immortalized pericyte and a medium for the human conditioned immortalized astrocyte.
The culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells and the culture (B) containing the human conditionally immortalized pericytes are arranged so as to be able to interact with each other.
On one side of the culture (B) containing the human conditionally immortalized pericyte, the culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is located.
A multicellular blood-brain barrier model in which the culture containing the human conditionally immortalized astrocytes (C) is located on the other side of the culture containing the human conditionally immortalized pericytes (B).
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)が層である、請求項19に記載の多細胞血液脳関門モデル。 The culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells is a layer and / or
The multicellular blood-brain barrier model according to claim 19, wherein the culture (B) containing the human conditionally immortalized pericyte is a layer.
前記ヒト条件的不死化脳微小血管内皮細胞を含む培養物(A)が多孔性基材の一方の面を被覆し、
前記ヒト条件的不死化ペリサイトを含む培養物(B)が多孔性基材の他方の面を被覆し、請求項19〜21のいずれか1項に記載の多細胞血液脳関門モデル。 Further containing a porous substrate,
The culture (A) containing the human conditionally immortalized brain microvascular endothelial cells covered one surface of the porous substrate.
The multicellular blood-brain barrier model according to any one of claims 19 to 21, wherein the culture (B) containing the human conditionally immortalized pericyte covers the other surface of the porous substrate.
前記培地(E)が、神経細胞用培地である、請求項19〜22のいずれか1項に記載の多細胞血液脳関門モデル。 The medium (D) is a medium containing no growth factor, and the medium (D) is a medium containing no growth factor.
The multicellular blood-brain barrier model according to any one of claims 19 to 22, wherein the medium (E) is a medium for nerve cells.
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