JP2018007619A - Aip knockout growth hormone-producing cell lines - Google Patents
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Abstract
Description
本発明は、AIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株に関し、更に詳細には、下垂体由来AIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株およびその樹立方法ならびに使用方法に関するものである。 The present invention relates to an AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line, and more particularly to a pituitary-derived AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line, a method for establishing the same, and a method for using the same.
AIP(Aryl hydrocarbon receptor interacting protein)遺伝子の生殖細胞変異は下垂体腺腫、主にソマトトロピノーマの素因である。これらのAIP生殖細胞変異は、家族性孤発性下垂体腺腫(Familial isolated pituitary adenoma: FIPA)患者の15%〜20%ならびに散発性下垂体腺腫(sporadic pituitary adenoma) 患者の3%〜5%に同定されている(非特許文献1〜5)。 Germline mutations in the AIP (Aryl hydrocarbon receptor interacting protein) gene are predisposing to pituitary adenomas, mainly somatotropinoma. These AIP germline mutations occur in 15% to 20% of patients with familial isolated pituitary adenoma (FIPA) and 3% to 5% of patients with sporadic pituitary adenoma Have been identified (Non-Patent Documents 1 to 5).
これらの変異による有病率は家族性のソマトトロピノーマの家族のなんと40%〜50%にも達している(非特許文献2、4)。また30歳未満のマクロアデノーマにおけるプロラクチン産生腺腫もしくはソマトトロピノーマの散発性症例でも、10%〜15%の患者に認められる(非特許文献6)。 The prevalence due to these mutations reaches as much as 40% to 50% in the family of familial somatotropinoma (Non-patent Documents 2 and 4). In addition, sporadic cases of prolactin-producing adenoma or somatotropinoma in macro adenomas younger than 30 years are observed in 10% to 15% of patients (Non-patent Document 6).
最も共通したAIP遺伝子改変では、タンパク質同士の相互作用に関与する3個のテトラトリコペプチドリピート(TRP)を含む、特にC末端内のアミノ酸置換または切断AIPタンパク質が生じる(非特許文献7、8)。 The most common AIP gene modification results in an amino acid substitution or cleavage AIP protein, particularly in the C-terminus, including three tetratricopeptide repeats (TRP) involved in protein-protein interactions (Non-patent Documents 7 and 8). .
AIP遺伝子変異を含むかかる腫瘍は、典型的には、若年期で発症し、より巨大でかつより侵襲性になり(非特許文献1〜7)、また先端巨大症の第一選択治療薬、ソマトスタチン類縁体に対して抵抗性になる傾向がある(非特許文献3、4、9、10)。 Such tumors containing AIP gene mutations typically develop at an early age, become larger and more invasive (Non-Patent Documents 1-7), and somatostatin, a first-line treatment for acromegaly There is a tendency to become resistant to analogs (Non-Patent Documents 3, 4, 9, 10).
AIP遺伝子は、そのin vitro機能についてのいくつかの実験による知見から腫瘍抑制遺伝子と考えられる(非特許文献3、11−14)。つまり、強制発現系を用いたin vitro培養実験では、野生型AIPの細胞増殖は抑制されるが、変異AIPではこの現象は無く、siRNAによるAIPのノックダウンにより細胞増殖が増加することが明らかになった(非特許文献12−14)。 The AIP gene is considered to be a tumor suppressor gene based on findings from several experiments regarding its in vitro function (Non-patent Documents 3 and 11-14). In other words, in vitro culture experiments using a forced expression system suppressed cell growth of wild-type AIP, but this phenomenon was not observed with mutant AIP, and cell proliferation increased by knockdown of AIP by siRNA. (Non-Patent Documents 12-14).
AIP不活性による下垂体腫瘍発生の分子機構は未だ明らかでないけれども、いくつかの機構が提案されている。例えば、AIP不活性は機能障害性Gタンパク iシグナル伝達を介したサイクリック・アデノシン・モノホスフェート(cyclic adenosine monophosphate: cAMP)産生抑制の機能を不全とするのが(非特許文献13)、AIP変異はホスホジエステラーゼとの阻害された相互作用を促進し、cAMPの産生を増加する(非特許文献14)。ソマトスタチン類縁体に対するある種のソマトトロピノーマの相対的非感受性に関しては、AIP不活性によって、抗増殖遺伝子(アポトーシスと細胞サイクル抑止のZnフィンガーレギュレーター:ZAC-1;PLAGL1としても知られている)の発現が低下することがその機構であることが示唆されている(非特許文献15、16)。ZAC-1はアポトーシスやG1細胞サイクル抑止を引き起こすことによって抗増殖性効果を及ぼすことができる(非特許文献17)。 Although the molecular mechanism of pituitary tumor development due to AIP inactivation is not yet clear, several mechanisms have been proposed. For example, AIP inactivation impairs the function of suppressing cyclic adenosine monophosphate (cAMP) production via dysfunctional G protein i signaling (Non-patent Document 13), Promotes inhibited interaction with phosphodiesterase and increases cAMP production (Non-Patent Document 14). With respect to the relative insensitivity of certain somatotropinomas to somatostatin analogs, AIP inactivation leads to anti-proliferative genes (Zn finger regulator of apoptosis and cell cycle arrest: ZAC-1; also known as PLAGL1) It has been suggested that the decrease in expression is the mechanism (Non-Patent Documents 15 and 16). ZAC-1 can exert an antiproliferative effect by causing apoptosis and G1 cell cycle arrest (Non-patent Document 17).
AIP作用についての上記仮説は、臨床所見と、下垂体腫瘍の変異分析ならびに免疫組織化学的研究および下垂体細胞内での野生型もしくは変異型AIPの外因発現または特にラット下垂体GH3細胞株でのAIPのsiRNAノックダウンを用いたin vitro実験との組み合わせに主に基づいている。しかしながら、GH産生細胞におけるAIPの完全ノックアウトの表現型はこれまで解明されていない。 The above hypothesis on AIP action is based on clinical findings, mutational analysis of pituitary tumors and immunohistochemical studies and exogenous expression of wild-type or mutant AIP in pituitary cells or especially in the rat pituitary GH3 cell line It is mainly based on the combination with in vitro experiments using siRNA knockdown of AIP. However, the phenotype of complete knockout of AIP in GH producing cells has not been elucidated so far.
Aipノックアウト(KO)マウスでは、ヘテロ接合マウスは下垂体腺腫を極めて発症しやすいのに対して、Aipが完全に欠損したマウスは胎生致死に至ることが報告されている(非特許文献18)。AIPを内因的に発現しない下垂体細胞株はこれまで樹立されていないので、AIPの機能が完全に欠損している下垂体細胞株を樹立することができれば、Aipの内因性機能を分析するために有用な研究モデルが提供できると考えられる。 In Aip knockout (KO) mice, heterozygous mice are extremely likely to develop pituitary adenomas, whereas mice completely deficient in Aip have been reported to be embryonic lethal (Non-patent Document 18). A pituitary cell line that does not endogenously express AIP has not been established so far. If a pituitary cell line completely lacking AIP function can be established, the endogenous function of Aip can be analyzed. A useful research model can be provided.
一方、ラット下垂体腫瘍細胞株GH3は、当初はGhを分泌する均質なクローン細胞株として記載されていたが(非特許文献19)、後になってプロラクチン (Prl) を分泌することも報告された(非特許文献20)。したがって、このGH3細胞株は、均質な細胞集団ではなく、逆溶血プラークアッセイにより異なる刺激に応答してGhとPrlの割合が変化することからGh産生細胞とPrl産生細胞のサブセットが混在するむしろ機能的には不均質であることが示唆されている(非特許文献21)。 On the other hand, the rat pituitary tumor cell line GH3 was originally described as a homogenous clonal cell line that secretes Gh (Non-patent Document 19), but it was later reported to secrete prolactin (Prl). (Non-patent document 20). Therefore, this GH3 cell line is not a homogeneous cell population, but rather functions as a mixture of Gh-producing cells and a subset of Prl-producing cells because the ratio of Gh and Prl changes in response to different stimuli by reverse hemolytic plaque assay This is suggested to be heterogeneous (Non-patent Document 21).
そこで、本発明者らは、AIP遺伝子の機能をよりよく理解するために、GH3細胞株からCRISPR-Cas9システムを利用してAIP遺伝子の機能をノックアウトしたAIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株を作製し、得られた細胞株の細胞増殖ならびにGH分泌のin vitroならびにin vivoでの性質を元のGH3細胞株の性質と比較して調べた。さらに、この細胞株を用いて、AIP不活性が細胞増殖とGH分泌に及ぼす影響についての機構を調べた結果、AIPの機能がノックアウトしたAIPノックアウト下垂体成長ホルモン(GH)産生細胞株は、GH産生と細胞増殖が著しく増強していることを確認して、AIPノックアウト下垂体成長ホルモン(GH)産生細胞株が樹立していることを見出して、本発明を完成した。したがって、本細胞株は、AIP遺伝子機能を分析するための研究モデルとしても有用である。 Therefore, in order to better understand the function of the AIP gene, the present inventors used an AIP knockout growth hormone (GH) -producing cell line that knocked out the function of the AIP gene from the GH3 cell line using the CRISPR-Cas9 system. The in vitro and in vivo properties of cell lines and GH secretion of the cell lines prepared and obtained were compared with those of the original GH3 cell line. Furthermore, as a result of investigating the mechanism of the effects of AIP inactivation on cell proliferation and GH secretion using this cell line, the AIP knockout pituitary growth hormone (GH) producing cell line in which AIP function was knocked out After confirming that production and cell proliferation were remarkably enhanced, it was found that an AIP knockout pituitary growth hormone (GH) producing cell line was established, and the present invention was completed. Therefore, this cell line is also useful as a research model for analyzing AIP gene function.
したがって、本発明は、下垂体腫瘍細胞などの腫瘍細胞株GH3のAIP遺伝子がノックアウトされたAIPノックアウト下垂体成長ホルモン (GH) 産生細胞株などのAIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株を提供することを目的とする。 Accordingly, the present invention provides an AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line such as an AIP knockout pituitary growth hormone (GH) producing cell line in which the AIP gene of a tumor cell line GH3 such as a pituitary tumor cell is knocked out. For the purpose.
本発明の別の目的は、下垂体腫瘍などの腫瘍細胞株GH3からCRISPR-Cas9システムを利用してAIPノックアウト下垂体成長ホルモン (GH) 産生細胞株などのAIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株を作製することからなるAIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株の作製方法を提供することである。 Another object of the present invention is to provide an AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line such as an AIP knockout pituitary growth hormone (GH) producing cell line from a tumor cell line GH3 such as a pituitary tumor using the CRISPR-Cas9 system. To provide a method for producing an AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line.
本発明のさらに別の目的は、AIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株を、下垂体腫瘍などの腫瘍モデル細胞株として使用することからなるAIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株の使用方法を提供することを目的としている。 Still another object of the present invention is to provide a method for using an AIP knockout growth hormone (GH) -producing cell line comprising using an AIP knockout growth hormone (GH) -producing cell line as a tumor model cell line such as a pituitary tumor. It is intended to provide.
なお、本明細書で使用する用語「ノックアウト」とは、各対立遺伝子配列の一部にフレームシフト変異が生じ、該遺伝子本来の機能が欠失していることを意味している。 As used herein, the term “knockout” means that a frameshift mutation has occurred in a part of each allelic sequence, and the original function of the gene has been lost.
上記目的を達成するために、本発明は、ラットなどの下垂体腫瘍細胞株を含む腫瘍細胞株からAIP遺伝子をゲノム編集によりAIP遺伝子をノックアウトし、野生型AIP遺伝子の機能とは異なる機能を有するAIPノックアウト下垂体成長ホルモン(GH)産生細胞株などのAIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株を提供する。 To achieve the above object, the present invention knocks out an AIP gene from a tumor cell line including a pituitary tumor cell line such as a rat by genome editing, and has a function different from that of a wild-type AIP gene. AIP knockout growth hormone (GH) producing cell lines such as AIP knockout pituitary growth hormone (GH) producing cell lines are provided.
本発明は、この具体的態様として、AIP遺伝子のフレームシフト変異により生成される切断AIPタンパク質が、野生型AIPタンパク質(配列番号1:SEQ ID NO:1)のアミノ酸配列とは完全に異なり、配列番号2(SEQ ID NO:2)または配列番号3(SEQ ID NO:3)で表されるアミノ酸配列を有するAIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株を提供する。 In this specific embodiment, the present invention provides that the truncated AIP protein generated by the frameshift mutation of the AIP gene is completely different from the amino acid sequence of the wild-type AIP protein (SEQ ID NO: 1 SEQ ID NO: 1) An AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line having an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 2 or SEQ ID NO: 3 is provided.
また、本発明は、この具体的態様として、AIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株が、腫瘍細胞株に比べて、高い成長ホルモン (GH) 産生ならびに細胞増殖を有しているAIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株を提供する。 Further, according to the present invention, the AIP knockout growth hormone (GH) -producing cell line has a higher growth hormone (GH) production and cell proliferation than the tumor cell line. (GH) Producing cell lines.
さらに、本発明は、この具体的態様として、AIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株が、腫瘍細胞株に比べて、ソマトスタチン受容体タイプ2(Sstr 2) またはZAC1の発現が低下しているAIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株を提供する。 Furthermore, the present invention provides, as a specific embodiment, an AIP knockout growth hormone (GH) -producing cell line in which the expression of somatostatin receptor type 2 (Sstr 2) or ZAC1 is reduced compared to a tumor cell line. A knockout growth hormone (GH) producing cell line is provided.
本発明はまた、ラット下垂体腫瘍細胞株などの下垂体腫瘍細胞株を含む腫瘍細胞株GH3からCRISPR-Cas9システムを利用してAIP遺伝子をノックアウトしたAIPノックアウト下垂体成長ホルモン (GH) 産生細胞株AIPノックアウト下垂体成長ホルモン(GH)産生細胞株を作製することからなるAIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株の作製方法を提供する。 The present invention also provides an AIP knockout pituitary growth hormone (GH) producing cell line obtained by knocking out an AIP gene from a tumor cell line GH3 including a pituitary tumor cell line such as a rat pituitary tumor cell line using the CRISPR-Cas9 system. Provided is a method for producing an AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line, comprising producing an AIP knockout pituitary growth hormone (GH) producing cell line.
さらに、本発明は、AIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株を、下垂体腫瘍などの腫瘍のモデル細胞株として使用することからなるAIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株の使用方法を提供する。 Furthermore, the present invention provides a method for using an AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line, comprising using the AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line as a model cell line for tumors such as pituitary tumors. .
本発明に係るAIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株は、AIP機能が不活性であることから、AIP遺伝子変異による下垂体腫瘍発生に関わる分子機構の究明、ひいては特に下垂体腫瘍に対する創薬ならびに予防、治療に有用である。 Since the AIP knockout growth hormone (GH) -producing cell line according to the present invention has an inactive AIP function, the molecular mechanism involved in the development of pituitary tumors due to the AIP gene mutation has been investigated. Useful for prevention and treatment.
また、マウスをホモ接合Aipノックアウトすることは致命的であることが知られていることから、本発明のGH3-FTY細胞株は下垂体由来Aipノックアウト細胞株の最初のモデルであるとしても有用である。 Moreover, since homozygous Aip knockout of mice is known to be fatal, the GH3-FTY cell line of the present invention is useful even if it is the first model of pituitary-derived Aip knockout cell line. is there.
本発明に係るAIPノックアウト成長ホルモン (GH) 産生細胞株(以下、「GH3-FTY細胞株」ともいう)は、下垂体腫瘍などの腫瘍細胞株(以下、「GH3細胞株」ともいう)をゲノム編集(CRISPR-Cas9システム)によりAIP遺伝子をノックアウトして作製することができる。 The AIP knockout growth hormone (GH) producing cell line according to the present invention (hereinafter also referred to as “GH3-FTY cell line”) is a genome of a tumor cell line such as a pituitary tumor (hereinafter also referred to as “GH3 cell line”). The AIP gene can be knocked out by editing (CRISPR-Cas9 system).
本発明において使用する腫瘍細胞株GH3としては、ラット下垂体由来のGH3細胞株を使用したが、ラット以外のマウスなどの下垂体由来GH3細胞株も同様に使用することができる。また下垂体由来腫瘍以外の腫瘍も使用することができる。なお、本発明の実験に使用するラットGH3細胞株は、アメリカン・タイプ・カルチャー・コレクション(ATCC)などの公的寄託機関から入手することができる。 As the tumor cell line GH3 used in the present invention, a rat pituitary-derived GH3 cell line was used, but a pituitary-derived GH3 cell line such as a mouse other than a rat can also be used. Tumors other than pituitary derived tumors can also be used. The rat GH3 cell line used in the experiment of the present invention can be obtained from a public depository such as American Type Culture Collection (ATCC).
本発明において、ラット下垂体腫瘍細胞株GH3からAIP遺伝子をノックアウトする方法としては、CRISPR-Cas9システムによるゲノム編集が好ましいが、その他のゲノム編集や遺伝子改変方法も利用することができる。 In the present invention, as a method for knocking out the AIP gene from the rat pituitary tumor cell line GH3, genome editing by the CRISPR-Cas9 system is preferable, but other genome editing and gene modification methods can also be used.
本発明に係るGH3-FTY細胞株は、CRISPR-Cas9システムを利用して、GH3細胞株からAip遺伝子機能をノックアウトしたAipノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株である。このGH3-FTY細胞株には、フレームシフト変異の素因となり、173位と172位に未成熟ストップコドンを形成する複合ヘテロ変異が含まれていて、産生される切断(truncated)Aipタンパク質は、野生型Aipとはそのアミノ酸配列が完全に異なり、またTPRドメインと、Aipの生物活性に必要と報告(非特許文献27)されている最終の5個のカルボキシル基が欠失している。また本発明のGH3-FTY細胞株では、GH3細胞株と比べて、Aip mRNAがほとんど発現していない。そのうえ、このタンパク質は、AipのN末端領域のFKBPドメインを主に認識する抗AIP抗体を用いたウエスタンブロット分析では免疫学的には未検出であった。これらの結果から、これらの変異遺伝子は転写率が低く、また翻訳されたとしても得られた切断タンパク質の安定性が低いことが示唆される。 The GH3-FTY cell line according to the present invention is an Aip knockout growth hormone (GH) -producing cell line obtained by knocking out the Aip gene function from the GH3 cell line using the CRISPR-Cas9 system. This GH3-FTY cell line contains a complex heterozygous mutation that predisposes to frameshift mutations and forms immature stop codons at positions 173 and 172, and the truncated Aip protein produced is wild The amino acid sequence is completely different from that of type Aip, and the TPR domain and the last five carboxyl groups reported to be necessary for the biological activity of Aip (Non-patent Document 27) are deleted. In addition, the GH3-FTY cell line of the present invention hardly expresses Aip mRNA as compared with the GH3 cell line. Moreover, this protein was not detected immunologically by Western blot analysis using an anti-AIP antibody that mainly recognizes the FKBP domain of the N-terminal region of Aip. From these results, it is suggested that these mutant genes have a low transcription rate and the stability of the obtained cleaved protein even if translated.
本発明のGH3-FTY細胞株は、GH3細胞株に比べて、Gh分泌が20倍から43倍という劇的に増加している。なお、GH3細胞株は基礎Gh分泌とGh/Prl分泌比が変動し不安定であることはすでに報告した(非特許文献26)。このことは、GH3細胞株が均質な細胞クローンではないことから部分的には説明できる(非特許文献21、26)。しかしながら、このようなGH3細胞株の不安定な要素が本発明の結果にある程度反映されているとしても、このGH3-FTY細胞株の強力なGh分泌能は、以前報告されたGH3細胞株の分泌能をはるかに凌ぐものであり(ほぼ2倍から6倍)(非特許文献26)、実際担がん動物モデルにおける非常に強力で安定した生物学的活性の基になっている。なお、GH3-FTY細胞株は、GH3細胞株の単一細胞からCRISPR-Cas9システムによるゲノム編集によって作製されていることから、実際に均質な細胞クローンと考えられる。 In the GH3-FTY cell line of the present invention, Gh secretion is dramatically increased from 20 to 43 times compared to the GH3 cell line. It has already been reported that the GH3 cell line is unstable due to fluctuations in the basal Gh secretion and Gh / Prl secretion ratio (Non-patent Document 26). This can be explained in part because the GH3 cell line is not a homogeneous cell clone (Non-Patent Documents 21 and 26). However, even though such unstable elements of the GH3 cell line are reflected to some extent in the results of the present invention, the strong Gh secretion capacity of this GH3-FTY cell line is not related to the previously reported secretion of the GH3 cell line. It far surpasses the ability (approximately 2 to 6 times) (Non-Patent Document 26), and is actually the basis of a very powerful and stable biological activity in cancer-bearing animal models. Note that the GH3-FTY cell line is actually produced from a single cell of the GH3 cell line by genome editing using the CRISPR-Cas9 system, and thus is actually considered to be a homogeneous cell clone.
本発明のGH3-FTY細胞株の細胞増殖能はGH3細胞株の細胞増殖能と大して差はないが、GH3-FTY細胞株は、GH3細胞株に比べて、BrdUアッセイではDNA合成が有意に増加している。これは、GH3-FTY細胞株の細胞サイクル分析においてG1相に相対するS相が増加するという知見によっても裏付けされている。またサブG1相が変化していないことは、細胞成長機構において細胞アポトーシスの抑制が関与していないことを示している。重要なことは、GH3-FTY細胞株に対するレンチウイルスを用いた強制発現では、Gh mRNA発現の増加が一部逆転され、また細胞増殖と細胞サイクルプロフィールがほぼ完全に逆転されることである。このGH合成増加が一部逆転する正確な理由はまだ明らかではないけれども、外因性Aipの発現レベルが十分ではないか、またはGH3細胞株のGH分泌が不均一もしくは変動することに起因している可能性がある。しかしながら、本発明においては、GH産生細胞のAip機能を完全に欠損させることにより、GH分泌と細胞増殖が増加する。 The cell growth capacity of the GH3-FTY cell line of the present invention is not significantly different from that of the GH3 cell line, but the GH3-FTY cell line significantly increases DNA synthesis in the BrdU assay compared to the GH3 cell line. doing. This is also supported by the finding that the S phase relative to the G1 phase increases in the cell cycle analysis of the GH3-FTY cell line. In addition, the fact that the sub-G1 phase is not changed indicates that inhibition of cell apoptosis is not involved in the cell growth mechanism. Importantly, forced expression with lentivirus on the GH3-FTY cell line partially reverses the increase in Gh mRNA expression and almost completely reverses cell proliferation and cell cycle profile. The exact reason why this increase in GH synthesis is partially reversed is not yet clear, but is due to insufficient levels of exogenous Aip expression or heterogeneous or variable GH secretion in the GH3 cell line there is a possibility. However, in the present invention, GH secretion and cell proliferation are increased by completely losing the Aip function of GH-producing cells.
ところで、マウスをホモ接合Aipノックアウトすることは致命的であることが知られているので、内因性Aip機能をこれまでin vivoで確認することは困難であった。なお、Aipノックアウトマウス胎芽繊維芽細胞 (MEF) が実験用として入手できるけれども(非特許文献13)、本発明のGH3-FTY細胞株はAipノックアウト下垂体細胞株の最初のモデルとして有用である。 By the way, since homozygous Aip knockout of mice is known to be fatal, it has been difficult to confirm endogenous Aip function in vivo. Although Aip knockout mouse embryo fibroblasts (MEF) can be obtained for experiments (Non-patent Document 13), the GH3-FTY cell line of the present invention is useful as the first model of the Aip knockout pituitary cell line.
また、GH分泌増加には、本発明のGH3-FTY細胞株によるcAMP産生がGH3細胞株に比べて増加していることが関与しているとの知見がある。この知見は、以前報告したように、AipノックアウトMEFまたはAip発現抑制(サイレンス)GH3細胞においてcAMP産生が増加するということに裏付けされている(非特許文献13)。 In addition, it is known that the increase in GH secretion is associated with an increase in cAMP production by the GH3-FTY cell line of the present invention compared to the GH3 cell line. This finding is supported by the fact that cAMP production increases in Aip knockout MEF or Aip expression-suppressed (silence) GH3 cells, as previously reported (Non-patent Document 13).
Il-6受容体等のタイプIサイトカイン受容体ファミリーはリガンドと結合してJanus kinase 2 (Jak2) を活性化するとともに、Tyr705でのリン酸化によってStat3を活性化する。活性化されたリン酸化Stat3 (p-Stat3) はホモ二量化と核内移行を受け、ターゲット遺伝子の転写規制を受けて細胞増殖、生存ならびに分化を調節する(非特許文献28)。下垂体ソマトトロフ腫瘍におけるSTAT3アップレギュレーションはGH過分泌と関連があるとの最近の報告がある(非特許文献29)。本発明においては、GH3-FTY細胞株は、GHがStat3リン酸化ならびに核転位を惹起し、このことがソマトトロフ腫瘍細胞におけるStat3とGH間の自己調節的陽性フィードバックループの存在を示唆している(非特許文献29)。しかしながら、Aipがこの現象に関与しているかどうかは明らかではないが、興味深いことは、本発明によって、Aipが欠損しているGH3-FTY細胞株は、Stat3の発現レベルが安定しているにもかかわらず、GH3細胞株に比べてp-Stat3が有意に増加していることである。そのうえ、レンチウイルス仲介Aip強制発現がこの現象を部分的であるが明らかに逆転している。これらの結果は、GH3細胞株のStat3活性化は、少なくとも部分的には、Aipによって仲介されていることを示唆している。したがって、Stat3とGH間の自己調節的陽性フィードバックループは、GH3細胞株よりもGH3-FTY細胞株の方がより増強されうる。 The type I cytokine receptor family such as Il-6 receptor binds to a ligand to activate Janus kinase 2 (Jak2) and activates Stat3 by phosphorylation at Tyr705. Activated phosphorylated Stat3 (p-Stat3) undergoes homodimerization and nuclear translocation, and regulates cell proliferation, survival and differentiation under the transcriptional regulation of target genes (Non-patent Document 28). There is a recent report that STAT3 upregulation in pituitary somatotroph tumors is associated with GH hypersecretion (Non-patent Document 29). In the present invention, in the GH3-FTY cell line, GH induces Stat3 phosphorylation as well as nuclear translocation, suggesting the existence of a self-regulating positive feedback loop between Stat3 and GH in somatotroph tumor cells ( Non-patent document 29). However, it is not clear whether Aip is involved in this phenomenon, but it is interesting to note that according to the present invention, the GH3-FTY cell line deficient in Aip has a stable Stat3 expression level. Regardless, p-Stat3 is significantly increased compared to the GH3 cell line. In addition, lentivirus-mediated Aip forced expression partially reverses this phenomenon, but clearly. These results suggest that Stat3 activation in the GH3 cell line is mediated, at least in part, by Aip. Thus, the autoregulatory positive feedback loop between Stat3 and GH can be enhanced more in the GH3-FTY cell line than in the GH3 cell line.
ソマトスタチンに対する感受性は、GH3-FTY細胞株の方がGH3細胞株よりも低い。ソマトスタチン同族体であるオクトレオチド(octreotide)の抗増殖効果は、ZAC1発現のアップレギュレーションと関連していることが示唆されていて(非特許文献16)、これはIGF-I応答と腫瘍退縮に関連していることが示されている(非特許文献30)。AIP発現が減少している下垂体腫瘍ではしばしば第一世代のソマトスタチン同族体に対して抵抗性があることが報告されている(非特許文献10、15)。しかしながら、AIP発現低下がAIP不活性と実際に関連しているかどうかは明らかではない。さらに、AIP不活性がSSTR2発現低下と関連しているかどうかも明らかではない。また、AIP変異の有無にかかわらず、SSTR2染色は下垂体ソマトトロフ腫瘍において減少しなかったとの報告がある(非特許文献3、16)。しかしながら、本発明では、GH3-FTY細胞株はGH3細胞株に比べてSstr2発現もZac1発現も低下している。つまり、Aipの不活性はZac1をダウンレギュレートできるが(非特許文献16)、Sstr2も調節できる。ソマトスタチンの抗分泌ならびに抗増殖効果はいくつかの回路を介して生じている。Sstr2を介するソマトスタチンの直接の効果としては、MAPKカスケードを変調し、チロシン/セリンホスファターゼを活性化し、アデニレートサイクラーゼ(adenylate cyclase)を阻害することがある(非特許文献31−33)。間接的な効果としては、IGF-I、IGF-II、IGF結合タンパク3などの成長促進因子の放出があげられる(非特許文献34)。したがって、GH3-FTY細胞株のソマトスタチンに対する感受性についてはその他の可能性もあるかもしれないことは留意しておくべきである。 The sensitivity to somatostatin is lower in the GH3-FTY cell line than in the GH3 cell line. It has been suggested that the anti-proliferative effect of octreotide, a somatostatin analog, is associated with up-regulation of ZAC1 expression (Non-Patent Document 16), which is associated with IGF-I response and tumor regression. (Non-patent Document 30). Pituitary tumors with reduced AIP expression are often reported to be resistant to the first generation somatostatin analogs (Non-patent Documents 10 and 15). However, it is not clear whether reduced AIP expression is actually associated with AIP inactivity. Furthermore, it is not clear whether AIP inactivity is associated with reduced SSTR2 expression. In addition, it has been reported that SSTR2 staining was not decreased in pituitary somatotroph tumors regardless of the presence or absence of AIP mutation (Non-patent Documents 3 and 16). However, in the present invention, the GH3-FTY cell line has decreased Sstr2 expression and Zacl expression compared to the GH3 cell line. In other words, inactivation of Aip can down-regulate Zac1 (Non-patent Document 16), but can also regulate Sstr2. The antisecretory and antiproliferative effects of somatostatin occur through several circuits. The direct effect of somatostatin via Sstr2 is to modulate the MAPK cascade, activate tyrosine / serine phosphatase, and inhibit adenylate cyclase (Non-Patent Documents 31-33). As an indirect effect, release of growth promoting factors such as IGF-I, IGF-II, and IGF-binding protein 3 can be mentioned (Non-patent Document 34). Therefore, it should be noted that there may be other possibilities for the sensitivity of the GH3-FTY cell line to somatostatin.
本発明のGH3-FTY細胞株の生物学的機能はGH3-FTY細胞株をヌードマウスに接種することによってin vivoで調べた。成長ホルモン(GH)は、STAT5b仲介シグナル伝達を介する肝臓を含めた身体の成長を促進し、またこの効果はSTAT5bによって仲介されることが報告されている(非特許文献35)。GH3-FTY接種担がんマウス(以下、「GH3-FTYマウス」ともいう)からのGH分泌がGH3接種担がんマウス(以下、「GH3マウス」ともいう)からの分泌より5倍も高いにもかかわらず、GH3-FTYマウスの体重は接種46日目から増加した(P<0.05 vsコントロールまたはGH3マウス)。種々の臓器もおそらく時間が経過すると増大すると考えられる。しかしながら、GH3マウスの体重は観察期間中コントロールマウスと比べてそんなには増加していない。またGH3-FTYマウスの体長や肝重量は接種8週間後にGH3マウスより増大した。 The biological function of the GH3-FTY cell line of the present invention was examined in vivo by inoculating nude mice with the GH3-FTY cell line. Growth hormone (GH) promotes the growth of the body including the liver via STAT5b-mediated signaling, and this effect has been reported to be mediated by STAT5b (Non-patent Document 35). GH secretion from GH3-FTY-inoculated mice (hereinafter also referred to as “GH3-FTY mice”) is five times higher than that from GH3-inoculated mice (hereinafter also referred to as “GH3 mice”) Nevertheless, the body weight of GH3-FTY mice increased from day 46 of inoculation (P <0.05 vs control or GH3 mice). The various organs are also likely to increase over time. However, the body weight of GH3 mice has not increased much compared to control mice during the observation period. The body length and liver weight of GH3-FTY mice increased from GH3 mice 8 weeks after inoculation.
GH3-FTYマウスがGH3マウスよりも高い生物学的in vivo機能を有していることはグルコース代謝の評価によって確認した。接種6週間目に実施したグルコース負荷試験(GTT)によると、GH3-FTYマウスモデルのグルコース耐性はGH3マウスモデルとほとんど同等であった。しかしながら、GH3-FTYマウスの高インスリン血症はGH3マウスよりも明らかに重症であった。ただし、GH3-FTYマウスとGH3マウスのグルコース耐性がコントロールマウスに比べて良好であったことは予想外であった。しかしながら、接種7週間後に行ったインスリン負荷試験(ITT)の知見では、GH3-FTYマウスのインスリン抵抗性はGH3マウスならびにコントロールマウスに比べて明らかに高かった。これらの結果は、Ghの過分泌によって生起されたインスリン抵抗と関連するグルコース耐性の時間依存的変化を反映していると言える。また、Igf-1同時過分泌はインスリン感受性を改善することによりグルコース耐性を調節することもできる。これら2種類のマウスモデルは、GH過分泌による糖尿病に対するインスリン抵抗性から発生プロセスを調べるのに非常に有用である(非特許文献35、36)。 It was confirmed by evaluation of glucose metabolism that GH3-FTY mice have higher biological in vivo functions than GH3 mice. According to the glucose tolerance test (GTT) conducted 6 weeks after the inoculation, the glucose tolerance of the GH3-FTY mouse model was almost the same as that of the GH3 mouse model. However, hyperinsulinemia in GH3-FTY mice was clearly more severe than in GH3 mice. However, it was unexpected that the glucose tolerance of GH3-FTY and GH3 mice was better than that of control mice. However, the insulin resistance test (ITT) conducted 7 weeks after the inoculation revealed that insulin resistance of GH3-FTY mice was clearly higher than that of GH3 mice and control mice. These results may reflect the time-dependent changes in glucose tolerance associated with insulin resistance caused by Gh hypersecretion. Igf-1 simultaneous hypersecretion can also regulate glucose tolerance by improving insulin sensitivity. These two types of mouse models are very useful for examining developmental processes from insulin resistance against diabetes due to GH hypersecretion (Non-patent Documents 35 and 36).
また、GH3-FTYマウスの平均腫瘍サイズはGH3マウスよりも大きい。これはGH3-FTY細胞株の細胞増殖能が増加したことによるといえる。他の可能性としては、腫瘍から大量に分泌され循環しているGhやIgf-1によって腫瘍が自己分泌的に刺激されるからと考えられる。培養した腫瘍ならびに接種した腫瘍のGH3-FTY細胞株は、GH3細胞株よりも、N/C比が相対的に高いとか、多形核の発生頻度が高いとか、Ki67スコアが増加しているなどの有糸分裂的特性をより多く示している。 Moreover, the average tumor size of GH3-FTY mice is larger than that of GH3 mice. This can be attributed to the increased cell proliferation ability of the GH3-FTY cell line. Another possibility is that the tumor is stimulated autocrinely by Gh and Igf-1, which are secreted and circulated in large quantities from the tumor. The GH3-FTY cell line of cultured and inoculated tumors has a higher N / C ratio, higher frequency of polymorphic nuclei, and increased Ki67 score than the GH3 cell line It shows more mitotic properties of.
かかる変化は、GH-IGF-1システムがマイトゲン活性化タンパク質(MAP)キナーゼシグナル伝達回路ならびに抗アポトーシス回路によって優先的に媒介される細胞増殖を促進することから、GH-IGF-1システムの継続的過分泌の腫瘍発生に対する効果にいくらか関連していると考えられる(非特許文献37)。しかしながら、Aipの崩壊は、腫瘍抑制遺伝子としてのAIPの機能から判断される本発明による知見に非常に関連していると考えられる(非特許文献3、11−14)。 Such a change promotes cell growth that is preferentially mediated by the mitogen-activated protein (MAP) kinase signaling circuit as well as the anti-apoptotic circuit, thus continuing the GH-IGF-1 system. It seems to be somewhat related to the effect of hypersecretion on tumor development (Non-patent Document 37). However, it is considered that the decay of Aip is highly related to the findings according to the present invention determined from the function of AIP as a tumor suppressor gene (Non-patent Documents 3 and 11-14).
つまり、本発明は、内因性AipがCRISPR-Cas9システムによって完全に破壊されているGH3-FTY細胞株を樹立した。本発明のGH3-FTY細胞株においては、Aip不活性がGH3-FTY細胞株のStat3活性化を親GH3細胞株よりも増加し、それによりソマトトロフ細胞のがん化機能を促進している。Sstr2の発現抑制がAip不活性化ソマトトロフ細胞のソマトスタチンに対する感受性を低下することを一部説明している。本発明のGH3-FTY細胞株は、Aip不活性化がソマトトロフ腫瘍発生ならびに自律的GH分泌を促進するかどうかを説明するための有用なモデルである。その上、本発明のGH3-FTY細胞株は末端巨大症の革新的創薬のスクリーニングにも有用であることから、末端巨大症の特性についてGH3-FTYマウスを詳細に研究することは非常に興味がもたれるところである。 That is, the present invention established a GH3-FTY cell line in which endogenous Aip is completely destroyed by the CRISPR-Cas9 system. In the GH3-FTY cell line of the present invention, Aip inactivation increases the Stat3 activation of the GH3-FTY cell line over the parent GH3 cell line, thereby promoting the canceration function of somatotroph cells. This partially explains that suppression of Sstr2 expression reduces the sensitivity of Aip-inactivated somatotroph cells to somatostatin. The GH3-FTY cell line of the present invention is a useful model for explaining whether Aip inactivation promotes somatotroph tumorigenesis as well as autonomous GH secretion. Moreover, since the GH3-FTY cell line of the present invention is useful for screening innovative drug discovery for acromegaly, it is very interesting to study GH3-FTY mice in detail for the characteristics of acromegaly. Is about to lean on.
以下、本発明を、実施例によりさらに具体的に説明するが、以下の実施例は本発明をさらに具体的に説明するだけであって、本発明を限定する意図は一切ないものと理解すべきである。 EXAMPLES Hereinafter, the present invention will be described more specifically with reference to examples. However, it should be understood that the following examples only illustrate the present invention more specifically and do not intend to limit the present invention at all. It is.
まず、ラット下垂体腫瘍細胞株GH3のAip遺伝子の各エクソンとスプライシングサイトを含む領域について遺伝子配列を解析した。GH3細胞株はATCC社より購入し、15%ウマ血清および2.5% ウシ胎児血清を含むF-12K培地(Life Technologies)にて培養した。GH3細胞株よりWizard genomic DNA purification kit(Promega)を用いてゲノムDNAを抽出し、KOD FX(TOYOBO)を用いてラットAip遺伝子の隣接イントロンのスプライシングサイトを含む各エクソンをPCR法にて増幅した。表1に示すプライマーを用いてシークエンスして配列を決定し、ラットAip cDNA (NM_172327.2) と比較した。その結果、GH3細胞株のAip遺伝子の配列は、ラット Aip cDNA(NM_172327.2)と一致し、遺伝子変異は認められなかった。 First, the gene sequence was analyzed for the region containing each exon and splicing site of the Aip gene of the rat pituitary tumor cell line GH3. The GH3 cell line was purchased from ATCC and cultured in F-12K medium (Life Technologies) containing 15% horse serum and 2.5% fetal calf serum. Genomic DNA was extracted from the GH3 cell line using Wizard genomic DNA purification kit (Promega), and each exon containing the splicing site of the adjacent intron of the rat Aip gene was amplified by PCR using KOD FX (TOYOBO). The sequence shown in Table 1 was used to determine the sequence, and the sequence was compared with rat Aip cDNA (NM_172327.2). As a result, the sequence of the Aip gene of the GH3 cell line coincided with the rat Aip cDNA (NM_172327.2), and no gene mutation was observed.
本実施例ではラット下垂体腫瘍細胞株GH3からゲノム編集のCRISPR-Cas9システムを用いてGH3細胞株のAIP遺伝子をノックアウトしてAIPノックアウトGH産生細胞株(GH3-FTY)を作製した。 In this example, the AIP gene of the GH3 cell line was knocked out from the rat pituitary tumor cell line GH3 using the genome-edited CRISPR-Cas9 system to produce an AIP knockout GH-producing cell line (GH3-FTY).
GH3細胞株からAip遺伝子をノックアウトするために、Aip遺伝子ノックアウト用オールインワンプラスミドであるGeneArt CRISPR Nuclease Vector Kit (Life technologies)をキットのプロトコルに従って使用した。このプラスミドには、遺伝子切断酵素Cas9をコードする遺伝子および遺伝子導入細胞を選別するためのマーカーCD4遺伝子が含まれている。Proto-spacer adjacent motif (PAM)はラットAip cDNA(NM_172327.2)のc.490-492、ターゲット配列はc.493-512の20塩基とした。またTop strandとして5'-TGCCCATGGGTCCTGCTGTTTT-3', Bottom strandとして5'-AGCAGGACCCATGGGCACGGTG-3' を合成し、アニーリングした。アニーリングした2本鎖DNAをCRISPR Nuclease Vectorに組込み、作製したCRISPR Nuclease Vector plasmidコンストラクトをGH3細胞株にAmaxa Cell Line Nucleofector(Lonza)を用いて遺伝子導入した。遺伝子導入から2日後、抗CD4抗体(Milteni Biotec)を用いてCD4陽性細胞を選別し、選別したCD4陽性細胞を96ウエルプレートの各ウエルに1細胞ずつ播種し培養した。細胞増殖後、各細胞クローンよりゲノムDNAを抽出し、Aipのエクソン4領域をPCRにて増幅し、直接シークエンスして解析した。ターゲットクローンのAipのゲノムシーケンスを行って、本発明に使用したGH3細胞株のエクソン−イントロン領域を含む他のエクソン配列は、ラットAip cDNA(NM172327.2)と完全に相同性を示し、かつ何ら変異を有しないことを確認した。 In order to knock out the Aip gene from the GH3 cell line, GeneArt CRISPR Nuclease Vector Kit (Life technologies), an all-in-one plasmid for Aip gene knockout, was used according to the protocol of the kit. This plasmid contains a gene encoding the gene cleavage enzyme Cas9 and a marker CD4 gene for selecting a transgenic cell. Proto-spacer adjacent motif (PAM) was rat Aip cDNA (NM_172327.2) c.490-492, and the target sequence was 20 bases c.493-512. Further, 5′-TGCCCATGGGTCCTGCTGTTTT-3 ′ as the top strand and 5′-AGCAGGACCCATGGGCACGGTG-3 ′ as the bottom strand were synthesized and annealed. The annealed double-stranded DNA was incorporated into a CRISPR Nuclease Vector, and the prepared CRISPR Nuclease Vector plasmid construct was introduced into the GH3 cell line using Amaxa Cell Line Nucleofector (Lonza). Two days after the transfection, CD4 positive cells were selected using an anti-CD4 antibody (Milteni Biotec), and the selected CD4 positive cells were seeded in each well of a 96-well plate and cultured. After cell growth, genomic DNA was extracted from each cell clone, and the exon 4 region of Aip was amplified by PCR and directly sequenced for analysis. Other exon sequences, including the exon-intron region of the GH3 cell line used in the present invention, have been completely homologous to the rat Aip cDNA (NM172327.2) and have been subjected to genomic sequencing of the target clone Aip. It was confirmed that there was no mutation.
上記GH3細胞株をCRISPR-Cas9システムにてゲノム編集することにより2個のGH3細胞クローンが同定された。これらのクローンには両アレルの複合ヘテロ変異(compound heterozygous mutations)が含まれていて、未成熟末端コドンが導入され、切断(truncated) Aipタンパク質が生成される。得られた2個の細胞クローン、つまりクローン1ならびにクローン2には、野生型Aipを含むGH3細胞株の推定分子量37 kDaに対応するバンドは検出されなかった(図1A)。このように、得られた細胞クローンにおいては、Aip遺伝子が遺伝的に崩壊し、かつ、Aipタンパク質が完全に消失していた。 Two GH3 cell clones were identified by genome-editing the GH3 cell line using the CRISPR-Cas9 system. These clones contain compound heterozygous mutations of both alleles and introduce immature terminal codons to produce truncated Aip proteins. In the obtained two cell clones, that is, clone 1 and clone 2, no band corresponding to the estimated molecular weight of 37 kDa of the GH3 cell line containing wild type Aip was detected (FIG. 1A). Thus, in the obtained cell clone, the Aip gene was genetically disrupted, and the Aip protein was completely lost.
両クローンを定量的PCRすると、両クローンはGH合成ならびにPRL合成に関しては同一の表現型を示していない(図1B、1C)。このことは、おそらく、GH3細胞株では細胞が均一でないためであると考えられる(非特許文献21、26)。さらに、2個の細胞クローンのうち、1個のクローン(クローン1)だけが、GH3細胞株と比較して、GH合成が7.3倍、またPRL合成が1.3倍ほど増加していた。このクローン1(以下、「GH3-FTY細胞株」ともいう)はソマトトロフ細胞株であり、もう一方の細胞クローン(クローン2)は、PRL合成がGH3細胞株よりも3.2倍高いレベルを示したけれども、GH合成については僅かに0.2倍であった。このことからクローン2はよりラクトトロフ細胞株であることを表している。 When both clones were quantitatively PCR, they did not show the same phenotype for GH synthesis as well as PRL synthesis (FIGS. 1B, 1C). This is probably because the cells are not uniform in the GH3 cell line (Non-patent Documents 21 and 26). Furthermore, of the two cell clones, only one clone (clone 1) increased GH synthesis by 7.3 times and PRL synthesis by 1.3 times compared to the GH3 cell line. Although this clone 1 (hereinafter also referred to as “GH3-FTY cell line”) is a somatotroph cell line, the other cell clone (clone 2) showed a PRL synthesis level 3.2 times higher than that of the GH3 cell line. The GH synthesis was only 0.2 times. This indicates that clone 2 is a more Lactotropic cell line.
本発明において、クローン1(GH3-FTY細胞株)のAip遺伝子配列ならびにアミノ酸配列は図1、11に示す通りである。クローン1(GH3-FTY細胞株)には複合ヘテロフレームシフト変異が含まれている。つまり、両アレルにはc496にアデニン挿入によりコドン173(TGA) が形成され、またc.496-497に2塩基欠失によりコドン172(TGA) が形成される(図1、11A)。 In the present invention, the Aip gene sequence and amino acid sequence of clone 1 (GH3-FTY cell line) are as shown in FIGS. Clone 1 (GH3-FTY cell line) contains a complex heteroframeshift mutation. That is, in both alleles, codon 173 (TGA) is formed by insertion of adenine at c496, and codon 172 (TGA) is formed by deletion of 2 bases at c.496-497 (FIG. 1, 11A).
クローン1(GH3-FTY細胞株)の切断Aipタンパク質は、GH3細胞株の野生型Aipとは完全に異なるアミノ酸配列(165アミノ酸(AA)から172AAまでと、164AAから171AAまで)を有している(図1、11A)。また、両タンパク質ではTPR部位が完全に欠如している(図11B)。興味深いことには、クローン1(GH3-FTY細胞株)の変異Aipは、その相対mRNA発現レベルがGH3細胞株に比べて極端に低かった(p<0.01)(図2D)。このことはこれらの遺伝子由来のmRNAの安定性もまた低下していることを示唆している。 The truncated Aip protein of clone 1 (GH3-FTY cell line) has a completely different amino acid sequence (165 amino acids (AA) to 172AA and 164AA to 171AA) from the wild-type Aip of the GH3 cell line. (FIG. 1, 11A). In addition, the TPR site is completely absent in both proteins (FIG. 11B). Interestingly, the mutant Aip of clone 1 (GH3-FTY cell line) had an extremely low relative mRNA expression level compared to the GH3 cell line (p <0.01) (FIG. 2D). This suggests that the stability of mRNA from these genes is also reduced.
他方、クローン2は、クローン1同様、1方のアレルのc496にアデニン挿入、他方のアレルのc497にグアニン欠失がある複合ヘテロ変異を有し、最終的に174位にストップコドンが形成される。 On the other hand, clone 2 has a complex heterozygous mutation with an adenine insertion at c496 of one allele and a guanine deletion at c497 of the other allele, and finally a stop codon is formed at position 174. .
上述したように、本発明のGH3-FTY細胞株(クローン1)は、Aipの機能が欠失しているとともに、フレームシフト変異の素因となる複合ヘテロ変異を含んでいて、173位と172位に未成熟ストップコドンを形成する。その切断(truncated)Aipタンパク質は、野生型Aipとはそのアミノ酸配列が完全に異なり、またTPRドメインと、Aipの生物活性に必要と非特許文献27で報告されている最後の5個のカルボキシル基が欠失している。 As described above, the GH3-FTY cell line of the present invention (clone 1) lacks the function of Aip and contains a complex heterozygous mutation that predisposes to a frameshift mutation, and positions 173 and 172. Form an immature stop codon. The truncated Aip protein is completely different in amino acid sequence from wild-type Aip, and also has a TPR domain and the last five carboxyl groups reported in Non-Patent Document 27 that are necessary for the biological activity of Aip. Is missing.
また、上述したように、GH3-FTY細胞株(クローン1)は、GH3細胞株と比べて、Aip mRNAをほとんど発現していない(図2D)。そのうえ、この切断タンパク質は、AipのN末端領域のFKBPドメインを主に認識する抗Aip抗体を用いたウエスタンブロット分析では免疫学的に未検出であった(図2A)。これらの結果から、これらの変異遺伝子は転写率が低く、また翻訳されたとしても得られる切断タンパク質の安定性が低いことを示唆している。 Further, as described above, the GH3-FTY cell line (clone 1) hardly expresses Aip mRNA as compared with the GH3 cell line (FIG. 2D). Moreover, this cleaved protein was not detected immunologically by Western blot analysis using an anti-Aip antibody that mainly recognizes the FKBP domain of the N-terminal region of Aip (FIG. 2A). From these results, it is suggested that these mutant genes have a low transcription rate and the stability of the cleaved protein obtained even if translated.
本実施例では、GH3-FTY細胞株ならびにGH3細胞株のAip、Gh、Prl、ソマトスタチン受容体タイプ2 (Sstr2)、Zac-1、Il-6受容体 (Il6r) ならびにグリコプロテイン130 (gp130) のmRNAレベルについて定量的PCRで評価した。 In this example, Aip, Gh, Prl, somatostatin receptor type 2 (Sstr2), Zac-1, Il-6 receptor (Il6r) and glycoprotein 130 (gp130) of GH3-FTY cell line and GH3 cell line mRNA levels were assessed by quantitative PCR.
GH3-FTY細胞株ならびにGH3細胞株をそれぞれ24ウエルプレートの各ウエルに細胞を2×105個ずつ播種し(n=3)、24時間後にRNeasy Kit(QIAGEN)を用いて全RNAを調製した。全RNA (1μg) からcDNAをQuantiTect Reverse Transcription Kit(QIAGEN)を用いて調製し、Light Cycler 2.0 (Roche) およびSYBR Premix Ex Taq II(TAKARA BIO)を用いて常法に従って定量的RT-PCRを行った。PCR条件は実験に対応して適宜調整した。 GH3-FTY cell line and GH3 cell line were seeded 2 × 10 5 cells in each well of a 24-well plate (n = 3), and total RNA was prepared 24 hours later using RNeasy Kit (QIAGEN) . CDNA was prepared from total RNA (1μg) using QuantiTect Reverse Transcription Kit (QIAGEN), and quantitative RT-PCR was performed using Light Cycler 2.0 (Roche) and SYBR Premix Ex Taq II (TAKARA BIO) according to conventional methods. It was. PCR conditions were appropriately adjusted according to the experiment.
各遺伝子mRNAの内部コントロールActb ( −アクチン) に対する相対発現量はΔCt法にて算出した。また、Aipの強制発現はレンチウイルス仲介法 (lentivirus-mediated method) を用いて実施した。この方法は、合成ラットAip cDNA(Eurofins Genomics Co., Ltd.)をレンチウイルスベクタープラスミド (CSII-EF-IRES2-Venus) (RIKEN BRC) 中に構築し、pCAG-HIV-g/p-プラスミドならびにpCMV-VSV-G-RSV-Revプラスミドと一緒に293T細胞中に形質移入した。ラットAip cDNAがそのままの配列を保持していることはシークエンシングによって確認した。 The relative expression level of each gene mRNA relative to the internal control Actb (−actin) was calculated by the ΔCt method. The forced expression of Aip was performed using the lentivirus-mediated method. In this method, a synthetic rat Aip cDNA (Eurofins Genomics Co., Ltd.) was constructed in a lentiviral vector plasmid (CSII-EF-IRES2-Venus) (RIKEN BRC), and the pCAG-HIV-g / p-plasmid and It was transfected into 293T cells with the pCMV-VSV-G-RSV-Rev plasmid. It was confirmed by sequencing that the rat Aip cDNA retained the same sequence.
外因性AipがGH3-FTY細胞で観察される現象を逆転するかどうかを調べるために、GH3 細胞ならびにGH3-FTY細胞を培養し、コントロールとしてラットAip cDNA (LV-Aip) またはGfp cDNA (LV-Gfp) を含むレンチウイルスで感染させた。ウイルス感染は感染多重度 (MOI) 25で行った。 To examine whether exogenous Aip reverses the phenomenon observed in GH3-FTY cells, GH3 cells and GH3-FTY cells were cultured and rat Aip cDNA (LV-Aip) or Gfp cDNA (LV- Infected with lentivirus containing Gfp). Viral infection was performed at a multiplicity of infection (MOI) of 25.
本発明のGH3-FTY細胞株の成長ホルモン(GH)分泌量はきわめて多く、GH3細胞株のGH分泌量よりも20〜43倍であった(図3A;P<0.01)。また、GH3-FTY細胞株のGh mRNAレベルはGH3細胞株よりも7.3〜25倍であった(図3B; P<0.01)。GH3-FTY細胞株のcAMPレベルはGH3細胞株よりも統計学上有意差があるように高かった(図3C)。重要なことは、GH3-FTY細胞株のGh mRNA増加がレンチウイルス (LV) 仲介外因性Aipによって阻害されるのに対し (P<0.01)、GH3細胞株ではGh mRNAに変化がなかったことである。このことは内因性Aip機能がGH3-FTY細胞株では破壊されていることが示唆されているからである(図3D)。 The growth hormone (GH) secretion amount of the GH3-FTY cell line of the present invention was extremely large, 20 to 43 times that of the GH3 cell line (FIG. 3A; P <0.01). The Gh mRNA level of the GH3-FTY cell line was 7.3 to 25 times that of the GH3 cell line (FIG. 3B; P <0.01). The cAMP level of the GH3-FTY cell line was higher than the GH3 cell line with a statistically significant difference (FIG. 3C). Importantly, the Gh mRNA increase in the GH3-FTY cell line was inhibited by lentivirus (LV) -mediated exogenous Aip (P <0.01), whereas the GH3 cell line had no change in Gh mRNA. is there. This is because it is suggested that the endogenous Aip function is disrupted in the GH3-FTY cell line (FIG. 3D).
cAMP濃度の測定は、GH3細胞株またはGH3-FTY細胞株を24ウエルプレートの各ウエルに細胞密度が2x105個になるように播種し24時間培養した後、培地を吸引し、溶菌バッファーを添加し、細胞内cAMP濃度 ([cAMP]i) をCyclic AMP Select EIA Kit (Cayman Chemical) を製造者のプロトコルに従って用いて測定した。 To measure cAMP concentration, inoculate a GH3 cell line or GH3-FTY cell line in each well of a 24-well plate to a cell density of 2x10 5 cells, incubate for 24 hours, aspirate the medium, and add lysis buffer The intracellular cAMP concentration ([cAMP] i) was measured using Cyclic AMP Select EIA Kit (Cayman Chemical) according to the manufacturer's protocol.
GH3-FTY細胞株またはGH3細胞株を24ウエルプレートの各ウエルに細胞密度が2X105個の細胞になるように播種し、デキストランコートチャコールでそれぞれ処理した15% ウマ血清と2.5%ウシ胎児血清を含む1 mlのF-12K培地で培養した。培養24時間後、培養培地を回収し、GH濃度をGrowth Hormone Rat EIA Kit (Bertin Pharma) で測定し、RNA含量で算出した。全RNAを抽出し、その含量を分光光度法で吸光度260nmを測定した。GH3-FTY細胞株からのGH分泌ならびにPRL分泌をGH3細胞株に比較して倍数で表示した。また、GH3-FTY細胞株におけるActb ( -actin) に対するGh mDNAならびにPrl mRNAの発現レベルを定量的PCRで測定し、GH3細胞株と比較した。 GH3-FTY cell line or GH3 cell line was seeded in each well of a 24-well plate to a cell density of 2X10 5 cells, and 15% horse serum and 2.5% fetal bovine serum treated with dextran coated charcoal, respectively. Incubated with 1 ml of F-12K medium. After 24 hours of culture, the culture medium was collected, and the GH concentration was measured with Growth Hormone Rat EIA Kit (Bertin Pharma), and calculated with the RNA content. Total RNA was extracted and the absorbance was measured at 260 nm by spectrophotometry. GH secretion and PRL secretion from the GH3-FTY cell line were expressed in multiples compared to the GH3 cell line. In addition, the expression levels of GhmDNA and Prl mRNA against Actb (-actin) in the GH3-FTY cell line were measured by quantitative PCR and compared with those in the GH3 cell line.
本実施例では、GH3-FTY細胞株ならびにGH3細胞株の細胞増殖について調べた。細胞増殖は、GH3-FTY細胞株ならびにGH3細胞株を96ウエルプレートに各ウエルの細胞密度が1x104個になるようにそれぞれ播種し(n=3)、播種後0時間、24時間ならびに48時間後の細胞数をCell Counting Kit-8(同人堂)で測定した。各時点での測定値は実験開始時(0時間)の細胞数を基準として算出した。 In this example, cell growth of GH3-FTY cell line and GH3 cell line was examined. For cell growth, GH3-FTY cell line and GH3 cell line were seeded in a 96-well plate so that the cell density of each well was 1 × 10 4 cells (n = 3), and 0, 24 and 48 hours after seeding. The number of cells after was measured with Cell Counting Kit-8 (Dojindo). The measured value at each time point was calculated based on the number of cells at the start of the experiment (0 hour).
また、GH3細胞株ならびにGH3-FTY細胞株の増殖を評価するために、BrdU アッセイをBrdU Cell Proliferation ELISA Kit (Abcam)を用いてキットのプロトコルに従って行った。このBrdUアッセイは、GH3-FTY細胞株またはGH3細胞株を、完全培地を加えた96ウエルプレートの各ウエルに1x104個ずつ注入し、BrdU溶液 (10 mmol/L) を刺激の最終2時間に添加した。培養後の後処理は製造者のプロトコルに従って行い、試料の吸光度450-620 nmをマイクロプレートリーダーで測定した。 In order to evaluate the growth of GH3 cell line and GH3-FTY cell line, BrdU assay was performed using BrdU Cell Proliferation ELISA Kit (Abcam) according to the protocol of the kit. In this BrdU assay, GH3-FTY cell line or GH3 cell line is injected into each well of a 96-well plate containing 1x10 4 cells, and BrdU solution (10 mmol / L) is injected in the final 2 hours of stimulation. Added. The post-treatment after the culture was performed according to the manufacturer's protocol, and the absorbance of the sample was measured with a microplate reader.
本発明のGH3-FTY細胞株の培養24時間後ならびに48時間後の細胞増殖率はGH3細胞株に比べて有意に高い値を示した(図4A)。GH3-FTY細胞株の細胞増殖率がGH3細胞株に比べて有意に高いことはBrdUアッセイで確認した(図4B;P<0.01)。 The cell growth rate of the GH3-FTY cell line of the present invention after 24 hours and 48 hours of culture was significantly higher than that of the GH3 cell line (FIG. 4A). It was confirmed by the BrdU assay that the cell growth rate of the GH3-FTY cell line was significantly higher than that of the GH3 cell line (FIG. 4B; P <0.01).
本実施例では、GH3-FTY細胞株とGH3細胞株の細胞周期プロフィールとアポトーシスについて評価した。細胞サイクルプロフィールはフローサイトメトリーで測定した(非特許文献24)。GH3細胞株ならびにGH3-FTY細胞株を無血清培地で24時間培養した後、血清含有培地でさらに24時間培養するか、または無血清培地で48時間培養した。細胞核をCycletest Plus DNA Reagent Kit (BD Biosciences, Tokyo) で染色し、プロビジウムヨーダイドの蛍光をFACSVerse (BD Biosciences) で分析した。各試料には、GO/G1、SならびにG2/M分画測定のために2x104個の細胞が含まれていた。またアポトーシスはサブG1分画の存在に基づいて決定した。 In this example, the cell cycle profile and apoptosis of GH3-FTY and GH3 cell lines were evaluated. The cell cycle profile was measured by flow cytometry (Non-patent Document 24). The GH3 cell line and the GH3-FTY cell line were cultured in a serum-free medium for 24 hours, and then further cultured in a serum-containing medium for 24 hours, or cultured in a serum-free medium for 48 hours. Cell nuclei were stained with Cycletest Plus DNA Reagent Kit (BD Biosciences, Tokyo), and fluorescence of probidium iodide was analyzed with FACSVerse (BD Biosciences). Each sample contained 2 × 10 4 cells for GO / G1, S and G2 / M fraction measurements. Apoptosis was determined based on the presence of sub-G1 fraction.
上記の細胞周期分析により、GH3-FTY細胞では、血清刺激が存在しない場合でも、GH3細胞に対応するS相が増加し、この傾向は血清刺激が存在する場合はより明白であった。血清不在の場合は、GH3細胞株はG1相が停止している状態であった(表2)。また、アポトーシス細胞分画であるサブG1分画はGH3-FTY細胞にもGH3細胞にもいずれの条件下でも観察されなかった。 From the cell cycle analysis described above, in GH3-FTY cells, even in the absence of serum stimulation, the S phase corresponding to GH3 cells increased, and this trend was more evident in the presence of serum stimulation. In the absence of serum, the GH3 cell line was in a state where the G1 phase was stopped (Table 2). In addition, the sub-G1 fraction, which is an apoptotic cell fraction, was not observed in either GH3-FTY cells or GH3 cells.
実施例3と同様にして、GH3-FTY細胞の細胞増殖増加をレンチウイルス (LV) 仲介法で調べた。その結果、GH3-FTY細胞の細胞増殖増加はAipのレンチウイルス (LV) 仲介発現によって有意に逆転されるのに対して、コントロールであるGfpのLV仲介発現によっては変化しなかったことである(図4C)。 In the same manner as in Example 3, increase in cell proliferation of GH3-FTY cells was examined by a lentivirus (LV) mediated method. As a result, the increase in cell proliferation of GH3-FTY cells was significantly reversed by lentivirus (LV) -mediated expression of Aip, whereas it was not changed by LV-mediated expression of control Gfp ( FIG. 4C).
本実施例では、GH3-FTY細胞株ならびにGH3細胞株の細胞増殖とソマトスタチンに対する感受性との関連を調べた。その結果、ソマトスタチンはGH3-FTY細胞株ならびにGH3細胞株の細胞増殖を用量依存的に抑制した(図4D)。またGH3-FTY細胞株はGH3細胞株に比べて細胞増殖抑制に関連するソマトスタチンに対する感受性が低かった(図4D)。 In this example, the relationship between the cell growth of the GH3-FTY cell line and the GH3 cell line and the sensitivity to somatostatin was examined. As a result, somatostatin inhibited the cell growth of GH3-FTY cell line and GH3 cell line in a dose-dependent manner (FIG. 4D). The GH3-FTY cell line was less sensitive to somatostatin related to cell growth suppression than the GH3 cell line (FIG. 4D).
本実施例では、GH3-FTY細胞株の細胞増殖機構を調べるために、Aip、シグナルトランスデューサー/アクチベータートランスクリプション3 (Signal transducer and activator of transcription 3: Stat3)、リン酸化Stat3 Y705 (p-Stat3 Y705) ならびに −アクチンのタンパク質の発現レベルをウエスタンブロット解析で調べた(図5参照)。GH3細胞株ならびにGH3-FTY細胞株をそれぞれ48時間培養し、細胞ライセートをRIPAバッファー(Sigma-Aldrich)に添加し沈殿した。全タンパク質 (15-20 g) をSDS-PAGEにより電気泳動し、PVDFイムノブロットメンブレン(BIO-RAD)に転写した。次いで、このメンブレンを下述する一次抗体と培養した後、HRP結合抗マウスIgG二次抗体(Cell Signaling Technology Japan KK)と培養した。Aipタンパク質はECL Prime Western Blotting Detection Reagent (GE Healthcare)を用いて検出した。Aipに対する一次抗体はNovus Biological、p-Stat3 Y705ならびにStat3に対する一次抗体はCell Signaling Technology Japan KKから入手した。抗GHRに対する抗体はSanta Cruz Biotechnology、抗 -アクチンに対する抗体はSigma-Aldrich Japanから入手した。これらの抗体はキットのプロトコルに従って適切に希釈して使用した。 In this example, in order to investigate the cell growth mechanism of the GH3-FTY cell line, Aip, Signal transducer / activator of transcription 3: Stat3, phosphorylated Stat3 Y705 (p- Stat3 Y705) and -actin protein expression levels were examined by Western blot analysis (see FIG. 5). The GH3 cell line and GH3-FTY cell line were each cultured for 48 hours, and the cell lysate was added to RIPA buffer (Sigma-Aldrich) and precipitated. Total protein (15-20 g) was electrophoresed by SDS-PAGE and transferred to a PVDF immunoblot membrane (BIO-RAD). Subsequently, this membrane was cultured with the primary antibody described below, and then cultured with an HRP-conjugated anti-mouse IgG secondary antibody (Cell Signaling Technology Japan KK). Aip protein was detected using ECL Prime Western Blotting Detection Reagent (GE Healthcare). Primary antibodies against Aip were obtained from Novus Biological, p-Stat3 Y705 and primary antibodies against Stat3 from Cell Signaling Technology Japan KK. Antibodies against anti-GHR were obtained from Santa Cruz Biotechnology and antibodies against anti-actin were obtained from Sigma-Aldrich Japan. These antibodies were used after appropriate dilution according to the kit protocol.
GH3-FTY細胞株の細胞増殖機構を調べたウエスタンブロット解析の結果、GH3 細胞株とGH3-FTY細胞株の間ではStat3の発現には変化は見られなかったけれども、GH3-FTY細胞のp-Stat3 (Y705) はGH3細胞に比べて有意な増加が認められた(図5A)。重要なことは、GH3-FTY細胞におけるアップレギュレートしたp-Stat3は外因性AipのLV仲介強制発現により逆転することである(図5B)。 Western blot analysis of the cell growth mechanism of the GH3-FTY cell line showed no change in Stat3 expression between the GH3 and GH3-FTY cell lines, but the GH3-FTY cell p- Stat3 (Y705) showed a significant increase compared to GH3 cells (FIG. 5A). Importantly, up-regulated p-Stat3 in GH3-FTY cells is reversed by LV-mediated forced expression of exogenous Aip (FIG. 5B).
Stat3の上流受容体の1つであるIl6受容体 (Il6r) ならびにその集合成分のmRNA発現を定量的PCRで調べた結果、興味深いことに、GH3-FTY細胞は、Il6rのmRNAがGH3細胞に比べてアップレギュレートされ(図6A)、それらの増加が外因性AipのLV仲介強制発現により逆転される(図6B)。 As a result of quantitative PCR of the mRNA expression of Il6 receptor (Il6r), which is one of the upstream receptors of Stat3, and its assembly component, it is interesting that GH3-FTY cells have a higher mRNA level than that of GH3 cells. Upregulated (FIG. 6A) and their increase is reversed by LV-mediated forced expression of exogenous Aip (FIG. 6B).
また、GH3-FTY細胞株においては、GH3細胞株に比べてSstr2 mRNA発現レベルが定量的PCRによって劇的に低下していた(図6E)。この知見は、GH3-FTY細胞株は、GH3細胞株に比べて、細胞増殖の発現においてソマトスタチンに対する感受性が低いとの図4Dに示した結果の裏付けにもなっている。 In addition, in the GH3-FTY cell line, the Sstr2 mRNA expression level was dramatically reduced by quantitative PCR compared to the GH3 cell line (FIG. 6E). This finding also supports the results shown in FIG. 4D that the GH3-FTY cell line is less sensitive to somatostatin in the expression of cell proliferation than the GH3 cell line.
さらに、GH3-FTY細胞株においては、おそらくGH産生細胞の増殖抑制やGH分泌抑制に関与する因子(非特許文献16)であるZac1のmRNA発現量がGH3細胞株に比べて有意に低下した(図6F)。 Further, in the GH3-FTY cell line, the mRNA expression level of Zac1, which is probably a factor (Non-patent Document 16) involved in suppression of growth of GH-producing cells and suppression of GH secretion, was significantly reduced compared to the GH3 cell line ( FIG. 6F).
上記の知見から、GH3-FTY細胞株は、Sstr2ならびにZac-1の発現低下に関連してソマトスタチンに対する感受性が低下した。 From the above findings, the sensitivity of the GH3-FTY cell line to somatostatin decreased in relation to the decreased expression of Sstr2 and Zac-1.
本実施例では、実施例1で作製したGH3-FTY細胞株をヌードマウス皮下に接種しGH3-FTY担がんマウス(以下、「GH3-FTYマウス」ともいう)を作製し、GH3細胞株を接種した担がんマウス(以下、「GH3マウス」ともいう)と比較検討した。なお、本発明で使用した全ての動物実験プロトコルは福岡大学動物取扱使用委員会の承認されている。 In this example, the GH3-FTY cell line prepared in Example 1 was inoculated subcutaneously into nude mice to produce GH3-FTY cancer-bearing mice (hereinafter also referred to as “GH3-FTY mice”). Comparison was made with inoculated cancer-bearing mice (hereinafter also referred to as “GH3 mice”). All animal experiment protocols used in the present invention are approved by the Fukuoka University Animal Handling and Use Committee.
担がんマウスは、5×105個のGH3-FTY細胞またはGH3細胞をF-12K培地0.5 mlに懸濁し、ヌードマウス(5週齢、オス、BALB/c-nu、日本チャールズリバー)に皮下接種した(n=8)。対照マウスには、上記ヌードマウスにF-12K培地0.5 mlを皮下接種した(n=5)。マウスは通常食、通常飲水にて飼育し、週2回体重を測定した。担がんマウスは、その接種部位にソマトトロフ細胞腫瘍が形成された。接種8週後にマウス体長、肝重量、腫瘍重量および腫瘍体積を調べた。 For tumor-bearing mice, 5 x 10 5 GH3-FTY cells or GH3 cells are suspended in 0.5 ml of F-12K medium, and nude mice (5 weeks old, male, BALB / c-nu, Charles River, Japan) are used. Inoculated subcutaneously (n = 8). For control mice, the nude mice were inoculated subcutaneously with 0.5 ml of F-12K medium (n = 5). Mice were bred with normal food and normal drinking water, and body weight was measured twice a week. In the tumor-bearing mice, a somatotroph cell tumor was formed at the site of inoculation. Eight weeks after the inoculation, the mouse body length, liver weight, tumor weight and tumor volume were examined.
マウス体重は、飼育期間を通じて対照群とGH3群では体重差を認めなかったが、GH3-FTY群は、対照群ならびにGH3群と比較して接種後46日より有意な体重増加を示した。コントロールマウス、GH3マウスならびにGH3-FTYマウスの平均体重はそれぞれ28.8 +/- 2.3 g、30.8 +/- 3.0 gならびに35.3 +/- 5.3 gであった(図9A; P<0.05; GH3-FTY vs. controlまたはGH3)。 There was no difference in body weight between the control group and the GH3 group throughout the breeding period, but the GH3-FTY group showed a significant increase in body weight compared to the control group and the GH3 group from 46 days after inoculation. The average body weights of control mice, GH3 mice and GH3-FTY mice were 28.8 +/- 2.3 g, 30.8 +/- 3.0 g and 35.3 +/- 5.3 g, respectively (FIG. 9A; P <0.05; GH3-FTY vs. control or GH3).
マウスの体長は、小動物用X線CTスキャナSkyscan1178 (Brunker Corporation) を用いCT画像より算出した。接種後8週のGH3-FTY群マウスの体長は対照群ならびにGH3群と比較し有意に増加した。接種8週後のコントロールマウス、GH3マウスならびにGH3-FTYマウスの平均体長はそれぞれ87.9 +/- 4.8 mm、89.3 +/- 3.1 mmならびに95.8 +/- 2.4 mmであった(図9B;**P<0.01;ns=有意差なし)。 The length of the mouse was calculated from the CT image using a small animal X-ray CT scanner Skyscan 1178 (Brunker Corporation). The body length of GH3-FTY group mice 8 weeks after inoculation increased significantly compared to the control group and GH3 group. The average body lengths of control mice, GH3 mice, and GH3-FTY mice 8 weeks after inoculation were 87.9 +/- 4.8 mm, 89.3 +/- 3.1 mm, and 95.8 +/- 2.4 mm, respectively (FIG. 9B; ** P <0.01; ns = no significant difference).
マウスの肝重量はマウスの全肝臓と接種腫瘍を摘出し、それらの重量を測定した。全肝臓重量は体重を基に算出した。接種後8週のマウス肝重量は、GH3群およびGH3-FTY群共に対照群と比較して有意に増加し(P<0.01)、さらにGH3-FTY群の肝重量はGH3群に対して有意に増加した(図9C;P<0.05)。 As for the liver weight of the mouse, the whole liver of the mouse and the inoculated tumor were extracted and their weight was measured. Total liver weight was calculated based on body weight. At 8 weeks after inoculation, the liver weight in the GH3 group and GH3-FTY group was significantly increased compared to the control group (P <0.01), and the liver weight in the GH3-FTY group was significantly higher than that in the GH3 group. Increased (FIG. 9C; P <0.05).
マウスの腫瘍重量および腫瘍体積は腫瘍組織を摘出し測定した。腫瘍は長径、短径ならびに深さを測定し、以下の変形楕円体式(modified ellipsoid formula)にて腫瘍体積を算出した(非特許文献25)。
腫瘍体積=長さ × 幅の二乗 x 0.52
Tumor weight and tumor volume of mice were measured by excising tumor tissue. The tumor was measured for major axis, minor axis and depth, and the tumor volume was calculated by the following modified ellipsoid formula (Non-patent Document 25).
Tumor volume = length x square of width x 0.52
接種8週後の腫瘍体積と腫瘍重量は共に、GH3-FTYマウスではGH3マウスと比較し有意に増加した。接種8週後に腫瘍体積と腫瘍重量を測定した。GH3-FTYマウスの平均腫瘍体積はGH3マウスより4.3倍大きかった (図7A;P<0.05)。GH3-FTYマウスの平均腫瘍重量はGH3マウスより3.87倍重かった(図7B;P<0.05)。 Both tumor volume and tumor weight 8 weeks after inoculation were significantly increased in GH3-FTY mice compared to GH3 mice. Tumor volume and tumor weight were measured 8 weeks after inoculation. The average tumor volume of GH3-FTY mice was 4.3 times greater than that of GH3 mice (FIG. 7A; P <0.05). The average tumor weight of GH3-FTY mice was 3.87 times heavier than that of GH3 mice (FIG. 7B; P <0.05).
GH3-FTYマウスまたはGH3マウスの組織切片をヘマトキシリン−エオシン(HE)染色法によって染色して組織学的分析を行った(非特許文献23)。またKi67陽性細胞または成長ホルモン(GH)の免疫組織化学染色は既報に従って行った(非特許文献22)。作製したパラフィン切片を抗Ki97抗体 (ab66155; Abcam) または抗ラットGH抗体 (R&D Systems, Inc.) と培養した後、Alexa Fluor 546ヤギ抗ラビットIgG (A-11010; Life Technologies) を接種した。次いで切片をDAPIと対比染色し、共焦点顕微鏡で可視化した。 Histological analysis was performed by staining tissue sections of GH3-FTY mice or GH3 mice by the hematoxylin-eosin (HE) staining method (Non-patent Document 23). In addition, immunohistochemical staining of Ki67 positive cells or growth hormone (GH) was performed according to a previous report (Non-patent Document 22). The prepared paraffin sections were cultured with anti-Ki97 antibody (ab66155; Abcam) or anti-rat GH antibody (R & D Systems, Inc.), and then inoculated with Alexa Fluor 546 goat anti-rabbit IgG (A-11010; Life Technologies). Sections were then counterstained with DAPI and visualized with a confocal microscope.
図7Cは、GH3マウスならびにGF3-FTYマウスのソマトトロフ細胞腫瘍のHE染色図である(左側はGH3マウス、右側はGF3-FTYマウスを示す)。また、上図は接種4週後、下図は接種8週後のHE染色図を示す。腫瘍のHE染色によって、GF3-FTYマウスの腫瘍は、壊死性の組織を含んでいて、GH3マウスよりも有糸分裂的特長をより多く示すことが明らかになった。つまり、GF3-FTYマウスは、GF3マウスに比べて、接種4週後に相対的に大きな核/細胞質(N/C)比を示し、接種8週後に多形核の存在を示した。 FIG. 7C is a HE-stained diagram of somatotroph tumors of GH3 mice and GF3-FTY mice (left side shows GH3 mice, right side shows GF3-FTY mice). Moreover, the upper figure shows a HE-stained figure 4 weeks after inoculation, and the lower figure shows 8 hours after inoculation. Tumor HE staining revealed that tumors in GF3-FTY mice contained necrotic tissue and exhibited more mitotic features than GH3 mice. That is, GF3-FTY mice showed a relatively large nucleus / cytoplasm (N / C) ratio 4 weeks after inoculation, and the presence of polymorphic nuclei 8 weeks after inoculation, as compared with GF3 mice.
図7Dは、GH3マウスならびにGF3-FTYマウスのソマトトロフ細胞腫瘍の細胞組織の接種4週後の免疫蛍光図である。その結果、細胞表面の分泌顆粒はGh(緑色)、また核はDAPI(青色)で染色された。 FIG. 7D is an immunofluorescence diagram 4 weeks after inoculation with cell tissues of somatotroph tumors of GH3 mice and GF3-FTY mice. As a result, secretory granules on the cell surface were stained with Gh (green), and nuclei were stained with DAPI (blue).
図7Eは、GF3-FTYマウスの腫瘍がKi67スコアを有意に増加していることを示している(*P<0.05)。この知見は図7Cの結果をさらに確認している。 FIG. 7E shows that tumors in GF3-FTY mice have significantly increased Ki67 scores (* P <0.05). This finding further confirms the results of FIG. 7C.
本実施例では、GH3マウスおよびGH3-FTYマウスの血中GhおよびIgf-1値を評価した。GH3細胞株ならびにGH3-FTY細胞株をF-12K培地 0.5 mlに懸濁し、その懸濁液を、実施例10と同様にして、ヌードマウス(BALB/c-nu)に接種した(各グルーブ:n=8)。対照群のマウスには培地のみを投与した。各マウスの末梢血より血漿を分取し、血中GhおよびIgf-1濃度を測定した。Igf-1濃度はQuantikine ELISA mouse/rat IGF-1(R&D systems)にて測定した。 In this example, blood Gh and Igf-1 values of GH3 mice and GH3-FTY mice were evaluated. The GH3 cell line and GH3-FTY cell line were suspended in 0.5 ml of F-12K medium, and the suspension was inoculated into nude mice (BALB / c-nu) in the same manner as in Example 10 (each groove: n = 8). The control group of mice received medium alone. Plasma was collected from the peripheral blood of each mouse, and blood Gh and Igf-1 concentrations were measured. Igf-1 concentration was measured by Quantikine ELISA mouse / rat IGF-1 (R & D systems).
接種後8週の血漿Gh値とIgf-1値を図8Aおよび図8Bにそれぞれ示す。図8Aに示すように、GH3マウスおよびGH3-FTYマウスのGhは対照群と比較して有意に増加し、さらにGH3-FTYマウスのGh値はGH3マウスと比較して有意に増加した。GH3マウスとGH3-FTYマウスの接種8週間後のプラズマGhレベルはそれぞれ554 +/- 456 ng/mLと2764 +/- 1456 ng/mLであった(P<0.01)。また、図8Bに示すように、GH3マウスおよびGH3-FTYマウスのIgf-1は、対照群と比較し有意に増加した。その血漿Igf-1レベルは、GH3マウスとGH3-FTYマウスでそれぞれ549 ng/mLと707 ng/mLであった(P<0.13)。しかし、この血漿Igf-1レベルは統計学的には有意な差はなかった。 The plasma Gh value and Igf-1 value at 8 weeks after inoculation are shown in FIGS. 8A and 8B, respectively. As shown in FIG. 8A, Gh of GH3 mice and GH3-FTY mice increased significantly compared to the control group, and Gh values of GH3-FTY mice increased significantly compared to GH3 mice. Plasma Gh levels 8 weeks after inoculation of GH3 and GH3-FTY mice were 554 +/- 456 ng / mL and 2764 +/- 1456 ng / mL, respectively (P <0.01). Moreover, as shown in FIG. 8B, Igf-1 of GH3 mice and GH3-FTY mice significantly increased compared to the control group. Its plasma Igf-1 levels were 549 ng / mL and 707 ng / mL in GH3 and GH3-FTY mice, respectively (P <0.13). However, this plasma Igf-1 level was not statistically significant.
実施例12で得られた担がんマウスについて表現型を調べた結果、GH3-FTYマウスは、コントロールマウスならびにGH3マウスに比べて明らかに大型であった(図8C)。 As a result of examining the phenotype of the tumor-bearing mice obtained in Example 12, the GH3-FTY mice were clearly larger than the control mice and GH3 mice (FIG. 8C).
本実施例では、GH3マウスおよびGH3-FTYマウスに対する糖代謝の影響を検討するため、糖負荷試験(GTT)を行った。糖負荷試験は、ヌードマウスにGH3-FTY細胞株を接種し、6週間後に行った。ヌードマウスは、糖負荷試験前15時間絶食した後、2 g/kg体重のブドウ糖を腹腔内投与し、投与0分、投与15分、30分、60分および120分の血糖値を測定した。血糖値は血糖測定装置グルテストミント(Glutest Mint: 三和化学)にて測定した。また、投与0分、投与15分、30分および60分後の血漿インスリン値をモリナガ超高感度マウスインスリン測定キット(森永生科学研究所)にて測定した。 In this example, a glucose tolerance test (GTT) was performed to examine the effects of glucose metabolism on GH3 mice and GH3-FTY mice. The glucose tolerance test was performed 6 weeks after inoculating nude mice with the GH3-FTY cell line. Nude mice were fasted for 15 hours before the glucose tolerance test, then 2 g / kg body weight of glucose was intraperitoneally administered, and blood glucose levels were measured at 0 minutes, 15 minutes, 30 minutes, 60 minutes and 120 minutes after administration. The blood glucose level was measured with a blood glucose measuring device Glutest Mint (Sanwa Chemical). In addition, plasma insulin levels at 0 minutes, 15 minutes, 30 minutes and 60 minutes after administration were measured with the Morinaga ultrasensitive mouse insulin measurement kit (Morinaga Institute of Science).
その結果、GH3群およびGH3-FTY群では共に、絶食時、糖負荷15分後ならびに30分後の血糖値は対照群に比べて有意に低下した。GH3群とGH3-FTY群間ではいずれのタイムポイントにおいても血糖値に有意差は認められなかった(図10A;*P<0.01; **P<0.01)。同様に、GH3群およびGH3-FTY群は共に、対照群に比べて、血糖値の曲線下面積(AUC)も有意に少なかった。またGH3群とGH3-FTY群との間では血糖値の曲線下面積(AUC)には有意差は認められなかった(図10B;*P<0.01; **P<0.01;ns=有意差なし)。 As a result, in both the GH3 group and the GH3-FTY group, the blood glucose level at 15 minutes and 30 minutes after glucose load significantly decreased at the time of fasting compared to the control group. There was no significant difference in blood glucose level at any time point between the GH3 group and the GH3-FTY group (FIG. 10A; * P <0.01; ** P <0.01). Similarly, in both the GH3 group and the GH3-FTY group, the area under the curve (AUC) of the blood glucose level was significantly smaller than that in the control group. In addition, there was no significant difference in the area under the curve (AUC) of the blood glucose level between the GH3 group and the GH3-FTY group (FIG. 10B; * P <0.01; ** P <0.01; ns = no significant difference) ).
本実施例では、GH3マウスおよびGH3-FTYマウスに対する糖代謝の影響を検討するため、インスリン負荷試験(ITT)を行った。インスリン負荷試験は、ヌードマウスにGH3-FTY細胞株を接種し7週間後に行った。インスリン負荷試験は、3時間絶食後、ノボリンR注(ノボノルディスクファーマ)0.75 ユニット/kg体重を腹腔内投与し、絶食時、15分、30分および60分のインスリン値を測定した。 In this example, an insulin tolerance test (ITT) was performed in order to examine the effect of glucose metabolism on GH3 mice and GH3-FTY mice. The insulin tolerance test was performed 7 weeks after inoculating nude mice with the GH3-FTY cell line. In the insulin tolerance test, after 3 hours of fasting, Novolin R injection (Novo Nordisk Pharma) 0.75 unit / kg body weight was intraperitoneally administered, and insulin values at 15 minutes, 30 minutes and 60 minutes were measured at the time of fasting.
絶食時、糖負荷15分後、30分後ならびに60分後のインスリン値はいずれも、GH3群およびGH3-FTY群では対照群に比べて増加が認められ、インスリン抵抗性の増悪が認められた。さらに、GH3-FTY群では、絶食時、糖負荷15分後ならびに30分後ののインスリン値は、GH3群と比較して有意に増加した(図10C)。なお、GH3群と対照群間では有意差を認めなかった。同様に、GH3群およびGH3-FTY群は共に、対照群に比べて、インスリン値の曲線下面積(AUC)も有意に高い値を示した。またGH3群とGH3-FTY群との間ではインスリン値の曲線下面積(AUC)には有意差は認められなかった(図10D;*P<0.01; **P<0.01)。 Insulin levels at 15 minutes, 30 minutes, and 60 minutes after fasting were increased in the GH3 and GH3-FTY groups compared to the control group, and insulin resistance was exacerbated. . Furthermore, in the GH3-FTY group, insulin values at 15 minutes after sugar load and after 30 minutes at the time of fasting significantly increased compared to the GH3 group (FIG. 10C). There was no significant difference between the GH3 group and the control group. Similarly, both the GH3 group and the GH3-FTY group showed significantly higher values of the area under the curve (AUC) of the insulin value than the control group. In addition, there was no significant difference in the area under the curve (AUC) of the insulin value between the GH3 group and the GH3-FTY group (FIG. 10D; * P <0.01; ** P <0.01).
接種7週間後のITTの結果、GH3-FTY群はGH3群と対照群に比べて血糖値が有意に高い値を示した。このことはGH3-FTYマウスはインスリン抵抗性の存在が示唆される(図10E)。 As a result of ITT 7 weeks after the inoculation, the GH3-FTY group showed significantly higher blood glucose level than the GH3 group and the control group. This suggests that GH3-FTY mice have insulin resistance (FIG. 10E).
本発明に係るAIPノックアウト成長ホルモン(GH)産生細胞株(GH3-FTY細胞株)は、特に下垂体腫瘍の研究モデル細胞株として利用することができ、このモデル細胞株を利用し下垂体腫瘍の予防または治療に有効な創薬・治療法の研究開発に大いに寄与することができる。 The AIP knockout growth hormone (GH) -producing cell line (GH3-FTY cell line) according to the present invention can be used as a research model cell line for pituitary tumors in particular, and pituitary tumors can be obtained using this model cell line. It can greatly contribute to research and development of drug discovery and treatment methods effective for prevention or treatment.
付言すれば、本発明によれば、GH3細胞株からAip遺伝子をゲノム編集(CRISPR-Cas9システム)によって遺伝子的に崩壊されたGH3-FTY細胞株が得られ、GH3-FTY細胞株は、GH3 細株に比べて、成長ホルモン(Gh)合成が著しく増加し、また細胞増殖がわずかに増加するとともに、細胞サイクル分析するとS相のプロファイルが増加した。しかし、これらの現象はすべてAipの外因性発現で逆転される。GH3細胞株においては、Gh誘発Stat3リン酸化はGH過分泌の原因であると知られているが、興味深いことに、GH3-FTY細胞株においてはリン酸化Stat3発現がGH3細胞株より増加していて、このことがGH3-FTY細胞株におけるこの機構の強力な駆動力となっている。また、GH3-FTY細胞株は、GH3細胞株に比べて、細胞増殖抑制に際して、ソマトスタチンに対する感受性が低いけれども、これはソマトスタチン受容体タイプ2と抗増殖遺伝子Zac1/Plag11の発現低下に関連している。 In addition, according to the present invention, a GH3-FTY cell line in which the Aip gene is genetically disrupted by genome editing (CRISPR-Cas9 system) is obtained from the GH3 cell line. Compared to the strain, growth hormone (Gh) synthesis was significantly increased, cell proliferation was slightly increased, and cell phase analysis increased S phase profile. However, all these phenomena are reversed by exogenous expression of Aip. In GH3 cell lines, Gh-induced Stat3 phosphorylation is known to cause GH hypersecretion, but interestingly, phosphorylated Stat3 expression is increased in GH3-FTY cell lines compared to GH3 cell lines. This is a powerful driving force for this mechanism in the GH3-FTY cell line. In addition, the GH3-FTY cell line is less sensitive to somatostatin in suppressing cell growth than the GH3 cell line, but this is associated with decreased expression of somatostatin receptor type 2 and the antiproliferative gene Zac1 / Plag11. .
本発明のGH3-FTY細胞株をBalb/cマウスに移植したGH3-FTYマウスでは、GH3細胞株を移植したGH3マウスよりも、有糸分裂ソマトトロフ腫瘍を形成した。またGH3-FTYマウスでは、腫瘍サイズがGH3マウスよりも格段に大きく、血清Ghレベルも著しく高かった。そのうえ、インスリン耐性試験では、GH3-FTYマウスはGH3マウスよりも相対的に高いインスリン抵抗性を示した。 In GH3-FTY mice in which the GH3-FTY cell line of the present invention was transplanted into Balb / c mice, mitotic somatotroph tumors were formed more than in GH3 mice in which the GH3 cell line was transplanted. In GH3-FTY mice, tumor size was much larger than in GH3 mice, and serum Gh levels were significantly higher. Moreover, in the insulin resistance test, GH3-FTY mice showed relatively higher insulin resistance than GH3 mice.
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CN113234683A (en) * | 2021-03-16 | 2021-08-10 | 山东大学 | MORN4 gene knockout cell line and construction method and application thereof |
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- 2016-07-13 JP JP2016138981A patent/JP2018007619A/en active Pending
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