JP2010136655A - Method for producing three-dimensional tissue culture product - Google Patents

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裕道 藤江
Kei Saito
佳 齊藤
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Abstract

<P>PROBLEM TO BE SOLVED: To provide a method for producing a three-dimensional tissue culture product, by which the strength of the three-dimensional tissue culture product can simply be enhanced. <P>SOLUTION: This method for producing the three-dimensional tissue culture product containing stem cells and extracellular substrates comprises a sowing process for sowing the stem cells in a culture solution in an incubator, a culture process for culturing the sowed stem cells to adhere the cultured stem cells to the surface of the incubator and for producing the extracellular substrates from the stem cells to form the three-dimensional tissue culture product in the culture solution, a separation process for separating the culture product from the surface of the incubator after a prescribed period, and a floating culture process for culturing the cells in the separated state for at least three days. <P>COPYRIGHT: (C)2010,JPO&INPIT

Description

本発明は、三次元組織培養物の製造方法に関する。   The present invention relates to a method for producing a three-dimensional tissue culture.

近年、重症臓器不全や難治性疾患、或いは激しいスポーツや交通事故などによって、組織の一部又は全部が損傷を受けた場合には、遺伝子工学や細胞組織工学、再生医学等を駆使して、この欠損部を補う再生型治療が注目されている。
これまで組織修復、再生をめざした細胞治療を行う場合、細胞の集積の維持、細胞増殖、分化機能の安定化、さらには治療部位にかかる力学的ストレスからの保護などのために大多数の研究では、有機高分子化合物や生体スキャフォールド(Scaffold)が使用されてきた(例えば、特許文献1)。しかしスキャフォールドの多くは生物(動物)材料、生体高分子材料等を含有し、それらの材料の使用が生体に及ぼす安全性は長期にわたっては予測しきれない問題があった。
In recent years, when a part or all of the tissue is damaged due to severe organ failure or intractable disease, or severe sports or traffic accidents, we make full use of genetic engineering, cell tissue engineering, regenerative medicine, etc. Regenerative treatment that compensates for the deficit has attracted attention.
When cell therapy aiming at tissue repair and regeneration has been performed so far, the majority of researches have been conducted to maintain cell accumulation, stabilize cell proliferation, stabilize differentiation function, and protect against mechanical stress applied to the treatment site. Then, organic polymer compounds and biological scaffolds (Scaffold) have been used (for example, Patent Document 1). However, many of the scaffolds contain biological (animal) materials, biopolymer materials, etc., and the safety of using these materials on the living body has been a problem that cannot be predicted for a long time.

スキャフォールドなどの基盤材料を用いない細胞移植方法としては、温度感受性培養皿を利用した細胞シート工学技術等が知られている(例えば、非特許文献1)。しかし、この細胞シート技術を使用する場合、単独のシートでは脆弱であることが多く、移植等の外科的操作に耐えうる強度を得るためにはシートを重ね合わせる操作等の工夫が必要であった。   As a cell transplantation method that does not use a base material such as a scaffold, a cell sheet engineering technique using a temperature-sensitive culture dish is known (for example, Non-Patent Document 1). However, when this cell sheet technology is used, a single sheet is often fragile, and in order to obtain a strength that can withstand surgical operations such as transplantation, it has been necessary to devise operations such as overlapping sheets. .

これらの問題を解決するために、スキャフォールドを含まない培養組織が知られている(特許文献2及び非特許文献2)。このようなスキャフォールドフリー自己組織性三次元人工組織(3DBT: scaffold-free Three-Dimensional Bioengineered Tissue)では、滑膜などに由来する幹細胞を、細胞外基質産生促進因子を含む細胞培養液中で細胞を培養すると得ることができると記載されている。また、細胞外基質産生促進因子を添加することによって細胞外基質の生産が促進されて、その結果、得られる培養組織又は複合体が効果され、剥離しやすくなり、培養物を剥がしたときに収縮し、三次元化、重層化などが促進されると記載されている。このような培養組織及びその複合体によって、スキャフォールド自体の混入に起因する問題を一挙に解決することができ、スキャフォールドがないにもかかわらず、移植後の経過に優れた治療を可能にすることができると記載されている。   In order to solve these problems, a cultured tissue containing no scaffold is known (Patent Document 2 and Non-Patent Document 2). In such a scaffold-free self-organizing three-dimensional artificial tissue (3DBT), stem cells derived from synovial membranes are cultured in a cell culture medium containing an extracellular matrix production promoting factor. It can be obtained by culturing In addition, the production of extracellular matrix is promoted by adding an extracellular matrix production promoting factor, and as a result, the obtained cultured tissue or complex is effective and becomes easy to peel off, and contracts when the culture is peeled off. However, it is described that three-dimensionalization, multi-layering, etc. are promoted. Such a cultured tissue and its complex can solve all the problems caused by contamination of the scaffold itself, and enables excellent treatment after the transplantation despite the absence of the scaffold. It is described that it can.

しかしながら、上記スキャフォールドフリー自己組織性三次元人工組織は、線維組織などの構造が未発達のため、自己支持性をある程度は維持できるとしても、手術手技における操作で破損等しないよう取り扱いに注意する必要ある。従来の作製方法では、これ以上の引張強度を向上させるには限界があった。
このように、高分子材料等を用いずに簡便に培養組織の強度を高める方法が必要とされていた。
国際公開第2002/010349号パンフレット 特表2007−528756号公報 J Biomed. Mater. Res., Vol.45, pp.355-362 (1999) Biomaterials, Vol. 38(36), pp.5462-5470 (2007)
However, because the scaffold-free self-organizing three-dimensional artificial tissue has not yet developed a structure such as a fibrous tissue, it should be handled with care so as not to be damaged by an operation in a surgical procedure even if the self-supporting property can be maintained to some extent. Necessary. In the conventional manufacturing method, there was a limit to improving the tensile strength beyond this.
Thus, there has been a need for a method for simply increasing the strength of cultured tissue without using a polymer material or the like.
International Publication No. 2002/010349 Pamphlet Special table 2007-528756 gazette J Biomed. Mater. Res., Vol. 45, pp. 355-362 (1999) Biomaterials, Vol. 38 (36), pp.5462-5470 (2007)

従って本発明の目的は、三次元組織培養物の強度を簡便に高めることができる三次元組織培養物の製造方法を提供することである。   Accordingly, an object of the present invention is to provide a method for producing a three-dimensional tissue culture that can easily increase the strength of the three-dimensional tissue culture.

本発明は以下のとおりである。
[1] 培養液中で幹細胞及び細胞外基質を含む三次元組織培養物を製造する製造方法であって、培養器に幹細胞を播種する播種工程と、播種後の幹細胞を培養して前記培養器の面に付着させると共に、前記幹細胞から細胞外基質を産生させて培養液中に三次元の培養物を形成する付着培養工程と、所定期間後に、培養器の面から前記培養物を分離する分離工程と、前記分離させた状態で少なくとも3日以上浮遊培養する浮遊培養工程と、を含む三次元組織培養物の製造方法。
[2] 前記幹細胞が、4継代以上7継代以下の培養細胞である[1]に記載の製造方法。
[3] 前記幹細胞が、間葉系幹細胞である[1]又は[2]に記載の製造方法。
[4] 前記浮遊培養工程が、3日以上7日以下である[1]〜[3]のいずれかに記載の製造方法。
[5] 前記幹細胞を、細胞外基質産生促進因子の存在下で培養する[1]〜[4]のいずれか1項記載の製造方法。
The present invention is as follows.
[1] A production method for producing a three-dimensional tissue culture containing stem cells and extracellular matrix in a culture solution, the seeding step for seeding the stem cells in the incubator, and the incubator by culturing the stem cells after seeding An adhesion culture step in which an extracellular matrix is produced from the stem cells to form a three-dimensional culture in the culture solution, and the culture is separated from the incubator surface after a predetermined period of time. A method for producing a three-dimensional tissue culture, comprising: a step; and a suspension culture step of suspension culture in the separated state for at least 3 days.
[2] The production method according to [1], wherein the stem cells are cultured cells of passage 4 to passage 7.
[3] The production method according to [1] or [2], wherein the stem cells are mesenchymal stem cells.
[4] The production method according to any one of [1] to [3], wherein the suspension culture step is 3 days or more and 7 days or less.
[5] The production method according to any one of [1] to [4], wherein the stem cells are cultured in the presence of an extracellular matrix production promoting factor.

[6] 前記細胞外基質産生促進因子が、アスコルビン酸、アスコルビン酸誘導体、TGFβ1及びTGFβ3からなる群より選択される少なくとも1種である[5]記載の製造方法。
[7] 細胞外基質が、コラーゲンI、コラーゲンIII、ビトロネクチン及びフィブロネクチンからなる群より選択される少なくとも1種である[1]〜[6]のいずれかに記載の製造方法。
[8] 前記浮遊培養工程によって得られた三次元組織培養物の引張強度が少なくとも0.1MPa以上である[1]〜[7]のいずれかに記載の製造方法。
[6] The production method according to [5], wherein the extracellular matrix production promoting factor is at least one selected from the group consisting of ascorbic acid, ascorbic acid derivatives, TGFβ1 and TGFβ3.
[7] The production method according to any one of [1] to [6], wherein the extracellular matrix is at least one selected from the group consisting of collagen I, collagen III, vitronectin and fibronectin.
[8] The production method according to any one of [1] to [7], wherein the three-dimensional tissue culture obtained by the suspension culture step has a tensile strength of at least 0.1 MPa.

本発明によれば、三次元組織培養物の強度を簡便に高めることができる三次元組織培養物の製造方法を提供することができる。   ADVANTAGE OF THE INVENTION According to this invention, the manufacturing method of the three-dimensional tissue culture which can raise the intensity | strength of a three-dimensional tissue culture simply can be provided.

本発明の三次元組織培養物の製造方法は、培養液中で幹細胞及び細胞外基質を含む三次元組織培養物を製造する製造方法であって、培養器に幹細胞を播種する播種工程と、播種後の幹細胞を培養して前記培養器の面に付着させると共に、前記幹細胞から細胞外基質を産生させて培養液中に三次元の培養物を形成する付着培養工程と、所定期間後に、培養器の面から前記培養物を分離する分離工程と、前記分離させた状態で少なくとも3日以上浮遊培養する浮遊培養工程と、を含む三次元組織培養物の製造方法である。   The method for producing a three-dimensional tissue culture of the present invention is a production method for producing a three-dimensional tissue culture containing stem cells and extracellular matrix in a culture solution, a seeding step for seeding stem cells in a culture vessel, and seeding A subsequent culture process for culturing stem cells to adhere to the surface of the incubator and producing an extracellular matrix from the stem cells to form a three-dimensional culture in the culture solution; A method for producing a three-dimensional tissue culture, comprising: a separation step of separating the culture from the above surface; and a suspension culture step of suspension culture in the separated state for at least 3 days.

本発明によれば、幹細胞を培養して細胞外基質を産生させると共に、培養器に付着させて培養した後に、培養器から分離させて分離させた状態で少なくとも3日以上浮遊培養を行うので、三次元組織培養物の厚みが増すだけでなく破断荷重が向上するので、強度を簡便に且つ充分に高めることができる。これにより手術手技のハンドリングに有用な培養物を作製することができる。   According to the present invention, stem cells are cultured to produce an extracellular matrix, and after culturing by attaching to the incubator, floating culture is performed for at least 3 days in a state separated from the incubator and separated, Not only the thickness of the three-dimensional tissue culture is increased, but also the breaking load is improved, so that the strength can be easily and sufficiently increased. This makes it possible to produce a culture useful for handling surgical procedures.

本発明の製造方法は、培養液中で幹細胞及び細胞外基質を含む三次元組織培養物を製造するものである。
本発明において幹細胞とは、自己複製能を有し、多分化能(すなわち多能性)(「pluripotency」)を有する細胞をいう。本発明における幹細胞としては、胚性幹(ES)細胞、組織幹細胞を挙げることができ、また、上述の能力を有している限り、人工的に作製した多能性幹細胞もまた、本発明における幹細胞に該当する。胚性幹細胞とは、初期胚に由来する多能性幹細胞をいい、組織幹細胞とは、胚性幹細胞よりも分化の方向が限定されている細胞である。組織間細胞としては、例えば、皮膚系、消化器系、骨髄系、神経系などに分けられる。皮膚系の組織幹細胞としては、表皮幹細胞、毛嚢幹細胞などが挙げられる。消化器系の組織幹細胞としては、膵(共通)幹細胞、肝幹細胞などが挙げられる。骨髄系の組織幹細胞としては、造血幹細胞、間葉系幹細胞(例えば、脂肪由来、骨髄由来)などが挙げられる。神経系の組織幹細胞としては、神経幹細胞、網膜幹細胞などが挙げられる。本発明では、なかでも間葉系幹細胞に好ましく用いられる。
The production method of the present invention produces a three-dimensional tissue culture containing stem cells and extracellular matrix in a culture solution.
In the present invention, a stem cell refers to a cell having self-renewal ability and having pluripotency (ie, pluripotency). Examples of the stem cells in the present invention include embryonic stem (ES) cells and tissue stem cells. As long as the stem cells have the above-mentioned ability, artificially prepared pluripotent stem cells are also used in the present invention. Corresponds to stem cells. An embryonic stem cell refers to a pluripotent stem cell derived from an early embryo, and a tissue stem cell is a cell in which the direction of differentiation is more limited than that of an embryonic stem cell. Inter-tissue cells are classified into, for example, the skin system, digestive system, myeloid system, nervous system and the like. Examples of skin tissue stem cells include epidermal stem cells and hair follicle stem cells. Examples of digestive tissue stem cells include pancreatic (common) stem cells and liver stem cells. Examples of myeloid tissue stem cells include hematopoietic stem cells, mesenchymal stem cells (for example, fat-derived, bone marrow-derived), and the like. Examples of nervous system tissue stem cells include neural stem cells and retinal stem cells. In the present invention, it is preferably used for mesenchymal stem cells.

間葉系幹細胞は、増殖能と、骨細胞、軟骨細胞、筋肉細胞、ストローマ細胞、腱細胞、脂肪細胞への分化能を有する。本発明においては、腱細胞、骨細胞、軟骨細胞等への分化能を有する幹細胞を好ましく用いることができる。   Mesenchymal stem cells have the ability to proliferate and differentiate into bone cells, chondrocytes, muscle cells, stromal cells, tendon cells, and adipocytes. In the present invention, stem cells capable of differentiating into tendon cells, bone cells, chondrocytes and the like can be preferably used.

これらの間葉系幹細胞は、これらの幹細胞が存在しうる組織から得ることができる。本発明における幹細胞を得るために好ましく用いられる供給源としての組織には、骨、軟骨、腱、靭帯、半月、椎間板、骨膜、血管、血管様組織、心臓、心臓弁、心膜、硬膜などの組織が挙げることができる。なかでも、腱細胞へ分化可能な幹細胞を用いる場合には、滑膜等の組織を供給源とすることができ、滑膜由来間質細胞などを用いることがより好ましい。   These mesenchymal stem cells can be obtained from a tissue in which these stem cells can exist. Tissues preferably used for obtaining stem cells in the present invention include bone, cartilage, tendon, ligament, meniscus, intervertebral disc, periosteum, blood vessel, blood vessel-like tissue, heart, heart valve, pericardium, dura mater, etc. Can be mentioned. In particular, when stem cells that can differentiate into tendon cells are used, tissues such as synovium can be used as a supply source, and it is more preferable to use synovial stromal cells.

細胞の由来には特に制限はないが、培養物の移植片等として使用する場合には、種適合性等を勘案して哺乳動物から適宜選択されることが好ましい。このような哺乳動物としては、例えば、単孔類、有袋類、貧歯類、皮翼類、翼手類、食肉類、食虫類、長鼻類、奇蹄類、偶蹄類、管歯類、有鱗類、海牛類、クジラ目、霊長類、齧歯類、ウサギ目などを挙げることができ、例えば、ウシ、ブタ、ウマ、ニワトリ、ネコ、イヌなどの動物を具体例として挙げることができる。   The origin of the cell is not particularly limited, but when used as a culture graft or the like, it is preferably selected from mammals in consideration of species compatibility and the like. Examples of such mammals include single pores, marsupials, rodents, wings, wings, carnivores, carnivores, long noses, odd-hoofed animals, even-hoofed animals, tube teeth Can include crustaceans, scales, sea cattle, cetaceans, primates, rodents, rabbits, etc., and examples include animals such as cattle, pigs, horses, chickens, cats, dogs, etc. Can do.

これらの細胞は、生体から採取されたいわゆる初代培養物であっても継代されたものであってもよいが、幹細胞密度向上と細胞外基質生産能力向上の観点から、4継代以上7継代以下の培養細胞を用いることが好ましい。本発明において「継代」とは、当業界で通常用いられる意味で使用され、本発明における幹細胞は、生体から採取した初代培養以来の継代回数で表される。本発明における幹細胞が4継代以上の培養細胞であれば充分な強度の培養物とすることができ、7継代以下の培養細胞であれば細胞の増殖能も充分に高いため、好ましい。また、5継代以上7継代以下の培養細胞であれば、細胞外基質の生産と三次元組織培養物としたときの細胞密度のバランスを高いレベルで良好なものにすることができ、より好ましい。   These cells may be so-called primary cultures collected from living organisms or those that have been passaged. From the viewpoint of improving stem cell density and improving extracellular matrix production ability, these cells have undergone 4 or more passages and 7 passages. It is preferable to use cultured cells of the following generation. In the present invention, “passage” is used in the meaning normally used in the art, and the stem cell in the present invention is represented by the number of passages since the primary culture collected from a living body. If the stem cell in the present invention is a cultured cell of 4 passages or more, a culture with sufficient strength can be obtained, and a cultured cell of 7 passages or less is preferable because the cell proliferation ability is sufficiently high. Moreover, if it is a cultured cell of 5 to 7 passages, the balance between the production of extracellular matrix and the cell density when used as a three-dimensional tissue culture can be improved at a high level. preferable.

幹細胞の培養に用いられる培養液としては、目的とする細胞の培養に一般的に用いられるものであればよく、例えば、DMEM、MEM、F12、DME、RPMI1640、MCDB104、199、MCDB153、L15、SkBM、Basal培地などを使用することができる。また、これらの培養液には、一般に添加可能な各種の成分、例えば、グルコース、FBS(ウシ胎仔血清)またはヒト血清、抗生物質(ペニシリン、ストレプトマイシンなど)を添加してもよい。なお、血清を添加する場合の濃度は、そのときの培養状態によって適宜変更することができるが、通常10%(v/v)とすることができる。細胞の培養には、通常の培養条件、例えば37℃の温度で5%CO濃度のインキュベーター内での培養が適用される。 The culture solution used for culturing the stem cells may be any one that is generally used for culturing the target cells. For example, DMEM, MEM, F12, DME, RPMI1640, MCDB104, 199, MCDB153, L15, SkBM Basal medium and the like can be used. In addition, various components that can be generally added, such as glucose, FBS (fetal bovine serum) or human serum, and antibiotics (such as penicillin and streptomycin) may be added to these culture solutions. In addition, although the density | concentration in the case of adding serum can be suitably changed according to the culture state at that time, it can usually be 10% (v / v). For cell culture, normal culture conditions, for example, culture in an incubator with a temperature of 37 ° C. and a concentration of 5% CO 2 are applied.

培養に用いられる培養器としては、上述した細胞の培養に通常用いられるものであればよく、ガラス、プラスチック(例えば、ポリスチレン、ポリカーボネートなど)、シリコーンなどの容器を挙げることができる。後述する分離工程において細胞を分離する際に、細胞に損傷を与えない範囲で、細胞付着性を向上させる処理が付されているものであってもよい。   The incubator used for the culture may be any one that is usually used for the above-described cell culture, and examples thereof include containers such as glass, plastic (for example, polystyrene, polycarbonate, etc.), and silicone. When the cells are separated in the separation step described later, a treatment for improving the cell adhesion may be applied as long as the cells are not damaged.

細胞の播種は、細胞の種類、細胞の継代数、培養期間などによって適宜調整可能であるが、一般に、5×10〜1×10cells/cmの細胞密度で播種することができる。 The seeding of cells can be appropriately adjusted depending on the type of cells, the number of passages of cells, the culture period, etc., but in general, seeding can be performed at a cell density of 5 × 10 4 to 1 × 10 6 cells / cm 2 .

細胞の播種が完了すると、付着培養工程において、幹細胞を培養して、幹細胞を培養器の面に付着させると共に、幹細胞から細胞外基質を産生させて培養液中に三次元の培養物を形成する。
幹細胞の培養器の面への付着は、通常の培養条件での培養を継続させることにより、細胞の性質に応じて培養器の面へ細胞が付着することより容易に達成される。幹細胞の付着は、培養器の面に強固に接着している必要はなく、細胞の性質上、独立して浮遊せず、培養器の例えば底面に接触している程度でもよく、後述する分離工程において、所定の分離手段によって容易に分離可能となる程度の付着力であることが、細胞の損傷を抑えることができ好ましい。
When seeding of the cells is completed, stem cells are cultured in the attachment culture process, and the stem cells are attached to the surface of the incubator, and an extracellular matrix is produced from the stem cells to form a three-dimensional culture in the culture solution. .
The attachment of stem cells to the surface of the incubator is more easily achieved by continuing the culture under normal culture conditions, so that the cells adhere to the surface of the incubator according to the nature of the cells. The stem cells do not need to be firmly attached to the surface of the incubator, and may not be suspended independently due to the nature of the cells, but may be in contact with the bottom surface of the incubator, for example, a separation step described later In this case, it is preferable that the adhesive strength is such that it can be easily separated by a predetermined separating means, since it can suppress damage to cells.

また培養期間を継続させることにより、幹細胞から細胞外基質が産生される。
幹細胞から産生される細胞外基質としては、例えば、コラーゲンI、コラーゲンIII、コラーゲンV、エラスチン、ビトロネクチン、フィブロネクチン、ラミニン、トロンボスポンディン、プロテオグリカン類(例えば、デコリン、バイグリカン、フィブロモジュリン、ルミカン、ヒアルロン酸、アグリカンなど)などを挙げることができるがそれらに限定されず、細胞接着を担う細胞外基質であれば、いずれのものであってもよい。より好ましくは、細胞外基質は、コラーゲン(I型、III型など)、ビトロネクチンおよびフィブロネクチンをすべて含む。これらの細胞外基質が産生されることにより、細胞外基質のネットワークが形成された細胞と細胞外基質とで構成された三次元の培養物が形成する。
Furthermore, by continuing the culture period, extracellular matrix is produced from the stem cells.
Examples of the extracellular matrix produced from the stem cells include collagen I, collagen III, collagen V, elastin, vitronectin, fibronectin, laminin, thrombospondin, proteoglycans (for example, decorin, biglycan, fibromodulin, lumican, hyaluron). Acid, aggrecan, and the like), but are not limited to these, and any extracellular matrix that is responsible for cell adhesion may be used. More preferably, the extracellular matrix includes all of collagen (type I, type III, etc.), vitronectin and fibronectin. By producing these extracellular matrixes, a three-dimensional culture composed of the cells in which the extracellular matrix network is formed and the extracellular matrix is formed.

幹細胞からの細胞外基質の産生を促進するために、細胞の培養は、細胞外基質産生促進因子の存在下行われることが好ましい。このため、培養液には、細胞外基質産生促進因子が添加されることが好ましい。
なお、細胞外基質産生促進因子は、培養開始時から培養液に添加していてもよく、細胞播種後に培養液に添加してもよい。また、細胞外基質産生促進因子は、付着培養工程において存在していればよく、付着培養工程のみであっても、付着培養工程と浮遊細胞工程との双方でも存在していてもよい。
これらの細胞外基質産生促進因子の存在下で細胞を培養することにより、後述する分離工程において、培養物の分離をより容易にすることができる。
In order to promote the production of extracellular matrix from stem cells, cell culture is preferably performed in the presence of an extracellular matrix production promoting factor. For this reason, it is preferable that an extracellular matrix production promoting factor is added to the culture solution.
The extracellular matrix production promoting factor may be added to the culture solution from the beginning of the culture, or may be added to the culture solution after cell seeding. Further, the extracellular matrix production promoting factor only needs to be present in the adhesion culture process, and may be present only in the adhesion culture process or both in the adhesion culture process and the floating cell process.
By culturing cells in the presence of these extracellular matrix production promoting factors, the culture can be more easily separated in the separation step described later.

培養液中に添加される細胞外基質産生促進因子は、細胞外基質の分泌を促進するような因子であり、例えば、TGF−β1、TGF−β3、アスコルビン酸、アスコルビン酸2リン酸またはその誘導体あるいはそれらの塩を挙げることができる。コラーゲン生成の観点から好ましくは、アスコルビン酸、アスコルビン酸2リン酸またはそれらの誘導体およびその塩(例えば、ナトリウム塩、マグネシウム塩、カリウム塩など)とすることができる。本発明におけるアスコルビン酸は、L体であることが好ましいがそれに限定されない。   The extracellular matrix production promoting factor added to the culture medium is a factor that promotes secretion of the extracellular matrix. For example, TGF-β1, TGF-β3, ascorbic acid, ascorbic acid diphosphate or a derivative thereof Or their salts can be mentioned. From the viewpoint of collagen production, ascorbic acid, ascorbic acid diphosphate or a derivative thereof and a salt thereof (for example, sodium salt, magnesium salt, potassium salt, etc.) can be preferably used. Ascorbic acid in the present invention is preferably L-form, but is not limited thereto.

本発明において使用される細胞外基質産生促進因子の添加量としては、例えばアスコルビン酸2リン酸の場合であれば、通常0.01mM以上、三次元組織培養物の引張強度の観点から好ましくは0.05mM以上、さらに好ましくは0.1mM以上とすることができ、より好ましくは0.2mM以上とすることができる。一方、アスコルビン酸2リン酸の場合には、添加量を多くしてもよく、例えば5.0mM以下としてもよいが、添加量に対する引張強度向上効率の観点から、1.0mMであることがさらに好ましい。   For example, in the case of ascorbic acid 2-phosphate, the amount of the extracellular matrix production promoting factor used in the present invention is usually 0.01 mM or more, preferably 0 from the viewpoint of the tensile strength of the three-dimensional tissue culture. 0.05 mM or more, more preferably 0.1 mM or more, more preferably 0.2 mM or more. On the other hand, in the case of ascorbic acid diphosphate, the addition amount may be increased, for example, may be 5.0 mM or less. However, from the viewpoint of the efficiency of improving the tensile strength with respect to the addition amount, it is further 1.0 mM. preferable.

三次元培養物を形成するための付着培養期間としては、播種した細胞数、細胞の種類などによって異なるが、一般には、少なくとも7日間とすることができるが、大きな強度の増大を期待できる観点から、より好ましくは21日程度である。これにより、目的に応じた十分なサイズの三次元組織培養物を形成することができる。   The adhesion culture period for forming the three-dimensional culture varies depending on the number of seeded cells, the type of cells, etc., but in general, it can be at least 7 days, but from the viewpoint of expecting a large increase in strength. More preferably, it is about 21 days. Thereby, the three-dimensional tissue culture of sufficient size according to the objective can be formed.

分離工程では、培養器の面から、培養中の前記培養物を分離する。
培養工程によって形成された三次元培養物は、培養器の面からの分離によって培養液中に浮遊する。この分離の刺激を与えることによって自己収縮が生じて、培養物の硬化(線維組織の配向や架橋による剛性と強度の増大)が生じる。ここで培養器の面とは、播種された幹細胞が付着した面を意味し、容器の形状によって決定されるが、一般に、培養器の底面であるが、側面であってもよい。
In the separation step, the culture being cultured is separated from the surface of the incubator.
The three-dimensional culture formed by the culture process floats in the culture medium by separation from the surface of the incubator. By applying this separation stimulus, self-contraction occurs and the culture stiffens (increased stiffness and strength due to orientation and cross-linking of the fibrous tissue). Here, the surface of the incubator means a surface to which the seeded stem cells are attached, and is determined by the shape of the container, but is generally the bottom surface of the incubator, but may be a side surface.

分離の手段としては、細胞に自己収縮を生じる一方で細胞に損傷を与えない刺激であればよい。このような分離手段としては、例えば、物理的手段(例えば、培地のピペッティングなど)、化学的手段(物質の添加)などを挙げることができる。中でもピペッティングなどの物理的手段であることが、得られた組織物に異物を混入させないという観点から好ましい。また、剥離は、物理的な刺激(例えば、容器の角に棒などで物理的手段、即ち、ずり応力印加、ピペッティング、容器の変形などを与えるなど)を行うことによって促進することができる。自己収縮は、このような剥離の後、物理的刺激が与えられる場合、自然に起こる。化学的刺激の場合は、自己収縮および剥離が並行して生じる。このような刺激により生じる自己収縮によって、特に第三次元方向の生物学的結合が促進されると考えられ、この結果、培養物は、三次元の構造体としての形態を維持することができる。   Separation means may be any stimulus that causes self-contraction in the cells but does not damage the cells. Examples of such separation means include physical means (for example, pipetting of a medium), chemical means (addition of a substance), and the like. Among these, physical means such as pipetting is preferable from the viewpoint of preventing foreign matters from being mixed into the obtained tissue. Further, peeling can be promoted by applying a physical stimulus (for example, applying physical means such as application of shear stress, pipetting, deformation of the container, etc. with a stick or the like at the corner of the container). Self-shrinking occurs naturally after such debonding when a physical stimulus is applied. In the case of chemical stimulation, self-contraction and peeling occur in parallel. It is thought that the self-contraction caused by such stimulation promotes biological binding, particularly in the third dimension, so that the culture can maintain its form as a three-dimensional structure. .

分離工程において分離された培養物は、浮遊培養工程において、分離された状態で少なくとも3日以上、浮遊培養に付される。分離によって、三次元培養物は自然と培養液中に浮遊状態となり、この浮遊培養工程では、このような浮遊状態による培養を所定期間継続することにより行われる。
特定の理論に拘束されるものではないが、一般に付着性の細胞は、付着することにより生体内に近い環境を構築して安定化するため、浮遊状態での培養は細胞にとって不安定な状態であると考えられる。本発明において、このような浮遊状態での培養を所定期間継続することによって、培養物の強度が向上することは予想外のことであり、分離工程における分離の効果としての自己収縮とは明らかに異なる現象である。即ち、自己収縮が分離後数時間から短期間で生じるのに対して、本発明による組織培養物の強度の向上は、3日以上の浮遊培養期間によって生じるものである。
The culture separated in the separation step is subjected to suspension culture for at least 3 days in the separated state in the suspension culture step. As a result of the separation, the three-dimensional culture naturally becomes a floating state in the culture solution, and this floating culture step is performed by continuing the culture in such a floating state for a predetermined period.
Although not bound by a specific theory, adherent cells generally stabilize and build an environment close to the living body by adhering, so that culture in a floating state is unstable for the cells. It is believed that there is. In the present invention, it is unexpected that the culture strength is improved by continuing the culture in such a floating state for a predetermined period, and self-contraction as an effect of separation in the separation step is clearly understood. It is a different phenomenon. That is, the self-shrinkage occurs in a few hours to a short period after separation, whereas the improvement in the strength of the tissue culture according to the present invention is caused by a floating culture period of 3 days or more.

浮遊培養工程は、浮遊状態での培養を少なくとも3日以上継続する。3日以上であれば培養物としての十分な強度のものとするができる。浮遊培養工程の期間が3日未満では、自己収縮が生じるのみであって、得られる三次元組織培養物の強度としては不十分である。培養物の強度面から好ましくは3日以上7日以下である。   In the suspension culture step, the culture in the suspended state is continued for at least 3 days. If it is 3 days or more, it can be made strong enough as a culture. If the period of the suspension culture process is less than 3 days, only autocontraction occurs, and the strength of the obtained three-dimensional tissue culture is insufficient. From the strength of the culture, it is preferably 3 days or more and 7 days or less.

ここで培養物として十分な強度とは、自己支持性に十分な強度に加えて、手術手技においてピンセット等で把持し、操作する際に破壊されない程度の強度を意味する。本発明における「自己支持性」とは、組織の少なくとも1点が空間上に固定されたときに、その組織が実質的に破壊されない特性をいう。本発明における三次元組織培養物は、自己支持性に十分な程度の強度よりも大きな強度を示すものであり、従来の培養法で得られる組織に比べ、約2倍の引張強度を得ることが可能である。   Here, the strength sufficient as a culture means a strength sufficient not to be destroyed when grasped and operated with tweezers or the like in a surgical technique, in addition to a strength sufficient for self-support. “Self-supporting” in the present invention refers to a property that the tissue is not substantially destroyed when at least one point of the tissue is fixed in space. The three-dimensional tissue culture in the present invention exhibits a strength greater than a strength sufficient for self-supporting, and can obtain a tensile strength approximately twice that of a tissue obtained by a conventional culture method. Is possible.

引っ張りに抗する組織の力学的特性は、一般に引張試験を実施して、引張強度、剛性率、ヤング率などを測定することによって求めることができる。   The mechanical properties of a tissue that resists pulling can generally be determined by conducting a tensile test and measuring tensile strength, rigidity, Young's modulus, and the like.

ここで、本発明の培養組織、三次元構造体などが有する力学的特性は、力学試験において応力・歪み特性を測定することによって求めることができる。手短に述べると、試料に荷重を加え、例えば、1chは歪み、2chは荷重の各々のAD変換器(例えば、ELK−5000)に入力して、応力および歪みを測定し、引っ張り強さや接戦係数(材料の硬さ)などを求めることができる。
力学的特性はまた、クリープ特性を試験することによっても求めることができる。クリープ特性インデンテーション試験とは、一定の荷重を加えた状態で時間とともにどのように伸びていくかを調べる試験である。微小な素材、薄い素材などのインデンテーション試験は、先端の半径0.1〜1μm程度の、例えば、三角錐の圧子を試験対象物に押し込んで実験を行う。まず、試験片に対して圧子を押し込み、負荷を与える。そして、試験片に数十nmから数μm程度押し込んだところで、圧子を戻し除荷する。このような試験方法によって得られる荷重除荷曲線から得られた負荷荷重と押し込み深さの挙動とによって硬さ、ヤング率などを求めることができる。
Here, the mechanical properties of the cultured tissue, the three-dimensional structure, etc. of the present invention can be determined by measuring stress / strain properties in a mechanical test. Briefly, a load is applied to the sample, for example, 1ch is strain, 2ch is input to each AD converter (eg ELK-5000), stress and strain are measured, and tensile strength and contact coefficient (The hardness of the material) can be obtained.
Mechanical properties can also be determined by testing creep properties. The creep characteristic indentation test is a test for examining how the material expands with time under a certain load. For the indentation test of a minute material, a thin material, etc., an indenter having a radius of about 0.1 to 1 μm, for example, a triangular pyramid indenter is pushed into the test object. First, an indenter is pushed into the test piece to give a load. Then, when the test piece is pushed into the test piece by about several tens nm to several μm, the indenter is returned and unloaded. The hardness, Young's modulus, and the like can be obtained from the load load obtained from the load unloading curve obtained by such a test method and the behavior of the indentation depth.

本発明の三次元組織培養物が有する高い強度は、引張強度による数値を指標として評価することができる。この引張強度による数値は、手術手技のハンドリングの観点から、少なくとも0.1MPa又はそれ以上であることが好ましく、高いほどよい。この引張強度は、引張試験によって確認することができる。上記の強度は、以下の条件で測定されたものとして定義する。   The high strength of the three-dimensional tissue culture of the present invention can be evaluated using a numerical value based on tensile strength as an index. The numerical value based on the tensile strength is preferably at least 0.1 MPa or more from the viewpoint of handling of the surgical technique, and the higher the better. This tensile strength can be confirmed by a tensile test. The intensity is defined as measured under the following conditions.

引張試験は、37℃一定に保たれたPBS中で、各試料をアルミ合金(A6061)のクランプで挟み込み、幅が6mmになるよう両側を切りそろえる。PBSの温度は、バス底面に配置したシリコンラバーヒータ(一般用SR:スリーハイ社)と温度コントローラにより温度管理を行う。クランプの一方はアクチュエータ(LAH−46−3002−F−PA−B1−SP、ハーモニック・ドライブ・システムズ)に接続し、他方は荷重検出部と一体とする。荷重検出部は、表裏に2枚ずつ、ひずみゲージ(KGF−02−120−C1−23、共和電業)を貼ることにより微小加重も正確に検出できるようにする。試験中、各試料のひずみを非接触で測定するため、マーカーは、微小磁石(質量0.002g、寸法1×1×1mm)と発泡スチロールビーズ(φ2mm)を用いて作製し、各試料を上下から挟み込んだ。断面積は、マイクロスコープ(VHX−100、キーエンス)で測定した厚さと幅から算出した。プレロードとして2mN与え、その状態をひずみ0と定義し、引張速度0.05mm/sで試料が破断するまで引張加重を与える。   In the tensile test, each sample is sandwiched between aluminum alloy (A6061) clamps in PBS maintained at a constant temperature of 37 ° C., and both sides are trimmed to a width of 6 mm. The temperature of the PBS is controlled by a silicon rubber heater (general SR: Three High) arranged on the bottom of the bath and a temperature controller. One of the clamps is connected to an actuator (LAH-46-3002-F-PA-B1-SP, Harmonic Drive Systems), and the other is integrated with the load detector. A load detection part makes it possible to detect a micro load correctly also by sticking a strain gauge (KGF-02-120-C1-23, Kyowa Dengyo) two sheets on each side. In order to measure the strain of each sample in a non-contact manner during the test, the marker was prepared using a micro magnet (mass 0.002 g, dimensions 1 × 1 × 1 mm) and expanded polystyrene beads (φ2 mm). I caught it. The cross-sectional area was calculated from the thickness and width measured with a microscope (VHX-100, Keyence). 2 mN is applied as a preload, the state is defined as zero strain, and a tensile load is applied until the sample breaks at a tensile speed of 0.05 mm / s.

また、三次元組織培養物を特定方向に配向させた培養物とするため、また三次元組織培養物の強度を更に向上させるために、分離工程後の培養物は、浮遊培養工程において、特定方向に引き伸ばしながら培養することが好ましい。引き伸ばしの手段としては、何ら制約されるものではないが、単純にピンセットで引っ張る方法や、コンピュータ制御のアクチュエータにより繰り返し引張を与える方法等が挙げられる。培養物を配向させることによって線維性組織が配向して、培養物の剛性を高めることができる。   In addition, in order to obtain a culture in which the three-dimensional tissue culture is oriented in a specific direction, and to further improve the strength of the three-dimensional tissue culture, the culture after the separation process is performed in a specific direction in the suspension culture process. It is preferable to culture while stretching. The stretching means is not limited at all, but includes a method of simply pulling with tweezers, a method of repeatedly applying tension with a computer-controlled actuator, and the like. By orienting the culture, the fibrous tissue can be oriented and the rigidity of the culture can be increased.

培養物を配向させるための条件としては、細胞の種類、培養物の大きさ等によって異なるが、特定方向に引き伸ばしながら行うものであれば特に制限されない。例えば、幅6mm×厚さ0.1mmのサイズの培養物としたときに、引張強度の約5%前後の繰り返し応力を与える。   The conditions for orienting the culture are not particularly limited as long as they are performed while stretching in a specific direction, although they vary depending on the type of cells, the size of the culture, and the like. For example, when a culture having a size of width 6 mm × thickness 0.1 mm is applied, a repeated stress of about 5% of the tensile strength is applied.

引張負荷としては、細胞の種類、培養物の大きさ等によって異なるが、一般に、4〜8mNの動的負荷を1日1時間、合計3日間程度与える条件であることが好ましい。このような引張負荷は、培養液中で行うことが好ましい。
このような引張負荷を与えることによって、更に強度を高めることができる。
The tensile load varies depending on the cell type, the size of the culture, and the like, but in general, it is preferable that the dynamic load of 4 to 8 mN is applied for 1 hour per day for a total of about 3 days. Such a tensile load is preferably performed in a culture solution.
By applying such a tensile load, the strength can be further increased.

このように、本発明により得られた三次元組織培養物は、人工物を含まない、いわゆるスキャフォールトフリーの組織培養物であって、手術手技における操作で破損等することがなく、充分な操作性を確保できる強度を有するものである。   As described above, the three-dimensional tissue culture obtained by the present invention is a so-called scaffold-free tissue culture that does not contain an artifact, and is not damaged by an operation in a surgical procedure. It has the strength that can secure the properties.

以下に本発明の実施例について説明するが、これに限定されるものではない。また実施例中の%は、特に断らない限り、重量(質量)基準である。   Examples of the present invention will be described below, but the present invention is not limited thereto. Further,% in the examples is based on weight (mass) unless otherwise specified.

[実施例1]
(1)培養細胞の維持
患者に同意を得た上で採取されたヒト滑膜由来間質細胞を用いて三次元組織培養物を得るための細胞を調製した。
膝関節より滑膜細胞を採取し、コラゲナーゼ処理後、10%FBS(HyClone社製)−DMEM培地(GIBCO社製)にて培養を行った。すべての培地は、ペニシリン/ストレプトマイシンを1%含む。培養細胞の維持は、培養液(20ml)の約1/3量を7日ごとに交換することとし、継代を行う場合には、14日ごとに継代を行った。
[Example 1]
(1) Maintenance of cultured cells A cell for obtaining a three-dimensional tissue culture was prepared using human synovial stromal cells collected after obtaining consent from the patient.
Synovial cells were collected from the knee joint, treated with collagenase, and cultured in 10% FBS (HyClone) -DMEM medium (GIBCO). All media contains 1% penicillin / streptomycin. Cultured cells were maintained by replacing about 1/3 of the culture solution (20 ml) every 7 days, and when subcultured, the cells were subcultured every 14 days.

(2) 試験片の調製(試料A)
上記(1)で得られた初代細胞を、初期細胞密度4.0×10cells/cmの細胞密度となるように、DMEM培地(10%FBS、1%ペニシリン/ストレプトマイシン添加、0.2mMアスコルビン酸添加))に懸濁し、6ウェルプレート培養ディッシュ(BD FALCON)に播種して、5%CO、37℃の条件で培養を開始した。細胞は播種した後ほどなく、培養ディッシュの底面に付着した。
(2) Preparation of test piece (Sample A)
The primary cells obtained in (1) above were prepared so that the initial cell density was 4.0 × 10 5 cells / cm 2 , DMEM medium (10% FBS, 1% penicillin / streptomycin added, 0.2 mM) Suspended in ascorbic acid)), seeded in a 6-well plate culture dish (BD FALCON), and cultured under conditions of 5% CO 2 and 37 ° C. The cells attached to the bottom of the culture dish shortly after seeding.

培養35日目に、軽くピペッティングを行うことによって培養ディッシュの底面から培養物を剥離して、浮遊させた。その後、浮遊状態のまま更に7日間培養を継続させた。7日後に培養を終了して、培養物を培養液から取り出し、試料Aとした(図1参照)。試料Aの培養期間は、合計で42日間である。   On day 35 of culture, the culture was peeled off from the bottom of the culture dish by light pipetting and allowed to float. Thereafter, the culture was further continued for 7 days in a floating state. After 7 days, the culture was completed, and the culture was taken out of the culture solution and used as sample A (see FIG. 1). The culture period of sample A is 42 days in total.

(3)比較試験片の調製(試料B)
上記(1)で得られた初代細胞を、上記(2)と同様に培養液に懸濁して培養を開始した。培養42日目に、マイクロピペットの先端を用いて培養物を端から剥離することによって、培養物を培養ディッシュの底面から浮遊させ、浮遊状態のまま1時間維持して、自己収縮させた。自己収縮後に培養物を培養液から取り出し、試料Bとした。
(4)試験片の評価
上記で得られた試料A及びBの力学的特性を以下のようにして評価した。
(a)引張試験
各試料をステンレス製のクランプに挟み込み,幅が6mmになるよう両側を切断した。各試料のひずみを非接触で測定するため,マーカーは微小磁石(重量0.002g、寸法1×1×1mm)と発泡スチロールビーズ(φ2mm)を用いて製作し、各試料を上下から挟み込んだ。断面積はマイクロスコープ(VHX−100,キーエンス)で測定した厚さと幅から算出した。リニアアクチュエータ(LAH−46−3002−F−PA−V1−SP,ハーモニック・ドライブ・システムズ)によりプレロード2mNを与え、その状態をひずみ0と定義し、引張速度0.05mm/sで試料が破断するまで引張荷重を与えた。結果を表1に示す。
(3) Preparation of comparative test piece (Sample B)
The primary cells obtained in the above (1) were suspended in a culture solution in the same manner as in the above (2), and the culture was started. On the 42nd day of culture, the culture was detached from the bottom using the tip of a micropipette, so that the culture was suspended from the bottom of the culture dish and maintained in the suspended state for 1 hour to self-contract. After self-contraction, the culture was removed from the culture medium and used as sample B.
(4) Evaluation of test piece The mechanical characteristics of the samples A and B obtained above were evaluated as follows.
(A) Tensile test Each sample was sandwiched between stainless steel clamps, and both sides were cut to a width of 6 mm. In order to measure the strain of each sample in a non-contact manner, the marker was manufactured using a micro magnet (weight 0.002 g, dimensions 1 × 1 × 1 mm) and polystyrene foam beads (φ2 mm), and each sample was sandwiched from above and below. The cross-sectional area was calculated from the thickness and width measured with a microscope (VHX-100, Keyence). A preload of 2 mN is applied by a linear actuator (LAH-46-3002-F-PA-V1-SP, Harmonic Drive Systems), the state is defined as zero strain, and the sample breaks at a tensile speed of 0.05 mm / s. A tensile load was applied. The results are shown in Table 1.

(b)ひずみ測定
ひずみは、各試料に付けたマーカーを画像センサー(CV−750,キーエンス)により、非接触で測定した。また、試験環境を生体に模擬するため、シャーレ及びシリコンラバーヒーター(一般用SR,スリーハイ)と温度コントローラー(ON−DO産業)を用いて、PBSを37℃一定に保つ仕組みとした。
チャック上端部に貼られたゲージの荷重出力を試験片の初期断面積で除し公称応力を求めた。接線係数や引張強度の検定はt検定で行い、ともに有意水準を5%とした。結果を表1に示す。
また、組織の剛性を求めるために,応力−ひずみ線図のひずみ5%〜10%における傾きを接線係数として求め比較した。応力−ひずみ曲線を図2に示す。図2において、白四角は浮遊培養を行った試料Aを表し、黒丸は浮遊培養を行わなかった試料Bを表す。
(B) Strain measurement Strain was measured in a non-contact manner by using an image sensor (CV-750, Keyence) with a marker attached to each sample. In addition, in order to simulate the test environment in a living body, a mechanism of keeping the PBS constant at 37 ° C. using a petri dish and a silicon rubber heater (general SR, Three High) and a temperature controller (ON-DO industry) was adopted.
The nominal stress was obtained by dividing the load output of the gauge attached to the upper end of the chuck by the initial cross-sectional area of the test piece. The tangential coefficient and tensile strength were tested by t-test, and the significance level was 5% for both. The results are shown in Table 1.
Moreover, in order to obtain | require the rigidity of a structure | tissue, the inclination in the distortion 5%-10% of a stress-strain diagram was calculated | required and compared as a tangent coefficient. A stress-strain curve is shown in FIG. In FIG. 2, white squares represent Sample A that has been subjected to suspension culture, and black circles represent Sample B that has not been subjected to suspension culture.

(c)厚み測定
各試料をスライドガラスに広げてカバーガラスで挟み、デジタルマイクロスコープを用いて、スライドガラスとカバーガラス間距離を5カ所測定し、測定した値の平均を、各試料の厚みとした。結果を表1に示す。
(C) Thickness measurement Each sample was spread on a slide glass and sandwiched between cover glasses. Using a digital microscope, the distance between the slide glass and the cover glass was measured at five locations, and the average of the measured values was calculated as the thickness of each sample. did. The results are shown in Table 1.

表1及び図2に示されるように、全体の培養期間としてはほぼ同一であるにもかかわらず、ディッシュから剥離後7日間にわたり浮遊培養を行った試料Aは、このような浮遊培養を行わなかった試料Bと比較して、厚さと剛性には有意差が見られないものの、引張強度では66.5%増大した(P<0.05)。このことから、剥離後、7日間にわたって浮遊培養を行うという簡便な方法で、厚みを増やすだけでなく容易に培養物の強度を高めることができた。   As shown in Table 1 and FIG. 2, the sample A, which was subjected to suspension culture for 7 days after detachment from the dish, was not subjected to such suspension culture, although the entire culture period was almost the same. Compared with Sample B, although there was no significant difference in thickness and rigidity, the tensile strength increased by 66.5% (P <0.05). From this, it was possible not only to increase the thickness but also to easily increase the strength of the culture by a simple method of carrying out suspension culture for 7 days after peeling.

[実施例2]
<浮遊培養期間による影響>
実施例1と同様に培養35日目に浮遊させた後、浮遊培養を1日間、3日間、7日間行った試料C、D、E(それぞれn=5)を調製した。試料C、D、Eについて実施例1と同様に強度を測定した。結果を表2に示す。
表2に示されるように、浮遊培養を3日間行った試料Dの強度上昇がより良好であることがわかった。これに対して浮遊培養1日の試料Cでは、強度が0.1MPa以下であった。この試料Cの強度では、手術手技での取り扱いに不充分である。
[Example 2]
<Effect of suspension culture period>
Samples C, D, and E (n = 5, respectively) were prepared after suspension on the 35th day of culture in the same manner as in Example 1, followed by suspension culture for 1 day, 3 days, and 7 days. The strength of samples C, D, and E was measured in the same manner as in Example 1. The results are shown in Table 2.
As shown in Table 2, it was found that the increase in strength of Sample D that had been subjected to suspension culture for 3 days was better. On the other hand, the strength of Sample C on the first day of suspension culture was 0.1 MPa or less. The strength of this sample C is insufficient for handling in a surgical procedure.

[実施例3]
<浮遊培養期間における負荷培養の影響>
実施例1と同様に培養35日目に浮遊させた試料F及び試料G(それぞれn=5)を、幅8mmの形状に整えた後、試料Gに対してのみ引張負荷を与えながら培養した以外は実施例1と同様にして、3日間の浮遊培養を行った。荷重の負荷は以下のとおりとした。即ち、試料Gの長手方向両端部を、試験機のチャック部に把持させた状態で培地(実施例1で使用されたものと同一)中に配置し、4mNから8mNの間で動的に荷重を変化させながら1日1時間、合計3日間培養した。
荷重下培養を行った後は、実施例1と同様にして引張強度を測定した。結果を表3に示す。表3に示されるように、荷重下培養を行っていない試料Fと比較すると、荷重下培養を行った試料Gでは、厚みにはほとんど差がない一方で、強度が1.6倍に上昇した(P<0.05)。従って、培養細胞の強度は、浮遊培養を行うことによって約2倍上昇し、荷重下培養を行うことによって更に強度を上昇させることができる。
[Example 3]
<Influence of load culture during suspension culture>
Sample F and sample G (n = 5, respectively) suspended on the 35th day of culture as in Example 1 were adjusted to a shape with a width of 8 mm, and then cultured while applying a tensile load only to sample G Was carried out in the same manner as in Example 1 for 3 days of suspension culture. The load was as follows. That is, both ends in the longitudinal direction of the sample G are placed in a culture medium (same as that used in Example 1) while being gripped by the chuck of the testing machine, and dynamically loaded between 4 mN and 8 mN. The cells were cultured for 1 hour per day for a total of 3 days.
After culturing under load, the tensile strength was measured in the same manner as in Example 1. The results are shown in Table 3. As shown in Table 3, when compared with Sample F that was not cultured under load, Sample G that was cultured under load had almost no difference in thickness but increased in strength by 1.6 times. (P <0.05). Therefore, the strength of the cultured cells is increased about twice by performing floating culture, and the strength can be further increased by performing culture under load.

このことから、本発明によれば、三次元組織培養物の強度を簡便に高めることができる。強度が高められた三次元組織培養物は、手術手技のハンドリングにおいて有用である。   From this, according to this invention, the intensity | strength of a three-dimensional tissue culture can be raised easily. A three-dimensional tissue culture with increased strength is useful in handling surgical procedures.

本発明の実施例にかかる試料Aの調製を模式的に示した図である。It is the figure which showed typically preparation of the sample A concerning the Example of this invention. 本発明の実施例1で得られた各試料の応力−ひずみ曲線である。It is a stress-strain curve of each sample obtained in Example 1 of this invention.

Claims (8)

培養液中で、幹細胞及び細胞外基質を含む三次元組織培養物を製造する製造方法であって、
培養器に幹細胞を播種する播種工程と、
播種後の幹細胞を培養して前記培養器の面に付着させると共に、前記幹細胞から細胞外基質を産生させて培養液中に三次元の培養物を形成する付着培養工程と、
所定期間後に、培養器の面から前記培養物を分離する分離工程と、
前記分離させた状態で少なくとも3日以上浮遊培養する浮遊培養工程と、
を含む三次元組織培養物の製造方法。
A production method for producing a three-dimensional tissue culture containing stem cells and extracellular matrix in a culture solution,
A seeding process for seeding stem cells in an incubator;
An adhesion culture step of culturing the stem cells after seeding and attaching them to the surface of the incubator, producing an extracellular matrix from the stem cells, and forming a three-dimensional culture in the culture solution;
A separation step of separating the culture from the surface of the incubator after a predetermined period;
A suspension culture step of suspension culture for at least 3 days in the separated state;
A method for producing a three-dimensional tissue culture comprising:
前記幹細胞が、4継代以上7継代以下の培養細胞である請求項1に記載の製造方法。   The production method according to claim 1, wherein the stem cell is a cultured cell of passage 4 to passage 7. 前記幹細胞が、間葉系幹細胞である請求項1又は2記載の製造方法。   The production method according to claim 1 or 2, wherein the stem cells are mesenchymal stem cells. 前記浮遊培養工程が、3日以上7日以下である請求項1〜請求項3のいずれか1項記載の製造方法。   The production method according to any one of claims 1 to 3, wherein the suspension culture step is 3 days or more and 7 days or less. 前記幹細胞を、細胞外基質産生促進因子の存在下で培養する請求項1〜請求項4のいずれか1項記載の製造方法。   The manufacturing method according to any one of claims 1 to 4, wherein the stem cells are cultured in the presence of an extracellular matrix production promoting factor. 前記細胞外基質産生促進因子が、アスコルビン酸、アスコルビン酸誘導体、TGFβ1及びTGFβ3からなる群より選択される少なくとも1種である請求項5記載の製造方法。   6. The production method according to claim 5, wherein the extracellular matrix production promoting factor is at least one selected from the group consisting of ascorbic acid, ascorbic acid derivatives, TGFβ1 and TGFβ3. 細胞外基質が、コラーゲンI、コラーゲンIII、ビトロネクチン及びフィブロネクチンからなる群より選択される少なくとも1種である請求項1〜請求項6のいずれか1項記載の製造方法。   The production method according to any one of claims 1 to 6, wherein the extracellular matrix is at least one selected from the group consisting of collagen I, collagen III, vitronectin and fibronectin. 前記浮遊培養工程によって得られた三次元組織培養物の引張強度が少なくとも0.1MPa以上である請求項1〜請求項7のいずれか1項記載の製造方法。   The manufacturing method according to any one of claims 1 to 7, wherein a tensile strength of the three-dimensional tissue culture obtained by the suspension culture step is at least 0.1 MPa or more.
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