JP2007054073A - Nkt cell deficient animal and nkt cell animal - Google Patents
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Abstract
Description
本発明は、NKT細胞欠損非ヒト動物及び成熟リンパ球としてVα14陽性NKT細胞のみを有する非ヒト動物(以下、「NKT細胞非ヒト動物」という)に関する。本発明の動物は、NKT細胞の機能及び分化のメカニズムを明らかにするだけでなく、NKT細胞の作用に関連して生じる疾患の解明、その治療方法等の研究のための実験動物として極めて有用である。 The present invention relates to an NKT cell-deficient non-human animal and a non-human animal having only Vα14-positive NKT cells as mature lymphocytes (hereinafter referred to as “NKT cell non-human animal”). The animal of the present invention is extremely useful as an experimental animal not only for clarifying the function and differentiation mechanism of NKT cells, but also for elucidating diseases caused by the action of NKT cells and for researching their treatment methods. is there.
NK1.1抗原は従来、ナチュラルキラー細胞(以下、「NK細胞」という)に特異的なマーカーであると考えられてきたが、T細胞の中にもNK1.1抗原を発現している細胞、すなわち、NK1.1陽性αβT細胞(以下、「NKT細胞」という)が存在することが明らかになってきた。このNKT細胞は、T細胞レセプター(TCR)とNKレセプターの2つの抗原レセプターを有するユニークなリンパ球サブセットである。NKT細胞は通常のT細胞やNK細胞とは異なるレパトアを発現している。例えば、β鎖については、NKT細胞の90%以上は、主にVβ8.2、他にVβ7やVβ2という限られたレパトアを発現し、α鎖については主として均一なVα14Jα281を発現しているが、Vα14を細胞表面に発現しないNKT細胞も存在する。
以下、本明細書においては、Vα14TCRを発現するVα14陽性NKT細胞に限って、本発明を説明することとし、特に断らない限り、NKT細胞とは、Vα14陽性NKT細胞をいうものとする。
Vα14陽性NKT細胞は、胸腺外組織において分化増殖し、均一なTCRα鎖(Vα14)と限られたTCRβ鎖(主にVβ8.2)を発現している。この均一なTCRα鎖は、TCR遺伝子の再構成の際に、V及びJ遺伝子群からVα14遺伝子とJα281遺伝子とが選ばれ、ゲノム上で再構成された結果として作成される。
Hereinafter, in the present specification, the present invention is described only for Vα14-positive NKT cells that express Vα14TCR, and unless otherwise specified, NKT cells refer to Vα14-positive NKT cells.
Vα14-positive NKT cells differentiate and proliferate in extrathymic tissues and express a uniform TCRα chain (Vα14) and a limited TCRβ chain (mainly Vβ8.2). This uniform TCRα chain is created as a result of the Vα14 gene and the Jα281 gene being selected from the V and J gene groups upon reconstitution of the TCR gene and reconstitution on the genome.
NKT細胞は、Fas−Fasリガンド依存性とパーフォリン依存性の細胞傷害能と各種リンフォカイン(例えば、IL−4、γ−IFN、IL−2)産生能を有することから、免疫統御細胞として様々な免疫反応に関与していると考えられている。特に、NKT細胞は、パーフォリンを介すると思われる抗腫瘍細胞傷害活性を示すこと、TCR刺激に対して非常に強くIL−4やIFN−γを産生することなどが報告されている(Yoshimoto T and Paul.W.E.CD4pos,NK1.1posT cells promptly produce interleukin 4 in response to in vivo challenge with anti−CD3.J Exp Med 179:1285,1994、Arase H,Arase N and Saito T.Interferonγ production by natural killer (NK)cells and NK1.1+Tcells upon NKR−P1 crosslinking.J Exp Med 183:2391,1996)。さらに、Vα14陽性NKT細胞の減少が自己免疫病の発症に強い相関があると考えられている。したがって、NKT細胞の機能や分化のメカニズムを解明することは自己免疫疾患やアレルギー疾患の発症機構、移植骨髄拒絶、腫瘍免疫の解明に大きく貢献することが期待される。
しかしながら、従来のNKT細胞の研究においては、NKT細胞株は存在せず、Bendelacらによって作られたハイブリドーマ細胞はVα14TCRの発現が確認できないため、個体から単離したNKT細胞を用いる以外NKT細胞の機能解析ができない状況であった。しかし、動物の末梢リンパ組織におけるNKT細胞の数がわずかであったため、NKT細胞の豊富な系の開発が強く求められていた。
様々な免疫反応に関与するNKT細胞の機能はin vivoで調べることが望ましい。生体内では、T細胞、B細胞、NK細胞等、NKT細胞以外のリンパ球も相互に複雑に関与しながら作用を及ぼすので、NKT細胞が有する機能を他のリンパ球の要因から切り離して、精密かつ明確に解析するためには、T細胞、B細胞、NK細胞等の他の成熟リンパ球を産生するがNKT細胞のみを産生しない動物(NKT細胞欠損動物)とともに、T細胞、B細胞、NK細胞等の他の成熟リンパ球を産生せずNKT細胞のみを産生する動物(NKT細胞動物)が、強く望まれていた。しかしながら、現在のところこのような遺伝的に安定で、かつ系統的な変異動物は知られていない。
NKT cells have Fas-Fas ligand-dependent and perforin-dependent cytotoxicity and various lymphokines (for example, IL-4, γ-IFN, IL-2) production ability. It is thought to be involved in the reaction. In particular, NKT cells have been reported to exhibit antitumor cytotoxic activity that seems to be mediated by perforin, and to produce IL-4 and IFN-γ very strongly against TCR stimulation (Yoshimoto T and Paul.W.E.CD4 pos , NK1.1 pos T cells promptly
However, in conventional NKT cell research, there is no NKT cell line, and hybridoma cells produced by Bendelac et al. Cannot confirm the expression of Vα14TCR. Therefore, NKT cell functions other than using NKT cells isolated from individuals. It was a situation that could not be analyzed. However, since the number of NKT cells in the peripheral lymphoid tissues of animals is small, development of a system rich in NKT cells has been strongly demanded.
It is desirable to examine the functions of NKT cells involved in various immune responses in vivo. In vivo, lymphocytes other than NKT cells, such as T cells, B cells, and NK cells, act in a complex manner, so that the functions of NKT cells are separated from other lymphocyte factors. In order to analyze clearly, animals that produce other mature lymphocytes such as T cells, B cells, NK cells, but not NKT cells (NKT cell-deficient animals), T cells, B cells, NK An animal (NKT cell animal) that produces only NKT cells without producing other mature lymphocytes such as cells has been strongly desired. However, at present, such genetically stable and systematic mutant animals are not known.
上記の課題を解決すべく、本発明者は、鋭意研究を重ねた結果、リンパ球系前駆細胞からVα14陽性NKT細胞への分化の決定にVα14遺伝子及びVβ8.2遺伝子が重要な関与をしていること、特にNKT細胞の分化にVα14TCRが必要であること及びNK細胞とNKT細胞の共通の前駆細胞からNKT細胞への優先的な分化の決定にVβ8.2TCRが関与していることを見出し、本発明のNKT細胞欠損動物及びNKT細胞動物を発明するに至った。
本発明は、NKT細胞が欠損した非ヒト動物、成熟リンパ球としてVα14陽性NKT細胞のみを有する非ヒト動物(免疫不全を有する非ヒト動物であって、Vα14とVβ8.2とが発現するトランスジェニック動物であることを特徴とする動物)等を提供する。
In order to solve the above-mentioned problems, the present inventor has conducted extensive research, and as a result, the Vα14 gene and the Vβ8.2 gene are involved in the determination of differentiation from lymphocyte progenitor cells to Vα14-positive NKT cells. And that Vα14TCR is required for differentiation of NKT cells, and that Vβ8.2 TCR is involved in the determination of preferential differentiation from common progenitor cells of NK cells and NKT cells to NKT cells, The inventors have invented the NKT cell-deficient animal and NKT cell animal of the present invention.
The present invention relates to a non-human animal deficient in NKT cells, a non-human animal having only Vα14-positive NKT cells as mature lymphocytes (a non-human animal having immunodeficiency, in which Vα14 and Vβ8.2 are expressed). An animal characterized by being an animal).
本発明において、「NKT細胞が欠損した動物」又は「NKT細胞欠損動物」とは、NKT細胞を産生しない動物をいう。NKT細胞の欠損は、Vα14Jα281α鎖の欠損により生じていることが好ましい。
本発明において、「Vα14Jα281α鎖」とは、再構成TCR遺伝子Vα14Jα281によって発現されるTCRα鎖をいう。
均一なVα14Jα281α鎖の欠損は、上記再構成TCR遺伝子を構成する、Vα14遺伝子及びJα281遺伝子の少なくとも1つを欠損させることによって生じる。Vα14遺伝子はゲノムDNA上に離れて2個存在するのに対し、Jα281遺伝子はゲノムDNA上に1個のみ存在するのでJα281遺伝子の欠損の方が容易に起こすことができるという観点から、ゲノム上1コピーのJα281遺伝子を欠損させることが好ましい。
Jα281遺伝子を欠損させるためには、Jα281遺伝子の一部分に欠失を生じさせるか、若しくは点変異を導入してもよく、又は他の遺伝子を挿入してもよい。
挿入する他の遺伝子としては、遺伝子を挿入された細胞のポジティブ選別に用いるマーカー遺伝子、例えばネオマイシン(neo)耐性遺伝子が好ましい。このネオマイシン耐性遺伝子は、ネオマイシン類似体であるG418を用いることにより目的遺伝子の選別を可能にする。また、目的遺伝子を選別除去するためにネガティブ選別に用いるマーカー遺伝子を上記ポジティブ選別用マーカー遺伝子とともに用いることもできる。
遺伝子の機能欠損とともにポジティブ選別の目的で用いられるマーカー遺伝子の挿入場所は特に限定されないが、通常エキソンに欠損が生じるように挿入する。
In the present invention, “an animal deficient in NKT cells” or “an animal deficient in NKT cells” refers to an animal that does not produce NKT cells. It is preferable that the defect of the NKT cell is caused by the defect of the Vα14Jα281α chain.
In the present invention, the “Vα14Jα281α chain” refers to a TCRα chain expressed by the rearranged TCR gene Vα14Jα281.
The uniform deletion of the Vα14Jα281α chain is caused by deletion of at least one of the Vα14 gene and the Jα281 gene constituting the reconstituted TCR gene. Two Vα14 genes are present apart from each other on the genomic DNA, whereas only one Jα281 gene is present on the genomic DNA, so that deletion of the Jα281 gene can be caused more easily. It is preferred to delete the copy of the Jα281 gene.
In order to delete the Jα281 gene, a deletion may be caused in a part of the Jα281 gene, a point mutation may be introduced, or another gene may be inserted.
As another gene to be inserted, a marker gene used for positive selection of cells into which the gene has been inserted, such as a neomycin (neo) resistance gene, is preferable. This neomycin resistance gene enables selection of a target gene by using G418, which is a neomycin analog. In addition, a marker gene used for negative selection in order to select and remove a target gene can be used together with the positive selection marker gene.
Although the insertion location of the marker gene used for the purpose of positive selection along with the functional defect of the gene is not particularly limited, it is usually inserted so that the exon is defective.
本発明でいう、「成熟リンパ球としてVα14陽性NKT細胞のみを有する動物」とは、成熟リンパ球として、B細胞、T細胞及びNK細胞を有さず、Vα14陽性NKT細胞のみを有する動物をいう。このような動物は、免疫不全を有する動物、例えば、RAG−1欠損、RAG−2欠損、SCID動物にトランスジェニックVβ8.2遺伝子とトランスジェニックVα14遺伝子とを発現させたトランスジェニック動物として作成することができる。
本明細書において、「Vα14tg」とは、トランスジェニックVα14遺伝子を発現させたことを表わし、「Vβ8.2tg」は、トランスジェニックVβ8.2遺伝子を発現させたことを表わす。
「免疫不全」とは、本明細書においては、B細胞及びT細胞の全部、又は、T細胞のみを欠く表現型をいう。例えば、マウスを例にとれば、SCIDマウス、RAG−1欠損(RAG−1−/−)マウス、RAG−2欠損(RAG−2−/−)マウス、TCRα欠損(TCRα−/−)等が挙げられる。
SCIDマウスは、成熟T細胞及びB細胞を欠く重症複合免疫不全症マウスである。このマウスは、16番染色体上に存在する、TCR遺伝子および免疫グロブリン遺伝子(B細胞レセプター遺伝子)のVDJ再構成に関与するSCID遺伝子の欠損により生じる。
RAG−1−/−マウス及びRAG−2−/−マウスは、成熟B細胞およびT細胞を欠くマウスである。これらのマウスは、マウス2番染色体上に存在する、T細胞レセプター(TCR)及びB細胞レセプター遺伝子のV(D)J再構成を誘導するRAG−1遺伝子及びRAG−2遺伝子の欠損により生じる。
TCRα−/−マウスは成熟T細胞のみを欠く免疫不全マウスである。このマウスはマウス14染色体上に存在するTCRα鎖定常部遺伝子の欠損により生じる。
TCR遺伝子は、遺伝子再構成によって特定のTCR蛋白をコードするが、この時、通常、対立遺伝子排除(allelic exclusion)という現象が生じている。TCRβ鎖遺伝子については、トランスジェニックVβ8.2遺伝子が存在していれば、それは内在性TCRが遺伝子再構成を起こす前に既に再構成が完了している遺伝子なので、対立遺伝子排除が働いて内在性TCRβ鎖遺伝子再構成は抑制されてしまう。しかし、TCRα鎖遺伝子については、トランスジェニックVα14遺伝子が存在していても、対立遺伝子排除が不完全であるため、内在性のTCRα鎖遺伝子が再構成を起こして発現されてしまう。このような内在性TCRα鎖遺伝子の影響を除くために、上述のような免疫不全を有する動物のトランスジェニック体を作成する。
本発明でいう「非ヒト動物」とはヒトを除く全ての動物をいい、好ましくは哺乳動物、より好ましくは齧歯動物、さらに好ましくはマウスである。
以下マウスを例にして本発明を説明するが、本発明は何らこの例によって限定されない。
As used herein, “an animal having only Vα14-positive NKT cells as mature lymphocytes” refers to an animal having only Bα14-positive NKT cells as mature lymphocytes without B cells, T cells and NK cells. . Such an animal should be prepared as an animal having an immunodeficiency, for example, a transgenic animal in which a transgenic Vβ8.2 gene and a transgenic Vα14 gene are expressed in a RAG-1 deficient, RAG-2 deficient, or SCID animal. Can do.
In the present specification, “Vα14tg” represents that a transgenic Vα14 gene was expressed, and “Vβ8.2tg” represents that a transgenic Vβ8.2 gene was expressed.
“Immunodeficiency” as used herein refers to a phenotype that lacks all or only B cells and T cells. For example, taking mice as examples, SCID mice, RAG-1 deficient (RAG-1 − / − ) mice, RAG-2 deficient (RAG-2 − / − ) mice, TCRα deficient (TCRα − / − ), etc. Can be mentioned.
SCID mice are severe combined immunodeficiency mice that lack mature T cells and B cells. This mouse is caused by a deletion of the SCID gene involved in VDJ rearrangement of the TCR gene and immunoglobulin gene (B cell receptor gene) present on chromosome 16.
RAG-1 − / − mice and RAG-2 − / − mice are mice that lack mature B cells and T cells. These mice are caused by the deletion of the RAG-1 and RAG-2 genes that induce V (D) J rearrangement of the T cell receptor (TCR) and B cell receptor genes present on
TCRα − / − mice are immunodeficient mice that lack only mature T cells. This mouse is caused by a defect in the TCR α chain constant region gene present on the
The TCR gene encodes a specific TCR protein by gene rearrangement. At this time, a phenomenon called allelic exclusion usually occurs. For the TCR β chain gene, if a transgenic Vβ 8.2 gene is present, it is a gene that has already been reconstituted before the endogenous TCR undergoes gene reconstitution, so allelic exclusion works and endogenous TCR β chain gene rearrangement is suppressed. However, regarding the TCRα chain gene, even if the transgenic Vα14 gene is present, the allele exclusion is incomplete, so that the endogenous TCRα chain gene is rearranged and expressed. In order to eliminate the influence of such an endogenous TCR α chain gene, a transgenic body of an animal having an immunodeficiency as described above is prepared.
The term “non-human animal” as used in the present invention refers to all animals except humans, preferably mammals, more preferably rodents, and more preferably mice.
Hereinafter, the present invention will be described using a mouse as an example, but the present invention is not limited to this example.
以下、実施例により本発明をより詳細に説明する。
例1 NKT細胞マウスの作成
(A) NKT細胞の分化に必要な遺伝子の解明
NKT細胞は、均一なTCRα鎖(Vα14Jα281)と限られたβ鎖(主にVβ8.2)を発現していることから、NKT細胞の分化におけるこれらのTCRの役割について、各種のTCRトランスジェニック(tg)マウスを用いて検討した。
(方法)TCRαtg(Vα14、Vα1、Vα11)マウスおよびこれらのマウスとTCRα欠損(TCRα−/−マウス(Mombaerts,P.,Clarke,A.R.,Rudnicki,M.A.,Iacomini,J.,Itohara,S.,Lafaille,J.J.,Wang,L.,Ichikawa,Y.,Jaenisch,R.,Hopper,M.L. & Tonegawa,S.(1992)Nature(London)360,225−231)とかけあわせたマウス(TCRα−/−/Vα14、TCRα−/−/Vα1)、TCRβtg(Vβ8.2、Vβ3)マウスおよびTCRαβtg(Vα14/Vβ8.2、Vα11/Vβ3)マウスにおけるNKT細胞の発現をFACSおよびRNaseプロテクション解析により測定した。
上記Vα14tgマウスについては、以下の方法によって作成した。
KLH−特異的抑制T細胞ハイブリドーマ34S−281のcDNAライブラリーよりクローン化したT細胞レセプターVα14Jα281Cα cDNA(pTsα104/46)1.0kbを、4.3kbのヒトβ−アクチンプロモーター(Leavitt,J.,Gunning,P.,Porreca,P.,Ng,S.−Y.,Lin,C.−S. & Kedes,L.(1984)Mol.Cell.Biol.4,1961−1969)をもつpHβAPr−3−neoのSalI制限酵素部位に導入し、発現ベクターであるpHβAPr−Tsα2−neoを作成した(図1)。このpHβAPr−Tsα2−neoから得られる11.0kbのBglII/PvuI断片をC57BL/6マウス由来の受精卵にマイクロインジェクションし、仮親の卵管にもどした。生まれたマウスの尾よりDNAを抽出し、サザンプロット解析にてVα14TCR遺伝子のインテグレーションを確認し、Vα14TCR遺伝子トランスジェニックマウス(Vα14tgマウス)を作成した。
(結果)
Vα14tg、Vβ8.2tgおよびVα14/Vβ8.2tgについてのみNKT細胞が出現し、他のtgでは認められなかった。
Vβ8.2tgにおいて、NK細胞が消失し、すべてがNK1.1+Vβ8.2T細胞へ分化したことにより、共通の前駆細胞からNK細胞とNKT細胞への分化の決定におけるVβ8.2TCRの重要性が明らかとなった。
TCRα−/−/Vα14tgにおいて、通常のT細胞が出現せずすべてがNK1.1+Vα14+T細胞になったことにより、NKT細胞の分化における、Vα14TCRの必要性が確認された。
以上のことより、NKT細胞のみを分化させるためには、Vα14遺伝子とVβ8.2遺伝子との組み合わせが必要であると考えられた。
Hereinafter, the present invention will be described in more detail with reference to examples.
Example 1 Creation of NKT cell mouse (A) Elucidation of genes necessary for differentiation of NKT cells NKT cells express a uniform TCR α chain (Vα14Jα281) and a limited β chain (mainly Vβ8.2). Thus, the role of these TCRs in the differentiation of NKT cells was examined using various TCR transgenic (tg) mice.
(Method) TCRαtg (Vα14, Vα1, Vα11) mice and these mice and TCRα-deficient (TCRα − / − mice (Mobaerts, P., Clarke, AR, Rudnicki, MA, Iacomini, J., Itohara, S., Lafile, JJ, Wang, L., Ichikawa, Y., Jaenisch, R., Hopper, ML & Tonegawa, S. (1992) Nature (London) 360, 225-231. ) Expression of NKT cells in mice (TCRα − / − / Vα14, TCRα − / − / Vα1), TCRβtg (Vβ8.2, Vβ3) mice and TCRαβtg (Vα14 / Vβ8.2, Vα11 / Vβ3) mice FACS and RNase It was measured by Tekushon analysis.
The Vα14tg mouse was prepared by the following method.
The T cell receptor Vα14Jα281Cα cDNA (pTsα104 / 46) 1.0 kb cloned from the KLH-specific suppressor T cell hybridoma 34S-281 cDNA library was replaced with a 4.3 kb human β-actin promoter (Leavitt, J., Gunning). , P., Porreca, P., Ng, S.-Y., Lin, C.-S. & Kedes, L. (1984) Mol. Cell. Biol., 1961-1969). The expression vector pHβAPr-Tsα2-neo was prepared by introducing it into the SalI restriction enzyme site of neo (FIG. 1). The 11.0 kb BglII / PvuI fragment obtained from this pHβAPr-Tsα2-neo was microinjected into fertilized eggs derived from C57BL / 6 mice and returned to the foster tube of the foster parent. DNA was extracted from the tail of the born mouse, the integration of the Vα14TCR gene was confirmed by Southern plot analysis, and a Vα14TCR gene transgenic mouse (Vα14tg mouse) was prepared.
(result)
NKT cells appeared only for Vα14tg, Vβ8.2tg, and Vα14 / Vβ8.2tg, but not for other tg.
In Vβ8.2tg, NK cells disappeared and all differentiated into NK1.1 + Vβ8.2T cells, indicating the importance of Vβ8.2TCR in determining differentiation from common progenitor cells to NK cells and NKT cells. It became clear.
In TCRα − / − / Vα14tg, normal T cells did not appear and all became NK1.1 + Vα14 + T cells, confirming the necessity of Vα14 TCR in differentiation of NKT cells.
From the above, it was considered that a combination of Vα14 gene and Vβ8.2 gene is necessary to differentiate only NKT cells.
(B)
(1) 上記(A)の方法に従って得られたVα14tgマウスをRAG−1遺伝子ノックアウトマウス(RAG−1−/−マウス)(Dr.Mombaetsより供与、Monbaets P,Iacomini J,Johnson RS,et al.RAG−1 deficient,mice have no mature B and T−lymphocytes,Cell 68:869,1992)と交配した。図2は、RAG−1−/−マウスを作製するためにRAG−1遺伝子を欠失させるための手法を示す。まず、RAG−1遺伝子の中にneo遺伝子を挿入することによって、図2(1)のようなRAG−1遺伝子を破壊したノックアウトコンストラクトを作製した。このノックアウトコンストラクトを、図2(2)の制限酵素地図で表されるRAG−1遺伝子含有ゲノムを有する129SVマウス由来のES細胞に注入して、ノックアウトコンストラクトと129SVマウスゲノムとの間で、図2(1)と(2)のXの部位で調製組み換えを起こさせた。この相同組み換えの結果として、図2(3)に示すように、ES細胞のRAG−1遺伝子が欠失されたことになり、RAG−1欠失対立遺伝子が形成された。このような手法によって得られる(RAG−1+/−XVα14tg)F1マウス同士を交配して得られた仔マウスについて耳DNAを調製し、PCR法にてRAG−1−/−/Vα14tgマウスを選択した。
(2) 一方、Vβ8.2TCR遺伝子トランスジェニックマウス(Vβ8.2tgマウス)を作るためのコンストラクトを図3に示す。コスミドベクターpTCFを用いて、BALB/cマウスからコスミドライブラリーを作製した。再構成されたVβ8.2DβJβ2.4遺伝子をもつ長さ35kbのゲノムDNAコンストラクトを、Vβ8.2tgマウスを作るためのコンストラクトとして用いた。再構成されたVβ8.2DβJβおよびCβ部分は図3中に拡大して示す。このVβ8.2tgマウス(Dr.Boehmerより供与、Uematsu Y,Ryser S,Dembic Z,et al.In transgenic mice the introduced functional T cell receptor β gene prevents expression of endogenous β genes.Cell 52:831,1988)についてもRAG−1−/−マウスと交配し、上記と同様にして、RAG−1−/−/Vβ8.2tgマウスを作成した。
(3) 上記で得られたRAG−1−/−/Vα14tgマウスとRAG−1−/−/Vβ8.2tgマウスとを交配し、得られたマウスについて耳DNAを調製し、PCR法にてRAG−1遺伝子の欠失とVβ8.2tg/Vα14tgの共発現を確認し、RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスを選択した。上記各PCRに用いたプライマーを示す。
(1) Vα14tg mice obtained according to the above method (A) were RAG-1 gene knockout mice (RAG-1 − / − mice) (provided by Dr. Mombaets, Monbaets P, Iacomini J, Johnson RS, et al. RAG-1 delicate, rice have nomature B and T-lymphocytos, Cell 68: 869, 1992). FIG. 2 shows a technique for deleting the RAG-1 gene in order to generate RAG-1 − / − mice. First, a knockout construct in which the RAG-1 gene was disrupted as shown in FIG. 2 (1) was prepared by inserting the neo gene into the RAG-1 gene. This knockout construct was injected into ES cells derived from a 129SV mouse having a RAG-1 gene-containing genome represented by the restriction enzyme map of FIG. 2 (2), and between the knockout construct and the 129SV mouse genome, FIG. Preparative recombination was caused at the X site in (1) and (2). As a result of this homologous recombination, as shown in FIG. 2 (3), the RAG-1 gene of ES cells was deleted, and a RAG-1 deletion allele was formed. Ear DNA is prepared from a pup mouse obtained by mating (RAG-1 +/- XVα14tg) F1 mice obtained by such a method, and RAG-1 − / − / Vα14tg mouse is selected by PCR method did.
(2) On the other hand, FIG. 3 shows a construct for producing a Vβ8.2 TCR gene transgenic mouse (Vβ8.2tg mouse). A cosmid library was prepared from BALB / c mice using the cosmid vector pTCF. A 35 kb long genomic DNA construct with the reconstructed Vβ8.2DβJβ2.4 gene was used as a construct to create Vβ8.2tg mice. The reconstructed Vβ8.2DβJβ and Cβ parts are shown enlarged in FIG. This Vβ8.2tg mouse (provided by Dr. Boehmer, Uematsu Y, Ryser S, Dembic Z, et al. Intransgenic mechanical the instrogen gen ss. Were mated with RAG-1 − / − mice, and RAG-1 − / − /Vβ8.2tg mice were prepared in the same manner as described above.
(3) The RAG-1 − / − / Vα14tg mouse obtained above and the RAG-1 − / − /Vβ8.2 tg mouse were mated, ear DNA was prepared for the obtained mouse, and RAG was prepared by PCR method. -1 gene deletion and coexpression of Vβ8.2tg / Vα14tg were confirmed, and RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice were selected. The primers used for each PCR are shown below.
(C) 作成したRAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスの脾臓単核球を用いて、既に報告されているNKT細胞と比較検討して、表面形質上及び機能的に同等のものであるか以下のように評価した。
脾臓細胞の調製
C57BL/6マウス、RAG−1−/−/Vβ8.2tgマウス、RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスの3種類、全て6−8週齢のメスマウスを用いた。各マウスの脾臓を摘出した後、スライドガラスを用いてホモジェナイズし、ACK溶解緩衝液(0.15M NH4Cl、1.0mM KHCO3、0.1mM Na2EDTA、pH7.2−7.4)を用いて溶血処理を行い、脾臓単核球とした。後述する細胞増殖試験、細胞傷害性試験においては、脾臓単核球を10%牛胎児血清(FCS)添加RPMI1640にて2x106/mlに調製し以後の実験に供した。
(C) Using the spleen mononuclear cells of the prepared RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mouse, compared with the previously reported NKT cells, the surface trait and functionally equivalent It was evaluated as follows.
Preparation of Spleen Cells Three types of C57BL / 6 mice, RAG-1 − / − /Vβ8.2 tg mice, RAG-1 − / − /Vβ8.2 tg / Vα14 tg mice, all 6-8 weeks old female mice were used. After removing the spleen of each mouse, it was homogenized using a slide glass, and ACK lysis buffer (0.15M NH 4 Cl, 1.0 mM KHCO 3 , 0.1 mM Na 2 EDTA, pH 7.2-7.4). Was used for hemolysis treatment to prepare spleen mononuclear cells. In the cell proliferation test and cytotoxicity test described below, spleen mononuclear cells were prepared to 2 × 10 6 / ml with RPMI 1640 supplemented with 10% fetal calf serum (FCS) and used for the subsequent experiments.
FACS解析
それぞれのマウスより調製した脾臓単核球(5−10x105個)を10μg/mlの抗CD32/16(2.4G2)抗体でインキュベーションし、Fc介在性の非特異的抗体結合を阻害し、各種細胞染色を行った。細胞染色には、以下のモノクローナル抗体を用いた3カラー染色を用いた。
サイクローム・アビジン、Fluorescein isothiocyanate(FITC)結合抗TCRβ(H57−597)、FITC結合CD3−ε(145−2C11)、FITC結合CD45RB(16A)、FITC結合CD62L(MEL−14)、FITC結合CD4(RM4−5)、Phycoerythrin(PE)結合抗Vα14(CMS−1)、PE結合CD8(53−6.7)、ビチオン結合抗NK1.1(PK136)
Vα14染色の特異性の証明のために、細胞を過剰量の無標識抗Vα14にて前処理したのちPE結合抗Vα14を反応させた(Cold blocking)。FACS解析には、EPICS−XL(Coulter Electronics,Hialeah,FL)を用いた。その結果を図4に示す。解析図は、いずれもCD3/NK1.1にて展開したが、これは、CD3分子が、TCRと複合体を形成し、T細胞のシグナル伝達に必須の構造であるためであり、すなわち、機能性Tリンパ球の証明ともなりうるからである。
FACS解析図から、C57BL/6マウス(図4上段)においては、CD3陽性NKT細胞のなかにVα14NKT細胞が存在しているのがわかる。
RAG−1−/−/Vβ8.2tgマウス(図4中段)においては、CD3陽性細胞は出現しなかった。このマウスのCD3陰性NK1.1陽性細胞はTCRβ陽性であることから、NK細胞ではなく、NKT細胞の前駆細胞であることがわかった。
RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウス(図4下段)では、NK1.1陽性のCD3陽性細胞が出現し、また、同細胞はVα14陽性であった。すなわち、RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウス中に見いだしうる成熟T細胞はVα14陽性NKT細胞のみであった。また、このマウスのCD3陰性NK1.1陽性細胞も、TCRβ陽性であることから、NK細胞ではなく、NKT細胞の前駆細胞であることがわかった。
従って、表面形質上では、RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスは、目的とするNKT細胞であると考えられた。
次に、RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスのVα14陽性NKT細胞が機能的に従来のNKT細胞と同等のものであるか否かを、以下に検討した。
FACS analysis Spleen mononuclear cells (5-10 × 10 5 ) prepared from each mouse were incubated with 10 μg / ml anti-CD32 / 16 (2.4G2) antibody to inhibit Fc-mediated nonspecific antibody binding. Various cell staining was performed. For cell staining, three-color staining using the following monoclonal antibodies was used.
Cyclochrome avidin, Fluorescein isothiocyanate (FITC) binding anti-TCRβ (H57-597), FITC binding CD3-ε (145-2C11), FITC binding CD45RB (16A), FITC binding CD62L (MEL-14), FITC binding CD4 ( RM4-5), Phycoerythrin (PE) -conjugated anti-Vα14 (CMS-1), PE-conjugated CD8 (53-6.7), Vithion-conjugated anti-NK1.1 (PK136)
To prove the specificity of Vα14 staining, cells were pretreated with an excess amount of unlabeled anti-Vα14 and then reacted with PE-conjugated anti-Vα14 (Cold blocking). For FACS analysis, EPICS-XL (Coulter Electronics, Hialeah, FL) was used. The result is shown in FIG. All analysis diagrams were developed with CD3 / NK1.1 because the CD3 molecule forms a complex with the TCR and is an essential structure for T cell signaling, ie, function. This is because it can also prove sex T lymphocytes.
From the FACS analysis chart, it can be seen that Vα14NKT cells are present in CD3-positive NKT cells in C57BL / 6 mice (upper row in FIG. 4).
In RAG-1 − / − /Vβ8.2tg mice (middle panel in FIG. 4), CD3-positive cells did not appear. Since the CD3 negative NK1.1 positive cells of this mouse were TCRβ positive, it was found that they are not NK cells but progenitors of NKT cells.
In RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice (lower part of FIG. 4), NK1.1-positive CD3-positive cells appeared, and the cells were Vα14-positive. That is, the only mature T cells that could be found in RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice were Vα14 positive NKT cells. Moreover, since the CD3-negative NK1.1 positive cells of this mouse were also TCRβ positive, it was found that they are not NK cells but progenitor cells of NKT cells.
Therefore, on the surface trait, the RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mouse was considered to be the target NKT cell.
Next, whether or not Vα14-positive NKT cells of RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice are functionally equivalent to conventional NKT cells was examined below.
細胞増殖能およびIL−4、IFN−γ産性能
RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスにおける成熟リンパ球、すなわち、CD3陽性細胞は上記のようにVα14陽性NKT細胞のみである。
そこで、この細胞が実際にCD3を介する刺激によって細胞増殖しうるのかを検討した。
一方、従来のNKT細胞は、代表的なIL−4供給細胞であるとともに、IFN−γをも産生している。そこで、CD3を介する刺激下にIL−4及びIFN−γを産生しうるのかについて検討した。
抗CD3ε抗体(145−2C11)をPBSにて、100μg/ml、10μg/ml、1μg/mlに調製し、それぞれの抗CD3ε抗体溶液30μlの96穴丸底細胞培養プレート(Nunc,Roskilde,Denmark)に添加し、37℃にて90分間インキュベーションしたのち冷PBSにて2回洗浄し、抗CD3ε抗体固相化プレートとした。このプレート上に2x106/mlに調製したRAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウス脾臓細胞浮遊液を100μl(2x105個)ずつ各ウエルに添加し、37℃、5%CO2の環境にて3日間培養した。培養後半の6時間に100μCi/ウエルの3H−チミジン(Amersham)を添加し、液体シンチレーションカウンターにて3H−チミジンの取り込みを測定し細胞増殖試験を行った。結果を図5に示す。
また、同様の系にて、培養開始後7時間、24時間、48時間で培養上清を採取し、IL−4及びIFN−γ産生能を検討した。結果を図6に示す。
図に示すように、RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスの脾臓細胞では、抗CD3ε抗体による刺激によって明らかに細胞増殖反応が誘導され、また、顕著なIL−4及びIFN−γ産生がみられた。すなわち、RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスにおいて、Vα14NKT細胞のみに発現するCD3複合体が有効なシグナル伝達分子として機能していることが判明した。
Cell proliferation ability and IL-4, IFN-γ production performance RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg Maturated lymphocytes, ie, CD3 positive cells are only Vα14 positive NKT cells as described above.
Therefore, it was examined whether the cells could actually proliferate by stimulation via CD3.
On the other hand, conventional NKT cells are typical IL-4 supplying cells and also produce IFN-γ. Therefore, it was examined whether IL-4 and IFN-γ can be produced under stimulation via CD3.
Anti-CD3ε antibody (145-2C11) was prepared in PBS to 100 μg / ml, 10 μg / ml, 1 μg / ml, and each
In the same system, culture supernatants were collected 7 hours, 24 hours, and 48 hours after the start of culture, and IL-4 and IFN-γ producing ability was examined. The results are shown in FIG.
As shown in the figure, in the spleen cells of RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice, the cell proliferation response was clearly induced by stimulation with anti-CD3ε antibody, and significant IL-4 and IFN-γ Production was seen. That is, it was found that in RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice, the CD3 complex expressed only in Vα14NKT cells functions as an effective signaling molecule.
細胞傷害性試験
NKT細胞はパーフォリンシステムやFas−Fasリガンドシステムによる細胞傷害機能を有することが報告されている。RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスの脾臓細胞をエフェクター細胞として腫瘍細胞株に対する細胞傷害活性を以下のように測定した。
150mg/マウスのpoly(I:C)(Pharmacia Biotech)をRAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスに腹くう内投与し、18時間後に同マウスの脾臓を摘出し、ホモジェナイズした後、ACK溶解緩衝液(0.15M NH4Cl、1.0mM KHCO3、0.1mM Na2EDTA、pH7.2−7.4)を用いて溶血処理を行い、エフェクター細胞とした。ターゲット細胞には、NK感受性のYAC−1細胞を選択し、5x106個あたり100μCiの51C−クロミウムを37℃で1時間反応させてラベリングを行い、RPMI1640にて3回洗浄したのち、ターゲット細胞として用いた。反応は、96穴丸底細胞培養プレート(Nunc,Roskilde,Denmark)にて行い、1x104個/ウエルのYAC−1細胞に対して、エフェクター細胞数とターゲット細胞数の比(E/T比)6、12.5、25でRAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウス脾臓単核球を添加して、37℃、5%CO2において4時間反応させ、放出された51C−クロミウムをγカウンターにて測定した。poly(I:C)のコントロール実験としてはPBS100μlを腹くう内投与したマウスの脾臓単核球を用いた。結果を図7に示す。
RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスの脾臓単核球は、ナイーブの状態からNK活性を有していた。さらに、そのNK活性は、poly(I:C)の投与によって増強された。RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスの脾臓細胞のうちNK活性を有すると考えられる細胞は、NK1.1陽性細胞、即ち、NKT細胞のみと考えられる。従って、RAG−1−/−/Vβ8.2tg/Vα14tgマウスのVα14NKT細胞は、従来のNKT細胞と同様に細胞傷害活性を有することが判明した。
Cytotoxicity test NKT cells have been reported to have a cytotoxic function by the perforin system or Fas-Fas ligand system. Cytotoxic activity against tumor cell lines was measured as follows using spleen cells of RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice as effector cells.
150 mg / mouse of poly (I: C) (Pharmacia Biotech) was intraperitoneally administered to RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice, and after 18 hours, the spleens of the mice were removed and homogenized. Hemolysis was performed using ACK lysis buffer (0.15M NH 4 Cl, 1.0 mM KHCO 3 , 0.1 mM Na 2 EDTA, pH 7.2-7.4) to obtain effector cells. NK-sensitive YAC-1 cells were selected as target cells, labeled with 100 μCi of 51 C-chromium per 5 × 10 6 cells at 37 ° C. for 1 hour, washed 3 times with RPMI 1640, and then the target cells. Used as. The reaction was performed in a 96-well round-bottom cell culture plate (Nunc, Roskilde, Denmark), and the ratio of the number of effector cells to the number of target cells (E / T ratio) for 1 × 10 4 cells / well of YAC-1 cells. 51, 25, 25 RAG-1 − / − /Vβ8.2 tg / Vα14 tg mouse spleen mononuclear cells were added, reacted at 37 ° C., 5% CO 2 for 4 hours, and released 51 C-chromium Was measured with a γ counter. As a control experiment of poly (I: C), spleen mononuclear cells of mice in which 100 μl of PBS was intraperitoneally administered were used. The results are shown in FIG.
Spleen mononuclear cells of RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice had NK activity from the naïve state. Furthermore, its NK activity was enhanced by administration of poly (I: C). Among the spleen cells of RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice, cells considered to have NK activity are considered to be NK1.1 positive cells, ie, NKT cells only. Therefore, it was found that Vα14NKT cells of RAG-1 − / − /Vβ8.2tg/Vα14tg mice have cytotoxic activity in the same manner as conventional NKT cells.
例2 NKT細胞欠損マウスの作成
129SVマウスのゲノムDNAライブラリーによりJα281遺伝子断片を含むDNAクローンをスクリーニングした。遺伝子欠損マウス作成用ベクター(以下ターゲッティングベクターという)は、短腕にJα281遺伝子断片の5’側に存在する1.2kbのSalI/ClaI断片、長腕にJα281遺伝子断片の3’側に存在する12kbのClaI/SalI断片を含むようにして(ただし、SalIはNotIに置き換えた)、Jα281遺伝子のエクソン部分は逆向きのPGK−neo−polyAのカセット(京都大学糸原重美博士より供与を受けた)におきかえて完全に欠失させることによって作成した(図8(1))。なお、隣接する他のJα遺伝子断片はこの欠失により影響を受けない。ターゲッティングベクターのランダムなゲノムDNAへの挿入を減らす目的で、短腕の5’側にDTAカセット(GIBCO BRL,Gaithersburg,MD)を導入した。
R1 ES細胞(Mountsinai病院A.Nagy博士より供与を受けた、図8(2))にターゲッティングベクターを電気穿孔法(550μF,270mV,Gene Pulser IITM,Bio−Rad Laboratories,Hercules,CA)を用いて遺伝子導入した。
200μg/mlのG418(GIBCO BRL)を加えたR1培地(Dallbeco MEM,2mM1−グルタミン,50μg/mlストレプトマイシン、50μg/mlペニシリン、10μMβME、20000U/mlLIF(ESGRO;GIBCO BRL)、0.1mM非必須アミノ酸、20%牛胎児血清(FCS))により選別を行い、培養開始後8−10日目に、45個のG418耐性ES細胞コロニ−を単離した。
G418耐性ES細胞よりDNAを抽出し、次のようなPCR法及びDNAブロット法により、Jα281遺伝子座において相同組み換えが起こったES細胞、5クローンを選別した。
PCR法は、図8(3)に示した、
を各10μMの濃度で、0.1μgのDNAを鋳型として、10mM Tris−HCl(pH9.0)、75mM KCl、1.5mM MgCl2、200μM dNTP Mix、5%DMSOの条件で5U AmpliTaqDNAポリメラーゼ(Perkin−Elmer、Norwalk、CT)を加え、総量50μlでDNA Thermal Cycler(Model PJ2000、Perkin−Elmer)を用いて、94℃で5分間反応させたのち、94℃1分、62℃1分、74℃2分のサイクルを30回繰り返した。反応後のPCR産物は、10μlを0.8%アガロースゲル上で電気泳動(100V、25分間)を行い、1.8kbのバンドを0.5μg/mlのethidium bromideで染色して検出した(図9参照)。
DNAブロット法は、DNA20μgを制限酵素HindIIIで16時間反応させて切断したものを、0.8%アガロースゲル上で電気泳動(30V、16時間)を行い、ゲルからナイロン膜にDNA断片をうつしとり、放射線同位元素P32で標識したDNAプローブ(プローブAとプローブB(図8(2)、(3)に示したように、プローブAはSal1/Sal1断片、プローブBはSal1/Cla1断片である)と特異的に結合させ、バイオイメージアナライザー(BAStation、富士フィルム株式会社、東京、日本)を用いることで、特定の長さのDNA断片(変異したJα281遺伝子座は3.6kbのバンドになる)として検出できる(図10参照)。
上記で得られた5個のES細胞クローンを用いて、BDF2マウスをホストにして凝集キメラ法により次のようにキメラマウスを作成した。10−20個のES細胞塊と透明帯を取り除いたBDF2マウス8細胞期胚をM16培地(Sigma Chemical Co.,St.Louis,MO)内で一晩培養してキメラ桑実胚へと分化させ、それを偽妊娠状態のICRマウス雌の子宮内へ戻すことで、98種類のキメラマウスが得られ、そのうち20種類が生殖細胞キメラであった。
キメラマウスとC57BL/6マウスとの交配により対立遺伝子のうちの一方のJα281遺伝子を欠いたマウス(ヘテロ接合体;+/−と表示)を得て、これを交配することで両方のJα281遺伝子を欠いたマウス(ホモ接合体;−/−と表示)を得た。
生まれたマウスの尾の一部よりDNAを抽出し、PCR法およびDNAブロット法により遺伝子型を確認した。
PCR法は、上記と同じ条件で、プライマー1とプライマー3で1.8kbの変異したJα281遺伝子座を検出し、プライマー1とプライマー2
で1.5kbの野生型のJα281遺伝子座を検出した(図9)。DNAブロット法も上記と同じ条件で、変異したJα281遺伝子座は3.6kbのバンド、野生型のJα281遺伝子座は7.2kbのバンドとして検出した(図10)。
Example 2 Generation of NKT cell-deficient mice DNA clones containing the Jα281 gene fragment were screened using a genomic DNA library of 129SV mice. A vector for generating a gene-deficient mouse (hereinafter referred to as a targeting vector) is a 1.2 kb SalI / ClaI fragment present on the 5 ′ side of the Jα281 gene fragment in the short arm and a 12 kb located on the 3 ′ side of the Jα281 gene fragment in the long arm The exon portion of the Jα281 gene was replaced with a reverse PGK-neo-polyA cassette (provided by Dr. Shigemi Itohara, Kyoto University). It was created by deleting completely (Fig. 8 (1)). Note that other adjacent Jα gene fragments are not affected by this deletion. In order to reduce the insertion of the targeting vector into random genomic DNA, a DTA cassette (GIBCO BRL, Gaithersburg, MD) was introduced on the 5 ′ side of the short arm.
R1 ES cells (provided by Dr. A. Nagy, Mountsinai Hospital, FIG. 8 (2)) using the targeting vector electroporation method (550 μF, 270 mV, Gene Pulser II ™ , Bio-Rad Laboratories, Hercules, Calif.) The gene was introduced.
R1 medium (Dallbeco MEM, 2 mM 1-glutamine, 50 μg / ml streptomycin, 50 μg / ml penicillin, 10 μM βME, 20000 U / ml LIF (ESGRO; GIBCO BRL), 0.1 mM non-essential amino acid with 200 μg / ml G418 (GIBCO BRL) And 20% fetal bovine serum (FCS)), and 45 G418-resistant ES cell colonies were isolated 8-10 days after the start of culture.
DNA was extracted from G418-resistant ES cells, and 5 clones of ES cells in which homologous recombination occurred at the Jα281 locus were selected by the following PCR method and DNA blot method.
The PCR method is shown in FIG.
5 U AmpliTaq DNA polymerase (Perkin) under the conditions of 10 mM Tris-HCl (pH 9.0), 75 mM KCl, 1.5 mM MgCl 2 , 200 μM dNTP Mix, 5% DMSO using 0.1 μg of DNA as a template. Elmer, Norwalk, CT) was added and reacted at 94 ° C. for 5 minutes using DNA Thermal Cycler (Model PJ2000, Perkin-Elmer) in a total volume of 50 μl, then 94 ° C. for 1 minute, 62 ° C. for 1 minute, 74 ° C. The 2 minute cycle was repeated 30 times. After the reaction, 10 μl of the PCR product was electrophoresed on a 0.8% agarose gel (100 V, 25 minutes), and a 1.8 kb band was stained with 0.5 μg / ml of ethanol bromide and detected (FIG. 9).
In the DNA blotting method, 20 μg of DNA was digested with the restriction enzyme HindIII for 16 hours and cleaved, and electrophoresed on a 0.8% agarose gel (30 V, 16 hours) to transfer the DNA fragment from the gel to a nylon membrane. , radioisotope P 32-labeled DNA probe (probe a and probe B (FIG. 8 (2), as shown in (3), probe a Sal1 / Sal1 fragment, probe B is Sal1 / Cla1 fragment ), And using a bioimage analyzer (BAStation, Fuji Film Co., Ltd., Tokyo, Japan), a DNA fragment of a specific length (the mutated Jα281 locus becomes a 3.6 kb band) (See FIG. 10).
Using the 5 ES cell clones obtained above, a chimeric mouse was prepared as follows by the agglutination chimera method using BDF2 mouse as a host. BDF2 mouse 8-cell stage embryos from which 10-20 ES cell masses and zona pellucida have been removed are cultured overnight in M16 medium (Sigma Chemical Co., St. Louis, MO) to differentiate into chimeric morulas. By returning it to the uterus of female ICR mice in a pseudopregnant state, 98 types of chimeric mice were obtained, 20 of which were germ cell chimeras.
By crossing a chimeric mouse with a C57BL / 6 mouse, a mouse lacking one of the alleles Jα281 gene (heterozygote; indicated as +/−) was obtained and crossed to obtain both Jα281 genes. Mice lacking (homozygotes; labeled − / −) were obtained.
DNA was extracted from a part of the tail of the born mouse, and the genotype was confirmed by PCR and DNA blotting.
The PCR method detects a 1.8 kb mutated Jα281 locus with
A 1.5 kb wild-type Jα281 locus was detected (FIG. 9). Under the same conditions as described above, the DNA blot method also detected a mutated Jα281 locus as a 3.6 kb band and a wild type Jα281 locus as a 7.2 kb band (FIG. 10).
作成したJα281遺伝子欠損マウス(−/−)について、単核細胞浮遊液を用いて、同腹のコントロールマウス(+/+)に対して、表面形質及び機能を以下のように比較検討した。
FACS解析
Jα281遺伝子欠損マウス(−/−)及び同腹のコントロールマウス(+/+)の胸腺、脾臓、骨髄および肝臓より単核細胞浮遊液を次のように調製した。胸腺および脾臓は、少量のメディウム(10%FCS添加PBS)の入ったシャーレの中でハサミで細切したのち、スライドガラスの間で押しつぶした。
骨髄は、マウスの後肢より大腿骨および脛骨を取りだし上端と下端を切り、23G針をつけた注射筒に上記メディウムをいれ、シャーレの中で一方の断端に針を入れて骨髄を押し出した。
肝臓は、PBS15mlを入れたシャーレの中で細切りしたのち、400U/mlのコラゲナーゼを加えて37℃20分反応させた後、#200メッシュを張ったステンレスメッシュの上で押しつぶしてペレットにし、50U/mlヘパリンを加えた33%Percoll(Pharmacia,Uppsala,Sweden)+PBS15mlによく懸濁したのち、2000rpm10分の遠心により得た。なお、混在する赤血球は、ACK溶解緩衝液(0.15M NH4Cl、1mM KHCO3、0.1mM Na2EDTA、pH7.3)により除去した。
1〜2x106細胞をはじめにFcγII/IIIレセプターに対するモノクローナル抗体(2.4G2;PharMingen,San Diego,CA)を反応させて非特異的な抗体の結合をブロックした後、蛍光色素Fluorescein isothiocyanate(FITC)標識の抗T細胞レセプターβ鎖抗体(H57−597;PharMingen)およびPhycoerythrin(PE)標識の抗NK1.1抗体(PK136;PharMingen)の二重染色を行い、EPICS−XL(Coulter,Hialeah,FL)により解析を行った。その結果を図11に示す。
Jα281遺伝子を欠損したマウスにおいては、胸腺および末梢組織(脾臓、骨髄および肝臓)のいずれにおいても、NK細胞やT細胞は認められるが、NKT細胞のみが欠損していた。
About the created Jα281 gene-deficient mouse (− / −), the surface traits and functions were compared with the littermate control mouse (+ / +) using a mononuclear cell suspension as follows.
FACS analysis A mononuclear cell suspension was prepared from the thymus, spleen, bone marrow and liver of Jα281 gene-deficient mice (− / −) and littermate control mice (+ / +) as follows. The thymus and spleen were shredded with scissors in a petri dish containing a small amount of medium (PBS containing 10% FCS) and then crushed between glass slides.
For the bone marrow, the femur and tibia were removed from the hind limb of the mouse, the upper end and the lower end were cut off, the medium was placed in a syringe with a 23G needle, and the bone marrow was pushed out by inserting a needle into one stump in the petri dish.
The liver is shredded in a petri dish containing 15 ml of PBS, added with 400 U / ml collagenase, reacted at 37 ° C. for 20 minutes, then crushed on a # 200 mesh stainless steel mesh to give a pellet of 50 U / The suspension was well suspended in 15 ml of 33% Percoll (Pharmacia, Uppsala, Sweden) plus ml heparin + PBS, and then centrifuged at 2000 rpm for 10 minutes. In addition, the mixed red blood cells were removed with ACK lysis buffer (0.15M NH 4 Cl, 1 mM KHCO 3 , 0.1 mM Na 2 EDTA, pH 7.3).
After binding 1-2 × 10 6 cells with a monoclonal antibody against FcγII / III receptor (2.4G2; PharMingen, San Diego, Calif.) To block nonspecific antibody binding, fluorescent dye Fluorescein isothiocyanate (FITC) labeling Anti-T cell receptor β chain antibody (H57-597; PharMingen) and Phycoerythrin (PE) labeled anti-NK1.1 antibody (PK136; PharMingen) were double-stained with EPICS-XL (Coulter, Hialeah, FL) Analysis was performed. The result is shown in FIG.
In mice lacking the Jα281 gene, NK cells and T cells were observed in both thymus and peripheral tissues (spleen, bone marrow and liver), but only NKT cells were defective.
IL−4産生
例1で述べたように、NKT細胞は、生体におけるIL−4の主な産生細胞であることが報告されている。従って、上記で作成したNKT細胞欠損マウスのIL−4産生能を調べた。抗CD3ε抗体(2C11:1.5μg)をマウスに静注し、90分後に脾臓を取り出してRNAを抽出し、RNAaseプロテクション法およびRT−PCR法により、mRNAレベルでのIL−4の発現を調べた。さらに、脾臓細胞を固相化した抗CD3抗体上で48時間培養し、上清中のIL−4をELISA法により測定した。
その結果、NKT細胞欠損マウスはIL−4を産生しなかった。
As mentioned in IL-4 production example 1, NKT cells have been reported to be a major production cells of IL-4 in vivo. Therefore, the IL-4 production ability of the NKT cell-deficient mice prepared above was examined. Anti-CD3ε antibody (2C11: 1.5 μg) was intravenously injected into mice, and after 90 minutes, the spleen was removed and RNA was extracted, and the expression of IL-4 at the mRNA level was examined by RNAase protection method and RT-PCR method It was. Furthermore, the spleen cells were cultured for 48 hours on the immobilized anti-CD3 antibody, and IL-4 in the supernatant was measured by ELISA.
As a result, NKT cell-deficient mice did not produce IL-4.
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