JP2004000228A - ANTI-Fas ANTIBODY - Google Patents
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Abstract
Description
【0001】
【発明の属する技術分野】
本発明はアポトーシスに関与する細胞膜分子であるFas抗原を認識する抗Fas抗体の製造方法及び選択方法等に関する。
【0002】
【従来の技術】
生体内において、正常な細胞交代のために生じる生理的な細胞死はアポトーシスと呼ばれ、病理的な細胞死である壊死(ネクローシス)とは区別される(例えば、非特許文献1参照。)。いわゆるプログラム細胞死は、生体内において予め死滅するべくプログラム化されている、ある種の細胞にみられる細胞死であるが、アポトーシスもその一つである。アポトーシスにおいては細胞表面の湾曲、核クロマチンの凝縮、染色体DNAの断片化等の現象が特徴的に観察される。
【0003】
アポトーシスは、リンパ球(T細胞およびB細胞)の分化において、自己抗原を認識する細胞を排除する役割を果たしている。実際、Tリンパ球の成熟過程において、自己と反応する細胞など95%以上の細胞が胸腺において死滅することが知られている(例えば、非特許文献2参照)。いわゆる自己免疫疾患の発症は、リンパ球分化におけるアポトーシスの不全によって自己反応性リンパ球が生じることによるものと考えられている(例えば、非特許文献3参照)。
【0004】
このようなアポトーシスに関与する分子としてはFas(例えば、非特許文献4参照。)をはじめとして、腫瘍壊死因子受容体(Tumor Necrosis Factor Receptor)(例えば、非特許文献5参照。)、CD40(例えば、非特許文献6参照。)やパーフォリン/グランザイムA(例えば、非特許文献7参照。)など種々の分子が同定されてきた。Fasは細胞表面に存在する膜貫通型タンパク質で、Fasリガンドと呼ばれるタンパク質がその細胞外領域に結合するとその細胞にアポトーシスを誘導する。このFas/Fasリガンド系に異常があると、本来アポトーシスにより除去されるべき、恒常性の維持に悪影響を及ぼす細胞が除去されずに残ったり、逆に恒常性の維持に不可欠な細胞にアポトーシスが誘導されたりすることにより、様々な障害が起こる。本発明においては、それらを総称して「Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患」という。
【0005】
Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患の発症もしくは病態進行においては、次のような共通した機序を見出すことができる。すなわち、Fasを発現していながら除去されない異常な細胞(以下「異常細胞」という)が、他の正常な組織または細胞を攻撃したり、異常増殖することにより、正常な組織または細胞に障害が起こり、それぞれの症状の原因となる。場合によっては、これらの障害は異常細胞からの刺激を受けた正常な組織または細胞がFasを発現し、アポトーシスを起こすことにより生じるかまたは増悪する。具体的には、Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患として、例えば以下に記載するものを挙げることができる。
【0006】
自己免疫疾患: ヒトの各種自己免疫疾患(橋本病、全身性エリテマトーデス、シューグレン症候群、悪性貧血、アジソン氏病、インスリン依存型糖尿病、強皮症、グッドパスチャー症候群、クローン氏病、自己免疫性溶血性貧血、自然不妊、重症筋無力症、多発性硬化症、バセドー病、特発性血小板減少性紫斑病、慢性関節リウマチ)とFas/Fasリガンド系との関連は多数報告されている。
【0007】
Fas/Fasリガンド系の遺伝的異常として、マウスではFasに異常のあるlpr(lymphoproliferation )マウス、lprcg(lpr gene complementinggld gene )マウスやFasリガンドに異常のあるgld(generalized lymphoproliferative disease )が知られており、いずれも特異な全身リンパ節腫脹を伴った種々の自己免疫疾患症状を呈することが明らかとなっている。ヒト全身性エリテマトーデスの自然発症モデルマウスであるMRLlprマウスでは、著明なリンパ節腫大とともに自己抗体を産生し、免疫複合体による腎炎を発症する。このマウスは、Fas遺伝子に異常を有しているために、末梢においてFasを介したアポトーシスによる自己抗原に対する免疫寛容が起こらず、活性化された自己反応性T細胞が持続的に集積した結果、上記病態を呈するものと推察されている(例えば、非特許文献8参照。)。またヒトでもリンパ節腫脹、高ガンマグロブリン血症、CD4−CD8−T細胞の著明な増大を呈した2小児症例(例えば、非特許文献9参照。)をはじめとする自己免疫疾患様症例が、Fas遺伝子の異常に起因するものであることが報告され(例えば、非特許文献10及び11参照。)、自己免疫性リンパ球増殖症候群(Autoimmune Lymphoproliferative Syndrome ;ALPS)と命名されている。従って、マウスのみならずヒトにおいても、自己抗原に対する免疫寛容の成立・維持においてFasを介するアポトーシス誘導システムが大きく関与しており、その異常により種々の自己免疫疾患が誘発されると考えられる。
【0008】
また、慢性関節リウマチ患者の患部に浸潤して組織破壊に関与しているT細胞の大多数がFasを発現していることから、慢性関節リウマチが自己免疫疾患としての側面を併せ持つことが知られている(例えば、非特許文献12参照。)。
【0009】
インスリン依存性糖尿病の多くは、自己反応性T細胞による膵ベータ細胞の破壊がインスリン分泌の絶対的不足状態を招くことにより発症することから、自己反応性T細胞の除去が病態の根本的な治療に重要である。
【0010】
さらに、骨髄移植後の移植片対宿主病では、障害を受ける標的臓器においてFasの発現が増大しており、その発現増大の程度と標的臓器障害の程度が相関する(例えば、非特許文献13参照)。従ってこの疾患の予防または治療にあたっては、標的臓器の細胞のアポトーシスを阻止し、かつ標的臓器を攻撃する細胞を減少させることが必要である。
【0011】
アレルギー性疾患: アレルギー性疾患に関与する炎症細胞は、通常は活性化されて病巣に浸潤しており、アポトーシスが抑制された状態となって細胞寿命が延長し、局所により長く集族してその機能を発揮する。マウスに好酸球性の気道炎症を起こさせる実験モデルで、アポトーシス誘導活性を有する抗Fas抗体を経気道的に投与すると、アレルゲン吸入後にみられる粘膜下への好酸球浸潤が消失することが知られている(例えば、非特許文献14参照。)。したがって、炎症細胞にアポトーシスを誘導することにより、症状を軽減することが可能である。
【0012】
慢性関節リウマチ: 前述した慢性関節リウマチの自己免疫疾患的側面とは別に、患部において異常増殖している滑膜細胞がFasを発現していることが知られている(例えば、非特許文献15参照。)。この患部由来の滑膜細胞をアポトーシス誘導活性を有する抗Fas抗体で刺激すると、アポトーシスが誘導される(例えば、非特許文献16参照。)。すなわち、慢性関節リウマチ患者の患部においてはFas/Fasリガンド系が正常に機能しておらず、自己反応性T細胞も異常増殖する滑膜細胞も、Fasを発現していながら除去されない状態に陥っている。
【0013】
動脈硬化: 動脈硬化病変の中心部の細胞死の最終像は壊死(ネクローシス)であるが、その進展過程および退縮過程におけるアポトーシスの関与が報告されている(例えば、非特許文献17参照。)。動脈硬化病変の電子顕微鏡所見では核の濃縮を伴う平滑筋細胞のアポトーシス像が認められる(例えば、非特許文献18参照。)。また、動脈硬化の初期病変において動脈内膜層に集まって脂肪を貪食するマクロファージの一種である泡沫細胞がFasを発現しており、アポトーシス誘導活性を有する抗Fas抗体によりアポトーシスを起こすことが報告されている(例えば、非特許文献19参照。)。動脈硬化病変は、リンパ球浸潤を伴う場合が多く、T細胞のFasリガンドとマクロファージのFasが動脈硬化をコントロールしている可能性が示唆されている(例えば、非特許文献20参照。)。
【0014】
心筋炎・心筋症: 虚血性心疾患、ウイルス性心疾患や拡張型心筋症・ 慢性心筋症などの自己免疫性心疾患などの病態発症過程にもFas/Fasリガンド系が関与している可能性が高い。心筋炎は、コクサッキーウイルスなどのウイルスが主な原因と考えられる心筋の炎症で、典型的には感冒様症状に引き続いて胸痛や不整脈、心不全、ショックなどにより発症する。また心筋症は「原因不明の心筋疾患」と定義されるが、その原因もウイルス感染であると考えられる。心不全を伴うマウスの心筋炎モデルの検討において、ウイルス接種後のマウス心臓でアポトーシスを起こしている細胞(核の濃縮、断片化)が観察される。またマウス心臓でもFasの発現増大が認められ、リンパ球を中心とした浸潤炎症細胞由来のFasリガンドによりアポトーシスが誘導されているものと推察された(例えば、非特許文献21参照。)。ラット培養心筋細胞が虚血によりアポトーシスを起こし、同時に該細胞においてFasをコードするmRNAが増加することが知られている(例えば、非特許文献22参照。)。
【0015】
腎疾患: 多くの慢性腎疾患においては、糸球体内組織の再構築が細胞外基質の糸球体内蓄積をもたらすことにより、糸球体硬化が進行し、濾過機能の廃絶から慢性腎不全の病態を呈するに至る。進行性糸球体硬化モデルにおいては、電子顕微鏡レベルで硬化部分に典型的なアポトーシス像が観察され、また硬化の進展に伴う糸球体細胞数の減少に一致して糸球体内アポトーシスの増大が認められる(例えば、非特許文献23参照。)。また急性糸球体腎炎では、過剰に増殖したメサンギウム細胞がアポトーシスにより減少することで腎炎が回復に向かうことが知られている(例えば、非特許文献24及び25参照。)。さらに紫斑病性腎炎やループス腎炎などにおいて糸球体内にFasを発現する細胞が顕著に増加していることが報告されている(例えば、非特許文献26参照。)。
【0016】
再生不良性貧血: 再生不良性貧血患者の造血前駆細胞表面においては、正常人に比較してFasの発現が顕著であることから、造血幹細胞の減少にFasが関与していることが示唆されている(例えば、非特許文献27参照。)。
【0017】
肝炎: 劇症肝炎では、多くの肝細胞にアポトーシスが誘導されていることが知られており、また抗Fas抗体Jo2をマウスの腹腔内に投与すると劇症肝炎様の広範な肝細胞死が認められることから、Fasを介した肝細胞のアポトーシスがその発症に関与すると考えられている(例えば、非特許文献28及び29参照。)。免疫組織学的検討では、慢性肝炎病巣の肝細胞壊死の強い部分の肝細胞質に、また脂肪肝などの肝疾患病巣の肝細胞膜にそれぞれFas発現の増強が認められた(例えば、非特許文献30及び31参照。)。
【0018】
また、FasはC型慢性持続性肝炎、慢性活動性肝炎の病巣に発現しており、いずれも肝細胞が散在性に染色され、周囲に細胞障害性T細胞とみられる浸潤リンパ球を伴っている(例えば、非特許文献32参照。)。細胞障害性T細胞はその細胞表面のFasリガンドにより感染細胞にアポトーシスを誘導する機能を有するが、同様に近傍の正常な細胞にもアポトーシスを誘導する。この近傍者障害と呼ばれる現象は、体内の多くの細胞が、自身または近傍の細胞が感染した際にFasを発現することに起因する。
【0019】
なお、C型慢性肝炎に対するインターフェロン投与により、C型肝炎ウイルス由来のRNAが消失した症例では、肝組織のFasの発現が顕著に減少する。
【0020】
急性肝不全患者の肝細胞では細胞表面のFasが増加しており、該細胞はアポトーシス誘導活性を有する抗Fas抗体によりアポトーシスを起こす。さらにアルコール性肝炎では偽小葉内部の肝細胞自身にもFasリガンドが発現している(例えば、非特許文献33参照。)。Fasリガンド遺伝子発現のin situ ハイブリダイゼーションによる検討からは、急性肝不全例では肝浸潤リンパ球に、アルコール肝硬変例では偽小葉内部の肝細胞自体にそれぞれ発現が認められることから、ウイルス性肝硬変とアルコール性肝硬変では異なる機序でアポトーシスが誘導されると考えられるが、いずれの場合もFas/Fasリガンド系に異常をきたしていると推測されている。また肝炎モデルマウスにおいて、FasリガンドのFasに対する結合を阻害する性質を有する物質の投与により肝障害が阻害されることが知られている(例えば、非特許文献34参照。)。
【0021】
後天性免疫不全症候群: ヒト免疫不全ウイルス(以下「HIV」という)感染患者が免疫不全に陥る原因として、HIVに感染していない極めて多数の免疫細胞がアポトーシスにより細胞死することが挙げられる。ヘルパーT細胞はHIVとの接触により細胞死するが、ヘルパーT細胞由来の成長因子が細胞障害性T細胞のアポトーシス抑制に必須であるため、ヘルパーT細胞が消失すると細胞障害性T細胞がアポトーシスを起こす。HIV感染者の末梢血リンパ球でのFasの発現は病態の進行に相関していること(例えば、非特許文献35及び36参照。)、非感染者ではFas陽性の末梢血リンパ球はFas刺激により容易にアポトーシスになることはないが、感染者の末梢血リンパ球ではFasを介して短時間のうちにアポトーシスが誘導されること(例えば、非特許文献37参照。)などから、HIV感染者における免疫細胞のアポトーシスもFas/Fasリガンド系の異常によるものであると考えられる。
【0022】
臓器移植後の拒絶反応: 臓器移植後の拒絶反応も、細胞障害性T細胞の攻撃対象である移植臓器が供与者由来である点を除けば、現象自体は自己免疫疾患と類似しているので、細胞障害性T細胞の機能を抑制することにより症状の改善を期待することができる。
【0023】
これら各疾患に対しては、異常細胞(例えば自己免疫疾患における自己反応性T細胞、動脈硬化における泡沫細胞、急性糸球体腎炎におけるメサンギウム細胞、ウイルス感染症における感染細胞、慢性関節リウマチにおける滑膜細胞等を指す)を除去し、正常組織または細胞を保護することが有効な治療手段となるが、Fasを介するアポトーシスを誘導するのみの薬物では異常細胞を除去できても正常組織に障害を起こす可能性が高く、またFasを介するアポトーシスを阻害するのみの薬物では正常細胞を保護することはできても異常細胞を除去することができない。実際、アポトーシス誘導活性を有する抗マウスFasモノクローナル抗体Jo2はマウスに劇症肝炎を発症させる(例えば、非特許文献38参照。)。これまでに、アポトーシス誘導活性を有しながら、マウスに投与した際に肝臓障害を誘発しないことが確認された抗Fas抗体は知られていない。
【0024】
免疫グロブリンG(以下、単に「IgG」という。)は、分子量約23000の軽ポリペプチド鎖(以下「軽鎖」という。)、分子量約50000の重ポリペプチド鎖(以下「重鎖」という。)各2本づつから構成される。重鎖、軽鎖とも約110残基からなる、アミノ酸配列が保存されている領域のくり返し構造を持ち、これらはIgGの3次元構造の基本単位(以下、「ドメイン」という。)を構成する。重鎖および軽鎖は、それぞれ連続した4個、および2個のドメインから構成されている。重鎖、軽鎖いずれにおいても、アミノ末端のドメインは他のドメインに比べ各抗体分子間でのアミノ酸配列の変異が大きく、このドメインは可変ドメイン(variable domain : 以下、「Vドメイン」という。)と呼ばれる。IgGのアミノ末端においては、重鎖、軽鎖のVドメインが相補的に会合し可変領域を形成している。これに対し、残余のドメインは、全体として定常領域を形成する。定常領域は、各動物種に特徴的な配列を有し、例えば、マウスIgGの定常領域はヒトIgGの定常領域とは異なっているので、マウスIgGはヒトの免疫系によって異物として認識され、その結果、ヒト抗マウス抗体(Human Anti Mouse Antibody :以下「HAMA」という。)応答が起こる(例えば、非特許文献39参照。)。従って、マウス抗体はヒトに繰返し投与することはできない。このような抗体をヒトに投与するためには、抗体の特異性を保持したままHAMA応答を起こさないように抗体分子を修飾する必要がある。
【0025】
X線結晶構造解析の結果によれば、一般に、このようなドメインは3本から5本のβ鎖からなる逆平行βシートが二層重なり合った長円筒状の構造をとる。可変領域では、重鎖、軽鎖のVドメインそれぞれにつき各3個のループが集合し、抗原結合部位を形成する。この各ループは相補性決定領域(complementarity determining region : 以下、「CDR」という。)と呼ばれ、アミノ酸配列の変異が最も著しい。可変領域のCDR以外の部分は、一般に、CDRの構造を保持する役割を有し、「フレームワーク」と呼ばれる。カバトらは、重鎖、軽鎖の可変領域の一次配列を多数収集し、配列の保存性に基づき、それぞれの一次配列をCDRおよびフレームワークに分類した表を作成した(例えば、非特許文献40参照。)。また、各フレームワークは、アミノ酸配列が共通の特徴を有する複数のサブグループに分類された。さらに、ヒトとマウスの間で対応するフレームワークが存在することも見いだされた。
【0026】
このようなIgGの構造的特徴に関する研究から以下のヒト化抗体の作製法が考案された。
【0027】
研究初期の段階では、マウス由来抗体の可変領域をヒト由来の定常領域に接合したキメラ抗体が提案された(例えば、非特許文献41参照。)。しかし、そのようなキメラ抗体は、依然として、多くの非ヒトアミノ酸残基を含むので、特に長期間投与した場合にはHAMA応答を誘導しうる(例えば、非特許文献42参照)。
【0028】
ヒトに対しHAMA応答を発現する可能性のある、非ヒトほ乳動物由来のアミノ酸残基を更に少なくする方法として、CDR部分のみをヒト由来の抗体に組み込む方法が提案された(例えば、非特許文献43参照。)が、一般に、抗原に対する免疫グロブリン活性を保持するにはCDRのみの移植では不十分であった。
【0029】
一方、チョッチアらは、1987年、X線結晶構造解析データを用い、
(i) CDRのアミノ酸配列中には、抗原に直接結合する部位とCDR自体の構造を維持する部位とが存在し、CDRの取り得る三次元構造は、複数の典型的なパターン(カノニカル構造)に分類されること、
(ii)カノニカル構造のクラスは、CDRのみならずフレームワーク部分の特定の位置のアミノ酸の種類によって決定されること、を見いだした(例えば、非特許文献44参照。)。
【0030】
この知見に基づき、CDR移植法を用いる場合、CDRの配列に加え一部のフレームワークのアミノ酸残基もヒト抗体に移植する必要性が示唆された(例えば、特許文献1参照。)。
【0031】
一般に、移植すべきCDRを有する非ヒト哺乳動物由来の抗体は「ドナー」、CDRが移植される側のヒト抗体は「アクセプター」と定義されるが、本発明もこの定義に従うことにする。
【0032】
CDR移植法を実施する際に考慮すべき点は、可能な限りCDRの構造を保存し、免疫グロブリン分子の活性を保持することにある。この目的を達成するため:
(i) アクセプターは、いずれのサブグループに属するものを選択すべきか;
(ii)ドナーのフレームワークからいずれのアミノ酸残基を選択すべきか
の2点に留意する必要がある。
【0033】
クィーンらは、ドナーのフレームワークのアミノ酸残基が、以下の基準の少なくともひとつに該当する場合、CDR配列とともにアクセプターに移植するデザインの方法を提唱した(例えば、特許文献1参照。):
(a) アクセプターのフレームワーク領域中のアミノ酸がその位置において稀であり、ドナーの対応するアミノ酸がアクセプターの前記位置において普通である。
(b) 該アミノ酸がCDRのひとつのすぐ近くである。
(c) 該アミノ酸が三次元免疫グロブリンモデルにおいてCDRの約3Å以内に側鎖原子を有し、そして抗原とまたはヒト化抗体のCDRと相互作用することができると予想される。
【0034】
しかしながら、アポトーシス誘導活性を有するIgG型ヒト化抗Fas抗体の取得に成功した例はない。また本発明の抗Fasモノクローナル抗体は、従来知られていなかった新規な特徴を有するモノクローナル抗体である。したがって、該モノクローナル抗体をヒト化した例も知られていない。
【0035】
【特許文献1】
特表平4−502408号公報
【非特許文献1】
「ブリティッシュ・ジャーナル・オブ・キャンサー(British Journalof Cancer)」、1972年、第26巻、p.239−
【非特許文献2】
長田重一、「タンパク質 核酸 酵素」、1993年、第38巻、p.2208−2218
【非特許文献3】
中山ら、「メビオ(Mebio)」、1995年、第12巻10号、p.79−86
【非特許文献4】
「ザ・ジャーナル・オブ・エクスペリメンタル・メディスン(The Journal of Experimental Medicine)」、1989年、第169巻、p.1747−1756
【非特許文献5】
「セル(Cell)」、1990年、第61巻、p.351−359
【非特許文献6】
「ネイチャー(Nature)」、1993年、第364巻、p.645−648
【非特許文献7】
「イムノロジカル・レビューズ(Immunological Reviews)」、1988年、第103巻、p.53−71
【非特許文献8】
「ネイチャー(Nature)」、1995年、第373巻、p.385−
【非特許文献9】
「ジャーナル・オブ・クリニカル・インベスティゲーション(Journal of Clinical Investigation)」、1992年、第90巻、p.334−
【非特許文献10】
「セル(Cell)」、1995年、第81巻、p.935−
【非特許文献11】
「サイエンス(Science)」、1995年、第268巻、p.1347−
【非特許文献12】
「ザ・ジャーナル・オブ・リューマトロジー(The Journal of Rheumatology)」、1996年、第23巻、p.1332−1337
【非特許文献13】
「ザ・ジャーナル・オブ・エクスペリメンタル・メディスン(The Journal of Experimental Medicine)」、1995年、第181巻、p.393−
【非特許文献14】
「ザ・ジャーナル・オブ・クリニカル・インベスティゲーション(The Journal of Clinical Investigation)」、1995年、第96巻、p.2924−
【非特許文献15】
「ザ・ジャーナル・オブ・リューマトロジー(The Journal of Rheumatology)」、1996年、第23巻、p.1332−
【非特許文献16】
「アルスリティス・アンド・リューマティズム(Arthritis and Rheumatism)」、1995年、第38巻、p.485−
【非特許文献17】
原田賢治、「現代医療」、1997年、第29巻、p.109−
【非特許文献18】
「サーキュレーション(Circulation)」、1995年、第91巻、p.2703−
【非特許文献19】
「ヨーロピアン・ジャーナル・オブ・イムノロジー(European Journal of Immunology)」、1994年、第24巻、p.2640−
【非特許文献20】
原田賢治、「現代医療」、1997年、第29巻、p.109−
【非特許文献21】
山田武彦ら、「現代医療」、1997年、第29巻、p.119−
【非特許文献22】
「サーキュレーション・リサーチ(Circulation. Research)」、1994年、第75巻、p.426−
【非特許文献23】
「キドニー・インターナショナル(Kidney International)」、1996年、第49巻、p.103−
【非特許文献24】
「キドニー・インターナショナル(Kidney International)」、1995年、第47巻、p.114−
【非特許文献25】
「ザ・ジャーナル・オブ・クリニカル・インベスティゲーション(The Journal of the Clinical Investigation)」、1994年、第94巻、p.2105−
【非特許文献26】
「キドニー・インターナショナル(Kidney International)」、1995年、第48巻、p.1886−
【非特許文献27】
「ブリティッシュ・ジャーナル・オブ・ヘマトロジー(British Journal of Haematology)」、1995年、第91巻、p.245−
【非特許文献28】
「モレキュラー・メディスン(Molecular Medicine)」、1996年、第33巻、 p.1284−
【非特許文献29】
「ネイチャー(Nature)」、1993年、第364巻、p.806−
【非特許文献30】
「ヘパトロジー(Hepatology)」、1994年、第19巻、p.1354−
【非特許文献31】
「インターナショナル・ヘパトロジー・コミュニケーション(International Hepatology Communication)」、1996年、第4巻、p.334−
【非特許文献32】
「バイオケミカル・アンド・バイオフィジカル・リサーチ・コミュニケーションズ(Biochemical and Biophysical Research Communications)」、1994年、第204巻、p.468−
【非特許文献33】
「ザ・ジャーナル・オブ・エクスペリメンタル・メディスン(The Journal of Experimental Medicine)」、1995年、第182巻、p.1223−
【非特許文献34】
「ネイチャー・メディスン(Nature Medicine)」、1997年、第3巻、p.409−
【非特許文献35】
「ベーリング・インスティテュート・ミテルンゲン(Behring Institute Mitteilungen)」、1995年、第96巻、p.13−
【非特許文献36】
「サイトメトリー(Cytometry)」、1995年、第22巻、p.111−
【非特許文献37】
「セル・イムノロジー(Cell Immunology)」、1992年、第140巻、p.197−
【非特許文献38】
「ネイチャー(Nature)」、1993年、第364巻、p.806−809
【非特許文献39】
「キャンサー・リサーチ(Cancer Research)」、1985年、第45巻、p.879−885
【非特許文献40】
カバトら、「SEQUENCES OF IMMUNOLOGICAL INTEREST」、 5th edition, NIH publication, No.91−3242, E.A. Kabatt et al.
【非特許文献41】
「プロシーディングズ・オブ・ザ・ナショナル・アカデミー・オブ・サイエンシィーズ・オブ・ザ・ユナイテッド・ステーツ・オブ・アメリカ(Proceedings ofthe National Academy of Sciences of the United States of America)、1984年、第81巻、p.6851−6855
【非特許文献42】
「ブリティッシュ・ジャーナル・オブ・キャンサー(British Journal of Cancer)」、1990年、第62巻、p.487−
【非特許文献43】
「ネイチャー(Nature)」、1986年、第321巻、p.522−525
【非特許文献44】
「ジャーナル・オブ・モレキュラー・バイオロジー(Journal of Molecular Biology)」、1987年、第196巻、p.901−917
【0036】
【発明が解決しようとする課題】
本発明の第一の目的は、前記のような異常細胞に対してはその表面のFasに結合してアポトーシスを誘導し、一方、正常細胞に対しては、FasリガンドのFasへの結合により誘導されるアポトーシスを阻止する機能を有する新規抗Fas抗体、またはそれに類似した分子を提供することにある。
【0037】
ヒトFasに特異的に結合するモノクローナル抗体は、アポトーシス誘導活性を有するものも含めいくつか知られているが、いずれもマウスFasとは結合しないことが明らかとなっている。同様にマウスFasと結合するモノクローナル抗体もいくつか知られているものの、いずれもヒトFasとは結合しない。すなわち、既存の抗ヒトFasモノクローナル抗体の医薬としての有効性を評価するにあたっては、上記に挙げたような病態モデルマウスを使用することができない。本発明の第二の目的は、ヒトFasともマウスFasとも結合する抗Fas抗体、またはそれに類似した分子を提供することにある。
【0038】
本発明の第三の目的は、上記抗Fas抗体、またはそれに類似した分子を有効成分として含有する、上記各種疾患に対する予防または治療剤を提供することにある。
【0039】
【課題を解決するための手段】
本発明は、
(1) 霊長類および非霊長類動物のFasの間で保存されているエピトープに特異的な抗原結合領域を有することを特徴とする分子、
(2) 霊長類がヒトであることを特徴とする、(1)記載の分子、
(3) 非霊長類動物が齧歯類動物であることを特徴とする、(1)または(2)記載の分子、
(4) 齧歯類動物がマウスであることを特徴とする、(3)記載の分子、
(5) 哺乳類のFasの間で保存されているエピトープに特異的な抗原結合領域を有することを特徴とする分子、
(6) マウス−マウスハイブリドーマHFE7A(FERM BP−5828)により産生されるモノクローナル抗体、
(7) マウス−マウスハイブリドーマHFE7A(FERM BP−5828)により産生される抗ヒトFasモノクローナル抗体由来の6種のCDRと同一のCDRを全て有することを特徴とする分子、
(8) マウス−マウスハイブリドーマHFE7A(FERM BP−5828)により産生されるモノクローナル抗体により認識されるエピトープに特異的な抗原結合領域を有することを特徴とする分子、
(9) 抗体であることを特徴とする、(1)乃至(5)、(7)または(8)のいずれか一つに記載の分子、
(10) 以下の一般式(I)で示されるアミノ酸配列を含むことからなる重鎖ポリペプチド:
−FRH1−CDRH1−FRH2−CDRH2−FRH3−CDRH3−FRH4−(I)
(式中、FRH1は18乃至30個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、
CDRH1は配列表の配列番号2で示されるアミノ酸配列を表わし、
FRH2は14個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、
CDRH2は配列表の配列番号3で示されるアミノ酸配列を表わし、
FRH3は32個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、
CDRH3は配列表の配列番号4で示されるアミノ酸配列を表わし、
FRH4は11個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、
各アミノ酸はそれぞれぺプチド結合で連結している、)
および、以下の一般式(II)で示されるアミノ酸配列を含むことからなる軽鎖ポリペプチド:
−FRL1−CDRL1−FRL2−CDRL2−FRL3−CDRL3−FRL4−(II)
(式中、FRL1は23個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、
CDRL1は配列表の配列番号5で示されるアミノ酸配列を表わし、
FRL2は15個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、
CDRL2は配列表の配列番号6で示されるアミノ酸配列を表わし、
FRL3は32個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、
CDRL3は配列表の配列番号7で示されるアミノ酸配列を表わし、
FRL4は10個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、
各アミノ酸はそれぞれぺプチド結合で連結している、)
を有することを特徴とする分子、
(11) 少なくとも下記のa)乃至f)のいずれか一つに記載の生物学的性状を有することを特徴とする、(1)乃至(5)または(7)乃至(10)のいずれか一つに記載の分子:
a)Fasを発現しているT細胞に対するアポトーシス誘導活性を有する;
b)MRLgld /gld マウスの自己免疫疾患症状の改善効果を有する;
c)肝臓障害を誘発しない;
d)抗マウスFasモノクローナル抗体Jo2により惹起される劇症肝炎に対する治療または予防効果を有する;
e)コラーゲン誘導関節炎に対する発症予防効果を有する;
f)慢性関節リウマチ患者由来滑膜細胞に対するアポトーシス誘導活性を有する、
(12) a)乃至f)記載の生物学的性状の全てを有することを特徴とする、(11)記載の分子、
(13) 抗体であることを特徴とする、(10)乃至(12)のいずれか一つに記載の分子、
(14) ヒト化されていることを特徴とする、(9)または(13)記載の分子、
(15) イムノグロブリンG型抗体であることを特徴とする、(9)または(13)記載の分子、
(16) ヒト化されていることを特徴とする、(6)記載の抗体、
(17) Fasを発現している異常細胞にアポトーシスを誘導することができ、かつ正常細胞のアポトーシスを防止することができることを特徴とする、(1)乃至(5)または(7)乃至(15)のいずれか一つに記載の分子、
(18) (1)乃至(5)、(7)乃至(13)、(15)または(17)のいずれか一つに記載の分子、もしくは(6)記載の抗体の、Fas/Fasリガンドの相互作用による影響を受けた病態に対する医薬としての効果を評価する方法であって、前記病態のモデル動物に該分子または該抗体を投与し、次いで、前記病態の変化を該分子または該抗体を投与した動物と非投与動物との間で比較することを特徴とする方法、
(19) 少なくとも一つのヒトイムノグロブリン軽鎖もしくはその断片、および、少なくとも一つのヒトイムノグロブリン重鎖もしくはその断片のそれぞれに、霊長類および非霊長類動物のFasの間で保存されているエピトープに特異的に結合する抗体から、該抗体のそれぞれのCDRを移植することによって得ることができる、霊長類および非霊長類動物のFasの間で保存されているエピトープに特異的な抗原結合領域を有することを特徴とするヒト化抗体、
(20) ヒトイムノグロブリン軽鎖およびヒトイムノグロブリン重鎖として、各々、霊長類および非霊長類動物のFasの間で保存されているエピトープに特異的に結合する抗体との間で可変領域の類似性が最も高いものが選択されていることを特徴とする、(19)記載のヒト化抗体、
(21) 霊長類および非霊長類動物のFasの間で保存されているエピトープに特異的に結合する抗体から、該抗体の重鎖および/または軽鎖のフレームワーク領域において該抗体の抗原認識部位の構造を維持するために重要なアミノ酸が、ヒトイムノグロブリン軽鎖もしくはその断片、および/または、ヒトイムノグロブリン重鎖もしくはその断片に移植されていることを特徴とする、(19)または(20)記載のヒト化抗体、
(22) 配列表の配列番号1に示されるアミノ酸配列からなるペプチドと結合することを特徴とする、(1)乃至(5)、(7)乃至(15)、(17)または(19)乃至(21)のいずれか一つに記載の分子または抗体、
(23) 配列表の配列番号50のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号52のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号54のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号107のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列または配列表の配列番号109のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列のいずれか一つを含む軽鎖ポリペプチドを有することを特徴とする、(1)乃至(5)、(7)乃至(15)、(17)または(19)乃至(22)のいずれか一つに記載の分子または抗体、
(24) 配列表の配列番号89のアミノ酸番号1から451に示されるアミノ酸配列または配列表の配列番号117のアミノ酸番号1から451に示されるアミノ酸配列のいずれか一つを含む重鎖ポリペプチドを有することを特徴とする、(1)乃至(5)、(7)乃至(15)、(17)または(19)乃至(23)のいずれか一つに記載の分子または抗体、
(25) 配列表の配列番号50のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列を含む軽鎖ポリペプチド、および、配列表の配列番号89のアミノ酸番号1から451に示されるアミノ酸配列を含む重鎖ポリペプチドから構成されることを特徴とする、(23)または(24)記載の分子または抗体、
(26) 配列表の配列番号107のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列を含む軽鎖ポリペプチド、および、配列表の配列番号117のアミノ酸番号1から451に示されるアミノ酸配列を含む重鎖ポリペプチドから構成されることを特徴とする、(23)または(24)記載の分子または抗体、
(27) (1)乃至(5)、(7)乃至(15)、(17)または(19)乃至(26のいずれか1つに記載の分子または抗体中のポリペプチド鎖のいずれか一つをコードするDNA、
(28) (6)または(16)記載の抗体の軽鎖ポリペプチドまたは重鎖ポリペプチドをコードするDNA、
(29) 配列表の配列番号11のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列を含むことからなるポリペプチドをコードするDNA、
(30) 配列表の配列番号9のアミノ酸番号1から445に示されるアミノ酸配列を含むことからなるポリペプチドをコードするDNA、
(31) 配列表の配列番号50のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号52のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号54のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号107のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列または配列表の配列番号109のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列のいずれか一つを含むことからなるポリペプチドをコードするDNA、
(32) 配列表の配列番号89のアミノ酸番号1から451に示されるアミノ酸配列または配列表の配列番号117のアミノ酸番号1から451に示されるアミノ酸配列のいずれか一つを含むことからなるポリペプチドをコードするDNA、
(33) 配列表の配列番号10のヌクレオチド番号61から393に示されるヌクレオチド配列を含むことからなる、(29)記載のDNA、
(34) 配列表の配列番号10のヌクレオチド番号61から714に示されるヌクレオチド配列を含むことからなる、(29)記載のDNA、
(35) 配列表の配列番号8のヌクレオチド番号58から420に示されるヌクレオチド配列を含むことからなる、(30)記載のDNA、
(36) 配列表の配列番号8のヌクレオチド番号58から1392に示されるヌクレオチド配列を含むことからなる、(30)記載のDNA、
(37) 配列表の配列番号49のヌクレオチド番号100から753に示されるヌクレオチド配列、配列表の配列番号51のヌクレオチド番号100から753に示されるヌクレオチド配列、配列表の配列番号53のヌクレオチド番号100から753に示されるヌクレオチド配列、配列表の配列番号106のヌクレオチド番号100から753に示されるヌクレオチド配列または配列表の配列番号108のヌクレオチド番号100から753に示されるヌクレオチド配列を含むことからなる、(31)記載のDNA、
(38) 配列表の配列番号88のヌクレオチド番号84から2042に示されるヌクレオチド配列または配列表の配列番号116のヌクレオチド番号78から2036に示されるヌクレオチド配列を含むことからなる、(32)記載のDNA、
(39) (27)乃至(38)のいずれか一つに記載のDNAを含むことからなる組換えDNAベクター、
(40) (29)、(31)、(33)、(34)または(37)のいずれか一つに記載のDNAを含むことからなる組換えDNAベクター、
(41) (30)、(32)、(35)、(36)または(38)のいずれか一つに記載のDNAを含むことからなる組換えDNAベクター、
(42) (39)記載の組換えDNAベクターで形質転換された宿主細胞、
(43) (40)および/または(41)記載の組換えDNAベクターで形質転換された宿主細胞、
(44) (40)および(41)記載の組換えDNAベクターで形質転換された宿主細胞、
(45) 哺乳動物由来であることを特徴とする、(41)乃至(43)のいずれか一つに記載の宿主細胞、
(46) 形質転換大腸菌E.coli pME−L(FERM BP−5867)、
(47) 形質転換大腸菌E.coli pME−H(FERM BP−5868)、
(48) 形質転換大腸菌E.coli pHSGMM6 SANK 73697(FERM BP−6071)、
(49) 形質転換大腸菌E.coli pHSGHM17 SANK 73597(FERM BP−6072)、
(50) 形質転換大腸菌E.coli pHSGHH7 SANK 73497(FERM BP−6073)、
(51) 形質転換大腸菌E.coli pHSHM2 SANK 70198(FERM BP−6272)、
(52) 形質転換大腸菌E.coli pHSHH5 SANK 70398(FERM BP−6274)、
(53) 形質転換大腸菌E.coli pgHSL7A62 SANK73397(FERM BP−6074)、
(54) 形質転換大腸菌E.coli pgHPDHV3 SANK70298(FERM BP−6273)、
(55) (44)または(45)記載の宿主細胞を培養し、次いで該培養物から抗Fas抗体を回収することを特徴とする、抗Fas抗体の製造方法、
(56) マウス−マウスハイブリドーマHFE7A(FERM BP−5828)、
(57) マウス−マウスハイブリドーマHFE7A(FERM BP−5828)をイムノグロブリン産生が可能な条件下で培養し、次いで該培養物からイムノグロブリンを回収することを特徴とする、(6)記載の抗体の製造方法、
(58) (1)乃至(5)、(7)乃至(15)、(17)または(19)乃至(26のいずれか1つに記載の分子、あるいは、(6)または(16)記載の抗体を有効成分として含有する、Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患の予防または治療剤、
(59) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が自己免疫疾患(全身性エリテマトーデス、橋本病、慢性関節リウマチ、移植片対宿主病、シェーグレン症候群、悪性貧血、アジソン氏病、強皮症、グッドパスチャー症候群、クローン氏病、自己免疫性溶血性貧血、自然不妊、重症筋無力症、多発性硬化症、バセドー病、突発性血小板減少性紫斑病、インスリン依存性糖尿病)、アレルギー、アトピー、動脈硬化症、心筋炎、心筋症、糸球体腎炎、再生不良性貧血、肝炎(劇症肝炎、慢性肝炎、ウイルス性肝炎(C型肝炎、B型肝炎、D型肝炎)またはアルコール性肝炎)、後天性免疫不全症候群および臓器移植後の拒絶反応からなる群から選択されることを特徴とする、(58)記載の予防または治療剤、
(60) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が自己免疫疾患(全身性エリテマトーデス、橋本病、慢性関節リウマチ、移植片対宿主病、シェーグレン症候群、悪性貧血、アジソン氏病、強皮症、グッドパスチャー症候群、クローン氏病、自己免疫性溶血性貧血、自然不妊、重症筋無力症、多発性硬化症、バセドー病、突発性血小板減少性紫斑病、インスリン依存性糖尿病)であることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(61) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患がアレルギーであることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(62) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が慢性関節リウマチであることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(63) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が動脈硬化症であることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(64) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が心筋炎または心筋症であることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(65) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が糸球体腎炎であることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(66) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が再生不良性貧血であることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(67) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が肝炎(劇症肝炎、慢性肝炎、ウイルス性肝炎(C型肝炎、B型肝炎、D型肝炎)またはアルコール性肝炎)であることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(68) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が後天性免疫不全症候群であることを特徴とする、(58)または(59)記載の予防または治療剤、
(69) Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患が臓器移植後の拒絶反応であることを特徴とする、(58または59)記載の予防または治療剤、を提供するものである。
【0040】
ヒトとマウスの間でアミノ酸配列が保存されている部分をエピトープとし、ヒトおよびマウスのFasのいずれにも結合するマウスモノクローナル抗体を取得しようとして、BALB/cマウス等の通常のマウスをヒトFasで免疫した場合、マウスFasとも結合するような抗体を産生する細胞は、自己抗原反応性の抗体産生細胞として胸腺において消去される。この胸腺での自己反応性T細胞の除去にFas−Fasリガンド系が関与しているものと推察されること[米原伸(1994) 日経サイエンス別冊110 、66−77 参照]から、Fasをコードする遺伝子を発現不能にしたマウス(以下「Fasノックアウトマウス」という)等のFas−Fasリガンド系に欠損のあるマウスを免疫動物として用いれば、マウスFasにも結合する抗体も取得することが可能になる。しかしながら、本発明において用いられる免疫動物はFasノックアウトマウスに限定されず、例えばラット、ウサギ等、他の実験動物であっても、Fas−Fasリガンド系に欠損のあるものは本発明の免疫動物として用いられ得る。
【0041】
本発明者らは、FasノックアウトマウスをヒトFasで免疫し、該マウスの脾臓細胞とマウスミエローマ細胞を融合することにより、ヒトおよびマウスのFasと結合する新規抗Fasモノクローナル抗体を産生するハイブリドーマを作出し、その培養上清より該モノクローナル抗体を精製した。この新規抗Fasモノクローナル抗体は、Fasを発現するマウスおよび非ヒト霊長類動物のT細胞にアポトーシスを誘導した。すなわち、本発明により、少なくともヒトを含む霊長類のFasと齧歯類Fasとの間には、本発明の抗体によって共通に認識され得、かつ本発明の抗体が結合することによりアポトーシス誘導が可能なエピトープが存在することが明らかにされた。
【0042】
また、この新規抗Fasモノクローナル抗体は、自己免疫疾患モデルマウスの症状を軽減する効果を有していた。さらに驚くべきことに、この新規抗Fasモノクローナル抗体には、従来のアポトーシス誘導活性を有する抗Fas抗体において知られていた、肝障害を誘発する副作用がないことが判明した。また、本発明者らは、上記ハイブリドーマより、新規抗Fasモノクローナル抗体の重鎖および軽鎖をコードする遺伝子をそれぞれクローニングし、そのヌクレオチド配列を解明して、それらの遺伝子にコードされている該重鎖および軽鎖のアミノ酸配列におけるCDRのアミノ酸配列を決定した。本発明者らはまた、該重鎖および軽鎖をコードする遺伝子を含むことからなる発現ベクターをそれぞれ作製し、これらのベクターで培養動物細胞をコ・ トランスフェクションして得られた培養上清中に、Fasと反応する組換え抗Fas抗体を産生させた。そのようにして得られた抗Fas抗体およびその組換え体は、Fasを介するアポトーシスにより引き起こされる劇症肝炎から肝臓を保護する活性を有しており、しかも慢性関節リウマチの予防および治療にそれぞれ有効であることから、該抗体が異常細胞にはFasを介してアポトーシスを誘導する活性とFasを介する正常細胞のアポトーシスを阻止する活性を併せ持ち、Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患に対する予防または治療に有効であることが判明した。本発明者らは、このマウス由来抗Fasモノクローナル抗体のCDRアミノ酸配列をヒト抗体に移植することにより、抗Fas抗体としての活性を保持しながらヒトに対する免疫原性を有さない組換え抗体を作製することに成功し、本発明を完成させた。
【0043】
異種動物由来の同種タンパク質を共通に認識するモノクローナル抗体がタンパク質抗原に結合する際の、抗原側の結合部位(エピトープ)周辺においては、異種動物間においてアミノ酸配列が保存されている、すなわちアミノ酸配列相同性が高く保たれている場合が多いと考えられるが、本発明の抗体が結合するFas分子中のエピトープは、そのような一次構造上の相同性が保たれている領域のみに限定されない。すなわち、本発明における「霊長類および非霊長類動物のFasの間で保存されているエピトープ」は、高次構造上の相同性が異種動物間で保たれ、その結果単一のモノクローナル抗体に共通に認識され得るような領域をも包含する。
【0044】
本発明において「抗原結合領域」とは、抗体分子中の抗原に対する結合領域と同一の機能を有する分子内領域をいう。この抗原結合領域は、特定の抗体または抗体の組み合わせに由来するものに限定されない。さらに、該抗原結合領域と、特定の抗体分子中の抗原に対する結合領域とは、該抗原に結合可能である点においてのみ類似していればよく、その他の点で類似していることは本発明の抗原結合領域の必須要件ではない。したがって、例えば抗原結合領域が既知の抗体のCDRを基に設計され、ヒト抗体に移植された場合でも、その結果作製される抗原結合領域は該既知の抗体の抗原結合領域と必ずしも類似していなくてもよいが、抗原に対する特異的結合能力を維持するという観点からは、両者の間の類似性が高いことが好ましい。
【0045】
本発明における「抗原結合領域を有することを特徴とする分子」は、好ましくは抗体であるが、これに限定されず、その抗原結合領域がFas分子中のエピトープに結合するものであればよい。したがって例えば、該抗原結合領域はアフィニティ精製用カラムの支持体に付加されてもよい。しかしながら、以後は特に言及しない限り「本発明の分子」は通常は抗体を指すものとする。
【0046】
また、本発明の分子が抗体である場合、該抗体としてはイムノグロブリンG(IgG)、同A(IgA)、同E(IgE)および同M(IgM)のいずれの型も好適に用いられうるが、通常はIgGがより好適である。
【0047】
本発明においては、上述したような、非ヒト動物由来の抗体から少なくとも全てのCDRのアミノ酸配列をヒト抗体に移植することにより、抗体としての機能を保持したままでヒトに対する免疫原性を低減させた人工改変抗体を、「ヒト化抗体」という。
【0048】
本発明において「FR」とは、フレームワーク領域を指すものである。例えば、FRH1は、重鎖サブユニット可変領域中の最もN末端に存在するフレームワーク領域を指し、FRL4は、軽鎖サブユニット可変領域中のN末端から4番目のフレームワーク領域を指す。同様に、例えばCDRH1は、重鎖サブユニット可変領域中の最もN末端に存在するCDRを指し、CDRL3は、軽鎖サブユニット可変領域中のN末端から3番目のCDRを指す。
【0049】
【発明の実施の形態】
本発明の抗Fasモノクローナル抗体は、例えばFasノックアウトマウスをヒトFasで免疫し、該マウスの脾臓細胞とマウスミエローマ細胞を融合することにより得られるハイブリドーマを培養することにより得ることができる。
【0050】
モノクローナル抗体の製造にあたっては、少なくとも下記のような作業工程が必要である。すなわち、
(a)抗原として使用する生体高分子の精製、
(b)抗原を動物に注射することにより免疫した後、血液を採取しその抗体価を検定して脾臓摘出の時期を決定してから、抗体産生細胞を調製する工程、
(c)骨髄腫細胞(以下「ミエローマ」という)の調製、
(d)抗体産生細胞とミエローマとの細胞融合、
(e)目的とする抗体を産生するハイブリドーマ群の選別、
(f)単一細胞クローンへの分割(クローニング)、
(g)場合によっては、モノクローナル抗体を大量に製造するためのハイブリドーマの培養、またはハイブリドーマを移植した動物の飼育、
(h)このようにして製造されたモノクローナル抗体の生理活性、およびその認識特異性の検討、あるいは標識試薬としての特性の検定、等である。
【0051】
以下、抗Fasモノクローナル抗体の作製法を上記工程に沿って詳述するが、該抗体の作製法はこれに制限されず、例えば脾細胞以外の抗体産生細胞およびミエローマを使用することもできる。
【0052】
(a)抗原の精製
抗原としては、ヒトFasの細胞外領域とマウスインターロイキン3受容体(以下「IL3R」という)の細胞外領域[Nishimura, Y. et al. (1995) J. Immunol. 154, 4395−4403参照]との融合タンパク質の発現ベクターphFas−AIC2をサル由来細胞株COS−1に導入し発現させ、部分精製することによって得られる組換えタンパク質(以下「組換えヒトFas」という)が有効である。phFas−AIC2は、ヒトFasとマウスIL3Rの融合タンパク質をコードするDNAを、動物細胞用発現ベクターpME18Sに組み込むことにより作製できる。ただし、FasをコードするDNA、ベクター、宿主等はこれらに限定されない。
【0053】
具体的には、phFas−AIC2でCOS−1細胞を形質転換して得られた形質転換株を培養し、その培養上清中に産生されるヒトFasとマウスIL3Rの融合タンパク質を、リソースQカラム(商標名;ファルマシア社製)を用いたイオン交換クロマトグラフィーを実施することにより、組換えFasを部分精製することができる。
【0054】
また、ヒト細胞株の細胞膜上に存在するFasそのものを精製したものも抗原として使用することができる。さらに、Fasの一次構造は公知である[ Itoh,N., et al. (1991) Cell 66, 233−243 参照]ので、当業者に周知の方法により、配列表の配列番号1に示されるアミノ酸配列を含むことからなるペプチドを化学合成し、これを抗原として使用することもできる。
【0055】
(b)抗体産生細胞の調製
工程(a)で得られた抗原と、フロインドの完全または不完全アジュバント、またはカリミョウバンのような助剤とを混合し、免疫原として実験動物に免疫する。実験動物としては、Fasノックアウトマウスが最も好適に用いられるが、そのようなマウスは千住らの文献[Senju, S., et al (1996) International Immunology 8, 423 参照]に記載する方法により作出することができる。
【0056】
マウス免疫の際の免疫原投与法は、皮下注射、腹腔内注射、静脈内注射、皮内注射、筋肉内注射いずれでもよいが、皮下注射または腹腔内注射が好ましい。
【0057】
免疫は、一回、または、適当な間隔で(好ましくは1週間から5週間間隔で)複数回繰返し行なうことができる。その後、免疫した動物の血清中の抗原に対する抗体価を測定し、抗体価が十分高くなった動物を抗体産生細胞の供給原として用いれば、以後の操作の効果を高めることができる。一般的には、最終免疫後3〜5日後の動物由来の抗体産生細胞を後の細胞融合に用いることが好ましい。
【0058】
ここで用いられる抗体価の測定法としては、放射性同位元素免疫定量法(以下「RIA法」という)、固相酵素免疫定量法(以下「ELISA法」という)、蛍光抗体法、受身血球凝集反応法など種々の公知技術があげられるが、検出感度、迅速性、正確性、および操作の自動化の可能性などの観点から、RIA法またはELISA法がより好適である。
【0059】
本発明における抗体価の測定は、例えばELISA法によれば、以下に記載するような手順により行うことができる。まず、精製または部分精製したFasをELISA用96穴プレート等の固相表面に吸着させ、さらに抗原が吸着していない固相表面を抗原と無関係なタンパク質、例えばウシ血清アルブミン(以下「BSA」という)により覆い、該表面を洗浄後、第一抗体として段階希釈した試料(例えばマウス血清)に接触させ、上記抗原に試料中の抗Fas抗体を結合させる。さらに第二抗体として酵素標識されたマウス抗体に対する抗体を加えてマウス抗体に結合させ、洗浄後該酵素の基質を加え、基質分解に基づく発色による吸光度の変化等を測定することにより、抗体価を算出する。
【0060】
(c)ミエローマの調製工程
ミエローマとしては、一般的にはマウスから得られた株化細胞、例えば8−アザグアニン耐性マウス(BALB/c由来)ミエローマ株P3X63Ag8U.1(P3−U1)[Yelton, D.E. et al. Current Topics in Microbiology and Immunology, 81, 1−7(1978)]、P3/NSI /1−Ag4−1(NS−1) [Kohler, G. et al. European J. Immunology, 6, 511−519 (1976) ]、Sp2 /O−Ag14 (SP−2) [Shulman, M. et al. Nature, 276, 269−270 (1978)]、P3X63Ag8.653 (653) [Kearney, J. F. et al. J. Immunology, 123, 1548−1550 (1979)]、P3X63Ag8(X63) [Horibata, K. and Harris, A. W. Nature, 256, 495−497 (1975)]などを用いることが好ましい。これらの細胞株は、適当な培地、例えば8−アザグアニン培地[RPMI−1640培地にグルタミン、2−メルカプトエタノール、ゲンタマイシン、およびウシ胎児血清(以下「FCS」という)を加えた培地に8−アザグアニンを加えた培地] 、イスコフ改変ダルベッコ培地(Iscove’s Modified Dulbecco’s Medium ;以下「IMDM」という)、またはダルベッコ改変イーグル培地(Dulbecco’s Modified Eagle Medium;以下「DMEM」という)で継代培養するが、細胞融合の3〜4日前に正常培地[例えば、10% FCSを含むASF104培地(味の素(株)社製)]で継代培養し、融合当日に2×107以上の細胞数を確保しておく。
【0061】
(d)細胞融合
抗体産生細胞は、形質細胞、およびその前駆細胞であるリンパ球であり、これは個体のいずれの部位から得てもよく、一般には脾、リンパ節、末梢血、またはこれらを適宜組み合わせたもの等から得ることができるが、脾細胞が最も一般的に用いられる。
【0062】
最終免疫後、所定の抗体価が得られたマウスから抗体産生細胞が存在する部位、例えば脾臓を摘出し、抗体産生細胞である脾細胞を調製する。この脾細胞と工程(c)で得られたミエローマを融合させる手段として現在最も一般的に行われているのは、細胞毒性が比較的少なく融合操作も簡単なポリエチレングリコールを用いる方法である。この方法は、例えば以下の手順よりなる。
【0063】
脾細胞とミエローマとを無血清培地(例えばRPMI1640)、またはリン酸緩衝生理食塩液(以下「PBS」という)でよく洗浄し、脾細胞とミエローマの細胞数の比が5:1〜10:1程度になるように混合し、遠心分離する。上清を除去し、沈澱した細胞群をよくほぐした後、撹拌しながら1mlの50%(w/v)ポリエチレングリコール(分子量1000〜4000)を含む無血清培地を滴下する。その後、10mlの無血清培地をゆっくりと加えた後遠心分離する。再び上清を捨て、沈澱した細胞を適量のヒポキサンチン・アミノプテリン・チミジン(以下「HAT」という)液およびマウスインターロイキン−2(以下「IL−2」という)を含む正常培地(以下「HAT培地」という)中に懸濁して培養用プレート(以下「プレート」という)の各ウェルに分注し、5% 炭酸ガス存在下、37℃で2週間程度培養する。途中適宜HAT培地を補う。
【0064】
(e)ハイブリドーマ群の選択
上記ミエローマ細胞が、8−アザグアニン耐性株である場合、すなわち、ヒポキサンチン・グアニン・ホスホリボシルトランスフェラーゼ(HGPRT)欠損株である場合、融合しなかった該ミエローマ細胞、およびミエローマ細胞どうしの融合細胞は、HAT含有培地中では生存できない。一方、抗体産生細胞どうしの融合細胞、あるいは、抗体産生細胞とミエローマ細胞とのハイブリドーマは生存することができるが、抗体産生細胞どうしの融合細胞には寿命がある。従って、HAT含有培地中での培養を続けることによって、抗体産生細胞とミエローマ細胞とのハイブリドーマのみが生き残り、結果的にハイブリドーマを選択することができる。
【0065】
コロニー状に生育してきたハイブリドーマについて、HAT培地からアミノプテリンを除いた培地(以下「HT培地」という)への培地交換を行う。以後、培養上清の一部を採取し、例えば、ELISA法により抗Fas抗体価を測定する。ただし、ELISA用の抗原として上記融合タンパク質を用いる場合は、マウスIL3受容体の細胞外領域に特異的に結合する抗体を産生するクローンを選択しないように、該クローンを除外する操作が必要である。そのようなクローンの有無は、例えばマウスIL3受容体またはその細胞外領域を抗原としたELISA等により確認することができる。
【0066】
以上、8−アザグアニン耐性の細胞株を用いる方法を例示したが、その他の細胞株もハイブリドーマの選択方法に応じて使用することができ、その場合使用する培地組成も変化する。
(f)クローニング
工程(b)の記載と同様の方法で抗体価を測定することにより、特異的抗体を産生することが判明したハイブリドーマを、別のプレートに移しクローニングを行う。このクローニング法としては、プレートの1ウェルに1個のハイブリドーマが含まれるように希釈して培養する限界希釈法、軟寒天培地中で培養しコロニーを回収する軟寒天法、マイクロマニュピレーターによって1個づつの細胞を取り出し培養する方法、セルソーターによって1個の細胞を分離する「ソータクローン」などが挙げられるが、限界希釈法が簡便でありよく用いられる。
【0067】
抗体価の認められたウェルについて、例えば限界希釈法によるクローニングを2〜4回繰返し、安定して抗体価の認められたものを抗Fasモノクローナル抗体産生ハイブリドーマ株として選択する。さらに、マウスFasに結合する抗体を産生するハイブリドーマを同様の方法で選択することにより、抗Fasモノクローナル抗体産生細胞を得る。このとき使用されるマウスFasとしては、例えばマウスFasの細胞外領域とマウスIL3受容体の細胞外領域との融合タンパク質をコードするDNAの発現プラスミドベクター pME18S−mFas−AIC[Nishimura, Y. et al. (1995) J. Immunol. 154, 4395−4403参照]を培養動物細胞に導入して発現させた融合タンパク質や、精製マウスFas、またはマウスFasを細胞表面に発現している細胞を使用できる。
【0068】
なお、本発明のヒト化抗Fas抗体を作製するにあたっての基礎となる抗体として好適な抗Fasモノクローナル抗体の産生細胞であるマウス−マウスハイブリドーマHFE7Aは独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業研究所)に平成9年2月19日付けで国際寄託され、受託番号FERM BP−5828が付されている。したがって、例えばマウス−マウスハイブリドーマHFE7Aを用いて抗体を調製する場合は、工程(f)までを省略して、以下に記載する工程(g)から抗体の調製を行うことができる。
【0069】
(g)ハイブリドーマ培養によるモノクローナル抗体の調製
クローニングを完了したハイブリドーマは、培地をHT培地から正常培地に換えて培養される。大量培養は、大型培養瓶を用いた回転培養、あるいはスピナー培養で行われる。この大量培養における上清を、ゲル濾過等、当業者に周知の方法を用いて精製することにより、本発明の予防または治療剤が有効成分として含有する抗Fasモノクローナル抗体を得ることができる。また、同系統のマウス(例えば、上記のBALB/c)、あるいはNu/Nuマウスの腹腔内で該ハイブリド−マを増殖させることにより、本発明の予防または治療剤が有効成分として含有する抗Fasモノクローナル抗体を大量に含む腹水を得ることができる。
【0070】
精製の簡便な方法としては、市販のモノクローナル抗体精製キット(例えば、MAbTrap GIIキット;ファルマシア社製)等を利用することもできる。
【0071】
かくして得られるモノクローナル抗体は、ヒトおよびマウスのFasに対して高い抗原特異性を有する。
【0072】
(h)モノクローナル抗体の検定
かくして得られたモノクローナル抗体のアイソタイプおよびサブクラスの決定は以下のように行うことができる。まず、同定法としてはオクテルロニー(Ouchterlony )法、ELISA法、またはRIA法が挙げられる。オクテルロニー法は簡便ではあるが、モノクローナル抗体の濃度が低い場合には濃縮操作が必要である。一方、ELISA法またはRIA法を用いた場合は、培養上清をそのまま抗原吸着固相と反応させ、さらに第二次抗体として各種イムノグロブリンアイソタイプ、サブクラスに対応する抗体を用いることにより、モノクローナル抗体のアイソタイプ、サブクラスを同定することが可能である。また、さらに簡便な方法として、市販の同定用のキット(例えば、マウスタイパーキット;バイオラッド社製)等を利用することもできる。
【0073】
さらに、タンパク質の定量は、フォーリンロウリー法、および280nmにおける吸光度[1.4(OD280)=イムノグロブリン1mg/ml]より算出する方法により行うことができる。
【0074】
モノクローナル抗体の認識エピトープの同定は以下のようにして行なうことができる。まず、モノクローナル抗体の認識する分子の様々な部分構造を作製する。部分構造の作製にあたっては、公知のオリゴペプチド合成技術を用いてその分子の様々な部分ペプチドを作成する方法、遺伝子組換え技術を用いて目的の部分ペプチドをコードするDNA配列を好適な発現プラスミドに組み込み、大腸菌等の宿主内外で生産する方法等があるが、上記目的のためには両者を組み合わせて用いるのが一般的である。例えば、抗原タンパク質のC末端あるいはN末端から適当な長さで順次短くした一連のポリペプチドを当業者に周知の遺伝子組換え技術を用いて作製した後、それらに対するモノクローナル抗体の反応性を検討し、大まかな認識部位を決定する。
【0075】
その後、さらに細かく、その対応部分のオリゴペプチド、または該ペプチドの変異体等を、当業者に周知のオリゴペプチド合成技術を用いて種々合成し、本発明の予防または治療剤が有効成分として含有するモノクローナル抗体のそれらペプチドに対する結合性を調べるか、または該モノクローナル抗体と抗原との結合に対するペプチドの競合阻害活性を調べることによりエピトープを限定する。多種のオリゴペプチドを得るための簡便な方法として、市販のキット(例えば、SPOTsキット(ジェノシス・バイオテクノロジーズ社製)、マルチピン合成法を用いた一連のマルチピン・ペプチド合成キット(カイロン社製)等)を利用することもできる。
【0076】
次に、本発明の抗Fasモノクローナル抗体の重鎖または軽鎖をコードするDNAは、上記抗Fasモノクローナル抗体を産生するハイブリドーマ細胞よりmRNAを調製し、該mRNAを逆転写酵素でcDNAに変換してから、該抗体の重鎖または軽鎖をコードするDNAをそれぞれ単離することにより得られる。
【0077】
mRNAの抽出にあたっては、グアニジン・チオシアネート・ホット・フェノール法、グアニジン・チオシアネート−グアニジン・塩酸法なども採用しうるが、グアニジン・チオシアネート・塩化セシウム法が好適である。細胞からのmRNAの調製は、まず全RNAを調製し、該全RNAからオリゴ(dT)セルロースやオリゴ(dT)ラテックスビーズ等のポリ(A)+RNA精製用担体を用いて精製する方法、または細胞ライセートから該担体を用いて直接精製する方法により実施できる。全RNAの調製方法としては、アルカリショ糖密度勾配遠心分離法[Dougherty, W. G. and Hiebert, E. (1980) Viology 101, 466−474参照]、グアニジンチオシアネート・フェノール法、グアニジンチオシアネート・トリフルオロセシウム法、フェノール・SDS法等も採用し得るが、グアニジンチオシアネートおよび塩化セシウムを用いる方法[Chirgwin, J. M., et al. (1979)Biochemistry 18, 5294− 5299参照]が好適である。
【0078】
上記のごとくして得られたポリ(A)+RNAを鋳型として、逆転写酵素反応により一本鎖cDNAを合成した後、この一本鎖cDNAから二本鎖cDNAを合成することができる。この方法としてはS1ヌクレアーゼ法[Efstratiadis, A., et al. (1976) Cel1 7, 279−288 参照]、グブラー−ホフマン法[Gubler, U. and Hoffman, B. J. (1983) Gene 25, 263−269 参照]、オカヤマ−バーグ法[Okayama, H. and Berg, P. (1982) Mol. Cell. Biol. 2, 161−170 参照]等を採用し得るが、本発明においては、一本鎖cDNAを鋳型としてポリメラーゼ連鎖反応(以下「PCR」という)[Saiki, R. K., et al. (1988) Science 239,
487−49 参照]を行なう、いわゆるRT−PCR法が好適である。
【0079】
このようにして得られた二本鎖cDNAをクローニングベクターに組み込み、得られた組換えベクターを大腸菌等の微生物に導入して形質転換させ、テトラサイクリン耐性あるいはアンピシリン耐性等を指標として形質転換体を選択することができる。大腸菌の形質転換は、ハナハン法[Hanahan, D. (1983) J. Mol. Biol. 166, 557−580 参照]、すなわち塩化カルシウムや塩化マグネシウムまたは塩化ルビジウムを共存させて調製したコンピテント細胞に、該組換えDNAベクターを加える方法により実施することができる。なお、ベクターとしてブラスミドを用いる場合は、上記の薬剤耐性遺伝子を有することが必要である。また、プラスミド以外のクローニングベクター、例えばラムダ系のファージ等を用いることも可能である。
【0080】
上記により得られた形質転換株から、目的の抗ヒトFas抗体の各サブユニットをコードするcDNAを有する株を選択する方法としては、例えば以下に示す各種方法を採用できる。なお、上記RT−PCR法により目的のcDNAを特異的に増幅した場合は、これらの操作を省略することが可能である。
【0081】
(1)ポリメラーゼ連鎖反応を用いる方法
目的タンパク質のアミノ酸配列の全部または一部が解明されている場合、該アミノ酸配列の一部に対応するセンスストランドとアンチセンスストランドのオリゴヌクレオチドプライマーを合成し、これらを組合せてポリメラーゼ連鎖反応[Saiki, R. K., et al. (1988) Science 239, 487−49 参照]を行ない、目的の抗ヒトFas抗体重鎖あるいは軽鎖サブユニットをコードするDNA断片を増幅する。ここで用いる鋳型DNAとしては、例えば抗ヒトFasモノクローナル抗体HFE7Aを産生するハイブリドーマ(FERM BP−5828)のmRNAより逆転写酵素反応にて合成したcDNAを用いることができる。
【0082】
このようにして調製したDNA断片は、市販のキット等を利用して直接プラスミドベクターに組み込むこともできるし、該断片を32P、35Sあるいはビオチン等で標識し、これをプローブとして用いてコロニーハイブリダイゼーションまたはプラークハイブリダイゼーションを行なうことにより目的のクローンを選択することもできる。
【0083】
例えば、本発明の抗Fasモノクローナル抗体として好適なモノクローナル抗体HFE7Aは、イムノグロブリンG1(以下「IgG1」という)分子であり、重鎖(γ1鎖)、軽鎖(κ鎖)の各サブユニットからなる複合体である。これらの各サブユニットの部分アミノ酸配列を調べる方法としては、電気泳動やカラムクロマトグラフィーなどの周知の方法を用いて各サブユニットを単離してから、自動プロテインシークエンサー(例えば、島津製作所(株)製 PPSQ−10)等を利用してそれぞれのサブユニットのN末端アミノ酸配列を解析する方法が好適である。
【0084】
上記のごとくして得られた目的の形質転換株より、抗ヒトFasモノクローナル抗体タンパク質の各サブユニットをコードするcDNAを採取する方法は、公知の方法[Maniatis, T., et al. (1982) in ”Molecular Cloning A LaboratoryManual” Cold Spring Harbor Laboratory, NY. 参照]に従い実施できる。例えば細胞よりベクターDNAに相当する画分を分離し、該プラスミドDNAより目的とするサブユニットをコードするDNA領域を切り出すことにより行うことが可能である。
【0085】
(2)合成オリゴヌクレオチドプローブを用いるスクリーニング法
目的タンパク質のアミノ酸配列の全部または一部が解明されている場合(該配列は、複数個連続した特異的配列であれば、目的タンパク質のどの領域のものでもよい)、該アミノ酸配列に対応するオリゴヌクレオチドを合成し(この場合、コドン使用頻度を参考に推測されるヌクレオチド配列、または考えられるヌクレオチド配列を組み合わせた複数個のヌクレオチド配列のいずれも採用でき、また後者の場合イノシンを含ませてその種類を減らすこともできる)、これをプローブ(32P、35Sあるいはビオチン等で標識する)として、形質転換株のDNAを変性固定したニトロセルロースフィルターとハイブリダイズさせ、得られたポジティブ株を選別する。
【0086】
このようにして得られるDNAの配列の決定は、例えばマキサム−ギルバートの化学修飾法[Maxam, A. M. and Gilbert, W. (1980) in ”Methods in Enzymology” 65, 499−576参照]やジデオキシヌクレオチド鎖終結法[Messing, J. and Vieira, J. (1982) Gene 19, 269−276参照]等により実施することができる。
【0087】
また近年、蛍光色素を用いた自動塩基配列決定システムが普及している(例えばパーキンエルマージャパン社製シークエンスロボット”CATALYST 800”およびモデル373ADNAシークエンサ一等)。
【0088】
こうしたシステムを利用することで、DNAヌクレオチド配列決定操作を能率よく、かつ安全に行うことも可能である。このようにして決定された本発明のDNAの各ヌクレオチド配列、および重鎖および軽鎖の各N末端アミノ酸配列データから、本発明のモノクローナル抗体の重鎖および軽鎖の全アミノ酸配列を決定することができる。
【0089】
イムノグロブリンの重鎖および軽鎖は、いずれも可変領域および定常領域からなり、可変領域はさらに相補性決定領域(以下「CDR」と記す;重鎖・軽鎖ともに各3か所)およびそれらに隣接するフレームワーク領域(重鎖・軽鎖ともに各4か所)からなる。
【0090】
このうち、定常領域のアミノ酸配列は、抗原の種類に関係なく、イムノグロブリンサブクラスが同一である抗体間では共通である。一方、可変領域、特にCDRのアミノ酸配列は各抗体に固有のものであるが、数多くの抗体のアミノ酸配列データを比較した研究によれば、CDRの位置やフレームワーク配列の長さは、同じサブグループに属する抗体サブユニットの間ではほぼ類似していることが知られている[Kabat, E. A., et al. (1991) in ”Sequence of Proteins of Immunological Interest Vol.II”: U.S. Department of Health and Human Services参照]。従って、例えば抗Fasモノクローナル抗体HFE7A等の抗体の重鎖および軽鎖の各アミノ酸配列とそれら公知のアミノ酸配列データとを比較することにより、各アミノ酸配列におけるCDRやフレームワーク領域および定常領域の位置を決定することができる。なお、FRH1、すなわち重鎖の最もN末端側のフレームワーク領域の鎖長については、通常(30アミノ酸)より短いことがあり、例えば、マウスIgG1のHFE7Aと同じサブタイプとしては該フレームワーク領域が最小18アミノ酸である例などが知られている[前出 Kabat et al. 参照]。このことから本発明の抗体においては、抗Fas抗体としての機能を損なわない限りにおいて、重鎖のN末端のフレームワーク領域の鎖長を18アミノ酸以上30アミノ酸以下とするが、好適には30アミノ酸である。なお、本発明におけるイムノグロブリン重鎖のアミノ酸番号は、特に言及しない限りFRH1が30アミノ酸である場合のものとする。
【0091】
なお、上記のようにして決定された軽鎖または重鎖のそれぞれのCDRと同じアミノ酸配列、もしくはその中の連続した部分アミノ酸配列を有するペプチドを、人為的な修飾操作を施して該CDRが抗Fas抗体分子中で形成する立体構造に近付けることにより、単独でFasに対する結合活性を付与せしめることが可能である[例えば、米国特許第5331573号公報参照]。したがって、そのように修飾された、CDRと同じアミノ酸配列、もしくはその中の連続した部分アミノ酸配列を有するペプチドも、本発明の分子に包含され、Fas−Fasリガンド系の異常に起因する疾患に対する予防または治療のために用いることができる。
【0092】
アミノ酸配列中の任意の一つもしくは二つ以上のアミノ酸を欠失させた改変体を作製するにあたっては、カセット変異法[岸本利光、”新生化学実験講座2・核酸III 組換えDNA技術” 242−251参照]などに従うことができる。
【0093】
この様な各種のDNAは、例えばフォスファイト・トリエステル法[Hunkapiller, M., et al. (1984) Nature 310, 105−111参照]等の常法に従い、核酸の化学合成により製造することもできる。なお、所望アミノ酸に対するコドンは、それ自体が公知であり、その選択も任意でよく、例えば使用する宿主のコドン使用頻度を考慮して常法に従い決定することも可能である。これらヌクレオチド配列コドンの一部改変は、常法に従い、所望の改変をコードする合成オリゴヌクレオチドからなるプライマーを利用した部位特異的変異導入法(サイトスペシフィック・ミュータジェネシス)[Mark, D.F., et al. (1984) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81, 5662−5666参照]等に従うことができる。
【0094】
また、あるDNAが本発明の抗Fasモノクローナル抗体の重鎖または軽鎖をコードするDNAとハイブリダイズするか否かは、例えば、該DNAを、ランダムプライマー法[Feinberg, A.P. and Vogelstein, B. (1983) Anal. biochem. 132, 6−13 参照]やニックトランスレーション法[Maniatis, T., et al. (1982) in ”Molecular Cloning A laboratory Manual” Cold Spring Harbor Laboratory, NY. 参照]等に従い[α−32P]dCTP等で標識したプローブDNAを用いて、以下に記載するような実験を行うことにより調べることができる。
【0095】
まず調べようとするDNAを、例えばニトロセルロース膜やナイロン膜等に吸着させ、必要に応じてアルカリ変性等の処理を行なってから、加熱あるいは紫外線等により固相化させる。この膜を、6×SSC(1×SSCは0.15M 塩化ナトリウム、0.015M クエン酸三ナトリウム溶液)と5% デンハート溶液、0.1% ドデシル硫酸ナトリウム(SDS)を含むプレハイブリダイゼーション溶液に浸し、55℃で4時間以上保温してから、先に調製したプローブを同様のプレハイブリダイゼーション溶液に最終比活性1×106cpm/mlとなるように加え、60℃で一晩保温する。その後、膜を室温下で6×SSCで5分間の洗浄する操作を数回繰り返し、さらに2×SSCで20分間洗浄してから、オートラジオグラフィーを行う。
【0096】
上記のような方法を利用して、任意のcDNAライブラリーまたはゲノムライブラリーから、本発明のヒト化抗Fas抗体の基礎となる抗Fasモノクローナル抗体の重鎖または軽鎖をコードするDNAとハイブリダイズするDNAを単離することができる[Maniatis, T., et al. (1982) in ”Molecular Cloning A laboratory Manual” Cold Spring Harbor Laboratory, NY. 参照]。
【0097】
上記のごとくして得られる各DNAを、それぞれ発現ベクターに組み込むことにより、原核生物または真核生物の宿主細胞に導入し、それらの宿主細胞で各遺伝子を発現させることが可能である。
【0098】
原核細胞の宿主としては、例えば大腸菌(Escherichia coli)、や枯草菌(Bacillus subtilis )等が挙げられる。目的の遺伝子をこれらの宿主細胞内で発現させるには、宿主と適合し得る種由来のレプリコン、すなわち複製起点およびlac UV5 等のプロモーター配列を含んでいるプラスミドベクターで宿主細胞を形質転換すればよい。またべクターは、形質転換した細胞での表現形質による選択性を付与することができる配列を有するものが望ましい。例えば大腸菌としては、E.coli K12株由来のJM109株等がよく用いられ、ベクターとしては、一般にpBR322やpUC系のプラスミドがよく用いられるが、これらに限定されず、公知の各種の菌株およびベクターをいずれも使用できる。またプロモーターとしては、大腸菌においては、トリプトファン(trp )プロモーター、ラクトース(lac )プロモーター、トリプトファン・ラクトース(tac )プロモーター、リポプロテイン(lpp )プロモーター、バクテリオファージ由来のラムダ(λ)PLプロモーター、ポリペプチド鎖伸長因子Tu(tufB)プロモーターなどが挙げられるが、これらに限定されない。
【0099】
枯草菌としては、例えば207−25株が好ましく、ベクターとしてはpTUB228[Ohmura, K., et al. (1984) J. Biochem. 95, 87−93 参照]等が用いられるが、これに限定されない。またプロモーターとしては、枯草菌αアミラーゼ遺伝子の調節配列がよく用いられ、さらに必要に応じてαアミラーゼのシグナルペプチド配列をコードするDNA配列を連結することにより、菌体外への分泌も可能となる。
【0100】
真核生物の宿主細胞には、脊椎動物、酵母等の細胞が含まれ、脊椎動物細胞としては、例えばサル由来の細胞株であるCOS−1[Gluzman, Y. (1981) Cell 23, 175−182 参照]等が用いられる。酵母としては、パン酵母(Saccharomyces cerevisiae)やアルコール資化性酵母(Pichia pastoris)、分裂酵母(Schizossaccharomyces pombe)等が用いられる。ここに例示したような細胞が一般に宿主細胞としてよく用いられているが、これらに限定されるものではない。
【0101】
脊椎動物細胞の発現べクターとしては、通常は発現させようとする遺伝子の上流に位置するプロモーター、RNAスプライシング部位、ポリアデニル化部位および転写終結配列等を有するものを使用でき、これにはさらに必要により複製起点を有してもよい。該発現べクターの例としては、SV40の初期プロモーターを有するpSV2dhfr[Subramani, S., et al. (1981) Mol. Cell. Bio. 1, 854−864 参照]等を例示できるが、これに限定されない。
【0102】
酵母の発現べクターとしては、例えばアルコール脱水素酵素遺伝子のプロモーター[Bennetzen, J. L. and Hall, B. D. (1982) J. Biol. Chem. 257, 3018−3025 参照]や、ガラクトース代謝系酵素遺伝子(gal 10など)のプロモーター[Ichikawa, K., et al. (1993) Biosci. Biotech. Biochem. 57, 1686−1690 参照]等を利用でき、必要により酵母遺伝子のシグナルペプチド配列をコードするDNA配列を連結することにより、細胞外への分泌も可能となるが、これに限定されるものではない。
【0103】
宿主細胞としてCOS−1を用いる場合を例に挙げると、発現べクターとしては、SV40複製起点を有し、COS−1において自立増殖が可能であり、さらに転写プロモーター、転写終結シグナル、およびRNAスプライス部位を備えた発現ベクターを用いることができる。該発現ベクターは、DEAE−デキストラン法[Luthman, H. and Magnusson, G. (1983) Nucleic Acids Res. 11, 1295−1308 参照]、リン酸カルシウム−DNA共沈法[Graham, F. L. and van der Eb, A. J. (1973) Virology 52, 456−457 参照]および電気穿孔法[Neumann, E.,et al. (1982) EMBO J. 1, 841−845 参照]などによりCOS−1に取り込ませることができ、かくして所望の形質転換細胞を得ることができる。
【0104】
特に、重鎖をコードするDNAを含むことからなる発現べクターおよび同軽鎖をコードするDNAを含むことからなる発現べクターでCOS−1をコ・トランスフェクションすることにより、これらのDNAを同時に発現させ、組換え抗Fas抗体を産生する形質転換体を得ることができる。しかしながら、組換え抗Fas抗体を生産する方法は上記に限定されず、例えば、重鎖および軽鎖のそれぞれをコードするDNAを両方とも保持し、これらを同時に発現させることができる単一の発現ベクターを構築し、該ベクターでCOS−1細胞を形質転換する方法等も用いることができる。
【0105】
上記で得られる所望の形質転換体は、当業者に周知の方法に従って培養することができ、該培養により、形質転換体細胞内または細胞外に組換え抗Fas抗体が産生される。該培養に用いられる培地としては、採用した宿主細胞に応じて慣用される各種のものを適宜選択でき、例えば上記COS−1の場合、RPMI1640培地やダルベッコ変法イーグル培地(DMEM)などの培地に、必要に応じウシ胎児血清(FCS)などの血清成分を添加したものを使用できる。
【0106】
該形質転換体の培養の際の培養温度は、細胞内のタンパク質合成能を著しく低下せしめない温度であればいずれでもよいが、好適には32〜42℃、最も好適には37℃で培養する。また必要に応じて、1〜10%(v/v)の炭酸ガスを含む空気中で培養することができる。
【0107】
なお、本発明の抗Fasモノクローナル抗体の重鎖または軽鎖をコードするDNAを動物細胞で発現させる組換えDNAベクターで形質転換された大腸菌株E.coli pME−HおよびE.coli pME−Lは、それぞれ平成9(1997)年3月12日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、受託番号FERMBP−5868およびFERM BP−5867が付されている。従って、該寄託菌株から単離された組換えDNAベクターでCOS−1等の培養動物細胞を形質転換し、この形質転換細胞を培養することにより、培養物中に組換え抗Fas抗体を産生させることができる。
【0108】
上記により形質転換体の細胞内または細胞外に生産される、抗Fas抗体タンパク質を含む画分は、該タンパク質の物理的性質や化学的性質等を利用した各種公知のタンパク質分離操作法により、分離・精製することができる。かかる方法としては、具体的には例えば通常のタンパク質沈澱剤による処理、限外ろ過、分子ふるいクロマトグラフィー(ゲルろ過)、吸着クロマトグラフィー、イオン交換クロマトグラフィー、アフィニティークロマトグラフィー、高速液体クロマトグラフィー(HPLC)等の各種クロマトグラフィー、透析法、およびこれらの組み合わせ等を採用できる。
【0109】
抗Fasマウスモノクローナル抗体をヒト化するためには、決定されたCDR配列全体およびFR配列の一部のアミノ酸残基をヒト抗体へ移植するように、可変領域のアミノ酸配列を設計する必要がある。この設計は、以下の方法に従う。
【0110】
従来、ヒト化のデザインを行う場合、アクセプターのサブグループの選択指針としては、
▲1▼天然のアミノ酸配列を有する公知のヒト抗体の重鎖、軽鎖の天然の組合せをそっくりそのまま用いる、
▲2▼重鎖、軽鎖が属するサブグループとしての組合せは保存するが、重鎖、軽鎖としては、それぞれ異なるヒト抗体に由来し、ドナーの重鎖、軽鎖のアミノ酸配列と同一性が高いアミノ酸配列、または、コンセンサス配列を用いる、
のいずれかが選択されている。本発明においても、上記の指針に従うことができるが、これらと異なる方法として、
▲3▼サブグループの組合せを考慮することなく、ドナーのFRと最も同一性の高い重鎖、軽鎖のFRをヒト抗体の一次配列のライブラリーの中から選択する、
という方法を採用することも可能である。これらの選択法により、ドナーおよびアクセプター間での、FR部分のアミノ酸の同一性を少なくとも70%以上とすることが可能となる。この方法を採用することにより、ドナーより移植するアミノ酸残基の数をより少なくすることが可能となり、HAMA応答誘導を減少させることができる。
【0111】
また、抗体分子の一次配列より三次構造を予測する操作(以下、この操作を「分子モデリング」という)はその予測精度に限界があり、そのドナーが属するサブグループにおいて稀にしか出現しないアミノ酸残基の役割を十分に特定することができない。クィーンらの方法に従い、かかる位置においてドナー、アクセプターのいずれのアミノ酸残基を選択すべきかを判断することは一般に困難である。▲3▼の選択法によれば、このような判断をする機会を著しく減少することができる。
【0112】
本発明者らは、ドナーのCDRの構造および機能を維持するために重要なドナーのFR由来のアミノ酸を同定するための新規な方法を提供することによって、このヒト化の方法をさらに改良している。
【0113】
軽鎖、重鎖それぞれのヒトアクセプター分子が選択された後、ドナーのFRより移植するアミノ酸残基を選択する方法は、以下に記載する通りである。
【0114】
ドナーとアクセプターのアミノ酸配列を並べ、両者のFRの対応する位置でアミノ酸残基が異なっていた場合、どちらの残基を選択するべきかを決定する必要があるが、この選択においては、ドナー由来のCDRの三次元構造を損なわないよう選択を行う必要がある。
【0115】
クィーンらは前述の特表平4−502408号において、FR上のアミノ酸残基が、以下の要件の少なくともひとつに該当する場合、CDR配列とともにアクセプターに移植する方法を提唱した:
1)アクセプターのヒトFR領域中のアミノ酸がその位置において稀であり、ドナーの対応するアミノ酸がアクセプターの前記位置において普通である;
2)該アミノ酸がCDRのひとつのすぐ近くである;
3)該アミノ酸が三次元免疫グロブリンモデルにおいてCDRの約3Å以内に側鎖原子を有し、そして抗原とまたはヒト化抗体のCDRと相互作用することができると予想される。
【0116】
ここで2)で示された残基はしばしば3)の性質を示すことより、本発明ではこの2)の要件を削除し、別に新たに2種の要件を設ける。すなわち、本発明では、CDRと共に移植すべきドナーのFR上のアミノ酸残基については:
a)アクセプターのFR中のアミノ酸がその位置において稀でありドナーの対応するアミノ酸が当該位置において普通であるか;
b)該アミノ酸が三次元構造モデルにおいて、CDRの構成アミノ酸原子と抗原または移植すべきCDRループとの相互作用が予想されるか;
c)当該位置がカノニカルクラス決定残基であるか;
d)当該位置が重鎖と軽鎖の接触面を構成するか、
である場合に、ドナーのFRから当該アミノ酸残基を移植することにする。
【0117】
a)の要件では、前述したカバトの表に従い、同一サブクラスの抗体について当該位置で90%以上の頻度で見いだされるアミノ酸を「普通」、10%未満の頻度で見いだされるアミノ酸を「稀」と定義する。
【0118】
c)の要件では、「当該位置がカノニカルクラス決定残基であるか」否かについては、前述したチョッチアの表に従い、一義的に決定することができる。
【0119】
b)、d)の要件については、予め抗体可変領域の分子モデリングが必要となる。分子モデリング用ソフトウェアとしては、市販のものならいずれのものも採用し得るが、好適には、AbM(オックスフォード・モレキュラー・リミティッド社製)を使用することができる。
【0120】
分子モデリングの予測精度には一定の限界があるので、本発明においては、種々の抗体の可変領域のX線結晶解析の実験結果を参照することにより、分子モデリングから得られる構造予測の確からしさを2段階に区別する。
【0121】
本発明においては、AbM等の分子モデリング用ソフトウェアによって構築されたところの可変領域の3次元構造において、2原子間の距離が、各々のファンデルワールス半径の和に0.5Åを加えた値より短いとき、当該2原子間はファンデルワールス接触していると推定した。主鎖および側鎖のアミド窒素、カルボニル酸素など極性の原子間距離が平均の水素結合距離である2.9Åに0.5Å加えた距離より短い場合は、その間に水素結合が存在すると推定した。さらに、相反する電価を持つ原子間が、2.85Åに0.5Å加えた距離より短い場合は、その間にイオン対が形成されているものと推定した。
【0122】
一方、種々の抗体の可変領域のX線結晶構造解析の実験結果から、サブグループと無関係に、高頻度にCDRとの接触が見いだされるFR上の位置として、軽鎖では、1、2、3、4、5、23、35、36、46、48、49、58、69、71、88番の位置、重鎖では、2、4、27、28、29、30、36、38、46、47、48、49、66、67、69、71、73、78、92、93、94、103番の位置が特定される(数字はいずれも前出カバトらの文献において定義されるアミノ酸番号を表わす。以下において同じ)。分子モデリングと同じ基準を適用した場合、これらの位置のアミノ酸残基は、公知の抗体可変領域の3分の2においてCDRのアミノ酸残基との接触が認められる。これらの知見に基き、b)の「該アミノ酸が三次元構造モデルにおいて、CDRの構成アミノ酸原子が抗原または移植すべきCDRループとの相互作用が予想される」とは、以下の要件を意味する。
【0123】
分子モデリングにおいて、FRとCDRとの接触の可能性が予見されたFRの位置が、X線結晶解析により実験的にFRとCDRとの接触が高頻度に検出される位置のいずれかに一致する場合は、ドナーのアミノ酸残基の移植を優先する。それ以外の場合は、この要件b)は考慮しない。
【0124】
d)の「当該位置が重鎖と軽鎖の接触面を構成する」とは、以下の要件を意味する。種々の抗体の可変領域のX線結晶解析の実験結果から、軽鎖においては、36、38、43、44、46、49、87、98番目のアミノ酸残基、重鎖においては、37、39、45、47、91、103、104番目のアミノ酸残基が、高頻度に重鎖−軽鎖間接触をすることが認められている。分子モデリングにおいて、重鎖−軽鎖間接触の可能性が予見され、その位置が上述の位置のいずれかに一致する場合は、ドナーのアミノ酸残基の移植を優先する。それ以外の場合は、この要件d)は考慮しない。
【0125】
本発明のヒト化抗Fas抗体の重鎖および軽鎖の可変領域をコードするDNAは、以下に記載する方法で製造することができる。
【0126】
例えば、60乃至70ヌクレオチドの、該DNAの部分ヌクレオチド配列からなる複数のポリヌクレオチド断片を、センス側およびアンチセンス側において互い違いになるように化学合成し、その後各ポリヌクレオチド断片をアニーリングし、DNAリガーゼにより結合し、所望のヒト化抗Fas抗体の重鎖および軽鎖の可変領域をコードするDNAを有するDNAを得ることができる。
【0127】
別の方法として、アクセプターの可変領域の全アミノ酸配列をコードするDNAをヒトリンパ球より分離し、CDRをコードする領域に当業者に周知の方法でヌクレオチド置換を行うことにより、制限酵素切断配列を導入する。対応する制限酵素で該領域を切断した後、ドナーのCDRをコードするヌクレオチド配列を合成し、DNAリガーゼにより結合して、所望のヒト化抗Fas抗体の重鎖および軽鎖の可変領域をコードするDNAを得ることができる。
【0128】
さらに、本発明では、好適には以下に述べるオーバーラップ・エクステンション・PCR法(ホルトンら、Gene, 77, 61−68, (1989) 参照)に従い、所望のヒト化抗Fas抗体の重鎖および軽鎖の可変領域をコードするDNAを得ることができる。
【0129】
すなわち、接続を所望する2種のアミノ酸配列をそれぞれコードする2種のDNAを、便宜的に(A)および(B)とする。(A)の5’側にアニールする20乃至40ヌクレオチドのセンスプライマ−(以下、このプライマーを(C)とする。)および(B)の3’側にアニールする20乃至40ヌクレオチドのアンチセンスプライマー(以下、このプライマーを(D)とする)を化学合成する。さらに、(A)の3’側の20乃至30ヌクレオチドと(B)の5’側20乃至30ヌクレオチドを連結した、キメラ型のセンスプライマー(以下、このプライマーを(E)とする)およびこれに相補的なアンチセンスプライマー(以下、このプライマーを(F)とする)を合成する。(A)を含む適当なベクターDNAを基質にして、センスプライマ−(C)およびキメラ型アンチセンスプライマー(F)を用いたPCRを行うことにより、(A)の3’末端に(B)の5’末端側20乃至30ヌクレオチドが付加したDNAを得ることができる(この新たに得られたDNAを(G)とする)。同様に、(B)を含む適当なベクターDNAを基質にして、アンチセンスプライマー(D)およびキメラ型センスプライマー(E)を用いたPCRを行うことにより、(B)の5’末端に(A)の3’末端側20乃至30ヌクレオチドが付加したDNAを得ることができる(この新たに得られたDNAを(H)とする。)。このようにして得られた(G)と(H)は、(G)の3’側40乃至60ヌクレオチドと(H)の5’側40乃至60ヌクレオチドにおいて相補的なヌクレオチド配列を保持している。増幅された(G)および(H)を混合してPCRを行った場合、1回目の変性反応で(G)と(H)は1本鎖になり、その後のアニーリング反応で殆どのDNAは元に戻るが、一部のDNAについては相補的ヌクレオチド配列領域でアニーリングするヘテロDNA2本鎖を形成する。その後の伸長反応で、突出した1本鎖部分が修復され、(A)と(B)が連結したキメラ型のDNA(以下、このDNAを(I)とする。)を得ることができる。さらにこの(I)を基質として、センスプライマー(C)とアンチセンスプライマー(D)を用いPCRを行うことにより、(I)を増幅することができる。本発明では、抗ヒトFasマウスモノクローナル抗体の重鎖および軽鎖のCDR領域をコードするDNAおよびヒト免疫グロブリンIgGのFR領域をコードするDNA、さらには、ヒト免疫グロブリンIgGの分泌シグナルをコードするDNAを、それぞれケース・バイ・ケースにより(A)および(B)として上記の連結反応を行うことができる。
【0130】
なお、所望アミノ酸に対するコドンは、それ自体公知であり、その選択も任意でよく、例えば使用する宿主のコドン使用頻度を考慮して常法に従い決定できる。これらヌクレオチド配列コドンの一部改変は、常法に従い、所望の改変をコードする合成オリゴヌクレオチドからなるプライマーを利用したサイトスペシフィック・ミュータジェネシス(site specific mutagenesis )(Mark, D. F., et al.(1984) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81, 5662−5666参照)等に従うことができる。したがって、各プライマーを化学合成する際に、予め点突然変異を導入するように各プライマーを設計することにより、所望の抗Fas抗体の重鎖および軽鎖の可変領域をコードするDNAを得ることができる。
【0131】
このようにして得られた本発明の各DNAをそれぞれ発現ベクターに組み込むことにより、原核生物または真核生物の宿主細胞を形質転換させることができる。さらに、これらベクターに適当なプロモーターおよび形質発現に関わる配列を導入することにより、各々の宿主細胞において各遺伝子を発現させることが可能である。
【0132】
なお、本発明のヒト化抗Fas抗体の軽鎖の可変領域をコードするDNAを組み込んだ3種の形質転換体、E.coli pHSGMM6 SANK 73697株、E.coli pHSGHM17 SANK 73597株およびE.coli pHSGHH7 SANK 73497株、ならびに、本発明のヒト化抗Fas抗体の重鎖の可変領域をコードするDNAを組み込んだ形質転換体、E.coli pgHSL7A62 SANK73397株は、平成9年(1997年)8月22日に独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、それぞれ受託番号FERM BP−6071、FERM BP−6072およびFERM BP−6073、ならびにFERM BP−6074が付されている。さらに、本発明のヒト化抗Fas抗体の軽鎖の可変領域をコードするDNAを組み込んだ2種の形質転換体、E.coli pHSHM2 SANK 70198株およびE.coli pHSHH5 SANK 70398株、ならびに、本発明のヒト化抗Fas抗体の重鎖の可変領域をコードするDNAを組み込んだ形質転換体、E.coli pgHPDHV3 SANK 70298株は、平成10年(1998年)2月26日に独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、それぞれ受託番号FERM BP−6272およびFERM BP−6274、ならびにFERM BP−6273が付されている。従って、該寄託菌株からプラスミドを単離するか、もしくは該寄託菌株の抽出物を鋳型にしてPCRを行うなどの方法によりヒト化抗Fas抗体タンパク質の各サブユニットをコードするDNAを取得することができる。
【0133】
上記方法により、容易に高収率、高純度で組換え抗Fas抗体を製造できる。
【0134】
このようにして作製される組換え抗Fas抗体がFasと特異的に結合することを確認する方法としては、例えば、マウス免疫時に抗体価の評価を行う場合と同様のELISA法が好適である。
【0135】
本発明の分子(抗体に限定されない)は下記のa)乃至f)の機能的特性を有し、それぞれの特性は例えば各項目に記載の方法により確認することができる:
a)Fasを発現しているT細胞に対するアポトーシス誘導活性: 本発明の分子を投与したマウスから胸腺を摘出し、得られた胸腺細胞を、抗マウスFas抗体およびT細胞を特異的に認識する抗体と接触させ、両方の抗体が結合した細胞の割合をフローサイトメトリーで測定することにより、Fasを発現しているT細胞に対するアポトーシス誘導活性を調べる;
b)MRLgld /gld マウスの自己免疫疾患症状の軽減: Fasリガンドをコードする遺伝子に突然変異が生じており、自己免疫疾患様の症状を示すMRLgld /gld マウス[米原伸 (1994) 日経サイエンス 別冊110 、66−77 参照]に本発明の分子を腹腔内投与することにより、該マウスの自己免疫疾患様症状である手足の腫れが軽減するか否かを調べる;
c)肝臓障害を誘発しない: 本発明の分子を投与したBALB/cマウスから末梢血を採取し、血中のグルタミン酸−オキサロ酢酸トランスアミナーゼ(以下「GOT」という)値およびグルタミン酸−ピルビン酸トランスアミナーゼ(以下「GPT」という)値を、自動分析装置(例えば7250型;日立製作所(株)社製)および同装置用試薬(例えばトランスアミナーゼ−HRII;和光純薬(株)社製)を用いて測定する。本発明の分子は、生体に投与されても肝臓障害の指標である血中のGOT値およびGPT値を上昇させない;
d)劇症肝炎に対する治療または予防効果: 抗マウスFasモノクローナル抗体Jo2をマウスに投与して劇症肝炎を誘発する実験系において、Jo2投与と同時、もしくはJo2投与後に本発明の分子を投与した場合の効果を調べる;
e)コラーゲン誘導関節炎に対する発症予防効果: コラーゲンおよび完全フロイントアジュバントからなるエマルジョンをマウスに投与することにより惹起される慢性関節リウマチモデルに対する、本発明の分子の投与の効果を調べる;
f)慢性関節リウマチ患者由来滑膜細胞に対するアポトーシス誘導活性: 慢性関節リウマチ患者患部より採取された滑膜細胞を培養し、本発明の分子を培地に含有せしめた時の該細胞の生存率を調べる。
【0136】
本発明の分子は上記a)およびf)記載の活性、すなわち異常細胞に対してアポトーシスを誘導する活性と、上記c)およびd)記載の活性、すなわち正常細胞にはアポトーシスを誘導せず、むしろアポトーシスを阻害する活性とを併せ持つ、新規な特性を有する物質であり、Fas/Fasリガンド系の異常に起因する疾患に対する予防または治療剤に含有せしめる成分として有用である。
【0137】
また、本発明の分子がアポトーシス誘導活性を有することは、被検検体を添加した培地中で細胞(例えば、ヒトリンパ球細胞株HPB−ALL(Morikawa, S., et al. (1978) Int. J. Cancer 21, 166−170参照)またはJurkat(American Type Culture No. TIB−152 )等)を培養し、その生存率をMTTアッセイ(Green, L. M., et al. (1984) J. Immunological Methods 70, 257−268参照)等の方法で測定することにより確認することができる。
【0138】
本発明の分子、特に、ヒトに対する免疫原性がヒト抗体とほぼ同等の抗Fas抗体は、Fas/Fasリガンド系の以上に起因する疾患(自己免疫疾患(全身性エリテマトーデス、橋本病、慢性関節リウマチ、移植片対宿主病、シェーグレン症候群、悪性貧血、アジソン氏病、強皮症、グッドパスチャー症候群、クローン氏病、自己免疫性溶血性貧血、自然不妊、重症筋無力症、多発性硬化症、バセドー病、突発性血小板減少性紫斑病、インスリン依存性糖尿病)、アレルギー、アトピー、動脈硬化症、心筋炎、心筋症、糸球体腎炎、再生不良性貧血、肝炎(劇症肝炎、慢性肝炎、ウイルス性肝炎(C型肝炎、B型肝炎、D型肝炎)またはアルコール性肝炎)、後天性免疫不全症候群または臓器移植後の拒絶反応)に対し、このものを有効成分とする予防または治療剤として使用することができる。かかる予防または治療剤は、種々の形態で投与することができ、それらの投与形態としては、錠剤、カプセル剤、顆粒剤、散剤、シロップ剤等による経口投与、または、注射剤、点滴剤、坐薬等による非経口投与を挙げることができる。
【0139】
その投与量は、症状、年齢、体重などによって異なるが、通常、経口投与では、成人に対して、1日約0.1mg乃至1000mgであり、これらを1回、または数回に分けて投与することができる。また、非経口投与では、1回0.1mg乃至1000mgを皮下注射、筋肉注射または静脈注射によって投与することができる。
【0140】
【実施例】
以下に実施例を挙げ、本発明をさらに詳細に説明するが、本発明はこれらに限定されない。
【0141】
実施例1 抗原の調製
細胞膜貫通領域を含まない可溶性ヒトFasを得るため、ヒトFasの細胞外領域とマウス・インターロイキン3(IL3)受容体[Gorman, D. M. et al. (1990) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87, 5459−5463 参照]の細胞外領域との融合タンパク質(以下「ヒトFas融合タンパク質」という)発現プラスミドベクターを作製した。ヒトFas融合タンパク質をコードするDNAは、PCR法により作製した。
【0142】
a) 鋳型
PCRを行うにあたり、鋳型として用いたのは、マウスFasの細胞外領域とマウスIL3受容体の細胞外領域との融合タンパク質をコードするDNAの発現プラスミドベクター pME18S−mFas−AIC[Nishimura, Y. et al.(1995) J. Immunol. 154, 4395−4403参照]およびヒトFasをコードするcDNAを保持するプラスミドベクターpCEV4[Itoh, N., et al. (1991) Cell66, 233−243参照]である。
【0143】
b) プライマー
PCRを行うにあたり、以下に記載するオリゴヌクレオチドプライマーを合成した:
5’− GGGGAATTCC AGTACGGAGT TGGGGAAGCT CTTT −3’ (N1:配列表の配列番号12)、
5’− GTTTCTTCTG CCTCTGTCAC CAAGTTAGAT CTGGA −3’ (C3N:配列表の配列番号13)、
5’− TCCAGATCTA ACTTGGTGAC AGAGGCAGAA GAAAC −3’ (N3N:配列表の配列番号14)、
5’− CCCTCTAGAC GCGTCACGTG GGCATCAC −3’ (CTN2:配列表の配列番号15)。
【0144】
PCR用プライマー等のオリゴヌクレオチドの合成は、全てDNA自動合成機(モデル380B;(株)パーキンエルマー・ジャパン・アプライドバイオシステムズ事業部製)を用いて、そのマニュアルに従って行った[Matteucci,M.D. and Caruthers,M.H.(1981) J.Am.Chem.Soc.103,3185−3191 参照]。各オリゴヌクレオチドは合成終了後、支持体から開裂させ脱保護を行い、得られた溶液を凍結乾燥することにより粉末状にした。この粉末を蒸留水に溶解し、使用するまで−20℃で凍結保存した。
【0145】
c) 第一段階PCR
ヒトFasの細胞外領域をコードするDNA断片 HFASは、以下の条件で作製された。なお、PCRを実施するにあたっては、LA PCRキット(宝酒造(株)社製)を使用した。
温度条件: 94℃で2分間加熱した後、94℃で1分、55℃で1分、72℃で2分の温度サイクルを30回繰り返した後、72℃で10分間保温した(以下、実施例中のすべてのPCRの反応温度調節は、ジーンアンプPCRシステム9600;(株)パーキンエルマー・ジャパン社製を使用した)。
【0146】
一方、マウスIL3受容体の細胞外領域をコードするDNA断片 MAICは以下の条件で作製された。
温度条件: 上記に同じ。
【0147】
PCR後の増幅されたHFAS DNAおよびMAIC DNAは、それぞれフェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動され、1μg/mlの臭化エチジウムにより染色された後、紫外線照射下で検出された。検出されたそれぞれのバンド部分のゲル片を剃刀刃で切り取り、遠心管型限外濾過器セントリコン10(アミコン社製)を装着したセントリリューター(アミコン社製)を用いてDNAを電気的に溶出した。さらにこの溶出液の入ったセントリコン10を取り出して、7500×g、約1時間の遠心分離を行うことによりDNAを濃縮した。このDNAをエタノール沈澱の後、20μlの蒸留水に溶解した。
【0148】
d) 第二段階PCR
ヒトFas融合タンパク質をコードするDNA断片 FASAICは、以下の条件で作製された。
温度条件: 第一段階に同じ。
【0149】
PCR後の増幅されたFASAIC DNAは、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、1%アガロースゲル電気泳動を行い、1μg/mlの臭化エチジウムにより染色され、紫外線照射下で検出された。検出されたバンド部分のゲル片を剃刀刃で切り取り、このゲル片よりセントリリューターおよびセントリコンを用いてDNAを溶出、濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0150】
e) ベクターの構築
上記d)で得られたFASAIC DNAを制限酵素EcoRIとXbaIで消化した(FASAIC DNA溶液全量を使用した)後、フェノール−クロロホルム抽出およびエタノール沈澱を行った。この沈澱を2μlの滅菌脱イオン水に懸濁した。
【0151】
一方、プラスミドpME18S−mFas−AIC 2μgをEcoRIおよびXbaIで消化してから脱リン酸化したDNA断片を調製し、このものと上記EcoRIとXbaIで消化したFASAIC DNAとライゲーションキット(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、ハナハンの方法[Hanahan,D.(1983)J.Mol.Biol.166,557−580 参照]に従って大腸菌DH5α株(ギブコ・ビーアールエル社製)の形質転換を行なった。この形質転換大腸菌株よりアルカリSDS法[Maniatis, T., et al. (1989) in Molecular Cloning: A Laboratory Manual (2nd Edition), Cold Spring Harbor Laboratory, NY参照]でプラスミドを調製し、目的のプラスミド phFas−AIC2を得た。
【0152】
このプラスミドをプラスミド大量調製キット(マキシプレップ・ DNA精製システム:プロメガ社製)を用いて調製し、20μg相当のDNAをエタノール沈澱させた後、沈澱を滅菌したダルベッコPBS(−)(以下「PBS」という;日水製薬(株)社製) 20μlに溶解した。
【0153】
f) 発現
COS−1細胞(American Type Culture Collection No. CRL−1650 )を、10% ウシ胎児血清(ギブコ社製)(以下「FCS」という)を含むダルベッコ変法イーグル培地(以下「DMEM」という:日水製薬(株)社製)を入れた細胞培養用フラスコ(培養面積225cm2;住友ベークライト(株)社製)中でセミコンフルエントになるまで37℃、5% 炭酸ガス下で培養した後、培地を除去してから、フラスコに5g/リットル トリプシンおよび2g/リットル エチレンジアミン四酢酸二ナトリウムを含む溶液(以下「トリプシン−EDTA溶液」という;シグマ社製)3mlを入れて37℃で3分間保温した。フラスコから遊離した細胞をPBSに懸濁して回収し、PBSで2回洗浄してから、PBSで6×107細胞/mlとなるように調整した。この細胞懸濁液20μl(1.2×106細胞)と上記で調製したプラスミド溶液20μlずつを混合し、電極間隔2mmのチャンバー(島津製作所(株)社製)に入れ、遺伝子導入装置(GTE−1;島津製作所(株)社製)にセットしてから600V−30μsecのパルスを1秒間隔で2回加えた。チャンバー内の細胞−DNA混合液を10%FCSを含むDMEM 10mlに加え、細胞培養用フラスコ(培養面積75cm2)中で37℃、7.5% 炭酸ガス下で24時間培養した。次いで培養上清を除去し、無血清DMEMで細胞を洗浄した後、無血清DMEM 10mlを加えて、37℃、7.5% 炭酸ガス下でさらに24時間培養し、培養上清を回収した。
【0154】
得られた培養上清を透析チューブ(排出限界分子量12000−14000;ギブコ・ビーアールエル社製)に入れ、10mM トリス−塩酸(pH8.0)に対して透析した後、ファルマシア社製FPLC装置を用いて以下に記載する条件でヒトFas融合タンパク質の粗精製を行った:
カラム: リソースQカラム(商標名;φ6.4×30mm、ファルマシア社製);
溶媒: 10mM トリス−塩酸(pH8.0)
流速: 5ml/分;
溶出: 塩化ナトリウム 0.1M−0.3M、30分間の直線濃度勾配。
溶出液を5mlずつ分画し、以下に記載するELISA法によりFas遺伝子発現産物の検定を行った。まず、各溶出分画 100μlを96穴マイクロプレート(コースター社製)のウェルに入れ、37℃で1時間保温した。各ウェル中の液を除去後、0.1% ツイーン20(Tween 20)を含むPBS(PBS−Tween)100μl/ウェルで3回洗浄し、2% ウシ血清アルブミン(以下「BSA」という)を含むPBS 100μl/ウェルを入れて37℃で1時間保温した。各ウェルをPBS−Tween 100μl/ウェルで3回洗浄した後に、抗マウスIL−3受容体βサブユニットモノクローナル抗体HC(1mg/ml;医学生物学研究所(株)社製)をPBS−Tweenで1000倍希釈した溶液 100μl/ウェルを入れて37℃で1時間保温した。さらに、各ウェルをPBS−Tween 100μlで3回洗浄した後に、PBS−Tweenで2000倍希釈した西洋ワサビペルオキシダーゼ標識抗マウスイムノグロブリン抗体(アマシャム社製)100μl/ウェルを入れて37℃で1時間保温してから、各ウェルをPBS−Tween 100μlで3回洗浄した。次に西洋ワサビペルオキシダーゼ基質(バイオラッド社製)100μl/ウェルを入れて5分間静置してから、マイクロプレートリーダー(モデル450;バイオラッド社製)を用いて415nmの吸光度を測定した。その結果、吸光度が高かった19乃至23番目の分画を集めて、粗精製ヒトFas融合タンパク質試料とした。
【0155】
実施例2 マウスの免疫およびハイブリドーマの調製
(2−1) 免疫
実施例1で得られた粗精製ヒトFas融合タンパク質溶液 1ml(全タンパク質量; 100μg)に対し、2N 塩酸 25μl、9% カリミョウバン 250μl(終濃度1.1%)、2N 水酸化ナトリウム 25μlを添加した後、10%(w/v)炭酸水素ナトリウム水溶液 約120μlを添加することによりpH6.5乃至7.0に調整した。室温で約30分間放置後、T細胞の活性化のために百日咳菌死菌(和光純薬(株)社製;1.2×1011菌/ml)200μlを添加し、これをFasノックアウトマウス腹腔内に投与した。Fasノックアウトマウスは、千住らの文献に記載する方法により取得されたものを使用した[Senju, S. et al. (1996) International Immunology 8, 423 参照]。2週間後、粗精製ヒトFas融合タンパク質のみ(20μgタンパク質/マウス)を腹腔内に投与し追加免疫した。
【0156】
(2−2) 細胞融合
追加免疫3日後のマウスより脾臓を摘出し、これを20mM HEPES緩衝液(pH7.3)、350mg/ml 炭酸水素ナトリウム、0.05mM β−メルカプトエタノール、50単位/ml ペニシリン、50μg/ml ストレプトマイシン、300μg/ml L−グルタミン酸を含む無血清RPMI1640培地(10.4g/リットル RPMI1640「ニッスイ」▲1▼:日水製薬(株)社製)(以下「無血清RPMI培地」という)10ml中に入れ、メッシュ(セルストレイナー:ファルコン社製)上でスパーテルを用いてつぶした。メッシュを通過した細胞懸濁液を遠心して脾臓細胞を沈澱させた後、この脾臓細胞を無血清RPMI培地で2回洗浄してから、無血清RPMI培地に懸濁して細胞数を測定した。
【0157】
一方、10% FCS(ギブコ・ビーアールエル社製)を含むASF104培地(味の素(株)社製)(以下「血清入りASF培地」という)にて、37℃、5% 炭酸ガス存在下で細胞濃度が1×108細胞/mlを越えないように培養したミエローマ細胞 NS1(American Type Culture Collection TIB−18 )を同様に無血清RPMI培地で洗浄し、無血清RPMI培地に懸濁して細胞数を測定した。
【0158】
3×107個相当のNS1細胞懸濁液と、3×108個相当の脾臓細胞懸濁液を混合し、遠心後、上清を完全に除去した。以下の細胞融合の操作は、ペレットの入ったプラスチック遠沈管を温水を入れたビーカー中で37℃に保温しながら実施した。このぺレットに、50%(w/v) ポリエチレングリコール 1500(ベーリンガーマンハイム社製)1mlを、ピペットの先でぺレットを撹拌しながらゆっくり添加した後、予め37℃に加温しておいた無血清RPMI培地1mlを2回に分けてゆっくり添加し、さらに7mlの無血清RPMI培地を添加した。遠心後、上清を除去し、10% FCSを含むヒポキサンチン・アミノプテリン・チミジン培地(以下「HAT培地」という;ベーリンガー・マンハイム社製)10mlを、ピペットの先でゆっくり撹拌しながら添加した。さらに10% FCSを含むHAT培地 20mlを添加した後に、細胞培養用96穴マイクロプレートに100μl/ウェルずつ分注し、37℃、5%炭酸ガス下で培養した。7〜8日後、培地が黄色味を帯びたウエルには新しいHAT培地を100μl/ウェルずつ加えた。このようにして得られた融合細胞を、以下に記載する限界希釈法によるスクリーニングに供した。
【0159】
(2−3) 限界希釈
4〜10週令のBALB/cマウス雌(日本エスエルシー社より購入)より胸腺を摘出後、メッシュ(セルストレイナー;ファルコン社製)上でスパーテルを用いてつぶし、メッシュを通過した細胞を10% FCSを含むヒポキサンチン・チミジン培地(以下「HT培地」という;ベーリンガー・マンハイム社製)で2回洗浄した。マウス1匹分の胸腺細胞を10% FCSを含むHT培地 30mlに懸濁したものをフィーダー細胞液とした。上記(2−2)で得られた融合細胞を含む培養液を、細胞密度に応じてフィーダー細胞液で10乃至100倍に希釈し、さらに融合細胞の密度が5細胞/ml、1細胞/ml、0.5細胞/mlとなるように、フィーダー細胞液で段階希釈した。このようにして調製した各試料を、細胞培養用96穴マイクロプレートに100μl/ウェルずつ分注し、37℃、5%炭酸ガス下で5日間培養した。
【0160】
(2−4) 選別
マウスTリンパ腫細胞WR19L(American Type Culture Collection TIB−52 )にヒトFasをコードする遺伝子を発現させたWR19L12a細胞[Itoh, N. et. al. (1991) Cell 66, 233−243参照]を、10% FCSを含むRPMI1640培地中で、37℃、5%炭酸ガス下で培養し増殖させてから、1×107細胞/mlに調整した細胞懸濁液を、U字底96穴マイクロプレート(ヌンク社製)に50μl/ウェルずつ分注し、遠心分離(90×g、4℃、10分)した。上清を除去し、上記(2−3)で培養した融合細胞の培養上清を50μl/ウェル加えて撹拌した後、氷上で1時間静置してから、遠心分離(90×g、4℃、10分)して上清を除去した。ペレットを100μl/ウェルのフローサイトメトリー用緩衝液(5% FCS、0.04%(w/v) アジ化ナトリウムを含むPBS)で2回洗浄した後、500倍希釈したフルオレッセイン−5−イソチオシアネート(Fluorescein−5−isothiocyanate;以下「FITC」という)標識ヤギ抗マウスIgG抗体IgG画分(オルガノン・テクニカ社製)50μlを二次抗体として加え、氷上で1時間静置した。遠心分離(90×g、4℃、10分)して上清を除去してから、ペレットをフローサイトメトリー用緩衝液100μl/ウェルで2回洗浄後、3.7% ホルマリン溶液 50μlを添加し、氷上で10分静置することにより細胞を固定した。遠心分離(90×g、4℃、10分)して上清を除去してから、再度フローサイトメトリー用緩衝液100μl/ウェルで洗浄し、ペレットをフローサイトメトリー用緩衝液100μl/ウェルに懸濁したものをフローサイトメトリー用試料とした。各試料中の細胞のFITC蛍光強度をフローサイトメーター(エピックス・エリート;コールター社製)で測定した(励起波長:488nm、検出波長:530nm)。その結果、融合細胞培養上清を添加しなかったWR19L12a(FITC蛍光強度約0.3)よりも明らかに高値(約100−1000)のFITC蛍光強度を示した試料に対応する融合細胞を選別した。
【0161】
(2−5) クローニング
上記(2−4)で選別された細胞群について、上記(2−3)から(2−4)の一連の工程を5回繰返すことにより、WR19L12aと結合するがWR19Lと結合しない単一な抗体を産生するハイブリドーマを数クローン得た。それらのハイブリドーマが産生する抗体について、(2−4)と同様の方法を用いて、マウスFasに対する結合能を調べた。マウスFasを発現する細胞としては、Fasをほとんど発現しない細胞株L5178Y(American Type Culture Collection No. CRL−1722 )にマウスFas発現ベクターを導入したL5178YA1細胞を使用した。その結果、L5178YA1細胞に結合し、L5178Y細胞と結合しない抗体を産生するマウス−マウスハイブリドーマHFE7Aを選別した。マウス−マウスハイブリドーマHFE7Aは平成9年2月20日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、寄託番号FERM BP−5828が付された。
【0162】
またマウス−マウスハイブリドーマHFE7Aが産生する抗体(以下「HFE7A」という)のサブクラスを、モノクローナル抗体アイソタイピングキット(ピアース社製)を用いて調べた結果、IgG1、κであることが判明した。
【0163】
実施例3 HFE7Aモノクローナル抗体の精製
実施例2で作出されたマウス−マウスハイブリドーマHFE7A(FERM BP−5828)を、10% FCSを含むASF培地 1リットル中で、37℃、5% 炭酸ガス下で培養し、1×106細胞/mlとなるまで増殖させた。培養液を遠心分離(1000rpm、2分間)し、上清を捨て、沈澱した細胞を無血清ASF培地で1回洗浄後、無血清ASF培地1リットルに再懸濁し、37℃、5% 炭酸ガス下で48時間培養した。この培養液を遠心分離(1000rpm、2分間)し、上清を回収して透析チューブ(排除限界分子量12000−14000;ギブコ・ビーアールエル社製)に入れ、10倍量の10mM リン酸ナトリウム緩衝液(pH8.0)に対して透析した。この透析チューブ内液からのIgGの粗精製を、高速液体クロマトグラフィー装置(FPLCシステム;ファルマシア社製)を用いて以下に記載する条件で行った:
カラム: DEAE−セファロース CL−6Bカラム(カラムサイズ10ml;ファルマシア製);
溶媒: 10mM リン酸ナトリウム緩衝液(pH8.0)
流速: 1ml/分;
溶出: 1M 塩化ナトリウムの直線濃度勾配(0−50%、180分)。
溶出液を5mlずつ分画し、各分画中の抗Fas抗体価を、ヒトFas融合タンパク質を用いたELISA法により検定した。まず、実施例1で調製した粗精製ヒトFas融合タンパク質溶液をELISA用96穴マイクロプレート中に100μl/ウェル入れ、37℃で1時間保温した後、この溶液を捨て、各ウェルをPBS−Tween 100μl/ウェルで3回洗浄した。次に2% ウシ血清アルブミンを含むPBS 100μl/ウェルを入れて37℃で1時間保温した。PBS−Tween 100μl/ウェルで3回洗浄した後に、各溶出分画100μlを入れて37℃で1時間保温した。さらに、PBS−Tween 100μl/ウェルで3回洗浄した後に、PBS−Tweenで2000倍希釈した西洋ワサビペルオキシダーゼ標識抗マウスイムノグロブリン抗体(アマシャム社製)100μl/ウェルを添加して37℃で1時間反応させ、PBS−Tween 100μl/ウェルで3回洗浄した。次に西洋ワサビペルオキシダーゼ基質(バイオラッド社製)100μl/ウェルを入れて5分間静置した後、マイクロプレートリーダーで各ウェルの415nmの吸光度を測定した。
【0164】
その結果、吸光度の大きかった21−30番目の分画を集め、抗体アフィニティー精製用カラム(ハイトラップ・プロテインGカラム、カラム体積 5ml;ファルマシア社製)2本に供与した。カラム内を25ml/カラムの平衡化緩衝液(20mM リン酸ナトリウム緩衝液(pH7.0))にて洗浄した後に、15ml/カラムの溶出緩衝液(0.1M グリシン−塩酸(pH2.7))にて抗体を溶出した。それぞれの溶出液は、1.125mlの1M トリス−塩酸(pH9.0)を入れた試験管内に受け、溶出終了後ただちに遠心管型限外濾過器(セントリプレップ10;グレースジャパン(株)製)の上部に入れて、3000×g、4℃で2時間遠心した。濾過器下部に回収された濾液を除去後、上部に15mlのPBSを加えて、再び3000×g、4℃で2時間遠心する操作を5回繰り返した。ただし5回目の遠心は濾過器上部内の液量が0.5mlになるまで行ない、この濾過器上部に残った液をHFE7A試料とした。
【0165】
実施例4 cDNAクローニング
(4−1) ポリ(A)+RNAの調製
実施例2で作製したマウス−マウスハイブリドーマHFE7A(FERM BP−5828)を10% FCSを含むASF培地 1リットルにて、37℃、5% 炭酸ガス下で1×106細胞/mlまで増殖させた後に、細胞を遠心分離により回収し、グアニジンチオシアネート溶液(4M グアニジンチオシアネート、1% サルコシル、20mM エチレンジアミン四酢酸(EDTA)、25mM クエン酸ナトリウム(pH7.0)、100mM 2−メルカプトエタノール、0.1% アンチフォームA)で溶解し、溶液を回収した。ポリ(A)+RNAの単離は本質的に、”Molecular Cloning A Laboratory Manual ”[Maniatis,T.et al.(1982) pp.196−198参照]に記載されているようにして実施した。具体的には、以下の手順で行った。
【0166】
回収した細胞溶解液は、各々21Gの注射針を装填した10ml容の注射筒を用いて、数回吸入排出を繰り返した。日立製作所(株)製RPS40−Tローター・バケット用のポリアロマー製の遠心管に3mlの5.7M 塩化セシウム−0.1M EDTA(pH7.5)を先に加えておき、その上に上記細胞溶解液を重層して遠心管を満たした。これを30000rpm、20℃で18時間遠心した後、得られたペレットを400μlの蒸留水に溶解し、エタノール沈澱を行った。得られたペレットを再び400μlの蒸留水に溶解した後、等量のクロロホルム/1−ブタノール(4:1、v/v)を加え撹拌し、遠心分離後水層を回収した。これを再度エタノール沈澱した後、沈澱を600μlの蒸留水に溶解したものを、全RNA試料とした。
【0167】
このようにして得られた全RNA 600μgから、オリゴ(dT)セルロースカラム・クロマトグラフィーにより、ポリ(A)+RNAを精製した。すなわち、全RNAを吸着緩衝液(0.5M 塩化ナトリウム、20mM トリス−塩酸(pH7.5)、1 mM EDTA、0.1% ドデシル硫酸ナトリウム(SDS))に溶解し、65℃で5分間加熱した後、同溶液にて充填されたオリゴ(dT)セルロースカラム(タイプ7;ファルマシア社製)に供与し、溶出溶液(10mM トリス−塩酸(pH7.5)、1 mM EDTA、0.05% SDS)でポリ(A)+RNAを溶出し、回収した。このような操作により100μgのポリ(A)+RNA画分を得た。
【0168】
(4−2) HFE7Aの重鎖および軽鎖のN末端アミノ酸配列の決定
実施例3で精製した抗ヒトFas抗体HFE7Aを含む溶液の一部をSDS−ポリアクリルアミドゲル電気泳動(以下「SDS−PAGE」という)した(ゲル濃度12%、100V定電圧、120分)。泳動終了後のゲルを転写緩衝液(25mM トリス−塩酸(pH9.5)、20% メタノール、0.02% SDS)に浸した後、転写装置(KS−8451;マリソル社製)を用いて、予め転写緩衝液に浸しておいたポリビニリデンジフルオリド膜(以下「PVDF膜」という;ポアーサイズ 0.45μm;ミリポア社製)にゲル中のタンパク質を転写した(10V定電圧、4℃、14時間)。転写後のPVDF膜を洗浄緩衝液(25mM 塩化ナトリウム、10mM ホウ酸ナトリウム緩衝液(pH8.0))で洗浄した後、染色液(50% メタノール、20% 酢酸、0.05% クマシーブリリアントブルー)に5分間浸して染色してから、90% メタノールで脱色した。このようにしてPVDF膜上で可視化された重鎖(移動度が小さい方のバンド)および軽鎖(移動度が大きい方のバンド)に相当するバンド部分を切りとり、脱イオン水にて洗浄した後に、気相式プロテインシークエンサー(PPSQ−10;島津製作所(株)社製)を用いて、自動エドマン法[Edman, P., et al. (1967) Eur. J. Biochem. 1, 80 参照]によりそれぞれのN末端アミノ酸配列を決定した。
【0169】
その結果、重鎖に相当するバンドのN末端アミノ酸配列は、
Gln−Xaa−Gln−Leu−Gln−Gln−Pro−Gly−Ala−Glu−Leu (配列表の配列番号16)
であり、軽鎖に相当するバンドのN末端アミノ酸配列は、
Asp−Ile−Val−Leu−Thr−Gln−Ser−Pro−Ala−Ser−Leu−Ala−Val−Ser−Leu−Gly−Gln−Arg −Ala−Thr−Ile−Ser (配列表の配列番号17)
であった。
【0170】
これらのアミノ酸配列を、カバトらにより作成された抗体のアミノ酸配列データベース[Kabat, E. A. et al., (1991) in Sequences of Proteins of Immunological Interest Vol. II, U.S. Department of Health and Human Services参照]と比較したところ、HFE7Aの重鎖(γ1鎖)は、サブタイプ2bであり、軽鎖(κ鎖)は、サブタイプ3であることが判明した。そこで、これらのマウスサブタイプに属する遺伝子の5’末端側非翻訳領域の一部および3’末端側翻訳領域の最末端部分とハイブリダイズする、下記のオリゴヌクレオチドプライマーをそれぞれ合成した[前出カバトらの文献、Matti Kartinen et al. (1988) 25,859−865およびHeinrich, G. et al. (1984) J. Exp. Med. 159, 417−435参照]:
5’− GACCTCACCA TGGGATGGA −3’ (H1:配列表の配列番号18);
5’− TTTACCAGGA GAGTGGGAGA −3’ (H2:配列表の配列番号19);
5’− AAGAAGCATC CTCTCATCTA −3’ (L1:配列表の配列番号20);
5’− ACACTCATTC CTGTTGAAGC −3’ (L2:配列表の配列番号21)。
【0171】
(4−3) cDNAクローニング
マウス抗ヒトFasモノクローナル抗体HFE7Aの重鎖および軽鎖をコードするcDNAを、逆転写酵素(RT)反応およびPCR反応を組み合わせて、上記(4−1)で調製したHFE7A産生ハイブリドーマ由来のポリ(A)+RNA画分より任意の配列を特異的に増幅する方法(RT−PCR)によりクローニングした。RT−PCRは、RNA PCRキット(AMV)バージョン2(宝酒造(株)社製)を使用して行なった。
【0172】
a) 逆転写酵素反応
RT−PCR用のプライマーは、上記(4−2)で合成したオリゴヌクレオチドプライマーのセット(5’末端側および3’末端側プライマー)を用い、重鎖用または軽鎖用各プライマーセットを使用したRT−PCR反応を個別に実施した。
【0173】
温度条件: 55℃で30分間、99℃で5分間、5℃で5分間の順にインキュベートした。
【0174】
b) PCR
温度条件: 94℃で2分間加温した後、94℃で30秒、60℃で30秒、72℃で1.5分間の温度サイクルを28回繰り返した。
【0175】
反応終了後、反応液の一部をとり、1.5% アガロースゲル電気泳動を行なった結果、重鎖用プライマーを入れた反応液では約1.4kbpのバンドが増幅されており、軽鎖用プライマーを入れた反応液では約0.7kbpのバンドが増幅されていた。
【0176】
これらPCRで増幅されたcDNAを、TAクローニングキット(インビトロジェン社製)を用いてクローニングした。まず、PCR反応液とpCRIIベクター(TAクローニングキットに添付)50ngを、1μlの10倍濃度リガーゼ反応緩衝液(6mM トリス塩酸(pH7.5)、6mM 塩化マグネシウム、5mM 塩化ナトリウム、7mM β−メルカプトエタノール、0.1mM ATP、2mM DTT、1mM スペルミジン、0.1mg/ml ウシ血清アルブミン)中に溶解し、4単位のT4DNAリガーゼ(1μl)を加え、滅菌脱イオン水で全量を10μlとして、14℃で15時間保温した。次いで、0.5M β−メルカプトエタノール 2μlを加えたコンピテント大腸菌TOP10F’(TAクローニングキットに添付)50μlに上記リガーゼ反応液2μlを添加し、氷上で30分間静置した後に、42℃で30秒間加温してから、再び氷上で5分間冷却した。このものにSOC培地(2% トリプトン、0.5% イーストエキストラクト、0.05% 塩化ナトリウム、2.5mM 塩化カリウム、1mM 塩化マグネシウム、20mM グルコース)500μlを加え、37℃で1時間振盪培養した。この培養液を100μg/mlのアンピシリンを含有するL−ブロス寒天培地(1% トリプトン、0.5% イーストエキストラクト、0.5% 塩化ナトリウム、0.1% グルコース、0.6% バクト・ アガー(ディフコ社製))プレート上に塗り広げ、37℃にて一晩静置培養した。プレート上に現れた単一のアンピシリン耐性コロニーを選択し、このコロニーを白金耳で掻きとって、100μg/mlのアンピシリンを含有するL−ブロス培地にて培養した後に、遠心分離して回収した菌体からアルカリ法によりプラスミドDNAを調製した。このようにして得られたプラスミドを、それぞれpCR−H(HFE7A重鎖をコードするcDNAを保持するプラスミド)およびpCR−L(HFE7A軽鎖をコードするcDNAを保持するプラスミド)と命名した。
【0177】
(4−4) ヌクレオチド配列の解析
(4−3)で得られたプラスミドpCR−HおよびpCR−Lがそれぞれ保持する、HFA7A重鎖をコードするcDNA(1.4kbp)およびHFE7A軽鎖をコードするcDNA(0.7kbp)のヌクレオチド配列を、遺伝子配列解析装置(310ジェネティックアナライザー;(株)パーキンエルマージャパン社製)を用いてジデオキシ法[Sanger, F., et al. (1977) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74, 5463−5467参照]により決定した。
【0178】
その結果決定された、HFE7A重鎖および軽鎖をコードするcDNAのヌクレオチド配列を、それぞれ配列表の配列番号8および10に示した。また、これらcDNAにコードされる、HFE7A重鎖および軽鎖の全アミノ酸配列を、それぞれ配列表の9および11に示した。上記(4−1)で判明したHFE7A重鎖のN末端アミノ酸配列(配列表の配列番号16)は、配列表の配列番号9のアミノ酸番号1〜11の配列と、不明の1残基を除き一致した。また、HFE7A軽鎖のN末端アミノ酸配列(配列表の配列番号17)は、配列表の配列番号11のアミノ酸番号1〜22の配列と一致した。すなわち、HFE7A重鎖および軽鎖の成熟型タンパク質のN末端は、それぞれ配列番号9および11のアミノ酸番号1のアミノ酸であることが明らかとなった。
【0179】
また、この重鎖および軽鎖のアミノ酸配列を、カバトらによる抗体のアミノ酸配列のデータベース[Kabat, E. A., et al. (1991) in ”Sequence of Proteinsof Immunological Interest Vol.II”: U.S. Department of Health and Human Services参照]と比較検討した結果、重鎖については、配列番号9のアミノ酸番号1から121が可変領域であり、アミノ酸番号122から445が定常領域であること、また軽鎖については、配列番号11のアミノ酸番号1から111が可変領域であり、アミノ酸番号112から218が定常領域であることが明らかとなった。
【0180】
さらに、上記のごとく決定されたHFE7Aの重鎖および軽鎖の可変領域のアミノ酸配列における、それぞれのCDRの位置および配列は、カバトらの文献[前記Kabat, E. A., et al. (1991) 参照]による抗体のアミノ酸配列のデータベースとの相同性を比較検討することによって決定された。該文献によれば、異なる抗体間でもサブタイプが同じであれば可変領域中のフレームワーク領域の鎖長はほぼ一定であり、またそのアミノ酸配列には共通性が認められる。一方、CDRは、それらのフレームワーク領域にはさまれて存在する固有の配列である。そこで、HFE7Aの重鎖および軽鎖のアミノ酸配列を同じサブタイプのものと比較検討した結果、HFE7Aの重鎖のCDRは、配列表の配列番号9のアミノ酸番号31〜35(CDRH1)、同アミノ酸番号50〜66(CDRH2)および同アミノ酸番号99〜110(CDRH3)で示されるアミノ酸配列と決定された。またHFE7Aの軽鎖のCDRは、配列表の配列番号11のアミノ酸番号24〜38(CDRL1)、同アミノ酸番号54〜60(CDRL2)および同アミノ酸番号93〜101(CDRL3)で示されるアミノ酸配列と決定された。
【0181】
実施例5 組換え抗体の調製
(5−1) 発現プラスミドの構築
実施例4でクローニングされたHFE7Aの重鎖および軽鎖をコードするcDNAを動物細胞用発現ベクターpMS18S[Hara, T., et al. (1992) EMBO J. 11, 1875参照]に組み込んだ組換え発現ベクターを、以下に記載する方法で構築した。まず、プラスミドpCR−Hが保持するcDNAの5’末端に制限酵素EcoRI認識部位を付加し、3’末端部分に制限酵素XbaI認識部位および終止コドンを付加するためのオリゴヌクレオチドプライマー:
5’− GGGGAATTCG ACCTCACCAT GGGATGGA −3’(H3:配列表の配列番号22)
5’− GGGTCTAGAC TATTTACCAG GAGAGTGGGA GA −3’ (H4:配列表の配列番号23)
を合成した。また、プラスミドpCR−Lが保持するcDNAの5’末端に制限酵素EcoRI認識部位を付加し、3’末端部分に制限酵素NotI認識部位および終止コドンを付加するためのオリゴヌクレオチドプライマー:
5’− GGGGAATTCA AGAAGCATCC TCTCATCTA −3’ (L3:配列表の配列番号24)
5’− GGGGCGGCCG CTTACTAACA CTCATTCCTG TTGAAGC −3’ (L4:配列表の配列番号25)を合成した。この重鎖用および軽鎖用それぞれのプライマーを用い、以下の条件でPCRを実施した。
温度条件: 94℃で2分間加温した後、94℃で30秒、60℃で30秒、75℃で1.5分のサイクルを28回繰り返した。
【0182】
上記PCRにより増幅されたDNAを、制限酵素EcoRIとXbaI(重鎖)あるいはEcoRIとNotI(軽鎖)で消化した後に、同じく制限酵素EcoRIとXbaI(重鎖用)あるいはEcoRIとNotI(軽鎖用)で消化し脱リン酸化した動物細胞用発現プラスミドベクター pME18S[Hara, T., et al. (1992) EMBO J. 11, 1875参照]と混合し、10倍濃度リガーゼ反応緩衝液(6mM トリス塩酸(pH7.5)、6mM 塩化マグネシウム、5mM 塩化ナトリウム、7mM β−メルカプトエタノール、0.1mM ATP、2mM DTT、1mM スペルミジン、0.1mg/ml ウシ血清アルブミン)中で、4単位のT4DNAリガーゼを加え、14℃で15時間保温した。このリガーゼ反応液2μlをコンピテント大腸菌JM109株(宝酒造(株)社製)50μlに加え、氷上で30分間放置した後に、42℃で30秒、氷上で5分間静置した。このものにSOC培地(2% トリプトン、0.5% イーストエキストラクト、0.05% 塩化ナトリウム、2.5mM 塩化カリウム、1mM塩化マグネシウム、20mM グルコース)500μlを加え、1時間振とう培養した。以下、実施例4(4−3)に記載した方法で形質転換大腸菌株を単離し、該菌株からプラスミドDNAを調製した。このようにして得られたプラスミドを、プラスミドpME−H(HFE7A重鎖をコードするcDNAを保持する発現プラスミドベクター)およびプラスミドpME−L(HFE7A軽鎖をコードするcDNAを保持する発現プラスミドベクター)と命名した。これらのプラスミドを保持する形質転換大腸菌株E.coli pME−HおよびE.coli pME−Lは、平成9(1997)年3月12日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、それぞれ寄託番号FERM BP−5868およびFERM BP−5867が付された。
【0183】
(5−2) COS−7細胞での発現
上記(5−1)で得られたプラスミドpME−HおよびpME−LのCOS−7細胞への形質転換は、遺伝子導入装置(ECM600:ビーティーエックス社製)を用いて、電気穿孔法により行なった。まず、COS−7細胞(American Type Culture Collection No. CRL−1651 )を10% FCSを含むDMEMを入れた細胞培養用フラスコ(培養面積225cm2;住友ベークライト(株)社製)中でセミコンフルエントになるまで培養した後、培地を除去してから、3mlのトリプシン−EDTA溶液(シグマ社製)を入れて37℃で3分間保温した。遊離した細胞を回収し、PBSで2回洗浄してから、PBSで5×106細胞/mlとなるように調整した。また、プラスミド大量調製キット(マキシプレップ・DNA精製システム:プロメガ社製)を用いて調製したプラスミドpME−HおよびpME−L各20μgをエタノール沈澱した後、それぞれ滅菌したPBS20μlに溶解した。なお、2種類のプラスミドでコ・トランスフェクションを行なった場合は、各プラスミドは20μgずつ使用した。上記のように調製した細胞懸濁液 20μl(1.2×106細胞)とプラスミド溶液20μlとを混合し、電極間隔2mmのチャンバー(ビーティーエックス社製)に入れ、遺伝子導入装置にセットして、150V、900μFの設定で10ミリ秒のパルスを1回加えた。チャンバー内の細胞−DNA混合液を10% FCSを含むDMEM 40mlに加え、細胞培養用プラスチックシャーレ中で37℃、5%炭酸ガス下で24時間培養した。次いで培養上清液を除去し、無血清DMEM培地で細胞を洗浄した後、無血清DMEM 40mlを加えて37℃、5%炭酸ガス下でさらに72時間培養し、培養上清を回収した。
【0184】
上記の方法により、以下に記載するプラスミドまたはプラスミドの組み合わせでそれぞれCOS−7細胞を形質転換して、形質転換体の培養上清を回収した:
[A] pME−Hのみ;
[B] pME−Lのみ;
[C] pME−HおよびpME−Lのコ・トランスフェクション。
【0185】
(5−3) 形質転換体培養上清中の抗Fas抗体の検出
上記(5−2)で調製された形質転換COS−7細胞培養上清中に抗Fas抗体が産生されているか否かを、実施例3に記載したヒトFas融合タンパク質を抗原とするELISA法により調べた。その結果、pME−HおよびpME−Lでコ・トランスフェクションした場合(上記[C])のみ、培養液上清にヒトFas融合タンパク質と反応する抗体が産生されていることが確かめられた。
【0186】
実施例6 エピトープ限定
(6−1) ELISA
以下に記載するペプチドを、自動ペプチド合成機(モデル430A;(株)パーキンエルマージャパン・アプライドバイオシステムズ事業部)を使用して、Fmoc固相合成法[Carpino, L. A. and Han, G.Y. (1970) J. Amer. Chem. Soc. 92, 5748−5749 参照]により合成した:
Arg−Leu−Ser−Ser−Lys−Ser−Val−Asn−Ala−Gln−Val−Thr−Asp−Ile−Asn−Ser−Lys−Gly −Leu (P1:配列表の配列番号26);
Val−Thr−Asp−Ile−Asn−Ser−Lys−Gly−Leu−Glu−Leu−Arg−Lys−Thr−Val−Thr−Thr−Val −Glu (P2:配列表の配列番号27);
Glu−Leu−Arg−Lys−Thr−Val−Thr−Thr−Val−Glu−Thr−Gln−Asn−Leu−Glu−Gly−Leu−His −His−Asp (P3:配列表の配列番号28);
Thr−Gln−Asn−Leu−Glu−Gly−Leu−His−His−Asp−Gly−Gln−Phe−Cys−His−Lys−Pro−Cys −Pro−Pro (P4:配列表の配列番号29);
Gly−Gln−Phe−Cys−His−Lys−Pro−Cys−Pro−Pro−Gly−Glu−Arg−Lys−Ala−Arg−Asp−Cys −Thr−Val (P5:配列表の配列番号30);
Gly−Glu−Arg−Lys−Ala−Arg−Asp−Cys−Thr−Val−Asn−Gly−Asp−Glu−Pro−Asp−Cys−Val −Pro−Cys−Gln (P6:配列表の配列番号31);
Asn−Gly−Asp−Glu−Pro−Asp−Cys−Val−Pro−Cys−Gln−Glu−Gly−Lys−Glu−Tyr−Thr−Asp −Lys−Ala (P7:配列表の配列番号32);
Glu−Gly−Lys−Glu−Tyr−Thr−Asp−Lys−Ala−His−Phe−Ser−Ser−Lys−Cys−Arg−Arg−Cys −Arg (P8:配列表の配列番号33);
His−Phe−Ser−Ser−Lys−Cys−Arg−Arg−Cys−Arg−Leu−Cys−Asp−Glu−Gly−His−Gly−Leu −Glu−Val (P9:配列表の配列番号34);
Leu−Cys−Asp−Glu−Gly−His−Gly−Leu−Glu−Val−Glu−Ile−Asn−Cys−Thr−Arg−Thr−Gln −Asn−Thr (P10:配列表の配列番号35);
Glu−Ile−Asn−Cys−Thr−Arg−Thr−Gln−Asn−Thr−Lys−Cys−Arg−Cys−Lys−Pro−Asn−Phe −Phe−Cys (P11:配列表の配列番号36);
Lys−Cys−Arg−Cys−Lys−Pro−Asn−Phe−Phe−Cys−Asn−Ser−Thr−Val−Cys−Glu−His−Cys −Asp−Pro (P12:配列表の配列番号37);
Asn−Ser−Thr−Val−Cys−Glu−His−Cys−Asp−Pro−Cys−Thr−Lys−Cys−Glu−His−Gly−Ile −Ile−Lys (P13:配列表の配列番号38);
Cys−Thr−Lys−Cys−Glu−His−Gly−Ile−Ile−Lys−Glu−Cys−Thr−Leu−Thr−Ser−Asn−Thr −Lys−Cys (P14:配列表の配列番号39);
Glu−Cys−Thr−Leu−Thr−Ser−Asn−Thr−Lys−Cys−Lys−Glu−Glu−Gly−Ser−Arg−Ser−Asn (P15:配列表の配列番号40);
Ser−Ser−Gly−Lys−Tyr−Glu−Gly−Gly−Asn−Ile−Tyr−Thr−Lys−Lys−Glu−Ala−Phe−Asn −Val−Glu (P16:配列表の配列番号41)。
【0187】
P1乃至P15は、ヒトFas細胞外領域の1−157番目までのアミノ酸配列の部分配列であり、それぞれ9乃至11残基のアミノ酸配列が他のペプチドと重複している。P16は陰性対照用のペプチドであり、ヒトFasとの間に相同性はない。
【0188】
P1乃至P16は、それぞれ48μlのジメチルスルホキシド(以下「DMSO」という)で完全に溶解した後、1mM 2−メルカプトエタノールを含むPBSを加えて全量が0.8mlとなるように調整し、ペプチド溶液とした。
【0189】
C末端にカルボキシル基を付加したヒトFas分子細胞外領域に対応するペプチドを、10mM 2−メルカプトエタノールを含む0.05M 炭酸−重炭酸緩衝液(pH9.6)で50μg/mlの濃度に希釈し、ELISA用96穴プレート(ヌンク社製)に50μl/ウェルずつ入れた。このプレートを4℃で一晩静置することにより、ウェル内面にペプチドを吸着させた。各ウェル内の液を捨て、ウェルをPBS−Tweenで4回洗浄した。1%(w/v)ウシ血清アルブミン(シグマ社製A3803)を含むPBSを100μl/ウェルずつ分注し、37℃で1時間保温した。各ウェルをPBS−Tweenで4回洗浄後、PBSで5μg/mlに調製したHFE7A、およびCH11を各ウェルに50μl添加した。37℃で1時間保温した後、各ウェルをPBS−Tweenで4回洗浄した。西洋ワサビペルオキシダーゼ標識ヤギ抗マウスイムノグロブリン抗体(アマシャム社製)をPBSで1000倍希釈したものを、50μl/ウェルずつ分注し、37℃で1時間保温した後、各ウェルをPBS−Tweenで4回洗浄した。西洋ワサビペルオキシダーゼ基質(バイオラッド社製)を各ウェルに100μl/ウェルずつ分注し、室温で15分間静置した後、マイクロプレートリーダー(コロナ社製)で各ウェルの415nmの吸光度を測定した。なお、陽性対照としては、実施例1で調製したヒトFas融合タンパク質を合成ペプチドの代わりに用いた。
【0190】
その結果、上記合成ペプチドのうちP11を吸着させたウェルのみが高い吸光度を示したことから、HFE7AはP11に含まれるアミノ酸配列と特異的に結合することが判明した(図3)。
【0191】
(6−2) 合成ペプチドと細胞表面のヒトFasとの競合によるエピトープの限定(競合アッセイ法)
まず、以下に記載するペプチドを合成した:
His−Gly−Leu−Glu−Val−Glu−Ile−Asn−Cys−Thr (P95:配列表の配列番号42);
Glu−Ile−Asn−Cys−Thr−Arg−Thr−Gln−Asn−Thr (P100:配列表の配列番号43);
Arg−Thr−Gln−Asn−Thr−Lys−Cys−Arg−Cys−Lys (P105:配列表の配列番号1);
Lys−Cys−Arg−Cys−Lys−Pro−Asn−Phe−Phe−Cys (P110:配列表の配列番号44);
Pro−Asn−Phe−Phe−Cys−Asn−Ser−Thr−Val−Cys−Glu−His−Cys−Asp (P115L:配列表の配列番号45);
Gly−Lys−Ile−Ala−Ser−Cys−Leu−Asn−Asp−Asn (D355−364:配列表の配列番号46)。
【0192】
P95、P100、P105およびP110は、ヒトFasの細胞外領域中においてP11に対応するアミノ酸配列の近傍(ヒトFas細胞外領域の95−128番目に相当)の、10残基からなる部分配列であり、それぞれ5残基ずつ他のペプチドとアミノ酸配列が重複する。P115Lは、P110と5残基重複する10残基のアミノ酸配列:
Pro−Asn−Phe−Phe−Cys−Asn−Ser−Thr−Val−Cys (P115:配列表の配列番号45のアミノ酸番号1〜10)
の溶解度の低さを予測して、C末端側4残基分を伸長したものである。D355−364はヒトFasと相同性のないペプチドで、陰性対照として使用した。P115L以外の上記各ペプチドはそれぞれ16μlのDMSOに溶解後、1mM2−メルカプトエタノールを含むPBSを加えて全量が0.8mlとなるように調製し、ペプチド溶液とした。P115Lは48μlのDMSOに溶解後、1mM 2−メルカプトエタノールを含むPBSを加えて全量が0.8mlとなるように調製した。
【0193】
HFE7A 0.25μgと、上記ペプチド溶液(ペプチド200μg相当)のそれぞれとをマイクロ試験管中で混合し、1mM 2−メルカプトエタノールを含むPBSで全量100μlとした。これを37℃、10−20rpmで撹拌しながら2時間保温した後、FCSを最終濃度が5%となるように添加し、ペプチド−抗体混合液とした。
【0194】
WR19L12a細胞を、実施例2に記載した方法で増殖させてから遠心して回収し、無血清RPMI培地を用いて細胞密度が1×107細胞/mlとなるように調整した。この細胞浮遊液をU字底96穴プレートに100μl/ウェルずつ分注し、マイクロプレート用スウィングローターを使用して、4℃、1000rpm、3分間の遠心分離を行い、上清を除去した。ペレットに各ペプチド−抗体混合液を100μl添加し、1〜2回ピペッティングした。、4℃で30分間静置した後、遠心し上清を除去した。ペレットをフローサイトメトリー用緩衝液で3回洗浄してから、フローサイトメトリー用緩衝液で250倍に希釈したFITC標識ヤギ抗マウスIgG抗体(カッペル社製)を50μl/ウェルずつ加え、1〜2回ピペッティングした。プレートを遮光して4℃で30分間静置した後、遠心し上清を除去した。ペレットをフローサイトメトリー用緩衝液で3回洗浄し、組織固定用10%中性緩衝ホルマリン液(和光純薬工業(株)社製)をPBSで10倍希釈したものを50μl/ウェルずつ加え、1〜2回ピペッティングしてからプレートを遮光して4℃で12時間以上静置して細胞を固定した。フローサイトメトリー用緩衝液 100μl/ウェルを加えて懸濁後、遠心し上清を除去した。ペレットをフローサイトメトリー用緩衝液で3回洗浄した後、500μl/ウェルのフローサイトメトリー用緩衝液に懸濁したものをフローサイトメーター(サイトエース−150;日本分光(株)社製)で解析し(励起波長:488nm、検出波長:530nm)、細胞1個あたりのFITC蛍光強度の平均値を算出した。さらに、ペプチド−抗体混合液を加えなかった場合の値を0%、D355−364の値を100%として各試料の蛍光強度平均値を算出した。
【0195】
その結果、P105はHFE7AとWR19L12a細胞との結合を強力に阻害し、P105のアミノ酸配列とそれぞれ半分づつ重複するP100およびP110は、HFE7AとWR19L12a細胞との結合をそれぞれ50%および60%程度阻害することが判明した。P105のアミノ酸配列と全く重複しないP95およびP115Lでは結合阻害はみられなかった(図4)。以上の結果から、P105はHFE7AとヒトFasの結合を阻害するのに十分なアミノ酸配列であり、HFE7Aのエピトープは、P105に相当するアミノ酸配列中に含まれることが示された。なお、P105に相当する部分は、ヒトFasとマウスFasとの間でアミノ酸配列が保存されている領域である。
【0196】
実施例7 HFE7AのサルFasに対する結合能
チンパンジー(三和化学研究所熊本霊長類パーク)の末梢血40ml、ニホンザルの末梢血20ml、カニクイザルの末梢血20mlまたはマーモセットの末梢血3mlを用いて、以下に記載する試験を行った。まず、ヘパリン(ノボヘパリン:ノボ社製)を加えた末梢血を等量のフィコール・パック溶液(比重1.077、ただしカニクイザル用は比重1.072となるように調整した:ファルマシア社製)に静かに積層し、1700rpmで30分間遠心して、末梢血単核球画分を回収した。この末梢血単核球画分をハンクス平衡塩溶液で2回洗浄し、10% FCSを含むRPMI1640培地で1×106細胞/mlとなるように懸濁した。この懸濁液にフィトヘマグルチニン−P(シグマ社製)を終濃度 5μg/mlとなるように加えて、37℃、5%炭酸ガス下で24時間培養した後、遠心して細胞を回収・洗浄してから、10% FCSを含むRPMI1640培地で再懸濁した。この懸濁液にインターロイキン2(アマシャム社製)を終濃度 10単位/mlとなるように加え、37℃、5%炭酸ガス下で72時間培養することにより、活性化リンパ球を得た。
【0197】
次に、この活性化リンパ球 1×106個を試験管に入れ、20μg/mlのHFE7A50μlもしくはPBS 50μlに懸濁し、氷上で1時間静置してから、500μlのPBSで3回洗浄した。この細胞を20μg/mlのFITC標識抗マウスIgG抗体(バイオリソース社製)50μlに懸濁し、氷上で30分間静置した後、500μlのPBSで3回洗浄した。この細胞を500μlのPBSで再懸濁したものを試料として、フローサイトメーター(サイトエース:日本分光 (株) 社製)を用いて蛍光強度を測定した。蛍光強度による細胞数の度数分布を取得し、全細胞数中に占める染色細胞数の割合を計算した。その結果、HFE7Aを加えなかった試料では、上記のいずれの種においても染色細胞が3%未満であったのに対し、HFE7Aを加えた試料では、少なくとも17%、最大で82%の細胞が染色されていた。従って、HFE7Aはヒトを含む広い範囲の霊長類Fasと結合することが示された。
【0198】
実施例8 マウス生体内のT細胞に対するHFE7Aのアポトーシス誘導活性
6週令の雌のC3H/HeJマウス(日本クレア社より購入)に対して、0.05mgまたは0.1mg/個体のHFE7Aモノクローナル抗体(いずれも500μlのPBSに溶解したもの)、あるいは500μlのPBSのみを腹腔内投与し(一群あたり3匹)、投与42時間後にマウスをエーテル麻酔し、胸腺を摘出した。この摘出した胸腺を10% FCSを含むRPMI培地で洗浄した後に、メッシュ(セルストレイナー;ファルコン社製)上でスパーテルを用いてつぶし、メッシュを通過した細胞を10% FCSを含むRPMI1640培地で2回洗浄した。細胞数を測定した後、10% FCSを含むRPMI1640培地で1×106細胞/50μlとなるように懸濁した胸腺細胞を、U字底96穴マイクロプレート(ヌンク社製)に50μl/ウェルずつ分注し、遠心分離(90×g、4℃、10分)した。
【0199】
上清を除去し、各ウェルに以下の(a)または(b)の蛍光標識抗体溶液を加えた:
(a)0.5mg/mlのFITC標識抗マウスCD95(Fas)抗体(Jo2:ファーミンジェン社製)10μl/ウェルおよび0.5mg/mlのフィコエリトリン(以下「PE」という)標識抗マウスCD90抗体(Thy−1.2:セダレーン社製)10μl/ウェル(なお、CD90はT細胞に特異的に発現する表面抗原である);
(b)0.5mg/mlのFITC標識抗マウスCD4抗体(L3T4:ファーミンジェン社製)10μl/ウェルおよび0.2mg/mlのPE標識抗マウスCD8抗体(Ly−2:ファーミンジェン社製)10μl/ウェル。
【0200】
プレートを振盪してウェル内を撹拌し、氷上で1時間静置した後、遠心分離(90×g、4℃、10分)した。上清を除去し、フローサイトメトリー用緩衝液100μl/ウェルで2回洗浄した後、3.7% ホルマリン溶液 50μl/ウェルを加え、氷上で10分静置することにより細胞を固定した。遠心分離(90×g、4℃、10分)して上清を除去し、沈澱した細胞を再度フローサイトメトリー用緩衝液 100μl/ウェルで洗浄後、フローサイトメトリー用緩衝液 100μl/ウェルに懸濁した。このようにして得られた各ウェル中の細胞懸濁液を試料とし、フローサイトメーター(エピックス・エリート:コールター社製)を用いて、1×104細胞/試料の蛍光を、以下に記載する条件で測定した:
励起波長: 488nm;
検出波長: 530nm(FITC)、600nm(PE)。
【0201】
この測定データから、各試料の細胞集団のFITCおよびPEの蛍光分布を作成し、上記(a)の蛍光標識抗体を加えた試料については、Fas陽性でかつCD90陽性の細胞(以下「Fas+CD90+」という)数の全細胞数中に占める割合を算出した。同様に、上記(b)の蛍光標識抗体を加えた試料については、CD4陽性CD8陽性細胞(以下「CD4+CD8+」という)またはCD4陽性CD8陰性細胞(以下「CD4+CD8−」という)の数の全細胞数中に占める割合を算出した。
【0202】
その結果を表1に示す。
【0203】
【表1】
(数値は%)
HFE7A投与群マウスの胸腺細胞では、PBSのみ投与した群と比較して、Fasを発現しているT細胞(Fas+CD90+)の割合が、どの投与量の場合でも顕著に減少していた。また、Fasの発現が顕著であることが知られているCD4+CD8+細胞群およびCD4+CD8−細胞群も、PBSのみ投与した群と比較してHFE7A投与により顕著にその数が減少していた。
【0204】
以上の結果より、抗Fasモノクローナル抗体HFE7Aは、生体内でFas分子を発現しているT細胞に対するアポトーシス誘導活性を有することが示された。
【0205】
実施例9 自己免疫疾患モデルに対するHFE7Aの効果
Fasリガンド遺伝子の突然変異体であり、全身性エリテマトーデス様自己免疫疾患のモデルマウスであるMRLgld /gld マウスを用いて、抗Fasモノクローナル抗体HFE7A投与の自己免疫疾患症状に対する効果を以下に記載する方法に従って検討した。
【0206】
18週令のMRLgld /gld マウス(日本エスエルシー(株)社より購入)の腹腔内に、実施例3で調製したHFE7A 0.2mgまたは0.5mg/個体(500μlのPBSに溶解したもの)、もしくは500μl PBSをそれぞれ単回投与した。
【0207】
自己免疫疾患症状により生じる各被検マウスの手首および足首の腫れを観察し、腫れの程度を評価して、各群の経時的な変化を調べた[米原伸 (1994) 日経サイエンス 別冊110 、66−77 参照]。その結果、HFE7A投与により、手足首の腫れの程度が著明に減少していることが明らかとなった。
【0208】
また、これらの被検マウスから胸腺を摘出し、上記試験例1に記載した方法により胸腺でFasを発現しているT細胞の割合を調べた結果、試験例1と同様にHFE7A投与により胸腺中のFas発現T細胞数は著しく減少していた。
【0209】
実施例10 肝毒性試験
BALB/cマウスに以下のいずれかのものを腹腔内投与した:
i) HFE7A 0.2mg(500μlのPBSに溶解);
ii) HFE7A 0.5mg(500μlのPBSに溶解);
iii) Jo2(ファーミンジェン社製)0.1mg(500μlのPBSに溶解);
iv) 500μlのPBSのみ。
【0210】
上記のうち、Jo2はアポトーシス誘導活性を有する公知の抗マウスFas抗体である。投与8時間後、24時間後および72時間後のマウス(Jo2投与マウスのみ投与3時間後のマウス)から軽エーテル麻酔下で後大静脈より全採血し、各試料血液中のグルタミン酸−オキサロ酢酸トランスアミナーゼ(以下「GOT」という)値およびグルタミン酸−ピルビン酸トランスアミナーゼ(以下「GPT」という)値を、自動分析装置(7250型;日立製作所(株)社製)および同装置用試薬(トランスアミナーゼ−HRII;和光純薬(株)社製)を用いて測定した。その結果、Jo2投与群では3時間後にGOT値およびGPT値が急上昇したのに対し、HFE7Aを投与した群のGOT値およびGPT値は、PBSのみ投与した群同様ほとんど変化しなかった(図5)。以上の結果より、HFE7Aは肝臓障害を誘発しないことが示された。
【0211】
実施例11 劇症肝炎モデルに対する効果
抗マウスFas抗体Jo2をマウス腹腔内に投与すると、マウスは数時間の内に劇症肝炎を発症して死亡することが知られている[Ogasawara, J., et al. (1993) Nature 364, 806参照]。そこで、このJo2による肝障害に対するHFE7A効果を検討するため、Jo2と同時もしくは後からHFE7Aを投与した場合のマウスの生存率を調べた。6週齢のBALB/cマウス雌(一群3匹:日本エスエルシー(株)より購入)の腹腔内に、下記の条件で抗体を投与し、経時観察を行なった:
(A) Jo2 0.1mg/0.5ml;
(B) Jo2 0.01mg/0.5ml;
(C) Jo2 0.1mgとHFE7A 0.5mg/0.5ml(同時投与);
(D) Jo2 0.1mgとHFE7A 0.05mg/0.5ml(同時投与);
(E) Jo2 0.01mg/0.2ml投与後、
20分後にHFE7A 0.1mg/0.2mlを投与。
【0212】
その結果を図6に示した。Jo2の単独投与では、0.1mg/個体および0.01mg/個体いずれの場合((A)および(B))も9時間以内にすべてのマウスが死亡した。しかしながら、Jo2投与時にHFE7Aを同時投与(0.5mg/個体、0.05mg/個体)した場合((C)および(D))、マウスは投与数週間経過後も異常を示さなかったことから、HFE7A投与により劇症肝炎の発症を阻止できることが判明した。さらに、Jo2投与20分後にHFE7Aを投与した場合でも、マウスは正常であり外的症状も何ら認められなかったことから、肝臓等でのFas/Fasリガンド系を介した正常組織の障害に由来する種々の疾病に対して、HFE7Aが予防および治療効果を有することが示された。
【0213】
実施例12 慢性関節リウマチに対する効果
1) コラーゲン誘導関節炎に対する発症予防効果
BALB/cマウスの雌とDBA/1Jマウスの雄との交配で得られたF1マウスであるCD1F1マウス(6週齢の雌、日本チャールスリバー(株)より購入)を1週間馴化させた。文献に記載の方法[Phadke, K. (1985) Immunopharmacol. 10, 51−60参照]に準じて、ウシII型コラーゲン 0.3%溶液(50mM 酢酸溶液、コラーゲン技術研修会製)を50mM 酢酸により0.2%(2mg/ml)に希釈し、等用量の完全フロイントアジュバント(ディフコ社製)を加えて乳化後、ツベルクリン針を装着したプラスチック製1ml注射筒を用い、静注用保定器に保定したマウスの尾根部皮内に100μl(ウシII型コラーゲンとして100μg相当)投与した。初回感作の1週間後に上記と同じ条件で追加免疫した。追加免疫時に100μgのHFE7Aまたは対照用のマウスIgGを腹腔内投与した(各群6匹)。初回感作後5週目から四肢の腫れが認められるようになった。肉眼的に四肢の関節を観察し、文献記載の方法[Wood, F. D.,et al. (1969) Int. Arch. Allergy Appl. Immunol. 35, 456−467参照]に準じてその腫れの程度をスコア化した。スコアは、各四肢について以下の基準で判定した:
0:症状なし;
1:四肢の指などの小関節が一本のみ腫脹発赤;
2:小関節二本以上あるいは手首や足首などの比較的大きな関節が腫脹発赤;
3:一本の手や足全体が腫脹発赤。
【0214】
すなわち、四肢とも最大に腫れた場合の1個体のスコアは12となる。また、四肢の合計スコアが1以上の個体を「発症マウス」とした。
【0215】
結果を図7に示した。非特異的なマウスIgGを投与した対照群では初回感作後7週目までに全てのマウスが発症したのに対し、HFE7A投与群のうち半数のマウスは8週目までに全く発症しなかった(図7A)。また、HFE7A投与群では対照群と比較して平均スコアが低かった(図7B)。
【0216】
2) リウマチ患者由来滑膜細胞に対するアポトーシス誘導能
慢性関節リウマチ患者由来の滑膜細胞の生存率に与えるHFE7Aの影響を、ミトコンドリアの還元能を指標とする以下に記載の方法により検討した。まずヒト慢性関節リウマチ患者患部より採取した滑膜組織を10% ウシ胎児血清(サミット社製)を含むダルベッコ改変イーグル培地(ギブコ社製)中でハサミで細切し、脂肪を除去後、終濃度5μg/mlとなるようにコラゲナーゼ(シグマ社製)を添加し、90分間37℃でインキュベートした。10%ウシ胎児血清を含むダルベッコ改変イーグル培地で37℃、5% 炭酸ガスの条件下培養したものを、リウマチ患者由来滑膜細胞とした。
【0217】
かくして得られたリウマチ患者由来滑膜細胞をトリプシン処理により単細胞化した後10% ウシ胎児血清を含むダルベッコ改変イーグル培地で1×105細胞/mlとなるように懸濁してから、96穴プレートに2×104細胞/200μl/ウェルとなるように播種し、37℃、5% 炭酸ガス条件で6日間培養した。培養上清を除去後、ハンクス緩衝液(ギブコ社製)で3回洗浄し、HFE7Aを10ng/ml乃至1000ng/ml(10倍希釈系列)および10%ウシ胎児血清を含むダルベッコ改変イーグル培地 200μlを添加した。37℃、5%炭酸ガス条件で20時間培養後、1mg/ml XTT(2,3−ビス[2−メトキシ−4−ニトロ−5−スルホフェニル]−2H−テトラゾリウム−5−カルボキサニリド イナーソルト:シグマ社製)、25μM PMS(フェナジンメトサルフェート:シグマ社製)を50μl(終濃度:250μg/ml XTT;5μM PMS)を添加してさらに4時間培養後、各ウェルの450nmの吸光度を測定した。
【0218】
各ウェルの細胞の生存率を、下記式により算出した:
生存率(%)=100×(a−b)/(c−b)
(式中、aは被検ウェルの測定値、bは無細胞ウェルの測定値、cは抗体無添加のウェルの測定値をそれぞれ表す。)
その結果を表2に示した。HFE7Aは濃度依存的にリウマチ患者由来滑膜細胞の生存を阻害した。
【0219】
【表2】
実施例13 HFE7Aヒト化抗体の設計
(1)HFE7Aの可変領域の分子モデリング
HFE7Aの可変領域の分子モデリングは、一般にホモロジーモデリングとして知られる手法[Methods in Enzymology 203, 121−153 (1991) 参照]を用いて行なった。すなわち、プロテイン・データ・バンク(Protein Data Bank :Chemistry Department, Building 555, Brrokheaven National Laboratory, P.O. Box 5000, Upton, NY 11973−5000, U.S.A.参照:以下「PDB」という)に登録されている、X線結晶構造解析が行なわれたヒト免疫グロブリンの可変領域の一次配列を、HFE7Aのフレームワーク部分と比較し、相同性の最も高いフレームワークの三次元構造として、軽鎖については1GGI、重鎖として2HFLを選択した。両者を組合せて、フレームワーク部分の三次元構造(以下「フレームワークモデル」という)を構築した。
【0220】
チョッチアらの分類に従うと、HFE7AのCDRのうち、CDRL2はカノニカルクラス1、CDRL3はカノニカルクラス1、CDRH1はカノニカルクラス1に分類された。CDRL1、CDRH2、CDRH3は、特定のカノニカルクラスに対応しなかった。CDRL2、CDRL3およびCDRH1のCDRループは、各カノニカルクラス固有のコンホメーションに固定し、フレームワークモデルに組み込んだ。CDRL1はソロントンらの分類[J. Mol. Biol. 263, 800−815 (1996) 参照]に従いクラスター15Bのコンホメーションを用いた。CDRH2およびCDRH3については、相同性の高い配列のコンホメーションをPDBより検索し、エネルギー計算を併用することによって、最も確からしいCDRループのコンホメーションを構築し、フレームワークモデルに組み込んだ。最終的には、エネルギー的に不利な原子間の接触をなくすようにエネルギー計算を行ない、HFE7Aの分子モデルを得た。上述の操作は市販の一般的な分子モデリングシステムを用いて行い得るが、本発明では、AbM(オックスフォード・モレキュラー・リミテッド社製)を用いた。
【0221】
得られた分子モデルについては、ソフトウエアのプロチェック(PROCHECK:J.Appl. Cryst. (1993) 26, 283−291参照)を用いて、構造の精度を評価した後、各残基の表面露出度を計算し、原子間接触の有無を検索した。
【0222】
(2)アクセプターの選択
HFE7Aの軽鎖、重鎖のサブグループは、ヒト抗体の各サブグループのコンセンサス配列との比較において、軽鎖ではサブグループκIVと79%、重鎖ではサブグループIと79%の同一性を示した。しかし、この組合せを持つヒト抗体は存在しなかった。軽鎖、重鎖が同一の抗体に由来し、かつ、いずれも70%以上の同一性を示すヒト抗体として、軽鎖がサブグループκIII、重鎖がサブグループIである8E10’CLを選択した。
【0223】
(3)アクセプターに移植するドナー残基の選択
ソフトウエアのカメレオン(オックスフォード・モレキュラー・リミテッド社製)を用いて、HFE7Aの軽鎖、重鎖それぞれとアクセプターのアミノ酸配列を整列し、先に述べたa)からd)の要件に従い、以下の実施例に示すヒト化可変領域配列をデザインし、抗ヒトFasヒト化抗体をコードするDNAのヌクレオチド配列を含む組換えベクターとして、以下のプラスミドを構築した。
【0224】
実施例14 ヒト化軽鎖をコードするDNAの調製
(1)ヒト軽鎖(κ鎖)の全長をコードするcDNAのクローニング
マウス抗ヒトFas抗体HFE7Aの軽鎖アミノ酸配列をヒト化するに先立ち、定常領域を含むヒトイムノグロブリン(以下「Ig」という)軽鎖cDNAのクローニングを行なった。
【0225】
1)プライマーの合成
ヒト軽鎖をコードするcDNAの分離は、PCRにより行なった。PCRを行なうにあたり、以下に記載する2種のプライマーを合成した:
5’− GCGAATTCTG CCTTGACTGA TCAGAGTTTC CTCA −3’ (HVKII5−4:配列表の配列番号47);
5’− GCTCTAGATG AGGTGAAAGA TGAGCTGGAG GA −3’ (HKCL3−3:配列表の配列番号48)。
【0226】
2)ヒトIg軽鎖cDNAを含むプラスミドの構築
ヒトIg軽鎖の全長を含むcDNAは、PCR法により作製され、プラスミド中に挿入された後、大腸菌でクローニングされた。
【0227】
ヒトIg軽鎖の全長をコードするHL−DNA断片は、以下の条件で作製された。
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量100μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0228】
このようにして作製されたHL−DNA断片は、真核生物用TAクローニングキット(インビトロジェン社製)を用い、メーカー指定のプロトコールに従って、プラスミドpCR3DNAに挿入し、同キットに予め添付されているコンピテント大腸菌TOP10F’株に導入した。これにより、ヒトIg軽鎖のcDNAであるHL−DNA断片を保持するプラスミドpHL15−27を得た。
【0229】
(2) HFE7Aのヒト化抗体軽鎖発現ベクターの構築
1)ヒト化HFE7A−軽鎖発現ベクタープラスミドの構築
マウス抗ヒトFas抗体HFE7Aの軽鎖アミノ酸配列をヒト化するにあたり、HFE7A軽鎖アミノ酸配列のN末端側から47番目のアミノ酸(プロリン)と49番目のアミノ酸(リジン)(以下「領域I」という)をそれぞれヒト軽鎖(κ鎖)で保存されているアラニンおよびアルギニンに置き換えるとともに、80番目のアミノ酸(ヒスチジン)、81番目のアミノ酸(プロリン)、82番目のアミノ酸(バリン)、84番目のアミノ酸(グルタミン酸)、85番目のアミノ酸(グルタミン酸)、87番目のアミノ酸(アラニン)および89番目のアミノ酸(スレオニン)(以下「領域II」という)をそれぞれヒト軽鎖(κ鎖)で保存されているセリン、アルギニン、ロイシン、プロリン、アラニン、フェニルアラニン、バリンに置き換えたものを「HHタイプ」とした。
【0230】
また、領域Iをヒトのアミノ酸残基に置き換え、領域IIをマウスのアミノ酸残基のままとしたものを「HMタイプ」とした。
【0231】
さらに、領域I、領域IIともマウスのアミノ酸残基のままとしたものを「MMタイプ」とした。
【0232】
以下、この3種類のヒト化抗ヒトFas抗体HFE7A−軽鎖アミノ酸配列を有する発現プラスミドをそれぞれ構築した。
【0233】
2)ヒト化HFE7Aの軽鎖可変および定常領域作製用プライマーの合成
各ヒト化抗Fas抗体HFE7A−軽鎖の可変領域とヒトIg軽鎖(κ鎖)の定常領域を融合した、HHタイプポリペプチド鎖(配列表の配列番号50)をコードするDNA(配列表の配列番号49)、HMタイプポリペプチド鎖(配列表の配列番号52)をコードするDNA(配列表の配列番号51)およびMMタイプポリペプチド鎖(配列表の配列番号54)をコードするDNA(配列表の配列番号53)の合成は、それぞれPCR法を組み合わせて行なった。
【0234】
PCRを行うにあたり、以下に記載する13種のオリゴヌクレオチドプライマーを合成した:
5’− CCCAAGCTTA AGAAGCATCC TCTCATCTAG TTCT −3’(7AL1P:配列表の配列番号55);
5’− GAGAGGGTGG CCCTCTCCCC TGGAGACAGA GACAAAGTAC CTGG −3’(7AL1N:配列表の配列番号56);
5’− CCAGGTACTT TGTCTCTGTC TCCAGGGGAG AGGGCCACCC TCTC −3’(7AL2P:配列表の配列番号57);
5’− GATTCGAGAT TGGATGCAGC ATAGATGAGG AGTCTGGGTG CCTG −3’(7AL2N:配列表の配列番号58);
5’− GCTGCATCCA ATCTCGAATC TGGGATCCCA GACAGGTTTA GTGGC −3’ (7AL3PA:配列表の配列番号59);
5’− AAAATCCGCC GGCTCCAGAC GAGAGATGGT GAGGGTGAAG TCTGTCCCAG AC −3’ (7AL3N:配列表の配列番号60);
5’− CTCGTCTGGA GCCGGCGGAT TTTGCAGTCT ATTACTGTCA GCAAAGTAAT GAGGATCC −3’ (7AL4P:配列表の配列番号61);
5’− TGAAGACAGA TGGTGCAGCC ACAGTCCGTT TGATTTCCAG CCTGGTGCCT TGACC −3’(7AL4N:配列表の配列番号62);
5’− GGTCAAGGCA CCAGGCTGGA AATCAAACGG ACTGTGGCTG CACCATCTGT CTTCA −3’(7ALCP:配列表の配列番号63);
5’− CCCGAATTCT TACTAACACT CTCCCCTGTT GAAGCTCTTT GTGAC −3’ (7ALCN:配列表の配列番号64);
5’− TCTGTCCCAG ACCCACTGCC ACTAAACCTG TCTGGGATCC CAGATTCGAG ATTGG −3’(M7AL2N:配列表の配列番号65);
5’− GTTTAGTGGC AGTGGGTCTG GGACAGACTT CACCTCTACC ATCCATCCTG TGGAG −3’(M7AL3PA:配列表の配列番号66);
5’− ATGGTGCAGC CACAGTCCGT TTGATTTCCA GCCTGGTGCC TTGACCGAAC GTCCG −3’(7AL4NA:配列表の配列番号67)。
3)プラスミドp7AL−HHの構築(ヒト化HHタイプHFE7A−軽鎖発現プラスミド)
配列表の配列番号50に示すアミノ酸をコードする配列表の配列番号49に示すVHH−DNA断片は、三段階のPCRを実施することにより作製され、プラスミドベクター中に挿入された後、大腸菌でクローニングされた。
【0235】
a)第一段階PCR
VHH−DNA作製のための第一段階PCRの概要を図8に示した。
【0236】
5’末端にHindIII制限酵素切断部位を付加した、分泌シグナル配列およびFRL1領域の一部をコードするL7A1−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−L DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7AL1N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ(ストラタジーン社製) 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0237】
FRL1の一部、CDRL1、FRL2およびCDRL2領域の一部をコードするL7A2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−L DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー7AL2P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7AL2N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0238】
CDRL2およびFRL3の一部をコードするL7A3−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−L DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー7AL3PA 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7AL3N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0239】
FRL3の一部、CDRL3、FRL4および定常領域の一部をコードするL7A4−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−L DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー7AL4P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7AL4N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0240】
FRL4の一部および定常領域をコードし、3’末端にEcoRI制限酵素切断部位を付加したL7A5−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpHL15−27 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー7ALCP 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7ALCN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0241】
PCR後の各生成物200μlに、等量のフェノール・クロロホルム(50%水飽和フェノール、48% クロロホルム、2% イソアミルアルコール)を加え、1分間、激しく攪拌した。その後、10000×gの遠心分離を行い、水層を回収した。得られた水層に、等量のクロロホルム・イソアミルアルコール(96% クロロホルム、4% イソアミルアルコール)を加え、再び1分間激しく攪拌し、10000×gの遠心分離により、水層を回収した(以後、この一連の操作を「フェノール抽出」という)。
【0242】
回収された上清に、1/10倍量の3M 酢酸ナトリウム(pH5.2)と、2.5倍量のエタノールを加え、ドライアイスにより凍結後、10000×gの遠心分離を行ない、DNAを沈澱として回収した(以後、この一連の操作を「エタノール沈澱」という)。
【0243】
得られたDNA沈澱物は、真空乾燥後、再蒸留水に溶解し、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したL7A1−DNA、L7A2−DNA、L7A3−DNA、L7A4−DNAおよびL7A5−DNAに相当するDNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0244】
b)第二段階PCR
VHH−DNA作製のための第二段階PCRの概要を図9に示した。
【0245】
前出L7A1−DNA断片とL7A2−DNA断片を融合したL7A1.2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第一段階PCRで作製したL7A1−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したL7A2−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7AL2N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0246】
前出L7A4−DNA断片とL7A5−DNA断片を融合したL7A4.5−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第一段階PCRで作製したL7A4−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したL7A5−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー7AL4P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7ALCN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0247】
PCR後の増幅されたL7A1.2−DNAおよびL7A4.5−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出した各融合DNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0248】
c)第三段階PCR
VHH−DNA作製のための第三段階PCRの概要を図10に示した。
【0249】
前出L7A1.2−DNA断片とL7A4.5−DNA断片およびL7A3−DNAを融合したVHH−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第二段階PCRで作製したL7A1.2−DNA溶液 10μl
第二段階PCRで作製したL7A4.5−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したL7A3−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7ALCN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0250】
PCR後の増幅されたVHH−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したVHH−DNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500xgの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0251】
VHH−DNA断片を保持する発現プラスミド作製方法の概要は図11に示した。
【0252】
得られたVHH−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素HindIIIと制限酵素EcoRIにより消化した。
【0253】
クローニング用プラスミドpHSG399 DNA(宝酒造(株)社製)1μgを、予め制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、アルカリフォスファターゼ(ウシ腸由来:以下「CIP」という)で脱リン酸化した。このようにして得られた脱リン酸化プラスミドpHSG399 DNAと、予め制限酵素で消化したVHH−DNA断片をDNAライゲーションキット バージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用い、メーカー指定のプロトコールに従って連結した。
【0254】
連結したDNAは、エタノール沈澱で回収し、5μlの再蒸留水に溶解し、E.coli JM109エレクトロ−セル(宝酒造(株)社製)と混合した。混合物を、ジーンパルサー/E.coliパルサーキュベット 0.1cm(バイオラッド社製)に移し、メーカー指定のプロトコールに従い、ジーンパルサーII(バイオラッド社製)にて大腸菌JM109株に導入した(以下、この一連の操作を「形質転換」という)。形質転換操作を終えた菌体は、最終濃度1mMのIPTG(イソプロピルチオ−β−D−ガラクトシド、宝酒造(株)社製)、0.1%のX−Gal(5−ブロモ−4−クロロ−3−インドリル−β−D−ガラクトシド、宝酒造(株)社製)および50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB寒天培地[バクトトリプトン(ディフコ社製) 10g、バクトイーストエキストラクト(ディフコ社製) 5g、塩化ナトリウム 10g、バクトアガー(ディフコ社製) 15g。蒸留水に溶解し、1リットルとする]上に塗布し、37℃で一晩培養し、大腸菌形質転換体を得た。
【0255】
得られた白色を呈する形質転換体は、50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB液体培地[バクトトリプトン(ディフコ社製) 10g、バクトイーストエキストラクト(ディフコ社製) 5g、塩化ナトリウム 10g。蒸留水に溶解し、1リットルとする]2ml中で、37℃にて一晩培養し、得られた培養物からアルカリ・SDS法[Sambrook,J. et al., (1989) in ”Molecular Cloning A Laboratory Manual Second edition.” Cold Spring Harbor Laboratory Press.]に従ってプラスミドDNAを抽出した。
【0256】
抽出したプラスミドDNAを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化した後、1% アガロースゲル電気泳動解析により、VHH−DNA断片を保持するクローンを選択した。
【0257】
以上の操作により、ヒト化HHタイプHFE7A−軽鎖の可変領域と、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片を保持するプラスミドpHSGHH7を得た。なお、プラスミドpHSGHH7を保持する形質転換大腸菌 E.coli pHSGHH7 SANK 73497は、平成9年8月22日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、受託番号FERM BP−6073が付された。
【0258】
ヒト化HHタイプHFE7A−軽鎖ポリペプチド(配列表の配列番号50)をコードするDNA(配列表の配列番号49)を保持する発現ベクタープラスミドp7AL−HHは、前出プラスミドpHSGHH7を用いて作製した。
【0259】
哺乳動物細胞用発現プラスミドベクターpEE.12.1(ロンザ社製)DNA 1μgを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pEE.12.1 DNA 100ngと、HindIIIおよびEcoRIで消化したpHSGHH7 DNA断片10μgとをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、50μg/mlのアンピシリンを含むLB寒天培地上に塗布した。
【0260】
得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法に従ってプラスミドDNAを抽出した。抽出したプラスミドDNAをHindIIIとEcoRIで消化し、1% アガロースゲル電気泳動を行って目的の挿入断片の有無を確認した。このようにして、ヒト化HHタイプHFE7A−軽鎖の可変領域と、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片が、サイトメガロウイルス(以下CMVという)プロモーター下流に正方向で挿入されたプラスミドp7AL−HHを得た。
【0261】
4)プラスミドp7AL−HMの構築(ヒト化HMタイプHFE7A−軽鎖発現プラスミド)
配列表の配列番号52に示すアミノ酸をコードする配列表の配列番号51に示すVHM−DNA断片は、二段階のPCRを実施することにより作製され、プラスミドベクター中に挿入された後、大腸菌でクローニングされた。
【0262】
a)第一段階PCR
VHM−DNA作製のための第一段階PCRの概要を図12に示した。
【0263】
5’末端にHindIII制限酵素切断部位を付加した、分泌シグナル配列およびFRL1の一部をコードするL7A1−DNA断片、FRL1の一部、CDRL1、FRL2およびCDRL2の一部をコードするL7A2−DNA断片、およびFRL4の一部および定常領域をコードし、3’末端にEcoRI制限酵素切断部位を付加したL7A5−DNA断片は、VHH−DNA断片作製で得られたものを用いた[”(2)プラスミドp7AL−HHの構築(ヒト化HHタイプHFE7A−軽鎖発現プラスミド)”および”a)第一段階PCR”参照]。
【0264】
CDRL2、FRL3、CDRL3、FRL4および定常領域の一部をコードするML7A3−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−L DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー7AL3PA 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7AL4NA 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0265】
PCR後の各生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したML7A3−DNAに相当するDNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500xgの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0266】
b)第二段階PCR
VHM−DNA作製のための第二段階PCRの概要を図13に示した。
【0267】
前出L7A1.2−DNA断片とML7A3−DNA断片および前出L7A5−DNA断片を融合したVHM−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第二段階PCRで作製したL7A1.2−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したML7A3−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したL7A5−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー7ALCN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μl とし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0268】
PCR後の増幅されたVHM−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したVHM−DNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0269】
VHM−DNA断片を保持する発現プラスミド作製方法の概要は図14に示した。
【0270】
得られたVHM−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素HindIIIとEcoRIで消化した。
【0271】
クローニング用プラスミドpHSG399 DNA(宝酒造(株)社製)1μgを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pHSG399 DNAと、HindIIIおよびEcoRIで消化したVHM−DNA断片とをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度1mMのIPTG、0.1%のX−Galおよび50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた白色を呈する形質転換体は、50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。抽出したプラスミドDNAをHindIIIとEcoRIで消化した後、1% アガロースゲル電気泳動解析を行って、VHM−DNA断片を保持するクローンを選択した。
【0272】
以上の操作により、ヒト化HMタイプHFE7A−軽鎖の可変領域と、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片を保持するプラスミドpHSGHM17を得た。なお、プラスミドpHSGHM17を保持する形質転換大腸菌E.coli pHSGHM17 SANK 73597は、平成9年8月22日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、受託番号FERM BP−6072が付された。
【0273】
配列表の配列番号52に例示したヒト化HMタイプHFE7A−軽鎖ポリペプチドをコードする配列表の配列番号51に例示したDNAを保持する発現ベクタープラスミドp7AL−HMは、前出プラスミドpHSGHM17を用いて作製した。
【0274】
哺乳動物細胞用発現プラスミドベクターpEE.12.1 DNA 1μgを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pEE.12.1 DNA 100ngと、HindIIIとEcoRIで消化したpHSGHM17−DNA断片10μgとをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、50μg/mlのアンピシリンを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドをEcoRIとHindIIIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って目的の挿入断片の有無を確認した。このようにして、ヒト化HMタイプHFE7A−軽鎖の可変領域と、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片が、CMVプロモーター下流に正方向で挿入されたプラスミドp7AL−HMを得た。
【0275】
5)プラスミドp7AL−MMの構築(ヒト化MMタイプHFE7A−軽鎖発現プラスミド)
配列表の配列番号54に示すアミノ酸をコードする、配列表の配列番号53に示すVMM−DNA断片は、三段階のPCRを実施することにより作製され、プラスミドベクター中に挿入された後、大腸菌でクローニングされた。
【0276】
a)第一段階PCR
VMM−DNA作製のための第一段階PCRの概要を図15に示した。
【0277】
5’末端にHindIII切断部位を付加した、分泌シグナル配列およびFRL1の一部をコードするL7A1−DNA断片、ならびに、FRL4の一部および定常領域をコードし、3’末端にEcoRI切断部位を付加したL7A5−DNA断片は、VHH−DNA断片作製で得られたものを用いた[”(2)プラスミドp7AL−HHの構築(ヒト化HHタイプHFE7A−軽鎖発現プラスミド)”および”a)第一段階PCR”参照]。
【0278】
FRL1の一部、CDRL1、FRL2、CDRL2およびFRL3の一部をコードするML7A2M−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−L DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー7AL2P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマーM7AL2N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0279】
FRL3の一部、CDRL3、FRL4および定常領域の一部をコードするML7A3M−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−L DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー M7AL3PA 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7AL4NA 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0280】
PCR後の各生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したML7A2M−DNAおよびML7A3M−DNAに相当するDNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0281】
b)第二段階PCR
VMM−DNA作製のための第二段階PCRの概要を図16に示した。
前出L7A1−DNA断片とML7A2M−DNA断片を融合したML7A1.2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第一段階PCRで作製したL7A1−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したML7A2M−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー M7AL2N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0282】
PCR後の増幅されたML7A1.2−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出した融合DNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0283】
c)第三段階PCR
VMM−DNA作製のための第三段階PCRの概要を図17に示した。
【0284】
前出ML7A1.2−DNA断片とML7A3M−DNA断片およびL7A5−DNA断片を融合したVMM−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第二段階PCRで作製したML7A1.2−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したML7A3M−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したL7A5−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7ALCN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μl とし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0285】
PCR後の増幅されたVMM−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したVMM−DNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0286】
VMM−DNA断片を保持するプラスミド作製方法の概要は図18に示した。
【0287】
得られたVMM−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素HindIIIとEcoRIで消化した。
【0288】
クローニング用プラスミドpHSG399(宝酒造(株)社製)DNA 1μgをHindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pHSG399 DNAと、EcoRIとHindIIIで消化したVMM−DNA断片とをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度1mMのIPTG、0.1%のX−Galおよび50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた白色を呈する形質転換体は、50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。抽出したプラスミドDNAをHindIIIとEcoRIで消化した後、1% アガロースゲル電気泳動解析により、VMM−DNA断片を保持するクローンを選択した。
【0289】
以上の操作により、ヒト化MMタイプHFE7A−軽鎖の可変領域と、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片を保持するプラスミドpHSGMM6を得た。なお、プラスミドpHSGMM6を保持する形質転換大腸菌 E.coli pHSGMM6 SANK 73697は、平成9年8月22日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、受託番号FERM BP−6071が付された。
【0290】
配列表の配列番号54に例示したヒト化MMタイプHFE7A−軽鎖ポリペプチドをコードする配列表の配列番号53に例示したDNAを保持する発現ベクタープラスミドp7AL−MMは、前出プラスミドpHSGMM6を用いて作製した。
【0291】
哺乳動物細胞用発現プラスミドベクターpEE.12.1 DNA 1μgを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pEE.12.1 DNA 100ngと、HindIIIとEcoRIで消化したpHSGMM6 DNA断片10μgとをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、50μg/mlのアンピシリンを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドをEcoRIとHindIIIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って目的の挿入断片の有無を確認した。このようにして、ヒト化HFE7A−軽鎖MMタイプの可変領域と、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片が、CMVプロモーター下流に正方向で挿入されたプラスミドp7AL−MMを得た。
【0292】
6)ヌクレオチド配列の確認
プラスミドp7AL−HH、p7AL−HMおよびp7AL−MMの挿入DNAが、目的とするヌクレオチドの配列を保持していることを確認するため、ヌクレオチド配列の決定を行なった。ヌクレオチドの配列を決定するにあたり作製したオリゴヌクレオチドプライマーは以下に記載する通りであった:
5’− CCCAAGCTTA AGAAGCATCC −3’ (SP1:配列表の配列番号68);
5’− ATCTATGCTG CATCCAATCT −3’ (SP2:配列表の配列番号69);
5’− GTTGTGTGCC TGCTGAATAA −3’ (SP3:配列表の配列番号70);
5’− CCCGAATTCT TACTAACACT −3’ (SP4:配列表の配列番号71);
5’− TTATTCAGCA GGCACACAAC −3’ (SP5:配列表の配列番号72);
5’− AGATTGGATG CAGCATAGAT −3’ (SP6:配列表の配列番号73)。
【0293】
各プライマーが結合する位置を、図19に示した。ヌクレオチド配列の決定は、アルカリ・SDS法と塩化セシウム法[いずれもSambrook, J. et al. (1989 ) in ”Molecular Cloning, A Laboratory Manual. Second edition.” Cold Spring Harbor Laboratory Press.参照]により精製した各プラスミドDNAを鋳型とし、ジデオキシヌクレオチド鎖終結法[Sanger, F. S. et al.(1977) Pro. Natl. Acad. Sci. USA. 74, 5463参照]で行なった。すなわち、3μgの精製したプラスミドDNAを13μlの再蒸留水に溶解し、2μlの2mM EDTAと2μlの2N NaOHを加え、室温で5分間静置した。その後、4μlの10M 酢酸アンモニウム溶液と100μlのエタノールを加え、撹袢の後ドライアイス上で10分間静置した。15000×gの遠心分離の後、得られた沈澱を80% エタノールで洗浄後、真空乾燥した。真空乾燥したDNAを7μlの再蒸留水に溶解し、ヌクレオチド配列決定反応に用いた。ヌクレオチド配列決定反応は7−デアザ−シークエナーゼ・バージョン2.0・キット(dCTP用:アマシャム社製)を用いた。前出プラスミド溶液7μlに、予め合成したプライマー1pmolと、1μlの反応緩衝液(キットに予め添付されている緩衝液)を加え、65℃で2分間保温した。その後、室温まで徐冷しプライマーとアニーリングさせ、[α−32P]dCTP(アマシャム社製)で標識した。反応産物は、1×TBE(100mM トリス、100mM ホウ酸、1mM EDTA、pH8.3)緩衝液中、8M尿素を含む5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動を行なった。ゲルを乾燥した後、オートラジオグラフィーを行いヌクレオチド配列を解読した(以後、ヌクレオチド配列の決定は、上記方法により行なった)。
【0294】
その結果、p7AL−HHは、配列表の配列番号50に示したポリペプチドをコードする配列表の配列番号49に示すヌクレオチド配列を、p7AL−HMは、配列表の配列番号52に示したポリペプチドをコードする配列表の配列番号51に示すヌクレオチド配列を、p7AL−MMは、配列表の配列番号54に示したポリペプチドをコードする配列表の配列番号53に示すヌクレオチド配列をそれぞれ保持していることが確認された。
【0295】
実施例15 HFE7Aのヒト化抗体重鎖発現ベクターの構築
(1)ヒト化HFE7Aの重鎖可変領域DNAを保持するプラスミドの構築
1)ヒト化重鎖可変領域作製用プライマーの合成
ヒト化抗Fas抗体HFE7A−重鎖の可変領域と、IgG−CH1領域のN末端側5残基のアミノ酸を含むポリペプチド鎖(配列表の配列番号75)をコードするDNA(配列表の配列番号74)の合成は、PCR法を組み合わせて行なった。
【0296】
PCRを行なうにあたり、以下に記載する8種のプライマーを作製した:
5’− GGGAAGCTTG GCTTGACCTC ACCATGGGAT GGAGCTGTAT −3’ (7AH1P:配列表の配列番号76);
5’− TGAAGCCCCA GGCTTCTTGA CCTCAGCCCC AGACTGCACC AGTTGGAC −3’(7AH1NNEW:配列表の配列番号77);
5’− TCCACTCAAG CCTCTGTCCA GGGGCCTGTT TTACCC −3’ (7AH2N:配列表の配列番号78);
5’− GTCTGGGGCT GAGGTCAAGA AGCCTGGGGC TTCAGTGAAG GTGTCCTGCA AG −3’(7AH2PNEW:配列表の配列番号79);
5’− CAGGCCCCTG GACAGAGGCT TGAGTGGATG GGAGAGATT −3’(7AH3P:配列表の配列番号80);
5’− TCAGATCTCA GGCTGCTGAG CTCCATGTAG GCTGTGCTAG CGGATGTGTC −3’(7AH3N:配列表の配列番号81);
5’− TGGAGCTCAG CAGCCTGAGA TCTGAGGACA CGGCGGTCTA TTAC −3’(7AH4P:配列表の配列番号82);
5’− GATGGGCCCT TGGTGGAGGC TGAGGAGACG GTGACCAGGG TCCCTTCGCC CCAGT −3’(7AH4N:配列表の配列番号83)。
【0297】
2)プラスミドpBL7A27の構築
配列表の配列番号75に示すアミノ酸をコードする配列表の配列番号74に示すVD−DNA断片は、三段階のPCRを実施することにより作製され、プラスミドへ挿入された後、大腸菌でクローニングされた。
【0298】
a)第一段階PCR
VD−DNA作製のための第一段階PCRの概要を図20に示した。
【0299】
5’末端にHindIII制限酵素切断部位を付加した、分泌シグナル配列およびFRH1のN末端側をコードするH7A1−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−H DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH1NNEW 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0300】
FRH1の一部、CDRH2およびFRH2の一部をコードするH7A2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−H DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH2N 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH2PNEW 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0301】
FRH2の一部、CDRH2およびFRH3の一部をコードするH7A3−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−H DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH3P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH3N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0302】
FRH3の一部、CDRH3、FRH4およびCH1領域のN末端側5アミノ酸残基をコードするH7A4−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpME−H DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH4P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH4N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0303】
PCR後の各生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1 μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したH7A1−DNA、H7A2−DNA、H7A3−DNAおよびH7A4−DNAに相当するDNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0304】
b)第二段階PCR
VD−DNA作製のための第二段階PCRの概要を図21に示した。
【0305】
前出H7A1−DNA断片とH7A2−DNA断片を融合したH7A1.2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第一段階PCRで作製したH7A1−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したH7A2−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH2N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0306】
前出H7A3−DNA断片とH7A4−DNA断片を融合したH7A3.4−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第一段階PCRで作製したH7A3−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したH7A4−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH3P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH4N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0307】
PCR後の増幅されたH7A1.2−DNAおよびH7A3.4−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出した各融合DNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0308】
c)第三段階PCR
VD−DNA作製のための第三段階PCRの概要を図22に示した。
【0309】
前出H7A1.2−DNA断片とH7A3.4−DNA断片を融合したVD−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第二段階PCRで作製したH7A1.2−DNA溶液 10μl
第二段階PCRで作製したH7A3.4−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH4N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0310】
PCR後の増幅されたVD−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したVD−DNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0311】
VD−DNA断片を保持するプラスミド作製方法の概要は図23に示した。
【0312】
得られたVD−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素HindIIIとApaIで消化した。
【0313】
プラスミドベクター pBLUESCRIPT−II SK+ DNA(ストラタジーン社製)1μgをHindIIIとApaIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pBLUESCRIPT−II SK+ DNAと、HindIIIとApaIで消化したVD−DNA断片とをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度1mMのIPTG(イソプロピルチオ−β−D−ガラクトシド、宝酒造(株)社製)、0.1%のX−Gal(5−ブロモ−4−クロロ−3−インドリル−β−D−ガラクトシド、宝酒造(株)社製)および50μg/mlのアンピシリンを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた白色を呈する形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドをApaIとHindIIIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って目的の挿入断片の有無を確認した。このようにして、VD−DNA断片が挿入されたプラスミドpBL7A27を得た。
【0314】
(2)ヒトIgG1定常領域ゲノムDNAを保持するプラスミドの構築
1)ヒトIgG1 ゲノム5’側DNA断片作製用プライマーの合成
ヒトIgG1ゲノム5’側DNA断片の合成は、PCR法を用いて作製した。PCRを行なうにあたり、以下に記載する2種類のオリゴヌクレオチドプライマーを作製した:
5’− GGGAAGCTTC CGCGGTCACA TGGCACCACC TCTCTTGCA −3’(5’Hind:配列表の配列番号84);
5’− GCTCTGCAGA GAGAAGATTG GGAGTTACTG GAATC −3’(IGGCPSTN:配列表の配列番号85)。
【0315】
2)プラスミドpIG5’03の構築
HindIII切断配列に続き、ヒトIgG1のCH1領域とイントロンを含むゲノムDNAは、ヒトゲノムDNAを鋳型とし、PCR法により目的DNA断片を分離増幅した後に、プラスミドpHSG399(宝酒造(株)社製)中に挿入され、大腸菌でクローン化された。目的とするヒトIgG1のCH1領域とイントロンを含むDNA(以下「IG5’−DNA」という)断片の作製法の概要を図24に示した。
【0316】
IG5’−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
ヒトゲノミックDNA(クローンテック社製) 2μg
オリゴヌクレオチドプライマー 5’Hind 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー IGGCPSTN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0317】
PCR後の増幅されたIG5’−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1 μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したIG5’−DNAバンドを、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0318】
得られたIG5’−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素HindIIIとPstIで消化した。
【0319】
プラスミドpHSG399 DNA(宝酒造(株)社製)1μgを制限酵素HindIIIとPstIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化プラスミドpHSG399 DNAと、HidIIIとPstIで消化したIG5’−DNA断片とをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度1mMのIPTG、0.1%のX−Galおよび50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた白色を呈する形質転換体を、50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドをPstIとHindIIIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って目的の挿入断片の有無を確認した。このようにして、IG5’−DNA断片が挿入されたプラスミドpIG5’03を得た。
【0320】
(3)ヒトIgG1定常領域ゲノムDNAを保持するプラスミドの構築
1)ヒトIgG1ゲノム3’側DNA断片作製用プライマーの合成
ヒトIgG1ゲノム3’側DNA断片の合成は、PCR法を用いて作製した。PCRを行なうにあたり、以下に記載する2種類のプライマーを作製した:
5’− TCTCTGCAGA GCCCAAATCT TGTGACAAAA CTCAC −3’(IGGCPSTP:配列表の配列番号86);
5’− GGGGAATTCG GGAGCGGGGC TTGCCGGCCG TCGCACTCA −3’(Eco3’:配列表の配列番号87)。
【0321】
2)プラスミドpIG3’08の構築
ヒトIgG1のイントロン、ヒンジ領域、イントロン、CH2領域、イントロン、CH3領域およびEcoRI切断配列を保持するDNAは、ヒトゲノムDNAを鋳型とし、PCR法により目的DNA断片を分離増幅した後に、プラスミドpHSG399(宝酒造(株)社製)中に挿入され、大腸菌でクローン化された。目的とするヒトIgG1のヒンジ領域、CH2領域、CH3領域および、イントロンを含むゲノムDNA(以下「IG3’−DNA」という)断片の作製法の概要を図25に示した。
【0322】
IG3’−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
ヒトゲノミックDNA(クローンテック社製) 2μg
オリゴヌクレオチドプライマー IGGCPSTP 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー Eco3’ 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0323】
PCR後の増幅されたIG3’−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5% ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出した各DNA断片を、剃刀で切り出し、セントリコン−10およびセントリリューターを用いてゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0324】
得られたIG3’−DNA断片を、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素EcoRIとPstIで消化した。
【0325】
プラスミドpHSG399 DNA(宝酒造(株)社製)1μgをEcoRIとPstIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pHSG399DNAと、EcoRIおよびPstIで消化したIG3’−DNA断片をDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度1mMのIPTG、0.1%のX−Galおよび50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB寒天培地上に塗布した。白色コロニーを選択し、IG3’−DNA断片が挿入されたプラスミドpIG3’08を得た。
【0326】
(4)ヒト化HFE7A−重鎖発現ベクタープラスミドの構築
配列表の配列番号89に示したヒト化HFE7A−重鎖ポリペプチドをコードする、配列表の配列番号88に示したDNAを保持する発現ベクタープラスミドpEg7AH−Hは、前出プラスミドpBL7A27、pIG5’03および、pIG3’08を用いて作製した。作製手順の概要を図26に示した。
【0327】
ヒトIgG1−重鎖のCH1領域とイントロンを含むpIG5’03プラスミドDNA 10μgを、制限酵素ApaIと制限酵素KpnIで消化した。一方、前出プラスミドpBL7A27 DNA 1 μgを、制限酵素ApaIとKpnIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pBL7A27 DNA 100ngと、ApaIおよびKpnIで消化したpIG5’03 DNA10μgとをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株でクローニングした。得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドをApaIとKpnI、あるいはHindIIIとPstIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行うことにより目的の挿入断片の有無を確認した。このようにして、ヒト化HFE7AのVD−DNA断片とIG5’−DNA断片が接続され、挿入されたプラスミドpBL7AF184を得た。
【0328】
次に、得られたプラスミドpBL7AF184 DNA 10μgを、制限酵素HindIIIとPstIで消化した。一方、前出プラスミドpIG3’08DNA 1μgを、制限酵素HindIIIとPstIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pIG3’08 DNA 100ngと、HindIIIおよびPstIで消化したpBL7AF184 DNA 10μgを、DNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造(株)社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株でクローニングした。得られた形質転換体を、50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドをPstIとHindIIIあるいはHindIIIとEcoRIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って目的の挿入断片の有無を確認した。このようにして、ヒト化HFE7AのVD−DNA断片と、ヒトIgG1定常領域をコードするゲノミックDNA断片が接続され、挿入されたプラスミドpgHSL7A62を得た。なお、プラスミドpgHSL7A62を保持する形質転換大腸菌 E.coli pgHSL7A62 SANK73397は、平成9年8月22日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、受託番号FERM BP−6074が付された。
【0329】
得られたプラスミドpgHSL7A62DNA 10μgを、制限酵素HindIIIとEcoRIにより切断した。一方、哺乳動物細胞用発現プラスミドpEE.6.1 DNA 1μgをHindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化pEE.6.1 DNA 100ngと、HindIIIおよびEcoRIで消化したpgHSL7A62 DNA 10μgを、ライゲーションキットを用いて連結した後、大腸菌JM109株でクローニングした。得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドをHindIIIとEcoRIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って目的の挿入断片の有無を確認した。このようにして、ヒト化HFE7AのVD−DNA断片と、ヒトIgG1定常領域をコードするゲノミックDNAとの融合断片が、CMVプロモーター下流に正方向で挿入されたプラスミドpEg7AH−Hを得た。
【0330】
(5)ヌクレオチド配列の確認
pEg7AH−Hの挿入DNAが、目的とするヌクレオチドの配列を保持していることを確認するため、ヌクレオチド配列の決定を行なった。ヌクレオチドの配列を決定するにあたり作製したオリゴヌクレオチドプライマーは以下に記載する通りであった:
5’− ACAGCCGGGA AGGTGTGCAC −3’ (IG01:配列表の配列番号90);
5’− AGACACCCTC CCTCCCTGTG −3’ (IG02:配列表の配列番号91);
5’− GTGCAGGGCC TGGGTTAGGG −3’ (IG03:配列表の配列番号92);
5’− GCACGGTGGG CATGTGTGAG −3’ (IG04:配列表の配列番号93);
5’− GTTTTGGGGG GAAGAGGAAG −3’ (IG05:配列表の配列番号94);
5’− CCAGTCCTGG TGCAGGACGG −3’ (IG06:配列表の配列番号95);
5’− CCTGTGGTTC TCGGGGCTGC −3’ (IG07:配列表の配列番号96);
5’− CGTGGTCTTG TAGTTGTTCT −3’ (IG08:配列表の配列番号97);
5’− CTTCCTCTTC CCCCCAAAAC −3’ (IGP5:配列表の配列番号98);
5’− CCGTCCTGCA CCAGGACTGG −3’ (IGP6:配列表の配列番号99);
5’− GCAGCCCCGA GAACCACAGG −3’ (IGP7:配列表の配列番号100);
5’− AGAACAACTA CAAGACCACG −3’ (IGP8:配列表の配列番号101);
5’− GCCTGACATC TGAGGACTC −3’ (H5+:配列表の配列番号102);
5’− GAGTCCTCAG ATGTCAGGC −3’ (H5−:配列表の配列番号103);
5’− GAGCAGTACT CGTTGCTGCC GCGCGCGCCA CCAG −3’
(PEEF:配列表の配列番号104);
5’− GGTATGGCTG ATTAATGATC AATG −3’ (PEEB:配列表の配列番号105)。
【0331】
各プライマーが結合する位置を、図27に示した。ヌクレオチド配列の決定は、アルカリ・SDS法と塩化セシウム法により精製した各プラスミドDNAを鋳型とし、ジデオキシヌクレオチド鎖終結法で行なった。その結果、pEg7AH−Hは配列表の配列番号89に示したポリペプチドをコードする、配列表の配列番号88に示すヌクレオチド配列を保持していることが確認された。
【0332】
実施例16 COS−1細胞での発現
上記で得られたヒト化HFE7A−重鎖発現プラスミドおよび各ヒト化HFE7A−軽鎖発現プラスミドのサル腎臓由来細胞株COS−1細胞への導入を、電極間2mmのチャンバー/FCT−13(島津製作所(株)社製)を装着した遺伝子導入装置GTE−1(島津製作所(株)社製)を用いて、電気穿孔法により行った。まず、COS−1細胞(American Type Culture Collection No. CRL−1650 )を、10%のウシ胎児血清(以下「FCS」という:モアゲート社製)を含む最小必須アルファー培地(以下「α(+)MEM」という:ギブコ・ビーアールエル社製)を入れた細胞培養用フラスコ(培養面積225cm2:住友ベークライト(株)社製)中でセミコンフルエントになるまで培養した。その後、培地を除去し、3mlのトリプシン−EDTA溶液(シグマ社製)中、37℃、3分間処理することによりCOS−1細胞をフラスコから遊離させた。遊離した細胞は、800rpm、2分間の遠心分離により回収し、リン酸緩衝液[0.02% 塩化カリウム、0.02% リン酸2水素カリウム、0.8% 塩化ナトリウム、1.15% リン酸水素2ナトリウム。以下「PBS(−)」という;日水製薬(株)社製]で2回洗浄した。洗浄したCOS−1細胞をPBS(−)で1×108細胞数/mlとなるよう調製し、COS−1細胞懸濁液とした。
【0333】
一方、アルカリ・SDS法と塩化セシウム密度勾配遠心分離法を用いて調製したヒト化HFE7A−重鎖発現プラスミドDNA 4μgおよびヒト化HFE7A−軽鎖発現プラスミドDNA 4μgを混合した後、同一チューブ内でエタノール沈澱し、PBS(−) 20μlに懸濁した。得られたプラスミド懸濁液20μlを、先に調製したCOS−1細胞懸濁液20μl(2×106細胞数)と混合し、電極間隔2mmのチャンバー/FCT−13(島津製作所社製)に移し、遺伝子導入装置GTE−1(島津製作所(株)社製)にセットした。その後、600V、50μFのパルスを、1秒間隔で2回与えることにより、目的とするプラスミドDNAをCOS−1細胞内に導入した。パルスを与えた後のチャンバー内の細胞−DNA混合液を、10% FCSを含むα(+)MEM 5mlに懸濁し、細胞培養用フラスコ(培養面積25cm2:住友ベークライト(株)社製)に移した。5%炭酸ガス下、37℃、72時間培養した後に培養上清を回収し、本培養上清中に含まれる発現生成物を解析した。
【0334】
上記の方法により、以下に記載するプラスミドの組み合わせでそれぞれCOS−1細胞を形質転換し、培養上清を回収した:
[A]:プラスミドDNAを含まない条件;
[B]:pEg7AH−Hおよびp7AL−MMのコ・トランスフェクション;
[C]:pEg7AH−Hおよびp7AL−HMのコ・トランスフェクション;
[D]:pEg7AH−Hおよびp7AL−HHのコ・トランスフェクション。
【0335】
実施例17 ELISA法による発現産物の定量
実施例16で調製した培養上清中のヒト化抗体の発現の確認および発現生成物の定量検定を、抗ヒトIgGに対する抗体を用いた酵素結合抗体法(以下「ELISA法」という)により行なった。すなわち、96穴プレート(マキシソープ:ヌンク社製)の各ウエルに、最終濃度1μg/mlで固相化緩衝液(0.05M 炭酸水素ナトリウム、0.02% アジ化ナトリウム、pH9.6)に溶解したヤギ抗ヒトIgG Fc特異的ポリクローナル抗体(カペル社製)100μlを加え、37℃、2時間保温し、抗体をプレートに固相化した。その後、0.05%のツイーン−20(バイオラッド社製)を含むPBS(−)(以後、「PBS−T」という)350μlで4回洗浄した。洗浄の終わった各ウエルに、10% FCSを含むα(+)MEMで希釈した培養上清を加え、37℃、2時間保温した。再び、PBS−Tによる洗浄の後、PBS−Tで5000倍希釈したアルカリフォスファターゼ標識ヤギ抗ヒトIgG Fc特異的ポリクローナル抗体(カルタグ・ラボ社製)100μlを、各ウエルに加え、37℃、2時間保温した。再び、PBS−Tによる洗浄の後、p−ニトロフェニル燐酸を10% ジエタノールアミン(pH9.8)で1mg/mlに調製した基質溶液を加えた。37℃、30分間から1時間保温し、405nmでの吸光度を測定した。なお、本実験において、培養上清中に含まれるヒト化HFE7A抗体の濃度対照としては、10% FCSを含むα(+)MEMで一定濃度に希釈したヒトプラズマイムノグロブリンG/サブクラス1(IgG1)(バイオピュアAG社製)を用いた。
【0336】
その結果、実施例16で調製した培養上清中の発現生成物のうち、[B]、[C]および[D]の条件のものは、抗ヒトIgG抗体により特異的に検出された。
【0337】
実施例18 Fasに対する結合活性の測定
以下に記載する方法に従って、実施例16で調製した形質転換細胞培養上清中のFasへの結合活性のELISA法による検定を行った。まず、実施例1で調製したヒトFas融合タンパク質発現COS−1細胞培養上清を固相化緩衝液で5倍に希釈し、96穴プレート(マキシソープ:ヌンク社製)の各ウエルに50μlづつ入れ、4℃で一晩保温することにより、ウエル表面にヒトFas融合タンパク質を吸着させた。その後、各ウエルをPBS−T 350μlで4回洗浄した。洗浄後、5% ウシ血清アルブミン(和光純薬(株)社製)を含むPBS−Tを、各ウエルに50μlづつ加え、37℃、1時間保温することによりブロッキングし、その後再び、各ウエルをPBS−Tで洗浄した。実施例16で調製した培養上清は、予め、実施例17に記載した方法により、含有する目的発現生成物の濃度を算出し、最終的な目的生成物濃度が100ng/mlとなるように10% FCSを含むα(+)MEM培地で調製しておいた。100ng/mlの濃度に調製した各発現生成物溶液を、10% FCSを含むα(+)MEM培地で2倍希釈を繰り返し、希釈系列を作製した。作製された各発現生成物希釈系列溶液50μlを、各ウエルに添加し、37℃下、2時間反応させた。その後、再びPBS−Tで洗浄した後、PBS−Tにより10000倍希釈したアルカリフォスファターゼ標識ヤギ抗ヒトIgG Fc特異的ポリクローナル抗体(カルタグ・ラボ社製)50μlを各ウエルに分注し、37℃下、2時間反応させた。なお、対照として用いた、マウスハイブリドーマHFE7Aより精製したHFE7A(IgG1)の検出は、アルカリフォスファターゼ標識ヤギ抗ヒトIgG Fc特異的ポリクローナル抗体の代わりに、PBS−Tにより5,000倍希釈したアルカリフォスファターゼ標識ヤギ抗マウスIgG+IgA+IgM(ギブコ・ビーアールエル社製)を用いた。PBS−Tで洗浄したのち、50μlのp−ニトロフェニル燐酸を10% ジエタノールアミン(pH9.8)で1mg/mlに調製した基質溶液を加え、37℃で30分間から1時間保温した。各ウエルの405nmの吸光度を測定することにより、各培養上清中に含まれる発現生成物のヒトFas融合タンパク質に対する結合活性を調べた。
【0338】
その結果、実施例16で調製した培養上清中の発現生成物のうち、[B]、[C]および[D]の条件のものは、ヒトFas融合タンパク質との結合性を有するものであることが確認された(図28)。
【0339】
実施例19 HFE7AのFasへの結合に対する競合阻害
本発明で得られるヒト化抗Fas抗体のFasに対する結合は、ヒト化設計の基礎となった抗Fasマウスモノクローナル抗体であるHFE7Aの結合を阻害するはずである。そこで、HFE7Aと実施例16で調製した発現生成物とのヒトFas融合タンパク質に対する競合阻害活性を測定した。
【0340】
実施例3で得られた精製HFE7Aモノクローナル抗体 1mgを、市販のアルカリフォスファターゼ標識キット(イムノ−リンク AP アンド APLラベリング キット:ジェノシス社製)を添付のプロトコールに従って用いることにより標識した(以下、この標識抗体を「AP−HFE7A」という)。
【0341】
ヒトFas融合タンパク質を含むCOS−1培養上清を、固相化緩衝液で5倍希釈し、発光検出用96穴プレート(ルミネッセント ソリッド アッセイ プレート、高結合特性:コースター社製)の各ウエルに50μlづつ入れ、4℃で一晩保温することにより、ウエル表面にヒトFas融合タンパク質を吸着させた。吸着後、各ウエルをPBS−T350μlで4回洗浄した。洗浄後、5% ウシ血清アルブミン(和光純薬(株)社製)を含むPBS−Tを、各ウエルに100μlづつ加え、37℃、1時間保温することによりブロッキングし、その後再び、各ウエルをPBS−Tで洗浄した。実施例16で調製した培養上清は、予め、実施例17で示す方法により、含有する目的発現生成物の濃度を算定し、最終的な目的生成物濃度が1μg/mlとなるように10% FCSを含むα(+)MEMで調製しておいた。1μg/mlの濃度に調製した各発現生成物溶液を、10% FCSを含むα(+)MEMで二倍希釈を繰り返し、希釈系列を作製した。一方、AP−HFE7Aを、10% FCSを含むα(+)MEMにより50ng/mlに希釈し、作製した希釈系列と等量混合した。発現生成物希釈系列とAP−HFE7A混合液を、洗浄の終わった各ウエルに50μlづつ加え、室温で一晩静置した。その後再び、各ウエルをPBS−Tで洗浄し、各ウエルに100μlのCDP−スター緩衝液(9.58ml ジエタノールアミン、0.2g 塩化マグネシウム、0.25g アジ化ナトリウム、pH8.5)を加え、10分間、室温で静置した。その後、CDP−スター緩衝液を除去し、CDP−スター基質(1.2ml サファイアII(トロピックス社製)、200μl CDP−スター(トロピックス社製)、CDP−スター緩衝液で12mlとする)を50μl/ウエル加え、さらに室温で40分間静置した。各培養上清中に含まれる発現生成物のヒトFas融合タンパク質に対するHFE7Aとの競合阻害活性は、発光強度をルミノスキャン(タイターテック社製)により測定することにより行なった。
【0342】
その結果、実施例16で調製した発現生成物は、マウスハイブリドーマより調製したHFE7AのヒトFas融合タンパク質に対する結合を、特異的に阻害することが確認された(図29)。
【0343】
実施例20 アポトーシス誘導活性
マウスTリンパ腫細胞にヒトFas分子を発現させたWR19L12a細胞[Itoh, N. et. al. (1991) Cell 66, 233−243]を用いて、ヒト化抗Fas抗体を発現させたCOS細胞培養上清のアポトーシス誘導活性を検討した。まず、10% FCS(ギブコ・ビーアールエル社製)を含むRPMI1640培地にて、37℃、5% 炭酸ガス存在下で3日間培養したWR19L12a細胞(1×105細胞/50μl)を、96穴マイクロプレート(住友ベークライト(株)社製)の各ウエルに50μlずつ分注した。実施例16で調製した培養上清は、予め実施例17に記載した方法により、含有する目的発現生成物の濃度を算定し、最終的な目的生成物濃度が100ng/mlとなるように10% FCSを含むRPMI1640培地で調製しておいた。100ng/mlの濃度に調製した各発現生成物溶液を、10% FCSを含むRPMI1640培地で二倍希釈を繰り返し、希釈系列を作製した。各発現生成物希釈液 50μlを、各ウエルに添加し、37℃で1時間保温した。その後、10% FCSを含むRPMI1640培地で細胞を洗浄した後、各ウエルの細胞を75μlの10% FCSを含むRPMI1640培地で懸濁した。その後、各ウエルに二次抗体として、10%FCSを含むRPMI1640培地で1.25μg/mlに調製したヤギ抗ヒトIgG Fc特異的ポリクローナル抗体(カペル社製)を75μl加えた。37℃下、12時間反応させた後、1mg/mlのXTT(2、3−ビス2−メトキシ−4−ニトロ−5−スルホフェニル−2H−テトラゾリウム−5−カルボキサニリド イナーソルト:シグマ社製)を含む25μMのPMS(フェナジンメトサルフェート:シグマ社製)50μl(終濃度250μg/ml XTT、5μM PMS)を添加した。3時間培養した後、各ウェルの450nmの吸光度を測定し、ミトコンドリアの還元能を指標とし、細胞の生存率を算定した。
【0344】
各ウェルの細胞の生存率を、下記式により算出した:
生存率(%)=100×(a−b)/(c−b)
(式中、aは被検ウエルの測定値を、bは無細胞ウエルの測定値を、cは抗体無添加のウエルの測定値をそれぞれ表わす)。
【0345】
その結果、実施例16で調製した発現生成物は、ヒトFas抗原を発現したTリンパ腫細胞株に対してアポトーシスを誘導することが示された(図30)。
【0346】
実施例21 HFE7Aの軽鎖のヒト化発現ベクターの構築
(1) ヒト化HFE7A−軽鎖発現ベクタープラスミドの構築
実施例14で作成されたHHタイプヒト化軽鎖をよりヒトに近づけるべく、HHタイプ軽鎖アミノ酸のN末端から1番目のアミノ酸(アスパラギン酸)、85番目(アラニン)および107番目(アルギニン)をそれぞれヒト軽鎖(κ鎖)で保存されているグルタミン酸、グルタミン酸およびリジンに置き換えたものを設計し、これを「PDHHタイプ」とした。同様に、HMタイプ軽鎖アミノ酸のN末端から1番目のアミノ酸(アスパラギン酸)および107番目(アルギニン)をそれぞれヒト軽鎖で保存されているグルタミン酸およびリジンに置き換えたものを設計し、これを「PDHMタイプ」とした。以下、この2種類のヒト化抗ヒトFas抗体軽鎖アミノ酸配列をコードするDNAを保持する発現プラスミドをそれぞれ構築した。
【0347】
1)プライマーの合成
PDHHタイプポリペプチド鎖(配列表の配列番号107)をコードするDNA(配列表の配列番号106)およびPDHMタイプポリペプチド鎖(配列表の配列番号109)をコードするDNA(配列表の配列番号108)の合成は、PCR法を組み合わせて行なった。
【0348】
PCRを行なうにあたり、前出2種のオリゴヌクレオチドプライマー 7AL1P(配列表の配列番号55)および7ALCN(配列番号64)に加え、さらに6種の配列表のプライマー:
5’− GGTGAGATTG TGCTCACCCA ATCTCCAGG −3’ (LPD1P:配列番号110);
5’− CCTGGAGATT GGGTGAGCAC AATCTCACC −3’ (LPD1N:配列番号111);
5’− CCATCTCTCG TCTGGAGCCG GAGGATTTTG C −3’ (LPD2P:配列番号112);
5’− GCAAAATCCT CCGGCTCCAG ACGAGAGATG G −3’ (LPD2N:配列番号113);
5’− CAAGGCACCA AGCTGGAAAT CAAACGGACT G −3’ (LPD3P:配列番号114);および
5’− CAGTCCGTTT GATTTCCAGC TTGGTGCCTT G −3’ (LPD3N:配列番号115)を作製した。
【0349】
2)PDHHタイプヒト化軽鎖発現プラスミドpLPDHH75の構築
配列表の配列番号107に示されるアミノ酸配列をコードするLPDHH−DNA断片(配列表の配列番号106)は、PCR法を3回繰り返すことにより作製され、プラスミド中に挿入された後、大腸菌でクローニングされた。
【0350】
a)第一段階PCR
LPDHH−DNA作製のための第一段階PCRの概要を図31に示した。
【0351】
5’末端にHindIII制限酵素切断部位を付加した、分泌シグナル配列およびFRL1領域の一部をコードするLPD1−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpHSGHH7DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー 7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー LPD1N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0352】
FRL1領域の一部、CDRL1領域、FRL2領域、CDRL2領域およびFRL3領域の一部をコードするLPDHH1−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpHSGHH7DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー LPD1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー LPD2N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0353】
FRL3領域の一部、CDRL3領域およびFRL4領域をコードするLPDHH2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpHSGHH7DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー LPD2P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー LPD3N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0354】
FRL4領域の一部および定常領域をコードし、3’末端にEcoRI制限酵素切断部位を付加したLPDC−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpHSGHH7DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー LPD3P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7ALCN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0355】
PCR後の各生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出されたLPD1−DNA、LPDHH1−DNA、LPDHH2−DNAおよびLPDC−DNAに相当するDNAのバンドを剃刀で切り出し、それぞれセントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0356】
b)第二段階PCR
LPDHH−DNA作製のための第二段階PCRの概要を図32に示した。
【0357】
前出LPD1−DNA断片、LPDHH1−DNAおよびLPDHH2−DNA断片を融合したLPDHH1.2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第一段階PCRで作製したLPD1−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したLPDHH1−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したLPDHH2−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー LPD3N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0358】
PCR後の生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出されたLPDHH1.2−DNAに相当するDNAのバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
c)第三段階PCR
LPDHH−DNA作製のための第三段階PCRの概要を図33に示した。
【0359】
前出LPDHH1.2−DNA断片とLPDC−DNA断片を融合したLPDHH−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
第二段階PCRで作製したLPDHH1.2−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したLPDC−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7ALCN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0360】
PCR後の生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出されたLPDHH−DNAに相当するバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0361】
LPDHH−DNA断片を保持する発現プラスミド作製方法の概要を図34に示した。
【0362】
得られたLPDHH−DNA断片は、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素HindIIIと制限酵素EcoRIにより消化した。
【0363】
クローニング用プラスミドpHSG399(宝酒造社製)DNA1μgを、予め制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPでで脱リン酸化した。このようにして得られた脱リン酸化プラスミドpHSG399DNAと、予め制限酵素で消化したLPDHH−DNA断片をDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造社製)を用い、メーカー指定のプロトコールに従って連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度1mMのIPTG、0.1%のX−Galおよび50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB寒天培地上に塗布した。これを37℃で培養後、白色を呈するコロニーを単離して、50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB液体培地で培養し、この培養物よりアルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。抽出したプラスミドDNAを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化した後、1%アガロースゲル電気泳動で解析することにより、LPDHH−DNA断片を保持するクローンを選択した。
【0364】
以上の操作により、PDHHタイプヒト化軽鎖の可変領域をコードするDNAと、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片を保持するプラスミドpHSHH5を得た。なお、プラスミドpHSHH5を保持する形質転換大腸菌 E.coli pHSHH5 SANK 70398は、平成10年2月26日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、受託番号FERM BP−6274が付された。
【0365】
次に、プラスミドpHSHH5を用いて、以下に記載する方法によりPDHHタイプヒト化軽鎖ポリペプチドをコードするDNAを保持する発現ベクタープラスミドpLPDHH75を作製した。
【0366】
哺乳動物細胞用発現プラスミドpEE.12.1(ロンザ社製)DNA1μgを、予め制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化プラスミドpEE.12.1DNA100ngと、予め制限酵素HindIIIとEcoRIで消化したpHSHH5DNA断片 10μgをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、50μg/mlのアンピシリンを含むLB寒天培地上に塗布した。
【0367】
得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、アルカリ・SDS法に従ってプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドDNAを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、1%アガロースゲル電気泳動により挿入断片の有無を確認した。以上の操作により、ヒト化PDHHタイプHFE7A−軽鎖の可変領域と、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片とが、CMVプロモーター下流に正方向で挿入されたプラスミドpLPDHH75を得た。
【0368】
(3)PDHMタイプヒト化軽鎖発現プラスミドpLPDHM32の構築
配列表の配列番号109に示されるアミノ酸配列をコードするLPDHM−DNA断片(配列表の配列番号108)は、PCR法を3回繰り返すことにより作製され、プラスミド中に挿入された後、大腸菌でクローニングされた。
【0369】
a)第一段階PCR
LPDHM−DNA作製のための第一段階PCRの概要を図35に示した。
【0370】
5’末端にHindIII制限酵素切断部位を付加した、分泌シグナル配列、およびFRL1領域の一部をコードするLPD1−DNA断片、および、FRL4領域の一部と定常領域をコードし、3’末端にEcoRI制限酵素切断部位を付加したLPDC−DNA断片は、いずれも上記(2)記載のLPDHH−DNA断片の作製過程で得られたものを用いた。
【0371】
CDRL1領域の一部、FRL2領域、CDRL2領域、FRL3領域、CDRL3領域、およびFRL4領域をコードするLPDHM1−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpHSGHM17DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー LPD1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー LPD3N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0372】
PCR後の各生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出したLPD1−DNA、LPDHM1−DNAおよびLPDC−DNAに相当するDNAバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0373】
b)第二段階PCR
LPDHM−DNA作製のための第二段階PCRの概要を図36に示した。
【0374】
前出LPD1−DNA断片とLPDHM1−DNA断片とを融合したLPDHM1.2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
【0375】
反応液組成:
第一段階PCRで作製したLPD1−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したLPDHM1−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー LPD3N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0376】
PCR後の生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出されたLPDHM1.2−DNAに相当するバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0377】
c)第三段階PCR
LPDHM−DNA作製のための第三段階PCRの概要を図37に示した。
【0378】
前出LPDHM1.2−DNA断片とLPDC−DNA断片とを融合したLPDHM−DNA断片は、以下の条件で作製された。
【0379】
反応液組成:
第二段階PCRで作製したLPDHM1.2−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したLPDC−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AL1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー 7ALCN 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
【0380】
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0381】
PCR後の生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出されたLPDHM−DNAに相当するバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0382】
LPDHM−DNA断片を保持する発現プラスミド作製方法の概要は図38に示した。
【0383】
まず、上記で得られたLPDHM−DNA断片を、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素HindIIIと制限酵素EcoRIにより消化した。
【0384】
次にクローニング用プラスミドpHSG399(宝酒造社製)DNA1μgを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化プラスミドpHSG399 DNAと、予めHindIIIとEcoRIで消化したLPDHM−DNA断片とを、DNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造社製)を用い、メーカー指定のプロトコールに従って連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度1mMのIPTG、0.1%のX−Galおよび50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB寒天培地上に塗布した。これを37℃で培養後、白色を呈するコロニーを単離して、50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB液体培地で培養し、この培養物よりアルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドDNAを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化した後、1%アガロースゲル電気泳動で解析することにより、LPDHM−DNA断片を保持するクローンを選択した。
【0385】
以上の操作により、PDHMタイプヒト化軽鎖の可変領域と、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片を保持するプラスミドpHSHM2を得た。なお、プラスミドpHSHM2を保持する形質転換大腸菌 E.coli pHSHM2 SANK 70198は、平成10年2月26日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、受託番号FERM BP−6272が付された。
【0386】
次に、プラスミドpHSHM2を用いて、以下に記載する方法によりPDHMタイプヒト化軽鎖ポリペプチドをコードするDNAを保持する発現ベクタープラスミドpLPDHM32を作製した。
【0387】
哺乳動物細胞用発現プラスミドpEE.12.1(ロンザ社製)DNA 1μgを、予め制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化プラスミドpEE.12.1 DNA(100ng)と、予め制限酵素HindIIIとEcoRIで消化したpHSHM2−DNA断片(10μg)とをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、50μg/mlのアンピシリンを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、該培養物からアルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドDNAを制限酵素EcoRIとHindIIIで消化し、アガロースゲル電気泳動により挿入断片の有無を確認した。以上の操作により、PDHMタイプヒト化軽鎖の可変領域をコードするDNAと、ヒトIgκ鎖定常領域をコードするDNAとの融合断片が、CMVプロモーター下流に正方向で挿入されたプラスミドpLPDHM32を得た。
【0388】
(4)ヌクレオチド配列の確認
上記(2)および(3)で作製されたプラスミドpLPDHH75およびpLPDHM32が、それぞれ目的とするヌクレオチド配列を有するDNAを保持していることを確認するため、ヌクレオチド配列の決定を行なった。ここで使用したプライマーは、前出SP1(配列表の配列番号68)、SP2(配列表の配列番号69)、SP3(配列表の配列番号70)、SP4(配列表の配列番号71)、SP5(配列表の配列番号72)およびSP6(配列表の配列番号73)であった。各プライマーが結合する位置を、図19に示した。ヌクレオチド配列の決定は、アルカリ・SDS法と塩化セシウム法により精製した各プラスミドDNAを鋳型とし、ジデオキシヌクレオチド鎖終結法で行なった。その結果、pLPDHH75は配列表の配列番号106に示されるヌクレオチド配列を、pLPDHM32は配列表の配列番号108に示されるヌクレオチド配列をそれぞれ保持していることが確認された。
【0389】
実施例22 ヒト化重鎖発現ベクターの構築
実施例15で作製されたヒト化HFE7A−重鎖をよりヒトに近づけるべく、該ヒト化重鎖のアミノ酸配列のN末端から44番目のアミノ酸(アルギニン)および76番目のアミノ酸(アラニン)をそれぞれヒト重鎖で保存されているグリシンおよびトレオニンに置き換えたものを設計し、これを「HVタイプ」とした。このHVタイプヒト化重鎖アミノ酸配列をコードするDNAを保持する発現プラスミドを、以下に記載する方法により構築した。
【0390】
(1)プライマーの合成
HVタイプヒト化重鎖ポリペプチド鎖(配列表の配列番号117)をコードするDNA(配列表の配列番号116)の合成を、PCR法を組み合わせて行なった。
【0391】
PCRを行なうにあたり、前出のプライマー7AH1P(配列表の配列番号76)に加え、さらに3種のプライマー:
5’− CAGGCCCCTG GACAGGGCCT TGAGTGGATG −3’ (HPD1P:配列表の配列番号118);
5’− CATCCACTCA AGGCCCTGTC CAGGGGCCTG −3’ (HPD1N:配列表の配列番号119);および
5’− GCTGAGCTCC ATGTAGGCTG TGCTAGTGGA TGTGTCTAC −3’ (HPD2N:配列表の配列番号120)を作製した。
【0392】
(2)プラスミドpgHPDHV3の構築
配列表の配列番号117のアミノ酸番号−19から84に示されるアミノ酸配列をコードするHPD1.2−DNA断片は、PCR法を2回繰り返すことにより作製され、プラスミドへ挿入された後、大腸菌でクローニングされた。
【0393】
a)第一段階PCR
HPD1.2−DNA作製のための第一段階PCRの概要を図39に示した。
【0394】
5’末端にHindIII制限酵素切断部位を付加した、分泌シグナル配列、FRH1領域、CDRH1領域およびFRH2領域の一部をコードするHPD1−DNA断片は、以下の条件で作製された。
反応液組成:
プラスミドpgHSL7A62 DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー HPD1N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
【0395】
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0396】
次に、FRH2領域の一部、CDRH3領域およびFRH3領域の一部をコードするHPD2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
【0397】
反応液組成:
プラスミドpgHSL7A62 DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー HPD1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー HPD2N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
【0398】
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0399】
PCR後の各生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出されたHPD1−DNAおよびHPD2−DNAに相当するDNAバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0400】
b)第二段階PCR
HPD1.2−DNA作製のための第二段階PCRの概要を図40に示した。
【0401】
前出HPD1−DNA断片とHPD2−DNA断片とを融合したHPD1.2−DNA断片は、以下の条件で作製された。
【0402】
反応液組成:
第一段階PCRで作製したHPD1−DNA溶液 10μl
第一段階PCRで作製したHPD2−DNA溶液 10μl
オリゴヌクレオチドプライマー 7AH1P 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー HPD2N 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
【0403】
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0404】
PCR後の生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出された融合DNAに相当するバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0405】
HPD1.2−DNA断片を保持するプラスミド作製方法の概要を図41に示した。
【0406】
上記で得られたHPD1.2−DNA断片を、フェノール抽出とエタノール沈澱によりさらに精製した後、制限酵素HindIIIと制限酵素SacIにより消化した。
【0407】
前出プラスミドpgHSL7A62DNA 1μgを、予め制限酵素HindIIIとSacIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化プラスミドpgHSL7A62 DNAと、予めHindIIIとSacIで消化したHPD1.2−DNA断片をDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた形質転換体を、50μg/mlのクロラムフェニコールを含むLB液体培地で培養し、この培養物からアルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドDNAを制限酵素SacIとHindIIIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って、HPD1.2−DNA断片を保持するクローンを選択した。
【0408】
以上の操作により、HVタイプヒト化重鎖の可変領域をコードするDNAと、ヒトIgG1定常領域をコードするゲノミックDNA断片との融合断片を保持するプラスミドpgHPDHV3を得た。なお、プラスミドpgHPDHV3を保持する形質転換大腸菌 E.coli pgHPDHV3 SANK 70298は、平成10年2月26日付で独立行政法人産業技術総合研究所特許生物寄託センター(工業技術院生命工学工業技術研究所)に国際寄託され、受託番号FERM BP−6273が付された。
【0409】
次に、pgHPDHV3 DNA 10μgを、制限酵素HindIIIと制限酵素EcoRIにより消化した。一方、哺乳動物細胞用発現プラスミドpEE.6.1(ロンザ社製)1μgを、予め制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化プラスミドpEE.6.1 DNA(100ng)と、HindIIIとEcoRIで消化したpgHPDHV3 DNA(10μg)とを、DNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株でクローニングした。得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、該培養物からアルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出た。このプラスミドDNAを制限酵素HindIIIとEcoRIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って挿入断片の有無を確認した。以上の操作により、HVタイプヒト化重鎖をコードするDNAが、CMVプロモーター下流に正方向で挿入されたプラスミドpEgPDHV3−21を得た。
【0410】
(3)ヌクレオチド配列の確認
上記(2)で得られたプラスミドpEgPDHV3−21が、目的とするヌクレオチド配列を有するDNAを保持していることを確認するため、ヌクレオチド配列の決定を行なった。ここで用いられたプライマーは前出PEEF(配列表の配列番号104)、HPD1P(配列表の配列番号118)、HPD1N(配列表の配列番号119)およびHPD2N(配列表の配列番号120)であった。各プライマーが結合する位置を、図42に示した。ヌクレオチド配列の決定は、アルカリ・SDS法と塩化セシウム法により精製したプラスミドDNAを鋳型とし、ジデオキシヌクレオチド鎖終結法で行なった。その結果、pEgPDHV3−21は配列表の配列番号116に示されヌクレオチド配列を保持していることが確認された。
【0411】
実施例23 COS−1細胞用発現ベクターの構築
実施例14および実施例21で作製された各種ヒト化HFE7A−軽鎖発現ベクター(p7AL−HH、p7AL−HM、p7AL−MM、pLPDHH75およびpLPDHM32)と、実施例15および実施例22で作製された各種ヒト化HFE7A−重鎖発現ベクター(pEg7AH−HおよびpEgPDHV3−21)を用いて、COS−1細胞を用いた遺伝子発現のために最適化した発現ベクターを以下に記載する方法により作製した。
【0412】
1.COS−1細胞用軽鎖発現ベクターの構築
各種ヒト化HFE−7A軽鎖のCOS−1細胞用発現ベクターの構築法の概要を図43に示した。
【0413】
(1)プロモーター増幅用プライマー(軽鎖用)の合成
SRαプロモーター領域を含むDNA断片をPCRにより作製するにあたり、以下に記載する2種のオリゴヌクレオチドプライマー:
5’− TGCACGCGTG GCTGTGGAAT GTGTGTCAGT TAG −3’ (MLUA:配列表の配列番号121);および
5’− TCCGAAGCTT TTAGAGCAGA AGTAACACTT C −3’ (HINDB:配列表の配列番号122)を作製した。
【0414】
(2)発現ベクター(軽鎖用)の構築
SRαプロモーター領域を含み、5’末端にMulI制限酵素切断部位、3’末端にHindIII制限酵素切断部位がそれぞれ付加されたLSRα−DNA断片は、プラスミドpME18Sを鋳型とし、以下の条件で作製された。
【0415】
反応液組成:
プラスミドpME18S DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー MLUA 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー HINDB 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
【0416】
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0417】
PCR後の生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出されたLSRα−DNAに相当するバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0418】
次に、実施例14および実施例21で作製されたプラスミドp7AL−HH、p7AL−HM、p7AL−MM、pLPDHH75またはpLPDHM32 1μgを、制限酵素MulIとHindIIIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化プラスミドDNAと、予めMulIとHindIIIで消化したLSRα−DNA断片とをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度50μg/mlのアンピシリンを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、該培養物よりアルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドDNAを制限酵素MulIとHindIIIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って、LSRα−DNA断片を保持するクローンを選択した。
【0419】
以上の操作により、各種のヒト化軽鎖をコードするCOS−1細胞用発現ベクターpSRHH(HHタイプ、p7A−HH由来)、pSRHM(HMタイプ、p7A−HM由来)、pSRMM(MMタイプ、p7A−MM由来)、pSRPDHH(PDHHタイプ、pLPDHH75由来)およびpSRPDHM(PDMMタイプ、pLPDHM32由来)を得た。
【0420】
2.COS−1細胞用重鎖発現ベクターの構築
各種ヒト化重鎖のCOS−1細胞用発現ベクターの構築法の概要を図44に示した。
【0421】
(1)プロモーター増幅用プライマー(重鎖用)の合成
SRαプロモーター領域を含むDNA断片をPCRにより作製するにあたり、前出のプライマーHINDB(配列表の配列番号122)に加え、さらに1種のプライマー:
5’− AAAGCGGCCG CTGCTAGCTT GGCTGTGGAA TGTGTG −3’(NOTA:配列表の配列番号123)を作製した。
【0422】
(2)発現ベクター(重鎖用)の構築
SRαプロモーター領域を含み、5’末端にNotI制限酵素切断部位、3’末端にHindIII制限酵素切断部位がそれぞれ付加されたHSRα−DNA断片は、プラスミドpME18Sを鋳型とし、以下の条件で作製された。
【0423】
反応液組成:
プラスミドpME18S DNA 200ng
オリゴヌクレオチドプライマー NOTA 80pmol
オリゴヌクレオチドプライマー HINDB 80pmol
dNTP混合液 20μl
10×Pfu緩衝液 20μl
PfuDNAポリメラーゼ 10単位
上記組成の反応液を、再蒸留水にて最終容量200μlとし、PCRに供試した。
【0424】
PCR反応温度条件:94℃で2分間加熱した後、94℃で1分間、55℃で1分間、72℃で2分間の温度サイクルを30回繰り返してから、72℃で10分間加温した。
【0425】
PCR後の生成物は、フェノール抽出とエタノール沈澱の後、5%ポリアクリルアミドゲル電気泳動により分離された。電気泳動後のアクリルアミドゲルを、1μg/mlの濃度のエチジウムブロミドにより染色し、生成物DNAを紫外線照射下で検出した。検出されHSRα−DNAに相当するバンドを剃刀で切り出し、セントリコンおよびセントリリューターを用いてアクリルアミドゲルより溶出した。溶出したDNAを7500×gの遠心分離により濃縮し、エタノール沈澱の後、50μlの蒸留水に溶解した。
【0426】
次に、実施例15および実施例22で作製されたプラスミドpEg7AH−HまたはpEgPDHV3−21 1μgを、制限酵素NotIとHindIIIで消化し、CIPで脱リン酸化した。この脱リン酸化プラスミドDNAと、予めNotIとHindIIIで消化したHSRα−DNA断片とをDNAライゲーションキットバージョン2.0(宝酒造社製)を用いて連結した後、大腸菌JM109株を形質転換し、最終濃度50μg/mlのアンピシリンを含むLB寒天培地上に塗布した。得られた形質転換体を、50μg/mlのアンピシリンを含むLB液体培地で培養し、該培養物からアルカリ・SDS法によりプラスミドDNAを抽出した。このプラスミドDNAを制限酵素NotIとHindIIIで消化し、アガロースゲル電気泳動を行って、HSRα−DNA断片を保持するクローンを選択した。
【0427】
以上の操作により、各種のヒト化重鎖をコードするCOS−1細胞用発現ベクターpSRg7AH(pEg7AH−H由来)およびpSRgPDH(pEgPDHV3−21由来)を得た。
【0428】
実施例24 ヒト化HFE7Aの各サブユニットをコードする遺伝子のCOS−1細胞での発現
実施例23で得られたCOS−1細胞用発現ベクターによるCOS−1細胞の形質転換は、実施例16に記載した方法により行なった。まず、COS−1細胞を、10%FCSを含むα(+)MEM(ギブコ・ビーアールエル社製)を入れた細胞培養用フラスコ(培養面積225cm2:住友ベークライト(株)社製)中でセミコンフルエントになるまで培養した。その後、培地を除去し、3mlのトリプシン−EDTA溶液(シグマ社製)中、37℃で3分間保温することにより、COS−1細胞をフラスコから遊離させた。遊離した細胞を、800rpm、2分間の遠心分離により回収し、PBS(−)(日水製薬(株)社製)で2回洗浄してから、PBS(−)で1×108細胞数/mlとなるように調製したものを、COS−1細胞懸濁液とした。
【0429】
一方、アルカリ・SDS法と塩化セシウム密度勾配遠心分離法を用いて調製したヒト化重鎖発現ベクター(pSRg7AHまたはpSRgPDH)DNA 4μg、およびヒト化軽鎖発現ベクター(pSRHH、pSRHM、pSRMM、pSRPDHHまたはpSRPDHM)DNA 4μgを下記に記載する組み合わせで混合した後、エタノール沈澱を行って、得られた沈澱をPBS(−)20μlに溶解した。得られたプラスミド溶液20μlを、先に調製したCOS−1細胞懸濁液20μl(2×106細胞)と混合したものを電極間隔2mmのチャンバー(FCT−13:島津製作所(株)社製)に入れ、遺伝子導入装置GTE−1(島津製作所(株)社製)にセットした。その後、600V下、50μFのパルスを、1秒間隔で2回与えることにより、目的とするプラスミドDNAをCOS−1細胞内に導入した。パルスを与えた後のチャンバー内の細胞−DNA混合液を、10%ウシ胎児血清を含むα(+)MEM 5mlに懸濁し、細胞培養用フラスコ(培養面積25cm2:住友ベークライト社製)に移した。これを5%CO2下、37℃で72時間培養した後に培養上清を回収した。
【0430】
上記の方法により、下記[A]−[F]の条件でそれぞれCOS−1細胞を形質転換し、培養上清を回収した。
【0431】
[A]:プラスミドDNAを含まない条件;
[B]:pSRgPDHおよびpSRPDHHのコ・トランスフェクション;
[C]:pSRgPDHおよびpSRPDHMのコ・トランスフェクション;
[D]:pSRg7AHおよびpSRHHのコ・トランスフェクション;
[E]:pSRg7AHおよびpSRHMのコ・トランスフェクション;
[F]:pSRg7AHおよびpSRMMのコ・トランスフェクション。
【0432】
実施例25 Fasに対する結合能の検定
実施例24で調製されたそれぞれの培養上清試料について、実施例17に記載した方法により、含有する目的発現生成物の濃度を算出し、最終的な目的生成物濃度が100ng/mlとなるように10% FCSを含むα(+)MEMで調製した。なお、培養上清試料中の目的生成物濃度が100ng/mlを下回った場合、得られた培養上清は、まずセントリプレップ−10(アミコン社製)を用いて濃縮された。すなわち、培養上清5mlをセントリプレップ−10に移し、3000×gの遠心分離により濃縮してから、再び実施例17に記載した方法により目的生成物濃度を算出した。
【0433】
次に、100ng/mlの濃度に調製された各試料溶液を10% FCSを含むα(+)MEMで2倍希釈する操作を繰り返し、希釈系列を作製した。これらの試料について、ヒトFas融合タンパク質に対する結合能を実施例18に記載したELISA法により測定した。
【0434】
その結果、実施例24で調製された培養上清試料のうち、[B]、[C]、[D]、[E]および[F]の条件のものは、ヒトFas融合タンパク質との結合能を有するものを含んでいることが確認された(図45)。
【0435】
実施例26 HFE7AのFasへの結合に対する競合阻害
実施例24で調製された各培養上清試料について、予め実施例17で示す方法により、それぞれが含有する目的発現生成物の濃度を算定し、10% FCSを含むα(+)MEMで最終的な目的生成物濃度が1μg/mlとなるように調製した。なお、培養上清試料中の目的生成物濃度が1μg/mlを下回った場合は、その培養上清をセントリプレップ−10を用いて濃縮してから1μg/mlとなるように調製した。
【0436】
次に、この1μg/mlの濃度に調製した試料を10% FCSを含むα(+)MEMで二倍希釈する操作を繰り返し、希釈系列を作製した。一方、AP−HFE7Aを、10% FCSを含むα(+)MEMにより50ng/mlの濃度に調整し、上記希釈系列試料と等量混合した。その後、実施例19記載の方法により、各試料のHFE7Aに対する競合阻害活性を測定した。
【0437】
その結果、実施例24で調製された培養上清試料のうち、[B]、[C]、[D]、[E]および[F]の条件のものは、ハイブリドーマ培養物より調製したHFE7AのヒトFas融合タンパク質に対する結合を特異的に阻害することが確認された(図46)。
【0438】
実施例27 アポトーシス誘導活性
実施例24で調製された培養上清試料を、実施例22記載の方法で最終的な目的生成物濃度が100ng/mlとなるように調整した(ただし、調整用培地としては10% FCSを含むRPMI1640培地を用いた)。この100ng/mlの試料を10% FCSを含むRPMI1640培地で二倍希釈する操作を繰り返し、希釈系列を作製した。その後、実施例20記載の方法により、各試料のWR19L12a細胞に対する細胞傷害活性を測定した。
【0439】
その結果、実施例24で調製された培養上清試料のうち、[B]、[C]、[D]、[E]および[F]の条件のものは、ハイブリドーマ培養物より調製されたHFE7Aと同様に、ヒトFas抗原を発現したTリンパ腫細胞株に対してアポトーシスを誘導することが示された(図47)。
【0440】
製剤例
本発明の分子は、水またはそれ以外の薬理学的に許容し得る溶液に溶解した無菌性溶液または懸濁液のアンプルとして使用に供される。また、無菌粉末製剤(本発明の分子を凍結乾燥するのが好ましい)をアンプルに充填しておき、使用時に薬理学的に許容し得る溶液で希釈してもよい。
【0441】
【発明の効果】本発明により、Fas/Fasリガンド系に起因する各種の疾病(自己免疫疾患(全身性エリテマトーデス、橋本病、慢性関節リウマチ、移植片対宿主病、シェーグレン症候群、悪性貧血、アジソン氏病、強皮症、グッドパスチャー症候群、クローン氏病、自己免疫性溶血性貧血、自然不妊、重症筋無力症、多発性硬化症、バセドー病、突発性血小板減少性紫斑病、インスリン依存性糖尿病)、アレルギー、アトピー、動脈硬化症、心筋炎、心筋症、糸球体腎炎、再生不良性貧血、肝炎(劇症肝炎、慢性肝炎、ウイルス性肝炎(C型肝炎、B型肝炎、D型肝炎)またはアルコール性肝炎)、後天性免疫不全症候群または臓器移植後の拒絶反応)に対する予防または治療薬として有用な、霊長類および非霊長類動物のFasの間で保存されているエピトープに特異的な抗原結合領域を有する分子が提供された。
【0442】
【配列表フリーテキスト】
配列番号12:N1
配列番号13:C3N
配列番号14:N3N
配列番号15:CTN2
配列番号18:H1
配列番号19:H2
配列番号20:L1
配列番号21:L2
配列番号22:H3
配列番号23:H4
配列番号24:L3
配列番号25:L4
配列番号41:コントロールペプチド
配列番号46:コントロールペプチド
配列番号47:HVKII5−4
配列番号48:HKCL3−3
配列番号49:ヒト化抗Fas抗体HFE7A HHタイプ軽鎖
配列番号50:ヒト化抗Fas抗体HFE7A HHタイプ軽鎖
配列番号51:ヒト化抗Fas抗体HFE7A HMタイプ軽鎖
配列番号52:ヒト化抗Fas抗体HFE7A HMタイプ軽鎖
配列番号53:ヒト化抗Fas抗体HFE7A MMタイプ軽鎖
配列番号54:ヒト化抗Fas抗体HFE7A MMタイプ軽鎖
配列番号55:7AL1P
配列番号56:7AL1N
配列番号57:7AL2P
配列番号58:7AL2N
配列番号59:7AL3PA
配列番号60:7AL3N
配列番号61:7AL4P
配列番号62:7AL4N
配列番号63:7ALCP
配列番号64:7ALCN
配列番号65:M7AL2N
配列番号66:M7AL3PA
配列番号67:7AL4NA
配列番号68:SP1
配列番号69:SP2
配列番号70:SP3
配列番号71:SP4
配列番号72:SP5
配列番号73:SP6
配列番号74:ヒト化抗Fas抗体HFE7A重鎖可変領域とIgG−CH1のN末端の5アミノ酸
配列番号75:ヒト化抗Fas抗体HFE7A重鎖可変領域とIgG−CH1のN末端の5アミノ酸
配列番号76:7AH1P
配列番号77:7AH1NNEW
配列番号78:7AH2N
配列番号79:7AH2PNEW
配列番号80:7AH3P
配列番号81:7AH3N
配列番号82:7AH4P
配列番号83:7AH4N
配列番号84:5’Hind
配列番号85:IGGCPSTN
配列番号86:IGGCPSTP
配列番号87:Eco3’
配列番号88:ヒト化抗Fas抗体HFE7A重鎖
配列番号89:ヒト化抗Fas抗体HFE7A重鎖
配列番号90:IG01
配列番号91:IG02
配列番号92:IG03
配列番号93:IG04
配列番号94:IG05
配列番号95:IG06
配列番号96:IG07
配列番号97:IG08
配列番号98:IGP5
配列番号99:IGP6
配列番号100:IGP7
配列番号101:IGP8
配列番号102:H5+
配列番号103:H5−
配列番号104:PEEF
配列番号105:PEEB
配列番号106:ヒト化抗Fas抗体HFE7A PDHHタイプ軽鎖
配列番号107:ヒト化抗Fas抗体HFE7A PDHHタイプ軽鎖
配列番号108:ヒト化抗Fas抗体HFE7A PDHMタイプ軽鎖
配列番号109:ヒト化抗Fas抗体HFE7A PDHMタイプ軽鎖
配列番号110:LPD1P
配列番号111:LPD1N
配列番号112:LPD2P
配列番号113:LPD2N
配列番号114:LPD3P
配列番号115:LPD3N
配列番号116:ヒト化抗Fas抗体HFE7A HVタイプ重鎖
配列番号117:ヒト化抗Fas抗体HFE7A HVタイプ重鎖
配列番号118:HPD1P
配列番号119:HPD1N
配列番号120:HPD2N
配列番号121:MLUA
配列番号122:HINDB
配列番号123:NOTA
【0443】
【配列表】
【図面の簡単な説明】
【図1】phFas−AIC2の構築図。
【図2】pME−HおよびpME−Lの構築図。
【図3】HFE7Aのエピトープ限定のためのELISAの結果を表す図。
【図4】HFE7Aのエピトープ限定のための競合アッセイの結果を表す図。
【図5】HFE7Aの毒性試験の結果を表す図。
【図6】劇症肝炎モデルを用いた試験の結果を表す図。
【図7】コラーゲン誘導関節炎の発症予防試験の結果を表す図。
【図8】VHH−DNA作製のための第一段階PCRの概要。
【図9】VHH−DNA作製のための第二段階PCRの概要。
【図10】VHH−DNA作製のための第三段階PCRの概要。
【図11】VHH−DNA断片を保持する発現プラスミド作製方法の概要。
【図12】VHM−DNA作製のための第一段階PCRの概要。
【図13】VHM−DNA作製のための第二段階PCRの概要。
【図14】VHM−DNA断片を保持する発現プラスミド作製方法の概要。
【図15】VMM−DNA作製のための第一段階PCRの概要。
【図16】VMM−DNA作製のための第二段階PCRの概要。
【図17】VMM−DNA作製のための第三段階PCRの概要。
【図18】VMM−DNA断片を保持するプラスミド作製方法の概要。
【図19】ヒト化軽鎖シークエンシングプライマーの結合位置を示す図。
【図20】VD−DNA作製のための第一段階PCRの概要。
【図21】VD−DNA作製のための第二段階PCRの概要。
【図22】VD−DNA作製のための第三段階PCRの概要。
【図23】VD−DNA断片を保持するプラスミド作製方法の概要。
【図24】ヒトIgG1のCH1領域とイントロンを含むDNA(IG5’−DNA)断片の作製法の概要。
【図25】ヒトIgG1のヒンジ領域、CH2領域、CH3領域およびイントロンを含むゲノムDNA(IG3’−DNA)断片の作製法の概要。
【図26】発現ベクタープラスミドpEg7AH−Hの作製手順の概要。
【図27】ヒト化重鎖シークエンシングプライマーの結合位置を示す図。
【図28】ヒト化抗Fas抗体のヒトFas融合タンパク質に対する結合活性を示す図。
【図29】ヒトFas融合タンパク質に対するHFE7Aとヒト化抗Fas抗体との競合阻害を示す図。
【図30】ヒト化HFE7AのWR19L12aに対する細胞障害活性を示す図。
【図31】LPDHH−DNA作製のための第一段階PCRの概要。
【図32】LPDHH−DNA作製のための第二段階PCRの概要。
【図33】LPDHH−DNA作製のための第三段階PCRの概要。
【図34】LPDHH−DNA断片を保持する発現プラスミド作製方法の概要。
【図35】LPDHM−DNA作製のための第一段階PCRの概要。
【図36】LPDHM−DNA作製のための第二段階PCRの概要。
【図37】LPDHM−DNA作製のための第三段階PCRの概要。
【図38】LPDHM−DNA断片を保持する発現プラスミド作製方法の概要。
【図39】HPD1.2−DNA作製のための第一段階PCRの概要。
【図40】HPD1.2−DNA作製のための第二段階PCRの概要。
【図41】HPD1.2−DNA断片を保持するプラスミド作製方法の概要。
【図42】HVタイプヒト化重鎖をコードするDNAのシークエンシングプライマー結合位置を示す図。
【図43】各種ヒト化軽鎖をCOS−1細胞で発現させるために最適化した発現ベクターの構築図。
【図44】各種ヒト化重鎖をCOS−1細胞で発現させるために最適化した発現ベクターの構築図。
【図45】各種形質転換COS−1細胞培養上清中のヒトFas融合タンパク質に対する結合活性を示す図。
【図46】各種形質転換COS−1細胞培養上清中の、ヒトFas融合タンパク質とHFE7Aの結合に対する競合阻害活性を示す図。
【図47】各種形質転換COS−1細胞培養上清中のWR19L12aに対する細胞障害活性を示す図。[0001]
TECHNICAL FIELD OF THE INVENTION
The present invention relates to a method for producing and selecting an anti-Fas antibody that recognizes a Fas antigen that is a cell membrane molecule involved in apoptosis.
[0002]
[Prior art]
In vivo, physiological cell death that occurs due to normal cell replacement is called apoptosis, and is distinguished from necrosis (necrosis), which is a pathological cell death (for example, see Non-Patent Document 1). So-called programmed cell death is the death of certain types of cells that have been programmed to die in vivo in advance, and apoptosis is one of them. In apoptosis, phenomena such as cell surface curvature, nuclear chromatin condensation, and chromosomal DNA fragmentation are characteristically observed.
[0003]
Apoptosis plays a role in the differentiation of lymphocytes (T cells and B cells) by eliminating cells that recognize self antigens. In fact, it is known that in the process of maturation of T lymphocytes, 95% or more of cells such as cells that react with self die in the thymus (for example, see Non-Patent Document 2). It is considered that the onset of so-called autoimmune diseases is caused by the generation of autoreactive lymphocytes due to the failure of apoptosis in lymphocyte differentiation (for example, see Non-Patent Document 3).
[0004]
Such molecules involved in apoptosis include Fas (for example, see Non-Patent Document 4), tumor necrosis factor receptor (Tumor Necrosis Factor Receptor) (for example, see Non-Patent Document 5), and CD40 (for example, see Non-Patent Document 5). And non-patent document 6) and perforin / granzyme A (for example, see non-patent document 7). Fas is a transmembrane protein present on the cell surface. When a protein called Fas ligand binds to its extracellular region, it induces apoptosis in the cell. If the Fas / Fas ligand system is abnormal, cells that adversely affect homeostasis, which should be eliminated by apoptosis, remain without being eliminated, or apoptosis occurs in cells essential for homeostasis. Various obstacles occur by being induced. In the present invention, they are collectively referred to as “disease caused by abnormal Fas / Fas ligand system”.
[0005]
The following common mechanism can be found in the onset or progression of disease caused by abnormal Fas / Fas ligand system. That is, abnormal cells that express Fas but are not removed (hereinafter referred to as “abnormal cells”) attack other normal tissues or cells or abnormally proliferate, causing damage to normal tissues or cells. , Each cause the symptoms. In some cases, these disorders are caused or exacerbated by normal tissues or cells stimulated by abnormal cells that express Fas and undergo apoptosis. Specifically, examples of the diseases caused by abnormalities in the Fas / Fas ligand system include those described below.
[0006]
Autoimmune diseases: Various human autoimmune diseases (Hashimoto's disease, systemic lupus erythematosus, Sjogren's syndrome, pernicious anemia, Addison's disease, insulin-dependent diabetes mellitus, scleroderma, Goodpasture's syndrome, Crohn's disease, autoimmune hemolysis Many associations have been reported between Fas / Fas ligand system and primary anemia, natural infertility, myasthenia gravis, multiple sclerosis, Basedow's disease, idiopathic thrombocytopenic purpura, rheumatoid arthritis).
[0007]
As a genetic abnormality of the Fas / Fas ligand system, in mice, lpr (lymphoproliferation) mice having abnormalities in Fas, lpr cg (Lpr gene complementing gld gene) mice and gld (generized lymphoproliferative disease) having abnormalities in Fas ligand are known, and it is evident that all exhibit various autoimmune disease symptoms accompanied by specific systemic lymphadenopathy. ing. MRLlpr mice, which are spontaneous model mice of human systemic lupus erythematosus, produce autoantibodies with marked lymphadenopathy and develop nephritis due to immune complexes. Since this mouse has an abnormality in the Fas gene, immune tolerance to self-antigens due to apoptosis through Fas does not occur in the periphery, and as a result, activated self-reactive T cells are accumulated continuously. It is presumed to exhibit the above-mentioned disease state (for example, see Non-Patent Document 8). Lymphadenopathy, hypergammaglobulinemia, CD4 in humans − CD8 − It has been reported that autoimmune disease-like cases including two pediatric cases showing remarkable expansion of T cells (for example, see Non-Patent Document 9) are caused by Fas gene abnormality (for example, ,
[0008]
In addition, since the majority of T cells involved in tissue destruction by infiltrating the affected area of rheumatoid arthritis patients express Fas, it is known that rheumatoid arthritis also has an aspect as an autoimmune disease. (For example, see Non-Patent Document 12).
[0009]
Insulin-dependent diabetes mellitus is often caused by the destruction of pancreatic beta cells by self-reactive T cells, resulting in an absolute deficiency of insulin secretion. Is important.
[0010]
Furthermore, in graft-versus-host disease after bone marrow transplantation, Fas expression is increased in the target organ to be damaged, and the degree of the increased expression correlates with the degree of target organ damage (for example, see Non-Patent Document 13). ). Therefore, in preventing or treating this disease, it is necessary to prevent apoptosis of cells of the target organ and reduce the number of cells that attack the target organ.
[0011]
Allergic diseases: Inflammatory cells involved in allergic diseases are usually activated and infiltrate the lesions, apoptosis is suppressed, cell life is prolonged, and the localization of the inflammatory cells increases, and Demonstrate function. In an experimental model of eosinophilic airway inflammation in mice, administration of an anti-Fas antibody with apoptosis-inducing activity via the airway may eliminate submucosal eosinophil infiltration seen after allergen inhalation. It is known (for example, see Non-Patent Document 14). Therefore, it is possible to reduce symptoms by inducing apoptosis in inflammatory cells.
[0012]
Rheumatoid arthritis: Apart from the aforementioned autoimmune disease aspects of rheumatoid arthritis, it is known that synovial cells that are abnormally proliferating in the affected area express Fas (for example, see Non-Patent Document 15). .). When the synovial cells derived from the affected area are stimulated with an anti-Fas antibody having an apoptosis-inducing activity, apoptosis is induced (for example, see Non-Patent Document 16). That is, in the affected part of a patient with rheumatoid arthritis, the Fas / Fas ligand system is not functioning normally, and autoreactive T cells and synovial cells that abnormally proliferate are not removed while expressing Fas. I have.
[0013]
Atherosclerosis: The final image of cell death at the center of atherosclerotic lesions is necrosis (necrosis), and it has been reported that apoptosis is involved in the progression and regression processes (see, for example, Non-Patent Document 17). Electron microscopic findings of atherosclerotic lesions show an apoptotic image of smooth muscle cells with nucleus enrichment (see, for example, Non-Patent Document 18). It has also been reported that foam cells, which are a type of macrophage that gather in the intimal layer of the artery and phagocytose fat in early lesions of atherosclerosis, express Fas and induce apoptosis by an anti-Fas antibody having apoptosis-inducing activity. (For example, see Non-Patent Document 19). Arteriosclerotic lesions often involve lymphocyte infiltration, suggesting that Fas ligand of T cells and Fas of macrophages may control arteriosclerosis (for example, see Non-Patent Document 20).
[0014]
Myocarditis / cardiomyopathy: Fas / Fas ligand system may be involved in the pathogenesis of ischemic heart disease, viral heart disease, autoimmune heart disease such as dilated cardiomyopathy and chronic cardiomyopathy Is high. Myocarditis is inflammation of the heart muscle that is thought to be mainly caused by a virus such as Coxsackie virus, and typically develops from cold pain-like symptoms, followed by chest pain, arrhythmia, heart failure, shock, and the like. Cardiomyopathy is defined as "cardiomyopathy of unknown cause", and its cause is also considered to be viral infection. In an examination of a myocarditis model in a mouse with heart failure, apoptotic cells (nucleus enrichment, fragmentation) are observed in the mouse heart after virus inoculation. Increased expression of Fas was also observed in the mouse heart, suggesting that apoptosis was induced by Fas ligand derived from infiltrating inflammatory cells, mainly lymphocytes (for example, see Non-Patent Document 21). It is known that cultured rat cardiomyocytes undergo apoptosis due to ischemia, and at the same time, mRNA encoding Fas increases in the cells (for example, see Non-Patent Document 22).
[0015]
Renal disease: In many chronic kidney diseases, the remodeling of glomerular tissue leads to the accumulation of extracellular matrix in the glomerulus, which promotes glomerular sclerosis, abolition of the filtration function, and the pathology of chronic renal failure. To present. In the advanced glomerular sclerosis model, typical apoptotic images are observed in the hardened area at the electron microscope level, and an increase in glomerular apoptosis is observed in accordance with the decrease in the number of glomerular cells as the hardening progresses (For example, see Non-Patent Document 23). Also, in acute glomerulonephritis, it is known that nephritis tends to recover by reducing apoptotic mesangial cells by apoptosis (for example, see Non-Patent Documents 24 and 25). Furthermore, it has been reported that cells expressing Fas in glomeruli are significantly increased in purpura nephritis, lupus nephritis and the like (for example, see Non-Patent Document 26).
[0016]
Aplastic anemia: Fas expression is more remarkable on the surface of hematopoietic progenitor cells in patients with aplastic anemia than in normal individuals, suggesting that Fas is involved in the reduction of hematopoietic stem cells. (For example, see Non-Patent Document 27).
[0017]
Hepatitis: In fulminant hepatitis, it is known that apoptosis is induced in many hepatocytes, and when the anti-Fas antibody Jo2 is intraperitoneally administered to mice, hepatic cell death similar to fulminant hepatitis is observed. Therefore, it is considered that apoptosis of hepatocytes via Fas is involved in the onset thereof (for example, see Non-Patent Documents 28 and 29). In the immunohistological examination, enhancement of Fas expression was observed in the hepatocytoplasm of the hepatocyte necrosis part of the chronic hepatitis lesion and in the liver cell membrane of the liver disease lesion such as fatty liver (for example, Non-patent Document 30). And 31).
[0018]
In addition, Fas is expressed in the lesions of chronic persistent hepatitis C and chronic active hepatitis, all of which have hepatocytes stained sporadically and are accompanied by infiltrating lymphocytes that appear to be cytotoxic T cells around. (For example, see Non-Patent Document 32). Cytotoxic T cells have the function of inducing apoptosis in infected cells by Fas ligand on the cell surface, but also induce apoptosis in nearby normal cells. This phenomenon called neighbor injury is caused by the fact that many cells in the body express Fas when the cells themselves or nearby cells are infected.
[0019]
In addition, in the case where RNA derived from hepatitis C virus disappears by administration of interferon for chronic hepatitis C, the expression of Fas in liver tissue is significantly reduced.
[0020]
Hepatocytes from patients with acute hepatic failure have increased cell surface Fas, and the cells undergo apoptosis with an anti-Fas antibody having apoptosis-inducing activity. Furthermore, in alcoholic hepatitis, the Fas ligand is also expressed in the hepatocytes themselves inside the pseudolobule (for example, see Non-Patent Document 33). In situ hybridization studies of Fas ligand gene expression showed that expression was found in liver infiltrating lymphocytes in patients with acute liver failure and in hepatocytes themselves inside pseudolobules in cases of alcoholic cirrhosis. Apoptosis is thought to be induced by a different mechanism in cirrhosis, but in any case, it is speculated that the Fas / Fas ligand system is abnormal. It is also known that in a hepatitis model mouse, liver damage is inhibited by administration of a substance having a property of inhibiting the binding of Fas ligand to Fas (for example, see Non-Patent Document 34).
[0021]
Acquired immunodeficiency syndrome: A cause of immunodeficiency in a patient infected with a human immunodeficiency virus (hereinafter referred to as "HIV") is death of a very large number of immune cells not infected with HIV by apoptosis. Helper T cells are killed by contact with HIV, but since growth factors derived from helper T cells are essential for suppressing apoptosis of cytotoxic T cells, when helper T cells disappear, cytotoxic T cells undergo apoptosis. Wake up. Fas expression in peripheral blood lymphocytes of HIV-infected persons is correlated with the progress of the disease state (for example, see Non-Patent Documents 35 and 36). In non-infected persons, Fas-positive peripheral blood lymphocytes are stimulated by Fas. Apoptosis is not easily caused by apoptosis, but apoptosis is induced in Fas via short term in peripheral blood lymphocytes of an infected person (for example, see Non-Patent Document 37). The apoptosis of immune cells in E. coli is also thought to be due to abnormalities in the Fas / Fas ligand system.
[0022]
Rejection after organ transplantation: Rejection after organ transplantation is similar to an autoimmune disease, except that the transplanted organ targeted by cytotoxic T cells is derived from the donor. By suppressing the function of cytotoxic T cells, improvement of symptoms can be expected.
[0023]
For each of these diseases, abnormal cells (eg, autoreactive T cells in autoimmune diseases, foam cells in atherosclerosis, mesangial cells in acute glomerulonephritis, infected cells in viral infections, synovial cells in rheumatoid arthritis Protecting normal tissues or cells is an effective therapeutic measure, but a drug that only induces apoptosis through Fas can cause damage to normal tissues even if abnormal cells can be removed. A drug that is highly active and only inhibits Fas-mediated apoptosis can protect normal cells but cannot remove abnormal cells. In fact, anti-mouse Fas monoclonal antibody Jo2 having apoptosis-inducing activity causes fulminant hepatitis in mice (for example, see Non-Patent Document 38). Until now, an anti-Fas antibody that has been confirmed to have no apoptosis when administered to mice while having apoptosis-inducing activity has not been known.
[0024]
Immunoglobulin G (hereinafter simply referred to as "IgG") is a light polypeptide chain having a molecular weight of about 23,000 (hereinafter referred to as "light chain") and a heavy polypeptide chain having a molecular weight of about 50,000 (hereinafter referred to as "heavy chain"). It consists of two each. Both heavy and light chains have a repeating structure of a region in which the amino acid sequence is conserved, consisting of about 110 residues, and these constitute a basic unit (hereinafter, referred to as “domain”) of the three-dimensional structure of IgG. The heavy and light chains are composed of four consecutive and two domains, respectively. In both heavy and light chains, the amino-terminal domain has a greater variation in amino acid sequence between antibody molecules than other domains, and this domain is a variable domain (hereinafter referred to as “V domain”). Called. At the amino terminus of IgG, heavy and light chain V domains associate complementarily to form a variable region. In contrast, the remaining domains form a constant region as a whole. The constant region has a sequence characteristic of each animal species.For example, since the constant region of mouse IgG is different from the constant region of human IgG, mouse IgG is recognized as a foreign substance by the human immune system. As a result, a human anti-mouse antibody (Human Anti Mouse Antibody: hereinafter referred to as “HAMA”) response occurs (for example, see Non-Patent Document 39). Therefore, mouse antibodies cannot be repeatedly administered to humans. In order to administer such an antibody to humans, it is necessary to modify the antibody molecule so as not to cause a HAMA response while maintaining the specificity of the antibody.
[0025]
According to the result of X-ray crystal structure analysis, such a domain generally has a long cylindrical structure in which two antiparallel β sheets each having three to five β chains are overlapped. In the variable region, three loops are assembled for each of the heavy and light chain V domains to form an antigen binding site. Each of these loops is called a complementarity determining region (hereinafter, referred to as “CDR”), and the amino acid sequence is most remarkably mutated. The portion of the variable region other than the CDR generally has a role of maintaining the structure of the CDR, and is called a “framework”. Kabat et al. Collected a large number of primary sequences of heavy and light chain variable regions and prepared a table in which each primary sequence was classified into CDRs and frameworks based on the conservation of the sequences (for example, Non-Patent Document 40). reference.). In addition, each framework was classified into a plurality of subgroups having a common feature in amino acid sequence. In addition, it has been found that a corresponding framework exists between human and mouse.
[0026]
From the study on the structural characteristics of IgG, the following method for producing a humanized antibody was devised.
[0027]
In the early stage of research, a chimeric antibody was proposed in which the variable region of a mouse-derived antibody was conjugated to a human-derived constant region (for example, see Non-Patent Document 41). However, such chimeric antibodies can still induce a HAMA response, especially when administered for long periods of time, since they contain many non-human amino acid residues (see, for example, Non-Patent Document 42).
[0028]
As a method for further reducing the amino acid residues derived from non-human mammals that may express a HAMA response to humans, a method has been proposed in which only the CDR portion is incorporated into a human-derived antibody (for example, Non-Patent Documents) 43)), but grafting with CDR alone was generally not sufficient to retain immunoglobulin activity against the antigen.
[0029]
On the other hand, in 1987, using data from X-ray crystal structure analysis,
(I) In the amino acid sequence of the CDR, there are a site that directly binds to the antigen and a site that maintains the structure of the CDR itself. The three-dimensional structure that the CDR can take has a plurality of typical patterns (canonical structure). Be classified as
(Ii) It has been found that the class of the canonical structure is determined not only by CDR but also by the type of amino acid at a specific position in the framework portion (for example, see Non-Patent Document 44).
[0030]
Based on this finding, it has been suggested that when using the CDR grafting method, it is necessary to graft amino acid residues of some frameworks to human antibodies in addition to CDR sequences (for example, see Patent Document 1).
[0031]
In general, an antibody derived from a non-human mammal having a CDR to be transplanted is defined as a “donor”, and a human antibody to which the CDR is transplanted is defined as an “acceptor”. The present invention also complies with this definition.
[0032]
A point to be considered when performing the CDR transplantation method is to preserve the CDR structure as much as possible and to maintain the activity of the immunoglobulin molecule. To achieve this goal:
(I) Which subgroup should the acceptor select?
(Ii) Which amino acid residue should be selected from the donor framework
It is necessary to pay attention to the following two points.
[0033]
Queen et al. Have proposed a design method in which the amino acid residue of the donor framework is grafted together with the CDR sequence into an acceptor when the amino acid residue satisfies at least one of the following criteria (for example, see Patent Document 1):
(A) Amino acids in the acceptor framework region are rare at that position and the corresponding amino acids of the donor are common at said position of the acceptor.
(B) the amino acid is in the immediate vicinity of one of the CDRs;
(C) It is predicted that the amino acid has a side chain atom within about 3% of the CDR in a three-dimensional immunoglobulin model and is capable of interacting with an antigen or with the CDR of a humanized antibody.
[0034]
However, there is no example of successfully obtaining an IgG-type humanized anti-Fas antibody having an apoptosis-inducing activity. Further, the anti-Fas monoclonal antibody of the present invention is a monoclonal antibody having novel characteristics not known hitherto. Therefore, no humanized version of the monoclonal antibody is known.
[0035]
[Patent Document 1]
Japanese Unexamined Patent Publication No. Hei 4-502408
[Non-patent document 1]
"British Journal of Cancer", 1972, Vol. 26, p. 239-
[Non-patent document 2]
Shigeichi Nagata, "Protein, Nucleic Acid, Enzyme", 1993, Vol. 38, p. 2208-2218
[Non-Patent Document 3]
Nakayama et al., "Mebio", 1995, Vol. 12, No. 10, p. 79-86
[Non-patent document 4]
"The Journal of Experimental Medicine", 1989, vol. 169, p. 1747-1756
[Non-Patent Document 5]
"Cell", 1990, Vol. 61, p. 351-359
[Non-Patent Document 6]
"Nature", 1993, vol. 364, p. 645-648
[Non-Patent Document 7]
"Immunological Reviews", 1988, vol. 103, p. 53-71
[Non-Patent Document 8]
Nature, 1995, vol. 373, p. 385-
[Non-Patent Document 9]
"Journal of Clinical Investigation", 1992, Vol. 90, p. 334-
[Non-Patent Document 10]
"Cell", 1995, Vol. 81, p. 935-
[Non-Patent Document 11]
"Science", 1995, vol. 268, p. 1347-
[Non-Patent Document 12]
"The Journal of Rheumatology", 1996, Vol. 23, p. 1332-1337
[Non-patent document 13]
"The Journal of Experimental Medicine", 1995, Vol. 181, p. 393-
[Non-patent document 14]
"The Journal of Clinical Investigation", 1995, Vol. 96, p. 2924-
[Non-Patent Document 15]
"The Journal of Rheumatology", 1996, Vol. 23, p. 1332-
[Non-Patent Document 16]
"Arthritis and Rheumatism", 1995, Vol. 38, p. 485-
[Non-Patent Document 17]
Kenji Harada, “Modern Medicine”, 1997, Vol. 29, p. 109-
[Non-Patent Document 18]
"Circulation", 1995, Vol. 91, p. 2703-
[Non-Patent Document 19]
"European Journal of Immunology", 1994, Vol. 24, p. 2640-
[Non-Patent Document 20]
Kenji Harada, “Modern Medicine”, 1997, Vol. 29, p. 109-
[Non-Patent Document 21]
Takeda Yamada et al., “Modern Medicine”, 1997, Vol. 29, p. 119-
[Non-Patent Document 22]
"Circulation. Research", 1994, Vol. 75, p. 426-
[Non-Patent Document 23]
"Kidney International", 1996, Vol. 49, p. 103-
[Non-Patent Document 24]
"Kidney International", 1995, Vol. 47, p. 114-
[Non-Patent Document 25]
"The Journal of the Clinical Investigation", 1994, Vol. 94, p. 2105-
[Non-Patent Document 26]
"Kidney International", 1995, Vol. 48, p. 1886-
[Non-Patent Document 27]
"British Journal of Haematology", 1995, Vol. 91, p. 245-
[Non-Patent Document 28]
"Molecular Medicine", 1996, Vol. 33, p. 1284-
[Non-Patent Document 29]
"Nature", 1993, vol. 364, p. 806-
[Non-Patent Document 30]
"Hepatology", 1994, Vol. 19, p. 1354-
[Non-Patent Document 31]
"International Hepatology Communication", 1996, vol. 4, p. 334-
[Non-patent document 32]
"Biochemical and Biophysical Research Communications", 1994, Vol. 204, p. 468-
[Non-Patent Document 33]
"The Journal of Experimental Medicine", 1995, vol. 182, p. 1223-
[Non-Patent Document 34]
"Nature Medicine", 1997,
[Non-Patent Document 35]
"Behring Institute Mittelungen", 1995, Vol. 96, p. 13-
[Non-Patent Document 36]
"Cytometry", 1995, Vol. 22, p. 111-
[Non-Patent Document 37]
"Cell Immunology", 1992, Vol. 140, p. 197-
[Non-Patent Document 38]
"Nature", 1993, vol. 364, p. 806-809
[Non-Patent Document 39]
"Cancer Research", 1985, vol. 45, p. 879-885
[Non-Patent Document 40]
Kabat et al., "SEQUENCES OF IMMUNOLOGICAL INTEREST", 5th edition, NIH publication, No. 91-3242, E.C. A. Kabatt et al.
[Non-Patent Document 41]
"Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of the United States of America, 81st of the United States of America, the 84th of the United States of America, the States of the United States of America, the States of the United States of America. Vol., Pp. 6851-6855
[Non-Patent Document 42]
"British Journal of Cancer", 1990, Vol. 62, p. 487-
[Non-Patent Document 43]
Nature, 1986, Vol. 321, p. 522-525
[Non-Patent Document 44]
"Journal of Molecular Biology", 1987, vol. 196, p. 901-917
[0036]
[Problems to be solved by the invention]
A first object of the present invention is to bind to Fas on the surface of such abnormal cells to induce apoptosis, and to induce apoptosis in normal cells by binding Fas ligand to Fas. Another object of the present invention is to provide a novel anti-Fas antibody having a function of preventing apoptosis, or a molecule similar thereto.
[0037]
Several monoclonal antibodies specifically binding to human Fas, including those having apoptosis-inducing activity, are known, but none of them has been found to bind to mouse Fas. Similarly, some monoclonal antibodies that bind to mouse Fas are known, but none of them bind to human Fas. That is, in evaluating the efficacy of an existing anti-human Fas monoclonal antibody as a medicine, the above-mentioned disease state model mice cannot be used. A second object of the present invention is to provide an anti-Fas antibody that binds to both human Fas and mouse Fas, or a molecule similar thereto.
[0038]
A third object of the present invention is to provide a prophylactic or therapeutic agent for the above-mentioned various diseases, comprising the above-mentioned anti-Fas antibody or a molecule similar thereto as an active ingredient.
[0039]
[Means for Solving the Problems]
The present invention
(1) a molecule having an antigen-binding region specific to an epitope conserved between primate and non-primate Fas,
(2) The molecule according to (1), wherein the primate is human.
(3) The molecule according to (1) or (2), wherein the non-primate animal is a rodent.
(4) the molecule of (3), wherein the rodent is a mouse;
(5) a molecule having an antigen-binding region specific to an epitope conserved among mammalian Fas,
(6) a monoclonal antibody produced by mouse-mouse hybridoma HFE7A (FERM BP-5828),
(7) a molecule characterized by having all the same CDRs as the six CDRs derived from the anti-human Fas monoclonal antibody produced by the mouse-mouse hybridoma HFE7A (FERM BP-5828);
(8) a molecule comprising an antigen-binding region specific to an epitope recognized by a monoclonal antibody produced by a mouse-mouse hybridoma HFE7A (FERM BP-5828),
(9) The molecule according to any one of (1) to (5), (7) or (8), which is an antibody;
(10) a heavy chain polypeptide comprising an amino acid sequence represented by the following general formula (I):
-FRH 1 -CDRH 1 -FRH 2 -CDRH 2 -FRH 3 -CDRH 3 -FRH 4 -(I)
(Where, FRH 1 Represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 18 to 30 amino acids,
CDRH 1 Represents an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 2 in the sequence listing;
FRH 2 Represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 14 amino acids,
CDRH 2 Represents an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 3 in the sequence listing;
FRH 3 Represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 32 amino acids,
CDRH 3 Represents an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 4 in the sequence listing;
FRH 4 Represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 11 amino acids,
Each amino acid is connected by a peptide bond.)
And a light chain polypeptide comprising an amino acid sequence represented by the following general formula (II):
-FRL 1 -CDRL 1 -FRL 2 -CDRL 2 -FRL 3 -CDRL 3 -FRL 4 -(II)
(Where FRL 1 Represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 23 amino acids,
CDRL 1 Represents an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 5 in the sequence listing,
FRL 2 Represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 15 amino acids,
CDRL 2 Represents an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 6 in the sequence listing,
FRL 3 Represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 32 amino acids,
CDRL 3 Represents an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 7 in the sequence listing;
FRL 4 Represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 10 amino acids,
Each amino acid is connected by a peptide bond.)
A molecule characterized by having
(11) At least one of (1) to (5) or (7) to (10), which has at least one of the following biological properties a) to f): One of the molecules listed:
a) having apoptosis-inducing activity on T cells expressing Fas;
b) has an effect of improving autoimmune disease symptoms in MRLgld / gld mice;
c) does not induce liver damage;
d) has a therapeutic or preventive effect against fulminant hepatitis caused by anti-mouse Fas monoclonal antibody Jo2;
e) has an effect of preventing the onset of collagen-induced arthritis;
f) has an apoptosis-inducing activity on synovial cells derived from a patient with rheumatoid arthritis;
(12) The molecule according to (11), which has all of the biological properties according to (a) to (f).
(13) The molecule according to any one of (10) to (12), which is an antibody,
(14) The molecule according to (9) or (13), which is humanized.
(15) the molecule of (9) or (13), which is an immunoglobulin G-type antibody;
(16) the antibody of (6), which is humanized;
(17) (1) to (5) or (7) to (15), wherein apoptosis can be induced in abnormal cells expressing Fas and apoptosis of normal cells can be prevented. The molecule according to any one of the above,
(18) The molecule according to any one of (1) to (5), (7) to (13), (15) or (17), or the antibody according to (6), wherein the antibody is a Fas / Fas ligand. A method for evaluating the effect of a drug on a disease state affected by an interaction, comprising administering the molecule or the antibody to a model animal of the disease state, and then administering the molecule or the antibody to a change in the disease state. Comparing between a treated animal and a non-treated animal,
(19) Epitopes conserved between primate and non-primate Fas in at least one human immunoglobulin light chain or fragment thereof and at least one human immunoglobulin heavy chain or fragment thereof, respectively. It has an antigen-binding region specific for an epitope that is conserved between primate and non-primate Fas, which can be obtained from an antibody that specifically binds by grafting the respective CDR of the antibody. A humanized antibody,
(20) Similarity of the variable region between human immunoglobulin light chain and human immunoglobulin heavy chain with antibodies that specifically bind to epitopes conserved between primate and non-primate Fas, respectively. (19) The humanized antibody according to (19), wherein the antibody having the highest potential is selected.
(21) from an antibody that specifically binds to an epitope conserved between primate and non-primate Fas, the antigen recognition site of the antibody in the heavy and / or light chain framework regions of the antibody (19) or (20), wherein an amino acid important for maintaining the structure of (19) or (20) is transplanted into a human immunoglobulin light chain or a fragment thereof and / or a human immunoglobulin heavy chain or a fragment thereof. ) Described humanized antibody,
(22) It binds to a peptide consisting of the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1 in the sequence listing, characterized by (1) to (5), (7) to (15), (17) or (19) (21) the molecule or the antibody according to any one of the above,
(23) The amino acid sequence represented by
(24) A heavy chain polypeptide comprising any one of the amino acid sequences represented by
(25) a light chain polypeptide comprising the amino acid sequence of
(26) a light chain polypeptide comprising the amino acid sequence of
(27) Any one of the polypeptides in the molecule or antibody according to any one of (1) to (5), (7) to (15), (17) or (19) to (26) DNA encoding
(28) a DNA encoding the light chain polypeptide or the heavy chain polypeptide of the antibody according to (6) or (16),
(29) a DNA encoding a polypeptide comprising an amino acid sequence represented by
(30) a DNA encoding a polypeptide comprising an amino acid sequence represented by
(31) an amino acid sequence represented by
(32) a polypeptide comprising any one of the amino acid sequences represented by
(33) The DNA according to (29), which comprises the nucleotide sequence shown by nucleotide numbers 61 to 393 of SEQ ID NO: 10 in the sequence listing.
(34) The DNA according to (29), which comprises the nucleotide sequence of nucleotides 61 to 714 of SEQ ID NO: 10 in the sequence listing.
(35) the DNA according to (30), which comprises the nucleotide sequence of nucleotide numbers 58 to 420 of SEQ ID NO: 8 in the sequence listing;
(36) the DNA according to (30), which comprises the nucleotide sequence of nucleotides 58 to 1392 of SEQ ID NO: 8 in the sequence listing;
(37) a nucleotide sequence represented by
(38) The DNA according to (32), comprising the nucleotide sequence represented by nucleotide numbers 84 to 2042 of SEQ ID NO: 88 in the sequence listing or the nucleotide sequence represented by nucleotide numbers 78 to 2036 of SEQ ID NO: 116 in the sequence listing. ,
(39) a recombinant DNA vector comprising the DNA according to any one of (27) to (38),
(40) a recombinant DNA vector comprising the DNA of any one of (29), (31), (33), (34) or (37),
(41) a recombinant DNA vector comprising the DNA of any one of (30), (32), (35), (36) or (38),
(42) a host cell transformed with the recombinant DNA vector according to (39),
(43) a host cell transformed with the recombinant DNA vector according to (40) and / or (41),
(44) a host cell transformed with the recombinant DNA vector according to (40) or (41),
(45) the host cell of any one of (41) to (43), wherein the host cell is derived from a mammal;
(46) Transformed E. coli. coli pME-L (FERM BP-5867),
(47) Transformed E. coli coli pME-H (FERM BP-5868),
(48) Transformed E. coli. coli pHSGMM6 SANK 73697 (FERM BP-6071),
(49) Transformed E. coli. coli pHSGHM17 SANK 73597 (FERM BP-6072),
(50) Transformed E. coli coli pHSGHH7 SANK 73497 (FERM BP-6073),
(51) Transformed E. coli. coli pHSHM2 SANK 70198 (FERM BP-6272),
(52) Transformed E. coli coli pHSHH5 SANK 70398 (FERM BP-6274),
(53) Transformed E. coli. coli pgHSL7A62 SANK73397 (FERM BP-6074),
(54) Transformed E. coli coli pgHPDHV3 SANK70298 (FERM BP-6273),
(55) A method for producing an anti-Fas antibody, comprising culturing the host cell according to (44) or (45), and then recovering the anti-Fas antibody from the culture.
(56) mouse-mouse hybridoma HFE7A (FERM BP-5828),
(57) The antibody according to (6), wherein the mouse-mouse hybridoma HFE7A (FERM BP-5828) is cultured under conditions capable of producing immunoglobulin, and then the immunoglobulin is recovered from the culture. Production method,
(58) The molecule according to any one of (1) to (5), (7) to (15), (17) or (19) to (26), or the molecule according to (6) or (16). An agent for preventing or treating a disease caused by an abnormality in a Fas / Fas ligand system, comprising an antibody as an active ingredient;
(59) Diseases caused by abnormal Fas / Fas ligand system are autoimmune diseases (systemic lupus erythematosus, Hashimoto's disease, rheumatoid arthritis, graft-versus-host disease, Sjogren's syndrome, pernicious anemia, Addison's disease, scleroderma, Goodpasture's syndrome, Crohn's disease, autoimmune hemolytic anemia, natural infertility, myasthenia gravis, multiple sclerosis, Basedow's disease, idiopathic thrombocytopenic purpura, insulin-dependent diabetes mellitus), allergy, atopy, artery Sclerosis, myocarditis, cardiomyopathy, glomerulonephritis, aplastic anemia, hepatitis (fulminant hepatitis, chronic hepatitis, viral hepatitis (hepatitis C, B, D) or alcoholic hepatitis) The prophylactic or therapeutic agent according to (58), which is selected from the group consisting of acquired immunodeficiency syndrome and rejection after organ transplantation.
(60) Diseases caused by abnormal Fas / Fas ligand system include autoimmune diseases (systemic lupus erythematosus, Hashimoto's disease, rheumatoid arthritis, graft-versus-host disease, Sjogren's syndrome, pernicious anemia, Addison's disease, scleroderma, Goodpasture syndrome, Crohn's disease, autoimmune hemolytic anemia, spontaneous infertility, myasthenia gravis, multiple sclerosis, Basedow's disease, idiopathic thrombocytopenic purpura, insulin-dependent diabetes mellitus) The prophylactic or therapeutic agent according to (58) or (59),
(61) the preventive or therapeutic agent according to (58) or (59), wherein the disease caused by an abnormality in the Fas / Fas ligand system is allergy;
(62) the preventive or therapeutic agent according to (58) or (59), wherein the disease caused by an abnormality in the Fas / Fas ligand system is rheumatoid arthritis;
(63) The preventive or therapeutic agent according to (58) or (59), wherein the disease caused by an abnormality in the Fas / Fas ligand system is atherosclerosis.
(64) the prophylactic or therapeutic agent according to (58) or (59), wherein the disease caused by an abnormality in the Fas / Fas ligand system is myocarditis or cardiomyopathy;
(65) the prophylactic or therapeutic agent according to (58) or (59), wherein the disease caused by an abnormality in the Fas / Fas ligand system is glomerulonephritis;
(66) The preventive or therapeutic agent according to (58) or (59), wherein the disease caused by an abnormality in the Fas / Fas ligand system is aplastic anemia.
(67) The disease caused by abnormality of the Fas / Fas ligand system is hepatitis (fulminant hepatitis, chronic hepatitis, viral hepatitis (hepatitis C, B, D) or alcoholic hepatitis). The prophylactic or therapeutic agent according to (58) or (59),
(68) the preventive or therapeutic agent according to (58) or (59), wherein the disease caused by an abnormality in the Fas / Fas ligand system is acquired immunodeficiency syndrome;
(69) The preventive or therapeutic agent according to (58 or 59), wherein the disease caused by an abnormality in the Fas / Fas ligand system is rejection after organ transplantation.
[0040]
In order to obtain a mouse monoclonal antibody that binds to both human and mouse Fas using a portion where the amino acid sequence is conserved between human and mouse as an epitope, a normal mouse such as a BALB / c mouse is converted to human Fas. When immunized, cells that produce antibodies that also bind to mouse Fas are eliminated in the thymus as autoantigen-reactive antibody-producing cells. It is presumed that the Fas-Fas ligand system is involved in the elimination of self-reactive T cells in the thymus [Shin Yonehara (1994) Nikkei Science Supplement 110, 66-77]. When a mouse deficient in the Fas-Fas ligand system such as a mouse in which the gene cannot be expressed (hereinafter referred to as "Fas knockout mouse") is used as an immunized animal, an antibody that binds to mouse Fas can also be obtained. . However, the immunized animal used in the present invention is not limited to the Fas knockout mouse. For example, even if other experimental animals such as a rat and a rabbit are deficient in the Fas-Fas ligand system, the immunized animal of the present invention Can be used.
[0041]
The present inventors have produced a hybridoma that produces a novel anti-Fas monoclonal antibody that binds to human and mouse Fas by immunizing a Fas knockout mouse with human Fas and fusing spleen cells of the mouse with mouse myeloma cells. Then, the monoclonal antibody was purified from the culture supernatant. This novel anti-Fas monoclonal antibody induced apoptosis in T cells of mouse and non-human primates expressing Fas. That is, according to the present invention, at least between Fas of a primate including human and rodent Fas can be commonly recognized by the antibody of the present invention, and apoptosis can be induced by binding of the antibody of the present invention. It was revealed that various epitopes exist.
[0042]
In addition, this novel anti-Fas monoclonal antibody had the effect of reducing the symptoms of autoimmune disease model mice. Even more surprisingly, it has been found that this novel anti-Fas monoclonal antibody does not have the side effect of inducing hepatic injury, which has been known among conventional anti-Fas antibodies having apoptosis-inducing activity. In addition, the present inventors cloned the genes encoding the heavy and light chains of the novel anti-Fas monoclonal antibody from the above hybridomas, elucidated the nucleotide sequences thereof, and analyzed the nucleotide sequences encoded by those genes. The amino acid sequences of the CDRs in the amino acid sequences of the chain and light chain were determined. The present inventors have also prepared expression vectors comprising the genes encoding the heavy and light chains, respectively, and used them in the culture supernatant obtained by co-transfection of cultured animal cells with these vectors. Produced a recombinant anti-Fas antibody that reacts with Fas. The thus-obtained anti-Fas antibody and its recombinant have an activity of protecting the liver from fulminant hepatitis caused by Fas-mediated apoptosis, and are also effective for the prevention and treatment of rheumatoid arthritis, respectively. Therefore, the antibody has an activity of inducing apoptosis through Fas in abnormal cells and an activity of inhibiting apoptosis of normal cells through Fas in abnormal cells, and is effective in preventing or preventing diseases caused by abnormal Fas / Fas ligand system. It was found to be effective for treatment. The present inventors produced a recombinant antibody having no immunogenicity against humans while retaining the activity as an anti-Fas antibody by grafting the CDR amino acid sequence of the mouse-derived anti-Fas monoclonal antibody to a human antibody. And completed the present invention.
[0043]
When a monoclonal antibody commonly recognizing a homologous protein derived from a heterologous animal binds to a protein antigen, the amino acid sequence is conserved between the heterologous animals around the binding site (epitope) on the antigen side, that is, amino acid sequence homology Although it is considered that the homology is often kept high, the epitope in the Fas molecule to which the antibody of the present invention binds is not limited to the region where the homology in the primary structure is maintained. That is, the "epitope conserved between the primate and non-primate Fas" in the present invention is that homology in higher-order structure is maintained between heterologous animals, and consequently common to a single monoclonal antibody. And regions that can be recognized as described above.
[0044]
In the present invention, the “antigen-binding region” refers to an intramolecular region having the same function as an antigen-binding region in an antibody molecule. This antigen binding region is not limited to those derived from a particular antibody or combination of antibodies. Furthermore, the antigen-binding region and the binding region for an antigen in a specific antibody molecule need only be similar in that they can bind to the antigen. Is not a requirement of the antigen binding region. Therefore, for example, even when the antigen-binding region is designed based on the CDRs of a known antibody and transplanted into a human antibody, the resulting antigen-binding region is not necessarily similar to the antigen-binding region of the known antibody. However, from the viewpoint of maintaining the specific binding ability to the antigen, the similarity between the two is preferably high.
[0045]
The “molecule characterized by having an antigen-binding region” in the present invention is preferably an antibody, but is not limited thereto, as long as the antigen-binding region binds to an epitope in a Fas molecule. Thus, for example, the antigen binding region may be added to the support of an affinity purification column. However, hereinafter, unless otherwise stated, "molecules of the invention" will generally refer to antibodies.
[0046]
When the molecule of the present invention is an antibody, any of immunoglobulin G (IgG), A (IgA), E (IgE) and M (IgM) can be suitably used as the antibody. However, usually IgG is more preferred.
[0047]
In the present invention, as described above, by transplanting at least all of the amino acid sequences of CDRs from a non-human animal-derived antibody to a human antibody, immunogenicity to humans can be reduced while maintaining the function as an antibody. The artificially modified antibodies are referred to as “humanized antibodies”.
[0048]
In the present invention, "FR" refers to a framework region. For example, FRH 1 Refers to the most N-terminal framework region in the heavy chain subunit variable region, FRL 4 Refers to the fourth framework region from the N-terminus in the light chain subunit variable region. Similarly, for example, CDRH 1 Refers to the CDR located at the most N-terminus in the heavy chain subunit variable region; 3 Refers to the third CDR from the N-terminus in the light chain subunit variable region.
[0049]
BEST MODE FOR CARRYING OUT THE INVENTION
The anti-Fas monoclonal antibody of the present invention can be obtained, for example, by immunizing a Fas knockout mouse with human Fas, and culturing a hybridoma obtained by fusing spleen cells of the mouse with mouse myeloma cells.
[0050]
In the production of a monoclonal antibody, at least the following working steps are required. That is,
(A) purification of a biopolymer used as an antigen,
(B) after immunizing the animal by injecting the antigen, collecting blood and assaying the antibody titer to determine the timing of splenectomy, and then preparing antibody-producing cells;
(C) preparation of myeloma cells (hereinafter referred to as “myeloma”);
(D) cell fusion between antibody-producing cells and myeloma,
(E) selecting a hybridoma group producing the desired antibody,
(F) division into single cell clones (cloning),
(G) optionally, culturing hybridomas to produce monoclonal antibodies in large quantities, or breeding hybridoma-transplanted animals,
(H) Examination of the physiological activity of the monoclonal antibody thus produced and its recognition specificity, or examination of its properties as a labeling reagent.
[0051]
Hereinafter, a method for preparing an anti-Fas monoclonal antibody will be described in detail along the above steps, but the method for preparing the antibody is not limited thereto. For example, antibody-producing cells other than spleen cells and myeloma can also be used.
[0052]
(A) Purification of antigen
Examples of the antigen include an extracellular region of human Fas and an extracellular region of
[0053]
Specifically, a transformant obtained by transforming COS-1 cells with phFas-AIC2 was cultured, and a fusion protein of human Fas and mouse IL3R produced in the culture supernatant was subjected to a resource Q column. Recombinant Fas can be partially purified by performing ion exchange chromatography using (trade name; manufactured by Pharmacia).
[0054]
Purified Fas itself present on the cell membrane of a human cell line can also be used as the antigen. In addition, the primary structure of Fas is known [Itoh, N .; , Et al. (1991) Cell 66, 233-243], a peptide comprising the amino acid sequence shown in SEQ ID NO: 1 in the sequence listing is chemically synthesized by a method well known to those skilled in the art, and this is used as an antigen. You can also.
[0055]
(B) Preparation of antibody-producing cells
The antigen obtained in step (a) is mixed with an adjuvant such as Freund's complete or incomplete adjuvant or alum, and the animal is immunized as an immunogen. Fas knockout mice are most preferably used as experimental animals, and such mice are described in Senju, S. et al. , Et al (1996)
[0056]
The method of immunogen administration for mouse immunization may be any of subcutaneous injection, intraperitoneal injection, intravenous injection, intradermal injection, and intramuscular injection, but subcutaneous injection or intraperitoneal injection is preferred.
[0057]
Immunization can be performed once or multiple times at appropriate intervals (preferably at one to five week intervals). Thereafter, the antibody titer to the antigen in the serum of the immunized animal is measured, and the effect of the subsequent operations can be enhanced by using the animal whose antibody titer is sufficiently high as a source of antibody-producing cells. Generally, it is preferable to use antibody-producing cells derived from an
[0058]
The method for measuring the antibody titer used herein includes radioisotope immunoassay (hereinafter referred to as "RIA"), enzyme-linked immunosorbent assay (hereinafter referred to as "ELISA"), fluorescent antibody method, passive hemagglutination Although various known techniques such as the method can be mentioned, the RIA method or the ELISA method is more preferable from the viewpoints of detection sensitivity, speed, accuracy, and possibility of automation of the operation.
[0059]
The measurement of the antibody titer in the present invention can be performed, for example, by the following procedure according to the ELISA method. First, purified or partially purified Fas is adsorbed on a solid surface such as a 96-well plate for ELISA, and a solid surface on which no antigen is adsorbed is a protein unrelated to the antigen, for example, bovine serum albumin (hereinafter referred to as “BSA”). ), And after washing the surface, it is brought into contact with a serially diluted sample (for example, mouse serum) as a first antibody, and the anti-Fas antibody in the sample is bound to the antigen. Further, an antibody against a mouse antibody that is enzyme-labeled as a second antibody is added to bind to the mouse antibody, a substrate of the enzyme is added after washing, and a change in absorbance due to color development based on the decomposition of the substrate is measured. calculate.
[0060]
(C) Myeloma preparation process
As the myeloma, a cell line generally obtained from a mouse, for example, an 8-azaguanine-resistant mouse (derived from BALB / c) myeloma strain P3X63Ag8U. 1 (P3-U1) [Yelton, D .; E. FIG. et al. Current Topics in Microbiology and Immunology, 81, 1-7 (1978)], P3 / NSI / 1-Ag4-1 (NS-1) [Kohler, G. et al. et al. European J. et al. Immunology, 6, 511-519 (1976)], Sp2 / O-Ag14 (SP-2) [Shulman, M .; et al. Nature, 276, 269-270 (1978)], P3X63Ag8.653 (653) [Kearney, J. et al. F. et al. J. Immunology, 123, 1548-1550 (1979)], P3X63Ag8 (X63) [Horibata, K. et al. and Harris, A. W. Nature, 256, 495-497 (1975)]. These cell lines are prepared by adding 8-azaguanine to an appropriate medium, for example, 8-azaguanine medium [RPMI-1640 medium supplemented with glutamine, 2-mercaptoethanol, gentamicin, and fetal calf serum (hereinafter referred to as “FCS”). Added medium], Iscove's Modified Dulbecco's Medium (hereinafter referred to as "IMDM"), or Dulbecco's Modified Eagle Medium (Dulbecco's Modified Eagle Medium; hereinafter referred to as "DMEM"). Was
[0061]
(D) Cell fusion
Antibody-producing cells are plasma cells and lymphocytes which are precursor cells thereof, which may be obtained from any part of an individual, such as spleen, lymph node, peripheral blood, or a combination thereof as appropriate. , But splenocytes are most commonly used.
[0062]
After the final immunization, a site where antibody-producing cells are present, for example, a spleen is removed from a mouse having a predetermined antibody titer, and spleen cells as antibody-producing cells are prepared. Currently, the most commonly used means for fusing the spleen cells with the myeloma obtained in step (c) is a method using polyethylene glycol, which has relatively low cytotoxicity and simple fusion operation. This method includes, for example, the following procedure.
[0063]
The spleen cells and myeloma are thoroughly washed with a serum-free medium (for example, RPMI 1640) or a phosphate buffered saline (hereinafter, referred to as “PBS”), and the ratio of spleen cells to myeloma is 5: 1 to 10: 1. Mix to the extent necessary and centrifuge. After removing the supernatant and thoroughly loosening the precipitated cell group, 1 ml of a serum-free medium containing 50% (w / v) polyethylene glycol (molecular weight: 1,000 to 4,000) is added dropwise with stirring. Thereafter, 10 ml of serum-free medium is slowly added, followed by centrifugation. The supernatant was discarded again, and the precipitated cells were placed in a normal medium (hereinafter referred to as "HAT") containing an appropriate amount of hypoxanthine / aminopterin / thymidine (hereinafter referred to as "HAT") solution and mouse interleukin-2 (hereinafter referred to as "IL-2"). Medium)), dispensed into each well of a culture plate (hereinafter, referred to as “plate”), and cultured at 37 ° C. for about 2 weeks in the presence of 5% carbon dioxide. HAT medium is supplemented as needed on the way.
[0064]
(E) Selection of hybridoma group
When the myeloma cell is an 8-azaguanine resistant strain, that is, a hypoxanthine guanine phosphoribosyltransferase (HGPRT) deficient strain, the unfused myeloma cell and a fusion cell of myeloma cells are: Cannot survive in HAT containing medium. On the other hand, a fusion cell of antibody-producing cells or a hybridoma of antibody-producing cells and myeloma cells can survive, but a fusion cell of antibody-producing cells has a long life. Therefore, by continuing the culture in the HAT-containing medium, only the hybridoma of the antibody-producing cell and the myeloma cell survives, and as a result, the hybridoma can be selected.
[0065]
With respect to the hybridomas that have grown in a colony, the medium is replaced with a medium obtained by removing aminopterin from the HAT medium (hereinafter referred to as “HT medium”). Thereafter, a part of the culture supernatant is collected, and the anti-Fas antibody titer is measured by, for example, an ELISA method. However, when the above fusion protein is used as an antigen for ELISA, it is necessary to remove the clone so as not to select a clone producing an antibody that specifically binds to the extracellular region of the mouse IL3 receptor. . The presence or absence of such a clone can be confirmed, for example, by ELISA using the mouse IL3 receptor or its extracellular region as an antigen.
[0066]
The method using an 8-azaguanine-resistant cell line has been described above, but other cell lines can also be used according to the selection method of the hybridoma, and in that case, the composition of the medium used also changes.
(F) Cloning
By measuring the antibody titer in the same manner as described in the step (b), the hybridoma that has been found to produce a specific antibody is transferred to another plate and cloned. The cloning method includes a limiting dilution method in which one hybridoma is diluted and cultured so that one hybridoma is contained in one well of the plate, a soft agar method in which the colony is collected by culturing in a soft agar medium, and a micromanipulator. And a cell sorter for separating one cell using a cell sorter. The limiting dilution method is simple and often used.
[0067]
For the wells in which the antibody titer has been recognized, for example, cloning by the limiting dilution method is repeated 2 to 4 times, and those having a stable antibody titer are selected as anti-Fas monoclonal antibody-producing hybridoma strains. Furthermore, by selecting a hybridoma that produces an antibody that binds to mouse Fas by the same method, an anti-Fas monoclonal antibody-producing cell is obtained. Examples of mouse Fas used at this time include, for example, an expression plasmid vector pME18S-mFas-AIC [Nishimura, Y. et al., For a DNA encoding a fusion protein of the extracellular region of mouse Fas and the extracellular region of mouse IL3 receptor. et al. (1995) Immunol. 154, 4395-4403] into cultured animal cells and expressed, purified mouse Fas, or cells expressing mouse Fas on the cell surface.
[0068]
In addition, mouse-mouse hybridoma HFE7A, which is an anti-Fas monoclonal antibody-producing cell suitable as a base antibody for preparing the humanized anti-Fas antibody of the present invention, was obtained from the Patent Organism Depositary, National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST). International Depositary with the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology, National Institute of Advanced Industrial Science and Technology on February 19, 1997, and assigned the accession number FERM BP-5828. Therefore, for example, when preparing an antibody using mouse-mouse hybridoma HFE7A, the antibody can be prepared from step (g) described below, omitting step (f).
[0069]
(G) Preparation of monoclonal antibody by hybridoma culture
The hybridoma that has completed cloning is cultured by changing the medium from an HT medium to a normal medium. Large-scale culture is performed by rotary culture using a large culture bottle or spinner culture. The anti-Fas monoclonal antibody containing the prophylactic or therapeutic agent of the present invention as an active ingredient can be obtained by purifying the supernatant in this large-scale culture using a method known to those skilled in the art such as gel filtration. In addition, by growing the hybridoma in the abdominal cavity of a mouse of the same strain (for example, BALB / c as described above) or a Nu / Nu mouse, the anti-Fas containing the preventive or therapeutic agent of the present invention as an active ingredient can be obtained. Ascites containing a large amount of monoclonal antibodies can be obtained.
[0070]
As a simple purification method, a commercially available monoclonal antibody purification kit (for example, MAbTrap GII kit; manufactured by Pharmacia) or the like can also be used.
[0071]
The monoclonal antibody thus obtained has high antigen specificity for human and mouse Fas.
[0072]
(H) Monoclonal antibody assay
The isotype and subclass of the monoclonal antibody thus obtained can be determined as follows. First, examples of the identification method include the Ouchterlony method, the ELISA method, and the RIA method. The Otterlony method is simple but requires a concentration operation when the concentration of the monoclonal antibody is low. On the other hand, when the ELISA method or the RIA method is used, the culture supernatant is allowed to react with the antigen-adsorbed solid phase as it is, and the antibodies corresponding to various immunoglobulin isotypes and subclasses are used as secondary antibodies. Isotypes and subclasses can be identified. As a simpler method, a commercially available kit for identification (for example, Mouse Typer Kit; manufactured by Bio-Rad) can be used.
[0073]
Furthermore, protein quantification can be performed by the Foreign Lowry method and a method of calculating from the absorbance at 280 nm [1.4 (OD280) = 1 mg / ml immunoglobulin].
[0074]
Identification of the recognition epitope of the monoclonal antibody can be performed as follows. First, various partial structures of the molecule recognized by the monoclonal antibody are prepared. In preparing the partial structure, a method for preparing various partial peptides of the molecule using a known oligopeptide synthesis technique, a DNA sequence encoding the desired partial peptide using a gene recombination technique into a suitable expression plasmid There are methods of integration, production inside and outside the host such as E. coli, etc., but for the above purpose, it is common to use both in combination. For example, a series of polypeptides which are sequentially shortened by an appropriate length from the C-terminus or N-terminus of an antigen protein are produced using a gene recombination technique well known to those skilled in the art, and the reactivity of the monoclonal antibody against them is examined. , Determine a rough recognition site.
[0075]
After that, the oligopeptide of the corresponding portion, or a variant of the peptide, etc., are further variously synthesized using oligopeptide synthesis techniques well known to those skilled in the art, and the prophylactic or therapeutic agent of the present invention is contained as an active ingredient. Epitopes are defined by examining the binding of the monoclonal antibodies to those peptides or by examining the peptide's competitive inhibitory activity on the binding of the monoclonal antibodies to the antigen. As a simple method for obtaining various kinds of oligopeptides, commercially available kits (for example, a SPOTs kit (manufactured by Genosis Biotechnology), a series of multipin peptide synthesis kits using a multipin synthesis method (manufactured by Chiron), etc.) Can also be used.
[0076]
Next, a DNA encoding the heavy chain or light chain of the anti-Fas monoclonal antibody of the present invention is prepared by preparing mRNA from a hybridoma cell producing the above-mentioned anti-Fas monoclonal antibody, and converting the mRNA into cDNA with reverse transcriptase. Can be obtained by isolating DNAs encoding the heavy or light chains of the antibody, respectively.
[0077]
For the extraction of mRNA, a guanidine thiocyanate hot phenol method, a guanidine thiocyanate-guanidine hydrochloride method and the like can be employed, but a guanidine thiocyanate / cesium chloride method is preferred. To prepare mRNA from cells, first, total RNA is prepared, and poly (A) such as oligo (dT) cellulose or oligo (dT) latex beads is prepared from the total RNA. + It can be carried out by a method of purifying using a carrier for RNA purification or a method of directly purifying from a cell lysate using the carrier. As a method for preparing total RNA, alkaline sucrose density gradient centrifugation [Dougherty, W. et al. G. FIG. and Hiebert, E.A. (1980) Violology 101, 466-474], a guanidine thiocyanate / phenol method, a guanidine thiocyanate / trifluorocesium method, a phenol / SDS method, etc., but a method using guanidine thiocyanate and cesium chloride [Chirgwin, J .; M. , Et al. (1979) Biochemistry 18, 5294-5299].
[0078]
Poly (A) obtained as described above + After using RNA as a template to synthesize a single-stranded cDNA by a reverse transcriptase reaction, a double-stranded cDNA can be synthesized from the single-stranded cDNA. This method includes the S1 nuclease method [Estratidis, A. et al. , Et al. (1976) Cel 17, 279-288], and the Gubler-Hoffman method [Gubler, U.S.A. and Hoffman, B .; J. (1983) Gene 25, 263-269], and the Okayama-Berg method [Okayama, H .; and Berg, P.M. (1982) Mol. Cell. Biol. 2, 161-170], and in the present invention, the polymerase chain reaction (hereinafter referred to as “PCR”) using single-stranded cDNA as a template [Saiki, R .; K. , Et al. (1988) Science 239,
487-49], that is, the so-called RT-PCR method is preferable.
[0079]
The thus obtained double-stranded cDNA is incorporated into a cloning vector, the resulting recombinant vector is introduced into a microorganism such as Escherichia coli, and transformed, and a transformant is selected using tetracycline resistance or ampicillin resistance as an index. can do. Transformation of E. coli is performed by the Hanahan method [Hanahan, D .; (1983) Mol. Biol. 166, 557-580], that is, by adding the recombinant DNA vector to competent cells prepared in the presence of calcium chloride, magnesium chloride or rubidium chloride. When a plasmid is used as a vector, it is necessary to have the above-mentioned drug resistance gene. It is also possible to use cloning vectors other than plasmids, for example, lambda phage.
[0080]
As a method for selecting a strain having cDNA encoding each subunit of the objective anti-human Fas antibody from the transformants obtained as described above, for example, the following various methods can be adopted. When the target cDNA is specifically amplified by the RT-PCR method, these operations can be omitted.
[0081]
(1) Method using polymerase chain reaction
When the whole or a part of the amino acid sequence of the target protein has been elucidated, oligonucleotide primers of sense strand and antisense strand corresponding to the part of the amino acid sequence are synthesized, and these are combined to perform polymerase chain reaction [Saiki, R. K. , Et al. (1988) Science 239, 487-49] to amplify a DNA fragment encoding the desired anti-human Fas antibody heavy or light chain subunit. As the template DNA used here, for example, a cDNA synthesized by reverse transcriptase reaction from mRNA of a hybridoma (FERM BP-5828) producing an anti-human Fas monoclonal antibody HFE7A can be used.
[0082]
The DNA fragment thus prepared can be directly incorporated into a plasmid vector using a commercially available kit or the like. 32 P, 35 A target clone can also be selected by labeling with S or biotin or the like, and performing colony hybridization or plaque hybridization using this as a probe.
[0083]
For example, the monoclonal antibody HFE7A suitable as the anti-Fas monoclonal antibody of the present invention is an immunoglobulin G1 (hereinafter referred to as “IgG1”) molecule, which is composed of a heavy chain (γ1 chain) and a light chain (κ chain) subunit. Complex. As a method for examining the partial amino acid sequence of each of these subunits, each subunit is isolated using a well-known method such as electrophoresis or column chromatography, and then an automatic protein sequencer (for example, manufactured by Shimadzu Corporation) A method of analyzing the N-terminal amino acid sequence of each subunit using PPSQ-10) or the like is preferable.
[0084]
A method for collecting cDNA encoding each subunit of the anti-human Fas monoclonal antibody protein from the target transformant obtained as described above is a known method [Maniatis, T. et al. , Et al. (1982) in "Molecular Cloning A Laboratory Manual" Cold Spring Harbor Laboratory, NY. Reference]. For example, it can be carried out by separating a fraction corresponding to vector DNA from cells and cutting out a DNA region encoding a subunit of interest from the plasmid DNA.
[0085]
(2) Screening method using synthetic oligonucleotide probe
When the whole or part of the amino acid sequence of the target protein has been elucidated (the sequence may be that of any region of the target protein as long as it is a specific sequence of a plurality of contiguous sequences), the oligo corresponding to the amino acid sequence Nucleotides are synthesized (in this case, any of a nucleotide sequence deduced with reference to codon usage or a plurality of nucleotide sequences obtained by combining possible nucleotide sequences can be used. This can be reduced by using a probe ( 32 P, 35 The DNA of the transformant is hybridized with a denatured and fixed nitrocellulose filter, and the obtained positive strain is selected.
[0086]
The determination of the sequence of the DNA thus obtained can be carried out, for example, by the Maxam-Gilbert chemical modification method [Maxam, A .; M. and Gilbert, W.C. (1980) in "Methods in Enzymology" 65, 499-576] and the dideoxynucleotide chain termination method [Messing, J. et al. and Vieira, J. et al. (1982) Gene 19, 269-276].
[0087]
In recent years, an automatic base sequence determination system using a fluorescent dye has become widespread (for example, a sequence robot “
[0088]
By using such a system, the DNA nucleotide sequencing operation can be performed efficiently and safely. Determining the entire amino acid sequence of the heavy and light chains of the monoclonal antibody of the present invention from the nucleotide sequence of the DNA of the present invention and the N-terminal amino acid sequence data of the heavy and light chains thus determined. Can be.
[0089]
The heavy and light chains of an immunoglobulin each consist of a variable region and a constant region, and the variable region further comprises a complementarity-determining region (hereinafter referred to as “CDR”; both heavy and light chains have three positions) and the same. Consists of adjacent framework regions (4 each for heavy and light chains).
[0090]
Among them, the amino acid sequence of the constant region is common between antibodies having the same immunoglobulin subclass regardless of the type of antigen. On the other hand, although the amino acid sequences of the variable regions, and especially the CDRs, are unique to each antibody, studies comparing the amino acid sequence data of many antibodies show that the CDR positions and the length of the framework sequences are the same as each other. It is known that the antibody subunits belonging to the group are almost similar [Kabat, E. et al. A. , Et al. (1991) in "Sequence of Proteins of Immunological Interest Vol. II": U.S. Pat. S. See Department of Health and Human Services]. Therefore, by comparing each amino acid sequence of the heavy chain and light chain of an antibody such as the anti-Fas monoclonal antibody HFE7A with known amino acid sequence data, the positions of CDRs, framework regions and constant regions in each amino acid sequence can be determined. Can be determined. In addition, FRH 1 That is, the chain length of the framework region closest to the N-terminal side of the heavy chain may be usually shorter than (30 amino acids). For example, as the same subtype as HFE7A of mouse IgG1, the framework region has a minimum of 18 amino acids. Is known [Kabat et al., Supra. reference]. From this, in the antibody of the present invention, the chain length of the N-terminal framework region of the heavy chain is set to be 18 amino acids or more and 30 amino acids or less as long as the function as an anti-Fas antibody is not impaired, It is. The amino acid numbers of the immunoglobulin heavy chains in the present invention are FRH unless otherwise specified. 1 Is 30 amino acids.
[0091]
In addition, a peptide having the same amino acid sequence as the CDR of the light chain or heavy chain determined as described above, or a peptide having a continuous partial amino acid sequence therein, is subjected to an artificial modification operation to make the CDR By approaching the three-dimensional structure formed in the Fas antibody molecule, it is possible to impart binding activity to Fas alone [see, for example, US Pat. No. 5,331,573]. Therefore, a peptide having the same amino acid sequence as that of the CDR or a continuous partial amino acid sequence therein is also encompassed in the molecule of the present invention, and is thus protected against a disease caused by an abnormality in the Fas-Fas ligand system. Or it can be used for treatment.
[0092]
In preparing a variant in which any one or more amino acids in the amino acid sequence have been deleted, a cassette mutation method [Toshimitsu Kishimoto, "Neochemical
[0093]
Such various DNAs are obtained, for example, by the phosphite triester method [Hunkapiller, M .; , Et al. (1984), Nature 310, 105-111] and the like. The codon for the desired amino acid is known per se, and its selection may be arbitrarily determined. For example, the codon for the desired amino acid may be determined according to a conventional method in consideration of the frequency of codon usage of the host used. These nucleotide sequence codons can be partially modified by site-directed mutagenesis using a primer consisting of a synthetic oligonucleotide encoding the desired modification (cytospecific mutagenesis) [Mark, D. et al. F. , Et al. (1984) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81, 5662-5666] and the like.
[0094]
Whether or not a certain DNA hybridizes with DNA encoding the heavy chain or light chain of the anti-Fas monoclonal antibody of the present invention can be determined, for example, by the random primer method [Feinberg, A. et al. P. and Vogelstein, B.W. (1983) Anal. biochem. 132, 6-13] and the nick translation method [Maniatis, T .; , Et al. (1982) in "Molecular Cloning A Laboratory Manual" Cold Spring Harbor Laboratory, NY. [Α- 32 It can be determined by conducting an experiment as described below using a probe DNA labeled with [P] dCTP or the like.
[0095]
First, the DNA to be examined is adsorbed on, for example, a nitrocellulose membrane or a nylon membrane, and if necessary, treated with alkali denaturation or the like, and then solidified by heating or ultraviolet rays. This membrane was combined with a prehybridization solution containing 6 × SSC (1 × SSC is 0.15 M sodium chloride, 0.015 M trisodium citrate solution), 5% Denhardt's solution, and 0.1% sodium dodecyl sulfate (SDS). After soaking and incubating at 55 ° C. for 4 hours or more, the previously prepared probe was added to the same prehybridization solution at a final specific activity of 1 × 10 5 6 Add to a concentration of cpm / ml and keep at 60 ° C overnight. Thereafter, the operation of washing the film with 6 × SSC at room temperature for 5 minutes is repeated several times, and further washed with 2 × SSC for 20 minutes, followed by autoradiography.
[0096]
Using the method as described above, hybridize from any cDNA library or genomic library with DNA encoding the heavy chain or light chain of the anti-Fas monoclonal antibody which is the basis of the humanized anti-Fas antibody of the present invention. Can be isolated [Maniatis, T .; , Et al. (1982) in "Molecular Cloning A Laboratory Manual" Cold Spring Harbor Laboratory, NY. reference].
[0097]
By incorporating each DNA obtained as described above into an expression vector, it is possible to introduce the DNA into prokaryotic or eukaryotic host cells and express the respective genes in those host cells.
[0098]
Examples of prokaryotic host cells include Escherichia coli and Bacillus subtilis. In order to express a gene of interest in these host cells, the host cells may be transformed with a replicon derived from a species compatible with the host, that is, a plasmid vector containing a replication origin and a promoter sequence such as lac UV5. . The vector preferably has a sequence capable of imparting selectivity based on the phenotypic trait in the transformed cell. For example, Escherichia coli includes E. coli. The JM109 strain derived from E. coli K12 strain and the like are often used, and as the vector, pBR322 and pUC-based plasmids are generally often used, but are not limited thereto, and any known various strains and vectors can be used. In Escherichia coli, tryptophan (trp) promoter, lactose (lac) promoter, tryptophan lactose (tac) promoter, lipoprotein (lpp) promoter, bacteriophage-derived lambda (λ) PL promoter, polypeptide chain Examples include, but are not limited to, the elongation factor Tu (tufB) promoter.
[0099]
As Bacillus subtilis, for example, strain 207-25 is preferable, and as a vector, pTUB228 [Ohmura, K. et al. , Et al. (1984) J.C. Biochem. 95, 87-93] and the like, but is not limited thereto. As the promoter, a regulatory sequence of the Bacillus subtilis α-amylase gene is often used, and if necessary, a DNA sequence encoding the signal peptide sequence of α-amylase can be ligated to allow extracellular secretion. .
[0100]
Eukaryotic host cells include cells such as vertebrates and yeasts. Examples of vertebrate cells include COS-1 [Gluzman, Y. (1981) Cell 23, 175-182]. As yeast, baker's yeast (Saccharomyces cerevisiae), alcohol-assimilating yeast (Pichia pastoris), fission yeast (Schizossaccharomyces pombe), and the like are used. Cells such as those exemplified herein are commonly used as host cells, but are not limited thereto.
[0101]
As a vertebrate cell expression vector, those having a promoter, an RNA splicing site, a polyadenylation site, a transcription termination sequence, and the like which are usually located upstream of the gene to be expressed can be used. It may have a replication origin. Examples of such expression vectors include pSV2dhfr with the SV40 early promoter [Subramani, S .; , Et al. (1981) Mol. Cell. Bio. 1, 854-864], etc., but is not limited thereto.
[0102]
Examples of yeast expression vectors include, for example, the promoter of alcohol dehydrogenase gene [Bennetzen, J. et al. L. and Hall, B .; D. (1982) Biol. Chem. 257, 3018-3025], and a promoter of a galactose metabolism enzyme gene (such as gal10) [Ichikawa, K. et al. , Et al. (1993) Biosci. Biotech. Biochem. 57, 1686-1690], etc., and if necessary, by linking a DNA sequence encoding the signal peptide sequence of the yeast gene, extracellular secretion becomes possible, but is not limited thereto. .
[0103]
For example, when COS-1 is used as a host cell, the expression vector has an SV40 origin of replication, is capable of autonomous growth in COS-1, and has a transcription promoter, a transcription termination signal, and an RNA splice. Expression vectors with sites can be used. The expression vector is prepared by the DEAE-dextran method [Luthman, H .; and Magnusson, G .; (1983) Nucleic Acids Res. 11, 1295-1308], a calcium phosphate-DNA coprecipitation method [Graham, F. et al. L. and van der Eb, A. J. (1973) Virology 52, 456-457] and electroporation [Neumann, E. et al. , Et al. (1982) EMBO J .; 1, 841-845], and the like, whereby desired transformed cells can be obtained.
[0104]
In particular, by co-transfecting COS-1 with an expression vector comprising DNA encoding the heavy chain and an expression vector comprising DNA encoding the same light chain, these DNAs can be simultaneously obtained. A transformant producing the recombinant anti-Fas antibody can be obtained. However, the method for producing the recombinant anti-Fas antibody is not limited to the above. For example, a single expression vector capable of retaining both DNAs encoding each of a heavy chain and a light chain and expressing them at the same time And a method of transforming COS-1 cells with the vector can also be used.
[0105]
The desired transformant obtained above can be cultured according to a method well known to those skilled in the art, and the culture produces a recombinant anti-Fas antibody inside or outside the transformant cells. As the medium used for the culture, various ones commonly used depending on the host cell used can be appropriately selected. For example, in the case of COS-1, the medium may be RPMI1640 medium or Dulbecco's modified Eagle medium (DMEM). If necessary, a serum component such as fetal calf serum (FCS) may be used.
[0106]
The culture temperature at the time of culturing the transformant may be any temperature as long as it does not significantly lower the protein synthesis ability in the cell, but the culture is preferably performed at 32 to 42 ° C, most preferably at 37 ° C. . If necessary, the cells can be cultured in air containing 1 to 10% (v / v) carbon dioxide.
[0107]
The E. coli strain E. coli transformed with a recombinant DNA vector that expresses the DNA encoding the heavy or light chain of the anti-Fas monoclonal antibody of the present invention in animal cells. coli pME-H and E. coli. coli pME-L has been internationally deposited with the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) on March 12, 1997, by the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST), under the accession number FERMBP-. 5868 and FERM BP-5867. Therefore, cultured animal cells such as COS-1 are transformed with the recombinant DNA vector isolated from the deposited strain, and the transformed cells are cultured to produce a recombinant anti-Fas antibody in the culture. be able to.
[0108]
The fraction containing the anti-Fas antibody protein, which is produced intracellularly or extracellularly in the transformant as described above, can be separated by various known protein separation procedures utilizing the physical properties, chemical properties, and the like of the protein. -Can be purified. Specific examples of such a method include, for example, treatment with a normal protein precipitant, ultrafiltration, molecular sieve chromatography (gel filtration), adsorption chromatography, ion exchange chromatography, affinity chromatography, and high performance liquid chromatography (HPLC). ), Various types of chromatography, dialysis methods, combinations thereof, and the like.
[0109]
In order to humanize an anti-Fas mouse monoclonal antibody, it is necessary to design the amino acid sequence of the variable region such that the entire determined CDR sequence and a part of the amino acid residues of the FR sequence are transplanted into a human antibody. This design follows the following method.
[0110]
Conventionally, when designing humanization, the guideline for selecting the acceptor subgroup is:
{Circle around (1)} Using a natural combination of a heavy chain and a light chain of a known human antibody having a natural amino acid sequence in its entirety,
(2) The combination as a subgroup to which the heavy and light chains belong is preserved, but the heavy and light chains are derived from different human antibodies, and have the same identity as the amino acid sequences of the donor heavy and light chains. Using a high amino acid sequence or a consensus sequence,
Either is selected. In the present invention, the above guidelines can be followed.
(3) The heavy chain and light chain FRs having the highest identity to the donor FRs are selected from a library of human antibody primary sequences without considering the combination of the subgroups.
It is also possible to adopt the method described above. By these selection methods, the identity of the amino acid in the FR portion between the donor and the acceptor can be at least 70% or more. By employing this method, the number of amino acid residues to be transplanted from the donor can be reduced, and the induction of the HAMA response can be reduced.
[0111]
In addition, the operation of predicting the tertiary structure from the primary sequence of the antibody molecule (hereinafter, this operation is referred to as “molecular modeling”) has a limitation in its prediction accuracy, and amino acid residues that rarely appear in the subgroup to which the donor belongs Role cannot be fully specified. According to the method of Queen et al., It is generally difficult to determine which amino acid residue, donor or acceptor, should be selected at such a position. According to the selection method of (3), the chance of making such a judgment can be significantly reduced.
[0112]
The present inventors have further improved this method of humanization by providing novel methods for identifying amino acids from the donor FRs that are important for maintaining the structure and function of the donor CDRs. I have.
[0113]
After the human acceptor molecule of each of the light chain and the heavy chain is selected, a method of selecting an amino acid residue to be transplanted from the FR of the donor is as described below.
[0114]
When the amino acid sequences of the donor and the acceptor are aligned, and the amino acid residues are different at the corresponding positions of the FRs, it is necessary to determine which residue to select. Must be selected so as not to impair the three-dimensional structure of the CDRs.
[0115]
Queen et al., In the above-mentioned PCT Publication No. 4-502408, proposed a method of grafting an amino acid residue on an FR to an acceptor together with a CDR sequence when the amino acid residue meets at least one of the following requirements:
1) Amino acids in the human FR region of the acceptor are rare at that position and the corresponding amino acids of the donor are common at said position of the acceptor;
2) the amino acid is in the immediate vicinity of one of the CDRs;
3) It is expected that the amino acid has a side chain atom within about 3% of the CDR in a three-dimensional immunoglobulin model and is capable of interacting with an antigen or with the CDR of a humanized antibody.
[0116]
Since the residue represented by 2) often exhibits the property of 3), the requirement of 2) is deleted in the present invention, and two additional requirements are provided. That is, according to the present invention, the amino acid residues on the donor FR to be transplanted with the CDR are as follows:
a) whether the amino acid in the acceptor FR is rare at that position and the corresponding amino acid of the donor is common at that position;
b) whether the amino acid is expected to interact in a three-dimensional structural model with a constituent amino acid atom of a CDR and an antigen or a CDR loop to be transplanted;
c) whether the position is a canonical class determining residue;
d) whether the position constitutes the interface between the heavy and light chains,
In this case, the amino acid residue is grafted from the donor FR.
[0117]
According to the requirement a), amino acids found at a frequency of 90% or more at the relevant position for antibodies of the same subclass are defined as “ordinary” and amino acids found at a frequency of less than 10% as “rare” in accordance with the Kabat table described above. I do.
[0118]
In the requirement (c), whether or not “the position is a residue determining a canonical class” can be uniquely determined according to the above-mentioned table of Choccia.
[0119]
For the requirements of b) and d), molecular modeling of the antibody variable region is required in advance. As the software for molecular modeling, any commercially available software can be adopted, but AbM (manufactured by Oxford Molecular Limited) can be preferably used.
[0120]
Since there is a certain limit in the prediction accuracy of molecular modeling, in the present invention, by referring to the experimental results of X-ray crystallography of the variable regions of various antibodies, it is possible to confirm the certainty of the structural prediction obtained from molecular modeling. A distinction is made between two stages.
[0121]
In the present invention, in the three-dimensional structure of the variable region constructed by molecular modeling software such as AbM, the distance between two atoms is larger than the value obtained by adding 0.5 ° to the sum of the van der Waals radii. When the length was short, it was estimated that the two atoms were in contact with Van der Waals. When the distance between polar atoms such as amide nitrogen and carbonyl oxygen in the main chain and side chain is shorter than the average hydrogen bond distance of 2.9 ° plus 0.5 °, it is estimated that hydrogen bonds exist between them. Further, when the distance between the atoms having opposite electric charges is shorter than 2.85 ° + 0.5 °, it is estimated that an ion pair is formed between them.
[0122]
On the other hand, from the experimental results of X-ray crystal structure analysis of the variable regions of various antibodies, regardless of the subgroup, the positions on the FR where the contact with the CDR is frequently found are 1, 2, 3 in the light chain. At
[0123]
In molecular modeling, the position of the FR where the possibility of contact between the FR and the CDR is predicted matches one of the positions where the contact between the FR and the CDR is frequently detected experimentally by X-ray crystallography. In this case, transplantation of donor amino acid residues is preferred. Otherwise, this requirement b) is not taken into account.
[0124]
d) “The position constitutes the contact surface between the heavy chain and the light chain” means the following requirements. From the results of X-ray crystallographic analysis of the variable regions of various antibodies, the amino acid residues at positions 36, 38, 43, 44, 46, 49, 87, 98 in the light chain, and 37, 39 in the heavy chain , 45, 47, 91, 103, and 104 are frequently found to make heavy chain-light chain contact. In molecular modeling, the possibility of heavy chain-light chain contact is foreseen, and if the position matches any of the positions described above, transplantation of donor amino acid residues is preferred. Otherwise, this requirement d) is not taken into account.
[0125]
DNAs encoding the variable regions of the heavy and light chains of the humanized anti-Fas antibody of the present invention can be produced by the method described below.
[0126]
For example, a plurality of polynucleotide fragments of 60 to 70 nucleotides consisting of a partial nucleotide sequence of the DNA are chemically synthesized so as to be alternate on the sense side and the antisense side, and then each polynucleotide fragment is annealed to obtain a DNA ligase. To obtain DNA having DNAs encoding the variable regions of the heavy and light chains of the desired humanized anti-Fas antibody.
[0127]
As another method, a DNA encoding the entire amino acid sequence of the acceptor variable region is separated from human lymphocytes, and the CDR-encoding region is subjected to nucleotide substitution by a method well known to those skilled in the art to introduce a restriction enzyme cleavage sequence. I do. After cleavage of the region with the corresponding restriction enzyme, a nucleotide sequence encoding the CDR of the donor is synthesized and ligated with DNA ligase to encode the variable regions of the desired humanized anti-Fas antibody heavy and light chains. DNA can be obtained.
[0128]
Further, in the present invention, the overlap extension PCR method described below (Holton et al., Gene, 77 , 61-68, (1989)) to obtain DNAs encoding the variable regions of the heavy and light chains of the desired humanized anti-Fas antibody.
[0129]
That is, two kinds of DNAs respectively encoding two kinds of amino acid sequences desired to be connected are referred to as (A) and (B) for convenience. (A) a 20 to 40 nucleotide sense primer that anneals to the 5 ′ side (hereinafter, this primer is referred to as (C)) and (B) a 20 to 40 nucleotide antisense primer that anneals to the 3 ′ side (Hereinafter, this primer is referred to as (D)). Furthermore, a chimeric sense primer (hereinafter, this primer is referred to as (E)) in which 20 to 30 nucleotides on the 3 ′ side of (A) and 20 to 30 nucleotides on the 5 ′ side of (B) are linked, and A complementary antisense primer (hereinafter, this primer is referred to as (F)) is synthesized. By using an appropriate vector DNA containing (A) as a substrate and performing PCR using sense primer (C) and chimeric antisense primer (F), (B) is added to the 3 ′ end of (A). DNA having 20 to 30 nucleotides added at the 5 'end can be obtained (this newly obtained DNA is referred to as (G)). Similarly, by using an appropriate vector DNA containing (B) as a substrate and performing PCR using an antisense primer (D) and a chimeric sense primer (E), (A) is added to the 5 ′ end of (B). ) Can be obtained (hereinafter, newly obtained DNA is referred to as (H)). (G) and (H) thus obtained have complementary nucleotide sequences at 40 to 60 nucleotides on the 3 ′ side of (G) and 40 to 60 nucleotides on the 5 ′ side of (H). . When PCR is performed by mixing the amplified (G) and (H), (G) and (H) become single-stranded in the first denaturation reaction, and most of the DNA is recovered in the subsequent annealing reaction. However, some DNAs form a heteroDNA duplex which anneals with the complementary nucleotide sequence region. In the subsequent extension reaction, the protruding single-stranded portion is repaired, and a chimeric DNA in which (A) and (B) are linked (hereinafter, this DNA is referred to as (I)) can be obtained. Further, by using this (I) as a substrate and performing PCR using a sense primer (C) and an antisense primer (D), (I) can be amplified. In the present invention, the DNA encoding the CDR regions of the heavy and light chains of the anti-human Fas mouse monoclonal antibody, the DNA encoding the FR region of human immunoglobulin IgG, and the DNA encoding the secretion signal of human immunoglobulin IgG Can be carried out as (A) and (B) on a case-by-case basis, respectively.
[0130]
The codon for the desired amino acid is known per se, and its selection may be arbitrarily determined. For example, it can be determined according to a conventional method in consideration of the frequency of codon usage of the host to be used. These nucleotide sequence codons can be partially modified by site-specific mutagenesis using a primer consisting of a synthetic oligonucleotide encoding the desired modification (Mark, DF, et al.) According to a conventional method. (1984) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81, 5662-5666). Therefore, when each primer is chemically synthesized, by designing each primer in advance to introduce a point mutation, it is possible to obtain DNAs encoding the variable regions of the heavy and light chains of the desired anti-Fas antibody. it can.
[0131]
By incorporating each of the thus obtained DNAs of the present invention into an expression vector, prokaryotic or eukaryotic host cells can be transformed. Furthermore, each gene can be expressed in each host cell by introducing an appropriate promoter and a sequence related to expression into these vectors.
[0132]
In addition, three types of transformants, each of which contains DNA encoding the variable region of the light chain of the humanized anti-Fas antibody of the present invention, coli pHSGMM6 SANK 73697 strain; coli pHSGHM17 SANK 73597 strain and E. coli pHSGHM17 SANK 73597 strain. E. coli pHSGHH7 SANK 73497 strain, and a transformant into which DNA encoding the variable region of the heavy chain of the humanized anti-Fas antibody of the present invention has been incorporated. The E. coli pgHSL7A62 SANK73397 strain was internationally deposited on August 22, 1997 at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) Patent Organism Depositary (National Institute of Advanced Industrial Science and Technology). BP-6071, FERM BP-6072 and FERM BP-6073, and FERM BP-6074. In addition, two transformants incorporating DNA encoding the variable region of the light chain of the humanized anti-Fas antibody of the present invention, coli pHSHM2 SANK 70198 strain and E. coli pHSHM2 SANK 70198 strain. E. coli pHSHH5 SANK 70398 strain, and a transformant into which DNA encoding the variable region of the heavy chain of the humanized anti-Fas antibody of the present invention has been incorporated. E. coli pgHPDHV3 SANK 70298 strain was internationally deposited on February 26, 1998 at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) Patent Organism Depositary (National Institute of Advanced Industrial Science and Technology). FERM BP-6272 and FERM BP-6274, and FERM BP-6273 are attached. Therefore, it is possible to obtain a DNA encoding each subunit of the humanized anti-Fas antibody protein by, for example, isolating a plasmid from the deposited strain or performing PCR using the extract of the deposited strain as a template. it can.
[0133]
According to the above method, a recombinant anti-Fas antibody can be easily produced with high yield and high purity.
[0134]
As a method for confirming that the recombinant anti-Fas antibody thus produced specifically binds to Fas, for example, the same ELISA method as in the case of evaluating the antibody titer at the time of mouse immunization is suitable.
[0135]
The molecules of the invention (not limited to antibodies) have the following functional properties a) to f), each of which can be confirmed, for example, by the method described in each item:
a) Apoptosis-inducing activity on Fas-expressing T cells: The thymus is excised from the mouse to which the molecule of the present invention has been administered, and the obtained thymocytes are used as anti-mouse Fas antibodies and antibodies that specifically recognize T cells. Apoptosis-inducing activity on Fas-expressing T cells by measuring the percentage of cells bound by both antibodies by flow cytometry;
b) Reduction of autoimmune disease symptoms in MRLgld / gld mice: MRLgld / gld mice in which a gene encoding a Fas ligand has a mutation and exhibit autoimmune disease-like symptoms [Shin Yonehara (1994) Nikkei Science Supplement 110 , 66-77] to determine whether the intraperitoneal administration of the molecule of the present invention reduces swelling of the limbs, which is an autoimmune disease-like symptom of the mouse;
c) Does not induce liver damage: Peripheral blood is collected from BALB / c mice to which the molecule of the present invention has been administered, and the glutamic acid-oxaloacetate transaminase (hereinafter referred to as “GOT”) level and glutamic acid-pyruvate transaminase (hereinafter referred to as “GOT”). The "GPT" value is measured using an automatic analyzer (for example, Model 7250; manufactured by Hitachi, Ltd.) and a reagent for the device (for example, transaminase-HRII; manufactured by Wako Pure Chemical Industries, Ltd.). When administered to a living body, the molecule of the present invention does not increase blood GOT and GPT levels, which are indicators of liver damage;
d) Therapeutic or preventive effect against fulminant hepatitis: In the experimental system in which anti-mouse Fas monoclonal antibody Jo2 is administered to mice to induce fulminant hepatitis, when the molecule of the present invention is administered simultaneously with or after Jo2 administration Investigate the effect of
e) Effect of preventing the onset of collagen-induced arthritis: Examining the effect of the administration of the molecule of the present invention on a rheumatoid arthritis model induced by administering an emulsion comprising collagen and complete Freund's adjuvant to mice;
f) Apoptosis-inducing activity on rheumatoid arthritis patient-derived synovial cells: Synovial cells collected from the affected area of rheumatoid arthritis patients are cultured, and the survival rate of the cells when the molecule of the present invention is contained in a medium is examined. .
[0136]
The molecule of the present invention does not induce apoptosis in the activities described in a) and f) above, that is, the activity of inducing apoptosis in abnormal cells, and the activities described in c) and d) in above, that is, does not induce apoptosis in normal cells. It is a substance having novel properties and having an activity of inhibiting apoptosis, and is useful as a component to be contained in a preventive or therapeutic agent for a disease caused by abnormal Fas / Fas ligand system.
[0137]
In addition, the fact that the molecule of the present invention has apoptosis-inducing activity means that cells (for example, human lymphocyte cell line HPB-ALL (Morikawa, S., et al. (1978) Int. J) Cancer 21, 166-170) or Jurkat (American Type Culture No. TIB-152) or the like, and the viability thereof is measured by an MTT assay (Green, LM, et al. (1984) J. Immunological).
[0138]
Molecules of the present invention, particularly anti-Fas antibodies whose immunogenicity for humans is almost the same as human antibodies, can be used for diseases caused by the Fas / Fas ligand system (autoimmune diseases (systemic lupus erythematosus, Hashimoto's disease, rheumatoid arthritis) , Graft-versus-host disease, Sjogren's syndrome, pernicious anemia, Addison's disease, scleroderma, Goodpasture's syndrome, Crohn's disease, autoimmune hemolytic anemia, natural infertility, myasthenia gravis, multiple sclerosis, vasedo Disease, idiopathic thrombocytopenic purpura, insulin-dependent diabetes mellitus), allergy, atopy, arteriosclerosis, myocarditis, cardiomyopathy, glomerulonephritis, aplastic anemia, hepatitis (fulminant hepatitis, chronic hepatitis, viral) Effective against hepatitis (hepatitis C, hepatitis B, hepatitis D) or alcoholic hepatitis), acquired immunodeficiency syndrome or rejection after organ transplantation It can be used as a prophylactic or therapeutic agent to. Such a prophylactic or therapeutic agent can be administered in various forms, such as oral administration by tablets, capsules, granules, powders, syrups, etc., or injections, drops, suppositories. And parenteral administration.
[0139]
The dose varies depending on symptoms, age, body weight, etc., but in the case of oral administration, it is usually about 0.1 mg to 1000 mg per day for an adult, and these are administered once or divided into several times. be able to. In the case of parenteral administration, a single dose of 0.1 mg to 1000 mg can be administered by subcutaneous injection, intramuscular injection or intravenous injection.
[0140]
【Example】
Hereinafter, the present invention will be described in more detail with reference to Examples, but the present invention is not limited thereto.
[0141]
Example 1 Preparation of antigen
To obtain soluble human Fas that does not contain the transmembrane region, the extracellular region of human Fas and the mouse interleukin 3 (IL3) receptor [Gorman, D .; M. et al. (1990) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87, 5459-5463], a plasmid vector for expression of a fusion protein with the extracellular region (hereinafter referred to as "human Fas fusion protein") was prepared. DNA encoding the human Fas fusion protein was prepared by the PCR method.
[0142]
a) Mold
In performing the PCR, the template used was an expression plasmid vector pME18S-mFas-AIC [Nishimura, Y. et al.] For a DNA encoding a fusion protein of the extracellular region of mouse Fas and the extracellular region of mouse IL3 receptor. et al. (1995) Immunol. 154, 4395-4403] and the plasmid vector pCEV4 carrying the cDNA encoding human Fas [Itoh, N. et al. , Et al. (1991) Cell 66, 233-243].
[0143]
b) Primer
In performing the PCR, the following oligonucleotide primers were synthesized:
5′-GGGGAATTCC AGTACGGAGGT TGGGGAAGCT CTTT-3 ′ (N1: SEQ ID NO: 12 in Sequence Listing),
5′-GTTTCTTCTG CCCTGTTCAC CAAGTTAGAT CTGGA-3 ′ (C3N: SEQ ID NO: 13 in Sequence Listing),
5′-TCCAGATCTA ACTTGGTGAC AGAGGCAGAA GAAAC-3 ′ (N3N: SEQ ID NO: 14 in Sequence Listing),
5'-CCCTCTAGAC GCGTCACGTG GGCATCAC-3 '(CTN2: SEQ ID NO: 15 in Sequence Listing).
[0144]
Oligonucleotides such as primers for PCR were all synthesized using an automatic DNA synthesizer (Model 380B; manufactured by PerkinElmer Japan Applied Biosystems Division) according to the manual [Matteuucci, M .; D. and Caruthers, M .; H. (1981) Am. Chem. Soc. 103, 3185-3191]. After completion of the synthesis, each oligonucleotide was cleaved from the support and deprotected, and the resulting solution was freeze-dried to form a powder. This powder was dissolved in distilled water and stored frozen at -20 ° C until use.
[0145]
c) First stage PCR
DNA fragment HFAS encoding the extracellular region of human Fas was prepared under the following conditions. In performing the PCR, an LA PCR kit (Takara Shuzo Co., Ltd.) was used.
Temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle was repeated 30 times at 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes, and then the temperature was kept at 72 ° C. for 10 minutes (hereinafter referred to as “Execution”). The reaction temperature of all PCRs in the examples was controlled by GeneAmp PCR System 9600; manufactured by PerkinElmer Japan.
[0146]
On the other hand, a DNA fragment MAIC encoding the extracellular region of mouse IL3 receptor was prepared under the following conditions.
Temperature conditions: Same as above.
[0147]
The amplified HFAS DNA and MAIC DNA after PCR were subjected to 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation, stained with 1 μg / ml ethidium bromide, and detected under ultraviolet irradiation. Was. A gel piece of each detected band portion was cut off with a razor blade, and DNA was electrically eluted using a centriluter (manufactured by Amicon) equipped with a centrifugal tube ultrafilter Centricon 10 (manufactured by Amicon). . Further, the
[0148]
d) Second stage PCR
DNA fragment FASAIC encoding human Fas fusion protein was prepared under the following conditions.
Temperature conditions: Same as the first step.
[0149]
The amplified FASAIC DNA after PCR was subjected to 1% agarose gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation, stained with 1 μg / ml ethidium bromide, and detected under ultraviolet irradiation. The gel piece of the detected band portion was cut off with a razor blade, DNA was eluted from the gel piece using a centrilutor and a centricon, concentrated, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0150]
e) Vector construction
The FASAIC DNA obtained in d) above was digested with the restriction enzymes EcoRI and XbaI (using the entire amount of the FASAIC DNA solution), followed by phenol-chloroform extraction and ethanol precipitation. This precipitate was suspended in 2 μl of sterile deionized water.
[0151]
Separately, 2 μg of plasmid pME18S-mFas-AIC was digested with EcoRI and XbaI, and then a dephosphorylated DNA fragment was prepared. This fragment was combined with FASAIC DNA digested with EcoRI and XbaI and a ligation kit (Takara Shuzo Co., Ltd.) ), Followed by the method of Hanahan [Hanahan, D .; (1983) J. Amer. Mol. Biol. 166,557-580], and Escherichia coli DH5α strain (manufactured by Gibco BRL) was transformed. An alkaline SDS method [Maniatis, T .; , Et al. (1989) in Molecular Cloning: See A Laboratory Manual (2nd Edition), Cold Spring Harbor Laboratory, NY] to obtain the desired plasmid phFas-AIC2.
[0152]
This plasmid was prepared using a plasmid large-scale preparation kit (Maxiprep DNA purification system: manufactured by Promega), and 20 μg of DNA was precipitated with ethanol, and the precipitate was sterilized with Dulbecco's PBS (-) (hereinafter referred to as “PBS”). Called Nissui Pharmaceutical Co., Ltd.).
[0153]
f) expression
COS-1 cells (American Type Culture Collection No. CRL-1650) were prepared using Dulbecco's modified Eagle's medium (hereinafter referred to as "DMEM") containing 10% fetal calf serum (manufactured by Gibco) (hereinafter referred to as "FCS"). Cell culture flask (culture area 225 cm) containing Pharmaceutical Co., Ltd.) 2 , 5% CO2 in a flask containing 5 g / L trypsin and 2 g / L ethylenediaminetetraacetic acid diacetate. 3 ml of a solution containing sodium (hereinafter, referred to as “trypsin-EDTA solution”; manufactured by Sigma) was added, and the mixture was kept at 37 ° C. for 3 minutes. The cells released from the flask were suspended in PBS and collected, washed twice with PBS, and then washed with PBS at 6 × 10 5 7 Adjusted to cells / ml. 20 μl of this cell suspension (1.2 × 10 6 Cells) and 20 μl of the above-prepared plasmid solution were mixed, placed in a chamber (manufactured by Shimadzu Corporation) with an electrode spacing of 2 mm, and set in a gene transfer apparatus (GTE-1; manufactured by Shimadzu Corporation). After that, a pulse of 600 V-30 μsec was applied twice at 1 second intervals. The cell-DNA mixture in the chamber was added to 10 ml of DMEM containing 10% FCS, and a flask for cell culture (culture area 75 cm) was added. 2 ) At 37 ° C under 7.5% carbon dioxide for 24 hours. Next, after removing the culture supernatant and washing the cells with serum-free DMEM, 10 ml of serum-free DMEM was added, and the cells were further cultured at 37 ° C. and 7.5% carbon dioxide for 24 hours to collect the culture supernatant.
[0154]
The obtained culture supernatant was placed in a dialysis tube (discharge limit molecular weight 12,000-14000; manufactured by Gibco BRL), dialyzed against 10 mM Tris-hydrochloric acid (pH 8.0), and then subjected to a Pharmacia FPLC apparatus. The crude purification of human Fas fusion protein was performed using the conditions described below:
Column: Resource Q column (trade name; φ6.4 × 30 mm, manufactured by Pharmacia);
Solvent: 10 mM Tris-HCl (pH 8.0)
Flow rate: 5 ml / min;
Elution: Sodium chloride 0.1M-0.3M, 30 minutes linear gradient.
The eluate was fractionated in 5 ml portions, and the Fas gene expression product was assayed by the ELISA method described below. First, 100 μl of each eluted fraction was placed in a well of a 96-well microplate (manufactured by Coaster) and kept at 37 ° C. for 1 hour. After removing the liquid in each well, the wells were washed three times with 100 μl / well of PBS containing 0.1% Tween 20 (Tween 20) and containing 2% bovine serum albumin (hereinafter referred to as “BSA”). 100 μl / well of PBS was added and incubated at 37 ° C. for 1 hour. After washing each well three times with 100 μl / well of PBS-Tween, the anti-mouse IL-3 receptor β subunit monoclonal antibody HC (1 mg / ml; manufactured by Medical Biology Laboratories) was washed with PBS-Tween. 100 μl / well of a 1000-fold diluted solution was added and incubated at 37 ° C. for 1 hour. Further, after each well was washed three times with 100 μl of PBS-Tween, 100 μl / well of horseradish peroxidase-labeled anti-mouse immunoglobulin antibody (manufactured by Amersham) diluted 2000-fold with PBS-Tween was added, and incubated at 37 ° C. for 1 hour. Then, each well was washed three times with 100 μl of PBS-Tween. Next, 100 μl / well of a horseradish peroxidase substrate (manufactured by Bio-Rad) was added and allowed to stand for 5 minutes, and the absorbance at 415 nm was measured using a microplate reader (Model 450; manufactured by Bio-Rad). As a result, the 19th to 23rd fractions having high absorbance were collected and used as a crude purified human Fas fusion protein sample.
[0155]
Example 2 Immunization of mice and preparation of hybridomas
(2-1) Immunity
To 1 ml of the partially purified human Fas fusion protein solution obtained in Example 1 (total protein amount: 100 μg), 25 μl of 2N hydrochloric acid, 250 μl of 9% potassium alum (1.1% final concentration), and 25 μl of 2N sodium hydroxide were added. After that, the pH was adjusted to 6.5 to 7.0 by adding about 120 μl of a 10% (w / v) aqueous sodium hydrogen carbonate solution. After standing at room temperature for about 30 minutes, pertussis killed bacteria (manufactured by Wako Pure Chemical Industries, Ltd .; 1.2 × 10 11 (Bacteria / ml) 200 μl was added and administered intraperitoneally to Fas knockout mice. As the Fas knockout mouse, a mouse obtained by the method described in Senju et al. Was used [Senju, S. et al. et al. (1996)
[0156]
(2-2) Cell fusion
The spleen was removed from the
[0157]
On the other hand, cells were cultured in an ASF104 medium (manufactured by Ajinomoto Co., Inc.) containing 10% FCS (manufactured by Gibco BRL) (hereinafter referred to as “ASF medium containing serum”) at 37 ° C. in the presence of 5% carbon dioxide gas. Concentration is 1 × 10 8 Myeloma cells NS1 (American Type Culture Collection TIB-18) cultured not to exceed cells / ml were similarly washed with serum-free RPMI medium and suspended in serum-free RPMI medium to measure the number of cells.
[0158]
3 × 10 7 NS1 cell suspension equivalent to 3 × 10 8 An equivalent number of spleen cell suspensions were mixed, centrifuged, and the supernatant was completely removed. The following cell fusion operation was performed while keeping the plastic centrifuge tube containing the pellet in a beaker containing warm water at 37 ° C. 1 ml of 50% (w / v) polyethylene glycol 1500 (manufactured by Boehringer Mannheim) is slowly added to the pellet while stirring the pellet with a pipette tip. 1 ml of serum RPMI medium was slowly added in two portions, and 7 ml of serum-free RPMI medium was further added. After centrifugation, the supernatant was removed, and 10 ml of a hypoxanthine / aminopterin / thymidine medium (hereinafter referred to as “HAT medium”; Boehringer Mannheim) containing 10% FCS was added with gentle stirring at the tip of a pipette. After adding 20 ml of HAT medium containing 10% FCS, 100 μl / well was dispensed into a 96-well microplate for cell culture and cultured at 37 ° C. under 5% carbon dioxide gas. Seven to eight days later, 100 μl / well of fresh HAT medium was added to the wells with yellowish medium. The thus obtained fusion cells were subjected to screening by the limiting dilution method described below.
[0159]
(2-3) Limit dilution
After extracting the thymus from a BALB / c mouse female (purchased from Japan SLC) 4 to 10 weeks old, it was crushed using a spatula on a mesh (Cell Strainer; Falcon), and the cells that passed through the mesh were reduced to 10%. The plate was washed twice with a hypoxanthine / thymidine medium containing FCS (hereinafter referred to as "HT medium"; manufactured by Boehringer Mannheim). Thymic cells for one mouse were suspended in 30 ml of HT medium containing 10% FCS to obtain a feeder cell solution. The culture solution containing the fused cells obtained in the above (2-2) is diluted 10 to 100 times with a feeder cell solution depending on the cell density, and the density of the fused cells is further reduced to 5 cells / ml and 1 cell / ml. Was serially diluted with a feeder cell solution to a concentration of 0.5 cells / ml. Each sample thus prepared was dispensed into a 96-well microplate for cell culture at 100 μl / well and cultured at 37 ° C. under 5% carbon dioxide for 5 days.
[0160]
(2-4) Sorting
WR19L12a cells obtained by expressing a gene encoding human Fas in mouse T lymphoma cells WR19L (American Type Culture Collection TIB-52) [Itoh, N .; et. al. (1991) Cell 66, 233-243] was cultured and grown in RPMI1640 medium containing 10% FCS at 37 ° C. under 5
[0161]
(2-5) Cloning
A single antibody that binds to WR19L12a but does not bind to WR19L is obtained by repeating the series of steps (2-3) to (2-4) five times for the cell group selected in (2-4). A few clones of hybridomas producing were obtained. For the antibodies produced by those hybridomas, the binding ability to mouse Fas was examined using the same method as in (2-4). As the cells expressing mouse Fas, L5178YA1 cells obtained by introducing a mouse Fas expression vector into a cell line L5178Y (American Type Culture Collection No. CRL-1722) which hardly expresses Fas were used. As a result, mouse-mouse hybridoma HFE7A that produces an antibody that binds to L5178YA1 cells and does not bind to L5178Y cells was selected. The mouse-mouse hybridoma HFE7A was internationally deposited on February 20, 1997, with the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) at the Patent Organism Depositary (National Institute of Bioscience and Biotechnology), under the deposit number FERM BP-5828. Was done.
[0162]
The subclass of the antibody (hereinafter, referred to as "HFE7A") produced by the mouse-mouse hybridoma HFE7A was examined using a monoclonal antibody isotyping kit (Pierce), and as a result, IgG1 and κ were found.
[0163]
Example 3 Purification of HFE7A monoclonal antibody
The mouse-mouse hybridoma HFE7A (FERM BP-5828) produced in Example 2 was cultured in 1 liter of ASF medium containing 10% FCS at 37 ° C. under 5% carbon dioxide gas, and 1 × 10 6 6 Cells were grown to cells / ml. The culture was centrifuged (1000 rpm, 2 minutes), the supernatant was discarded, and the precipitated cells were washed once with a serum-free ASF medium, resuspended in 1 liter of a serum-free ASF medium, and incubated at 37 ° C., 5
Column: DEAE-Sepharose CL-6B column (column size: 10 ml; manufactured by Pharmacia);
Solvent: 10 mM sodium phosphate buffer (pH 8.0)
Flow rate: 1 ml / min;
Elution: linear concentration gradient of 1 M sodium chloride (0-50%, 180 min).
The eluate was fractionated in 5 ml portions, and the anti-Fas antibody titer in each fraction was assayed by ELISA using a human Fas fusion protein. First, 100 μl / well of the roughly purified human Fas fusion protein solution prepared in Example 1 was placed in a 96-well microplate for ELISA, and incubated at 37 ° C. for 1 hour. Then, this solution was discarded, and each well was placed in 100 μl of PBS-Tween. / Well 3 times. Next, 100 μl / well of PBS containing 2% bovine serum albumin was added, and the mixture was incubated at 37 ° C. for 1 hour. After washing three times with 100 μl / well of PBS-Tween, 100 μl of each eluted fraction was added and incubated at 37 ° C. for 1 hour. Further, after washing three times with 100 μl / well of PBS-Tween, 100 μl / well of horseradish peroxidase-labeled anti-mouse immunoglobulin antibody (manufactured by Amersham) diluted 2000-fold with PBS-Tween was added, and reacted at 37 ° C. for 1 hour. And washed three times with 100 μl / well of PBS-Tween. Next, 100 μl / well of a horseradish peroxidase substrate (manufactured by Bio-Rad) was added and allowed to stand for 5 minutes, and then the absorbance at 415 nm of each well was measured with a microplate reader.
[0164]
As a result, the 21st to 30th fractions having a large absorbance were collected and supplied to two antibody affinity purification columns (Hitrap Protein G column,
[0165]
Example 4 cDNA cloning
(4-1) Poly (A) + Preparation of RNA
The mouse-mouse hybridoma HFE7A (FERM BP-5828) prepared in Example 2 was added to 1 liter of an ASF medium containing 10% FCS at 37 ° C. under 5% carbon dioxide gas. 6 After growing to cells / ml, cells were harvested by centrifugation and guanidine thiocyanate solution (4M guanidine thiocyanate, 1% sarkosyl, 20 mM ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA), 25 mM sodium citrate (pH 7.0), 100 mM 2- The solution was dissolved with mercaptoethanol, 0.1% antifoam A) and the solution was recovered. Poly (A) + Isolation of RNA is essentially as described in "Molecular Cloning A Laboratory Manual" [Maniatis, T .; et al. (1982) pp. 196-198]. Specifically, the following procedure was performed.
[0166]
The collected cell lysate was repeatedly inhaled and discharged several times using a 10-ml syringe equipped with a 21-G injection needle. 3 ml of 5.7 M cesium chloride-0.1 M EDTA (pH 7.5) was previously added to a polyallomer centrifuge tube for an RPS40-T rotor bucket manufactured by Hitachi, Ltd., and the cell lysate was added thereto. The solution was overlaid to fill the centrifuge tube. This was centrifuged at 30,000 rpm at 20 ° C. for 18 hours, and the obtained pellet was dissolved in 400 μl of distilled water, followed by ethanol precipitation. After dissolving the obtained pellet again in 400 μl of distilled water, an equal amount of chloroform / 1-butanol (4: 1, v / v) was added and stirred, and the aqueous layer was collected after centrifugation. This was again precipitated with ethanol, and the precipitate was dissolved in 600 μl of distilled water to obtain a total RNA sample.
[0167]
Poly (A) was obtained from 600 μg of the total RNA thus obtained by oligo (dT) cellulose column chromatography. + RNA was purified. That is, total RNA is dissolved in an adsorption buffer (0.5 M sodium chloride, 20 mM Tris-HCl (pH 7.5), 1 mM EDTA, 0.1% sodium dodecyl sulfate (SDS)) and heated at 65 ° C. for 5 minutes. After that, the solution was applied to an oligo (dT) cellulose column (
[0168]
(4-2) Determination of N-terminal amino acid sequences of heavy and light chains of HFE7A
A part of the solution containing the anti-human Fas antibody HFE7A purified in Example 3 was subjected to SDS-polyacrylamide gel electrophoresis (hereinafter referred to as “SDS-PAGE”) (gel concentration: 12%, constant voltage of 100 V, 120 minutes). After the electrophoresis, the gel was immersed in a transfer buffer (25 mM Tris-HCl (pH 9.5), 20% methanol, 0.02% SDS), and then transferred using a transfer device (KS-8451; manufactured by Marisol). The protein in the gel was transferred to a polyvinylidene difluoride membrane (hereinafter referred to as “PVDF membrane”; pore size 0.45 μm; manufactured by Millipore) previously immersed in a transfer buffer (10 V constant voltage, 4 ° C., 14 hours). . After the transfer, the PVDF membrane is washed with a washing buffer (25 mM sodium chloride, 10 mM sodium borate buffer (pH 8.0)) and then stained (50% methanol, 20% acetic acid, 0.05% Coomassie brilliant blue). For 5 minutes, and then destained with 90% methanol. In this manner, the bands corresponding to the heavy chain (the band with the lower mobility) and the light chain (the band with the higher mobility) visualized on the PVDF membrane were cut out, and washed with deionized water. , A gas phase protein sequencer (PPSQ-10; manufactured by Shimadzu Corporation) using an automated Edman method [Edman, P. et al. , Et al. (1967) Eur. J. Biochem. 1, 80] was determined for each N-terminal amino acid sequence.
[0169]
As a result, the N-terminal amino acid sequence of the band corresponding to the heavy chain
Gln-Xaa-Gln-Leu-Gln-Gln-Pro-Gly-Ala-Glu-Leu (SEQ ID NO: 16 in Sequence Listing)
And the N-terminal amino acid sequence of the band corresponding to the light chain is
Asp-Ile-Val-Leu-Thr-Gln-Ser-Pro-Ala-Ser-Leu-Ala-Val-Ser-Leu-Gly-Gln-Arg-Ala-Thr-Ile-Ser (SEQ ID NO: 17 in Sequence Listing) )
Met.
[0170]
These amino acid sequences are stored in an antibody amino acid sequence database [Kabat, E. et al. A. et al. , (1991) in Sequences of Proteins of Immunological Interest Vol. II, U.S. S. Comparison with Department of Health and Human Services], it was found that the heavy chain (γ1 chain) of HFE7A is subtype 2b and the light chain (κ chain) is
5′-GACCTCACCA TGGGATGGA-3 ′ (H1: SEQ ID NO: 18 in Sequence Listing);
5′-TTTACAGGAGAGTGGGAGA-3 ′ (H2: SEQ ID NO: 19 in Sequence Listing);
5′-AAGAAGCATC CTCTCATCTA-3 ′ (L1: SEQ ID NO: 20 in Sequence Listing);
5′-ACACTCATTC CGTTTGAAGC-3 ′ (L2: SEQ ID NO: 21 in Sequence Listing).
[0171]
(4-3) cDNA cloning
The cDNA encoding the heavy and light chains of the mouse anti-human Fas monoclonal antibody HFE7A was combined with a reverse transcriptase (RT) reaction and a PCR reaction to obtain a poly (A) derived from the HFE7A-producing hybridoma prepared in (4-1) above. ) + Cloning was performed by a method (RT-PCR) for specifically amplifying any sequence from the RNA fraction. RT-PCR was performed using RNA PCR kit (AMV) version 2 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.).
[0172]
a) Reverse transcriptase reaction
As the primer for RT-PCR, a set of oligonucleotide primers synthesized in the above (4-2) (5′-end and 3′-end primers) was used, and each primer set for heavy chain or light chain was used. RT-PCR reactions were performed individually.
[0173]
Temperature conditions: Incubation was performed at 55 ° C. for 30 minutes, at 99 ° C. for 5 minutes, and at 5 ° C. for 5 minutes.
[0174]
b) PCR
Temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 30 seconds, 60 ° C for 30 seconds, and 72 ° C for 1.5 minutes was repeated 28 times.
[0175]
After the completion of the reaction, a part of the reaction solution was taken and subjected to 1.5% agarose gel electrophoresis. As a result, in the reaction solution containing the heavy chain primer, a band of about 1.4 kbp was amplified. In the reaction solution containing the primer, a band of about 0.7 kbp was amplified.
[0176]
The cDNA amplified by these PCRs was cloned using a TA cloning kit (Invitrogen). First, 50 ng of the PCR reaction solution and pCRII vector (attached to the TA cloning kit) were added to 1 μl of a 10-fold concentration ligase reaction buffer (6 mM Tris-HCl (pH 7.5), 6 mM magnesium chloride, 5 mM sodium chloride, 7 mM β-mercaptoethanol). , 0.1 mM ATP, 2 mM DTT, 1 mM spermidine, 0.1 mg / ml bovine serum albumin), add 4 units of T4 DNA ligase (1 μl), make up to 10 μl with sterile deionized water, at 14 ° C. It was kept warm for 15 hours. Next, 2 μl of the ligase reaction solution was added to 50 μl of competent Escherichia coli TOP10F ′ (attached to the TA cloning kit) to which 2 μl of 0.5 M β-mercaptoethanol was added, and the mixture was allowed to stand on ice for 30 minutes, and then at 42 ° C. for 30 seconds. After warming, it was cooled again on ice for 5 minutes. To this, 500 μl of an SOC medium (2% tryptone, 0.5% yeast extract, 0.05% sodium chloride, 2.5 mM potassium chloride, 1 mM magnesium chloride, 20 mM glucose) was added, followed by shaking culture at 37 ° C. for 1 hour. . This culture was used as an L-broth agar medium (1% tryptone, 0.5% yeast extract, 0.5% sodium chloride, 0.1% glucose, 0.6% Bacto agar) containing 100 μg / ml ampicillin. (Manufactured by Difco)) The cells were spread on a plate and cultured at 37 ° C. overnight. A single ampicillin-resistant colony that appeared on the plate was selected, this colony was scraped off with a platinum loop, cultured in an L-broth medium containing 100 μg / ml ampicillin, and then collected by centrifugation. Plasmid DNA was prepared from the body by the alkaline method. The plasmids thus obtained were named pCR-H (plasmid holding the cDNA encoding the HFE7A heavy chain) and pCR-L (plasmid holding the cDNA encoding the HFE7A light chain), respectively.
[0177]
(4-4) Analysis of nucleotide sequence
Nucleotide sequences of cDNA encoding HFA7A heavy chain (1.4 kbp) and cDNA encoding HFE7A light chain (0.7 kbp), which are respectively retained by plasmids pCR-H and pCR-L obtained in (4-3). Using a gene sequence analyzer (310 Genetic Analyzer; manufactured by PerkinElmer Japan Co., Ltd.) [Sanger, F. et al. , Et al. (1977) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74, 5463-5467].
[0178]
The nucleotide sequences of the cDNAs encoding the HFE7A heavy and light chains determined as a result are shown in SEQ ID NOs: 8 and 10 in the sequence listing, respectively. The entire amino acid sequences of the HFE7A heavy and light chains encoded by these cDNAs are shown in
[0179]
In addition, the amino acid sequences of the heavy and light chains can be obtained from the database of antibody amino acid sequences by Kabat et al. [Kabat, E. et al. A. , Et al. (1991) in "Sequence of Proteins of Immunological Interest Vol. II": U.S. Pat. S. As a result of a comparison with heavy chain,
[0180]
Further, in the amino acid sequences of the variable regions of the heavy and light chains of HFE7A determined as described above, the positions and sequences of the respective CDRs are described in Kabat et al. A. , Et al. (1991)] and the homology of the amino acid sequence of the antibody to a database was determined. According to the literature, the chain length of the framework region in the variable region is almost constant if the subtype is the same between different antibodies, and the amino acid sequences have commonality. On the other hand, CDRs are unique sequences that are sandwiched between these framework regions. Then, as a result of comparing and examining the amino acid sequences of the heavy chain and light chain of HFE7A with those of the same subtype, the CDRs of the heavy chain of HFE7A were found to have the amino acid numbers 31 to 35 (CDRH) of SEQ ID NO: 9 in the sequence listing. 1 ), Amino acids 50-66 (CDRH) 2 ) And amino acids 99-110 (CDRH) 3 ) Was determined. Further, the CDRs of the light chain of HFE7A are as follows: amino acids 24 to 38 of SEQ ID NO: 11 in the sequence listing (CDRL 1 ), Amino acids 54-60 (CDRL) 2 ) And amino acids 93-101 (CDRL) 3 ) Was determined.
[0181]
Example 5 Preparation of Recombinant Antibody
(5-1) Construction of expression plasmid
The cDNA encoding the heavy and light chains of HFE7A cloned in Example 4 was converted into an animal cell expression vector pMS18S [Hara, T .; , Et al. (1992) EMBO J .; 11, 1875] was constructed by the method described below. First, an oligonucleotide primer for adding a restriction enzyme EcoRI recognition site to the 5 ′ end of the cDNA held by the plasmid pCR-H and adding a restriction enzyme XbaI recognition site and a stop codon to the 3 ′ end:
5'-GGGGAATTCG ACTCACCATGGGATGGA-3 '(H3: SEQ ID NO: 22 in Sequence Listing)
5′-GGGTCTAGAC TATTTACAG GAGAGTGGGA GA-3 ′ (H4: SEQ ID NO: 23 in Sequence Listing)
Was synthesized. Oligonucleotide primers for adding a restriction enzyme EcoRI recognition site to the 5 ′ end of the cDNA held by the plasmid pCR-L and adding a restriction enzyme NotI recognition site and a stop codon to the 3 ′ end:
5′-GGGGAATTCA AGAAGCATCC TCTCATCTA-3 ′ (L3: SEQ ID NO: 24 in Sequence Listing)
5′-GGGGCGGCCG CCTACTAACA CTCATTCTCTG TTGAAGC-3 ′ (L4: SEQ ID NO: 25 in Sequence Listing) was synthesized. Using each of the primers for the heavy and light chains, PCR was performed under the following conditions.
Temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a cycle of 94 ° C for 30 seconds, 60 ° C for 30 seconds, and 75 ° C for 1.5 minutes was repeated 28 times.
[0182]
After the DNA amplified by the above PCR is digested with restriction enzymes EcoRI and XbaI (heavy chain) or EcoRI and NotI (light chain), the same restriction enzymes EcoRI and XbaI (for heavy chain) or EcoRI and NotI (for light chain) are used. ) Digested and dephosphorylated expression plasmid vector for animal cells pME18S [Hara, T .; , Et al. (1992) EMBO J .; 11, 1875] and a 10-fold ligase reaction buffer (6 mM Tris-HCl (pH 7.5), 6 mM magnesium chloride, 5 mM sodium chloride, 7 mM β-mercaptoethanol, 0.1 mM ATP, 2 mM DTT, 1 mM spermidine) , 0.1 mg / ml bovine serum albumin), 4 units of T4 DNA ligase was added, and the mixture was incubated at 14 ° C for 15 hours. 2 μl of this ligase reaction solution was added to 50 μl of competent Escherichia coli JM109 strain (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), allowed to stand on ice for 30 minutes, and then allowed to stand at 42 ° C. for 30 seconds and on ice for 5 minutes. To this, 500 μl of an SOC medium (2% tryptone, 0.5% yeast extract, 0.05% sodium chloride, 2.5 mM potassium chloride, 1 mM magnesium chloride, 20 mM glucose) was added, followed by shaking culture for 1 hour. Hereinafter, a transformed E. coli strain was isolated by the method described in Example 4 (4-3), and a plasmid DNA was prepared from the strain. The plasmids thus obtained were combined with plasmids pME-H (an expression plasmid vector carrying the cDNA encoding the HFE7A heavy chain) and plasmid pME-L (an expression plasmid vector carrying the cDNA encoding the HFE7A light chain). Named. Transformed E. coli strains carrying these plasmids coli pME-H and E. coli. coli pME-L has been internationally deposited on March 12, 1997 at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) Patent Organism Depositary (National Institute of Advanced Industrial Science and Technology) with deposit numbers FERM BP. -5868 and FERM BP-5867.
[0183]
(5-2) Expression in COS-7 cells
Transformation of the plasmids pME-H and pME-L obtained in the above (5-1) into COS-7 cells was performed by electroporation using a gene transfer device (ECM600: manufactured by Beatty X). . First, COS-7 cells (American Type Culture Collection No. CRL-1651) were placed in a cell culture flask (culture area 225 cm) containing DMEM containing 10% FCS. 2 ; Sumitomo Bakelite Co., Ltd.) until the cells became semi-confluent. After removing the medium, 3 ml of a trypsin-EDTA solution (Sigma) was added and incubated at 37 ° C. for 3 minutes. The released cells are collected, washed twice with PBS, and then washed with 5 × 10 5 with PBS. 6 Adjusted to cells / ml. In addition, 20 μg of each of plasmids pME-H and pME-L prepared using a plasmid large-scale preparation kit (Maxiprep / DNA Purification System: manufactured by Promega) was ethanol-precipitated, and then dissolved in 20 μl of sterilized PBS. When co-transfection was performed with two types of plasmids, 20 μg of each plasmid was used. 20 μl of the cell suspension prepared as described above (1.2 × 10 6 The cells were mixed with 20 μl of the plasmid solution, placed in a chamber (manufactured by Beatty X Corp.) with an electrode spacing of 2 mm, set in a gene transfer apparatus, and a pulse of 10 msec was applied once at a setting of 150 V and 900 μF. The cell-DNA mixture in the chamber was added to 40 ml of DMEM containing 10% FCS, and cultured in a plastic dish for cell culture at 37 ° C. under 5% carbon dioxide for 24 hours. Next, the culture supernatant was removed, and the cells were washed with a serum-free DMEM medium. Then, 40 ml of serum-free DMEM was added, and the cells were further cultured at 37 ° C. under 5% carbon dioxide for 72 hours to collect the culture supernatant.
[0184]
COS-7 cells were each transformed with the plasmids or combinations of plasmids described below, and the culture supernatants of the transformants were collected by the above method:
[A] pME-H only;
[B] pME-L only;
[C] Co-transfection of pME-H and pME-L.
[0185]
(5-3) Detection of anti-Fas antibody in culture supernatant of transformant
Whether the anti-Fas antibody was produced in the culture supernatant of the transformed COS-7 cell prepared in the above (5-2) was determined by the ELISA method using the human Fas fusion protein as an antigen described in Example 3 as an antigen. Examined. As a result, it was confirmed that only in the case of co-transfection with pME-H and pME-L ([C] above), an antibody that reacts with the human Fas fusion protein was produced in the culture supernatant.
[0186]
Example 6 Restriction of epitope
(6-1) ELISA
The peptide described below was synthesized using an automatic peptide synthesizer (Model 430A; PerkinElmer Japan Applied Biosystems Division) using the Fmoc solid-phase synthesis method [Carpino, L. et al. A. and Han, G .; Y. (1970) J.I. Amer. Chem. Soc. 92, 5748-5549].
Arg-Leu-Ser-Ser-Lys-Ser-Val-Asn-Ala-Gln-Val-Thr-Asp-Ile-Asn-Ser-Lys-Gly-Leu (P1: SEQ ID NO: 26 in Sequence Listing);
Val-Thr-Asp-Ile-Asn-Ser-Lys-Gly-Leu-Glu-Leu-Arg-Lys-Thr-Val-Thr-Thr-Val-Glu (P2: SEQ ID NO: 27 in Sequence Listing);
Glu-Leu-Arg-Lys-Thr-Val-Thr-Thr-Val-Glu-Thr-Gln-Asn-Leu-Glu-Gly-Leu-His-His-Asp (P3: SEQ ID NO: 28 in Sequence Listing);
Thr-Gln-Asn-Leu-Glu-Gly-Leu-His-His-Asp-Gly-Gln-Phe-Cys-His-Lys-Pro-Cys-Pro-Pro (P4: SEQ ID NO: 29 in Sequence Listing);
Gly-Gln-Phe-Cys-His-Lys-Pro-Cys-Pro-Pro-Gly-Glu-Arg-Lys-Ala-Arg-Asp-Cys-Thr-Val (P5: SEQ ID NO: 30 in Sequence Listing);
Gly-Glu-Arg-Lys-Ala-Arg-Asp-Cys-Thr-Val-Asn-Gly-Asp-Glu-Pro-Asp-Cys-Val-Pro-Cys-Gln (P6: SEQ ID NO: 31 in Sequence Listing) );
Asn-Gly-Asp-Glu-Pro-Asp-Cys-Val-Pro-Cys-Gln-Glu-Gly-Lys-Glu-Tyr-Thr-Asp-Lys-Ala (P7: SEQ ID NO: 32 in Sequence Listing);
Glu-Gly-Lys-Glu-Tyr-Thr-Asp-Lys-Ala-His-Phe-Ser-Ser-Lys-Cys-Arg-Arg-Cys-Arg (P8: SEQ ID NO: 33 in Sequence Listing);
His-Phe-Ser-Ser-Lys-Cys-Arg-Arg-Cys-Arg-Leu-Cys-Asp-Glu-Gly-His-Gly-Leu-Glu-Val (P9: SEQ ID NO: 34 in Sequence Listing);
Leu-Cys-Asp-Glu-Gly-His-Gly-Leu-Glu-Val-Glu-Ile-Asn-Cys-Thr-Arg-Thr-Gln-Asn-Thr (P10: SEQ ID NO: 35 in Sequence Listing);
Glu-Ile-Asn-Cys-Thr-Arg-Thr-Gln-Asn-Thr-Lys-Cys-Arg-Cys-Lys-Pro-Asn-Phe-Phe-Cys (P11: SEQ ID NO: 36 in Sequence Listing);
Lys-Cys-Arg-Cys-Lys-Pro-Asn-Phe-Phe-Cys-Asn-Ser-Thr-Val-Cys-Glu-His-Cys-Asp-Pro (P12: SEQ ID NO: 37 in Sequence Listing);
Asn-Ser-Thr-Val-Cys-Glu-His-Cys-Asp-Pro-Cys-Thr-Lys-Cys-Glu-His-Gly-Ile-Ile-Lys (P13: SEQ ID NO: 38 in Sequence Listing);
Cys-Thr-Lys-Cys-Glu-His-Gly-Ile-Ile-Lys-Glu-Cys-Thr-Leu-Thr-Ser-Asn-Thr-Lys-Cys (P14: SEQ ID NO: 39 in Sequence Listing);
Glu-Cys-Thr-Leu-Thr-Ser-Asn-Thr-Lys-Cys-Lys-Glu-Glu-Gly-Ser-Arg-Ser-Asn (P15: SEQ ID NO: 40 in Sequence Listing);
Ser-Ser-Gly-Lys-Tyr-Glu-Gly-Gly-Asn-Ile-Tyr-Thr-Lys-Lys-Glu-Ala-Phe-Asn-Val-Glu (P16: SEQ ID NO: 41 in Sequence Listing).
[0187]
P1 to P15 are partial sequences of the amino acid sequence from
[0188]
Each of P1 to P16 was completely dissolved in 48 μl of dimethyl sulfoxide (hereinafter referred to as “DMSO”), and then adjusted to a total volume of 0.8 ml by adding PBS containing 1 mM 2-mercaptoethanol. did.
[0189]
A peptide corresponding to the extracellular region of the human Fas molecule having a carboxyl group added to the C-terminus was diluted to a concentration of 50 μg / ml with a 0.05 M carbonate-bicarbonate buffer (pH 9.6) containing 10 mM 2-mercaptoethanol. 50 μl / well was placed in a 96-well ELISA plate (manufactured by Nunc). The plate was allowed to stand at 4 ° C. overnight to adsorb the peptide on the inner surface of the well. The solution in each well was discarded, and the well was washed four times with PBS-Tween. PBS containing 1% (w / v) bovine serum albumin (A3803 manufactured by Sigma) was dispensed at 100 μl / well and incubated at 37 ° C. for 1 hour. After washing each well four times with PBS-Tween, 50 μl of HFE7A and CH11 adjusted to 5 μg / ml with PBS were added to each well. After incubating at 37 ° C. for 1 hour, each well was washed four times with PBS-Tween. A horseradish peroxidase-labeled goat anti-mouse immunoglobulin antibody (manufactured by Amersham) diluted 1000-fold with PBS was dispensed at 50 μl / well, incubated at 37 ° C. for 1 hour, and then each well was washed with PBS-Tween for 4 hours. Washed twice. A horseradish peroxidase substrate (manufactured by Bio-Rad) was dispensed at 100 μl / well into each well, and allowed to stand at room temperature for 15 minutes. Then, the absorbance at 415 nm of each well was measured with a microplate reader (manufactured by Corona). As a positive control, the human Fas fusion protein prepared in Example 1 was used instead of the synthetic peptide.
[0190]
As a result, only the wells to which P11 was adsorbed among the synthetic peptides showed high absorbance, indicating that HFE7A specifically bound to the amino acid sequence contained in P11 (FIG. 3).
[0191]
(6-2) Restriction of epitope by competition between synthetic peptide and human Fas on cell surface (competition assay method)
First, the peptides described below were synthesized:
His-Gly-Leu-Glu-Val-Glu-Ile-Asn-Cys-Thr (P95: SEQ ID NO: 42 in Sequence Listing);
Glu-Ile-Asn-Cys-Thr-Arg-Thr-Gln-Asn-Thr (P100: SEQ ID NO: 43 in Sequence Listing);
Arg-Thr-Gln-Asn-Thr-Lys-Cys-Arg-Cys-Lys (P105: SEQ ID NO: 1 in Sequence Listing);
Lys-Cys-Arg-Cys-Lys-Pro-Asn-Phe-Phe-Cys (P110: SEQ ID NO: 44 in Sequence Listing);
Pro-Asn-Phe-Phe-Cys-Asn-Ser-Thr-Val-Cys-Glu-His-Cys-Asp (P115L: SEQ ID NO: 45 in Sequence Listing);
Gly-Lys-Ile-Ala-Ser-Cys-Leu-Asn-Asp-Asn (D355-364: SEQ ID NO: 46 in Sequence Listing).
[0192]
P95, P100, P105 and P110 are partial sequences consisting of 10 residues near the amino acid sequence corresponding to P11 in the extracellular region of human Fas (corresponding to positions 95 to 128 of the extracellular region of human Fas). The amino acid sequence overlaps with other peptides by 5 residues each. P115L has a 10 residue amino acid sequence that overlaps 5 residues with P110:
Pro-Asn-Phe-Phe-Cys-Asn-Ser-Thr-Val-Cys (P115:
Is expected to have low solubility, and is extended by 4 residues on the C-terminal side. D355-364 is a peptide with no homology to human Fas and was used as a negative control. After dissolving each of the above peptides except P115L in 16 μl of DMSO, PBS containing 1 mM 2-mercaptoethanol was added to adjust the total volume to 0.8 ml to prepare a peptide solution. P115L was dissolved in 48 μl of DMSO, and then adjusted to a total volume of 0.8 ml by adding PBS containing 1 mM 2-mercaptoethanol.
[0193]
0.25 μg of HFE7A and each of the above peptide solutions (equivalent to 200 μg of peptide) were mixed in a micro test tube, and the total volume was adjusted to 100 μl with PBS containing 1 mM 2-mercaptoethanol. This was kept at 37 ° C. for 2 hours while stirring at 10 to 20 rpm, and then FCS was added to a final concentration of 5% to prepare a peptide-antibody mixed solution.
[0194]
WR19L12a cells were grown by the method described in Example 2, collected by centrifugation, and grown to a cell density of 1 × 10 4 using serum-free RPMI medium. 7 Adjusted to cells / ml. The cell suspension was dispensed at 100 μl / well into a U-shaped bottom 96-well plate, and centrifuged at 4 ° C. and 1000 rpm for 3 minutes using a microplate swing rotor to remove the supernatant. 100 μl of each peptide-antibody mixture was added to the pellet, and pipetting was performed once or twice. After standing at 4 ° C. for 30 minutes, the mixture was centrifuged to remove the supernatant. The pellet was washed three times with the flow cytometry buffer, and then 50 μl / well of a FITC-labeled goat anti-mouse IgG antibody (manufactured by Kappel) diluted 250-fold with the flow cytometry buffer was added. Pipette once. The plate was allowed to stand at 4 ° C. for 30 minutes in the dark, and then centrifuged to remove the supernatant. The pellet was washed three times with a flow cytometry buffer, and a 10% neutral buffered formalin solution for tissue fixation (manufactured by Wako Pure Chemical Industries, Ltd.) diluted 10-fold with PBS was added at 50 μl / well. After pipetting once or twice, the plate was allowed to stand at 4 ° C. for 12 hours or more while shielding the light from light to fix the cells. After 100 μl / well of a buffer for flow cytometry was added and suspended, the mixture was centrifuged and the supernatant was removed. After the pellet was washed three times with a flow cytometry buffer, the suspension suspended in 500 μl / well of a flow cytometry buffer was analyzed with a flow cytometer (Cytoace-150; manufactured by JASCO Corporation). (Excitation wavelength: 488 nm, detection wavelength: 530 nm), and the average value of the FITC fluorescence intensity per cell was calculated. Furthermore, the value when no peptide-antibody mixture was added was 0%, and the value of D355-364 was 100%, and the average fluorescence intensity of each sample was calculated.
[0195]
As a result, P105 strongly inhibited the binding between HFE7A and WR19L12a cells, and P100 and P110, which overlap the amino acid sequence of P105 by half each, inhibited the binding between HFE7A and WR19L12a cells by about 50% and 60%, respectively. It has been found. No binding inhibition was observed for P95 and P115L, which do not completely overlap the amino acid sequence of P105 (FIG. 4). From the above results, it was shown that P105 has an amino acid sequence sufficient to inhibit the binding of HFE7A to human Fas, and that the epitope of HFE7A is included in the amino acid sequence corresponding to P105. The portion corresponding to P105 is a region where the amino acid sequence is conserved between human Fas and mouse Fas.
[0196]
Example 7 Binding ability of HFE7A to monkey Fas
The tests described below were performed using 40 ml of peripheral blood from chimpanzees (Sanwa Chemical Laboratory Kumamoto Primate Park), 20 ml of peripheral blood of Japanese macaques, 20 ml of peripheral blood of cynomolgus monkeys, or 3 ml of peripheral blood of marmoset. First, peripheral blood to which heparin (Novoheparin: manufactured by Novo) was added was quietly added to an equal volume of Ficoll-Pak solution (specific gravity: 1.077; for cynomolgus monkeys, the specific gravity was adjusted to 1.072: manufactured by Pharmacia). And centrifuged at 1700 rpm for 30 minutes to collect a peripheral blood mononuclear cell fraction. The peripheral blood mononuclear cell fraction was washed twice with Hanks' balanced salt solution, and then washed with RPMI1640 medium containing 10% FCS at 1 × 10 6. 6 The cells were suspended to give cells / ml. Phytohemagglutinin-P (manufactured by Sigma) was added to this suspension to a final concentration of 5 μg / ml, and the mixture was cultured at 37 ° C. for 24 hours under 5% carbon dioxide gas, and then centrifuged to collect and wash the cells. Thereafter, the cells were resuspended in RPMI1640 medium containing 10% FCS. Activated lymphocytes were obtained by adding interleukin 2 (manufactured by Amersham) to this suspension to a final concentration of 10 units / ml and culturing at 37 ° C. under 5% carbon dioxide for 72 hours.
[0197]
Next, this activated
[0198]
Example 8 Apoptosis-inducing activity of HFE7A on T cells in vivo in mice
For a 6-week-old female C3H / HeJ mouse (purchased from CLEA Japan), 0.05 mg or 0.1 mg / individual HFE7A monoclonal antibody (both dissolved in 500 μl of PBS) or 500 μl of PBS Was administered intraperitoneally (3 mice per group), and 42 hours after administration, the mice were anesthetized with ether and the thymus was removed. The extracted thymus was washed with RPMI medium containing 10% FCS, and then crushed using a spatula on a mesh (Cell Strainer; manufactured by Falcon), and the cells that passed through the mesh were twice washed with RPMI1640 medium containing 10% FCS. Washed. After measuring the number of cells, 1 × 10 6 was added to RPMI1640 medium containing 10% FCS. 6 Thymocytes suspended at 50 μl / cell were dispensed at 50 μl / well into a U-bottom 96-well microplate (manufactured by Nunc) and centrifuged (90 × g, 4 ° C., 10 minutes).
[0199]
The supernatant was removed and the following fluorescently labeled antibody solution (a) or (b) was added to each well:
(A) 0.5 mg / ml FITC-labeled anti-mouse CD95 (Fas) antibody (Jo2: manufactured by Pharmingen) 10 μl / well and 0.5 mg / ml phycoerythrin (hereinafter referred to as “PE”)-labeled anti-mouse CD90 antibody (Thy-1.2: manufactured by Cedarane) 10 μl / well (CD90 is a surface antigen specifically expressed on T cells);
(B) 10 μl / well of 0.5 mg / ml FITC-labeled anti-mouse CD4 antibody (L3T4: manufactured by Pharmingen) and 0.2 mg / ml of PE-labeled anti-mouse CD8 antibody (Ly-2: manufactured by Pharmingen) ) 10 μl / well.
[0200]
The plate was shaken to stir the well, left on ice for 1 hour, and then centrifuged (90 × g, 4 ° C., 10 minutes). After removing the supernatant and washing twice with 100 μl / well of a buffer for flow cytometry, 50 μl / well of a 3.7% formalin solution was added, and the cells were fixed by allowing to stand on ice for 10 minutes. The supernatant was removed by centrifugation (90 × g, 4 ° C., 10 minutes), and the precipitated cells were washed again with 100 μl / well of flow cytometry buffer and suspended in 100 μl / well of flow cytometry buffer. It became cloudy. Using the cell suspension in each well thus obtained as a sample, 1 × 10 4 was measured using a flow cytometer (Epix Elite: manufactured by Coulter). 4 The fluorescence of the cells / sample was measured under the conditions described below:
Excitation wavelength: 488 nm;
Detection wavelength: 530 nm (FITC), 600 nm (PE).
[0201]
From the measurement data, the fluorescence distribution of FITC and PE of the cell population of each sample was prepared. For the sample to which the fluorescently labeled antibody of (a) was added, Fas-positive and CD90-positive cells (hereinafter referred to as “Fas + CD90 + ) Of the total cell number was calculated. Similarly, for the sample to which the fluorescent-labeled antibody of (b) above was added, CD4 + CD8 + cells (hereinafter “CD4 + CD8 + ") Or CD4-positive CD8-negative cells (hereinafter" CD4 + CD8 − ) In the total number of cells.
[0202]
Table 1 shows the results.
[0203]
[Table 1]
(Value is%)
In the thymocytes of the mice to which HFE7A was administered, the T cells expressing Fas (Fas + CD90 + ) Was significantly reduced at all doses. CD4, which is known to have remarkable Fas expression, + CD8 + Cell group and CD4 + CD8 − The number of the cell group was also significantly reduced by the administration of HFE7A as compared with the group to which only PBS was administered.
[0204]
The above results indicate that the anti-Fas monoclonal antibody HFE7A has apoptosis-inducing activity on T cells expressing Fas molecules in vivo.
[0205]
Example 9 Effect of HFE7A on autoimmune disease model
Using the MRLgld / gld mouse, which is a mutant of the Fas ligand gene and a model mouse for systemic lupus erythematosus-like autoimmune disease, the effect of the administration of the anti-Fas monoclonal antibody HFE7A on the symptoms of autoimmune disease is described below. investigated.
[0206]
Intraperitoneally 18-week-old MRL gld / gld mice (purchased from Japan SLC, Inc.), 0.2 mg or 0.5 mg of HFE7A prepared in Example 3 (dissolved in 500 μl of PBS), Alternatively, 500 μl of PBS was each administered once.
[0207]
Swelling of the wrist and ankle of each test mouse caused by autoimmune disease symptoms was observed, the degree of swelling was evaluated, and the change over time in each group was examined [Shin Yonehara (1994) Nikkei Science Supplement 110, 66] -77]. As a result, it became clear that the degree of swelling of the wrist and ankle was significantly reduced by HFE7A administration.
[0208]
In addition, the thymus was excised from these test mice, and the percentage of T cells expressing Fas in the thymus was examined by the method described in Test Example 1 above. The number of T cells expressing Fas significantly decreased.
[0209]
Example 10 Hepatotoxicity test
BALB / c mice were administered intraperitoneally with any of the following:
i) 0.2 mg of HFE7A (dissolved in 500 μl of PBS);
ii) HFE7A 0.5 mg (dissolved in 500 μl PBS);
iii) Jo2 (Pharmingen) 0.1 mg (dissolved in 500 μl of PBS);
iv) 500 μl of PBS only.
[0210]
Of the above, Jo2 is a known anti-mouse Fas antibody having apoptosis-inducing activity. Eight hours, 24 hours and 72 hours after administration, whole blood was collected from the posterior vena cava under light ether anesthesia from mice at 8 hours, 72 hours after administration, and glutamate-oxaloacetate transaminase in each sample blood. (Hereinafter referred to as “GOT”) value and glutamate-pyruvate transaminase (hereinafter referred to as “GPT”) value were measured by an automatic analyzer (Model 7250; manufactured by Hitachi, Ltd.) and a reagent for the same (Transaminase-HRII; The measurement was carried out using Kojun Pharmaceutical Co., Ltd.). As a result, the GOT value and the GPT value increased sharply after 3 hours in the Jo2-administered group, whereas the GOT value and the GPT value in the HFE7A-administered group hardly changed as in the group administered only with PBS (FIG. 5). . The above results indicated that HFE7A did not induce liver damage.
[0211]
Example 11 Effect on fulminant hepatitis model
It is known that when the anti-mouse Fas antibody Jo2 is administered intraperitoneally to mice, the mice develop fulminant hepatitis within a few hours and die [Ogasawara, J. et al. , Et al. (1993) Nature 364, 806]. Therefore, in order to examine the effect of HFE7A on liver injury caused by Jo2, the survival rate of mice when HFE7A was administered simultaneously with or after Jo2 was examined. Antibodies were administered intraperitoneally to 6-week-old BALB / c mouse females (3 mice per group: purchased from Japan SLC, Inc.) under the following conditions and observed over time:
(A) Jo2 0.1 mg / 0.5 ml;
(B) Jo2 0.01 mg / 0.5 ml;
(C) Jo2 0.1 mg and HFE7A 0.5 mg / 0.5 ml (simultaneous administration);
(D) Jo2 0.1 mg and HFE7A 0.05 mg / 0.5 ml (simultaneous administration);
(E) After administration of 0.01 mg / 0.2 ml of Jo2,
20 minutes later, HFE7A was administered at 0.1 mg / 0.2 ml.
[0212]
FIG. 6 shows the result. In the case of single administration of Jo2, all mice died within 9 hours in both cases of 0.1 mg / individual and 0.01 mg / individual ((A) and (B)). However, when HFE7A was co-administered (0.5 mg / individual, 0.05 mg / individual) during the administration of Jo2 ((C) and (D)), the mice did not show any abnormality even after several weeks of administration. It was found that the administration of HFE7A can prevent the onset of fulminant hepatitis. Furthermore, even when HFE7A was administered 20 minutes after the administration of Jo2, the mouse was normal and no external symptoms were observed. Therefore, it was derived from the damage of normal tissues via the Fas / Fas ligand system in the liver and the like. HFE7A has been shown to have prophylactic and therapeutic effects on various diseases.
[0213]
Example 12 Effect on Rheumatoid Arthritis
1) Preventive effects on collagen-induced arthritis
A CD1F1 mouse (a 6-week-old female, purchased from Charles River Japan Co., Ltd.), an F1 mouse obtained by mating a female BALB / c mouse with a male DBA / 1J mouse, was acclimated for 1 week. The method described in the literature [Phadke, K .; (1985) Immunopharmacol. 10, 51-60], a 0.3% solution of bovine type II collagen (50 mM acetic acid solution, manufactured by Collagen Technology Workshop) was diluted to 50% acetic acid to 0.2% (2 mg / ml), and the Of Freund's complete Freund's adjuvant (manufactured by Difco) and emulsified. Then, using a plastic 1 ml syringe equipped with a tuberculin needle, 100 μl (as bovine type II collagen) was injected into the base of the ridge of the mouse held in an intravenous incubator. (Equivalent to 100 μg). One week after the first sensitization, booster immunization was performed under the same conditions as above. At the time of booster, 100 μg of HFE7A or mouse IgG for control was intraperitoneally administered (6 mice in each group). From 5 weeks after the first sensitization, swelling of the extremities began to be observed. The joints of the extremities are observed macroscopically, and the method described in the literature [Wood, F. et al. D. , Et al. (1969) Int. Arch. Allergy Appl. Immunol. 35, 456-467], and the degree of swelling was scored. The score was determined for each limb according to the following criteria:
0: No symptoms;
1: Only one small joint such as a finger of a limb swells and reddens;
2: Swelling and redness of two or more small joints or relatively large joints such as wrists and ankles;
3: One hand or foot is swollen and red.
[0214]
That is, the score of one individual when all the limbs are swollen to the maximum is 12. An individual having a total limb score of 1 or more was defined as a “mouse onset”.
[0215]
The results are shown in FIG. In the control group to which non-specific mouse IgG was administered, all mice developed by 7 weeks after the first sensitization, whereas half of the mice in the HFE7A administration group did not develop any disease by 8 weeks. (FIG. 7A). The average score was lower in the HFE7A-administered group than in the control group (FIG. 7B).
[0216]
2) Apoptosis-inducing ability for synovial cells from rheumatic patients
The effect of HFE7A on the survival rate of synovial cells derived from patients with rheumatoid arthritis was examined by the method described below using mitochondrial reduction ability as an index. First, synovial tissue collected from the affected part of a human rheumatoid arthritis patient was minced with scissors in Dulbecco's modified Eagle's medium (Gibco) containing 10% fetal bovine serum (Sumit), and fat was removed. Collagenase (manufactured by Sigma) was added at 5 μg / ml, and the mixture was incubated at 37 ° C. for 90 minutes. Cultured in Dulbecco's modified Eagle's medium containing 10% fetal bovine serum under conditions of 37 ° C. and 5% carbon dioxide gas was used as rheumatoid patient-derived synovial cells.
[0219]
The thus-obtained synovial cells derived from a rheumatic patient were converted into single cells by trypsin treatment and then 1 × 10 5 in Dulbecco's modified Eagle's medium containing 10% fetal calf serum. 5 After suspending to 2 cells / ml, 2 × 10 4 Cells were seeded at 200 μl / well and cultured at 37 ° C. under 5% carbon dioxide for 6 days. After removing the culture supernatant, the cells were washed three times with Hanks buffer (manufactured by Gibco), and 200 μl of Dulbecco's modified Eagle's medium containing 10 ng / ml to 1000 ng / ml of HFE7A (10-fold dilution series) and 10% fetal bovine serum was added. Was added. After culturing at 37 ° C. and 5% carbon dioxide for 20 hours, 1 mg / ml XTT (2,3-bis [2-methoxy-4-nitro-5-sulfophenyl] -2H-tetrazolium-5-carboxanilide inner salt:
[0218]
The cell viability in each well was calculated by the following formula:
Survival rate (%) = 100 × (ab) / (c−b)
(In the formula, a represents a measured value of a test well, b represents a measured value of a cell-free well, and c represents a measured value of a well in which no antibody is added.)
The results are shown in Table 2. HFE7A inhibited the survival of rheumatoid patient-derived synovial cells in a concentration-dependent manner.
[0219]
[Table 2]
Example 13 Design of HFE7A Humanized Antibody
(1) Molecular modeling of the variable region of HFE7A
Molecular modeling of the variable region of HFE7A was performed using a method generally known as homology modeling [see Methods in Enzymology 203, 121-153 (1991)]. That is, a protein data bank (Chemistry Department, Building 555, Brokhaven National Laboratory,
[0220]
According to the classification of Cottia et al., Among CDRs of HFE7A, CDRL 2 Is
[0221]
For the obtained molecular model, the accuracy of the structure was evaluated using software procheck (PROCHECK: see J. Appl. Cryst. (1993) 26, 283-291), and then the surface exposure of each residue was performed. The degree was calculated and the presence or absence of interatomic contact was searched.
[0222]
(2) Acceptor selection
The light chain and heavy chain subgroups of HFE7A show 79% identity with the subgroup κIV in the light chain and 79% with subgroup I in the heavy chain in comparison with the consensus sequence of each subgroup of human antibodies. Was. However, no human antibody with this combination was present. As a human antibody in which the light chain and the heavy chain are derived from the same antibody, and both show 70% or more identity, 8E10'CL whose light chain is subgroup κIII and whose heavy chain is subgroup I was selected. .
[0223]
(3) Selection of donor residue to be transplanted to acceptor
Using a software chameleon (manufactured by Oxford Molecular Limited), the amino acid sequences of the light chain and heavy chain of HFE7A and the acceptor were aligned, and the following procedures were performed in accordance with the requirements of a) to d) described above. The humanized variable region sequences shown in the examples were designed, and the following plasmids were constructed as recombinant vectors containing the nucleotide sequence of the DNA encoding the anti-human Fas humanized antibody.
[0224]
Example 14 Preparation of DNA Encoding Humanized Light Chain
(1) Cloning of cDNA encoding full length human light chain (κ chain)
Prior to humanizing the light chain amino acid sequence of mouse anti-human Fas antibody HFE7A, human immunoglobulin (hereinafter referred to as “Ig”) light chain cDNA containing a constant region was cloned.
[0225]
1) Synthesis of primer
The cDNA encoding the human light chain was separated by PCR. In carrying out the PCR, the following two primers were synthesized:
5′-GCGAATTCTG CCTGACTACTA TCAGAGTTTC CTCA-3 ′ (HVKII5-4: SEQ ID NO: 47 in Sequence Listing);
5'-GCTCTAGATAG AGGTGAAAGA TGAGCTGGAG GA-3 '(HKCL3-3: SEQ ID NO: 48 in Sequence Listing).
[0226]
2) Construction of plasmid containing human Ig light chain cDNA
A cDNA containing the full length human Ig light chain was prepared by PCR, inserted into a plasmid, and cloned in E. coli.
[0227]
An HL-DNA fragment encoding the full length human Ig light chain was prepared under the following conditions.
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 100 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0228]
The HL-DNA fragment thus prepared was inserted into a plasmid pCR3DNA using a TA cloning kit for eukaryotes (manufactured by Invitrogen) according to the protocol specified by the manufacturer, and the competent kit previously attached to the kit was used. It was introduced into E. coli TOP10F 'strain. As a result, a plasmid pHL15-27 carrying an HL-DNA fragment which is a cDNA of a human Ig light chain was obtained.
[0229]
(2) Construction of humanized antibody light chain expression vector for HFE7A
1) Construction of humanized HFE7A-light chain expression vector plasmid
In humanizing the light chain amino acid sequence of the mouse anti-human Fas antibody HFE7A, the 47th amino acid (proline) and the 49th amino acid (lysine) from the N-terminal side of the HFE7A light chain amino acid sequence (hereinafter referred to as "region I") Are replaced with alanine and arginine, respectively, which are conserved in the human light chain (κ chain), and the amino acid at position 80 (histidine), the amino acid at position 81 (proline), the amino acid at position 82 (valine), the amino acid at position 84 ( Glutamic acid), the 85th amino acid (glutamic acid), the 87th amino acid (alanine) and the 89th amino acid (threonine) (hereinafter referred to as “region II”), each of which is conserved in a human light chain (κ chain); Place on arginine, leucine, proline, alanine, phenylalanine, valine The replacement was designated as "HH type".
[0230]
The “HM type” was obtained by replacing region I with human amino acid residues and leaving region II as mouse amino acid residues.
[0231]
Furthermore, those in which the amino acid residues of mouse in both region I and region II were left as "MM type".
[0232]
Hereinafter, expression plasmids having these three types of humanized anti-human Fas antibody HFE7A-light chain amino acid sequences were respectively constructed.
[0233]
2) Synthesis of primers for preparing light chain variable and constant regions of humanized HFE7A
DNA encoding the HH-type polypeptide chain (SEQ ID NO: 50 in the sequence listing) obtained by fusing the variable region of each humanized anti-Fas antibody HFE7A-light chain with the constant region of a human Ig light chain (κ chain) SEQ ID NO: 49), DNA encoding the HM type polypeptide chain (SEQ ID NO: 52 in the sequence listing) (SEQ ID NO: 51 in the sequence listing) and DNA encoding the MM type polypeptide chain (SEQ ID NO: 54 in the sequence listing) The synthesis of SEQ ID NO: 53) in the column list was performed by a combination of the PCR methods.
[0234]
In performing the PCR, the following thirteen oligonucleotide primers were synthesized:
5'-CCCAAGCTTA AGAAGCATCC TCTCATCTAG TTCT-3 '(7AL1P: SEQ ID NO: 55 in Sequence Listing);
5′-GAGAGGGTGG CCCTCTCCCC TGGAGACAGA GACAAAGTAC CTGG-3 ′ (7AL1N: SEQ ID NO: 56 in Sequence Listing);
5′-CCAGGTACTTTTGTCTCTGTCTCCAGGGGAGAGGGCCACCCTCTC-3 ′ (7AL2P: SEQ ID NO: 57 in Sequence Listing);
5'-GATTCGAGATTGGATGCAGCATAGATGAGAGTCTGGGTGCCTG-3 '(7AL2N: SEQ ID NO: 58 in Sequence Listing);
5'-GCTGCATCCAATCTCGAATCTGGGATCCCAGACAGGTTTAGTGGC-3 '(7AL3PA: SEQ ID NO: 59 in Sequence Listing);
5′-AAAATCCGCC GGCTCCAGAC GAGAGATGGT GAGGGTGAAG TCTGTCCCAG AC-3 ′ (7AL3N: SEQ ID NO: 60 in Sequence Listing);
5′-CTCGTCTGGA GCCGGCGGAT TTTGCAGTCT ATTACTGTCA GCAAAGTAAT GAGGATCC-3 ′ (7AL4P: SEQ ID NO: 61 in Sequence Listing);
5′-TGAAGACAGA TGGTGCAGCC ACATCCGGT TGATTTCCAG CCTGGTGCCT TGACC -3 ′ (7AL4N: SEQ ID NO: 62 in Sequence Listing);
5′-GGTCAAGGCA CCAGGCTGGA AATCAAACGG ACTGTGGCTG CACATCTGT CTTCA -3 ′ (7ALCP: SEQ ID NO: 63 in Sequence Listing);
5'-CCCCGAATTCT TACTAACACT CTCCCCTGTT GAAGCTCTTT GTGAC-3 '(7ALCN: SEQ ID NO: 64 in Sequence Listing);
5′-TCTGTCCCAG ACCCACTGCC ACTAAACCTG TCTGGGATCC CAGATTCGAG ATTGG -3 ′ (M7AL2N: SEQ ID NO: 65 in Sequence Listing);
5′-GTTTAGTGGC AGTGGGTCTG GGACAGACTTT CACCCTCTACC ATCCATCCTG TGGAG -3 ′ (M7AL3PA: SEQ ID NO: 66 in Sequence Listing);
5′-ATGGTGCAGC CACAGTCCGT TTGATTTCCA GCCTGGTGCC TTGACCGAAC GTCCG -3 ′ (7AL4NA: SEQ ID NO: 67 in Sequence Listing).
3) Construction of plasmid p7AL-HH (Humanized HH type HFE7A-light chain expression plasmid)
The VHH-DNA fragment represented by SEQ ID NO: 49 encoding the amino acid represented by SEQ ID NO: 50 in the sequence listing was prepared by performing three-step PCR, inserted into a plasmid vector, and then cloned into E. coli. Was done.
[0235]
a) First stage PCR
FIG. 8 shows an outline of the first step PCR for preparing VHH-DNA.
[0236]
Secretory signal sequence and FRL with HindIII restriction enzyme cleavage site added to 5 'end 1 The L7A1-DNA fragment encoding a part of the region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-L DNA
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AL1N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
Pfu DNA polymerase (Stratagene) 10 units
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0237]
FRL 1 Part of the CDRL 1 , FRL 2 And CDRL 2 The L7A2-DNA fragment encoding a part of the region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-L DNA
Oligonucleotide primer 7AL2P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AL2N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0238]
CDRL 2 And FRL 3 L7A3-DNA fragment encoding a part of was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-L DNA
Oligonucleotide primer 7AL3PA 80pmol
Oligonucleotide primer 7AL3N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C for 10 minutes.
[0239]
FRL 3 Part of the CDRL 3 , FRL 4 And an L7A4-DNA fragment encoding a part of the constant region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-L DNA
Oligonucleotide primer 7AL4P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AL4N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C for 10 minutes.
[0240]
FRL 4 And an L7A5-DNA fragment which encodes a constant region and adds an EcoRI restriction enzyme cleavage site to the 3 ′ end were prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Plasmid pHL15-27 200ng
Oligonucleotide primer 7ALCP 80pmol
Oligonucleotide primer 7ALCN 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C for 10 minutes.
[0241]
An equal amount of phenol / chloroform (50% water-saturated phenol, 48% chloroform, 2% isoamyl alcohol) was added to 200 μl of each product after PCR, and the mixture was vigorously stirred for 1 minute. Thereafter, centrifugation at 10,000 × g was performed to collect an aqueous layer. An equal amount of chloroform / isoamyl alcohol (96% chloroform, 4% isoamyl alcohol) was added to the obtained aqueous layer, the mixture was vigorously stirred for 1 minute again, and the aqueous layer was collected by centrifugation at 10,000 × g (hereinafter referred to as “water layer”). This series of operations is referred to as "phenol extraction").
[0242]
To the recovered supernatant, 1/10 volume of 3M sodium acetate (pH 5.2) and 2.5 volume of ethanol were added, frozen with dry ice, centrifuged at 10,000 × g, and the DNA was recovered. This was recovered as a precipitate (hereinafter, this series of operations is referred to as "ethanol precipitation").
[0243]
The obtained DNA precipitate was dried in vacuum, dissolved in double-distilled water, and separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. DNA bands corresponding to the detected L7A1-DNA, L7A2-DNA, L7A3-DNA, L7A4-DNA and L7A5-DNA were cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0244]
b) Second stage PCR
FIG. 9 shows an outline of the second step PCR for preparing VHH-DNA.
[0245]
The L7A1.2-DNA fragment obtained by fusing the aforementioned L7A1-DNA fragment and L7A2-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
L7A1-DNA solution prepared by the
L7A2-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AL2N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0246]
The L7A4.5-DNA fragment obtained by fusing the above-mentioned L7A4-DNA fragment and L7A5-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
L7A4-DNA solution prepared by the
L7A5-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AL4P 80pmol
Oligonucleotide primer 7ALCN 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0247]
The amplified L7A1.2-DNA and L7A4.5-DNA fragments after PCR were separated by phenol extraction and ethanol precipitation by 5% polyacrylamide gel electrophoresis. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. Each detected fusion DNA band was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0248]
c) Third stage PCR
FIG. 10 shows an outline of the third step PCR for preparing VHH-DNA.
[0249]
The VHH-DNA fragment obtained by fusing the above-mentioned L7A1.2-DNA fragment, L7A4.5-DNA fragment and L7A3-DNA was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
L7A1.2-DNA solution prepared by the
L7A4.5-DNA solution prepared by the
L7A3-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7ALCN 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0250]
The amplified VHH-DNA fragment after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The detected VHH-DNA band was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0251]
The outline of the method for preparing an expression plasmid that holds a VHH-DNA fragment is shown in FIG.
[0252]
The obtained VHH-DNA fragment was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI.
[0253]
1 μg of a cloning plasmid pHSG399 DNA (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) was previously digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and dephosphorylated with alkaline phosphatase (bovine intestinal origin: hereinafter referred to as “CIP”). The dephosphorylated plasmid pHSG399 DNA thus obtained and the VHH-DNA fragment digested with restriction enzymes in advance were ligated using DNA Ligation Kit version 2.0 (Takara Shuzo Co., Ltd.) according to the protocol specified by the manufacturer. did.
[0254]
The ligated DNA was recovered by ethanol precipitation, dissolved in 5 μl of double-distilled water. E. coli JM109 electro-cell (Takara Shuzo Co., Ltd.). The mixture was mixed with Gene Pulser / E. coli pulsar cuvette 0.1 cm (manufactured by Bio-Rad) and introduced into Escherichia coli JM109 strain using Gene Pulser II (manufactured by Bio-Rad) according to the protocol specified by the manufacturer (hereinafter, this series of operations is referred to as “transformation”). ). After completion of the transformation, the cells were treated with IPTG (isopropylthio-β-D-galactoside, Takara Shuzo Co., Ltd.) at a final concentration of 1 mM, and 0.1% X-Gal (5-bromo-4-chloro-). LB agar medium containing 3-indolyl-β-D-galactoside, Takara Shuzo Co., Ltd.) and 50 μg / ml chloramphenicol [Bactotryptone (Difco) 10 g, Bacto yeast extract (Difco) 5 g, 10 g of sodium chloride, 15 g of Bacto agar (manufactured by Difco). Dissolved in distilled water to make 1 liter], and cultured overnight at 37 ° C. to obtain an E. coli transformant.
[0255]
The resulting white transformant was an LB liquid medium containing 10 μg / ml chloramphenicol [10 g of bactotripton (manufactured by Difco), 5 g of bactoeast extract (manufactured by Difco), and 10 g of sodium chloride. Dissolve in distilled water to make 1 liter] in 2 ml at 37 ° C. overnight, and use the alkaline SDS method [Sambrook, J. et al. et al. , (1989) in "Molecular Cloning A Laboratory Manual Second Edition." Cold Spring Harbor Laboratory Press. ] To extract plasmid DNA.
[0256]
After the extracted plasmid DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, a clone holding the VHH-DNA fragment was selected by 1% agarose gel electrophoresis analysis.
[0257]
By the above operation, plasmid pHSGHH7 carrying a fusion fragment of the variable region of the humanized HH type HFE7A-light chain and the DNA encoding the human Igκ chain constant region was obtained. In addition, transformed Escherichia coli harboring plasmid pHSGHH7. coli pHSGHH7 SANK 73497 was internationally deposited on August 22, 1997, at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) Patent Organism Depositary (National Institute of Advanced Industrial Science and Technology) with accession number FERM BP-6073. Was done.
[0258]
The expression vector plasmid p7AL-HH carrying DNA (SEQ ID NO: 49 in the sequence listing) encoding the humanized HH type HFE7A-light chain polypeptide (SEQ ID NO: 50 in the sequence listing) was prepared using the aforementioned plasmid pHSGHH7. .
[0259]
Expression plasmid vector pEE. 1 μg of 12.1 (Lonza) DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated pEE. 12.1 100 ng of DNA was ligated to 10 μg of pHSGHH7 DNA fragment digested with HindIII and EcoRI using DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), followed by transformation of Escherichia coli JM109 strain to 50 μg. / Ml of ampicillin on LB agar medium.
[0260]
The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted according to the alkaline SDS method. The extracted plasmid DNA was digested with HindIII and EcoRI, and subjected to 1% agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the target insert. Thus, the fusion fragment of the variable region of the humanized HH type HFE7A-light chain and the DNA encoding the human Igκ chain constant region was inserted in the forward direction downstream of the cytomegalovirus (hereinafter referred to as CMV) promoter. The plasmid p7AL-HH was obtained.
[0261]
4) Construction of plasmid p7AL-HM (Humanized HM type HFE7A-light chain expression plasmid)
The VHM-DNA fragment shown in SEQ ID NO: 51 of the Sequence Listing encoding the amino acid shown in SEQ ID NO: 52 in the Sequence Listing was prepared by performing two-step PCR, inserted into a plasmid vector, and cloned into Escherichia coli. Was done.
[0262]
a) First stage PCR
FIG. 12 shows an outline of the first step PCR for preparing VHM-DNA.
[0263]
Secretory signal sequence and FRL with HindIII restriction enzyme cleavage site added to 5 'end 1 L7A1-DNA fragment encoding a part of 1 Part of the CDRL 1 , FRL 2 And CDRL 2 L7A2-DNA fragment encoding a part of 4 The L7A5-DNA fragment, which codes for a part of E. coli and a constant region and adds an EcoRI restriction enzyme cleavage site at the 3 ′ end, used was obtained from the preparation of the VHH-DNA fragment [“(2) Plasmid p7AL-HH” (Humanized HH type HFE7A-light chain expression plasmid) "and" a) First Step PCR "].
[0264]
CDRL 2 , FRL 3 , CDRL 3 , FRL 4 And a ML7A3-DNA fragment encoding a part of the constant region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-L DNA
Oligonucleotide primer 7AL3PA 80pmol
Oligonucleotide primer 7AL4NA 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0265]
Each product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The detected DNA band corresponding to ML7A3-DNA was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0266]
b) Second stage PCR
FIG. 13 shows an outline of the second step PCR for preparing VHM-DNA.
[0267]
The VHM-DNA fragment obtained by fusing the aforementioned L7A1.2-DNA fragment with the ML7A3-DNA fragment and the aforementioned L7A5-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
L7A1.2-DNA solution prepared by the
10 μl of ML7A3-DNA solution prepared by the first step PCR
L7A5-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7ALCN 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0268]
The amplified VHM-DNA fragment after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The detected VHM-DNA band was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0269]
FIG. 14 shows an outline of a method for preparing an expression plasmid holding a VHM-DNA fragment.
[0270]
The obtained VHM-DNA fragment was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI.
[0271]
1 μg of a cloning plasmid pHSG399 DNA (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated pHSG399 DNA was ligated with a VHM-DNA fragment digested with HindIII and EcoRI using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), followed by transformation of Escherichia coli JM109 strain, The cells were spread on an LB agar medium containing IPTG at a final concentration of 1 mM, X-Gal at 0.1% and chloramphenicol at 50 μg / ml. The obtained white transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of chloramphenicol, and plasmid DNA was extracted by an alkaline SDS method. After the extracted plasmid DNA was digested with HindIII and EcoRI, 1% agarose gel electrophoresis analysis was performed to select a clone holding the VHM-DNA fragment.
[0272]
By the above operation, a plasmid pHSGHM17 carrying a fusion fragment of the variable region of the humanized HM type HFE7A-light chain and the DNA encoding the human Igκ chain constant region was obtained. The transformed E. coli E. coli harboring plasmid pHSGHM17 was used. E. coli pHSGHM17 SANK 73597 was internationally deposited on August 22, 1997 with the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) under the accession number FERM BP-6072. Was done.
[0273]
The expression vector plasmid p7AL-HM carrying the DNA exemplified in SEQ ID NO: 51 of the Sequence Listing encoding the humanized HM type HFE7A-light chain polypeptide exemplified in SEQ ID NO: 52 of the Sequence Listing was prepared using the aforementioned plasmid pHSGHM17. Produced.
[0274]
Expression plasmid vector pEE. 12.1 1 μg of DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated pEE. 12.1 100 ng of DNA and 10 μg of pHSGHM17-DNA fragment digested with HindIII and EcoRI were ligated using DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), followed by transformation of Escherichia coli JM109 strain. The cells were spread on an LB agar medium containing 50 μg / ml of ampicillin. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted by an alkaline SDS method. This plasmid was digested with EcoRI and HindIII, and subjected to agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the target insert. Thus, a plasmid p7AL-HM in which a fusion fragment of the humanized HM type HFE7A-light chain variable region and the DNA encoding the human Igκ chain constant region was inserted in the forward direction downstream of the CMV promoter was obtained. .
[0275]
5) Construction of plasmid p7AL-MM (humanized MM type HFE7A-light chain expression plasmid)
The VMM-DNA fragment shown in SEQ ID NO: 53, which encodes the amino acid shown in SEQ ID NO: 54 in the sequence listing, was prepared by performing a three-step PCR, inserted into a plasmid vector, and then transformed into E. coli. Cloned.
[0276]
a) First stage PCR
FIG. 15 shows an outline of the first step PCR for preparing VMM-DNA.
[0277]
Secretory signal sequence and FRL with HindIII cleavage site added at 5 'end 1 L7A1-DNA fragment encoding a part of 4 The L7A5-DNA fragment, which codes for a part of E. coli and the constant region and has an EcoRI cleavage site added to the 3 ′ end, was obtained from the preparation of the VHH-DNA fragment [“(2) Construction of plasmid p7AL-HH” (Humanized HH type HFE7A-light chain expression plasmid) "and" a) First step PCR "].
[0278]
FRL 1 Part of the CDRL 1 , FRL 2 , CDRL 2 And FRL 3 ML7A2M-DNA fragment encoding a part of was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-L DNA
Oligonucleotide primer 7AL2P 80pmol
Oligonucleotide primer M7AL2N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0279]
FRL 3 Part of the CDRL 3 , FRL 4 And a ML7A3M-DNA fragment encoding a part of the constant region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-L DNA
Oligonucleotide primer M7AL3PA 80pmol
Oligonucleotide primer 7AL4NA 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0280]
Each product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. DNA bands corresponding to the detected ML7A2M-DNA and ML7A3M-DNA were cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0281]
b) Second stage PCR
FIG. 16 shows an outline of the second step PCR for preparing VMM-DNA.
The ML7A1.2-DNA fragment obtained by fusing the aforementioned L7A1-DNA fragment and ML7A2M-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
L7A1-DNA solution prepared by the
10 μl of ML7A2M-DNA solution prepared by the first step PCR
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer M7AL2N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0282]
The amplified ML7A1.2-DNA fragment after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The detected fusion DNA band was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0283]
c) Third stage PCR
FIG. 17 shows an outline of the third step PCR for preparing VMM-DNA.
[0284]
The VMM-DNA fragment obtained by fusing the ML7A1.2-DNA fragment, ML7A3M-DNA fragment and L7A5-DNA fragment described above was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
10 μl of ML7A1.2-DNA solution prepared by the second step PCR
ML7A3M-DNA solution prepared by the
L7A5-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7ALCN 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0285]
The amplified VMM-DNA fragment after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The detected VMM-DNA band was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0286]
The outline of the method for preparing a plasmid that holds a VMM-DNA fragment is shown in FIG.
[0287]
The obtained VMM-DNA fragment was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI.
[0288]
1 μg of cloning plasmid pHSG399 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) DNA was digested with HindIII and EcoRI, and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated pHSG399 DNA was ligated to a VMM-DNA fragment digested with EcoRI and HindIII using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), followed by transformation of Escherichia coli JM109 strain. The cells were spread on an LB agar medium containing IPTG at a final concentration of 1 mM, X-Gal at 0.1% and chloramphenicol at 50 μg / ml. The obtained white transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of chloramphenicol, and plasmid DNA was extracted by an alkaline SDS method. After the extracted plasmid DNA was digested with HindIII and EcoRI, a clone holding the VMM-DNA fragment was selected by 1% agarose gel electrophoresis analysis.
[0289]
By the above operation, plasmid pHSGMM6 carrying a fusion fragment of the variable region of the humanized MM type HFE7A-light chain and the DNA encoding the human Igκ chain constant region was obtained. In addition, transformed Escherichia coli carrying the plasmid pHSGMM6. coli pHSGMM6 SANK 73697 was internationally deposited on August 22, 1997, at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) by the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST), under the accession number FERM BP-6071. Was done.
[0290]
The expression vector plasmid p7AL-MM carrying the DNA exemplified in SEQ ID NO: 53 of the Sequence Listing encoding the humanized MM type HFE7A-light chain polypeptide exemplified in SEQ ID NO: 54 of the Sequence Listing was prepared by using the aforementioned plasmid pHSGMM6. Produced.
[0291]
Expression plasmid vector pEE. 12.1 1 μg of DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated pEE. 12.1 100 ng of DNA and 10 μg of pHSGMM6 DNA fragment digested with HindIII and EcoRI were ligated using DNA Ligation Kit Version 2.0 (Takara Shuzo Co., Ltd.), followed by transformation of Escherichia coli JM109 strain to 50 μg. / Ml of ampicillin on LB agar medium. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted by an alkaline SDS method. This plasmid was digested with EcoRI and HindIII, and subjected to agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the target insert. In this way, a plasmid p7AL-MM in which a fusion fragment of a humanized HFE7A-light chain MM type variable region and a DNA encoding a human Igκ chain constant region was inserted in the forward direction downstream of the CMV promoter was obtained. .
[0292]
6) Confirmation of nucleotide sequence
The nucleotide sequence was determined in order to confirm that the inserted DNAs of the plasmids p7AL-HH, p7AL-HM and p7AL-MM retain the nucleotide sequence of interest. Oligonucleotide primers generated in determining the nucleotide sequence were as described below:
5'-CCCAAGCTTA AGAAGCATCC-3 '(SP1: SEQ ID NO: 68 in Sequence Listing);
5′-ATCTATGCTGCATCCAATCT-3 ′ (SP2: SEQ ID NO: 69 in Sequence Listing);
5'-GTTGTGTGCC TGCTGAATAA-3 '(SP3: SEQ ID NO: 70 in Sequence Listing);
5'-CCCGAATTCT TACTAACACT-3 '(SP4: SEQ ID NO: 71 in Sequence Listing);
5'-TTATTCAGCA GGCACACAAC-3 '(SP5: SEQ ID NO: 72 in Sequence Listing);
5'-AGATTGGGATG CAGCATAGAT-3 '(SP6: SEQ ID NO: 73 in Sequence Listing).
[0293]
The positions to which each primer binds are shown in FIG. The nucleotide sequence was determined by the alkali-SDS method and the cesium chloride method [both of Sambrook, J. et al. et al. (1989) in "Molecular Cloning, A Laboratory Manual. Second edition." Cold Spring Harbor Laboratory Press. Using the plasmid DNA purified by the above method as a template and a dideoxynucleotide chain termination method [Sanger, F. et al. S. et al. (1977) Pro. Natl. Acad. Sci. USA. 74, 5463]. That is, 3 μg of the purified plasmid DNA was dissolved in 13 μl of double distilled water, 2 μl of 2 mM EDTA and 2 μl of 2N NaOH were added, and the mixture was allowed to stand at room temperature for 5 minutes. Thereafter, 4 μl of a 10 M ammonium acetate solution and 100 μl of ethanol were added, and after stirring, the mixture was allowed to stand on dry ice for 10 minutes. After centrifugation at 15000 × g, the obtained precipitate was washed with 80% ethanol and dried under vacuum. The vacuum-dried DNA was dissolved in 7 μl of double distilled water and used for nucleotide sequencing reactions. For the nucleotide sequencing reaction, 7-deaza-sequenase version 2.0 kit (for dCTP: manufactured by Amersham) was used. To 7 μl of the above plasmid solution, 1 pmol of a primer synthesized in advance and 1 μl of a reaction buffer (a buffer supplied in advance with the kit) were added, and the mixture was incubated at 65 ° C. for 2 minutes. Thereafter, the mixture was gradually cooled to room temperature, annealed with the primer, and [α- 32 [P] dCTP (Amersham). The reaction product was subjected to 5% polyacrylamide gel electrophoresis containing 1 M of urea in 1 × TBE (100 mM Tris, 100 mM boric acid, 1 mM EDTA, pH 8.3) buffer. After drying the gel, autoradiography was performed to decode the nucleotide sequence (hereinafter, the nucleotide sequence was determined by the above method).
[0294]
As a result, p7AL-HH is the nucleotide sequence shown in SEQ ID NO: 49 of the sequence listing encoding the polypeptide shown in SEQ ID NO: 50 in the sequence listing, and p7AL-HM is the polypeptide shown in SEQ ID NO: 52 in the sequence listing P7AL-MM holds the nucleotide sequence shown in SEQ ID NO: 53 of the sequence listing encoding the polypeptide shown in SEQ ID NO: 54 in the sequence listing, respectively. It was confirmed that.
[0295]
Example 15 Construction of humanized antibody heavy chain expression vector for HFE7A
(1) Construction of plasmid holding heavy chain variable region DNA of humanized HFE7A
1) Synthesis of primer for preparing humanized heavy chain variable region
DNA encoding the variable region of the humanized anti-Fas antibody HFE7A-heavy chain and a polypeptide chain (SEQ ID NO: 75 in the sequence listing) containing the N-
[0296]
In performing the PCR, the following eight primers were prepared:
5′-GGGAAGCTTG GCTTGACCTC ACCATGGGAT GGAGCTGTAT-3 ′ (7AH1P: SEQ ID NO: 76 in Sequence Listing);
5'-TGAAGCCCCA GGCTTCTTGA CCTCAGCCCC AGACTGCACC AGTTGGAC -3 '(7AH1NNEW: SEQ ID NO: 77 in Sequence Listing);
5'-TCCACTCAAG CCCTCTTCCA GGGGCCTGTT TTACCC-3 '(7AH2N: SEQ ID NO: 78 in Sequence Listing);
5′-GTCTGGGGCT GAGGTCAAGA AGCCTGGGGC TTCAGTGAAG GTGTCCTGCA AG-3 ′ (7AH2PNEW: SEQ ID NO: 79 in Sequence Listing);
5'-CAGGCCCCTG GACAGAGGCT TGAGTGGATG GGAGAGATT -3 '(7AH3P: SEQ ID NO: 80 in Sequence Listing);
5'-TCAGATCTCA GGCTGCTGAG CTCCATGTAG GCTGTGCTAG CGGATGTGTC -3 '(7AH3N: SEQ ID NO: 81 in Sequence Listing);
5′-TGGAGCTCAG CAGCCTGAGA TCTGAGGACA CGGCGGTCTTA TTAC-3 ′ (7AH4P: SEQ ID NO: 82 in Sequence Listing);
5′-GATGGGCCCT TGGTGGAGGC TGAGGAGACG GTGACCAGGG TCCCTTCGCC CCAGT-3 ′ (7AH4N: SEQ ID NO: 83 in Sequence Listing).
[0297]
2) Construction of plasmid pBL7A27
The VD-DNA fragment shown in SEQ ID NO: 74 encoding the amino acid shown in SEQ ID NO: 75 in the sequence listing was prepared by performing three-step PCR, inserted into a plasmid, and cloned in E. coli. .
[0298]
a) First stage PCR
FIG. 20 shows the outline of the first step PCR for preparing VD-DNA.
[0299]
Secretion signal sequence and FRH with a HindIII restriction enzyme cleavage site added to the 5 'end 1 The H7A1-DNA fragment encoding the N-terminal side of was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-H DNA
Oligonucleotide primer 7AH1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AH1NNEW 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0300]
FRH 1 Part of the CDRH 2 And FRH 2 The H7A2-DNA fragment encoding a part of was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-H DNA
Oligonucleotide primer 7AH2N 80pmol
Oligonucleotide primer 7AH2PNEW 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0301]
FRH 2 Part of the CDRH 2 And FRH 3 The H7A3-DNA fragment encoding a part of was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-H DNA
Oligonucleotide primer 7AH3P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AH3N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0302]
FRH 3 Part of the CDRH 3 , FRH 4 And a H7A4-DNA fragment encoding the N-
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME-H DNA
Oligonucleotide primer 7AH4P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AH4N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0303]
Each product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. DNA bands corresponding to the detected H7A1-DNA, H7A2-DNA, H7A3-DNA and H7A4-DNA were excised with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0304]
b) Second stage PCR
FIG. 21 shows the outline of the second step PCR for preparing VD-DNA.
[0305]
The H7A1.2-DNA fragment obtained by fusing the aforementioned H7A1-DNA fragment and H7A2-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
H7A1-DNA solution prepared by the
H7A2-DNA solution prepared in the
Oligonucleotide primer 7AH1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AH2N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0306]
The H7A3.4-DNA fragment obtained by fusing the aforementioned H7A3-DNA fragment and H7A4-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
H7A3-DNA solution prepared by the
H7A4-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AH3P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AH4N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0307]
The amplified H7A1.2-DNA and H7A3.4-DNA fragments after PCR were separated by phenol extraction and ethanol precipitation by 5% polyacrylamide gel electrophoresis. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. Each detected fusion DNA band was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0308]
c) Third stage PCR
FIG. 22 shows an outline of the third step PCR for preparing VD-DNA.
[0309]
The VD-DNA fragment obtained by fusing the H7A1.2-DNA fragment and the H7A3.4-DNA fragment described above was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
10 μl of H7A1.2-DNA solution prepared by the second step PCR
H7A3.4-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AH1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7AH4N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0310]
The amplified VD-DNA fragment after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The detected VD-DNA band was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0311]
FIG. 23 shows an outline of a method for preparing a plasmid holding a VD-DNA fragment.
[0312]
The obtained VD-DNA fragment was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with restriction enzymes HindIII and ApaI.
[0313]
1 μg of the plasmid vector pBLUESCRIPT-II SK + DNA (manufactured by Stratagene) was digested with HindIII and ApaI, and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated pBLUESCRIPT-II SK + DNA was ligated to a VD-DNA fragment digested with HindIII and ApaI using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), and transformed into Escherichia coli JM109. After conversion, IPTG (isopropylthio-β-D-galactoside, manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) at a final concentration of 1 mM, and 0.1% X-Gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D) were used. -Galactoside, manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) and 50 μg / ml ampicillin on an LB agar medium. The obtained white transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and plasmid DNA was extracted by an alkaline SDS method. This plasmid was digested with ApaI and HindIII, and subjected to agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the target insert. Thus, the plasmid pBL7A27 into which the VD-DNA fragment was inserted was obtained.
[0314]
(2) Construction of plasmid holding human IgG1 constant region genomic DNA
1) Synthesis of primer for preparing DNA fragment on 5 'side of human IgG1 genome
The synthesis of the DNA fragment on the 5 'side of the human IgG1 genome was prepared using the PCR method. In performing the PCR, two types of oligonucleotide primers were prepared as described below:
5'-GGGAAGCTTC CGCGGTCACA TGGCACCACC TCTCTGTGCA -3 '(5'Hind: SEQ ID NO: 84 in Sequence Listing);
5′-GCTCTGCAGA GAGAAGATTG GGAGTTACTG GAATC-3 ′ (IGGCPSTN: SEQ ID NO: 85 in Sequence Listing).
[0315]
2) Construction of plasmid pIG5'03
The genomic DNA containing the human IgG1 CH1 region and the intron following the HindIII cleavage sequence is inserted into plasmid pHSG399 (Takara Shuzo) after separating and amplifying the target DNA fragment by PCR using human genomic DNA as a template. And cloned in E. coli. FIG. 24 shows an outline of a method for preparing a DNA fragment (hereinafter referred to as “IG5′-DNA”) containing the desired human IgG1 CH1 region and intron.
[0316]
The IG5'-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Human genomic DNA (Clontech) 2 μg
Oligonucleotide primer 5'Hind 80pmol
Oligonucleotide primer IGGCPSTN 80 pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0317]
The amplified IG5'-DNA fragment after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The detected IG5'-DNA band was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0318]
The obtained IG5'-DNA fragment was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with restriction enzymes HindIII and PstI.
[0319]
1 μg of plasmid pHSG399 DNA (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) was digested with restriction enzymes HindIII and PstI, and dephosphorylated with CIP. The dephosphorylated plasmid pHSG399 DNA was ligated with an IG5'-DNA fragment digested with HidIII and PstI using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), followed by transformation of Escherichia coli JM109. Then, it was spread on an LB agar medium containing 1 mM of IPTG, 0.1% of X-Gal, and 50 μg / ml of chloramphenicol. The resulting white transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml chloramphenicol, and the plasmid DNA was extracted by the alkaline SDS method. This plasmid was digested with PstI and HindIII, and subjected to agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the target insert. Thus, a plasmid pIG5'03 into which the IG5'-DNA fragment was inserted was obtained.
[0320]
(3) Construction of plasmid holding human IgG1 constant region genomic DNA
1) Synthesis of primer for preparing DNA fragment on 3 'side of human IgG1 genome
The synthesis of the DNA fragment on the 3 ′ side of the human IgG1 genome was prepared using the PCR method. In performing the PCR, two types of primers were prepared as described below:
5′-TCTCTGCAGA GCCCAAATCT TGTGACAAAA CTCAC-3 ′ (IGGCPSTP: SEQ ID NO: 86 in Sequence Listing);
5′-GGGGAATTCG GGAGCGGGGCTTTGCCGGCCG TCGCACTCA -3 ′ (Eco3 ′: SEQ ID NO: 87 in Sequence Listing).
[0321]
2) Construction of plasmid pIG3'08
DNA containing human IgG1 intron, hinge region, intron, CH2 region, intron, CH3 region and EcoRI-cleaved sequence is obtained by separating and amplifying a target DNA fragment by PCR using human genomic DNA as a template, and then plasmid pHSG399 (Takara Shuzo ( And cloned in E. coli. FIG. 25 shows an outline of a method for preparing a genomic DNA (hereinafter, referred to as “IG3′-DNA”) fragment containing the desired human IgG1 hinge region, CH2 region, CH3 region, and intron.
[0322]
The IG3'-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Human genomic DNA (Clontech) 2 μg
Oligonucleotide primer IGGCPSTP 80pmol
Oligonucleotide primer Eco3 '80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR temperature conditions: After heating at 94 ° C for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C for 1 minute, 55 ° C for 1 minute, and 72 ° C for 2 minutes was repeated 30 times, and then heating was performed at 72 ° C for 10 minutes.
[0323]
The amplified IG3'-DNA fragment after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. Each detected DNA fragment was cut out with a razor and eluted from the gel using Centricon-10 and Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0324]
The obtained IG3'-DNA fragment was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with restriction enzymes EcoRI and PstI.
[0325]
1 μg of plasmid pHSG399 DNA (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) was digested with EcoRI and PstI, and dephosphorylated with CIP. The dephosphorylated pHSG399 DNA and the IG3'-DNA fragment digested with EcoRI and PstI were ligated using DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), and Escherichia coli JM109 was transformed. The cells were spread on an LB agar medium containing 1 mM IPTG, 0.1% X-Gal and 50 μg / ml chloramphenicol. White colonies were selected to obtain a plasmid pIG3'08 into which the IG3'-DNA fragment was inserted.
[0326]
(4) Construction of humanized HFE7A-heavy chain expression vector plasmid
The expression vector plasmid pEg7AH-H carrying the DNA shown in SEQ ID NO: 88, encoding the humanized HFE7A-heavy chain polypeptide shown in SEQ ID NO: 89 in the sequence listing, was obtained from the plasmids pBL7A27 and pIG5'03 described above. And it was produced using pIG3'08. FIG. 26 shows an outline of the manufacturing procedure.
[0327]
10 μg of pIG5'03 plasmid DNA containing the human IgG1-heavy chain CH1 region and intron was digested with restriction enzymes ApaI and KpnI. On the other hand, 1 μg of the above plasmid pBL7A27 DNA was digested with restriction enzymes ApaI and KpnI, and dephosphorylated with CIP. 100 ng of this dephosphorylated pBL7A27 DNA and 10 μg of pIG5'03 DNA digested with ApaI and KpnI were ligated using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), and then cloned into Escherichia coli JM109 strain. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted by an alkaline SDS method. This plasmid was digested with ApaI and KpnI or HindIII and PstI, and subjected to agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the target insert. Thus, the plasmid pBL7AF184 was obtained in which the VD-DNA fragment of humanized HFE7A and the IG5'-DNA fragment were connected and inserted.
[0328]
Next, 10 μg of the obtained plasmid pBL7AF184 DNA was digested with restriction enzymes HindIII and PstI. On the other hand, 1 μg of the aforementioned plasmid pIG3′08 DNA was digested with restriction enzymes HindIII and PstI, and dephosphorylated with CIP. 100 ng of this dephosphorylated pIG3'08 DNA and 10 μg of pBL7AF184 DNA digested with HindIII and PstI were ligated using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), and then cloned into Escherichia coli JM109 strain. . The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of chloramphenicol, and the plasmid DNA was extracted by the alkaline SDS method. This plasmid was digested with PstI and HindIII or HindIII and EcoRI, and subjected to agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the target insert. Thus, the plasmid pgHSL7A62 was obtained in which the VD-DNA fragment of humanized HFE7A was connected to the genomic DNA fragment encoding the human IgG1 constant region. In addition, transformed Escherichia coli carrying the plasmid pgHSL7A62. E. coli pgHSL7A62 SANK73397 was internationally deposited on August 22, 1997, with the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) under the accession number FERM BP-6074. Was.
[0329]
10 μg of the obtained plasmid pgHSL7A62 DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI. On the other hand, the expression plasmid pEE. 6.1 μg of DNA was digested with HindIII and EcoRI and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated pEE. 6.1 ng of 100 ng of DNA and 10 μg of pgHSL7A62 DNA digested with HindIII and EcoRI were ligated using a ligation kit, and then cloned into Escherichia coli JM109 strain. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted by an alkaline SDS method. This plasmid was digested with HindIII and EcoRI, and subjected to agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the target insert. Thus, a plasmid pEg7AH-H was obtained in which the fusion fragment of the humanized HFE7A VD-DNA fragment and the genomic DNA encoding the human IgG1 constant region was inserted in the forward direction downstream of the CMV promoter.
[0330]
(5) Confirmation of nucleotide sequence
The nucleotide sequence was determined in order to confirm that the inserted DNA of pEg7AH-H retained the nucleotide sequence of interest. Oligonucleotide primers generated in determining the nucleotide sequence were as described below:
5′-ACAGCCGGGA AGGTGTGCAC-3 ′ (IG01: SEQ ID NO: 90 in Sequence Listing);
5′-AGACACCCTC CCCTCCTGTG-3 ′ (IG02: SEQ ID NO: 91 in Sequence Listing);
5′-GTGCAGGGCC TGGGTTTAGGG-3 ′ (IG03: SEQ ID NO: 92 in Sequence Listing);
5′-GCACGGTGGG CATGTGTGAG-3 ′ (IG04: SEQ ID NO: 93 in Sequence Listing);
5′-GTTTTGGGGG GAAGAGGAAG-3 ′ (IG05: SEQ ID NO: 94 in the sequence listing);
5′-CCAGTCCTGG TGCAGGACGG-3 ′ (IG06: SEQ ID NO: 95 in Sequence Listing);
5′-CCTGTGGTTC TCGGGGCTGC-3 ′ (IG07: SEQ ID NO: 96 in Sequence Listing);
5′-CGTGGTCTTG TAGTTGTTCT-3 ′ (IG08: SEQ ID NO: 97 in Sequence Listing);
5'-CTTCCTCTTC CCCCCAAAAC-3 '(IGP5: SEQ ID NO: 98 in Sequence Listing);
5′-CCGTCCTGCA CCAGGAACTGG-3 ′ (IGP6: SEQ ID NO: 99 in Sequence Listing);
5′-GCAGCCCCGA GAACCACAGG-3 ′ (IGP7: SEQ ID NO: 100 in Sequence Listing);
5′-AGAACAACTA CAAGACCACG-3 ′ (IGP8: SEQ ID NO: 101 in Sequence Listing);
5'-GCCTGACATC TGAGGATCC-3 '(H5 +: SEQ ID NO: 102 in Sequence Listing);
5'-GAGTCCTCAG ATGTCAGGC-3 '(H5-: SEQ ID NO: 103 in Sequence Listing);
5'-GAGCAGACTCGTTGCTGCCGCCGCGGCCACCAG-3 '
(PEEF: SEQ ID NO: 104 in the sequence listing);
5'-GGTATGGCTG ATTAATGATC AATG-3 '(PEEB: SEQ ID NO: 105 in Sequence Listing).
[0331]
The position where each primer binds is shown in FIG. The nucleotide sequence was determined by the dideoxynucleotide chain termination method using each plasmid DNA purified by the alkali-SDS method and the cesium chloride method as a template. As a result, it was confirmed that pEg7AH-H had a nucleotide sequence represented by SEQ ID NO: 88 in the sequence listing, encoding the polypeptide represented by SEQ ID: 89 in the sequence listing.
[0332]
Example 16 Expression in COS-1 cells
The humanized HFE7A-heavy chain expression plasmid and each humanized HFE7A-light chain expression plasmid obtained above were introduced into monkey kidney-derived cell line COS-1 cells by introducing a 2 mm chamber between electrodes / FCT-13 (Shimadzu Corporation). This was performed by an electroporation method using a gene transfer apparatus GTE-1 (manufactured by Shimadzu Corporation) equipped with the above-described method. First, COS-1 cells (American Type Culture Collection No. CRL-1650) were prepared using a minimum essential alpha medium (hereinafter referred to as “α (+) MEM) containing 10% fetal calf serum (hereinafter referred to as“ FCS ”: manufactured by Moregate). ": A cell culture flask (culture area 225 cm) containing Gibco BRL 2 : Sumitomo Bakelite Co., Ltd.) until semi-confluent. Thereafter, the medium was removed, and the cells were treated in 3 ml of trypsin-EDTA solution (manufactured by Sigma) at 37 ° C. for 3 minutes to release COS-1 cells from the flask. The released cells were collected by centrifugation at 800 rpm for 2 minutes, and a phosphate buffer [0.02% potassium chloride, 0.02% potassium dihydrogen phosphate, 0.8% sodium chloride, 1.15% phosphoric acid] Disodium oxyhydrogen. Hereinafter, referred to as “PBS (−)”; manufactured by Nissui Pharmaceutical Co., Ltd.]. Wash the washed COS-1 cells with PBS (−) at 1 × 10 8 The COS-1 cell suspension was prepared so as to have a cell number / ml.
[0333]
On the other hand, after mixing 4 μg of humanized HFE7A-heavy chain expression plasmid DNA and 4 μg of humanized HFE7A-light chain expression plasmid DNA prepared using the alkali-SDS method and the cesium chloride density gradient centrifugation method, ethanol was mixed in the same tube. The precipitate was precipitated and suspended in 20 μl of PBS (−). 20 μl of the obtained plasmid suspension was mixed with 20 μl of the previously prepared COS-1 cell suspension (2 × 10 6 The cells were transferred to a chamber / FCT-13 (manufactured by Shimadzu Corporation) having an electrode spacing of 2 mm, and set in a gene transfer apparatus GTE-1 (manufactured by Shimadzu Corporation). Thereafter, the target plasmid DNA was introduced into COS-1 cells by applying a pulse of 600 V and 50 μF twice at 1 second intervals. The cell-DNA mixture in the chamber after the pulse application was suspended in 5 ml of α (+) MEM containing 10% FCS, and the suspension was cultured in a cell culture flask (culture area 25 cm). 2 : Sumitomo Bakelite Co., Ltd.). After culturing at 37 ° C. for 72 hours under 5% carbon dioxide, the culture supernatant was collected and the expression products contained in the main culture supernatant were analyzed.
[0334]
COS-1 cells were each transformed with the following combinations of plasmids and the culture supernatant was collected by the above method:
[A]: conditions not containing plasmid DNA;
[B]: co-transfection of pEg7AH-H and p7AL-MM;
[C]: co-transfection of pEg7AH-H and p7AL-HM;
[D]: Co-transfection of pEg7AH-H and p7AL-HH.
[0335]
Example 17 Quantification of Expression Products by ELISA
Confirmation of expression of the humanized antibody in the culture supernatant prepared in Example 16 and quantitative assay of the expression product were performed by an enzyme-linked immunosorbent assay (hereinafter, referred to as "ELISA") using an antibody against anti-human IgG. . That is, each well of a 96-well plate (Maxi Soap: manufactured by Nunc) was added to a solid phase buffer (0.05 M sodium hydrogen carbonate, 0.02% sodium azide, pH 9.6) at a final concentration of 1 μg / ml. 100 μl of a dissolved goat anti-human IgG Fc-specific polyclonal antibody (manufactured by Capel) was added, the mixture was incubated at 37 ° C. for 2 hours, and the antibody was immobilized on a plate. Thereafter, the plate was washed four times with 350 μl of PBS (−) containing 0.05% Tween-20 (manufactured by Bio-Rad) (hereinafter referred to as “PBS-T”). The culture supernatant diluted with α (+) MEM containing 10% FCS was added to each well after washing, and the mixture was kept at 37 ° C. for 2 hours. After washing with PBS-T again, 100 μl of an alkaline phosphatase-labeled goat anti-human IgG Fc-specific polyclonal antibody (manufactured by Caltag Lab) diluted 5000-fold with PBS-T was added to each well, and the mixture was added at 37 ° C. for 2 hours. Insulated. After washing with PBS-T again, a substrate solution prepared by adjusting p-nitrophenyl phosphoric acid to 1 mg / ml with 10% diethanolamine (pH 9.8) was added. After keeping the temperature at 37 ° C. for 30 minutes to 1 hour, the absorbance at 405 nm was measured. In this experiment, as a control for the concentration of the humanized HFE7A antibody contained in the culture supernatant, human plasma immunoglobulin G / subclass 1 (IgG1) diluted to a certain concentration with α (+) MEM containing 10% FCS was used. (Manufactured by BioPure AG) was used.
[0336]
As a result, of the expression products in the culture supernatant prepared in Example 16, those under the conditions of [B], [C] and [D] were specifically detected by the anti-human IgG antibody.
[0337]
Example 18 Measurement of binding activity to Fas
According to the method described below, the binding activity to Fas in the culture supernatant of the transformed cells prepared in Example 16 was assayed by ELISA. First, the culture supernatant of the COS-1 cell expressing the human Fas fusion protein prepared in Example 1 was diluted 5-fold with the immobilization buffer, and 50 μl was added to each well of a 96-well plate (Maxisorp: Nunc). The mixture was kept at 4 ° C. overnight, and the human Fas fusion protein was adsorbed on the well surface. Thereafter, each well was washed four times with 350 μl of PBS-T. After washing, 50 μl of PBS-T containing 5% bovine serum albumin (manufactured by Wako Pure Chemical Industries, Ltd.) was added to each well, and the well was blocked by incubating at 37 ° C. for 1 hour. Washed with PBS-T. The concentration of the target expression product contained in the culture supernatant prepared in Example 16 was calculated in advance by the method described in Example 17, and the final concentration of the target product was adjusted to 100 ng / ml. It was prepared in an α (+) MEM medium containing% FCS. Each expression product solution adjusted to a concentration of 100 ng / ml was repeatedly diluted 2-fold with an α (+) MEM medium containing 10% FCS to prepare a dilution series. 50 μl of the prepared dilution series of each expression product was added to each well, and reacted at 37 ° C. for 2 hours. Then, after washing again with PBS-T, 50 μl of an alkaline phosphatase-labeled goat anti-human IgG Fc-specific polyclonal antibody (manufactured by Caltag Lab) diluted 10000-fold with PBS-T was dispensed into each well, and the temperature was lowered at 37 ° C. And reacted for 2 hours. The detection of HFE7A (IgG1) purified from mouse hybridoma HFE7A, which was used as a control, was performed by alkaline phosphatase labeled 5,000-fold diluted with PBS-T instead of alkaline phosphatase-labeled goat anti-human IgG Fc-specific polyclonal antibody. Goat anti-mouse IgG + IgA + IgM (manufactured by Gibco BRL) was used. After washing with PBS-T, a substrate solution prepared by adjusting 50 μl of p-nitrophenyl phosphoric acid to 1 mg / ml with 10% diethanolamine (pH 9.8) was added, and the mixture was incubated at 37 ° C. for 30 minutes to 1 hour. The binding activity of the expression product contained in each culture supernatant to the human Fas fusion protein was determined by measuring the absorbance at 405 nm of each well.
[0338]
As a result, among the expression products in the culture supernatant prepared in Example 16, those having the conditions of [B], [C], and [D] have binding properties to the human Fas fusion protein. This was confirmed (FIG. 28).
[0339]
Example 19 Competitive inhibition of HFE7A binding to Fas
The binding of the humanized anti-Fas antibody obtained in the present invention to Fas should inhibit the binding of HFE7A, the anti-Fas mouse monoclonal antibody on which the humanization design was based. Therefore, the competitive inhibitory activity of HFE7A and the expression product prepared in Example 16 on human Fas fusion protein was measured.
[0340]
1 mg of the purified HFE7A monoclonal antibody obtained in Example 3 was labeled using a commercially available alkaline phosphatase labeling kit (Immuno-Link AP and APL labeling kit: manufactured by Genosis) according to the attached protocol (hereinafter, this labeled antibody). Is referred to as “AP-HFE7A”).
[0341]
The COS-1 culture supernatant containing the human Fas fusion protein was diluted 5-fold with the immobilization buffer, and 50 μl was added to each well of a 96-well plate for luminescence detection (luminescent solid assay plate, high binding property: manufactured by Coaster). The human Fas fusion protein was adsorbed on the surface of the well by keeping it at 4 ° C. overnight. After the adsorption, each well was washed four times with 350 μl of PBS-T. After washing, 100 μl of PBS-T containing 5% bovine serum albumin (manufactured by Wako Pure Chemical Industries, Ltd.) was added to each well, and the well was blocked by incubating at 37 ° C. for 1 hour. Washed with PBS-T. The concentration of the target expression product contained in the culture supernatant prepared in Example 16 was previously calculated by the method described in Example 17, and 10% was adjusted so that the final target product concentration was 1 μg / ml. It had been prepared with α (+) MEM containing FCS. Each expression product solution adjusted to a concentration of 1 μg / ml was repeatedly diluted two-fold with α (+) MEM containing 10% FCS to prepare a dilution series. On the other hand, AP-HFE7A was diluted to 50 ng / ml with α (+) MEM containing 10% FCS, and mixed with the prepared dilution series in an equal amount. 50 μl of the expression product dilution series and the AP-HFE7A mixture were added to each well after washing, and the mixture was allowed to stand at room temperature overnight. Thereafter, each well was washed again with PBS-T, and 100 µl of CDP-star buffer (9.58 ml of diethanolamine, 0.2 g of magnesium chloride, 0.25 g of sodium azide, pH 8.5) was added to each well, and 10 wells were added. Let stand at room temperature for minutes. Thereafter, the CDP-star buffer was removed, and a CDP-star substrate (made up to 1.2 ml with 1.2 ml sapphire II (manufactured by Tropics), 200 μl CDP-star (manufactured by Tropics), and CDP-star buffer) was used. 50 μl / well was added, and the mixture was left still at room temperature for 40 minutes. The competitive inhibitory activity of the expression product contained in each culture supernatant with HFE7A for the human Fas fusion protein was determined by measuring the luminescence intensity using a luminoscan (manufactured by Titertec).
[0342]
As a result, it was confirmed that the expression product prepared in Example 16 specifically inhibited the binding of HFE7A prepared from a mouse hybridoma to a human Fas fusion protein (FIG. 29).
[0343]
Example 20 Apoptosis-inducing activity
WR19L12a cells expressing human Fas molecules in mouse T lymphoma cells [Itoh, N .; et. al. (1991) Cell 66, 233-243] was used to examine the apoptosis-inducing activity of a COS cell culture supernatant expressing a humanized anti-Fas antibody. First, WR19L12a cells (1 × 10 5) cultured in RPMI1640 medium containing 10% FCS (manufactured by Gibco BRL) at 37 ° C. in the presence of 5% carbon dioxide for 3 days. 5 (Cells / 50 μl) was dispensed at 50 μl into each well of a 96-well microplate (manufactured by Sumitomo Bakelite Co., Ltd.). The concentration of the target expression product contained in the culture supernatant prepared in Example 16 was calculated in advance by the method described in Example 17, and 10% was adjusted so that the final target product concentration was 100 ng / ml. It was prepared in RPMI 1640 medium containing FCS. Each expression product solution adjusted to a concentration of 100 ng / ml was repeatedly diluted two-fold with an RPMI1640 medium containing 10% FCS to prepare a dilution series. 50 μl of each expression product dilution was added to each well and incubated at 37 ° C. for 1 hour. After washing the cells with RPMI 1640 medium containing 10% FCS, the cells in each well were suspended in 75 μl of RPMI 1640 medium containing 10% FCS. Thereafter, 75 μl of a goat anti-human IgG Fc-specific polyclonal antibody (manufactured by Capel) adjusted to 1.25 μg / ml in RPMI1640 medium containing 10% FCS was added to each well as a secondary antibody. After reacting at 37 ° C. for 12 hours, 1 mg / ml of XTT (2,3-bis-2-methoxy-4-nitro-5-sulfophenyl-2H-tetrazolium-5-carboxanilide inner salt: manufactured by Sigma) is included. 50 μl of 25 μM PMS (phenazine methosulfate: manufactured by Sigma) (final concentration 250 μg / ml XTT, 5 μM PMS) was added. After culturing for 3 hours, the absorbance at 450 nm of each well was measured, and the cell viability was calculated using the mitochondrial reducing ability as an index.
[0344]
The cell viability in each well was calculated by the following formula:
Survival rate (%) = 100 × (ab) / (c−b)
(Where a represents the measured value of the test well, b represents the measured value of the cell-free well, and c represents the measured value of the well without the antibody added).
[0345]
As a result, the expression product prepared in Example 16 was shown to induce apoptosis in a T lymphoma cell line that expressed the human Fas antigen (FIG. 30).
[0346]
Example 21 Construction of Humanized Expression Vector of Light Chain of HFE7A
(1) Construction of humanized HFE7A-light chain expression vector plasmid
In order to make the HH-type humanized light chain prepared in Example 14 more human-like, the first amino acid (aspartic acid), the 85th (alanine), and the 107th (arginine) from the N-terminus of the HH-type light chain amino acid were replaced with Glutamate, glutamic acid, and lysine which were respectively conserved in human light chains (κ chains) were designed and designated as “PDHH type”. Similarly, an HM-type light chain amino acid in which the first amino acid (aspartic acid) and the 107th amino acid (arginine) from the N-terminus were replaced with glutamic acid and lysine conserved in the human light chain, respectively, was designed. PDHM type ". Hereinafter, expression plasmids carrying DNAs encoding the light chain amino acid sequences of these two types of humanized anti-human Fas antibodies were respectively constructed.
[0347]
1) Synthesis of primer
DNA encoding the PDHH type polypeptide chain (SEQ ID NO: 107 in the Sequence Listing) (SEQ ID NO: 106 in the Sequence Listing) and DNA encoding the PDHM type polypeptide chain (SEQ ID NO: 109 in the Sequence Listing) (SEQ ID NO: 108 in the Sequence Listing) The synthesis of ()) was performed by combining the PCR method.
[0348]
In performing the PCR, in addition to the above-mentioned two oligonucleotide primers 7AL1P (SEQ ID NO: 55 in the sequence listing) and 7ALCN (SEQ ID NO: 64), six other primers in the sequence listing:
5′-GGTGGAATTG TGCTCACCCA ATCTCCAGG-3 ′ (LPD1P: SEQ ID NO: 110);
5'-CCTGGAGATT GGGTGAGCAC AATCTCACC-3 '(LPD1N: SEQ ID NO: 111);
5'-CCATCTCTCG TCTGGAGCCG GAGGATTTTG C-3 '(LPD2P: SEQ ID NO: 112);
5'-GCAAAATCCC CCGGCTCCAG ACGAGAGATG G-3 '(LPD2N: SEQ ID NO: 113);
5′-CAAGGCACCCA AGCTGGAAAT CAAACGGACT G-3 ′ (LPD3P: SEQ ID NO: 114); and
5′-CAGTCCGTTT GATTTCCAGC TTGGTGCCTTG-3 ′ (LPD3N: SEQ ID NO: 115) was prepared.
[0349]
2) Construction of PDHH type humanized light chain expression plasmid pLPDHH75
An LPDHH-DNA fragment (SEQ ID NO: 106 in the sequence listing) encoding the amino acid sequence shown in SEQ ID NO: 107 in the sequence listing was prepared by repeating the PCR method three times, inserted into a plasmid, and then cloned in E. coli. Was done.
[0350]
a) First stage PCR
FIG. 31 shows the outline of the first-step PCR for LPDHH-DNA production.
[0351]
Secretory signal sequence and FRL with HindIII restriction enzyme cleavage site added to 5 'end 1 The LPD1-DNA fragment encoding a part of the region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Plasmid pHSGHH7 DNA 200ng
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer LPD1N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0352]
FRL 1 Part of the region, CDRL 1 Region, FRL 2 Region, CDRL 2 Region and FRL 3 The LPDHH1-DNA fragment encoding a part of the region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Plasmid pHSGHH7 DNA 200ng
Oligonucleotide primer LPD1P 80pmol
Oligonucleotide primer LPD2N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0353]
FRL 3 Part of the region, CDRL 3 Region and FRL 4 The LPDHH2-DNA fragment encoding the region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Plasmid pHSGHH7 DNA 200ng
Oligonucleotide primer LPD2P 80pmol
Oligonucleotide primer LPD3N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0354]
FRL 4 An LPDC-DNA fragment encoding a part of the region and the constant region and having an EcoRI restriction enzyme cleavage site added to the 3 ′ end was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Plasmid pHSGHH7 DNA 200ng
Oligonucleotide primer LPD3P 80pmol
Oligonucleotide primer 7ALCN 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0355]
Each product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. DNA bands corresponding to the detected LPD1-DNA, LPDHH1-DNA, LPDHH2-DNA and LPDC-DNA were cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a centricon and a centrilutor, respectively. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0356]
b) Second stage PCR
FIG. 32 shows an outline of the second step PCR for producing LPDHH-DNA.
[0357]
The LPDHH1.2-DNA fragment obtained by fusing the above LPD1-DNA fragment, LPDHH1-DNA and LPDHH2-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
LPD1-DNA solution prepared by the
LPDHH1-DNA solution prepared by the
LPDHH2-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer LPD3N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0358]
The product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. A band of the detected DNA corresponding to LPDHH1.2-DNA was cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a centricon and a centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
c) Third stage PCR
FIG. 33 shows an outline of the third step PCR for producing LPDHH-DNA.
[0359]
The LPDHH-DNA fragment obtained by fusing the LPDHH1.2-DNA fragment and the LPDC-DNA fragment was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
LPDHH1.2-DNA solution prepared by the
10 μl of LPDC-DNA solution prepared by the first step PCR
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7ALCN 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0360]
The product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The band corresponding to the detected LPDHH-DNA was cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a centricon and a centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0361]
FIG. 34 shows an outline of a method for preparing an expression plasmid retaining the LPDHH-DNA fragment.
[0362]
The obtained LPDHH-DNA fragment was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI.
[0363]
1 μg of cloning plasmid pHSG399 (manufactured by Takara Shuzo) DNA was previously digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and dephosphorylated with CIP. The dephosphorylated plasmid pHSG399 DNA thus obtained and the LPDHH-DNA fragment previously digested with restriction enzymes were ligated using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) according to the protocol specified by the manufacturer. The JM109 strain was transformed and spread on LB agar medium containing 1 mM IPTG, 0.1% X-Gal and 50 μg / ml chloramphenicol. After culturing at 37 ° C., a white colony was isolated, cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of chloramphenicol, and a plasmid DNA was extracted from the culture by an alkaline SDS method. The extracted plasmid DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and analyzed by 1% agarose gel electrophoresis to select a clone retaining the LPDHH-DNA fragment.
[0364]
By the above operation, a plasmid pHSHH5 carrying a fusion fragment of the DNA encoding the variable region of the humanized light chain of the PDHH type and the DNA encoding the constant region of the human Igκ chain was obtained. In addition, transformed Escherichia coli carrying the plasmid pHSHH5. E. coli pHSHH5 SANK 70398 was internationally deposited on February 26, 1998 at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) by the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) and given the accession number FERM BP-6274. Was done.
[0365]
Next, using the plasmid pHSHH5, an expression vector plasmid pLPDHH75 carrying a DNA encoding a PDHH type humanized light chain polypeptide was prepared by the method described below.
[0366]
Expression plasmid pEE. 1 μg of 12.1 (Lonza) DNA was previously digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated plasmid pEE. After ligation of 12.1 DNA (100 ng) and 10 μg of a pHSHH5 DNA fragment previously digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), Escherichia coli JM109 was transformed, and 50 μg / ml of ampicillin was transformed. Was spread on an LB agar medium containing.
[0367]
The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted according to the alkaline SDS method. This plasmid DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and the presence or absence of the inserted fragment was confirmed by 1% agarose gel electrophoresis. By the above operation, a plasmid pLPDHH75 in which the fusion fragment of the humanized PDHH type HFE7A-light chain variable region and the DNA encoding the human Igκ chain constant region was inserted in the forward direction downstream of the CMV promoter was obtained.
[0368]
(3) Construction of PDHM-type humanized light chain expression plasmid pLPDHM32
An LPDHM-DNA fragment (SEQ ID NO: 108 in the sequence listing) encoding the amino acid sequence shown in SEQ ID NO: 109 in the sequence listing was prepared by repeating the PCR method three times, inserted into a plasmid, and then cloned into E. coli. Was done.
[0369]
a) First stage PCR
FIG. 35 shows an outline of the first step PCR for producing LPDHM-DNA.
[0370]
A secretory signal sequence with a HindIII restriction enzyme cleavage site added to the 5 ′ end, and FRL 1 LPD1-DNA fragment encoding a part of the region, and FRL 4 LPDC-DNA fragments encoding a part of the region and the constant region and having an EcoRI restriction enzyme cleavage site added to the 3 ′ end were all obtained from the LPDHH-DNA fragment production process described in (2) above. Using.
[0371]
CDRL 1 Part of the region, FRL 2 Region, CDRL 2 Region, FRL 3 Region, CDRL 3 Region, and FRL 4 The LPDHM1-DNA fragment encoding the region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Plasmid pHSGHM17 DNA 200ng
Oligonucleotide primer LPD1P 80pmol
Oligonucleotide primer LPD3N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0372]
Each product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. DNA bands corresponding to the detected LPD1-DNA, LPDHM1-DNA and LPDC-DNA were cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a centricon and a centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0373]
b) Second stage PCR
FIG. 36 shows an outline of the second step PCR for producing LPDHM-DNA.
[0374]
The LPDHM1.2-DNA fragment obtained by fusing the above-mentioned LPD1-DNA fragment and LPDHM1-DNA fragment was prepared under the following conditions.
[0375]
Reaction liquid composition:
LPD1-DNA solution prepared by the
LPDHM1-DNA solution prepared by the
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer LPD3N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0376]
The product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The band corresponding to the detected LPDHM1.2-DNA was excised with a razor and eluted from an acrylamide gel using a Centricon and a Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0377]
c) Third stage PCR
FIG. 37 shows an outline of the third step PCR for producing LPDHM-DNA.
[0378]
The LPDHM-DNA fragment obtained by fusing the above-described LPDHM1.2-DNA fragment and the LPDC-DNA fragment was prepared under the following conditions.
[0379]
Reaction liquid composition:
LPDHM1.2-DNA solution prepared by the
10 μl of LPDC-DNA solution prepared by the first step PCR
Oligonucleotide primer 7AL1P 80pmol
Oligonucleotide primer 7ALCN 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
[0380]
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0381]
The product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The band corresponding to the detected LPDHM-DNA was cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a centricon and a centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0382]
The outline of the method for preparing an expression plasmid retaining the LPDHM-DNA fragment is shown in FIG.
[0383]
First, the LPDHM-DNA fragment obtained above was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with the restriction enzymes HindIII and EcoRI.
[0384]
Next, 1 μg of cloning plasmid pHSG399 (manufactured by Takara Shuzo) was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and dephosphorylated with CIP. The dephosphorylated plasmid pHSG399 DNA was ligated with an LPDHM-DNA fragment previously digested with HindIII and EcoRI using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.) according to the protocol specified by the manufacturer. Was transformed and plated on LB agar medium containing 1 mM IPTG, 0.1% X-Gal and 50 μg / ml chloramphenicol. After culturing at 37 ° C., a white colony was isolated, cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of chloramphenicol, and a plasmid DNA was extracted from the culture by an alkaline SDS method. This plasmid DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and analyzed by 1% agarose gel electrophoresis to select a clone retaining the LPDHM-DNA fragment.
[0385]
By the above operation, plasmid pHSHM2 carrying a fusion fragment of the variable region of the PDHM-type humanized light chain and the DNA encoding the human Igκ chain constant region was obtained. In addition, transformed Escherichia coli carrying the plasmid pHSHM2. E. coli pHSHM2 SANK 70198 was internationally deposited on February 26, 1998 at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) by the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) and given the accession number FERM BP-6272. Was done.
[0386]
Next, using plasmid pHSHM2, an expression vector plasmid pLPDHM32 carrying DNA encoding a PDHM-type humanized light chain polypeptide was prepared by the method described below.
[0387]
Expression plasmid pEE. 1 μg of 12.1 (Lonza) DNA was previously digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated plasmid pEE. 12.1 DNA (100 ng) and pHSHM2-DNA fragment (10 μg) previously digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI were ligated using DNA ligation kit version 2.0 (Takara Shuzo), and Escherichia coli JM109 strain was ligated. It was transformed and spread on LB agar medium containing 50 μg / ml ampicillin. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted from the culture by an alkaline SDS method. This plasmid DNA was digested with restriction enzymes EcoRI and HindIII, and the presence or absence of the inserted fragment was confirmed by agarose gel electrophoresis. By the above operations, a plasmid pLPDHM32 in which a fusion fragment of the DNA encoding the variable region of the PDHM-type humanized light chain and the DNA encoding the human Igκ chain constant region was inserted in the forward direction downstream of the CMV promoter was obtained. .
[0388]
(4) Confirmation of nucleotide sequence
The nucleotide sequence was determined in order to confirm that the plasmids pLPDHH75 and pLPDHM32 prepared in (2) and (3) above each had a DNA having the target nucleotide sequence. The primers used here were SP1 (SEQ ID NO: 68 in the Sequence Listing), SP2 (SEQ ID NO: 69 in the Sequence Listing), SP3 (SEQ ID NO: 70 in the Sequence Listing), SP4 (SEQ ID NO: 71 in the Sequence Listing), and SP5. (SEQ ID NO: 72 in the sequence listing) and SP6 (SEQ ID NO: 73 in the sequence listing). The positions to which each primer binds are shown in FIG. The nucleotide sequence was determined by the dideoxynucleotide chain termination method using each plasmid DNA purified by the alkali-SDS method and the cesium chloride method as a template. As a result, it was confirmed that pLPDHH75 has the nucleotide sequence shown in SEQ ID NO: 106 in the sequence listing, and pLPDHM32 has the nucleotide sequence shown in SEQ ID NO: 108 in the sequence listing.
[0389]
Example 22 Construction of humanized heavy chain expression vector
In order to make the humanized HFE7A-heavy chain produced in Example 15 closer to humans, the amino acid at position 44 (arginine) and the amino acid at position 76 (alanine) from the N-terminal of the amino acid sequence of the humanized heavy chain were replaced with human, respectively. Substitutions of glycine and threonine conserved in the heavy chain were designed and designated as "HV type". An expression plasmid carrying the DNA encoding the HV type humanized heavy chain amino acid sequence was constructed by the method described below.
[0390]
(1) Synthesis of primer
DNA (SEQ ID NO: 116 in the Sequence Listing) encoding the HV type humanized heavy chain polypeptide chain (SEQ ID NO: 117 in the Sequence Listing) was synthesized by a combination of PCR methods.
[0391]
In carrying out the PCR, in addition to the above primer 7AH1P (SEQ ID NO: 76 in the sequence listing), three more primers:
5′-CAGGCCCCTG GACAGGGCCT TGAGTGGATG-3 ′ (HPD1P: SEQ ID NO: 118 in Sequence Listing);
5'-CATCCACTCA AGGCCCTGTC CAGGGGCCTG-3 '(HPD1N: SEQ ID NO: 119 in Sequence Listing); and
5′-GCTGAGCTCC ATGTAGGCTG TGCTAGTGGA TGGTTCTAC-3 ′ (HPD2N: SEQ ID NO: 120 in Sequence Listing) was prepared.
[0392]
(2) Construction of plasmid pgHPDHV3
The HPD1.2-DNA fragment encoding the amino acid sequence represented by amino acid numbers -19 to 84 of SEQ ID NO: 117 in the sequence listing was prepared by repeating the PCR method twice, inserted into a plasmid, and cloned into E. coli. Was done.
[0393]
a) First stage PCR
FIG. 39 shows the outline of the first-step PCR for preparing HPD1.2-DNA.
[0394]
Secretion signal sequence, FRH, with a HindIII restriction enzyme cleavage site added to the 5 'end 1 Region, CDRH 1 Region and FRH 2 An HPD1-DNA fragment encoding a part of the region was prepared under the following conditions.
Reaction liquid composition:
Plasmid pgHSL7A62 DNA 200ng
Oligonucleotide primer 7AH1P 80pmol
Oligonucleotide primer HPD1N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
[0395]
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0396]
Next, FRH 2 Part of the region, CDRH 3 Region and FRH 3 An HPD2-DNA fragment encoding a part of the region was prepared under the following conditions.
[0397]
Reaction liquid composition:
Plasmid pgHSL7A62 DNA 200ng
Oligonucleotide primer HPD1P 80pmol
Oligonucleotide primer HPD2N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
[0398]
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0399]
Each product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. DNA bands corresponding to the detected HPD1-DNA and HPD2-DNA were cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a centricon and a centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0400]
b) Second stage PCR
FIG. 40 shows the outline of the second step PCR for preparing HPD1.2-DNA.
[0401]
The HPD1.2-DNA fragment obtained by fusing the aforementioned HPD1-DNA fragment and HPD2-DNA fragment was prepared under the following conditions.
[0402]
Reaction liquid composition:
HPD1-DNA solution prepared by the
HPD2-DNA solution prepared by the first-
Oligonucleotide primer 7AH1P 80pmol
Oligonucleotide primer HPD2N 80pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
[0403]
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0404]
The product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. A band corresponding to the detected fusion DNA was cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a Centricon and a Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0405]
FIG. 41 shows an outline of a method for preparing a plasmid holding the HPD1.2-DNA fragment.
[0406]
The HPD1.2-DNA fragment obtained above was further purified by phenol extraction and ethanol precipitation, and then digested with restriction enzymes HindIII and SacI.
[0407]
1 μg of the above plasmid pgHSL7A62 DNA was previously digested with restriction enzymes HindIII and SacI, and dephosphorylated with CIP. After ligating the dephosphorylated plasmid pgHSL7A62 DNA and an HPD1.2-DNA fragment previously digested with HindIII and SacI using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.), Escherichia coli JM109 strain was transformed. It was spread on an LB agar medium containing chloramphenicol at a final concentration of 50 μg / ml. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of chloramphenicol, and a plasmid DNA was extracted from the culture by an alkaline SDS method. This plasmid DNA was digested with restriction enzymes SacI and HindIII, and subjected to agarose gel electrophoresis to select a clone retaining the HPD1.2-DNA fragment.
[0408]
By the above operation, plasmid pgHPDHV3 carrying a fusion fragment of the DNA encoding the variable region of the HV type humanized heavy chain and the genomic DNA fragment encoding the human IgG1 constant region was obtained. In addition, transformed Escherichia coli carrying the plasmid pgHPDHV3. E. coli pgHPDHV3 SANK 70298 was internationally deposited on February 26, 1998 with the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST) at the National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST), under the accession number FERM BP-6273. Was done.
[0409]
Next, 10 μg of pgHPDHV3 DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI. On the other hand, the expression plasmid pEE. 6.1 μg (manufactured by Lonza) was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI in advance and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated plasmid pEE. 6.1 DNA (100 ng) and pgHPDHV3 DNA (10 μg) digested with HindIII and EcoRI were ligated using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo), and then cloned into Escherichia coli JM109 strain. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted from the culture by an alkaline SDS method. This plasmid DNA was digested with restriction enzymes HindIII and EcoRI, and subjected to agarose gel electrophoresis to confirm the presence or absence of the inserted fragment. By the above operation, plasmid pEgPDHV3-21 in which the DNA encoding the HV type humanized heavy chain was inserted in the forward direction downstream of the CMV promoter was obtained.
[0410]
(3) Confirmation of nucleotide sequence
The nucleotide sequence was determined in order to confirm that the plasmid pEgPDHV3-21 obtained in the above (2) holds a DNA having the target nucleotide sequence. The primers used here were PEEF (SEQ ID NO: 104 in the Sequence Listing), HPD1P (SEQ ID NO: 118 in the Sequence Listing), HPD1N (SEQ ID NO: 119 in the Sequence Listing), and HPD2N (SEQ ID NO: 120 in the Sequence Listing). Was. The position where each primer binds is shown in FIG. The nucleotide sequence was determined by the dideoxynucleotide chain termination method using plasmid DNA purified by the alkali-SDS method and the cesium chloride method as a template. As a result, pEgPDHV3-21 was confirmed to have the nucleotide sequence shown in SEQ ID NO: 116 in the sequence listing.
[0411]
Example 23 Construction of expression vector for COS-1 cells
Various humanized HFE7A-light chain expression vectors (p7AL-HH, p7AL-HM, p7AL-MM, pLPDHH75 and pLPDHM32) prepared in Example 14 and Example 21, and in Example 15 and Example 22. Using various humanized HFE7A-heavy chain expression vectors (pEg7AH-H and pEgPDHV3-21), expression vectors optimized for gene expression using COS-1 cells were prepared by the method described below.
[0412]
1. Construction of light chain expression vector for COS-1 cells
FIG. 43 shows an outline of a method for constructing expression vectors for various humanized HFE-7A light chains for COS-1 cells.
[0413]
(1) Synthesis of promoter amplification primer (for light chain)
In preparing a DNA fragment containing the SRα promoter region by PCR, the following two oligonucleotide primers are used:
5′-TGCACGCGTG GCTGTGGAAT GTGTGTCAGT TAG-3 ′ (MLUA: SEQ ID NO: 121 in Sequence Listing); and
5′-TCCGAAGCTT TTAGAGCAGA AGTAACACTTC-3 ′ (HINDB: SEQ ID NO: 122 in Sequence Listing) was prepared.
[0414]
(2) Construction of expression vector (for light chain)
The LSRα-DNA fragment containing the SRα promoter region and having a MulI restriction enzyme cleavage site at the 5 ′ end and a HindIII restriction enzyme cleavage site at the 3 ′ end was prepared using the plasmid pME18S as a template under the following conditions.
[0415]
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME18S DNA
Oligonucleotide primer HINDB 80 pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
[0416]
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0417]
The product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. The band corresponding to the detected LSRα-DNA was cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a Centricon and a Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0418]
Next, 1 μg of the plasmids p7AL-HH, p7AL-HM, p7AL-MM, pLPDHH75 or pLPDHM32 prepared in Example 14 and Example 21 were digested with restriction enzymes MulI and HindIII, and dephosphorylated with CIP. The dephosphorylated plasmid DNA was ligated with an LSRα-DNA fragment previously digested with MulI and HindIII using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.). The cells were spread on an LB agar medium containing 50 μg / ml of ampicillin. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted from the culture by an alkaline SDS method. This plasmid DNA was digested with restriction enzymes MulI and HindIII, and agarose gel electrophoresis was performed to select a clone retaining the LSRα-DNA fragment.
[0419]
By the above operation, the expression vectors pSRHH (derived from HH type, p7A-HH), pSRHM (derived from HM type, p7A-HM), pSRMM (MM type, derived from p7A-HM) for COS-1 cells encoding various humanized light chains are obtained. MM), pSRPDHH (PDHH type, derived from pLPDHH75) and pSRPDHM (PDMM type, derived from pLPDHM32) were obtained.
[0420]
2. Construction of heavy chain expression vector for COS-1 cells
The outline of the method for constructing expression vectors for various humanized heavy chains for COS-1 cells is shown in FIG.
[0421]
(1) Synthesis of promoter amplification primer (for heavy chain)
In preparing a DNA fragment containing the SRα promoter region by PCR, in addition to the above-mentioned primer HINDB (SEQ ID NO: 122 in the sequence listing), one more primer:
5′-AAAGCGGCCG CTGCTAGCTT GGCTTGTGGAA TGTGTG-3 ′ (NOTA: SEQ ID NO: 123 in Sequence Listing) was prepared.
[0422]
(2) Construction of expression vector (for heavy chain)
An HSRα-DNA fragment containing the SRα promoter region and having a NotI restriction enzyme cleavage site at the 5 ′ end and a HindIII restriction enzyme cleavage site at the 3 ′ end was prepared using the plasmid pME18S as a template under the following conditions.
[0423]
Reaction liquid composition:
200 ng of plasmid pME18S DNA
Oligonucleotide primer NOTA 80pmol
Oligonucleotide primer HINDB 80 pmol
dNTP mixture 20μl
20 μl of 10 × Pfu buffer
The reaction solution having the above composition was adjusted to a final volume of 200 μl with double-distilled water and subjected to PCR.
[0424]
PCR reaction temperature conditions: After heating at 94 ° C. for 2 minutes, a temperature cycle of 94 ° C. for 1 minute, 55 ° C. for 1 minute, and 72 ° C. for 2 minutes was repeated 30 times, followed by heating at 72 ° C. for 10 minutes.
[0425]
The product after PCR was separated by 5% polyacrylamide gel electrophoresis after phenol extraction and ethanol precipitation. The acrylamide gel after electrophoresis was stained with ethidium bromide at a concentration of 1 μg / ml, and the product DNA was detected under ultraviolet irradiation. A band corresponding to the detected HSRa-DNA was cut out with a razor and eluted from an acrylamide gel using a Centricon and a Centriluter. The eluted DNA was concentrated by centrifugation at 7,500 × g, and after ethanol precipitation, dissolved in 50 μl of distilled water.
[0426]
Next, 1 μg of the plasmid pEg7AH-H or pEgPDHV3-21 prepared in Example 15 and Example 22 was digested with restriction enzymes NotI and HindIII, and dephosphorylated with CIP. This dephosphorylated plasmid DNA was ligated with an HSRα-DNA fragment previously digested with NotI and HindIII using a DNA ligation kit version 2.0 (manufactured by Takara Shuzo Co., Ltd.). The cells were spread on an LB agar medium containing 50 μg / ml of ampicillin. The obtained transformant was cultured in an LB liquid medium containing 50 μg / ml of ampicillin, and a plasmid DNA was extracted from the culture by an alkaline SDS method. This plasmid DNA was digested with restriction enzymes NotI and HindIII, and subjected to agarose gel electrophoresis to select a clone retaining the HSRa-DNA fragment.
[0427]
Through the above operations, expression vectors pSRg7AH (derived from pEg7AH-H) and pSRgPDH (derived from pEgPDHV3-21) for COS-1 cells encoding various humanized heavy chains were obtained.
[0428]
Example 24 Expression of genes encoding humanized HFE7A subunits in COS-1 cells
Transformation of COS-1 cells with the expression vector for COS-1 cells obtained in Example 23 was performed by the method described in Example 16. First, COS-1 cells were placed in a cell culture flask (culture area 225 cm) containing α (+) MEM (manufactured by Gibco BRL) containing 10% FCS. 2 : Sumitomo Bakelite Co., Ltd.) until semi-confluent. Thereafter, the medium was removed, and COS-1 cells were released from the flask by keeping the mixture at 37 ° C. for 3 minutes in 3 ml of a trypsin-EDTA solution (manufactured by Sigma). The released cells were collected by centrifugation at 800 rpm for 2 minutes, washed twice with PBS (−) (manufactured by Nissui Pharmaceutical Co., Ltd.), and then washed with 1 × 10 4 with PBS (−). 8 The COS-1 cell suspension was prepared so as to have a cell number / ml.
[0429]
On the other hand, 4 μg of a humanized heavy chain expression vector (pSRg7AH or pSRgPDH) DNA prepared using the alkali-SDS method and cesium chloride density gradient centrifugation, and a humanized light chain expression vector (pSRHH, pSRHM, pSRMM, pSRPDH or pSRPDHM) 4) DNA (4 μg) was mixed in the combination described below, followed by ethanol precipitation, and the obtained precipitate was dissolved in PBS (−) 20 μl. 20 μl of the obtained plasmid solution was added to 20 μl of the previously prepared COS-1 cell suspension (2 × 10 6 The resulting mixture was placed in a chamber (FCT-13: manufactured by Shimadzu Corporation) with an electrode spacing of 2 mm, and set in a gene transfer apparatus GTE-1 (manufactured by Shimadzu Corporation). Thereafter, the target plasmid DNA was introduced into the COS-1 cells by applying a pulse of 50 μF at 600 V twice at 1 second intervals. The cell-DNA mixture in the chamber after applying the pulse was suspended in 5 ml of α (+) MEM containing 10% fetal bovine serum, and the suspension was cultured in a cell culture flask (culture area 25 cm). 2 : Sumitomo Bakelite Co., Ltd.). This is 5% CO 2 After culturing at 37 ° C. for 72 hours, the culture supernatant was recovered.
[0430]
By the above method, COS-1 cells were transformed under the following conditions [A] to [F], and the culture supernatant was recovered.
[0431]
[A]: conditions not containing plasmid DNA;
[B]: co-transfection of pSRgPDH and pSRPDHH;
[C]: co-transfection of pSRgPDH and pSRPDHM;
[D]: co-transfection of pSRg7AH and pSRHH;
[E]: co-transfection of pSRg7AH and pSRHM;
[F]: co-transfection of pSRg7AH and pSRMM.
[0432]
Example 25 Assay of binding ability to Fas
For each of the culture supernatant samples prepared in Example 24, the concentration of the target expression product contained was calculated by the method described in Example 17 so that the final target product concentration was 100 ng / ml. Prepared with α (+) MEM containing 10% FCS. When the concentration of the target product in the culture supernatant sample was lower than 100 ng / ml, the obtained culture supernatant was first concentrated using Centriprep-10 (manufactured by Amicon). That is, 5 ml of the culture supernatant was transferred to Centriprep-10, concentrated by centrifugation at 3000 × g, and the concentration of the target product was calculated again by the method described in Example 17.
[0433]
Next, the operation of diluting each sample solution adjusted to a concentration of 100 ng / ml twice with α (+) MEM containing 10% FCS was repeated to prepare a dilution series. For these samples, the binding ability to the human Fas fusion protein was measured by the ELISA method described in Example 18.
[0434]
As a result, among the culture supernatant samples prepared in Example 24, those under the conditions of [B], [C], [D], [E] and [F] showed the binding ability to human Fas fusion protein. (Fig. 45).
[0435]
Example 26 Competitive inhibition of HFE7A binding to Fas
For each culture supernatant sample prepared in Example 24, the concentration of the target expression product contained therein was calculated in advance according to the method described in Example 17, and finally the α (+) MEM containing 10% FCS was used. The desired product concentration was adjusted to 1 μg / ml. When the concentration of the target product in the culture supernatant sample was lower than 1 μg / ml, the culture supernatant was concentrated using Centriprep-10 and then adjusted to 1 μg / ml.
[0436]
Next, the operation of diluting the sample prepared at a concentration of 1 μg / ml twice with α (+) MEM containing 10% FCS was repeated to prepare a dilution series. On the other hand, AP-HFE7A was adjusted to a concentration of 50 ng / ml with α (+) MEM containing 10% FCS, and mixed with the diluted series sample in an equal amount. Thereafter, the competitive inhibitory activity on HFE7A of each sample was measured by the method described in Example 19.
[0437]
As a result, among the culture supernatant samples prepared in Example 24, those under the conditions of [B], [C], [D], [E], and [F] were those of HFE7A prepared from the hybridoma culture. It was confirmed that the binding to the human Fas fusion protein was specifically inhibited (FIG. 46).
[0438]
Example 27 Apoptosis-inducing activity
The culture supernatant sample prepared in Example 24 was adjusted by the method described in Example 22 so that the final target product concentration was 100 ng / ml (however, the medium for adjustment contains 10% FCS). RPMI 1640 medium was used). The operation of diluting the 100 ng / ml sample twice with RPMI1640 medium containing 10% FCS was repeated to prepare a dilution series. Thereafter, the cytotoxic activity of each sample on WR19L12a cells was measured by the method described in Example 20.
[0439]
As a result, among the culture supernatant samples prepared in Example 24, those under the conditions of [B], [C], [D], [E] and [F] were HFE7A prepared from the hybridoma culture. Similarly, it was shown to induce apoptosis in a T lymphoma cell line that expressed the human Fas antigen (FIG. 47).
[0440]
Formulation example
The molecules of the invention are provided for use as ampules in sterile solutions or suspensions in water or other pharmacologically acceptable solutions. Alternatively, a sterile powder preparation (preferably freeze-dried of the molecule of the present invention) may be filled in an ampoule and diluted with a pharmacologically acceptable solution at the time of use.
[0441]
According to the present invention, various diseases caused by the Fas / Fas ligand system (autoimmune diseases (systemic lupus erythematosus, Hashimoto's disease, rheumatoid arthritis, graft-versus-host disease, Sjogren's syndrome, pernicious anemia, Addison) Disease, scleroderma, Goodpasture's syndrome, Crohn's disease, autoimmune hemolytic anemia, natural infertility, myasthenia gravis, multiple sclerosis, Basedow's disease, idiopathic thrombocytopenic purpura, insulin-dependent diabetes) , Allergy, atopy, arteriosclerosis, myocarditis, cardiomyopathy, glomerulonephritis, aplastic anemia, hepatitis (fulminant hepatitis, chronic hepatitis, viral hepatitis (hepatitis C, hepatitis B, hepatitis D)) or During Fas of primate and non-primate animals useful as prophylactic or therapeutic agents against alcoholic hepatitis), acquired immunodeficiency syndrome or rejection after organ transplantation) Molecule is provided with a specific antigen binding region to an epitope being conserved.
[0442]
[Sequence List Free Text]
SEQ ID NO: 12: N1
SEQ ID NO: 13: C3N
SEQ ID NO: 14: N3N
SEQ ID NO: 15: CTN2
SEQ ID NO: 18: H1
SEQ ID NO: 19: H2
SEQ ID NO: 20: L1
SEQ ID NO: 21: L2
SEQ ID NO: 22: H3
SEQ ID NO: 23: H4
SEQ ID NO: 24: L3
SEQ ID NO: 25: L4
SEQ ID NO: 41: control peptide
SEQ ID NO: 46: control peptide
SEQ ID NO: 47: HVKII5-4
SEQ ID NO: 48: HKCL3-3
SEQ ID NO: 49: Humanized anti-Fas antibody HFE7A HH type light chain
SEQ ID NO: 50: Humanized anti-Fas antibody HFE7A HH type light chain
SEQ ID NO: 51: Humanized anti-Fas antibody HFE7A HM type light chain
SEQ ID NO: 52: Humanized anti-Fas antibody HFE7A HM type light chain
SEQ ID NO: 53: humanized anti-Fas antibody HFE7A MM type light chain
SEQ ID NO: 54: humanized anti-Fas antibody HFE7A MM type light chain
SEQ ID NO: 55: 7AL1P
SEQ ID NO: 56: 7AL1N
SEQ ID NO: 57: 7AL2P
SEQ ID NO: 58: 7AL2N
SEQ ID NO: 59: 7AL3PA
SEQ ID NO: 60: 7AL3N
SEQ ID NO: 61: 7AL4P
SEQ ID NO: 62: 7AL4N
SEQ ID NO: 63: 7ALCP
SEQ ID NO: 64: 7ALCN
SEQ ID NO: 65: M7AL2N
SEQ ID NO: 66: M7AL3PA
SEQ ID NO: 67: 7AL4NA
SEQ ID NO: 68: SP1
SEQ ID NO: 69: SP2
SEQ ID NO: 70: SP3
SEQ ID NO: 71: SP4
SEQ ID NO: 72: SP5
SEQ ID NO: 73: SP6
SEQ ID NO: 74: Humanized anti-Fas antibody HFE7A heavy chain variable region and N-
SEQ ID NO: 75: Humanized anti-Fas antibody HFE7A heavy chain variable region and N-
SEQ ID NO: 76: 7AH1P
SEQ ID NO: 77: 7AH1NNEW
SEQ ID NO: 78: 7AH2N
SEQ ID NO: 79: 7AH2PNEW
SEQ ID NO: 80: 7AH3P
SEQ ID NO: 81: 7AH3N
SEQ ID NO: 82: 7AH4P
SEQ ID NO: 83: 7AH4N
SEQ ID NO: 84: 5 ′ Hind
SEQ ID NO: 85: IGGCPSTN
SEQ ID NO: 86: IGGCPSTP
SEQ ID NO: 87: Eco3 ′
SEQ ID NO: 88: humanized anti-Fas antibody HFE7A heavy chain
SEQ ID NO: 89: humanized anti-Fas antibody HFE7A heavy chain
SEQ ID NO: 90: IG01
SEQ ID NO: 91: IG02
SEQ ID NO: 92: IG03
SEQ ID NO: 93: IG04
SEQ ID NO: 94: IG05
SEQ ID NO: 95: IG06
SEQ ID NO: 96: IG07
SEQ ID NO: 97: IG08
SEQ ID NO: 98: IGP5
SEQ ID NO: 99: IGP6
SEQ ID NO: 100: IGP7
SEQ ID NO: 101: IGP8
SEQ ID NO: 102: H5 +
SEQ ID NO: 103: H5-
SEQ ID NO: 104: PEEF
SEQ ID NO: 105: PEEB
SEQ ID NO: 106: humanized anti-Fas antibody HFE7A PDHH type light chain
SEQ ID NO: 107: humanized anti-Fas antibody HFE7A PDHH type light chain
SEQ ID NO: 108: humanized anti-Fas antibody HFE7A PDHM type light chain
SEQ ID NO: 109: humanized anti-Fas antibody HFE7A PDHM type light chain
SEQ ID NO: 110: LPD1P
SEQ ID NO: 111: LPD1N
SEQ ID NO: 112: LPD2P
SEQ ID NO: 113: LPD2N
SEQ ID NO: 114: LPD3P
SEQ ID NO: 115: LPD3N
SEQ ID NO: 116: humanized anti-Fas antibody HFE7A HV type heavy chain
SEQ ID NO: 117: humanized anti-Fas antibody HFE7A HV type heavy chain
SEQ ID NO: 118: HPD1P
SEQ ID NO: 119: HPD1N
SEQ ID NO: 120: HPD2N
SEQ ID NO: 121: MLUA
SEQ ID NO: 122: HINDB
SEQ ID NO: 123: NOTA
[0443]
[Sequence list]
[Brief description of the drawings]
FIG. 1 is a construction diagram of phFas-AIC2.
FIG. 2 is a construction diagram of pME-H and pME-L.
FIG. 3 shows the results of ELISA for defining the epitope of HFE7A.
FIG. 4 shows the results of a competition assay for defining the epitope of HFE7A.
FIG. 5 shows the results of a toxicity test of HFE7A.
FIG. 6 is a diagram showing the results of a test using a fulminant hepatitis model.
FIG. 7 is a diagram showing the results of a test for preventing the onset of collagen-induced arthritis.
FIG. 8: Overview of the first step PCR for VHH-DNA production.
FIG. 9 is an outline of the second step PCR for producing VHH-DNA.
FIG. 10: Summary of the third step PCR for VHH-DNA production.
FIG. 11 shows an outline of a method for preparing an expression plasmid having a VHH-DNA fragment.
FIG. 12: Overview of first step PCR for VHM-DNA production.
FIG. 13. Schematic of the second stage PCR for VHM-DNA production.
FIG. 14 shows an outline of a method for preparing an expression plasmid having a VHM-DNA fragment.
FIG. 15: Overview of the first step PCR for VMM-DNA production.
FIG. 16 is an outline of the second step PCR for preparing VMM-DNA.
FIG. 17: Summary of the third step PCR for VMM-DNA production.
FIG. 18 shows an outline of a method for preparing a plasmid holding a VMM-DNA fragment.
FIG. 19 is a diagram showing binding positions of humanized light chain sequencing primers.
FIG. 20. Outline of the first step PCR for VD-DNA production.
FIG. 21: Outline of the second step PCR for VD-DNA production.
FIG. 22. Summary of the third step PCR for VD-DNA production.
FIG. 23 shows an outline of a method for preparing a plasmid holding a VD-DNA fragment.
FIG. 24 shows an outline of a method for producing a DNA (IG5′-DNA) fragment containing the CH1 region and intron of human IgG1.
FIG. 25 shows an outline of a method for preparing a genomic DNA (IG3′-DNA) fragment containing the hinge region, CH2 region, CH3 region and intron of human IgG1.
FIG. 26 shows an outline of a procedure for preparing an expression vector plasmid pEg7AH-H.
FIG. 27 shows binding positions of humanized heavy chain sequencing primers.
FIG. 28 shows the binding activity of a humanized anti-Fas antibody to a human Fas fusion protein.
FIG. 29 is a view showing the competitive inhibition of HFE7A and humanized anti-Fas antibody against human Fas fusion protein.
FIG. 30 shows the cytotoxic activity of humanized HFE7A on WR19L12a.
FIG. 31. Overview of the first step PCR for LPDHH-DNA production.
FIG. 32. Overview of the second step PCR for production of LPDHH-DNA.
FIG. 33. Summary of the third step PCR for LPDHH-DNA production.
FIG. 34 shows an outline of a method for preparing an expression plasmid retaining an LPDHH-DNA fragment.
FIG. 35. Summary of first step PCR for LPDHM-DNA production.
FIG. 36. Summary of second stage PCR for LPDHM-DNA production.
FIG. 37. Summary of third step PCR for LPDHM-DNA production.
FIG. 38 shows an outline of a method for preparing an expression plasmid retaining an LPDHM-DNA fragment.
FIG. 39. Summary of first step PCR for HPD1.2-DNA production.
FIG. 40. Summary of second stage PCR for HPD1.2-DNA production.
FIG. 41 shows an outline of a method for preparing a plasmid holding an HPD1.2-DNA fragment.
FIG. 42 is a diagram showing binding positions of DNAs encoding HV type humanized heavy chains with a sequencing primer.
FIG. 43 is a construction diagram of an expression vector optimized for expressing various humanized light chains in COS-1 cells.
FIG. 44 is a construction diagram of an expression vector optimized for expressing various humanized heavy chains in COS-1 cells.
FIG. 45 shows the binding activity to human Fas fusion protein in the culture supernatant of various transformed COS-1 cells.
FIG. 46 is a graph showing the competitive inhibitory activity on the binding between human Fas fusion protein and HFE7A in the culture supernatant of various transformed COS-1 cells.
FIG. 47 is a graph showing cytotoxicity to WR19L12a in the culture supernatant of various transformed COS-1 cells.
Claims (17)
1)配列表の配列番号1に示されるアミノ酸配列に特異的な抗原結合領域を有する;
2)下記の一般式(I)で示されるアミノ酸配列を含むことからなる重鎖ポリペプチドを有する
−FRH1−CDRH1−FRH2−CDRH2−FRH3−CDRH3−FRH4−(I)
(式中、FRH1は18乃至30個のアミノ酸配列からなる任意のアミノ酸配列を表わし、CDRH1は配列表の配列番号2で示されるアミノ酸配列を表わし、FRH2は14個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、CDRH2は配列表の配列番号3で示されるアミノ酸配列を表わし、FRH3は32個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、CDRH3は配列表の配列番号4で示されるアミノ酸配列を表わし、FRH4は11個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、各アミノ酸はそれぞれペプチド結合で連結している。)および、以下の一般式(II)で示されるアミノ酸配列を含むことからなる軽鎖ポリペプチド;
3)下記の一般式(II)で示されるアミノ酸配列を含むことからなる軽鎖ポリペプチドを有する
−FRL1−CDRL1−FRL2−CDRL2−FRL3−CDRL3−FRL4−(II)
(式中、FRL1は23個のアミノ酸配列からなる任意のアミノ酸配列を表わし、CDRL1は配列表の配列番号5で示されるアミノ酸配列を表わし、FRL2は15個のアミノ酸配列からなる任意のアミノ酸配列を表わし、CDRL2は配列表の配列番号6で示されるアミノ酸配列を表わし、FRL3は32個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、CDRL3は配列表の配列番号7で示されるアミノ酸配列を表わし、FRL4は10個のアミノ酸からなる任意のアミノ酸配列を表わし、各アミノ酸はそれぞれペプチド結合で連結している。);
3)Fasを発現しているT細胞に対するアポトーシス誘導活性を有する;
4)肝臓障害を誘発しない。
5)イムノグロブリンG型抗体である。An antibody obtained by humanizing a monoclonal antibody produced by a mouse-mouse hybridoma HFE7A (FERM BP-5828), having the following features 1) to 5):
1) having an antigen-binding region specific to the amino acid sequence shown in SEQ ID NO: 1 in the sequence listing;
2) -FRH 1 -CDRH 1 -FRH 2 -CDRH 2 -FRH 3 -CDRH 3 -FRH 4 having a heavy chain polypeptide that comprises an amino acid sequence represented by the following general formula (I) - (I)
(Wherein, FRH 1 represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 18 to 30 amino acid sequences, CDRH 1 represents an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 2 in the sequence listing, and FRH 2 represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 14 amino acids. CDRH 2 represents the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 3 in the sequence listing, FRH 3 represents any amino acid sequence consisting of 32 amino acids, and CDRH 3 represents the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 4 in the sequence listing. represents the amino acid sequence, FRH 4 represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 11 amino acids, each amino acid is linked at each peptide bond.) and the amino acid sequence represented by the following general formula (II) A light chain polypeptide comprising:
3) -FRL 1 -CDRL 1 -FRL 2 -CDRL 2 -FRL 3 -CDRL 3 -FRL 4 having a light chain polypeptide that comprises an amino acid sequence represented by the following general formula (II) - (II)
(Wherein, FRL 1 represents any amino acid sequence consisting of 23 amino acid sequences, CDRL 1 represents the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 5 in the sequence listing, and FRL 2 represents any amino acid sequence consisting of 15 amino acid sequences. Represents an amino acid sequence, CDRL 2 represents an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 6 in the sequence listing, FRL 3 represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 32 amino acids, and CDRL 3 represents a sequence represented by SEQ ID NO: 7 in the sequence listing. Represents an amino acid sequence, and FRL 4 represents an arbitrary amino acid sequence consisting of 10 amino acids, and each amino acid is linked by a peptide bond.);
3) has an apoptosis-inducing activity on T cells expressing Fas;
4) Does not induce liver damage.
5) Immunoglobulin type G antibody.
a)MRLgld /gld マウスの自己免疫疾患症状の改善効果を有する;
b)コラーゲン誘導関節炎に対する発症予防効果を有する;
c)慢性関節リウマチ患者由来滑膜細胞に対するアポトーシス誘導活性を有する。The antibody according to claim 1 or 2, wherein the antibody has the biological property according to at least one of the following a) to c):
a) It has an effect of improving autoimmune disease symptoms in MRLgld / gld mice;
b) has a preventive effect on collagen-induced arthritis;
c) It has apoptosis-inducing activity on synovial cells derived from patients with rheumatoid arthritis.
a)MRLgld /gld マウスの自己免疫疾患症状の改善効果を有する;
b)抗マウスFasモノクローナル抗体Jo2により惹起される劇症肝炎に対する治療または予防効果を有する;
c)コラーゲン誘導関節炎に対する発症予防効果を有する;
d)慢性関節リウマチ患者由来滑膜細胞に対するアポトーシス誘導活性を有する。An antibody according to claim 1 or 2, characterized in that it has all of the biological properties described under a) to d) below:
a) It has an effect of improving autoimmune disease symptoms in MRLgld / gld mice;
b) has a therapeutic or preventive effect on fulminant hepatitis induced by anti-mouse Fas monoclonal antibody Jo2;
c) has an effect of preventing the onset of collagen-induced arthritis;
d) It has apoptosis-inducing activity on synovial cells derived from patients with rheumatoid arthritis.
Fasを発現しているT細胞に対するアポトーシス誘導活性を有することを特徴とする抗体:
1)配列表の配列番号50のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号52のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号54のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列、配列表の配列番号107のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列または配列表の配列番号109のアミノ酸番号1から218に示されるアミノ酸配列のいずれか一つのアミノ酸配列からなる軽鎖ポリペプチド;
2)配列表の配列番号89のアミノ酸番号1から451に示されるアミノ酸配列または配列表の配列番号117のアミノ酸番号1から451に示されるアミノ酸配列のいずれか一つのアミノ酸配列からなる重鎖ポリペプチド。An antibody composed of the light chain polypeptide described in 1) and the heavy chain polypeptide described in 2) below, wherein the amino acid sequence of at least one of the light chain polypeptide and the heavy chain polypeptide is 1 Or, several amino acids have been deleted, substituted or added, comprising an amino acid sequence, and having an antigen-binding region specific to the amino acid sequence shown in SEQ ID NO: 1 in the sequence listing,
An antibody having apoptosis-inducing activity against T cells expressing Fas:
1) The amino acid sequence represented by amino acid numbers 1 to 218 of SEQ ID NO: 50 in the sequence listing, the amino acid sequence represented by amino acid numbers 1 to 218 of SEQ ID NO: 52 in the sequence listing, and the amino acid sequence 1 to 218 of SEQ ID NO: 54 of the sequence listing Or any one of the amino acid sequences of amino acid numbers 1 to 218 of SEQ ID NO: 107 in the sequence listing or the amino acid sequences of amino acid numbers 1 to 218 of SEQ ID NO: 109 in the sequence listing. Light chain polypeptide;
2) a heavy-chain polypeptide consisting of any one of the amino acid sequences of amino acid numbers 1 to 451 of SEQ ID NO: 89 in the sequence listing or the amino acid sequences of amino acid numbers 1 to 451 of SEQ ID NO: 117 of the sequence listing .
1) Fas−Fasリガンド系に欠損のある動物をFasで免疫する工程;
2) Fasで免疫された動物から摘出した脾臓細胞と、ミエローマ細胞を融合させ、Fasに結合する抗体を産生するハイブリドーマを選択する工程。A method for producing a mouse-mouse hybridoma HFE7A, comprising the following steps 1) and 2):
1) immunizing an animal deficient in the Fas-Fas ligand system with Fas;
2) A step of fusing spleen cells excised from an animal immunized with Fas with myeloma cells and selecting a hybridoma that produces an antibody that binds to Fas.
1) Fas−Fasリガンド系に欠損のある動物をFasで免疫する工程:
2) Fasで免疫された動物から摘出した脾臓細胞と、ミエローマ細胞を融合させ、Fasに結合する抗体を産生するハイブリドーマを選択する工程。A method for selecting a mouse-mouse hybridoma HFE7A, comprising the following steps 1) and 2):
1) Immunizing an animal deficient in the Fas-Fas ligand system with Fas:
2) A step of fusing spleen cells excised from an animal immunized with Fas with myeloma cells and selecting a hybridoma that produces an antibody that binds to Fas.
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