HU210214B - Process for the fermentation and solid phase biocatalisator useful in this process - Google Patents
Process for the fermentation and solid phase biocatalisator useful in this process Download PDFInfo
- Publication number
- HU210214B HU210214B HU215591A HU215591A HU210214B HU 210214 B HU210214 B HU 210214B HU 215591 A HU215591 A HU 215591A HU 215591 A HU215591 A HU 215591A HU 210214 B HU210214 B HU 210214B
- Authority
- HU
- Hungary
- Prior art keywords
- fermentation
- biological material
- beads
- weight
- solid phase
- Prior art date
Links
Landscapes
- Immobilizing And Processing Of Enzymes And Microorganisms (AREA)
Abstract
A találmány fermentáló biológiai anyag és a biológiai anyag számára nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves tápanyagkomponens jelenlétében végzett fermentációs eljárásra vonatkozik. A találmány szerint a) a nitrogénforrást olyan 1-5 mennyiség átmérőjű porózus cellulóz gyöngyök formájában adják a fermentációs elegyhez, amelyek a gyöngy szárazanyag-tartalmára vonatkoztatva 1-70 tömeg% mennyiségben tartalmazzák a fenti szilárd szerves tápanyagkomponenst adott esetben védőkolloiddal bevont állapotban, és a fermentációt rögzítetten fermentáló biológiai anyaggal végzik, vagy b) a fermentációt olyan szilárd fázisú biokatalizátorral végzik, amely az a) pontban meghatározott porózus cellulóz gyöngyökből és a gyöngyökben rögzített, a cellulózt nem bontó fermentáló biológiai anyagból áll. Atalálmány továbbá a b) eljárásban felhasználható szilárd fázisú biokatalizátorra vonatkozik. HU 210 214 A A leírás terjedelme: 8 oldalThe present invention relates to a fermentation biological material and to a fermentation process in the presence of a solid organic nutrient component that can be used as a nitrogen source for the biological material in the presence of a non-or poorly water soluble component. According to the present invention, a) the nitrogen source is supplied in the form of porous cellulose beads having a diameter of 1 to 5 in the fermentation mixture containing from 1 to 70% by weight of the solid organic nutrient component, optionally coated with a protective colloid, relative to the dry matter content of the bead, and fermentation or (b) the fermentation is carried out with a solid phase biocatalyst consisting of the porous cellulose beads defined in (a) and the cellulosic non-degrading fermentation biological material fixed in the beads. The invention further relates to a solid phase biocatalyst for use in process (b). EN 210 214 A Scope of the description: 8 pages
Description
A találmány fermentáló biológiai anyag és a biológiai anyag számára hasznosítható nitrogén forrás jelenlétében végrehajtott fermentációs eljárásra vonatkozik. A találmány tárgyát képezik a fermentáció eljárásban felhasználható szilárd fázisú biokatalizátorok is.The present invention relates to a fermentation process in the presence of a fermenting biological material and a nitrogen source useful for biological material. The invention also relates to solid phase biocatalysts useful in the fermentation process.
A nagyipari süllyesztett fermentációt közismerten úgy végzik, hogy a különböző táptalaj-komponenseket vizes közegbe adagolják, sterilezik, majd a mikroorganizmusokat a táptalajra oltják, és kevertetés — valamint aerob kultúrák esetén levegőztetés - közben végrehajtják a fermentációt. A fermentáció folyamán a mikroorganizmusok a megfelelő közegben és körülmények (pH, hőmérséklet) között szaporodni kezdenek, és általában 8-72 óra alatt elérik a maximális sejtszámot, miközben az ember számára hasznosítható anyagcseretermékeik a tápoldatba kerülnek, vagy a sejtfalon belül maradnak.Industrial submerged fermentation is known to be carried out by addition of various media components to an aqueous medium, sterilization followed by inoculation of the microorganisms on the medium, and fermentation under agitation and, in the case of aerobic cultures, aeration. During fermentation, microorganisms begin to proliferate under the proper medium and conditions (pH, temperature) and generally reach their maximum cell count within 8-72 hours, while their human metabolites are either in culture medium or remain in the cell wall.
A fermentációs táptalaj-komponensek egyik nagy csoportját alkotják a vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves anyagok, köztük a natív szerves táptalaj-komponensek, amelyeket a biológiai anyag számára hasznosítható nitrogénforrásként adnak a táptalajokhoz. Ezekből a szilárd szerves anyagból a táptalaj sterilizálása során a hőhatás következtében olyan kolloidok oldódnak ki, amelyek növelik a táptalaj viszkozitását és csökkentik a szilárd komponensek ülepedési sebességét. A nitrogénforrásként alkalmazható szilárd szerves komponenseket jellemzően 0,1-1,0 mm átmérőjű őrlemény formájában adják a táptalajhoz, és a fermentáció körülményei között a kiindulási szemcseméret esetenként tovább csökken. Mindezek hatására a vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves táptalajkomponensek jelenlétében végzett fermentáció végén lassan ülepedő, finom szemcséket tartalmazó, esetenként viszkózus szuszpenzió áll rendelkezésre, amiből feldolgozástechnikai műveletekkel el kell különíteni a kívánt biológiai anyagcsere-terméket.A large group of fermentation medium components are non-water-soluble or poorly soluble solids, including native organic media components, which are added to the media as a useful nitrogen source for the biological material. During the sterilization of the medium, these solid organic materials dissolve in the medium due to the heat effect colloids which increase the viscosity of the medium and decrease the settling rate of the solid components. Solid organic components for use as a nitrogen source are typically added to the medium in the form of milled particles of 0.1 to 1.0 mm in diameter, and the initial particle size may sometimes be further reduced under fermentation conditions. As a result, fermentation in the presence of water-insoluble or poorly soluble solid organic media components results in a slowly settling, sometimes viscous, suspension of fine particles from which the desired biological metabolite must be isolated by processing.
A fermentáció elegyek feldolgozásának első műveleti lépése a fermentlé elválasztása a sejtektől és a durván diszpergált részektől, azaz a szilárd szerves táptalaj-komponensektől. A fermentlé elválasztását rendszerint szűréssel vagy centrifugálással végzik. A fentiekben ismertetett szuszpenziók igen nehezen szűrhetők, ami a fermentlé elválasztását energiaigényes és hosszadalmas műveletté teszi, és ez a tény tetemesen csökkenti a feldolgozó üzemek kapacitását. Noha a szűrési nehézségek korszerű szűrőberendezések - például a hagyományos keretes szűrőprések helyett szűrési segédanyagokkal (így aktivált kovafölddel) működő vákuum dobszűrők és szeparátorok - üzembeállításával, valamint a fermentlé nehezen szűrhető részeinek flokkulálószeres kicsapásával vagy koaguláltatásával csökkenthetők, még így is többször 8 órát vehet igénybe egy 100 m3-es fermentor tartalmának leszűrése.The first step in the processing of the fermentation mixtures is the separation of the fermentation broth from the cells and the coarse dispersed portions, i.e. the solid organic media components. The separation of the fermentation broth is usually carried out by filtration or centrifugation. The suspensions described above are very difficult to filter, which makes the separation of fermentation broth an energy-consuming and lengthy operation, which greatly reduces the capacity of the processing plants. Although filtration difficulties can be reduced by setting up advanced filtration equipment, such as vacuum drum filters and separators using filtration auxiliaries (such as activated silica) instead of conventional framed filter presses, and by flocculating or coagulating 100 hours, 8 filtering the contents of a fermentor of 3 m.
Vizsgálataink során azt tapasztaltuk, hogy az előzőekben tárgyalt nehézségek kiküszöbölhetők, ha a vízben nem vagy gyengén oldódó, nitrogénforrásként használt szilárd szerves táptalaj-komponenseket Ιό mm átmérőjű porózus cellulóz gyöngyökbe zárva adjuk a fermentációs elegyhez.In our studies, it has been found that the above discussed difficulties can be overcome by adding water-insoluble or poorly soluble nitrogenous organic solid media components in porous cellulose beads of diameter Ιό mm to the fermentation mixture.
Azt tapasztaltuk továbbá, hogy ha a nitrogénforráskénT felhasználható szilárd szerves táptalajkomponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyökben a cellulózt nem bontó fermentáló biológiai anyagokat rögzítünk, a fermentáció eljárásokban kitűnő eredménnyel alkalmazható szilárd fázisú biokatalizátorokhoz jutunk.Further, it has been found that the incorporation of non-cellulose fermentable biological materials in porous cellulose beads containing solid organic media components useful as nitrogen sources yields solid phase biocatalysts with excellent results in fermentation processes.
Szilárd fázisú biokatalizátorokon olyan fermentáló biológiai anyagokat [mikrobiális, növényi vagy állaü eredetű sejteket, sejtcsoportokat (így szöveteket), sejtalkotórészeket és spórákat] értünk, amelyek a tér egy bizonyos részén rögzítve vannak olymódon, hogy eredeti katalitikus aktivitásukat megőrzik, és amelyek ismételten vagy folyamatosan felhasználhatók például indító kultúrákként vagy fermentációs eljárásokban.Solid phase biocatalysts are defined as fermenting biological materials (microbial, plant or animal cells, cell groups (such as tissues), cellular constituents and spores) that are fixed in a certain part of space in such a way that they retain their original catalytic activity and can be reused for example, as starter cultures or in fermentation processes.
Szilárd fázisú biokatalizátorok előállítására elsőként Mosbach és munkatársai (Immobilized Enzymes and Cells, Acad. Press N. Y„ 1966) dolgoztak ki eljárást, akik sejteket poli(akril-amid) gélbe zártak be. A későbbiekben más polimerek - így poli(metakrilamid), agar, kollagén, poli-uretán, poli-epoxid, polisztirol stb. - alkalmazhatóságát is vizsgálták. A bezáráshoz alkalmazott anyagoknak a következő követelményeket kell kielégíteniük:For the preparation of solid phase biocatalysts, Mosbach et al., Immobilized Enzymes and Cells, Acad. Press, N.Y. (1966), first encapsulated cells in polyacrylamide gel. Later, other polymers such as poly (methacrylamide), agar, collagen, polyurethane, poly-epoxide, polystyrene and the like are used. - its applicability was also examined. The materials used for the closure shall meet the following requirements:
- nagy kötőképesség;- high binding capacity;
- nagy mennyiségben álljon rendelkezésre;- be available in large quantities;
- a rögzítés ne legyen költséges;- the installation should not be expensive;
- a méretnövelés egyszerűen elvégezhető legyen;- size increase should be easy to do;
- hosszú üzemeltetést is lehetővé tevő, kedvező mechanikai tulajdonságokkal rendelkezzen.- have favorable mechanical properties allowing long-term operation.
Az eddigi ismeretek alapján az ún. ionotróp gélek felelnek meg leginkább a fenti követelményeknek. Az ionotróp gélek polielektrolitok; ilyenek például a poliionos jellegű poliszacharidok. Ide tartoznak a tengeri algákból izolálható alginátok és karragenátok is, amelyek fémionok hatására gélesednek. Polikationok is alkalmazhatók ionotróp gélek előállítására. Ilyen polikation jellegű vegyület a kitozán, amely kitin lúgos dezacilezésével állítható elő. A gélesítés, illetve a keresztkötések kialakítása többvegyértékű anionokkal, például polifoszfátokkal történik.Based on the knowledge available so far, the so-called. ionotropic gels best meet the above requirements. Ionotropic gels are polyelectrolytes; for example, polionic polysaccharides. Also included are alginates and carrageenates which can be isolated from seaweed and which are gelled by metal ions. Polycations may also be used to prepare ionotropic gels. One such polycation-like compound is chitosan, which can be prepared by alkaline deacylation of chitin. Gelling and cross-linking are carried out with polyvalent anions, such as polyphosphates.
A poliszacharid alapú hordozók mikroorganizmusokkal szembeni viszonylagos érzékenysége és a gélállapot fenntartásához folyamatosan szükséges ionmililő miatt újabban ismét előtérbe került egyes szintetikus polimerek használata.Due to the relative sensitivity of polysaccharide based carriers to microorganisms and the continuous use of ion-milliliter to maintain the gel state, the use of certain synthetic polymers has recently become more prominent.
Egyes szervetlen anyagokat - például alumínium-oxidot - is megkíséreltek már sejthordozóként felhasználni.Some inorganic materials, such as alumina, have been tried to be used as cell carriers.
Etanol folyamatos fermentációs előállításához alkalmaztak már Saccharomyces cerevisiae élesztősejteket kalcium-alginát gélbe, fotopolimerizációval térhálósított poli(etilén-glikol) lemezekbe, karragenát gélbe, alumínium-alginát gélbe és pektinbe zárt formában. Ugyanerre a célra karragenát gélbe zárt Saccharomyces bayanus és Saccharomyces carlbergensis élesztősejteket, karragenát vagy kalcium-alginát gélbe zárt Zymomonas mobilis baktériumsejteket, alumínium-alginát gélbe zárt Saccharomyces formosensis élesztősejteket, továbbá agarózba vagy zselatinba bezárt Saccharomyces uvarum élesztősejteket is felhasználtak.Yeast cells of Saccharomyces cerevisiae in calcium-alginate gel, photopolymerized-crosslinked poly (ethylene glycol) plates, carrageenan gel, aluminum alginate gel and pectin have been used for continuous fermentation of ethanol. For the same purpose, yeast cells of Saccharomyces bayanus and Saccharomyces carlbergensis encapsulated in carrageenan gel, Zymomonas mobilis bacterial cells encapsulated in carrageenan or calcium alginate gel, Saccharomyces embryos and aluminium alginate gel encapsulated, and Saccharomyces molds encased in aluminum alginate gel.
HU 210214 AHU 210214 A
Aminosavak fermentációs termelésében L-alanin előállításához karragenát gélbe zárt Serratia marcescens sejteket, α-amino-kapronsav előállításához poli(akril-amid)-ba zárt Achromobacter guitatus sejteket, L-glutaminsav előállításához kollagénbe zárt Brevibacterium flavum, illetve poli(akril-amid)-ba zárt Corynebacterium glutamicum sejteket, L-izoleucin előállításához karragenát gélbe zárt Serratia marcescens sejteket, L-lizin előállításához poli(akril-amid)-ba zárt Microbacterium ammoniaphilum sejteket, D-ö-fenil-glicin előállításához poli(akril-amid)-ba zárt Bacillus sp. sejteket, 5-hidroxi-triptofán előállításához poli(akril-amid)-ba zárt Escherichia coli sejteket, L-tirozin előállításához glutáraldehiddel kezelt kollagénbe zárt Erwinia herbicola sejteket, L-Dopa előállításához kollagén-keményítő-dialdehidbe zárt Erwinia herbicola sejteket, glutamátok előállításához pedig kalcium-alginát gélbe zárt, a Synechoccus genusba tartozó tengeri kékeszöld algát használtak fel.Serratia marcescens cells encased in carrageenan gel for the production of L-alanine for amino acid fermentation, Achromobacter guitatus cells encapsulated in polyacrylamide for α-aminocaproic acid production, Brevibacterium flavum for collagen encapsulated L-glutamic acid, and poly (acrylic) into closed Corynebacterium glutamicum cells, Serratia marcescens cells encapsulated in a carrageenan gel for the production of L-isoleucine, Microbacterium ammoniaphilum cells enclosed in a polyacrylamide for the production of L-lysine, into polyacrylamide for the production of D-o-phenylglycine closed Bacillus sp. cells, Escherichia coli cells encapsulated in polyacrylamide to produce 5-hydroxytryptophan, Erwinia herbicola cells encapsulated in collagen treated with glutaraldehyde for L-tyrosine production, Erwinia herbicola cells encapsulated in collagen starch dialdehyde for L-Dopa marine blue-green algae of the Synechoccus genus encapsulated in calcium alginate gel were used.
L-almasav fumársavból történő szintéziséhez alkalmazták a Brevibacterium ammoniagenes és Brevibacterium flavum sejteket poli(akril-amidba), illetve karragenát gélbe zárt formában. A karragenátos rögzítésnél poli(etilén-imin)-t is használtak a hőstabilitás fokozása érdekében.For the synthesis of L-malic acid from fumaric acid, Brevibacterium ammoniagenes and Brevibacterium flavum cells were used in a polyacrylamide or carrageenate gel encapsulated form. Polyethyleneimine was also used for carrageenan attachment to enhance thermal stability.
A C-vitamin szintézis egyik intermedierjét, a 2keto-gulonsavat kollagén membránba zárt Serratia marcescens sejtek alkalmazásával állították elő. Citromsav előállításához kalcium-alginát gélbe zárt Aspergillus niger sejteket használtak. A 12-keto-dezoxikolsavat α-karragenázban rögzített Brevibacterium fuscum sejtek felhasználásával állították elő dehidrokolsavból. Tejsav előállítására használtak kalcium-alginát gélbe zárt Lactobacillus lactis sejteket, illetve poli(akril-amid)-ba és agar gélbe zárt Lactobacillus casei sejteket. α-Ketosavak D-aminosavakból történő előállításában hasznosították a kalcium-alginátba zárt Trigonopsis variábilis sejteket. Glükonsav előállításához kalcium-alginátba zárt Aspergillus niger sejteket, míg (+)-borkősav termeléséhez poli(akril-amid)-ba zárt Achromobacter sp. sejteket alkalmaztak.One of the intermediates in vitamin C synthesis, 2-ketogulonic acid, was produced using Serratia marcescens cells encapsulated in a collagen membrane. Aspergillus niger cells encapsulated in calcium alginate gel were used to produce citric acid. 12-Keto-deoxycholic acid was prepared from dehydrocholic acid using Brevibacterium fuscum cells fixed in α-carrageenan. Lactobacillus lactis cells encapsulated in calcium alginate gel and Lactobacillus casei cells encapsulated in polyacrylamide and agar were used to produce lactic acid. Trigonopsis variable cells encapsulated in calcium alginate have been utilized in the production of α-ketoic acids from D-amino acids. Aspergillus niger cells encapsulated in calcium alginate for the production of gluconic acid and Achromobacter sp. Encapsulated in polyacrylamide for the production of (+) - tartaric acid. cells were used.
Antibiotikumok előállításában is használtak már rögzített mikroorganizmusokat. így például a Kluyvara citrophila sejteket poli(akril-amid)-ba zárva ampicillin előállításához, a Penicillium chlerysogenum sejteket poli(akril-amid)-ba, kalcium-alginátba vagy karragenátba zárva penicillin G előállításához, a Xanthomonas citri sejteket poli(akril-amid)-ba zárva cefalosporin termeléséhez, a Pleurotus ostreatus sejteket kitozánba zárva 6-amino-penicillánsav termeléséhez, míg a Streptomyces aureofaciens spórákat kalcium-alginátba zárva klór-tetraciklin előállításához használták.Fixed microorganisms have also been used in the production of antibiotics. For example, Kluyvara citrophila cells are encapsulated in polyacrylamide to produce ampicillin, Penicillium chlerysogenum cells are encapsulated in polyacrylamide, calcium alginate or carrageenan to produce penicillin G, Xanthomonas citri cells are poly (acrylamide) ) for production of cephalosporin, Pleurotus ostreatus cells for chitosan production for 6-aminopenicillanic acid, and Streptomyces aureofaciens spores for use in calcium alginate for chlorotetracycline.
A felsorolt ismert megoldásokat Mosbach már idézett munkáján kívül átfogóan ismertetik a következő szakkönyvek: Mattiasson, B.: Immobilized Cells and Organelles I—II. kötet (CRC Press, Boca Raton, Florida, 1983); Hartmeier, W.: Immobilized Biocatalysts (Springer Verlag, Bérlin-Heidelberg, 1986); Práve és munkatársai: Fundamentals of Biotechnology 179— 224. oldal (VCH, Weinheim, 1987),In addition to Mosbach's cited work, the known solutions listed are comprehensively described in Mattiasson, B., Immobilized Cells and Organelles I-II. Volume (CRC Press, Boca Raton, Florida, 1983); Hartmeier, W .: Immobilized Biocatalysts (Springer Verlag, Bérlin-Heidelberg, 1986); Práve et al., Fundamentals of Biotechnology, pp. 179-224 (VCH, Weinheim, 1987),
Miként a felsoroltakból megállapítható, biológiai anyagok bezárásához - azaz szilárd fázisú biokatalizátorok kialakításához - jelenleg főként természetes eredetű ionotróp gélképzőket vagy szintetikus géleket használnak.As can be seen from the above, the use of naturally occurring ionotropic gelling agents or synthetic gels is currently used to enclose biological materials, i.e. to form solid phase biocatalysts.
A jelenleg alkalmazott bezárási módszereknek, illetve bezáró anyagoknak azonban több hátrányuk van. A bezárási folyamat során a sejteket specifikus ionhatások érik, illetve szintetikus gélek esetén szabad gyökök képződnek, amelyek hatására a sejtek jelentősen károsodnak, szélső esetben elpusztulnak. Noha ezek a károsító hatások nem lépnek fel, ha a bezáráshoz olyan géleket alkalmaznak, amelyeknél a szol-gél átmenet a hőmérséklet függvénye, ezekben a esetekben a szol-állapot biztosításához szükséges, 40 ”C-ot meghaladó hőmérséklet vezethet sejtkárosodáshoz. További hátrány, hogy a gélállapotú hordozók szerkezete diffúziós gátat képez a tápoldat komponenseivel szemben, aminek következtében csak a szemcsék felületének közelében halmozódnak fel az élő sejtek; a szemcsék belseje sejtmentes, tehát a biológiai reakció szempontjából teljesen inaktív. Olyan fermentációs műveletekben (például antibiotikumok előállításakor), ahol a tápközeg szuszpendált formában tartalmaz eszenciális anyagokat biztosító adalékot (így szójalisztet vagy földimogyoró őrleményt), nem biztosítható a sejtek megfelelő tápanyag-ellátottsága, és a szuszpendált kis diszperzitásfokú adalékok zavarják a biológiai reaktor folyamatos működését. Mindezek a fermentáció hatásfokának csökkenéséhez, a folyamatos üzemű biológiai reaktorok üzemzavaraihoz, leállásokhoz, termeléskiesésekhez vezetnek.However, current closure methods or closure materials have several disadvantages. During the closure process, the cells are subjected to specific ionic effects or, in the case of synthetic gels, free radicals are formed, causing significant damage to the cells and, in extreme cases, death. Although these deleterious effects do not occur when gels with a sol-gel transition as a function of temperature are used for closure, in these cases, temperatures above 40 ° C to maintain the sol state can lead to cell damage. A further disadvantage is that the structure of the gelous carriers forms a diffusion barrier against the components of the culture medium, which results in the accumulation of living cells only near the surface of the particles; the inside of the particles is cell-free and thus completely inactive for biological reaction. In fermentation operations (such as antibiotics) where the medium contains an additive that provides essential substances in a suspended form (such as soybean meal or peanut meal), the nutrient supply to the cells cannot be assured and the low-dispersibility additives in the suspension are disrupted by the process. All of this leads to a reduction in the efficiency of the fermentation, to malfunctions of the biological reactors, to shutdowns and to production losses.
Az tapasztaltuk, hogy mindezek a hátrányok kiküszöbölhetők, ha a fermentációs eljárásokban olyan szilárd fázisú biokatalizátort használunk, ahol a fermentáló biológiai anyag nitrogénforrásként hasznosítható szilárd szerves táptalaj-komponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyökben van rögzítve. Szakember számára nyilvánvaló, hogy az ilyen hordozóban rögzített fermentáló biológiai anyag csak a cellulózt nem bontó anyag lehet.It has been found that all these disadvantages can be overcome by using a solid phase biocatalyst in the fermentation process, wherein the fermenting biological material is anchored in porous cellulose beads containing solid organic nutrient media components useful as nitrogen sources. It will be apparent to those skilled in the art that the fermenting biological material fixed in such a support should be a non-cellulosic material.
A találmány tárgya tehát fermentációs eljárás fermentáló biológiai anyag és a biológiai anyag számára nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves tápanyagkomponens jelenlétében. A találmány értelmében úgy járunk el, hogyThe present invention thus relates to a fermentation process in the presence of a fermenting biological material and a solid organic nutrient component which can be utilized as a nitrogen source for the biological material, either insoluble or poorly soluble. According to the invention, the process is carried out by:
a) a nitrogénforrást olyan 1-5 mm átmérőjű porózus cellulóz gyöngyök formájában adjuk a fermentációs elegyhez, amelyek a gyöngy szárazanyag-tartalmára vonatkoztatva 1-70 tömeg%, nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves tápanyagkomponenst tartalmaznak adott esetben vízoldható természetes vagy szintetikus polimer védőkolloiddal bevont állapotban, és a fermentációt rögzítetten fermentáló biológiai anyaggal végezzük, vagya) The nitrogen source is added to the fermentation mixture in the form of porous cellulose beads having a diameter of 1-5 mm, containing from 1% to 70% by weight of the dry solids content of the beads, optionally water-soluble or water-soluble in a polymeric colloid coated state and the fermentation is performed with a fixed fermentation biological material, or
b) a fermentációt a biológiai anyagot és a nitrogénforrást együtt tartalmazó olyan szilárd fázisú biokatalizátorral végezzük, ahol a biológiai anyag a szárazanyagtartalomra vonatkoztatva 1-70 tömegbe nitrogénforrásként hasznosítható, vízbenb) the fermentation is carried out with a solid phase biocatalyst containing the biological material and the nitrogen source, wherein the biological material can be used as a nitrogen source in water in an amount of 1 to 70% by weight based on the dry matter content.
HU 210214 A nem vagy gyengén oldódó, adott esetben vízoldható természetes vagy szintetikus polimer védőkollóiddal bevont szilárd szerves tápanyagkomponenst tartalmazó porózus cellulóz gyöngyökben van rögzítve, és a rögzített biológiai anyag a cellulózt nem bontja.EN 210214 The non-soluble or poorly soluble, optionally water-soluble, natural or synthetic polymer-coated protective colloidal cellulose beads are encapsulated in cellulose beads and do not degrade cellulose.
A találmány továbbá a fenti b) pontban ismertetett fermentációs eljárásokhoz felhasználható szilárd fázisú biokatalizátorokra vonatkozik. Ezek a szilárd fázisú biokatalizátorok a szárazanyagtartalomra vonatkoztatva 1-70 tömeg%, nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó, adott esetben vízoldható természetes vagy szintetikus polimerrel bevont szilárd szerves tápanyagkomponenst tartalmazó porózus cellulóz gyöngyökből, és a gyöngyökben adszorpcióval rögzített, adott esetben bi- vagy polifunkciós sejtrögzítő reagenssel utórögzített, a cellulózt nem bontó fermentáló biológiai anyagból állnak.The invention further relates to solid phase biocatalysts useful in the fermentation processes described in (b) above. These solid phase biocatalysts are from 1% to 70% by weight based on the dry matter content of porous cellulose beads, which are solid or water-soluble, optionally water-soluble, optionally fixed or adsorbed in the beads, containing a solid organic nutrient component coated with a natural or synthetic polymer. They consist of a fermentation biological material post-fixed with a polyfunctional cell fixing reagent that does not degrade cellulose.
A találmány alapját mindkét fent ismertetett eljárásban az a meglepő felismerés képezi, hogy a porózus cellulóz gyöngyökbe zárt szilárd szerves tápanyagkomponensek a gyöngybe zárás ellenére is hozzáférhetőek a fermentáló biológiai anyag számára. Szakember arra számíthatott, hogy a szilárd szerves tápanyagkomponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyök előállítása során (amit a későbbiekben ismertetünk) a szilárd szerves tápanyagkomponenseken a fermentlé, illetve a fermentáló biológiai anyag számára átjárhatatlan burkolat képződik, ami elzárja a fermentáló biológiai anyagot a szilárd szerves tápanyagkomponensektől, és így megakadályozza a szilárd szerves tápanyagkomponensek nitrogénforráskénti hasznosulását a fermentációs folyamatban. Gyakorlati tapasztalataink ennek a várakozásnak az ellenkezőjét igazolják. A porózus cellulóz gyöngyökben lévő szilárd szerves tápanyagkomponenseken a cellulóz vélhetően olyan porózus burkolatként helyezkedik el, amelynek pórusain keresztül a hatékony fermentációt lehetővé tevő mértékben érintkezhet egymással a szilárd tápanyag és a fermentáló biológiai anyag,The basis of the invention in both of the methods described above is the surprising discovery that solid organic nutrient components encapsulated in porous cellulosic beads are accessible to the fermenting biological material despite being encapsulated in the bead. One skilled in the art would expect that the production of porous cellulosic beads containing the solid organic nutrient components (described below) would form an impermeable casing on the solid organic nutrient components to the fermentation broth and the fermentation biological material, thereby blocking the fermenting biological material from the solid organic compound. This prevents the solid organic nutrient components from being utilized as a nitrogen source in the fermentation process. Our practical experience proves the opposite of this expectation. On the solid organic nutrient components in the porous cellulose beads, the cellulose is believed to be a porous envelope through which the solid nutrient and the fermenting biological material can interact with each other to the extent possible for efficient fermentation,
A találmány szerinti a) és b) eljárást lényegében az különbözteti meg egymástól, hogy az a) eljárásban a fermentáló biológiai anyagot külön forrásból, rögzítetten állapotban adjuk a fermentációs elegyhez, azaz a porózus cellulóz gyöngyökbe csak a nitrogénforrásként hasznosítható szilárd szerves tápanyagkomponenseket zárjuk be, míg a b) eljárásban a nitrogénforrásként hasznosítható szilárd szerves tápanyagkomponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyöket a fermentáló biológiai anyagot is rögzítjük, azaz szilárd fázisú biokatalizátort alkalmazunk.Processes a) and b) according to the invention are essentially distinguished by the addition of the fermentation biological material from a separate source, in a fixed state, to the fermentation mixture, i.e., only the solid organic nutrient components useful as nitrogen sources are enclosed in the porous cellulose beads. In process (b), the porous cellulosic beads containing solid organic nutrient components useful as nitrogen sources are also immobilized on the fermenting biological material, i.e., using a solid phase biocatalyst.
A nitrogénforrásként hasznosítható szilárd szerves tápanyagkomponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyök — amelyek ha fermentáló biológiai anyagot is tartalmaznak, akkor egyben szilárd fázisú biokatalizátorok - savállóak, lúgállóak, oldószerállóak, a mikrobiális hatásokkal szemben stabilak, és a fermentáció során fellépő fizikai igénybevételeknek (sterilizálásnak és a nyíró erők hatásának) is megfelelő mértékben ellenállnak. Ennek következtében a cellulóz gyöngyök akár több hétig is megtartják eredeti méreteiket és formájukat a fermentorban, és a fermentáció lezajlása után is igen jól szűrhető formában vannak jelen. A cellulóz további kedvező tulajdonsága, hogy mint természetes eredetű biopolimer semmiféle biológiai reakcióban nem okoz biológiai összeférhetetlenségi problémákat. Ezért az ilyen porózus cellulóz gyöngyök a biológiai reaktorok ideális töltetei. A szilárd szerves tápanyagkomponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyök a természetbe kijutva biológiailag lebontanak; ezért sem a fermentáció lezajlása után kiszűrt, porózus cellulóz gyöngybe zárt szilárd tápanyag, sem pedig az inaktiválódott biokatalizátor megsemmisítése nem okoz környezetvédelmi problémákat. A találmány szerinti szilárd fázisú biokatalizátorok akár száraz állapotban, akár biológiailag inért folyadékokban tárolva igen hosszú ideig eltarthatok. A szilárd fázisú biokatalizátorokban a fermentáló biológiai anyag részére folyamatosan rendelkezésre áll a nitrogénforrás. A fermentáló oldatba helyezett szilárd fázisú biokatalizátor belsejében a folyamatos tápanyagellátás diffúziós gátak nélkül biztosított, így a rögzített biológiai anyag az azt tartalmazó gyöngy teljes mértani keresztmetszetében közel azonos tápanyagmennyiséghez jut. Ennek következtében a szilárd fázisú biokatalizátor nemcsak egy többé-kevésbé vékony felületi héjban, hanem teljes terjedelmében képes a kívánt biológiai hatást kifejteni. A nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves táptalaj-komponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyöket a cellulózgyöngy-képzés általánosan ismert módszereivel [Heuser. E.: „The Chemistry of Cellulose” (John Wiley Sons., Inc., London, 1944); Marsh, J. T„ Wood, F. C.: „An Introduction to the Chemistry of Cellulose” (Chapman Hall Ltd., London, 1945); Rogovin, S. A. „Chemiefasern” (VEB Fachbuchverlag, Leipzig,Porous cellulosic beads containing solid organic nutrient components that can be used as a nitrogen source, and which, if they contain fermenting biological material, are solid phase biocatalysts, are acid-resistant, alkali-resistant, solvent-resistant, sterile and physically demanding during fermentation. ). As a result, cellulosic beads retain their original size and shape in the fermentor for up to several weeks and remain in a highly filterable form after fermentation. Another advantage of cellulose is that, as a biopolymer of natural origin, it does not cause any biocompatibility problems in any biological reaction. Therefore, such porous cellulose beads are ideal fillers for biological reactors. Porous cellulose beads containing solid organic nutrient components are biodegradable when released into nature; therefore, neither the disposal of the solid nutrient filtered into the porous cellulosic bead after fermentation, nor the disposal of the inactivated biocatalyst causes environmental problems. The solid phase biocatalysts of the present invention can be stored for a very long time either in dry state or stored in biologically inert fluids. In solid phase biocatalysts, the nitrogen source is continuously available for the fermenting biological material. Inside the solid phase biocatalyst placed in the fermentation broth, the continuous nutrient supply is provided without diffusion barriers, so that the fixed biological material receives approximately the same amount of nutrient across the entire geometric cross-section of the pearl containing it. As a result, the solid phase biocatalyst is capable of providing the desired biological effect not only in a more or less thin surface shell. Porous cellulosic beads containing non-water-soluble or poorly soluble solid organic media components for use as a nitrogen source are generally known in the art of cellulosic bead formation [Heuser. E .: The Chemistry of Cellulose (John Wiley Sons., Inc., London, 1944); Marsh, J.T. Wood, F.C .: An Introduction to Chemistry of Cellulose (Chapman Hall Ltd., London, 1945); Rogovin, S.A. Chemiefasern (VEB Fachbuchverlag, Leipzig,
1960) ; Götze, K.: „Chemiefasern nach dem Viskoseverfahren” (Springer Verlag, Berlin-Heidelberg-New York,1960); Götze, K .: "Chemiefasern nach dem Viskoseverfahren" (Springer Verlag, Berlin-Heidelberg-New York,
1961) ] állítjuk elő úgy, hogy viszkóz masszához habosítószert és a cellulóz gyöngybe beépítendő szilárd szerves tápanyagkomponenst keverünk, és a keveréket savas kicsapó fürdőbe csepegtetjük. Habosítószerként minden olyan anyagot felhasználhatunk, amely a cellulóz gyöngy képzésének körülményei között gázt fejleszt.1961)] by mixing a blowing agent and a solid organic nutrient component to be incorporated into the cellulose bead to form a viscous mass and drop the mixture into an acid precipitation bath. As a blowing agent, any material that generates gas under the conditions of cellulose bead formation can be used.
A nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves táptalaj-komponensek egyik fő csoportját alkotják a natív szerves táptalaj-komponensek. A „natív szerves táptalaj-komponens” megjelölésen fermentáció eljárásokban nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó, növényi vagy állati eredetű szilárd szerves anyagokat értünk a természetben előforduló állapotban vagy előkezelt (például előterjesztett, előfeltárt vagy előhidrolizált) formában. A természetben előforduló állapotú natív szerves táptalaj-komponensek jellemző képviselői a növényi magvak és őrleményeik (így földimogyoró őrlemény vagy liszt, szójaőrlemény vagy liszt, napraforgóőrlemény vagy liszt, kukorica őrlemény vagy liszt és lóbab őrlemény vagy liszt), míg az előkezelt natív szerves táptalaj-komponensek közül példaként a szója izolátumot, a zsírtalanított szóját és a különböző élelmiszeripari hulladékokat említjük meg. A natív szerves táptalaj-komponensek a cellulóz gyön4One of the major groups of solid organic media components that can be utilized as a nitrogen source, are water-insoluble or poorly soluble, are the native organic media components. The term "native organic medium component" refers to solid organic substances of plant or animal origin, whether or not water-soluble or poorly soluble in fermentation processes, in their natural state or in pre-treated form (for example, presented, pre-digested or pre-hydrolysed). Typical components of naturally occurring organic nutrient medium components are vegetable seeds and their meals (such as peanut meal or flour, soybean meal or flour, sunflower meal or flour, corn meal or flour and broad bean meal or flour); examples include soy isolate, defatted soy and various food wastes. The native organic media components are cellulose resin4
HU 210 214 A gyök készítésének agresszív körülményei között - ez erős lúg, az erős sav, valamint a kicsapáskor felszabaduló szén-diszulfid hatására — irreverzíbilisen károsodnak, amelynek következtében szélső esetben elveszíthetik mikrobiológiai hasznosíthatóságukkat. Az irreverzíbilis károsodások kiküszöbölése céljából a natív szerves táptalaj-komponenseket vízoldható természetes vagy szintetikus polimerrel bevont állapotban keverjük a viszkóz masszához. Ezek a vízoldható természetes vagy szintetikus polimerek védőkolloid-bevonatot képeznek a natív szerves táptalaj-komponensek szemcséi körül, és megakadályozzák a natív szerves táptalaj-komponensek irreverzíbilis károsodását a cellulóz gyöngyök előállítása során.EN 210 214 Under aggressive conditions of root preparation, they are irreversibly damaged by the action of strong alkali, strong acid and carbon disulphide liberated during precipitation, which may, in extreme cases, cause them to lose their microbiological utility. To eliminate irreversible damage, the native organic media components are mixed with the viscose mass in a state coated with a water-soluble natural or synthetic polymer. These water-soluble natural or synthetic polymers form a protective colloidal coating around the particles of the native organic medium components and prevent irreversible damage to the native organic medium components during the production of the cellulose beads.
A natív szerves táptalaj-komponensek védelmére vízoldható szintetikus polimerekként például karbamid gyantákat használhatunk. Lényegesen előnyösen azonban az a megoldás, amikor a natív szerves táptalajkomponensek szemcséire védökolloidként vízoldható természetes eredetű polimereket, így zselatint, keményítőt, dextrint és/vagy pektint viszünk fel. Ezek az anyagok adott esetben a fermentáció folyamatban tápanyagokként hasznosíthatók.For example, urea resins may be used as water-soluble synthetic polymers to protect native organic media components. However, it is very preferable to apply water-soluble natural polymers such as gelatin, starch, dextrin and / or pectin as protective colloids to the particles of the native organic media components. These materials can optionally be used as nutrients in the fermentation process.
A natív szerves táptalaj-komponensek bevonását úgy végezzük, hogy a védökolloidként alkalmazott polimer(ek) vizes oldatába száraz álapotban vagy vizes szuszpenzió formájában bekeverjük a bevonandó táptalaj-komponens(eke)t. Az így kapott, védőkolloiddal bevont szemcséket tartalmazó szuszpenziót közvetlenül hozzáadhatjuk a viszkóz masszához, eljárhatunk azonban úgy is, hogy a védőkolloiddal bevont szemcséket előzetesen elkülönítjük és kívánt esetben megszárítjuk. 1 tömegrész natív szerves táptalaj-komponens bevonásához előnyösen 0,08-0,12 tömegrész vízoldható természetes vagy szintetikus polimert használnuk.The coating of the native organic medium components is accomplished by mixing the aqueous medium component (s) to be coated in an aqueous solution or suspension of the polymer (s) used as the protective colloid. The resulting suspension containing the protective colloid coated particles can be added directly to the viscose mass, but it is also possible to pre-isolate the protective colloid coated particles and, if desired, to dry them. Preferably 0.08 to 0.12 parts by weight of a water-soluble natural or synthetic polymer is used to coat 1 part by weight of the native organic medium component.
Amennyiben a védökolloid a cellulóz gyöngy készítésének körülményei között is vízoldható marad, nem gátolja a porózus cellulóz gyöngyökbe beépített szilárd szerves tápanyagkomponensek hozzáférhetőségét, mert a gyöngy mosása során eltávozik, és esetleges maradékai a fermentáció során a cellulóz gyöngyök pórusain átáramló vizes közeggel kimosódnak. A cellulóz gyöngyök készítésének körülményei között vízoldhatatlanná váló és ilyen formában a szilárd szerves tápanyagkomponenseken visszamaradó védőkolloidok közül viszont csak azokat alkalmazhatjuk, amelyeket a fermentációban részt vevő biológiai anyag képes lebontani vagy eltávolítani. A leírásban és az igénypontokban a „vízoldható természetes vagy szintetikus polimer védőkolloid” megjelölést ezzel a megszorító értelmezéssel használjuk.If the protective colloid remains water soluble under the conditions of cellulose bead preparation, it will not inhibit the availability of solid organic nutrient components incorporated into the porous cellulose beads, since it is removed during the bead washing and any residual pores through the pores of the cellulose beads during fermentation. However, only the protective colloids that become water-insoluble under the conditions of cellulose beads production and thus remain on the solid organic nutrient components are those that can be degraded or removed by the biological material involved in the fermentation. Throughout this specification and claims, the term "water soluble natural or synthetic polymer protective colloid" is used in this restrictive interpretation.
A viszkóz masszához rendszerint 1-70 g/1, előnyösen 30-60 g/1 habosítószert keverünk. A habosítószerek különösen előnyös képviselői a karbonátok, amelyekből a savas kicsapás során szén-dioxid fejlődik.The viscous mass is usually mixed with from 1 to 70 g / l, preferably from 30 to 60 g / l of blowing agent. Particularly preferred blowing agents are carbonates that develop carbon dioxide during acid precipitation.
A találmány szerinti a) eljárásban felhasználható porózus cellulóz gyöngyök átmérője 1-5 mm, előnyösen 2-4 mm lehet. A porózus cellulóz gyöngyök a szárazanyag-tartalomra vonatkoztatva 1-70 tömeg%, előnyösen 5-50 tömeg% mennyiségben tartalmazhatnak nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves tápanyagkomponenst, adott esetben a korábbiakban ismertetett védőkolloidsal bevont állapotban .The porous cellulose beads used in process (a) of the present invention may have a diameter of 1-5 mm, preferably 2-4 mm. The porous cellulose beads may contain from 1% to 70% by weight, preferably from 5% to 50% by weight, based on the dry matter, of a water-soluble or poorly soluble solid organic nutrient component, optionally coated with a protective colloid.
A találmány szerinti b) eljárásban felhasznált szilárd fázisú biokatalizátorban az a) eljárásban felhasznált porózus cellulóz gyöngyök hordozóanyagként szerepelnek. A b) eljárásban felhasznált szilárd fázisú biokatalizátorok átmérője azonban esetenként 1 mm-nél kisebb, illetve 5 mm-nél nagyobb is lehet. A szilárd fázisú biokatalizátorok hordozóiként célszerűen olyan cellulóz gyöngyöket alkalmazunk, amelyek a szárazanyag-tartalomra vonatkoztatva 5-25 tömeg% mennyiségben tartalmaznak nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves tápanyagkomponenst (adott esetben a korábbiakban ismertetett védökolloiddal bevont állapotban), üreges szerkezetűek, fajlagos pórusfelületük 8-10 cm2/g, fajlagos pórustérfogatuk 1,5-2,0 cm3/g, átmérőjük Ιό mm, különösen előnyösen 2-4 mm, nedvességtartalmuk 7-16 tömeg%, térfogattömegük 200-320 g/dm3, és vízfelvételük 25 °C-on 250-350 g/100 g.In the solid phase biocatalyst used in process b) of the invention, the porous cellulose beads used in process a) are used as a carrier. However, the solid phase biocatalysts used in process b) may in some cases have a diameter of less than 1 mm or greater than 5 mm. Suitable carriers for the solid phase biocatalysts are cellulosic beads which contain from 5 to 25% by weight of the dry matter, of a water-soluble or poorly soluble solid organic nutrient (optionally in the form of a protective colloidal, having a pore surface area of 8-10 cm 2 / g, a specific pore volume of 1.5-2.0 cm 3 / g, a diameter of Ιό mm, particularly preferably 2-4 mm, a moisture content of 7-16% by weight, a bulk density of 200-320 g / dm 3 , and water uptake at 25 ° C at 250-350 g / 100 g.
A szilárd fázisú biokatalizátorokat úgy állítjuk elő, hogy a rögzítendő biológiai anyagnak a tenyésztőközeggel, tápoldattal vagy a biológiai anyag számára közömbös folyadékkal képezett szuszpenziójához hozzáadjuk az előre elkészített és szárazon sterilezett porózus cellulóz gyöngyöket, amelyek a nitrogénforrásként hasznosítható, vízben nem vagy gyengén oldódó szilárd szerves tápanyagkomponens(eke)t már tartalmazzák, a cellulóz gyöngyöket legalább 5 percig érintkezésben tartjuk a szuszpenzióval, kívánt esetben a rögzített biológiai anyagot tartalmazó cellulóz gyöngyöket tápoldatban a biológiai anyag számára optimális pH-n és hőmérsékleten legalább 24 órán át inkubáljuk, és/vagy kívánt esetben a rögzített biológiai anyagot tartalmazó cellulóz gyöngyöt ismert bi- vagy polifunkciós sejtrögzítő reagenssel utókezeljük, majd az így kialakított szilárd fázisú biokatalizátort elkülönítjük és szükség esetén mossuk.The solid phase biocatalysts are prepared by adding to the suspension of the biological material to be fixed in the culture medium, culture medium or liquid inert to the biological material, preformed and dry-sterilized porous cellulose beads which are soluble in water, (s), contacting the cellulose beads with the suspension for at least 5 minutes, optionally incubating the cellulose beads containing the fixed biological material in culture medium at a pH and temperature optimal for the biological material, and / or optionally the cellulose bead containing the fixed biological material is pretreated with a known bi- or polyfunctional cell-fixing reagent and the solid phase biocatalyst thus formed is isolated and and wash if necessary.
A cellulóz gyöngyöket rendszerint 10 perctől 3 órán át terjedő időtartamig tartjuk érintkezésben a rögzítendő biológiai anyagot tartalmazó szuszpenzióval. A biológiai anyag bejutását a cellulóz gyöngyök porózus belsejébe enyhe rázással vagy nyomáscsökkentéssel segíthetjük elő.Cellulose beads are typically contacted with a suspension containing the biological material to be captured for a period of from 10 minutes to 3 hours. The penetration of the biological material into the porous interior of the cellulosic beads may be facilitated by gentle shaking or depressurization.
Kívánt esetben a cellulóz láncokon megtapadt sejtek elszaporítása, illetve a gyöngy belseje és környezete közötti egyensúly beálltának elősegítése érdekében a biológiai anyagot tartalmazó cellulóz gyöngyöket tápoldatban az adott biológiai anyag számára optimális pH-n és hőmérsékleten inkubáljuk legalább 24 órán át, célszerűen 24-120 órán át.If desired, cellulosic beads containing the biological material are incubated in culture medium at optimal pH and temperature for at least 24 hours, preferably 24 to 120 hours, to promote proliferation of cells adhered to the cellulose chains and to promote equilibrium between the bead and the environment. .
A cellulóz gyöngyök belsejébe bejutott (és adott esetben ott elszaporított) sejtek rendszerint megfelelően erősen tapadnak a cellulóz vázhoz ahhoz, hogy onnan egyszerű fizikai műveletekkel (pl. mosással, áramoltatással) ne legyenek eltávolíthatóak. Esetenként azonban - például ha a cellulóz gyöngyökbe zárt sejteket intenzív levegőztetést igénylő fermentációk5Cells penetrated (and optionally multiplied) inside the cellulosic beads usually adhere sufficiently strongly to the cellulose backbone to be removed therefrom by simple physical operations (e.g. washing, flow). Occasionally, however, for example when cellulose beads contain cells that require intensive aeration5
HU 210214 A bán vagy heves gázfelszabadulással járó biológiai reakciókban alkalmazzuk - szükség lehet a sejtek másodlagos kémiai rögzítésére is egymáshoz, illetve a cellulóz vázhoz. Másodlagos kémiai rögzítés céljából a szilárd fázisú biokatalizátort szokásos bifunkciós vagy polifunkciós sejtrögzítő reagensekkel kezeljük. Ezek közül igen előnyös a 0,05-0,5 tömeg%-os vizes glutáraldehid oldat alkalmazása. A glutáraldehides kezelést rendszerint 5-90 percig, célszerűen 10-20 percig végezzük. Előnyt jelent, hogy ez a másodlagos kémiai rögzítés enyhe körülmények között, a sejtek és a hordozó károsítása nélkül megvalósítható.EN 210214 Used in biological reactions involving bane or violent gas release - secondary chemical fixation of cells to one another or to the cellulose backbone may also be required. For secondary chemical fixation, the solid phase biocatalyst is treated with standard bifunctional or polyfunctional cell capture reagents. Of these, 0.05-0.5% by weight aqueous glutaraldehyde solution is highly preferred. Glutaraldehyde treatment is usually carried out for 5 to 90 minutes, preferably 10 to 20 minutes. Advantageously, this secondary chemical fixation can be accomplished under mild conditions without damage to the cells and the support.
A sejtrögzítö reagenssel végzett kezelés után a biológiai anyagot tartalmazó cellulóz gyöngyöket mossuk. A mosáshoz célszerűen fiziológiás sóoldatot használnuk. Ha sejtrögzítést nem alkalmaztunk, a mosásra nincs feltétlenül szükség, de célszerű a tápoldatot mosással eltávolítani.After treatment with the cell fixing reagent, the cellulose beads containing the biological material are washed. For washing, physiological saline is expediently used. If cell fixation is not used, washing is not necessary, but it is advisable to remove the medium by washing.
Az így kialakított szilárd fázisú biokatalizátorokat felhasználásig célszerűen izotóniás, biológiailag inért oldatban (így fiziológiás sóoldatban) tároljuk.The solid phase biocatalysts thus formed are conveniently stored in an isotonic, biologically inert solution (such as physiological saline) until use.
A fermentációt a találmány szerinti a) és b) eljárás esetén egyaránt önmagukban ismert, a biológiai anyag és az előállítandó tennék jellege által meghatározott körülmények között végezzük. Az ismert körülményektől annyiban térünk el, hogy az a) eljárásban a nitrogénforrásként felhasználható szilárd szerves tápanyagkomponenseket porózus cellulóz gyöngyök formájában adagoljuk be, míg a b) eljárásban a nitrogénforrást és a biológiai anyagot együtt tartalmazó szilárd fázisú biokatalizátort használunk.The fermentation is carried out under conditions a) and b) according to the invention, which are known per se and are determined by the nature of the biological material and the product to be produced. The known conditions are different in that the solid organic nutrient components that can be used as the nitrogen source in process a) are added in the form of porous cellulosic beads, while in the process b) a solid phase biocatalyst is used which contains the nitrogen source and the biological material.
A találmányt az oltalmi kör korlátozása nélkül az alábbi példákban részletesen ismertetjük. A példákban az antibiotikum-termelő fermentációs folyamatok végén a fermentlé antibiotikum-tartalmát agardiffúziós módszerrel határoztuk meg a következők szerint: Bacillus subtilis ATCC 6633 tesztorganizmussal fertőzött agarlemezre felvittük a vizsgálandó fermentlé mintáját, a felvitt mintát a lemezbe hagytuk diffundálni, majd mértük a kioltási gyűrű nagyságát, azaz azt a területet, ahol a lemezen diffúzióval szétterjedt minta meggátolta a tesztorganizmus növekedését. A mért értékekből kalibrációs adatok segítségével állapítottuk meg a fermentlé antibiotikum-tartalmát.The invention is further illustrated by the following non-limiting examples. In the examples, the antibiotic content of the fermentation broth at the end of the antibiotic-producing fermentation processes was determined by agar diffusion as follows: a sample of the fermentation broth to be assayed on an agar plate infected with Bacillus subtilis ATCC 6633 was left to diffuse into the plate and measured. that is, the area where the sample diffused on the plate inhibited the growth of the test organism. From the measured values, the antibiotic content of the fermentation broth was determined using calibration data.
1. példaExample 1
Nitrogénforrásként hasznosítható szilárd szerves tápanyagkomponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyök előállítása és felhasználása fermentáció eljárásbanProduction and Use of Porous Cellulose Beads with Solid Organic Nutrient Components for Use as a Nitrogen Source
400 ml 25 °C-os ionmentes vízben 100 g szójalisztet szuszpendáltunk. 5 g előzetesen ionmentes vízben 25 °C-on duzzasztott kukoricakeményítőből és 5 g zselatinból 100 ml ionmentes vízzel kolloid oldatot készítünk. A kolloid oldatot összeöntöttük a vizes szuszpenzióval, és a kapott szuszpenziót 30 percig kevertettük.100 g of soy flour were suspended in 400 ml of deionized water at 25 ° C. 5 g of pregelatinised corn starch at 25 ° C and 5 g of gelatin are made into 100 ml of deionized water colloidal solution. The colloidal solution was combined with the aqueous slurry and the resulting slurry was stirred for 30 minutes.
500 ml viszkóz masszához (cellulóztartalom: 9,5 tömeg%, kéntartalom: 2,4 tömeg%, NaOH tartalom:500 ml viscose pulp (cellulose content: 9.5% by weight, sulfur content: 2.4% by weight, NaOH content:
5,9 tömeg%, viszkozitás 25 °C-on: 3000 mP sec) 50 g ammónium-karbonátot adtunk. Ezután a fentiek szerint előállított kolloid szuszpenziót keverés közben, 5 perc alatt hozzáadtuk a viszkóz masszához. A kapott elegyet 20 percig kevertettük, majd választótölcsérbe töltöttük. A választótölcsér alá 5 liter űrtartalmú edényt helyeztünk, amibe 4000 ml 20 tömeg%-os vizes kénsavoldatot öntöttünk. A kénsavoldatba állandó keverés közben becsepegtettük az adalékolt viszkóz masszát olyan ütemben, hogy a cseppek ne érjék el egymást. A viszkóz massza teljes mennyiségének becsepegtetése után a cellulóz gyöngyöket tartalmazó kénsavoldatot és utókoaguláció teljessé tétele céljából még 20 percig kevertettük. A cellulóz gyöngyöket kiszűrtük, ionmentes vízben szuszpendálva semlegesre mostuk, ezután kéntelenítés céljából 1000 ml 0,15 tömeg%-os vizes nátrium-hidroxid oldattal mostuk, végül ismét ioncserélt vízzel semlegesre mostuk. A kapott gyöngyöket 50 °C-on szárítottuk. 275 g porózus cellulóz gyöngyöt kaptunk, amely a szárazanyag-tartalomra vonatkoztatva 50 tömeg% szójalisztet tartalmazott.5.9% by weight, viscosity at 25 ° C: 3000 mPs) 50 g of ammonium carbonate were added. The resulting colloidal suspension was then added to the viscous mass with stirring for 5 minutes. The resulting mixture was stirred for 20 minutes and then transferred to a separatory funnel. A 5 liter flask was placed under a separatory funnel into which 4000 ml of 20% w / w aqueous sulfuric acid was poured. While stirring the sulfuric acid solution, the viscous additive mass was added dropwise at such a rate that the droplets did not reach each other. After instillation of the total amount of viscous mass, the sulfuric acid solution containing cellulose beads was stirred for 20 minutes to complete post-coagulation. The cellulose beads were filtered off, washed in neutral with deionized water, washed with 1000 ml of 0.15% w / w aqueous sodium hydroxide solution for desulfurization, and washed again with deionized water to neutral. The resulting beads were dried at 50 ° C. 275 g of porous cellulose beads were obtained which contained 50% by weight of soy flour based on the dry matter content.
Thiostrepton antibiotikumot [más néven: thiactin vagy bryamycin; J. Am. Chem. Soc. 84, 2003 (1962)] Streptomyces laurentii ATCC 31 255 törzset olyan tápoldatra oltottunk, amely 1,0 tömeg% kukoricalekvár port, 3,0 tömeg% kazein hidrolizátumot, 0,5 tömeg% karbamidot, 0,2 tömeg% nátrium-kloridot, 0,15 tömeg% kalcium-karbonátot, 2,0 tömeg% dinátrium-hidrogén-foszfátot, 1,1 tömeg% kálium-dihidrogén-foszfátot és 2,0 tömeg% glükózt tartalmazott, és amelynek pH-ja sterilezés előtt 7,0 volt. A tápoldat 100 cm3-éhez 6 g, a fentiek szerint előállított, a szárazanyagtartalomra vonatkoztatva 50 tömeg% szójalisztet tartalmazó porózus cellulóz gyöngyöt adtunk. A fermentáció elegyet 28 °C-on 120 órán át 300 fordulat/perc sebességgel rázattuk. Ekkor az antibiotikum tartalmat 137 pg/cm3-nek találtuk. A 100 cm3 térfogatú fermentáció elegyet Seitz EK típusú szűrőlapon szűrtük. A szűrési sebesség 5 cm3/perc volt.Thiostrepton antibiotic (also known as thiactin or bryamycin; J. Am. Chem. Soc. 84, 2003 (1962)] Streptomyces laurentii ATCC 31255 was inoculated into a medium containing 1.0% corn jam powder, 3.0% casein hydrolyzate, 0.5% urea, , Containing 2% by weight sodium chloride, 0.15% by weight calcium carbonate, 2.0% by weight disodium hydrogen phosphate, 1.1% by weight potassium dihydrogen phosphate and 2.0% by weight glucose and having a pH of before sterilization was 7.0. To 100 cm 3 of the medium was added 6 g porous cellulose beads containing 50% by weight of soy flour, prepared as described above. The fermentation mixture was shaken at 28 ° C for 120 hours at 300 rpm. The antibiotic content was then found to be 137 pg / cm 3 . The 100 cm 3 fermentation mixture was filtered through a Seitz EK filter. The filtration rate was 5 cm 3 / min.
Összehasonlítás céljából megismételtük az előző bekezdésben ismertetett fermentációt azzal az eltéréssel, hogy a szójalisztet porózus cellulóz gyöngybe be nem ágyazott formában adtuk a fermentációs elegyhez. 120 órás fermentáció után az antibiotikum tartalmat 145 pg/cm3-nek találtuk, ami a meghatározáshoz használt agardiffúziós módszer hibahatárait figyelembe véve gyakorlatilag megegyezik az előző kísérletben kapott értékkel. A 100 cm3 térfogatú fermentációs elegyet Seitz EK típusú szűrőlapon szűrtük. A szűrési sebességFor comparison, the fermentation described in the previous paragraph was repeated, except that the soybean meal was added to the fermentation mixture in a non-embedded form in porous cellulose beads. After 120 hours of fermentation, the antibiotic content was found to be 145 pg / cm 3 , which is virtually identical to the value obtained in the previous experiment, taking into account the error limits of the agar diffusion method used for the determination. The fermentation mixture was 100 cm 3 EC type Seitz filter sheet filtered. The filtration rate
1,6 cm3/perc volt.1.6 cm 3 / min.
A példa adatai azt igazolják, hogy a nitrogénfomásként használt szójalisztet porózus cellulóz gyöngyökbe zárva is hozzáférhető és hasznosítható a mikroorganizmus számára, a cellulóz gyöngybe zárás a fermentáció hatásfokát lényegében nem befolyásolja, ugyanakkor azonban a szűrési sebességet háromszorosára növeli.The data in the example show that soybean meal used as nitrogen nitrogen is also accessible and usable for the microorganism when enclosed in porous cellulose beads, while incorporation into cellulose beads does not substantially affect the efficiency of the fermentation, but at the same time triples the filtration rate.
2. példaExample 2
Fermentáció nitrogénforrásként hasznosítható szilárd szerves tápanyagkomponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyök jelenlétében Az 1. példa első részében ismertetett eljárássalFermentation in the presence of porous cellulose beads containing solid organic nutrient components that can be utilized as a nitrogen source By the procedure described in the first part of Example 1
HU 210214 A olyan porózus cellulóz gyöngyöket állítottunk elő, amelyek a szárazanyag-tartalomra vonatkoztatva 25 tömegbe földimogyoró lisztet tartalmaztak (a földimogyoró liszt bevonásához védőkolloidként dextrin és zselatin 1:1 tömegarányú keverékét használtuk).Porous cellulose beads were prepared which contained peanut flour in a weight of 25% by weight based on a 1: 1 mixture of dextrin and gelatin as a protective colloid to coat peanut flour.
Streptomyces lavendulae ATCC 12 950 8 napos agar teszényetéről steril desztillált vízzel lemostuk a spórákat. 100 cm3 így kapott spóraszuszpenziót, amelynek koncentrációja 107 spóra/cm3 volt, 40 liter olyan tápoldatra oltottunk, amely 0,15 tömeg% kazeint, 4,0 tömeg% glicerint, 0,3 tömeg% nátrium-kloridot és 0,5 tömeg% kalcium-karbonátot tartalmazott, és amelyhez a sterilezés előtt 2400 g, az előző bekezdésben ismertetett porózus cellulóz gyöngyöt adtunk. A fermentációt 2400 liter/óra sebességű levegőztetés és 200 fordulat/perc sebességű keverés közben 28 ’C-on 82 órán át végeztük. Ezután a fermentációs elegyet 40 x 40 cm méretű Seitz EK típusú szűrólapon szűrtük. A szűrési sebesség 11,6 liter/óra volt.The spores of Streptomyces lavendulae ATCC 12,950 8 day agar were washed with sterile distilled water. 100 cm 3 of the spore suspension thus obtained at a concentration of 10 7 spores / cm 3 was inoculated into 40 liters of medium containing 0.15% by weight of casein, 4.0% by weight of glycerol, 0.3% by weight of sodium chloride and 0.5% by weight. Contains 2400 g porous cellulose beads as described in the preceding paragraph before sterilization. The fermentation was carried out with aeration of 2400 L / h and stirring at 200 rpm for 82 h at 28 ° C. The fermentation mixture was then filtered through a 40 x 40 cm Seitz EK filter. The filtration rate was 11.6 liters / hour.
Összehasonlítás céljából megismételtük az előző bekezdésben ismertetett fermentációt azzal az eltéréssel, hogy a tápoldathoz 600 g földimogyoró lisztet adtunk porózus cellulóz gyöngyökbe be nem ágyazva. Az azonos körülmények között végzett szűrésnél mért szűrési sebesség 3,8 liter/óra volt.For comparison, the fermentation described in the previous paragraph was repeated with the exception that 600 g of peanut flour were added to the medium without being embedded in porous cellulose beads. The filtration rate measured under the same conditions was 3.8 liters / hour.
3. példaExample 3
Nitrogénforrásként hasznosítható szilárd szerves tápanyagkomponenseket tartalmazó porózus cellulóz gyöngyök előállítása ml 25 °C-os ionmentes vízben 20 g földimogyoró lisztet szuszpendáltunk. 1 g, előzetesen ionmentes vízben 25 ’C-on duzzasztott kukoricakeményítőből és 1 g zselatinból 20 ml ionmentes vízzel kolloid oldatot készítünk. A kolloid oldatot osszeöntöttük a vizes szuszpenzióval, és a kapott szuszpenziót 30 percig kevertettük.Preparation of Porous Cellulose Beads with Solid Organic Nutrient Components for Use as a Nitrogen Source 20 ml of peanut flour were suspended in ml of deionized water at 25 ° C. A colloidal solution of 1 g of maize starch, previously swollen in deionized water at 25 ° C, and 1 g of gelatin is dissolved in 20 ml of deionized water. The colloidal solution was partitioned between the aqueous slurry and the resulting slurry was stirred for 30 minutes.
500 ml viszkóz masszához (cellulóztartalom:For 500 ml viscose pulp (cellulose content:
9,5 tömeg%, kéntartalom: 2,4 tömeg%, NaOH tartalom: 5,9 tömeg%, viszkozitás 25 ’C-on: 3000 mP-sec) 50 g ammónium-karbonátot adtunk. Ezután a fentiek szerint előállított kolloid szuszpenziót keverés közben, 5 perc alatt hozzáadtuk a viszkóz masszához. A kapott elegyet 20 percig kevertettük, majd választótölcsérbe töltöttük. A választótölcsér alá 5 liter űrtartalmú edényt helyeztünk, amibe 4000 ml 20 tömeg%-os vizes kénsavoldatot öntöttünk. A kénsavoldatba állandó keverés közben becsepegtettük az adalékok viszkóz masszát olyan ütemben, hogy a cseppek ne érjék el egymást. A viszkóz massza teljes mennyiségének becsepegtetése után a cellulóz gyöngyöket tartalmazó kénsavoldatot az utókoaguláció teljessé tétele céljából még 20 percig kevertettük. A cellulóz gyöngyöket kiszűrtük, ionmentes vízben szuszpendálva semlegesre mostuk, ezután kéntelenítés céljából 1000 ml, 0,15 tömeg%-os vizes nátrium-hidroxid oldattal mostuk, végül ioncserélt vízzel semlegesre mostuk. A kapott gyöngyöket 50 ’C-on szántottuk. A szárazanyagtartalomra vonatkoztatva 10 tömeg% földimogyoró lisztet tartalmazó porózus cellulóz gyöngyöket kaptunk.9.5% by weight, sulfur content: 2.4% by weight, NaOH content: 5.9% by weight, viscosity at 25 ° C: 3000 mP-sec) 50 g of ammonium carbonate were added. The resulting colloidal suspension was then added to the viscous mass with stirring for 5 minutes. The resulting mixture was stirred for 20 minutes and then transferred to a separatory funnel. A 5 liter flask was placed under a separatory funnel into which 4000 ml of 20% w / w aqueous sulfuric acid was poured. While stirring the sulfuric acid solution, the viscous mass of the additives was added dropwise at such a rate that the droplets did not reach each other. After instillation of the total amount of viscose mass, the sulfuric acid solution containing cellulose beads was stirred for 20 minutes to complete the post-coagulation. The cellulose beads were filtered off, washed in neutral with deionized water, washed with 1000 ml of 0.15% w / w aqueous sodium hydroxide solution to desulfurize, and finally washed with neutralized water. The resulting beads were plated at 50 ° C. Porous cellulose beads containing 10% by weight of peanut flour were obtained.
A fenti eljárással állítottuk elő a következő porózus cellulóz gyöngyöket:The following process was used to produce the following porous cellulose beads:
(i) 10 tömeg% lóbab őrleményt tartalmazó porózus cellulóz gyöngy(i) Porous cellulose beads containing 10% by weight of bean meal
312,5 g/dm3 312.5 g / dm 3
2,5-3 mm, átlag: 2,9 mm tömeg%2.5-3 mm, average: 2.9 mm wt%
2,3 tömeg%2.3% by weight
317,0g/lOOg317,0g / lOOg
9,9 (ii) 10 tömeg% zsírtalanított szójalisztet tartalmazó porózus cellulóz gyöngy térfogattömeg: szemcseméret: nedvességtartalom: hamutartalom: vízfelvétel 25 ’C-on pH:9.9 (ii) 10% by weight of defatted soy meal, porous cellulose beads bulk density: particle size: moisture content: ash content: water uptake at 25 ° C pH:
térfogattömeg:bulk density:
szemcseméret.· nedvességtartalom:· moisture content:
hamutartalom:ash:
vízfelvétel 25 ’C-on pH:water uptake at 25 'C pH:
térfogattömeg:bulk density:
szemcseméret:particle size:
nedvességtartalom:Humidity:
hamutartalom:ash:
vízfelvétel 25 ’C-on pH:water uptake at 25 'C pH:
269.5 g/dm3 269.5 g / dm 3
2,5-3,2 mm, átlag: 3,1 mm2.5-3.2 mm, mean: 3.1 mm
7,6 tömeg%7.6% by weight
1,09 tömeg%1.09% by weight
311.6 g/lOOg311.6 g / 100g
9,86 (iii) 10 tömeg% szójaizolátumot tartalmazó porózus cellulóz gyöngy9.86 (iii) porous cellulose beads containing 10% by weight of soy isolate
225,4 g/dm3 225.4 g / dm 3
2,4-3 mm, átlag: 2,9 mm2.4-3mm, mean: 2.9mm
9,5 tömeg%9.5% by weight
0,89 tömeg%0.89% by weight
293.7 g/lOOg293.7 g / 100g
9,649.64
4. példaExample 4
Szilárd fázisú biokatalizátor előállításaProduction of a solid phase biocatalyst
Oleficin antibiotikumot termelő Streptomyces parvullus törzs (az OKI-ban 1969. január 20-án 50. számon letétbe helyezett törzs; a törzset a 157 985 sz. magyar szabadalom ismerteti) fenntartásához olyan steril, foszfáttartalmú agar gélt készítettünk, amely 0,1 mólos foszfátpufferben (pH 6,5) 2 tömeg% Sobigelt, 2 tömeg% glükózt és 0,5 tömeg% szójalisztet tartalmazott. Az agart 5 emsénként steril csövekben dermesztettük, majd a fenti törzzsel beoltottuk, és 28 ’Con termosztátban 5-7 napig inkubáltuk. Ezután a ferde agaron szaporított törzset Erlenmeyer lombikban lévő steril rizsre oltottuk, és 28 ’C-on tenyésztettük. A rizses tenyészethez desztillált vizet adtunk, és 15-20 perces rázatással a rizsről lemostuk a sejteket.To maintain the strain of olefin antibiotic Streptomyces parvullus (strain OKI, deposited on January 20, 1969, No. 50; the strain is described in Hungarian Patent No. 157,985), a sterile phosphate-containing agar gel was prepared in 0.1 M phosphate buffer. (pH 6.5) 2% Sobigel, 2% glucose and 0.5% soy flour. The agar was seeded in sterile tubes every 5 sec, then inoculated with the above strain and incubated in a 28 'Con thermostat for 5-7 days. The strain grown on slant agar was then inoculated into sterile rice in an Erlenmeyer flask and cultured at 28 ° C. Distilled water was added to the rice culture and the cells were washed from the rice by shaking for 15-20 minutes.
300 cm3 űrtartalmú Erlenmeyer lombikba 50 cm3, aIn an Erlenmeyer flask of 300 cm 3 capacity, 50 cm 3 , a
3. példában leírtak szerint előállított, 10 tömeg% földimogyozó lisztet tartalmazó porózus cellulóz gyöngyöt töltöttük, és 30 percig 121 ’C-on sterileztük. A steril gyöngyöket a rizs mosása során kapott sejtszuszpenzió 5 cm3-ével beoltottuk, és 72 órán át 28 ’C-on inkubáltuk. Ezt követően a gyöngyöket steril desztillált vízzel rázatás közben mostuk.Porous cellulose beads containing 10% by weight peanut flour prepared as described in Example 3 were filled and sterilized for 30 minutes at 121 ° C. The sterile beads were inoculated with 5 cm 3 of the cell suspension obtained during rice washing and incubated for 72 hours at 28 ° C. The beads were then washed with sterile distilled water while shaking.
5. példaExample 5
Szilárd fázisú biokatalizátor előállítása Oleficin antibiotikumot termelő Streptomyces parvullus törzset (az OKI-ban 1969. január 20-án 50. számon letétbe helyezett törzs; a törzset a 157 985 sz. magyar szabadalom ismerteti) rizsen tenyésztettünk 28 °C-on. A rizses tenyészethez desztillált vizet adtunk, és 15-20 perces rázatással lemostuk a sejteket a rizsről.Preparation of a Solid Phase Biocatalyst The strain of olefinic antibiotic Streptomyces parvullus (strain OKI, deposited on January 20, 1969, No. 50; described in Hungarian Patent No. 157,985) was grown on rice at 28 ° C. Distilled water was added to the rice culture and the cells were washed from the rice by shaking for 15-20 minutes.
HU 210214 AHU 210214 A
300 cm3 örtartalmú Erlenmeyer lombikba 50 cm3, a300 cm 3 örtartalmú Erlenmeyer flask, 50 cm 3, the
3. példában leírtak szerint előállított, 10 tömeg% földimogyoró lisztet tartalmazó porózus cellulóz gyöngyöt töltöttünk, és 30 percig 121 ’C-on sterileztük. Ezután a gyöngyökre annyi 1 tömeg% glutáraldehidet tartalmazó 0,1 mólos foszfátpuffert (pH 7,0) öntöttünk, ami éppen ellepte azokat. Egy órai állás után a glutáraldehid oldatot leöntöttük a gyöngyökről, és a gyöngyöket steril desztillált vízzel aldehid-mentesre mostuk. Az aktivált gyöngyöket a rizs mosása során nyert sejtszuszpenzió 5 cm3-ével beoltottuk, és 120 órán át 28 °C-on inkubáltuk. Ezt követően a gyöngyöket desztillált vízzel rázatás közben mostuk.Porous cellulose beads containing 10% by weight peanut flour, prepared as described in Example 3, were charged and sterilized for 30 minutes at 121 ° C. The beads were then poured into a quantity of 0.1 M phosphate buffer, pH 7.0, containing 1% by weight glutaraldehyde, which had just covered them. After standing for one hour, the glutaraldehyde solution was decanted from the beads and the beads were washed with sterile distilled water to make it free of aldehyde. The activated beads were inoculated with 5 cm 3 of the cell suspension obtained during rice washing and incubated for 120 hours at 28 ° C. The beads were then washed with distilled water while shaking.
6. példaExample 6
Fermentáció szilárd fázisú biokatalizátorralFermentation with a solid phase biocatalyst
Oleficin antibiotikum termeléséhez olyan fermentáló elegyet állítottunk össze, amely 1,0 tömeg% kazein hidrolizátumot (szárazanyagként számítva), 0,3 tömeg% nátrium-kloridot, 0,5 tömeg% kalcium-karbonátot, 0,175 tömeg% magnézium-szulfát-heptahidrátot, 0,085 tömeg% mangán-szulfátot és 2,0 tömeg% glükózt tartalmazott, és amelynek pH-ja sterilezés előtt 7,2 volt. A fermentáló elegy 50 cm3-ét 300 cm3 űrtartalom Erlenmeyer lombikba mértük be, és 121 ’C-on 30 percig sterileztünk. A steril, szobahőmérsékletre hűtött fermentáló elegyhez a 4. példa szerint készített szilárd fázisú biokatalizátort adtunk, és sikrázógépen 28 ’C-on 380 fordulat/perc sebességgel 120 órán át rázattuk. Ekkor az antibiotikum tartalmat 130 pg/cm3-nek találtuk.For the production of the olefin antibiotic, a fermentation mixture was prepared consisting of 1.0% by weight of casein hydrolyzate (calculated as dry matter), 0.3% by weight of sodium chloride, 0.5% by weight of calcium carbonate, 0.175% by weight of magnesium sulfate heptahydrate, 0.085 containing manganese sulfate and 2.0% glucose and having a pH of 7.2 before sterilization. 50 cm 3 of the fermentation mixture was weighed into a 300 cm 3 Erlenmeyer flask and sterilized at 121 ° C for 30 minutes. To the sterile room temperature cooled fermentation mixture was added the solid phase biocatalyst prepared as in Example 4 and shaken on a shaker at 380 rpm for 120 hours. At this point, the antibiotic content was found to be 130 pg / cm 3 .
7. példaExample 7
Fermentáció szilárd fázisú biokatalizátorralFermentation with solid phase biocatalyst
Mindenben a 6. példában leírtak szerint fártunk el, azzal a különbséggel, hogy az 5. példa szerint készített szilárd fázisú biokatalizátort használtuk. A fermentáció végén az antibiotikum tartalmat 100 gg/cm3-nek találtuk.All were prepared as described in Example 6 except that the solid phase biocatalyst prepared in Example 5 was used. At the end of the fermentation, the antibiotic content was found to be 100 g / cm 3 .
8. példaExample 8
Szilárd fázisú biokatalizátor előállítása és felhasználása fermentációs eljárásban 300 cm3 örtartalmú Erlenmeyer lombikba 50 cm3, aPreparation and use of a solid phase biocatalyst in a fermentation process in a 300 cm 3 Erlenmeyer flask with 50 cm 3
3. példában leírtak szerint előállított, 10 tömeg% földimogyoró lisztet tartalmazó porózus cellulóz gyöngyöt töltöttünk, és 30 percig 121 ’C-on sterileztünk. Ezután a gyöngyökre annyi 1 tömeg% glutáraldehidet tartalmazó 0,1 mólos foszfátpuffert (pH 7,0) öntöttünk, ami éppen ellepte azokat. Egy órai állás után a glutáraldehid oldatot leöntöttük a gyöngyökről, és a gyöngyöket steril desztillált vízzel aldehid-mentesre msotuk. Az aktivált gyöngyökhöz lipáz enzimet termelő Candida rugósa ATCC 14 830 törzs 3 napos tenyészetéből származó 5 cm3 sejtszuszpenziót (sejtkoncentráció: 106sejt/cm3) adtunk, és 48 órán át 24 ’C-on inkubáltuk. Ezután a gyöngyöket steril desztillált vízzel mostuk.Porous cellulose beads containing 10% by weight peanut flour prepared as described in Example 3 were filled and sterilized for 30 minutes at 121 ° C. The beads were then poured into a quantity of 0.1 M phosphate buffer, pH 7.0, containing 1% by weight glutaraldehyde, which had just covered them. After standing for one hour, the glutaraldehyde solution was decanted from the beads and the beads were soaked in sterile distilled water to be aldehyde free. To the activated beads was added a 5 cm 3 cell suspension (cell concentration: 10 6 cells / cm 3 ) from a 3-day culture of Candida spring producing strain of Candida spring producing a lipase enzyme, and incubated for 48 hours at 24 ° C. The beads were then washed with sterile distilled water.
Lipáz enzim termeléséhez olyan fermentáló elegyet állítottunk össze, amely 1 tömeg% vízoldható keményítőt, 0,5 tömeg% napraforgó olajat, 0,5 tömeg% karbamidot, 0,2 tömeg% kalcium-karbonátot, valamint a 3. példában leírtak szerint előállított adalékolt porózus cellulóz gyöngyök formájában 1 tömeg% szójalisztet és 0,5 tömeg% őrölt napraforgó magot tartalmazott. Az elegy pHja sterilezés előtt 6,0 volt. 100 cm3 fermentáló elegyet egy 500 cm3 űrtartalmú Erlenmeyer lombikban sterileztünk, majd hozzáadtuk az előző bekezdésben leírtak szerint előállított szilárd fázisú biokatalizátort. 24 ’C-on végzett 72 órás fermentáció után a fermentlé lipáz aktivitása 1218 E/cm3 volt [a lipáz aktivitást Shabani módszerével határoztuk meg; Enzymes in Food Processing 181217. oldal (Acad. Press, New York, 1975)].For the production of lipase enzyme, a fermentation mixture consisting of 1% by weight of water-soluble starch, 0.5% by weight of sunflower oil, 0.5% by weight of urea, 0.2% by weight of calcium carbonate and the porous additive prepared as described in Example 3 was prepared. cellulose beads contained 1% by weight soybean meal and 0.5% by weight ground sunflower seeds. The pH of the mixture before sterilization was 6.0. 100 cm 3 fermenter was sterilized in a 500 cm 3 capacity Erlenmeyer flask and then added to the solid phase biocatalyst, prepared as described in the previous paragraph. After 72 hours of fermentation at 24 ° C, the lipase activity of the fermentation broth was 1218 U / cm 3 [lipase activity was determined by the Shabani method; Enzymes in Food Processing 181217 (Acad. Press, New York, 1975)].
Claims (1)
Priority Applications (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| HU215591A HU210214B (en) | 1991-06-27 | 1991-06-27 | Process for the fermentation and solid phase biocatalisator useful in this process |
Applications Claiming Priority (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| HU215591A HU210214B (en) | 1991-06-27 | 1991-06-27 | Process for the fermentation and solid phase biocatalisator useful in this process |
Publications (2)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| HU912155D0 HU912155D0 (en) | 1991-12-30 |
| HU210214B true HU210214B (en) | 1995-07-28 |
Family
ID=10958047
Family Applications (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| HU215591A HU210214B (en) | 1991-06-27 | 1991-06-27 | Process for the fermentation and solid phase biocatalisator useful in this process |
Country Status (1)
| Country | Link |
|---|---|
| HU (1) | HU210214B (en) |
-
1991
- 1991-06-27 HU HU215591A patent/HU210214B/en unknown
Also Published As
| Publication number | Publication date |
|---|---|
| HU912155D0 (en) | 1991-12-30 |
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| Busto et al. | Immobilization of naringinase from Aspergillus niger CECT 2088 in poly (vinyl alcohol) cryogels for the debittering of juices | |
| Willaert et al. | Gel entrapment and micro-encapsulation: Methods, applications and engineering principles | |
| CN113302284A (en) | Method for producing mycelium scaffold and use thereof | |
| Vorlop et al. | New developments in the field of cell immobilization—formation of biocatalysts by ionotropic gelation | |
| Phillips et al. | Immobilization of cells | |
| Bucke | Immobilized cells | |
| JPH01503677A (en) | Immobilization method | |
| US4797358A (en) | Microorganism or enzyme immobilization with a mixture of alginate and silica sol | |
| GB1573181A (en) | Catalytically active substances | |
| US4996150A (en) | Biocatalyst immobilization in a gel of anionic polysaccharide and cationic polymer | |
| CA1153965A (en) | Immobilization of biocatalysts | |
| CA2827382A1 (en) | Apparatus and process for production of an encapsulated cell product | |
| Ogbonna et al. | Development of a method for immobilization of non-flocculating cells in loofa (Luffa cylindrica) sponge | |
| Vorlop et al. | [22] Entrapment of microbial cells in chitosan | |
| US4276381A (en) | Preparation of immobilized enzymes of microorganisms | |
| US4384044A (en) | Production of microbial polysaccharides | |
| Kokufuta et al. | Immobilization of Paracoccus denitrificans cells with polyelectrolyte complex and denitrifying activity of the immobilized cells | |
| Wakisaka et al. | Development of a cylindrical apparatus for membrane-surface liquid culture and production of kojic acid using Aspergillus oryzae NRRL484 | |
| JP2683524B2 (en) | Immobilization carrier | |
| Deo et al. | Semi-continuous production of the antibiotic patulin by immobilized cells of Penicillium urticae | |
| Szczęsna-Antczak et al. | Stability of extracellular proteinase productivity by Bacillus subtilis cells immobilized in PVA-cryogel | |
| HU210214B (en) | Process for the fermentation and solid phase biocatalisator useful in this process | |
| Büyükgüngör | Stability of Lactobacillus bulgaricus immobilized in K‐carrageenan gels | |
| EP0032987A1 (en) | Thermophilic aspartase, processes for producing, culture used, and L-aspartic acid preparation process using the same | |
| Dobreva et al. | Immobilization of Bacillus licheniformis cells, producers of thermostable α-amylase, on polymer membranes |