FR3048780A1 - Procede de diagnostic in vitro d'atteintes hepatiques - Google Patents
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Abstract
Procédé de diagnostic et/ou de suivi et/ou de pronostic et/ou théranostique in vitro de troubles hépatiques à partir d'un échantillon biologique issu d'un individu, dans lequel procédé on détermine la présence et/ou la concentration du marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2) et/ou la présence et/ou la concentration de la combinaison des marqueurs ADH1B (SEQ ID N° 2) et ADH1A (SEQ ID N° 1).
Description
Procédé de diagnostic in vitro d’atteintes hépatiques Domaine de l’invention L’invention appartient au domaine de l’hépatologie (médecine du foie) et concerne l’utilisation de biomarqueurs permettant de diagnostiquer des troubles hépatiques. Plus précisément, cette invention concerne des méthodes de diagnostic in vitro et/ou de suivi et/ou de pronostic in vitro des atteintes hépatiques telles que les insuffisances hépatiques aiguës et fulminantes ou la stéatohépatite par la détection et/ou le dosage de certains biomarqueurs. État de la technique
Les atteintes hépatiques regroupent une multitude de maladies affectant le foie de manière chronique (comme la cirrhose) ou aigüe (on parle alors d’insuffisance hépatique aigüe). Leurs causes sont variées et incluent l'alcoolisme, les virus des hépatites A, B, C et E, des anomalies génétiques (maladie de Wilson) ou immunitaires (hépatites autoimmunes), des intoxications médicamenteuses ou une surcharge graisseuse associée à l’obésité.
Les insuffisances hépatiques aigües (« Acute Liver Injury», abrégé ici ALI) ou fulminantes (« Acute Liver Failure », abrégé ici ALF) se déclarent de manière soudaine chez des patients sans maladie hépatique préexistante. Leurs causes sont variées : médicaments (dont le paracétamol), virus, maladie automimmune. Les insuffisances hépatiques aigües se caractérisent par la mort des cellules hépatiques (hépatocytes) sur un mode nécrotique et/ou apoptotique et conduisent à une diminution de la masse fonctionnelle du foie. Ces atteintes hépatiques sont associées à des troubles de la coagulation sanguine et la modification des paramètres d’exploration clinico-biologique du foie (augmentation des transaminases et de la CK18 sérique). Dans leur forme la plus sévère (hépatite fulminante ou ALF), une encéphalopathie est également présente. Les atteintes hépatiques aigües peuvent conduire à la mort du patient sans prise en charge médicale adaptée.
Les maladies du foie gras non induites par l’alcool (connues sous le sigle NAFLD qui est l’abréviation de « Non-Alcoholic Fatty Liver Disease ») sont des maladies hépatiques très fréquentes. Elles englobent un large éventail de maladies telles que la stéatose isolée (connue sous le sigle NAFL - « Non-Alcoholic Fat Liver »), la stéatohépatite non alcoolique (NASH - « Non-Alcoholic SteatoHepatitis ») et la cirrhose. Elles sont associées à une accumulation anormale de graisse dans le foie. Elles sont liées à l’augmentation de la prévalence du diabète et de l’obésité. La stéatohépatite non alcoolique (NASH) est une maladie potentiellement grave pouvant évoluer en cirrhose et entrainer une insuffisance hépatique chronique ou aigüe et/ou un carcinome hépatocellulaire.
Les atteintes hépatiques peuvent être diagnostiquées par la détection ou le dosage dans le sang de certaines molécules spécifiques (biomarqueurs). La cytolyse (nécrose des hépatocytes) est évaluée par la détection de protéines, contenues dans les cellules hépatiques, et qui sont déversées dans les voies sanguines suite à la nécrose des cellules hépatiques (biomarqueurs mécanistiques) : tel est le cas des transaminases qui reflètent une lyse des cellules du foie. Les transaminases ne sont cependant pas spécifiques du foie et leurs concentrations sanguines peuvent augmenter lors d’atteinte d’autres organes (cœur, muscle). Il peut également s’agir de molécules synthétisées par le foie, dont la fonction est impactée par la diminution de leur synthèse (biomarqueurs fonctionnels): c’est le cas du taux de prothrombine qui explore les facteurs de coagulation I, II, V, VII et X synthétisés par le foie. Cependant, du fait de la demi-vie sanguine de quelques heures des facteurs de coagulation, les troubles de la coagulation ne sont pas immédiats.
En ce qui concerne la stéatose hépatique non alcoolique et alcoolique, le diagnostic de certitude est habituellement réalisé sur une biopsie du foie du patient; ainsi on peut évaluer les lésions tissulaires hépatiques et déterminer la sévérité de la maladie. Une biopsie est un examen invasif, associé à des risques hémorragiques, et nécessite une prise en charge hospitalière; c’est donc un examen coûteux. Il serait préférable de pouvoir détecter les troubles hépatiques et suivre leur évolution par des méthodes non invasives, de préférence à partir d’un liquide biologique, par exemple provenant d’une simple prise de sang.
Ces dernières années, un certain nombre de méthodes non invasives d'évaluation de lésions hépatiques ont été proposées, notamment pour détecter la stéatohépatite alcoolique et non alcoolique. A titre d’exemple, US 2006 / 0 172 286 décrit un procédé non invasif permettant le diagnostic de la stéatohépatite non alcoolique ou alcoolique chez un patient, comprenant la mesure des 3 marqueurs biochimiques ApoAl, ALT et AST dans un échantillon de sérum ou de plasma. WO 2010 / 058 295 décrit un procédé permettant de quantifier les lésions du foie d'un patient par l’intermédiaire du dosage d’un ou plusieurs biomarqueur (dont ALT). WO 2015 / 071 669 décrit une méthode de diagnostic, de pronostic ou de surveillance d’une tumeur du foie chez un individu par l’intermédiaire de la détection ou la quantification d’un ou plusieurs marqueurs présents notamment dans le sang ; la liste des marqueurs est extrêmement vaste et comprend notamment les protéines ADHIA, ADH1B, GSTA1, FABP1, ARG1, GPT1 (correspondant àl'ALTI), BHMT etADH4.
En tout état de cause, la quantification absolue, c’est-à-dire la détermination de la concentration de protéines ou peptides présents dans un échantillon liquide, notamment un échantillon sanguin peut être un procédé assez complexe.
On constate que diagnostiquer des atteintes hépatiques à un stade précoce et prédire révolution de ces atteintes est devenu un enjeu de santé majeur, en particulier pour la stéatohépatite non alcoolique dont la prévalence augmente avec l’obésité.
La présente invention cherche à proposer un procédé de de diagnostic in vitro d’atteintes hépatiques, plus particulièrement un nouveau test de diagnostic non invasif de troubles hépatiques plus précis que les procédés de de diagnostic de l’art antérieur.
Objets de l’invention
La présente invention concerne un procédé de diagnostic et/ou de suivi et/ou de pronostic et/ou théranostique in vitro de troubles hépatiques à partir d’un échantillon biologique issu d’un individu, dans lequel procédé on détermine la présence et/ou la concentration du marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2) et/ou la présence et/ou la concentration de la combinaison des marqueurs ADH1B (SEQ ID N° 2) et ADH1A (SEQ ID N° 1). L’invention a également pour objet l’utilisation d’au moins un marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2) et/ou d’au moins la combinaison des marqueurs ADH1B (SEQ ID N° 2) et ADH1A (SEQ ID N° 1) pour le diagnostic, le suivi, le pronostic et/ou la théranostique/n vitro de troubles hépatiques à partir d’un échantillon biologique issu d’un individu; utilisation dans laquelle on détermine la présence et/ou la concentration dudit marqueur.
Dans un mode de réalisation du procédé ou de l’utilisation ci-dessus, on détermine la présence et/ou la concentration d’au moins un marqueur supplémentaire, préférentiellement d’au moins deux marqueurs supplémentaires, et encore plus préférentiellement d’au moins trois marqueurs supplémentaires, lesdits marqueurs étant sélectionnés dans le groupe constitué par : ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4), BHMT (SEQ ID N° 5, SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7), ARG1 (SEQ ID N° 8, SEQ ID N° 9 & SEQ ID N° 10), FABP1 (SEQ ID N° 11), GSTA1 (SEQ ID N° 12) et ALT1 (SEQ ID N° 13).
Dans un mode de réalisation du procédé ou de l’utilisation ci-dessus, on détermine au moins la présence et/ou la concentration d’au moins un marqueur supplémentaire sélectionné parmi ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4) et BHMT (SEQ ID N° 5, SEQ ID N°6&SEQIDN°7).
Dans un mode de réalisation du procédé ou de l’utilisation ci-dessus, on détermine au moins la présence et/ou la concentration du marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2) ou de la combinaison des marqueurs ADH1B (SEQ ID N° 2) et ADH1A (SEQ ID N° 1), d’une part, et des marqueurs ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4) et BHMT (SEQ ID N° 5, SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7), d’autre part.
Dans un mode de réalisation avantageux du procédé ou de l’utilisation ci-dessus, le marqueur BHMT est le variant de séquence BHMT1 (SEQ ID N° 5) et/ou la combinaison des variants de séquence BHMT1 (SEQ ID N° 5) et BHMT2 (SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7).
Dans un mode de réalisation du procédé ou de l’utilisation décrit ci-dessus, on détermine en outre la présence et/ou la concentration du marqueur CK18.
Dans un mode de réalisation du procédé ou de l’utilisation décrit ci-dessus, on utilise pour ladite détermination de la présence et/ou de la concentration desdits marqueurs des peptides signatures présents dans lesdits marqueurs.
Dans un mode de réalisation avantageux du procédé ou de l’utilisation décrit ci-dessus, lesdits peptides signatures sont générés à partir desdits marqueurs par un procédé de digestion, de préférence enzymatique.
Dans un mode de réalisation du procédé ou de l’utilisation décrit ci-dessus, la présence et/ou la concentration : a. de la combinaison des marqueurs ADH1A (SEQ ID N° 1) et ADH1B (SEQ ID N° 2), si elle est sélectionnée, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi INEGFDLLHSGK (SEQ ID N° 16) et FSLDALITHVLPFEK (SEQ ID N° 15), b. du marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence du peptide signature AAVLWEVK (SEQ ID N° 17), c. du marqueur ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi FNLDALVTHTLPFDK (SEQ ID N° 20), IDDDANLER (SEQ ID N° 18) ou IIGIDINSEK (SEQ ID N° 19), d. du marqueur ARG1 (SEQ ID N° 8, SEQ ID N° 9 & SEQ ID N° 10), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi DVDPGEHYILK (SEQ ID N° 25), TIGIIGAPFSK (SEQ ID N° 24) ou EGLYITEEIYK (SEQ ID N°26), e. du marqueur BHMT (SEQ ID N° 5, SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi EATTEQQLK (SEQ ID N° 21), AIAEELAPER (SEQ ID N° 23) ou EAYNLGVR (SEQ ID N° 22), f. du marqueur BHMT1 (SEQ ID N° 5), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence du peptide signature EATTEQQLK (SEQ ID N° 21), g. de la combinaison des marqueurs BHMT1 (SEQ ID N°5) et BHMT2 (SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7), si elle est sélectionnée, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi AIAEELAPER (SEQ ID N° 23) ou EAYNLGVR (SEQ ID N° 22), h. du marqueur FABP1 (SEQ ID N° 11), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi AIGLPEELIQK (SEQ ID N° 27), FTITAGSK (SEQ ID N° 28) ou TVVQLEGDNK (SEQ ID N° 29), I. du marqueur GSTA1 (SEQ ID N° 12), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence du peptide signature LHYFNAR (SEQ ID N°30), j. du marqueur ALT1 (SEQ ID N° 13), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi ALELEQELR (SEQ ID N° 34), LLVAGEGHTR (SEQ ID N° 35) ou KPFTEVIR (SEQ ID N° 36), sachant que ALT1 (SEQ ID N° 13), s’il est sélectionné, est plus particuliérement déterminée par la présence du peptide signature ALELEQELR (SEQ ID N° 34) ou LLVAGEGHTR (SEQ ID N° 35).
Dans un mode de réalisation avantageux du procédé d’utilisation décrit ci-dessus, le procédé d’utilisation, dans lequel on dose au moins un desdits marqueurs (dit « marqueur sélectionné»), dont au moins un marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2) et/ou la combinaison des marqueurs ADH1B (SEQ ID N° 2) et ADH1A (SEQ ID N° 1), par l’intermédiaire d’au moins un peptide signature caractéristique dudit marqueur, comprend les étapes suivantes : a) l’approvisionnement d’un échantillon biologique prélevé sur un individu à un temps to, b) l’ajout d’une quantité connue d’une protéine isotopiquement marquée (appelée « standard ») homologue du marqueur sélectionné dans l’échantillon biologique obtenu à l’étape a), c) le traitement de l'échantillon biologique pour extraire au moins une partie des protéines abondantes ou au moins une partie des glycoprotéines, d) le traitement de l'échantillon après extraction d’au moins une partie des protéines abondantes ou des glycoprotéines pour générer des peptides protéolytiques, de préférence par digestion, étant entendu que parmi les peptides protéolytiques obtenus se trouvent les peptides signatures des marqueurs sélectionnés, e) le dosage quantitatif par spectrométrie de masse d'au moins un peptide signature généré à partir du marqueur sélectionné, f) la détermination d’un rapport de l’abondance du peptide signature isotopiquement marqué, issu du standard, ajouté à l’étape b), sur l’abondance du peptide signature non marqué issu de l’échantillon biologique, g) le calcul à partir du rapport obtenu à l’étape f) et de la quantité connue de ladite protéine isotopiquement marquée ajoutée à l’étape b), de la concentration dudit marqueur sélectionné dans l’échantillon.
Dans un mode de réalisation avantageux, l’étape c) du procédé ou de l’utilisation décrite ci-dessus, est effectuée par déplétion et préférentiellement par glycodéplétion.
Dans un mode de réalisation avantageux, l’étape c) du procédé ou de l’utilisation décrite ci-dessus, est suivie d’une étape d’électrophorése de l’échantillon biologique.
Dans un mode de réalisation avantageux, le procédé est effectué à un temps to et à un temps U supérieur à to, et comprend après l’étape g), la comparaison de la concentration du marqueur sélectionné dans l’échantillon entre ti et to.
Dans un mode de réalisation avantageux, l’étape d) du procédé décrit ci-dessus est effectuée par digestion enzymatique, de préférence par l’emploi de trypsine ou d’un mélange d’EndolysC et de trypsine.
Dans un mode de réalisation avantageux, le trouble hépatique est une insuffisance hépatique aiguë ou une stéatohépatite.
Un autre objet de l’invention concerne une utilisation du procédé pour évaluer la toxicité de molécules (candidats médicaments, médicament, xénobiotique) préalablement administrées à l’individu dont est issu ledit échantillon biologique.
Description des figures
Les figures 1 à 8 illustrent certains aspects de l’invention.
La figure 1 décrit le principe de la glycodépletion de protéines plasmatiques pour le dosage de biomarqueurs non glycosylés (comme les protéines de lyse hépatocytaire).
Le protéome plasmatique est composé (en poids) de 50% des protéines glycosylées et de 50% de protéines non glycosylées. Les protéines glycosylées peuvent être capturées sur des billes magnétiques fonctionnalisées par de l'hydrazide via la formation de liaisons covalentes. Les protéines non glycosylées sont ensuite éluées avec de l’urée permettant de casser les interactions protéines / protéines.
La figure 2 présente les courbes d’étalonnage obtenue pour ADH1B, ARG1, BHMT1 et GSTA1 dans le plasma après immunodéplétion. Ces courbes d’étalonnage permettent d’évaluer les performances analytiques de la méthode de dosage.
La figure 3 présente les courbes d’étalonnage obtenue pour ADH4, BHMT1, FABP1 et ALT1 dans le plasma après glycodepletion.
La figure 4 décrit l’analyse des biomarqueurs dans des échantillons biologiques issus de patients ayant une insuffisance hépatique induite par du paracétamol. Les concentrations des biomarqueurs cibles ont été déterminées en utilisant les standards PSAQ™ après préfractionnement de sérum par LC-SRM. Le taux de prothrombine est mentionné comme un indicateur de troubles de la coagulation et d’une insuffisance hépatique ALI ou ALF.
La figure 5 décrit l’analyse des biomarqueurs dans des échantillons biologiques issus de patients ayant une atteinte hépatique ALI ou ALF induite par une cause autre que le paracétamol. Les concentrations des biomarqueurs cibles ont été déterminées en utilisant les standards PSAQ^“ (WO 2008 / 145 763 Al) après préfractionnement de sérum et analyse LC-SRM. Le taux de prothrombine est mentionné comme un indicateur de troubles de la coagulation et d’une insuffisance hépatique ALI/ALF.
La figure 6 décrit la méthode de standardisation, préparation et analyse des échantillons. Le panel A correspond à la procédure de standardisation et de préparation. Les panels B et C correspondent aux signaux des différents peptides signatures obtenus par analyse LC-SRM.
La figure 7 montre les concentrations plasmatiques de BHMT1 (cf. figure 7a) et les concentrations plasmatiques des variants A et B de l’ADHI (cf. Figure 7b) chez des patients atteints de stéatohépatites non alcooliques (NASH) en comparaison de donneurs sains appariés par âge et sexe (n = 11 individus dans chaque groupe). Les concentrations plasmatiques sont mentionnées en ordonnée en pg/mL. Un test statistique de Mann-Whitney a été appliqué avec p < 0.05 comme seuil de significativité.
La figure 8 présente les séquences peptidiques des protéines ADH1A (SEQ ID N° 1), ADH1B (SEQ ID N° 2), ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4), BHMT1 (SEQ ID N°5), BHMT2 (SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7), ARG1 (SEQ ID N° 8, SEQ ID N° 9 & SEQ ID N° 10), FABP1 (SEQ ID N° 11), GSTA1 (SEQ ID N° 12) et ALT1 (SEQ ID N° 13). Les peptides analysés de ces protéines cibles sont visualisés dans la séquence peptidique des protéines par un encadrement. Ces peptides sont des peptides issus de la digestion des protéines cibles et servent de substituts pour l’analyse de ces protéines en spectrométrie de masse.
Description détaillée
Nous entendons ici par « atteintes hépatiques » ou « troubles hépatiques » ou « lésions hépatiques », les hépatites virales, les hépatites alcooliques, les hépatites médicamenteuses, les hépatites liées à des intoxications tels que celles dues aux champignons ou aux vitamines, les hépatites auto-immunes, la stéatose hépatique (NAFLD), les stéatohépatites (NASH), les cirrhoses et la maladie de Wilson à l’exclusion des hépatocarcinomes.
Dans le cadre de la présente invention, les protéines peuvent être dosées par n’importe quelle technique classiquement utilisée par l’homme de l’art comme des méthodes de dosages immunologiques utilisant des anticorps spécifiques ou des méthodes basées sur la spectrométrie de masse. Parmi les méthodes de dosage basées sur la spectrométrie de masse, on peut citer la technologie AQUA (Gerber et al, « Absolute quantification of proteins and phosphoproteins from ceii iysates by tandem MS » Proc NatI Acad Sci U S A. (2003) 100(12):6940-6945.) ou la technologie PSAQ™ (Protein Standard Absolute Quantification) décrite dans la demande WO 2008 /145 763.
La méthode selon l’invention est basée sur la détection et le dosage de certains biomarqueurs issus de la lyse des cellules hépatiques ; ces biomarqueurs sont des protéines. Selon un mode de réalisation préféré de l’invention, le dosage se fait par spectrométrie de masse via la technologie PSAQ™. Selon cette méthode, la quantification absolue d’une protéine par spectrométrie de masse nécessite un étalon. Nous entendons ici par protéine PSAQ^“ ou standard PSAQ^“ ou protéine étalon toute protéine entière recombinante marquée isotopiquement, chimiquement analogue à la protéine native que l’on souhaite doser. Le principe de la méthode PSAQ^“ selon l’invention repose sur l’introduction dans un échantillon biologique d’une quantité connue d’une protéine-étalon entière recombinante marquée isotopiquement, identique ou analogue (i.e, structurellement proche, elle peut différer par exemple par l’addition d’une étiquette de purification) à la protéine native que l’on souhaite doser. Contrairement aux autres méthodes de quantification absolue, une quantité connue de la protéine-étalon est injectée directement dans l’échantillon biologique avant tout prétraitement de cet échantillon. La méthode selon l’invention permet de déterminer, dans des fluides biologiques tels que le plasma, le sérum, le liquide céphalorachidien ou l’urine, les concentrations de certaines protéines cibles dont ils constituent des analogues marqués.
Le procédé selon l'invention est avantageusement effectué sur un échantillon biologique issu d’un prélèvement de liquide sur un individu.
Le procédé selon l'invention peut notamment être effectué sur des fluides biologiques tels que le sang, le sérum, le plasma, l’urine, le liquide céphalo-rachidien, la salive, les fluides lacrymaux, de préférence sur le sang, le plasma et/ou le sérum.
Standards PSAQ™ - Protéines-étalons
De nombreuses protéines contribuent aux fonctions métaboliques du foie. Selon l’invention les protéines permettant de caractériser des lésions du foie sont choisies en fonction de leur expression hépatique prédominante et de leur forte détectabilité dans le plasma, à savoir l’ADHIA et l’ADHIB, l’ADH4, l’ARGI, la BHMT (variants de séquence 1 et 2), la FABP1, la GSTA1 et l’ALTI.
Les alcools déshydrogénases (ADH) sont des oxydoréductases qui participent à la détoxication de l'organisme par l'élimination des alcools toxiques. Plusieurs types d’ADH existent (variants ou isoformes). Concernant l’ADHI, il en existe 3 variants: l’ADHIA, l’ADHIB et l’ADHIC. Ces variants ont été étudiés au niveau génétique. Duell et al. ont mis en évidence l’influence de certaines mutations génétiques de l’ADH, notamment sur la sensibilité à l’alcoolisme et les risques de cancer gastrique des individus porteurs de ces mutations génétiques {« Genetic variation in aicohoi dehydrogenase (ADH1A, ADH1B, ADH1C, ADH7) and aidehyde dehydrogenase (ALDH2), aicohoi consumption and gastric cancer risk in the european prospective investigation into cancer and nutrition (EPic) cohort », Carcinogenesis vol.33, n°2, p361-367 (2012)).
Selon Baker et al., la protéine ADH1 (variants non distingués) et la protéine ADH4 ont été montrées comme augmentées dans le tissu hépatique de patients atteints par la NASH (« Roie of aicohoi metabolism in Non-alcoholic Steatohepatitis », PloS ONE, vol.5 issue 3 p1-11 (2010)). Toutefois, ce document ne suggère pas l’augmentation du niveau sanguin, plasmatique ou sérique des protéines ADH1 ou ADH4 pour les individus atteints de NASH. L’ADHIA (SEQ ID N° 1) et l’ADHIB (SEQ ID N° 2) participent à l'oxydation de l'éthanol et jouent un rôle majeur dans le catabolisme de l'éthanol. L’ADH4 participe à l’oxydation des alcools aliphatiques et/ou des alcools aromatiques. L’ADH4 existe sous forme de 2 isoformes (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4). Dans l’étude, les inventeurs se sont intéressés à l’ADHIB mais aussi au mélange des variants ADH1A et ADH1B.
La BHMT est une métallo-enzyme à base de zinc qui participe au métabolisme de l’homocystéine, de la glycine, de la sérine, de la thréonine et aussi de la méthionine. Par ce terme BHMT on entend les variants de séquences BHMT1 (SEQ ID N° 5), BHMT2, ainsi que les isoformes de BHMT2 (SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7). L’arginase ARG1 est une hydrolase ; cette métalloenzyme hépatique à base de manganèse intervient dans le cycle de l’urée. Par ce terme ARG1 on entend les trois isoformes de l’arginase 1 (SEQ ID Ν'" 8, SEQ ID N° 9 & SEQ ID N° 10).
La FABP1 (SEQ ID Ν'" 11) est une protéine de liaison aux acides gras spécifiques du foie servant à transporter les acides gras des membranes cellulaires vers les mitochondries.
Les glutathione S-transférases (GSTA) sont des enzymes qui catalysent des reactions de conjugaison du glutathion réduit (GSH) avec des xénobiotiques afin de les détoxifier. Dans cette étude nous avons étudié le variant GSTA1 (SEQ ID N° 12) mais aussi le pool de plusieurs variants en particulier le pool des variants GSTA1, GSTA2, GSTA3 et le pool des 4 variants GSTA1, GSTA2, GSTA3 et GSTA5. L’alanine cytosolique aminotransaminase 1 ou ALT1 (SEQ ID N° 13), également connue sous le nom de glutamate-pyruvate transaminase 1, est une enzyme faisant partie des transaminases jouant un rôle essentiel dans le métabolisme intermédiaire du glucose. Cette protéine est connue en tant que biomarqueur de lésion hépatique provoquée par certains médicaments, de l'alcool, et par la stéatose.
Le tableau 1 résume certaines propriétés de ces protéines.
Les protéines ADH1A et ADH1B, ADH4, ARG1, BHMT (variants 1 et 2), FABP1, GSTA1 et ALT1 sont principalement exprimées dans le foie. Chez un individu sain, ces protéines sont principalement présentes dans le foie (hépatocytes) et dans quelques autres types cellulaires différents. C’est le cas, par exemple, de la protéine ADH1B qui est détectable dans uniquement trois types cellulaires différents parmi les 80 analysés (cf. tableau 1, atlas des protéines humaines). A titre comparatif et selon l’atlas des protéines humaines, dans un tissu sain (vwvw.proteinatlas.org), l’ALTI qui est un marqueur usuel de lésions hépatiques est exprimé dans 29 types cellulaires parmi les 78 analysés. Les protéines ADH1A et ADH1B, ADH4, ARG1, BHMT (variants 1 et 2), FABP1, GSTA1 sont donc bien plus spécifiques du foie que l’ALTI.
Tableau 1 : Biomarqueurs sélectionnés dans le procédé selon l’invention pour le suivi d’atteintes hépatiques
(a) Source: The Human Protein Atlas (www.proteinatlas.org).
Selon l’invention, d’autres biomarqueurs tels que la protéine cytokératine 18 (CK18) peuvent être employés en complément d’analyse afin de confirmer un trouble hépatique et d’établir un diagnostic. En effet, lorsque les hépatocytes sont exposés de façon chronique au stress oxydatif et à des substances toxiques, ils gonflent, accumulent de la graisse et montrent une perturbation dans le réseau de filaments de kératine, et forment des corps de Mallory, i.e. des amas résiduels de microfilaments. Un corps de Mallory est composé de kératines anormalement phosphorylées et réticulées, telles que la cytokératine CK18. On sait que les hépatocytes contenant des corps de Mallory sont sensibles à l'apoptose, induisant une libération importante des protéines CK18 et des corps de Mallory dans le sang. La publication de Maher et al. « Cytokeratin 18 as a non invasive nnarker in diagnosis of NASH and its usefulness in corrélation with disease severity in Egyptian patients» publiée dans The Egyptien Journal of Medical Human Genetics (2015) 16, p.41 à 46, présente la CK18 comme un marqueur non-invasif permettant de corréler sa concentration au degré de sévérité de la NASH. Effectivement, lorsque la protéine CK18 est libérée dans le sang sous forme entière (forme M65), elle indique un phénomène de nécrose. Quand elle est libérée sous forme tronquée (forme M30) elle indique un phénomène d’apoptose. Généralement les concentrations sanguines de CK18 sont mesurées sous ces 2 formes et le ratio entre ces deux formes est calculé. La CK18 n’est pas exprimée de manière spécifique dans les hépatocytes, elle est présente dans les épithéliums glandulaires. Rôle des biomarqueurs
Dans le sérum ou plasma de patients sains, les protéines ADH1 (variant B ou isoformes A et B) et ADH4 sont présentes à des concentrations inférieures à 2 pg/mL, l’ARGI à des concentrations inférieures à 0.3 pg/mL, la FABP1 à des concentrations inférieures à 1 pg/mL, la GSTA1, GSTA2, GSTA2 et GSTA5 à des concentrations inférieures à 1 pg/mL, la BHMT (variants ou isoformes 1 et 2) à des concentrations inférieures à 2 pg/mL et l’ALTI à des concentrations inférieures à 1 pg/mL (ces concentrations seuil ont été évaluées après analyse d’échantillons selon le protocole décrit dans la figure 6).
La Demanderesse s’est rendu compte que la concentration sérique ou plasmatique des protéines ADH1 B, ADH1A et B, ADH4, ARG1, BHMT1 et BHMT1 et 2, FABP1, GSTA1 et ALT1 évolue en fonction de l’atteinte hépatique et de sa sévérité.
Selon les observations de la Demanderesse, la concentration des protéines ADH1B, ADH1A et ADH1B, ADH4, ARG1, FABP1, GSTA1, BHMT1 et BHMT (variants 1 et 2) augmente au cours des phases aiguës de l’insuffisance hépatique induite par des xénobiotiques tels que le paracétamol, puis chute à des niveaux très faibles au cours de la période de récupération / régénération du foie. Cette cinétique est étroitement corrélée avec celle des caractéristiques biologiques de cette maladie telles que le taux de prothrombine. Certaines de ces protéines sont plus exprimées au niveau hépatique que d’autres et sont donc plus facilement quantifiables ; c’est le cas des protéines ADH4, BHMT (variants 1 et 2), ADH1 (variants ADH1A et ADH1B) qui peuvent, être avantageusement employées, de manière individuelle ou combinée, comme biomarqueurs de diagnostic, de suivi et de pronostic de l’ALI ou l’ALF. La protéine ARG1 bien que détectée présente des modifications de sa concentration plasmatique ou sérique moins marquées mais corrélées avec le stade de l’atteinte (phase aigüe/phase de récupération).
Les marqueurs ADH1 (ADH1B seul ou combinaison d’ADHIB et ADH1A), ADH4 et BHMT (variant 1 seul ou combinaison des 2 variants 1 et 2) peuvent permettre une identification précoce de lésions hépatiques induites par des médicaments tels que le paracétamol, de manière à adapter la prise en charge médicale du patient (en particulier le recours à la greffe hépatique). De plus, contrairement aux marqueurs transaminases (dont ALT1) et CK18 dont les concentrations peuvent rester élevées, ces marqueurs ADH1 (ADH1B seul ou combinaison d’ADHIB et ADH1A), ADH4 et BHMT (variant 1 seul ou combinaison des 2 variants 1 et 2) présentent des taux sériques faibles au cours de la régénération spontanée du foie.
Pour ce qui est des troubles hépatiques non induits par des médicaments une modification des concentrations plasmatiques/sériques des biomarqueurs, notamment des protéines ADH1 (ADH1B et/ou ADH1B et ADH1A), ADH4 et BHMT (variant 1 seul ou combinaison des 2 variants 1 et 2) est observée à des niveaux plus faibles qu’avec le paracétamol mais elle est cohérente avec le statut clinique du patient.
Selon un mode de réalisation de l’invention, les marqueurs ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, ARG1, FABP1, GSTA1, ALT1 et BHMT (variant 1 et/ou le mélange des deux variants 1 et 2) peuvent être employés pour la détection d'une lésion hépatique.
La détection d’une lésion hépatique peut être mise en évidence par la détection et/ou la quantification du marqueur ADH1, de préférence le marqueur ADH1B et/ou le pool d’ADH1AetADH1B..
La détection d’une lésion hépatique peut être mise en évidence par la détection et/ou la quantification du marqueur ADH1 ((ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)) et d’au moins un marqueur supplémentaire, d’au moins deux marqueurs supplémentaires, d’au moins trois marqueurs supplémentaires, d’au moins quatre marqueurs supplémentaires, d’au moins cinq marqueurs supplémentaires ou d’au moins six marqueurs supplémentaires choisis parmi : ADH4, BHMT (variant 1 et/ou combinaison des deux variants 1 et 2), ARG1, FABP1, GSTA1 etALTI.
La détection d’une lésion hépatique peut être mise en évidence par la détection et/ou la quantification de deux biomarqueurs spécifiquement, tels que ADH1 ((ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)) et ADH4 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)) et BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)) et ARG1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B etADHIA)) et FABP1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)) et GSTA1 ou des 2 biomarqueurs ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B etADHIA)) etALTI
La détection d’une lésion hépatique peut être mise en évidence par la détection et/ou la quantification de trois biomarqueurs spécifiquement, tels que ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B etADHIA)), ADH4 et BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2); ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4 et ARG1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B etADHIA)), ADH4 et FABP1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B etADHIA)), ADH4 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B etADHIA)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) et ARG1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) et FABP1 ;ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) etGSTAI ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ARG1 et FABP1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ARG1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ARG1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), FABP1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), FABP1 et ALT1 ou des 3 biomarqueurs ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1BetADH1A)), GSTA1 etALTl
La détection d’une lésion hépatique peut être mise en évidence par la détection et/ou la quantification de quatre biomarqueurs spécifiquement, tels que ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) et ARG1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) et FABP1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2) et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, ARG1 et FABP1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, ARG1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, ARG1 etALTl ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, FABP1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, FABP1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, GSTA1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1 et FABP1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), FABP1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), FABP1 etALTl ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), GSTA1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ARG1, FABP1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ARG1, FABP1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ARG1, GSTA1 et ALT1 ou des quatre marqueurs ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), FABP1,GSTA1 etALTl
La détection d’une lésion hépatique peut être mise en évidence par la détection et/ou la quantification de cinq biomarqueurs spécifiquement, tels que ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1 A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1 et FABP1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1 etALTl ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), FABP1 etGSTAI ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), FABP1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), GSTA1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, ARG1, FABP1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, ARG1, FABP1 etALTl ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, ARG1, GSTA1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, FABP1, GSTA1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1, FABP1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1, FABP1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1, GSTA1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), FABP1, GSTA1 et ALT1 ou des cinq biomarqueurs ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ARG1, FABP1, GSTA1 et ALT1.
La détection d’une lésion hépatique peut être mise en évidence par la détection et/ou la quantification de six biomarqueurs spécifiquement, tels que ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1, FABP1 et GSTA1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et2), ARG1, FABP1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1 A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1, GSTA1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), FABP1, GSTA1 et ALT1 ; ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4, ARG1, FABP1, GSTA1 et ALT1 ou des six biomarqueurs ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1, FABP1, GSTA1 et ALT 1 ;
La détection d’une lésion hépatique peut être mise en évidence par la détection et/ou la quantification de sept biomarqueurs spécifiquement à savoir ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1 A)), ADH4, BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2), ARG1, FABP1, GSTA1 etALTl
Dans un mode de réalisation particulier, en plus du marqueur ADH1 (ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), le marqueur ADH4 et/ou BHMT sera préférentiellement employé ; en cas de lésion hépatique, la concentration plasmatique/sérique de l’ADH4 et celle de la BHMT est élevée et plus facilement quantifiable.
Dans un mode de réalisation préféré, la détection d’une lésion hépatique est mise en évidence par la détection et/ou la quantification des trois biomarqueurs ADH1 ((ADH1B et/ou (ADH1B et ADH1A)), ADH4 et BHMT (variant 1 et/ou un mélange des deux variants 1 et 2).
Dans un mode préféré, les lésions hépatiques peuvent être détectées par l’analyse de trois biomarqueurs parmi les protéines : ADH1 (ADH1B et/ou ADH1B et ADH1A), ADH4, ARG1, FABP1, GSTA1, ALT1 et BHMT (variant 1 et/ou combinaison des deux variants 1 et 2).
Avantageusement, plus la détection d’une lésion hépatique fait intervenir de biomarqueurs, plus l’analyse du trouble hépatique sera améliorée.
Procédé permettant la détection spécifique et la quantification absolue de biomarqueurs protéiques
La détection spécifique et la quantification absolue de biomarqueurs protéiques dans les fluides biologiques peut être réalisée de différentes manières. En laboratoire d’analyses médicales, les biomarqueurs sont couramment détectés et quantifiés par des procédés immunologiques. Cela suppose la disponibilité d’un anticorps se liant de manière spécifique à la protéine à doser. La spectrométrie de masse permet de détecter et de doser des molécules, et plus particulièrement des peptides, directement et sans disposer d’un anticorps. Ainsi ont été développées au cours de la dernière décennie des techniques de spectrométrie de masse, notamment des méthodes connues sous les signes SRM (« Selected Reaction Monitoring ») et MRM (« Multiple Reaction Monitoring ») permettant de quantifier une ou plusieurs molécules cibles dans un échantillon biologique complexe.
Cependant, le dosage absolu (c’est-à-dire la détermination de la concentration des protéines cibles) par spectrométrie de masse nécessite des standards de quantification. Il est possible d’utiliser différents types de standards de quantification qui peuvent correspondre à des peptides isotopiquement marqués, des concaténères de peptides marquées, des fragments de protéines isotopiquement marquées ou des protéines entières isotopiquement marquées (voir les publications Brun et al, « Isotope dilution strategies for absolute quantitative proteomics. » Journal of Proteomics (2009) 72(5) pages 740-749 et Zeiler et al, "A Protein Epitope Signature Tag (PrEST) library allows SILAC-based absolute quantification and multiplexed détermination of protein copy numbers in cell Unes." Molecular and Cellular Proteomics (2012) 11(3):0111.009613). Dans tous les cas, les standards génèrent ou correspondent aux peptides signatures qui sont des peptides issus de la digestion des protéines cibles et qui servent de substituts pour l’analyse de ces protéines en spectrométrie de masse (l’obtention et l’analyse des peptides signatures est décrite plus loin). Parmi ces approches de quantification, et comme évoqué dans le document WO 2008 / 145 763 Al, l’utilisation conjointe de la spectrométrie de masse en mode SRM ou MRM et de protéines étalons, analogues isotopiquement marqués des biomarqueurs cibles (standards PSAQ^“) et introduits en quantité connue dans un échantillon, permet de détecter spécifiquement et de quantifier avec exactitude et précision, dans cet échantillon, les biomarqueurs ciblés.
On entend par « protéine isotopiquement marquée homologue du marqueur visé ou biomarqueur cible » ou « protéine étalon », toute protéine possédant la même séquence en acides aminés que la protéine native que l’on souhaite doser et dont certains atomes sont remplacés par des atomes marqués avec des isotopes stables. Avantageusement, certains acides aminés particuliers peuvent être marqués isotopiquement, tels que l’arginine et la lysine. Dans ce cas, les résidus arginines, et lysines des protéines étalons sont uniformément marquées avec des isotopes du carbone et de l’azote, i.e. du et du Selon l’invention, avantageusement, le standard est introduit dans l’échantillon biologique de manière à ce que sa concentration finale dans l’échantillon biologique soit comprise entre 0,5 et 5 pg/mL, pour les pathologies hépatiques aigües de type ALI ou ALF. Dans le cas des stéatohépatites non alcooliques ou alcooliques, le standard est introduit à une concentration comprise entre 20 et 200 ng/mL. En fonction de la nature de la protéine ciblée, des concentrations optimales pour la calibration ont été déterminées pour chacune des protéines étalons et présentées ci-dessous dans le tableau 2.
Tableau 2 : Concentration optimale (pg/mL) de la protéine étalon dans l’échantillon biologique par type de protéine étalon (cas des atteintes hépatiques aigües ALI/ALF)
Dans un mode de réalisation préféré de l’invention, on détecte les biomarqueurs non pas directement mais par l’intermédiaire de sous-unités peptidiques, appelés « peptides signatures ». On entend ici par « peptide signature », tout peptide ayant une séquence d'acides aminés comprenant entre 5 et 30 acides aminés, qui est incluse dans la séquence du marqueur à analyser, permettant d’identifier spécifiquement dans un échantillon biologique la présence dudit marqueur. Avantageusement, ces peptides signatures sont générés par une digestion enzymatique ou chimique de l’échantillon ou d’une fraction de celui-ci, comme cela sera expliqué plus en détail ci-dessous. Plus particuliérement, les biomarqueurs choisis sont identifiés par la détection de peptides protéolytiques obtenus après digestion des protéines contenues dans l’échantillon biologique, i.e. peptides signatures permettant la quantification des marqueurs dans l’échantillon biologique, comme évoqué dans le document WO 2008 / 145 763 Al. Ces peptides signatures permettent de suivre ces biomarqueurs et en particulier leur isoformes prédominantes dans le foie. En effet, certains peptides signatures (cf. figure 8) sont partagés entre plusieurs isoformes, tels que l’ADHI où le peptide signature INEGFDLLHSGK permet de suivre à la fois l’ADHI B et l’ADHIA, tels que la BHMT avec les isoformes BHMT1 et BHMT2 ou la GSTA avec les isoformes GSTA1, GSTA2, GSTA3 ou GSTA5 (cf. tableau 3, figure 8).
Tableau 3 : Peptides signatures des biomarqueurs utilisés dans le procédé selon l’invention et générés par une digestion avec de la trypsine ou un mélange de trypsine et
endolysC
Après introduction dans un échantillon biologique d’une quantité connue de protéine étalon PSAQ^“, identique ou structurellement très proche de la protéine native que l’on souhaite doser, une étape de digestion, enzymatique ou chimique, peut être réalisée de manière à obtenir les peptides protéolytiques des protéines initialement présentes dans l’échantillon dont les peptides signatures des biomarqueurs cibles facilement identifiables et quantifiables par LC-MS en mode SRM ou MRM. Il est également possible d’utiliser, à la place des standards PSAQ, des standards peptidiques isotopiquement marqués (appelés peptides AQUA pour "Absolute quantification" ou SIL pour "Stable Isotope Labelling". Ces peptides étalons marqués ont une séquence identique aux peptides signatures suivis et ils sont ajoutés dans l’échantillon juste avant ou juste après l’étape de digestion des protéines. Ces standards permettent une quantification absolue des protéines cibles mais qui est souvent moins exacte que la quantification par la méthode PSAQ.
Avantageusement, la digestion des protéines est effectuée de manière enzymatique, et plus particulièrement en présence d’une solution de trypsine ou bien un mélange de trypsine et d’EndolysC. La quantité d’enzyme utilisée pour la digestion correspond généralement à un ratio (en poids) enzyme/protéines de 1/100 à 1/10. Après addition de la solution d’enzyme dans l’échantillon biologique et incubation à 37°C, de manière à générer les peptides protéolytiques, la digestion est stoppée par addition d'au moins une quantité suffisante d’acide formique dans l’échantillon biologique. On entend par « peptide protéolytique » tout peptide ou séquence d’acides aminés issu(e) de la dégradation d’un polypeptide, notamment par digestion enzymatique ou chimique dudit polypeptide.
Les peptides protéolytiques (dont les peptides signatures et les peptides isotopiquement marqués) ainsi obtenus sont ensuite analysés par LC-MS. A noter qu’il est possible d’utiliser différents types d’enzymes pour effectuer la digestion des protéines. En fonction de la spécificité de clivage de l’enzyme choisie, les peptides signatures permettant de détecter et quantifier les protéines cibles seront différents. Ces peptides signatures peuvent être prédits en effectuant une digestion in silico des protéines cibles (dont on connaît la séquence en acides aminés). Leur détectabilité en spectrométrie de masse est ensuite vérifiée expérimentalement. Le tableau 3 répertorie des peptides signatures obtenus et suivis après une digestion avec de la trypsine ou un mélange de trypsine et d’endolysC. L’endolysC est une endoprotéinase Lys-C.
Afin de faciliter l'isolation et l'identification des protéines présentes dans les échantillons biologiques, une étape de prétraitement de l’échantillon biologique peut avantageusement être réalisée. En effet, cette étape permet d’éliminer au moins en partie des protéines abondantes non ciblées présentes dans l’échantillon biologique et ainsi d’accroitre la sensibilité de détection des biomarqueurs cibles tout en conservant l’intégrité du standard PSAQ^'''' (protéine étalon) et du biomarqueur cible.
De manière à conserver, au cours du procédé, l’intégrité des biomarqueurs cibles et des standards PSAQ^“, plusieurs modes de prétraitement peuvent être utilisés, tels que la déplétion des protéines abondantes par l’utilisation d’un dispositif de chromatographie d’affinité (immunodéplétion), un réactif chimique ayant une affinité pour l’albumine (type cibacron blue) ou un procédé de glycodéplétion de l’échantillon biologique (cf. figure 1). Ces méthodes de prétraitement sont connues en tant que telles.
La déplétion des protéines abondantes est une méthode d’affinité permettant d’extraire au moins en partie les protéines majoritaires du sérum, i.e. les protéines abondantes telles que l’albumine, l’IgG, la transferrine ou encore l’IgA.
La glycodéplétion est une méthode permettant de capturer et d’extraire au moins en partie les glycoprotéines présentes dans l’échantillon biologique de manière à laisser dans l’échantillon biologique les autres protéines telles que les biomarqueurs cibles qui ne sont pas glycosilés. Dans le procédé qui fait l’objet du schéma selon la figure 1, la capture des glycoprotéines est réalisée par des billes magnétiques fonctionnalisés par de l’hydrazide.
Afin d’éviter d’effectuer une détection sensible et une quantification exacte des biomarqueurs cibles on choisi un mode de prétraitement de l’échantillon adapté à chaque biomarqueur. Ainsi, les protéines ARG1, ADH1 (variant A et B), BHMT (variants 1 et 2) et GSTA1 seront préférentiellement traités par déplétion des protéines abondantes par chromatographie d’affinité et les protéines ADH4, FABP1, ALT1 et BHMT par glycodéplétion.
Après traitement de l’échantillon biologique, une étape additionnelle de traitement de l’échantillon biologique peut être effectuée par électrophorèse. Cette étape permet d’affiner l’extraction des protéines d’intérêt. Cette étape d’électrophorèse peut être effectuée sur gel d’acrylamide. Dans ce cas, la digestion enzymatique est également réalisée en gel.
Une étape additionnelle d’enrichissement des peptides cibles par immunoaffinité avant toute analyse par LC-MS en mode SRM ou MRM peut avantageusement être réalisée. Cela permet de faciliter la détection et la quantification de ces peptides par spectrométrie de masse.
Les peptides protéolytiques sont ensuite analysés par LC-MS en mode SRM. Des courbes d’étalonnage ont été réalisées pour chaque biomarqueur de manière à évaluer les performances analytiques du dosage et garantir la fiabilité de la quantification des biomarqueurs cibles dans l’échantillon biologique. Les courbes d’étalonnages ont été réalisées en employant des échantillons contenant une quantité croissante de protéine non marquée et une quantité constante de protéine standard PSAQ^“, ces échantillons ayant subis les mêmes traitements que l’échantillon biologique dont on souhaite détecter et quantifier un biomarqueur cible, à savoir des prétraitements et/ou une digestion. Des blancs contenant uniquement les protéines endogènes sont aussi réalisés. Tous les points de calibration sont effectués plusieurs fois par souci de reproductibilité (cf. figures 2 et 3).
Les résultats de quantification obtenus pour les différents peptides signatures de chaque biomarqueur cible sont cohérents et montrent que le procédé selon l’invention permet de détecter et de quantifier avec précision des biomarqueurs cibles. Les résultats de quantification sont présentés ci-après dans le tableau 4 pour chaque biomarqueur et pour chaque peptide signature obtenu après immunodéplétion ou glycodéplétion. Le tableau 4 présente la limite inférieure de détection (LID) des différentes protéines déterminée par les courbes d'étalonnage précédemment décrites et la limite inférieure de quantification (LIQ) définie comme étant égale à 3 fois la LID.
Les analyses LC-SRM ont été réalisées sur un spectrométre de masse de type QTRAP dans une gamme allant de 400 à 1000 m/z. Avant toute analyse, les peptides protéolytiques peuvent être concentrés sur une précolonne et séparées sur colonne de chromatographie liquide en mode gradient de manière à faciliter l’analyse ultérieure L’identification des pics de chaque peptide a été réalisée en utilisant le logiciel Skyline, connus des spécialistes de la spectrométrie de masse. En plus de l’évaluation du signal du peptide (signal composite), toutes les transitions sont inspectées individuellement et exclues si elles sont jugés inaptes pour la quantification (faible rapport signal sur bruit, interférences évidentes). Les ratios des surfaces des pics relatifs aux peptides marqués et non marqués sont calculés pour chaque transition SRM. Ces ratios sont ensuite utilisés pour déterminer le ratio moyen correspondant, et finalement le rapport moyen de l’abondance de la protéine cible est calculé à partir des rapports obtenus pour les différents peptides signatures. La concentration des biomarqueurs a ensuite été calculée à partir du ratio moyen obtenu pour chacune des protéines. La limite inférieure de détection (LID) a été déterminée selon la méthode de la courbe d'étalonnage et la limite inférieure de quantification (LIQ) est définie comme étant égale à 3 fois la LID. L’. Pour chaque patient, la concentration des biomarqueurs cibles est déterminée à différents instants t pendant leur hospitalisation.
Tableau 4 : Performance analytique du test pour chaque biomarqueur ciblé (limite de détection).
Chez les patients atteints d’hépatites aigües (ALI) ou fulminantes (ALF), les concentrations sériques des biomarqueurs (en particulier ADH1B, ADH1A et ADH1B, ADH4 et BHMT1, BHMT1 et BHMT2) s’élèvent rapidement pendant la phase aigüe et chutent à des niveaux très bas pendant la régénération hépatique (figures 4 et 5). Cette cinétique sérique est corrélée à l’évolution des paramètres classiques de suivi biologique (paramètres de coagulation, transaminases et CK18) mais les concentrations des biomarqueurs ADH1B, ADH1B et ADH1A, ADH4, BHMT1, BHMT1 et BHMT2 se rétablissent plus précocement. Ces résultats suggèrent que ces biomarqueurs peuvent être très utiles pour améliorer le suivi biologique du patient, évaluer plus précocement le pronostic (régénération hépatique ou aggravation) et aider à la décision de transplantation hépatique. Dans le cas des hépatites aigües ou fulminantes induites par le paracétamol. les rapides et fortes augmentations des concentrations sériques des biomarqueurs peuvent être utiles à l’identification précoce de l’étiologie, ce qui est déterminant pour l’administration rapide du traitement et un pronostic favorable.
Ces biomarqueurs peuvent être également utilisés pour l’évaluation de la toxicité de molécules chimiques (candidats médicaments), de médicaments (pharmacovigilance) ou autres xénobiotiques sur l’homme ou sur des modèles animaux, ou sur des modèles in vitro (cultures de lignées cellulaires hépatiques). Chez l’homme et les animaux, le dosage peut être effectué sur les liquides biologiques. Dans le cas des modèles in vitro, ce dosage sera effectué à partir du milieu de culture.
Exemples L’invention est illustrée ci-dessous par des exemples qui cependant ne limitent pas l’invention. Ces exemples portent sur une méthode de diagnostic in vitro d’atteintes hépatiques à partir d’un échantillon biologique et son utilisation, notamment pour déceler une insuffisance hépatique aiguë ou une stéatohépatite non alcoolique chez un patient. 1. Préparation de la protéine étalon
Des protéines recombinantes non marquées ont été achetées chez Abcam. Des protéines marquées isotopiquement (standards PSAQ^'''') ont été synthétisées en utilisant : soit un système d'expression de protéines acellulaire en présence de f ^Ce, 1^N2] L-lysine et f ^Ce, ^®N4] L-arginine (Eurisotop, Saint Aubin, France), comme décrit dans la publication de Lebert et al., «Production and use of stable isotope-labeled proteins for absolute quantitative proteomics » parue dans Methods in Molecular Biology vol.753, p.93-115 (2011), soit un système d’expression correspondant à une souche d’Escherichia coli auxotrophe pour la lysine et l’arginine comme décrit dans l’article de Picard et al., « PSAQ™ standards for accurate MS-based quantification of proteins: from the concept to biomedicai appiications » J Mass Spectrom. 2012;47(10), p.1353-1363.
La pureté des protéines étalon a été vérifiée (> 95% de pureté) et quantifiée par analyse d'acides aminés comme décrit dans la publication de Louwagie et al. Introducing AAA-MS, a rapid and sensitive method for amino acid analysis using isotope dilution and high-resoiution mass spectrometry » parue dans Journal of Proteome Research vol.11, p3929-3936 (2012). Pour ce faire, les protéines PSAQ™ ont été hydrolysées en voie acide en présence d’une quantité connue d’une protéine de référence l’albumine de sérum bovin fournie par l’Institut National des Standards et de la Technologie (Etats-Unis). Les acides aminés issus des protéines PSAQ^“ ont été quantifiés par spectrométrie de masse haute résolution par comparaison des signaux émis par les acides aminés marqués issus de la protéine PSAQ^“ et leurs analogues non marqués issus de l’albumine de sérum bovin. L'incorporation des acides aminés isotopiquement marqués, tel que déterminée par LC-MS et LC-SRM (chromatographie en phase liquide couplée à la spectrométrie de masse en mode de suivi de réaction sélectionnée), était supérieure à 99%. 2. Préparation d’un échantillon biologique
Treize patients porteurs d’une insuffisance hépatique aiguë (ALI) ont été recrutés au département d'hépatologie de l'Hôpital Paul Brousse (Villejuif, France). L’insuffisance hépatique aiguë de ces patients a été décelée par une activité élevée de transaminase reflétant la lyse active des cellules du foie présente dans le sang de ces patients, des troubles de la coagulation avec un INR (International Normalized Ratio) > 1.5 et par l’absence chez ces patients de maladie hépatique préexistante.
Parmi ces patients, quatre ont présenté une encéphalopathie hépatique (grade >=1) en moins de 26 semaines après l'apparition des symptômes et ont été classés comme patients ALF (cf. tableau 5). Des échantillons de sérum de ces patients ont été fournis par le Centre de Ressources Biologiques de la Faculté Paris-Sud de Médecine, France (numéro d'agrément: 2011/39938). L'Etablissement Français du Sang (Etablissement Français du Sang, La Tronche, France) a fourni sept échantillons de sérum anonymes provenant de donneurs sains. Ces échantillons de sérum ont ensuite été recueillis dans des tubes non traités (BD Biosciences, Le Pont de Claix, France) et ont été centrifugés à 1000 g pendant 15 min pour obtenir le sérum. Des échantillons de sérum ont été aliquotés et immédiatement congelés à -80 °C avant toute utilisation ultérieure. Pour chaque patient, plusieurs échantillons de sérum ont été prélevés à plusieurs jours d’échantillonnage pendant l’hospitalisation. Des analyses ont été faites sur chaque patient de manière à s’assurer que ces patients ne souffraient pas d’une hépatite virale A, B et/ou C. Tous les patients ont été criblés pour l'hépatite virale A, B et C (HAV, HBV, HCV) et ont été trouvés négatifs pour tous ces virus. Les paramètres biologiques de l’atteinte hépatique (INR, le temps de prothrombine (PT), les niveaux de transaminases, de bilirubine, de plaquettes et de créatinine) ont été déterminés en utilisant des méthodes standard. Les niveaux de la protéine CK18 soluble et de la protéine caspase -cytokératine-18 clivée (CK18Asp396) présentes dans le sérum ont été mesurés à l'aide des kits ELISA M65 et M30Apoptosense (Peviva, Suède). Les courbes d'étalonnage ont été établies en utilisant le plasma humain acheté auprès de Sigma Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France).
Tableau 5 : Caractéristiques cliniques et biologiques des patients atteints d'ALI (Insuffisance hépatique aiguë) ou d'ALF 3. Procédé de diagnostic in vitro de troubles hépatiques par la présence et la quantification d’un marqueur d’intérêt
La protéine-étalon PSAQ^“ est injectée directement dans l’échantillon biologique (sérum) avant tout prétraitement. Cette approche permet de déterminer, dans des fluides biologiques tels que le plasma, le sérum, le liquide spinal ou l’urine, les concentrations de certaines protéines cibles tels que des biomarqueurs de pathologies dont ils constituent des analogues marqués. Plusieurs modes de prétraitement tels que la déplétion des protéines abondantes (par immunoaffinité ou affinité avec un réactif chimique) et la glycodéplétion de l’échantillon biologique ont été envisagés de manière à conserver, au cours du procédé, l’intégrité des protéines PSAQ^“. Ainsi, les protéines ARG1, ADH1B, BHMT1 et GSTA ont été sujettes à la déplétion des protéines abondantes selon la technologie MARS d’Agilent Technologies et les protéines ADH4, FABP1, ALT1 et BHMT1 à la glycodéplétion. a. Déplétion des protéines abondantes
Avant tout prétraitement, des quantités définies de protéine PSAQ^“ (voir tableau 2) ont été ajoutées à 14 μΙ de sérum ou de plasma précédemment prélevés sur un individu, qu’il soit porteur d’une insuffisance hépatique aiguë ou donneur sain de manière à pouvoir quantifier la présence des protéine dans le sérum de l’individu. La solution sérum -protéines PSAQ^'''' a ensuite été laissée incubée pendant 1 heure à 4 °C sous agitation douce. L’échantillon comprenant du sérum (ou du plasma) et les protéines PSAQ^“, ont été déposés sur une colonne d’affinité permettant d’extraire les six protéines les plus abondantes (Albumine, IgG, Transferrine, IgA, haptoglobine et antitrypsine) dans le sérum (technologie MARS, cartouche spin d’Agilent Technologies, Les Ulis, France) selon les instructions du fabricant. Cette méthode permet d’extraire près de 85 à 90% de l’ensemble des protéines présentes dans le sérum.
Suite au passage du sérum (ou plasma) sur la colonne d’affinité MARS, les échantillons de sérum ainsi exempts d’albumine, d’IgG, de transferrine, d’IgA, d’haptoglobine et de antitrypsine se sont retrouvés concentrés jusqu’à un volume de 50 μΙ sur un dispositif d’ultrafiltration possédant une limite d'exclusion de 3000 Da (Merck Millipore, Molsheim, France). Une solution d’urée 4 M et de NH4HCO3 à 50 mM a été déposée sur l’échantillon dans le dispositif d’ultrafiltration de manière à échanger le tampon.
Les concentrés de protéines faiblement abondantes résultants ont ensuite été soumis à une étape de digestion enzymatique. b. Glycodéplétion
Avant tout prétraitement, des quantités définies de protéine PSAQ^'''' (voir tableau 2) ont été ajoutées à 18 μΙ de sérum ou de plasma précédemment prélevés sur un individu, qu’il soit porteur d’une insuffisance hépatique aiguë ou donneur sain de manière à pouvoir quantifier la présence de cette protéine dans le sérum du patient. La solution sérum -protéine PSAQ^'''' a ensuite été laissée incuber pendant 1 heure à 4 °C sous agitation douce. L’échantillon de sérum ou de plasma précédemment prélevé sur un patient, qu’il soit porteur d’une insuffisance hépatique aiguë ou donneur sain, et additionné de standards PSAQ, a été mélangé avec 11 μΙ d’une solution de meta-periodate de sodium à 0.1 M afin d’oxyder les glycoprotéines et de transformer les groupements cis-diol des sucres en aldéhydes. L’échantillon comportant des glycoprotéines porteuses de groupements aldéhydes et des protéines non glycosilées a été introduit sur une colonne d’affinité du kit d’immobilisation GlycoLink de Life technologies selon les instructions du fabricant. La colonne d’affinité employée comprend une résine UltraUnk fonctionnalisée par de l’hydrazide. La résine ainsi fonctionnalisée va permettre d’extraire les glycoprotéines présentes dans le sérum par la réalisation de liaisons stables entre l’hydrazide de la résine et les aldéhydes des glycoprotéines précédemment modifiées. Les protéines non glycosylées ont ensuite été éluées par centrifugation en présence de 400 μΙ d’urée à une concentration de 8M. L’échantillon a été concentré jusqu’à 50 μL sur un dispositif d’ultrafiltration possédant une limite d'exclusion de 3000 Da puis a été soumis à la digestion.
Courbes d’étalonnage
Afin de pouvoir quantifier la présence d’une protéine cible dans un échantillon de sérum humain, des courbes d’étalonnage ont été réalisées après les étapes de prétraitement de l’échantillon biologique (Figures 2 et 3). Pour chaque courbe, 5 points de calibration ont été réalisés par ajout d’une quantité croissante de protéine non marquée et d’une quantité constante de protéine étalon PSAQ^“ aux échantillons de plasma. La quantité de protéines non marquées ajoutée a été ajustée de manière à couvrir tous les concentrations sériques/plasmatiques les plus extrêmes dans la pathologie étudiée. Des blancs contenant uniquement les biomarqueurs endogènes ont aussi été réalisés. Tous les points de calibration ont été effectués au moins 3 fois par souci de reproductibilité. Pour les 2 plus faibles points de calibrations, 4 réplicas ont été réalisés. Ces courbes d’étalonnage ont permis d’évaluer les performances analytiques du dosage (linéarité de la réponse, précision, exactitude, sensibilité). Comme le montrent les Figures 2 et 3, le dosage des protéines cibles est très performant et il peut être appliqué à l’analyse d’échantillons cliniques.
Protéolyse
Une solution de digestion a été préparée en utilisant un mélange d’EndolysC et de trypsine (Promega, Charbonnières-les-Bains, France) à un rapport protéine / enzyme de 1 / 30 en masse dans une solution d’urée 4 M et de NH4HCO3 à 50 mM à 37 °C.
Après 3 heures d'incubation, les échantillons ont été dilués quatre fois et incubées une nuit à 37 °C. La digestion a été stoppée par addition d'acide formique (0,1% en concentration finale). Les échantillons ont été purifiés sur colonne SpinColumns macro Cl8 (Harvard Apparatus, Les Ulis, France) et séchés par centrifugation sous vide. Les culots ont été resolubilisés dans 15 pL d’une solution contenant 2% en volume d'acétonitrile, d'acide formique à 0,1% en volume. 6 μΙ de cette solution ont été injectés sur le système de chromatographie liquide couplé au spectromètre de masse en mode SRM (LC-SRM).
Analyse LC-SRM
Les analyses LC-SRM ont été réalisées sur un spectrométre de masse de type 6500 QTrap (AB Sciex, Les Ulis, France) équipé d'une source TurboV et contrôlé par le logiciel Analyst (version 1.6.1, AB Sciex) dans une gamme allant de 400 à 1000 m/z. L'instrument a été couplé à un système de chromatographie Ultima 3000 LC (Thermo Scientific, Courtaboeuf, France). La chromatographie des échantillons a été effectuée en utilisant un système combinant 2 solvants, le solvant A (2% d'acétonitrile et acide formique à 0,1%) et le solvant B (80% acétonitrile, acide formique% 0,1%). Les peptides protéolytiques ont été concentrées sur une précolonne 1 x 15 mm C18 PepMap (Thermo Scientific) puis ont été séparées sur une colonne Kinetex XB-C18 (2,1 x 100 mm, 1,7 pm, 100 Â;
Phenomenex, Le Pecq, France) en mode gradient. Ainsi l’élution graduée a été réalisée de manière à modifier la concentration de la solution initiale de B à 3% à 35% en 30 minutes, puis de 35% à 90% en 10 minutes, et ce à un débit de 50 μΙ/min. L'analyse des données LC-SRM et l”identification des pics de chaque peptide a ensuite été réalisée en utilisant le logiciel Skyline. En plus de l’évaluation du signal du peptide (signal composite issu de plusieurs transitions), toutes les transitions ont été inspectées individuellement et exclues si elles étaient jugés inaptes pour la quantification (faible rapport signal sur bruit, interférences évidentes). Les ratios des surfaces des pics relatifs aux peptides marqués et non marqués ont été calculés pour chaque transition SRM. Ces ratios ont ensuite été utilisés pour déterminer le ratio moyen correspondant, et finalement le rapport moyen de l’abondance de la protéine cible a été calculé à partir des rapports obtenus pour les différents peptides signatures. La concentration des biomarqueurs a ensuite été calculée à partir du ratio moyen en protéines. La limite inférieure de détection (LID) a été déterminée selon la méthode de la courbe d'étalonnage et la limite inférieure de quantification (LIQ) a été définie comme étant égale à 3 fois la LID. Pour chaque patient, la concentration des biomarqueurs cibles a été déterminée à différents instants t. Les Figures 4 et 5 montent le suivi longitudinal des concentrations sériques des différents biomarqueurs chez des patients atteint d’ALI ou ALF et dont l’étiologie est soit le paracétamol (figure 4) soit une autre cause (figure 5). (cf. figures 4 et 5). Ce suivi est analysé en parallèle avec les paramètres clinico-biologiques standards (taux de transaminases, paramètres de coagulation). Chez les patients avec une ALI/ALF induite par le paracétamol (figure 4), les concentrations sériques des biomarqueurs augmentent avec le développement de l’atteinte hépatique, en particulier les biomarqueurs ADH1B, ADH1B et ADH1A, BHMT1, BHMT1 et BHMT2, et ADH4 qui atteignent des concentrations circulantes très élevées. Les concentrations baissent alors que l’état clinique et les paramètres clinico-biologiques classiques s’améliorent. Pour les patients atteints d’ALI/ALF d’étiologies variées, ces modifications sont également observables mais les niveaux sériques détectés sont globalement moins élevés. La figure 7 concerne des patients atteints de NASH. Chez ces patients le dosage des biomarqueurs cibles en phase aigüe de la maladie montre des concentrations sériques de BHMT1, ADH1A et ADH1B significativement plus élevées que chez des donneurs sains. Cette observation montre que les biomarqueurs cibles présentent un intérêt dans le diagnostic des NASH.
Claims (15)
- Revendications1. Procédé de diagnostic et/ou de suivi et/ou de pronostic et/ou théranostique in vitro de troubles hépatiques à partir d’un échantillon biologique issu d’un individu, dans lequel procédé on détermine la présence et/ou la concentration du marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2) et/ou la présence et/ou la concentration de la combinaison des marqueurs ADH1B (SEQ ID N° 2) etADHIA (SEQ ID N° 1).
- 2. Procédé in vitro selon la revendication 1 dans lequel procédé on détermine la présence et/ou la concentration d’au moins un marqueur supplémentaire, préférentiellement d’au moins deux marqueurs supplémentaires, et encore plus préférentiellement d’au moins trois marqueurs supplémentaires, lesdits marqueurs étant sélectionnés dans le groupe constitué par : ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4), BHMT (SEQ ID N° 5, SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7), ARG1 (SEQ ID N° 8, SEQ ID N° 9 & SEQ ID N° 10), FABP1 (SEQ ID N° 11), GSTA1 (SEQ ID N° 12) et ALT1 (SEQ ID N° 13).
- 3. Procédé in vitro selon l’une quelconque des revendications 1 à 2, dans lequel on détermine au moins la présence et/ou la concentration d’au moins un marqueur supplémentaire sélectionné parmi ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4) et BHMT (SEQ ID N° 5, SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7).
- 4. Procédé in vitro selon l’une quelconque des revendications 1 à 3, dans lequel on détermine au moins la présence et/ou la concentration du marqueur ADHIB (SEQ ID N° 2) ou de la combinaison des marqueurs ADH1B (SEQ ID N° 2) et ADH1A (SEQ ID N° 1), d’une part, et des marqueurs ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4) et BHMT (SEQ ID N° 5, SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7).), d’autre part.
- 5. Procédé in vitro selon l’une quelconque des revendications 1 à 4 caractérisé en ce que le marqueur BHMT est le variant de séquence BHMT 1 (SEQ ID N° 5) et/ou la combinaison des variants de séquence BHMT1 (SEQ ID N° 5) et BHMT2 (SEQ ID N° 6 &SEQ ID N° 7).
- 6. Procédé in vitro selon l’une quelconque des revendications 1 à 5, dans lequel on détermine en outre la présence et/ou la concentration du marqueur CK18.
- 7. Procédé in vitro selon l’une quelconque des revendications 1 à 6, dans lequel on utilise pour ladite détermination de la présence et/ou de la concentration desdits marqueurs des peptides signatures présents dans lesdits marqueurs.
- 8. Procédé in vitro selon la revendication 7, dans lequel lesdits peptides signatures sont générés à partir desdits marqueurs par un procédé de digestion, de préférence enzymatique.
- 9. Procédé in vitro selon la revendication 7 ou 8, dans lequel la présence et/ou la concentration: a. de la combinaison des marqueurs ADH1A (SEQ ID N° 1) et ADH1B (SEQ ID N° 2), si elle est sélectionnée, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi INEGFDLLHSGK (SEQ ID N° 16) et FSLDALITHVLPFEK (SEQ ID N° 15) b. du marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence du peptide signature peptide signature AAVLWEVK (SEQ ID N° 17), c. du marqueur ADH4 (SEQ ID N° 3 & SEQ ID N° 4), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi FNLDALVTHTLPFDK (SEQ ID N° 20), IDDDANLER (SEQ ID N° 18) ou IIGIDINSEK (SEQ ID N° 19), d. du marqueur ARG1 (SEQ ID N° 8, SEQ ID N° 9 & SEQ ID N° 10), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi DVDPGEHYILK (SEQ ID N° 25). TIGIIGAPFSK (SEQ ID N° 24) ou EGLYITEEIYK (SEQ ID N° 26), e. du marqueur BHMT (SEQ ID N° 5, SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi EATTEQQLK (SEQ ID N° 21), AIAEELAPER (SEQ ID N° 23) ou EAYNLGVR (SEQ ID N° 22), f. du marqueur BHMT1 (SEQ ID N° 5), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence du peptide signature EATTEQQLK (SEQ ID N° 21), g. de la combianison des marqueurs BHMT1 (SEQ ID N°5) et BHMT2 (SEQ ID N° 6 & SEQ ID N° 7), si elle est sélectionnée, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi AIAEELAPER (SEQ ID N° 23) ou EAYNLGVR (SEQ ID N° 22), h. du marqueur FABP1 (SEQ ID N° 11), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi AIGLPEELIQK (SEQ ID N° 27), FTITAGSK (SEQ ID N° 28) ou TWQLEGDNK (SEQ ID N° 29). i. du marqueur GSTA1 (SEQ ID N° 12), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence du peptide signature LHYFNAR (SEQ ID N° 30), j. du marqueur ALT1 (SEQ ID N° 13), s’il est sélectionné, est déterminée par la présence d’au moins un peptide signature choisi parmi ALELEQELR (SEQ ID N° 34), LLVAGEGHTR (SEQ ID N° 35) ou KPFTEVIR (SEQ ID N° 36), sachant que ALT1 (SEQ ID N° 13), s’il est sélectionné, est plus particuliérement déterminée par la présence du peptide signature ALELEQELR (SEQ ID N° 34) ou LLVAGEGHTR (SEQ ID N° 35).
- 10. Procédé in vitro dans lequel on dose au moins un desdits marqueurs (dit «marqueur sélectionné»), dont au moins un marqueur ADH1B (SEQ ID N° 2) et/ou la combinaison des marqueurs ADHIB (SEQ ID N° 2) etADHIA (SEQ ID N° 1), par rintermédiaire d’au moins un peptide signature caractéristique dudit marqueur selon l’une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que le procédé comprend les étapes suivantes : a) l’approvisionnement d’un échantillon biologique prélevé sur un individu à un temps to, b) l’ajout d’une quantité connue d’une protéine isotopiquement marquée homologue du marqueur sélectionné dans l’échantillon biologique obtenu à l’étape a), c) le traitement de l'échantillon biologique pour extraire au moins une partie des protéines abondantes ou au moins une partie des glycoprotéines, d) le traitement de l'échantillon après extraction d’au moins une partie des protéines abondantes ou des glycoprotéines pour générer des peptides protéolytiques, de préférence par digestion, étant entendu que parmi les peptides protéolytiques obtenus se trouvent les peptides signatures des marqueurs sélectionnés, e) le dosage quantitatif par spectrométrie de masse d'au moins un peptide signature généré à partir du marqueur sélectionné, f) la détermination d’un rapport de l’abondance du peptide signature isotopiquement marqué, ajouté à l’étape b), sur l’abondance du peptide signature non marqué issu de l’échantillon biologique, g) le calcul à partir du rapport obtenu à l’étape f) et de la quantité connue de ladite protéine isotopiquement marquée ajoutée à l’étape b), de la concentration dudit marqueur sélectionné dans l’échantillon.
- 11. Procédé in vitro selon la revendication 10, caractérisé en ce que l’étape c) est effectuée par déplétion et préférentiellement par glycodéplétion.
- 12. Procédé in vitro selon la revendication 10 ou 11, caractérisé en ce que le procédé est effectué à un temps to et à un temps U supérieur à to, et comprend après l’étape g), la comparaison de la concentration du marqueur sélectionné dans l’échantillon entre U et to.
- 13. Procédé in vitro selon les revendications 10 à 12, caractérisé en ce que l’étape d) est effectuée par digestion enzymatique, de préférence par l’emploi de trypsine ou d’un mélange d’EndolysC et de trypsine.
- 14. Procédé in vitro selon l’une quelconque des revendications 1 à 12, caractérisé en ce que le trouble hépatique est une insuffisance hépatique aiguë ou une stéatohépatite.
- 15. Utilisation du procédé selon l’une quelconque des revendications 10 à 13 pour évaluer la toxicité de molécules (candidats médicaments, médicament, xénobiotique) préalablement administrées à l’individu dont est issu ledit échantillon biologique.
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| RAGHOTHAMA CHAERKADY ET AL: "A Quantitative Proteomic Approach for Identification of Potential Biomarkers in Hepatocellular Carcinoma", JOURNAL OF PROTEOME RESEARCH, vol. 7, no. 10, 3 October 2008 (2008-10-03), pages 4289 - 4298, XP055007768, ISSN: 1535-3893, DOI: 10.1021/pr800197z * |
| SEUNGMOOK LEE ET AL: "Enhanced peptide quantification using spectral count clustering and cluster abundance", BMC BIOINFORMATICS, BIOMED CENTRAL, LONDON, GB, vol. 12, no. 1, 28 October 2011 (2011-10-28), pages 423, XP021111478, ISSN: 1471-2105, DOI: 10.1186/1471-2105-12-423 * |
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