CN104805016B - 一种利用co2培养微藻的方法 - Google Patents

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Abstract

本发明属于微藻培养领域，具体涉及一种利用CO2作为碳源培养微藻的方法。本发明通过向使用含CO2的气体作为碳源的微藻培养液中添加Tris，显著提高了培养液中总无机碳源的浓度，进而提高了微藻的生物量产率。尤其在最适生长pH值为6～8的微藻的培养液中，该方法可以保证较高的CO2利用率，同时，所添加的Tris不被微藻细胞所消耗，可以起到反复固碳的作用，提高了经济性。与单乙醇胺相比，Tris对微藻几乎没有毒害作用，在添加终浓度为2～8mmol/L时，生物量产率都有所提高，并在添加终浓度为4～6mmol/L时，提高幅度最大。此外，微藻细胞的生化组成也不受Tris的影响。

Description

一种利用CO2培养微藻的方法
技术领域
本发明属于微藻培养领域，具体涉及一种利用CO2作为碳源培养微藻的方法，尤其涉及一种在近中性(pH6～8)培养条件下利用CO2作为碳源培养微藻的方法。
背景技术
微藻是一类光合自养微生物，可以通过固定CO2生产多种化学品。有的可以产脂肪烃，如葡萄藻产烃量可达细胞干重的15％～75％，有的可积累糖原，有的可积累甘油，许多微藻的油脂含量可达干重的60％以上。又因其生长速率快、能够利用废水废气进行培养等优势，在世界范围内受到了越来越多的关注。
目前，微藻的培养方法主要分为开放式培养和封闭式培养。二者均多以鼓泡的方式向培养液中通入含CO2的气体作为碳源，但是该方法存在的问题是CO2吸收率低，由此导致CO2的利用率低、碳源成本高。此外，微藻细胞中碳的含量占其细胞干重的一半以上，所以培养液中的细胞浓度每增加1g/L，就需要从藻液中获取约2g/L的CO2，而纯CO2在水中的溶解度仅为1.45g/L(25℃)，而且这个浓度远远高于空气CO2在水中的溶解度(0.58mg/L，25℃)。因此，要满足微藻的快速生长需求，同时降低培养成本，一方面需要提高培养液中总无机碳源的浓度，另一方面还要保证足够高的CO2吸收率。
专利CN200510126465.2、CN201210138598.1和CN201210138845.8从延长气液接触时间和增加气液接触面积的角度出发，发明了在开放池中原位补充CO2的阱式补碳技术和水平浸没罩式补碳技术，该技术强化了传质过程，大幅度提高了CO2的吸收率。专利CN200510126465.2、CN201210138598.1和CN201210138845.8虽然在补碳位点可以获得较高的CO2吸收率，特别是对碱性培养体系(如螺旋藻培养体系，pH9.0～11.5)可以获得很高的吸收率(Bao Y,Liu M,Wu X,et al.In situ carbon supplementation in large-scalecultivations of Spirulina platensis in open raceway pond[J].Biotechnology andBioprocess Engineering,2012,17(1):93-99.)。但是对于近中性(pH6～8)的培养体系(如小球藻、栅藻培养体系)，为了防止游离CO2在藻液流动过程中因逸出而造成损失，不得不控制补碳位点的总无机碳源浓度较低以保持培养液中的游离CO2浓度较低。其后果是：较低的总无机碳源浓度只能支撑培养液流动较短的距离，无机碳源即被耗尽。以一个pH＝7、液层深20cm、面积产率15g/(m2·d)、30℃的典型微藻培养过程为例：假设培养液离开补碳位点时其中的CO2与空气正好平衡(意味着不向空气逸出CO2)，经过计算可知，培养液流动2min后，总无机碳源浓度就降低到0(当然，事实上在降低到0之前就限制了微藻的生长)，按照一般的开放池内的流动速度20cm/s计算，相当于流动了24m的距离。可见，对于固定规模的跑道池，例如，典型的大生产中的开放池的周长在200米以上，要想减少CO2的逸出、保证高的CO2利用率，同时又保持高的藻细胞产率，需要设置多个补碳位点。对于只设置一处补碳位点、周长为200m的跑道池，因培养液中可利用碳源浓度低，培养液从补碳位点流出后不久即出现碳源限制，影响微藻生物量产率；如果强行提高培养液离开补碳位点时的碳源浓度，则导致CO2的逸出损失。
文献(Kim G,Choi W,Lee C H,et al.Enhancement of dissolved inorganiccarbon and carbon fixation by green alga Scenedesmus sp.in the presence ofalkanolamine CO2absorbents[J].Biochemical Engineering Journal,2013,78:18-23.)利用柱状光生物反应器进行室内微藻培养时，通过向培养液中添加单乙醇胺(MEA)，与通入的CO2发生反应生成R-NHCOO-(R＝HO(CH2)2)，提高了培养液中的总无机碳源浓度，而随着碳源消耗，R-NHCOO-逐渐解离出CO2，供微藻细胞生长所需。尽管该方法可以提高近中性(pH6～8)条件下培养液中的总无机碳源浓度，但是，高浓度的单乙醇胺(>2mmol/L)对微藻细胞有毒害作用，进而导致微藻生物量产率下降(Sun Z,Zhang D,Yan C,et al.Promotion ofmicroalgal biomass production and efficient use of CO2from flue gas bymonoethanolamine[J].Journal of Chemical Technology and Biotechnology,2015,90(4):730-8)。
三羟甲基氨基甲烷(Tris(hydroxymethyl)aminomethane，简称Tris)具有与单乙醇胺一样的吸收原理和相近的CO2吸收量(Da Silva,E.F.,Svendsen,H.F.Computationalchemistry study of reactions,equilibrium and kinetics of chemicalCO2absorption.International Journal of Greenhouse Gas Control,2007,1(2),151-157.)。发明人仔细研究了单乙醇胺、二乙醇胺、三乙醇胺、N-甲基二乙醇胺以及三羟甲基氨基甲烷等的pH特性和与CO2的结合特性，发现，三羟甲基氨基甲烷毒性小，如果能将其应用到微藻培养过程中，可使用的浓度范围较宽，则培养液中的总无机碳源浓度可以显著提高，而不对微藻细胞产生毒害，从而提高微藻生物量的产率。
发明内容
本发明的目的是为了克服现有补碳技术的不足，提供一种利用CO2培养微藻的方法，尤其是可应用于近中性(pH6～8)培养条件下的新型微藻培养的方法。
本发明的利用CO2培养微藻的方法，包括向pH6～8的微藻培养液中添加三羟甲基氨基甲烷(Tris(hydroxymethyl)aminomethane，简称Tris)至终浓度为2～8mmol/L的步骤。
根据本发明的利用CO2培养微藻的方法，作为优选地，添加三羟甲基氨基甲烷至终浓度为4～6mmol/L。
本发明通过添加三羟甲基氨基甲烷(Tris)，能显著提高近中性培养液中的总无机碳源浓度。具体地，Tris与通入培养液的CO2发生反应生成R-NHCOO-(R＝(CH2OH)3C)，在保证较高水平的CO2吸收率的同时，相当于提高了培养液中的总无机碳源浓度。随着培养液流动和微藻生长对碳源的消耗，R-NHCOO-同样解离出CO2，能够满足微藻细胞快速生长所需，进而提高微藻的生物量产率。
本发明的解决上述技术问题的具体实施过程如下：
在封闭式或开放式的微藻培养方式下，向培养基中接入微藻藻种，向微藻培养液中添加终浓度为2～8mmol/L的Tris，培养过程中通入含CO2的气体，根据培养需要维持培养液的温度和混合，直到达到微藻采收的条件。
根据本发明的利用CO2培养微藻的方法，所述三羟甲基氨基甲烷可以一次性或分批添加到培养液中。
优选地，本发明在接入微藻藻种前，可以根据需要对培养基进行灭菌/消毒。进一步地，可以在灭菌/消毒前配制培养基时添加三羟甲基氨基甲烷，使三羟甲基氨基甲烷与培养基一起灭菌/消毒；或者，在培养微藻过程中向培养液添加灭菌/消毒后的三羟甲基氨基甲烷。
具体地，根据需要，在接入微藻藻种前可以增加培养基的灭菌/消毒步骤。所述的培养基的灭菌/消毒方法包括高温蒸汽灭菌、紫外照射、过滤、氧化消毒等。优选地，所述的培养基的灭菌/消毒方法，在封闭式培养方式下为121℃、0.1MPa，灭菌20min；在开放式培养方式下为使用次氯酸钠氧化消毒，次氯酸钠用量是0.5mL次氯酸钠/L培养基，添加次氯酸钠12h后添加硫代硫酸钠中和至淀粉碘化钾试纸不变色为止。
所述的Tris的添加，可以在配制培养基时加入Tris，与培养基一起灭菌，然后接入藻种；也可以在微藻培养过程中一次性添加或分批添加灭菌后的Tris，Tris采用紫外照射的方法灭菌。
在本发明中，培养微藻所用的培养基可以是本领域公知的任意培养基，作为最优选地，所述培养微藻的培养基为BG-11培养基、SE培养基或f/2培养基。
根据本发明的利用CO2培养微藻的方法，所述方法还包括向培养液中通入含CO2的气体的步骤。
进一步优选地，当采用封闭式的微藻培养方式时，可以使用曝气石鼓泡通入含CO2的气体；或者，当采用开放式的微藻培养方式时，使用专利文献CN201210138598.1的补碳装置通入含CO2的气体。
本发明所述的封闭式的微藻培养方式，包括使用光生物反应器，如管式、柱状、板式光生物反应器等。
所述的开放式的微藻培养方式，包括使用开放式跑道池和圆形培养池等。
本发明所述的含CO2的气体可以为烟道气、净化的烟道气、工业CO2气体、纯CO2气体或混合有CO2的空气中的一种或多种。
本发明的利用CO2培养微藻的方法，适用于各种类型的微藻品种。优选微藻为小球藻属、栅藻属、红球藻属、褐指藻属、定鞭金藻属或微拟球藻属的微藻中的一种或多种。最优选为小球藻属的普通小球藻、蛋白核小球藻，栅藻属的四尾栅藻、二形栅藻、斜生栅藻，红球藻属的雨生红球藻，褐指藻属的三角褐指藻，定鞭金藻属的小定鞭金藻或微拟球藻属的海生微拟球藻中的一种或多种。
根据本发明的利用CO2培养微藻的方法，所涉及的维持培养液温度的方法，在封闭式培养方式下为采用循环水浴、空调控制室温或喷淋冷却水的方法；在开放式培养方式下为水自然蒸发降温的方法。
根据本发明的利用CO2培养微藻的方法，所涉及的维持培养液混合的方法，包括鼓泡或搅拌等。优选地，所述的维持培养基混合的方法，在封闭式培养方式下采用通入含CO2气体的方式驱动培养液混合，在开放式培养方式下采用搅拌叶轮驱动培养基混合。
根据本发明的利用CO2培养微藻的方法，所涉及的微藻采收的条件，可以是在微藻生长的稳定期，也可以是在微藻细胞密度增高、导致光利用率变差时。优选地，根据实际培养经验，所述的微藻采收的条件，在封闭式培养方式下为批式培养的第8天，在开放式培养方式下为批式培养的第6天。
本发明的技术特点如下：
(1)在微藻培养过程中，生物量产率低的一个主要原因是碳源限制。本发明的方法通过向培养液中添加Tris，与通入的CO2发生化学反应，生成R-NHCOO-，显著提高了培养液中总无机碳源的浓度；
(2)本发明的方法向培养液中加入Tris，与通入的CO2生成R-NHCOO-，后者随培养液流动和微藻生长对碳源的消耗，缓慢解离出游离态CO2，供给微藻细胞的生长。
本发明与现有技术相比的有益效果为：
本发明通过向使用含CO2的气体作为碳源的微藻培养液中添加Tris，显著提高了培养液中总无机碳源的浓度，进而提高了微藻的生物量产率。尤其在最适生长pH值为6～8的微藻的培养液中，该方法可以保证较高的CO2利用率；同时，与单乙醇胺相比，Tris对微藻几乎没有毒害作用，在添加终浓度为2～8mmol/L时，生物量产率都有所提高，并在添加终浓度为4～6mmol/L时，提高幅度最大。此外，在本发明的方法的培养过程中，取培养液测定培养液中Tris含量的变化，发现所添加的Tris不被微藻细胞所消耗，可以起到反复固碳的作用，提高了经济性；培养结束后，分析微藻细胞的生化组成，发现微藻细胞的生化组成也不受Tris的影响。
附图说明
图1为在BG11培养基中添加不同终浓度的Tris培养二形栅藻的培养液中总无机碳源浓度。
图2为在BG11培养基中添加不同终浓度的Tris培养二形栅藻的生物量产率。
图3为在BG11培养基中添加不同终浓度的Tris培养二形栅藻的细胞主要组份含量。
图4为在BG11培养基中添加不同终浓度的Tris培养二形栅藻的培养液中Tris浓度的变化。
具体实施方式
下面结合实施例对本发明作进一步说明。
实施例1
在室内采用柱状玻璃光生物反应器(高50cm，内径6cm)进行微藻的培养，使用本领域常用的曝气石(孔径为30～60μm)，由8只日光灯管提供光强为100μmol·m-2·s-1的12h:12h(光:暗)的光照。藻种为二形栅藻，来自中国科学院水生生物所淡水藻种库，编号为496。以BG11为培养基培养二形栅藻，培养体积为1L。配制培养基时加入Tris至终浓度为2mmol/L，培养基在121℃、0.1MPa的条件下灭菌20分钟，冷却后接入微藻藻种。使用空调控制室温为25℃，24小时持续通入空气驱动培养液混合，空气流量为180mL/min，期间在照光的12h内，每隔4h通入纯CO2气体一次，每次持续10min，纯CO2的流量为20mL/min(此时纯CO2与通入的空气组成CO2体积含量为10％的混合气体)。
微藻初始接种浓度为0.1g/L，培养过程中每天定时取样测定藻液中的总无机碳浓度和藻细胞浓度，隔天取样测定培养液中的Tris浓度，培养8天后离心收获微藻，测定藻细胞中多糖、总脂和蛋白质的含量。
在培养基中添加终浓度为2mmol/L的Tris，培养期间培养液中的平均总无机碳源浓度为1.03mmol/L；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，培养液的平均总无机碳源浓度为0.53mmol/L，如图1所示。
在培养基中添加终浓度为2mmol/L的Tris，批式培养8天的平均生物量产率为0.127g/L/d；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，批式培养8天获得的平均生物量产率为0.097g/L/d，如图2所示。
在培养基中添加终浓度为2mmol/L的Tris，收获的二形栅藻细胞中含有12.17wt％的多糖、21.00wt％的总脂和46.17wt％的蛋白质；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，获得藻细胞中含有12.63wt％的多糖、21.68wt％的脂质和44.99wt％的蛋白质，如图3所示。
在培养基中添加终浓度为2mmol/L的Tris，在批式培养的第0、2、4、6和8天，培养液中的Tris浓度分别为1.91、1.84、1.87、1.80和1.91mmol/L，如图4所示。
对比例1
其他同实施例1，所不同的是培养基中添加单乙醇胺(MEA)至终浓度为2mmol/L。
在培养基中添加终浓度为2mmol/L的MEA，培养期间培养液中的平均总无机碳源浓度为1.05mmol/L；与未添加MEA和Tris的培养条件下的总无机碳源浓度(0.53mmol/L)相比提高了98％；与添加了相同浓度的Tris的培养条件下的总无机碳源浓度(1.03mmol/L)相近。
在培养基中添加终浓度为2mmol/L的MEA，批式培养8天的平均生物量产率为0.120g/L/d；与未添加MEA和Tris的培养条件下的生物量产率(0.097g/L/d)相比提高了23.7％；与添加了相同浓度的Tris的培养条件下的生物量产率(0.127g/L/d)相近。
实施例2
其他同实施例1，所不同的是培养基中添加Tris至终浓度为4mmol/L。
在培养基中添加终浓度为4mmol/L的Tris，培养期间培养液中的平均总无机碳源浓度为1.44mmol/L；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，培养液的平均总无机碳源浓度为0.53mmol/L，如图1所示。
在培养基中添加终浓度为4mmol/L的Tris，批式培养8天的平均生物量产率为0.15g/L/d；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，批式培养8天获得的平均生物量产率为0.097g/L/d，如图2所示。
在培养基中添加终浓度为4mmol/L的Tris，收获的二形栅藻细胞中含有12.75wt％的多糖、21.22wt％的总脂和45.27wt％的蛋白质；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，获得藻细胞中含有12.63wt％的多糖、21.68wt％的脂质和44.99wt％的蛋白质，如图3所示。
在培养基中添加终浓度为4mmol/L的Tris，在批式培养的第0、2、4、6和8天，培养液中的Tris浓度分别为3.78、4.19、4.58、4.79和4.45mmol/L，如图4所示。
对比例2
其他同实施例2，所不同的是培养基中添加单乙醇胺(MEA)至终浓度为4mmol/L。
在培养基中添加终浓度为4mmol/L的MEA，培养期间培养液中的平均总无机碳源浓度为1.40mmol/L；与未添加MEA和Tris的培养条件下的总无机碳源浓度(0.53mmol/L)相比提高了164％；与添加了相同浓度的Tris的培养条件下的总无机碳源浓度(1.44mmol/L)相近。
在培养基中添加终浓度为4mmol/L的MEA，批式培养8天的平均生物量产率为0.065g/L/d；与未添加MEA和Tris的培养条件下的生物量产率(0.097g/L/d)相比降低了33％；与添加了相同浓度的Tris的培养条件下的生物量产率(0.15g/L/d)相比降低了56.7％。
实施例3
其他同实施例1，所不同的是培养基中添加Tris至终浓度为6mmol/L。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，培养期间培养液中的平均总无机碳源浓度为1.67mmol/L；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，培养液的平均总无机碳源浓度为0.53mmol/L，如图1所示。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，批式培养8天的平均生物量产率为0.16g/L/d；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，批式培养8天获得的平均生物量产率为0.097g/L/d，如图2所示。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，收获的二形栅藻细胞中含有15.75wt％的多糖、22.99wt％的总脂和45.57wt％的蛋白质；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，获得藻细胞中含有12.63wt％的多糖、21.68wt％的脂质和44.99wt％的蛋白质，如图3所示。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，在批式培养的第0、2、4、6和8天，培养液中的Tris浓度分别为5.81、6.01、6.18、5.58和6.27mmol/L，如图4所示。
实施例4
其他同实施例1，所不同的是培养基中添加Tris的终浓度为8mmol/L。
在培养基中添加终浓度为8mmol/L的Tris，培养期间培养液中的平均总无机碳源浓度为1.74mmol/L；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，培养液的平均总无机碳源浓度为0.53mmol/L，如图1所示。
在培养基中添加终浓度为8mmol/L的Tris，批式培养8天的平均生物量产率为0.14g/L/d；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，批式培养8天获得的平均生物量产率为0.097g/L/d，如图2所示。
在培养基中添加终浓度为8mmol/L的Tris，收获的二形栅藻细胞中含有12.66wt％的多糖、26.01wt％的总脂和46.20wt％的蛋白质；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，获得藻细胞中含有12.63wt％的多糖、21.68wt％的脂质和44.99wt％的蛋白质，如图3所示。
在培养基中添加终浓度为8mmol/L的Tris，在批式培养的第0、2、4、6和8天，培养液中的Tris浓度分别为7.90、8.37、7.80、7.68和7.43mmol/L，如图4所示。
实施例5
在室内采用柱状玻璃光生物反应器进行雨生红球藻的培养，藻种来自中国科学院水生生物所淡水藻种库，编号为872。使用的培养基为BG11培养基。其他同实施例1，所不同的是培养基中添加Tris的终浓度为6mmol/L，微藻细胞的接种浓度为0.15g/L。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，培养期间培养液中的平均总无机碳源浓度为1.58mmol/L；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，培养液的平均总无机碳源浓度为0.55mmol/L。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，批式培养8天的平均生物量产率为0.123g/L/d；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，批式培养8天获得的平均生物量产率为0.090g/L/d。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，收获的雨生红球藻细胞中含有1.73％虾青素；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，获得藻细胞中含有1.69％的虾青素。
实施例6
在室内采用柱状玻璃光生物反应器进行海生微拟球藻的培养，藻种来自中国科学院水生生物所淡水藻种库，编号为926。使用的培养基为f/2培养基。其他同实施例1，所不同的是培养基中添加Tris的终浓度为6mmol/L，微藻细胞的接种浓度为0.05g/L。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，培养期间培养液中的平均总无机碳源浓度为1.30mmol/L；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，培养液的平均总无机碳源浓度为0.44mmol/L。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，批式培养8天的平均生物量产率为0.15g/L/d；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，批式培养8天获得的平均生物量产率为0.10g/L/d。
在培养基中添加终浓度为6mmol/L的Tris，收获的微拟球藻细胞中总脂含量为32.4％；而使用同样的反应器、同样的培养条件培养相同的微藻，只是未添加Tris，获得藻细胞中总酯含量为33.0％。
实施例7
在开放式跑道池内进行微藻的培养。跑道池周长70米、宽3米。藻种为二形栅藻，来自中国科学院水生生物所淡水藻种库，编号为496。以BG11培养基培养二形栅藻，培养液的深度为20厘米；配制培养基时加入Tris至终浓度为6mmol/L；使用次氯酸钠消毒，次氯酸钠用量为0.5mL次氯酸钠/L培养基，添加次氯酸钠12h后使用硫代硫酸钠中和直到淀粉碘化钾试纸不变色为止；依靠水体自然蒸发维持培养液的温度(一般不超过30℃)；培养液的流动由搅拌叶轮驱动，补碳采用自动控制，自动控制方法见专利CN200410009360.4；补碳装置的设置和使用方法同专利CN201210138598.1中的实施例1，其中，设置了1个补碳装置，通入的是纯CO2气体。
微藻初始接种浓度为0.3g/L，pH的控制范围设定为7.5～8.0，当培养液的pH值高于8.0时启动通入纯CO2气体，低于7.5时停止通入CO2。每天补充灭菌水以弥补蒸发损失，并取样测定培养液中的总无机碳源浓度和微藻细胞浓度，培养结束时测定藻细胞中的总脂含量和培养液中的Tris浓度。
批式培养6天，培养液中的总无机碳源的平均浓度为0.83mmol/L，单位面积藻细胞的产率为11.5g/(m2·d)，细胞中总脂含量占干重的23％，经物料衡算CO2的利用率为80％，培养结束时培养液中的Tris浓度为5.97mmol/L。
而使用相同的跑道池、同样的培养条件，只是未在培养基中添加Tris，批式培养6天后，培养液中的平均总无机碳源浓度为0.56mmol/L，单位面积藻细胞的产率为9.3g/(m2·d)，细胞中总脂含量占干重的22％，经物料衡算CO2的利用率为77％。
实施例8
其他同实施例7，所不同的是使用的碳源为含CO2的混合气体(体积比为10％的CO2和90％的空气)，微藻细胞的初始接种密度为0.27g/L。
批式培养6天，培养液中的总无机碳源平均浓度为0.79mmol/L，单位面积藻细胞的产率为11.8g/(m2·d)，细胞中总脂含量占干重的20％，经物料衡算CO2的利用率为70％，培养结束时培养液中的Tris浓度为5.95mmol/L。
而使用相同的跑道池、相同的低浓度碳源、在同样的培养条件下，只是未在培养基中添加Tris，批式培养6天后，培养液中的平均总无机碳源浓度为0.50mmol/L，单位面积藻细胞的产率为9.0g/(m2·d)，细胞中总脂含量占干重的21％，经物料衡算CO2的利用率为67％。
实施例9
在开放式跑道池内进行蛋白核小球藻的培养，藻种来自中国科学院水生生物所淡水藻种库，编号为415。使用的培养基为SE培养基。其他同实施例7，微藻细胞的接种浓度为0.35g/L。
批式培养6天，培养液中的总无机碳源平均浓度为0.90mmol/L，单位面积藻细胞的产率为12.9g/(m2·d)，藻细胞中蛋白质含量占干重的54％，经物料衡算CO2的利用率为82％，培养结束时培养液中的Tris浓度为5.90mmol/L。
而使用相同的跑道池、在同样的培养条件下，只是未在培养基中添加Tris，批式培养6天后，培养液中的总无机碳源平均浓度为0.62mmol/L，单位面积藻细胞的产率为10.4g/(m2·d)，藻细胞中蛋白质含量占干重的46％，经物料衡算CO2的利用率为76％。
实施例10
其他同实施例9，所不同的是使用的碳源为含CO2的混合气体(体积比为10％的CO2和90％的空气)，蛋白核小球藻的初始接种密度为0.28g/L。
批式培养6天，培养液中的总无机碳源平均浓度为0.88mmol/L，单位面积藻细胞的产率为11.1g/(m2·d)，藻细胞中蛋白质含量占干重的50％，经物料衡算CO2的利用率为69％，培养结束时培养液中的Tris浓度为5.99mmol/L。
而使用相同的跑道池、相同的低浓度碳源，在同样的培养条件下，只是未在培养基中添加Tris，批式培养6天后，培养液中的总无机碳源平均浓度为0.59mmol/L，单位面积藻细胞的产率为9.4g/(m2·d)，藻细胞中蛋白质含量占干重的53％，经物料衡算CO2的利用率为56％。
当然，本发明还可以有多种实施例，在不背离本发明精神及其实质的情况下，熟悉本领域的技术人员可根据本发明的公开做出各种相应的改变和变形，但这些相应的改变和变形都应属于本发明所附的权利要求的保护范围。

Claims (9)

1.一种利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，所述方法包括以下步骤：
向pH6~8的微藻培养液中添加三羟甲基氨基甲烷至终浓度为2~8 mmol/L以及向培养液中通入含CO2的气体。
2.根据权利要求1所述的利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，添加三羟甲基氨基甲烷至终浓度为4~6 mmol/L。
3.根据权利要求1所述的利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，所述三羟甲基氨基甲烷一次性或分批添加到培养液中。
4.根据权利要求1所述的利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，采用封闭式的微藻培养方式，使用曝气石鼓泡通入含CO2的气体。
5.根据权利要求1或4所述的利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，所述含CO2的气体为烟道气、净化的烟道气、工业CO2气体、纯CO2气体或混合有CO2的空气中的一种或多种。
6.根据权利要求1-4任一所述的利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，在接入微藻藻种前，对培养基进行灭菌或消毒。
7.根据权利要求6所述的利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，在灭菌或消毒前配制培养基时添加三羟甲基氨基甲烷，使三羟甲基氨基甲烷与培养基一起灭菌或消毒；
或者，在培养微藻过程中向培养液添加灭菌后的三羟甲基氨基甲烷。
8.根据权利要求1-4任一所述的利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，所述微藻为小球藻属、栅藻属、红球藻属、褐指藻属、定鞭金藻属或微拟球藻属的微藻中的一种或几种。
9.根据权利要求1-4、7任一所述的利用CO2培养微藻的方法，其特征在于，所述培养微藻的培养基为BG-11培养基、SE培养基或f/2培养基。
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