CN102743238A - 一种实验用的动物呼吸管理方法 - Google Patents
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Abstract
本发明提供一种实验用的动物呼吸管理方法，通过将临床用麻醉机用于动物实验的麻醉，并将小动物进行气管插管，用动物体温维持仪进行保温，在麻醉过程中将体温始终维持在生理水平（37±0.5℃）。本发明解决了以往麻醉过程中小动物的呼吸管理问题，还在整个麻醉过程中维持同一浓度的吸入麻醉浓度和机体内环境稳定。是一种即可降低实验动物应激反应，又能在进行长时间（如4h）吸入麻醉过程中维持实验动物生命体征平稳，低死亡率并且能平稳苏醒的麻醉方法，可排除创伤应激、缺血缺氧、高碳酸血症和酸中毒等干扰因素对实验结果的影响。本发明是一种在有效控制实验动物呼吸道的同时向动物输出浓度恒定的挥发性麻醉药进行吸入麻醉维持的方法。
Description
技术领域
本发明属于实验方法领域，涉及一种实验用的动物呼吸管理方法，尤其涉及一种控制实验动物呼吸道的同时进行麻醉维持的方法。
背景技术
在动物实验过程中，对动物操作前一般需对动物进行麻醉，而实验室中一般所用的麻醉药，如水合氯醛和戊巴比妥，对实验动物的呼吸和循环均有不同程度的抑制作用，表现为血压下降、心率减慢、潮气量减小和呼吸频率减慢等。在某些有特殊要求的实验中则需对动物呼吸道进行管理，而这一般都是用动物呼吸机进行，但呼吸机缺少麻醉机的功能，它无法向呼吸管理对象输送麻醉气体。有些学者将麻醉挥发罐连接到呼吸机，使输送气体中含有一定浓度麻醉气体，可以对实验动物进行吸入麻醉，但此方法存在一个缺点，那就是吸入气体中的吸入麻醉药浓度不恒定，而且许多学者多采用气管切开的方式进行气道管理，这对实验动物所造成的创伤和应激都远大于气管插管，这与临床真正意义上的吸入麻醉管理还有一定的距离。在国内，李娜、龚永泉、李亚辉、王响音、王海滨等学者在气管插管和气管切开这两种方法对生命体征影响、拔管一周后死亡率和插管成功率等方面均做了研究，结果表明气管插管法在插管时间和拔管一周后死亡率明显优于气管切开，而且在对生命体征（如HR和SpO2）的影响，明显小于气管切开。此外，在吸入麻醉药对神经发育这一研究领域中，学者们通常将实验动物直接置于一个暴露箱中（箱子中含钠石灰等CO2吸收物质），然后从箱子的一个开口端向箱子中通吸入麻醉药和氧气的混合气体，另一个开口端连接活性炭等废气回收装置，不对实验动物进行气管切开或插管等操作。如此，实验动物是在一个含有大量吸入麻醉药的密闭空间中进行麻醉的，而且缺少呼吸道管理，我们简要地称之为“箱子模型”。Greg
Stratmann等学者于2009年在Anesthesiology杂志上发表的一篇名为《Isoflurane differently affects neurogenesis and
long-term neurocognitive function in 60-day-old and 7-day-old rats》的文章，其中出生后7天（简称P7）和出生后60天大鼠（简称P60）就是在上述的“箱子模型”中麻醉4h，他的研究结果显示P7大鼠在麻醉诱导后即刻便出现高碳酸血症和酸中毒，PaCO2波动于92-186 mmHg，动脉血PH值始终处于6.8-7.3之间，而且死亡率高达21%；Changlian Zhu等学者于2010年在Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism杂志中发表一篇名为《Isoflurane anesthesia induced persistent,
progressive memory impairment, caused a loss of neural stem cells, and reduced
neurogenesis in young, but not adult, rodents》文章，他们采用的动物为P14和P60天Wistar大鼠和P14天C57BL/6J小鼠，与上述相同，麻醉同样在“箱子模型”进行，时间为35min，连续进行四天，在麻醉诱导后P14大鼠出现轻度呼吸性酸中毒和高碳酸血症，而且吸入麻醉组动物动脉血PH值显著低于正常组（P14：P＜0.05；P60：P＜0.05）。以上说明这种麻醉方式，尤其是对出生后不久的幼年动物，在这样的吸入麻醉药环境下极易造成呼吸抑制而导致呼吸性酸中毒等代谢紊乱，因此，在“吸入麻醉药对神经发育影响”这个研究领域中所用的吸入麻醉药暴露模型并不能排除内环境紊乱这个因素对神经发育的影响，同时这与现今临床上所采用的吸入麻醉方式也是截然不同的！
综上所述，以上两种方法因气管切开造成的应激反应和呼吸抑制造成的呼吸性酸中毒对于神经发育的影响都还不能排除，以上所用仍存在一定缺陷。在这一研究领域，急需一种既能对实验动物进行良好的呼吸管理，减少应激反应，保证机体内环境稳定，排除呼吸性酸中毒等代谢紊乱和创伤性应激等干扰因素对神经发育影响的吸入麻醉维持方法。
在临床上，麻醉机不仅可用于全身麻醉的病人，还能用于辅助危重病人麻醉过程中的呼吸，并且能复合使用其他麻醉药物，以不同形式做复合麻醉，是一种能将麻醉和非麻醉气体提供给病人所使用的医疗设备，是现今麻醉医生对病人进行全身麻醉所不可缺少的设备。按使用年龄进行分类，可分为：成人用麻醉机、小儿用麻醉机和成人小儿兼用麻醉机。在人们的观念中，麻醉机一直是用于成人或小儿的麻醉或呼吸管理，很少会将它与动物呼吸管理联系在一起。
发明内容
本发明的目的是提供一种实验用的动物呼吸管理方法，通过以下步骤实现：
（1）麻醉诱导：取出生14天的SD大鼠，体重在25g-40g之间，先用诱导箱内2%异氟烷或3%七氟烷吸入进行麻醉诱导，给药后至给动物经口插管无体动，即诱导时间一般为5 min左右；
（2）插管：用尖端包有胶布的镊子挑起大鼠舌头，若无体动反应，则判断为诱导成功。插管时需两人操作，将大鼠腹部朝上地平置于泡沫板上，一人用手指轻柔地将大鼠上肢固定，并用小手电筒照于大鼠喉部，光线可透过大鼠喉部皮肤照亮声门，另一人用两把尖端包有胶布的镊子，右手镊子将舌头提起后，再由左手镊子接过，并将舌体向左嘴角方向移动，然后右手持一20G静脉留置针缓慢地由右嘴角插入口中，此时操作者视线与大鼠声门水平持平，可适当用留置针尖端塑料管子辅助左手镊子挑起后坠舌体以更好地暴露声门，由于我们只用2%异氟烷或3%七氟烷进行吸入诱导，所以大鼠仍保留自主呼吸，暴露声门后，可见声门随呼吸开闭，在声门打开时，将留置针尖端插入通过声门插入气道内，然后迅速拔出管芯，并用洗耳球吹入适量气体，观察胸廓有无起伏，如胸廓随气体吹入对称起伏，则说明导管在气道内，插入深度以嘴角外保留约0.5cm管子为宜（经解剖已证实此深度不会误入主支气管，并经实践证实能维持良好通气）；
（3）机械通气：导管位置判断完成后迅速连接带有三号气管导管接头的儿童用螺纹管（此时麻醉机已打开，可向大鼠输送0.3:0.3空氧及吸入麻醉药混合气体，气体分别由空气压缩钢瓶和氧气压缩钢瓶输送）进行压力控制呼吸（参数设置：Pressure—23 cmH2O，R—35次/min，I：E—1:2），同时打开异氟烷挥发罐，调整浓度至1.7%，或打开七氟烷挥发罐，并调整浓度至2.4%。（这两种吸入麻醉药浓度是根据麻醉维持过程中每小时末进行腹主动脉血压测量，保证血压在正常范围内而确定的最高浓度值）接着用手术用的4号线将留置针缝至右嘴角进行固定，插管深度保持不变。以上过程在2分钟之内完成；麻醉机选用欧美达麻醉机（OHMEDA 7900）；
（4）麻醉维持：将大鼠放置于36℃保温毯中进行保温，密切关注大鼠唇色、体动情况和体温是否正常，确保麻醉维持过程平稳；
（5）动脉测压和血气分析：P14天SD大鼠吸入麻醉维持4h，用于给予吸入麻醉的每只P14天大鼠测压和采血一次，分别在1、2、3、4小时末进行腹主动脉测压并采血用于血气分析。
本发明针对目前试验中出现的气管切开创伤应激反应大，动物呼吸机不能输出恒定浓度的吸入麻醉药以及“箱子模型”内环境严重紊乱和高死亡率等几点问题，将临床用麻醉机用于动物实验的麻醉，并将小动物进行气管插管，用动物体温维持仪进行保温，在麻醉过程中将体温始终维持在生理水平（36.5±0.5℃），如此，不仅解决了麻醉过程中小动物的呼吸管理问题，还能在整个麻醉过程中维持同一浓度的吸入麻醉浓度和机体内环境稳定。本发明提供的方法是一种即可降低实验动物应激反应，又能在进行长时间（如4h）吸入麻醉过程中维持实验动物生命体征平稳，低死亡率并且能平稳苏醒的麻醉方法，以排除创伤应激、缺血缺氧、高碳酸血症和酸中毒等干扰因素对实验结果的影响。本发明是一种在有效控制实验动物呼吸道的同时向动物输出浓度恒定的挥发性麻醉药进行吸入麻醉维持的方法。
附图说明：
图1是采用临床用麻醉机进行实验动物呼吸道管理的结构图。
图2 是采用“箱子模型”进行吸入麻醉药暴露的结构图。
具体实施方式
本发明结合附图和实施例，作进一步的说明。
实施例1 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为35g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：为防止金属过于尖锐损伤幼年动物组织，因而采用尖端包有胶布的镊子挑起大鼠舌头，若无体动反应，则判断为诱导成功。插管时需两人操作，将大鼠腹部朝上地平置于泡沫板上，一人用手指轻柔地将大鼠上肢固定，并用手掌轻压大鼠腹部以及后肢，另一手拿一小手电筒照于大鼠喉部（相当于临床上使用的喉镜），光线可透过大鼠喉部皮肤照亮声门。另一人用两把尖端包有胶布的镊子，右手镊子将舌头提起后，再由左手镊子接过，并将舌体向左嘴角方向移动（相当于临床上用喉镜从患者右嘴角滑入口中，并将舌体推向左边），然后右手持一保留针芯但剪去尖端的20G静脉留置针（保留针芯，但将针芯尖端剪去，以免金属质地过硬而损伤大鼠喉部组织，相当于气管导管管芯）缓慢地由右嘴角置入口中，此时操作者视线与大鼠声门水平持平，可适当用留置针尖端塑料管子辅助左手镊子挑起后坠舌体以更好地暴露声门，由于保留大鼠自主呼吸，可见声门随呼吸开闭，在声门打开时，将留置针尖端迅速插入通过声门插入气道内，然后迅速拔出管芯，并用洗耳球吹入少量气体，观察胸廓有无起伏，如胸廓随气体吹入对称起伏，则说明导管在气道内，插入深度以嘴角外保留约0.5cm管子为宜（经解剖已证实此深度不会误入主支气管，并经实践证实能维持良好通气）。
（ 3 ）机械通气：图1是本模型所采用将空气、氧气压缩钢瓶与麻醉机相连，并用于P14
SD大鼠吸入麻醉维持的简易结构图。在氧气和空气钢瓶提供气源的条件下，麻醉机向置于操作台上、用保温毯进行36℃保温的P14
SD大鼠输入空、氧和吸入麻醉药混合性气体以进行吸入麻醉。导管位置判断完成后迅速连接带有三号气管导管接头的儿童用螺纹管进行压力控制呼吸，参数按上述，打开异氟烷的挥发罐并调至1.7%吸入浓度。接着用手术用4号线将留置针缝至右嘴角进行固定，插管深度保持不变。以上过程在2分钟之内完成。
（ 4 ）麻醉维持：将大鼠放置于已事先调好温度的保温毯中进行保温（36℃）。此过程中应密切关注大鼠唇色、体动情况和体温是否正常，确保麻醉维持过程平稳。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气1h后进行动脉血压测定和血气分析，则在1h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例2 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为33g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，直至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：为防止金属过于尖锐损伤幼年动物组织，因而采用尖端包有胶布的镊子挑起大鼠舌头，若无体动反应，则判断为诱导成功。插管时需两人操作，将大鼠腹部朝上地平置于泡沫板上，一人用手指轻柔地将大鼠上肢固定，并用手掌轻压大鼠腹部以及后肢，另一手拿一小手电筒照于大鼠喉部，光线可透过大鼠喉部皮肤照亮声门。另一人用两把尖端包有胶布的镊子，右手镊子将舌头提起后，再由左手镊子接过，并将舌体向左嘴角方向移动，然后右手持一保留针芯但剪去尖端的20G静脉留置针（保留针芯，但将针芯尖端剪去，以免金属质地过硬而损伤大鼠喉部组织，相当于气管导管管芯）缓慢地由右嘴角置入口中，此时操作者视线与大鼠声门水平持平，可适当用留置针尖端塑料管子辅助左手镊子挑起后坠舌体以更好地暴露声门，由于保留大鼠自主呼吸，可见声门随呼吸开闭，在声门打开时，将留置针尖端迅速插入通过声门插入气道内，然后迅速拔出管芯，并用洗耳球吹入少量气体，观察胸廓有无起伏，如胸廓随气体吹入对称起伏，则说明导管在气道内，插入深度以嘴角外保留约0.5cm管子为宜。
（ 3 ）机械通气：导管位置判断完成后迅速连接带有三号气管导管接头的儿童用螺纹管进行压力控制呼吸，参数按上述，打开七氟烷的挥发罐并调至2.4%吸入浓度。接着用手术中所用的4号线将留置针缝至右嘴角进行固定，插管深度保持不变。以上过程在2分钟之内完成。
（ 4 ）麻醉维持：将大鼠放置于已事先调好温度的保温毯中进行保温（36℃）。此过程中应密切关注大鼠唇色、体动情况和体温是否正常，确保麻醉维持过程平稳。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气1h后进行动脉血压测定和血气分析，则在1h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例3 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为30g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气2h后进行动脉血压测定和血气分析，则在2h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例4 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为31g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气2h后进行动脉血压测定和血气分析，则在2h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例5 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为30g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气3h后进行动脉血压测定和血气分析，则在3h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例6 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为31g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气3h后进行动脉血压测定和血气分析，则在3h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例7 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为29g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气4h后进行动脉血压测定和血气分析，则在4h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例8 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为28g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气4h后进行动脉血压测定和血气分析，则在4h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例9 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为27g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气1h后进行动脉血压测定和血气分析，则在1h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例10 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为29g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气1h后进行动脉血压测定和血气分析，则在1h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例11 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为31g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气2h后进行动脉血压测定和血气分析，则在2h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例12 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为32g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气2h后进行动脉血压测定和血气分析，则在2h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例13 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为35g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气3h后进行动脉血压测定和血气分析，则在3h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例14 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为34g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气3h后进行动脉血压测定和血气分析，则在3h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例15 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为36g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气4h后进行动脉血压测定和血气分析，则在4h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例16 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为36g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）动脉测压和血气分析：若此大鼠需在机械通气4h后进行动脉血压测定和血气分析，则在4h后将此大鼠移至解剖显微镜下，剖腹暴露腹主动脉进行测压和采血，此过程在90s之内完成，而且操作过程中大鼠无体动。
实施例17 在以上16例实施例中，我们分别用1.7%异氟烷或2.4%七氟烷进行4h吸入麻醉维持，并在每小时末通过腹主动脉抽取动脉血，在采血后5min内用Gem premier 3000血气分析仪进行血气分析。表1为以上实施例1-16中16只P14 SD大鼠分别用两种麻醉药进行麻醉维持，并在麻醉维持过程中的1h、2h、3h和4h末采腹主动脉血进行血气分析的数据。
虽有研究表明SD大鼠的氧离解合曲线与人类不同，但是大鼠动脉血气正常值与人类相近。从表1中可见，16只P14 SD大鼠的PH值波动于7.34-7.46，PCO2波动于36-52mmHg，PaO2波动于165-248mmHg，基本处于正常范围。所以我们认为用临床用麻醉机对P14 SD大鼠进行机械通气可维持实验动物血气数据基本处于正常范围之内，这种麻醉方式可成功应用于小动物麻醉过程中的麻醉维持和气道管理，排除内环境紊乱所带来的影响。此外，经腹主动脉有创动脉血压监测显示大鼠平均动脉压（MAP）波动于65~70
mmHg，大鼠心率始终维持在290-300次/min之间。通过血气和有创动脉血压监测，不仅排除了酸碱紊乱对神经发育的影响，同时还排除了低血压等缺血缺氧因素对神经发育的影响。通过这16例实施例的证实，我们将这种临床用麻醉机用于P14
SD大鼠吸入麻醉维持模型用于以下34例实施例中。
已有相关文献报道，应激对神经发育也可造成一定程度影响，但通过吸入麻醉诱导后的气管插管过程非常平稳，对大鼠创伤应激极小，以最大程度较少对其生理干扰。在人类，新生儿吸入氧浓度过高可能会对机体造成损害，如氧中毒和视网膜剥离等，本模型中给大鼠吸入50%氧浓度的空氧混合气体以避免这一损伤因素。
实施例18 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为27g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：将大鼠放置于已事先调好温度的保温毯中进行保温（36℃）。此过程中应密切关注大鼠唇色、体动情况和体温是否正常，确保麻醉维持过程平稳。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例19 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为28g，放于一诱导箱中，向其通入2.4%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例20 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为27g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例21 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为29g，放于一诱导箱中，向其通入2%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例22 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为38g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例23 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为37g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例24 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为34g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例25 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为27g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例26 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为25g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例27 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为26g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例28 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为28g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例29 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为27g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例30 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为33g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例31 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为32g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例32 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为32g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例33 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为32g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例34 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为26g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例35 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为25g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例36 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为30g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例37 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为32g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例38 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为33g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例39 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为30g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例40 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为30g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例41 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为29g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例42 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为27g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例43 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为25g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例44 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为28g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例45 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为29g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，直至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例46 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为26g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例47 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为28g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例48 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为36g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例49 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为35g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例50 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为27g，放于一诱导箱中，向其通入2%异氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例1相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例1相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例1相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
实施例51 一种实验用的动物呼吸管理方法
（ 1 ）诱导：取一只出生后14天的雄性SD大鼠，称其体重为30g，放于一诱导箱中，向其通入3%七氟烷进行吸入麻醉诱导，至大鼠无体动，避免噪音以及其他动物影响诱导过程。
（ 2 ）插管：与实施例2相同。
（ 3 ）机械通气：与实施例2相同。
（ 4 ）麻醉维持：与实施例2相同。
（ 5 ）拔管：在造模成功后，则取P14天SD大鼠进行4h麻醉维持，不进行测压和血气分析等操作，整个麻醉过程大鼠唇色均红润，无缺氧表现，完成吸入麻醉药暴露时间后关闭挥发罐，并继续予以50%氧浓度空氧混合气体通气至大鼠体动，恢复自主呼吸后予以拔管，麻醉过程非常平稳。
在用临床麻醉机对实验动物进行呼吸管理之前，我们实验室也曾用过“箱子模型”对实验动物进行麻醉暴露。定做一33cm×33cm×33cm塑料盒，底部连接处均密封，在盒子两侧面分别开一孔，分别连接吸入麻醉药挥发罐和空气钢瓶、以及活性炭，连接处用凡士林密封，防止漏水、漏气。并在盒子底部铺满钠石灰，吸收麻醉过程中动物呼出的二氧化碳，之后将盒放入水浴箱中，温度调至36℃，待温度平稳，确保箱子不漏水漏气后，每次将10只 P14
SD雄性大鼠放入盒中，从一孔中通入异氟烷或七氟烷与空气的混合气体，另一孔与活性炭相连，用于吸收挥发性麻醉药废气，避免环境污染。同时再水浴箱中放一温度计，监测水温。
实施例52
（一）、将实验动物至于密闭箱子中用1.7%异氟烷暴露
（ 1 ）麻醉诱导与维持：图2是用一个33cm×33cm×33cm密闭塑料盒对P14 SD雄性大鼠进行吸入麻醉药暴露的模型装置，在盒子两侧面分别开一孔，分别连接吸入麻醉药挥发罐和空气钢瓶、以及活性炭，连接处用凡士林密封，防止漏水、漏气。并在盒子底部铺满钠石灰，吸收麻醉过程中动物呼出的二氧化碳，之后将盒放入水浴箱中，温度调至36℃，待温度平稳，确保箱子不漏水漏气后，每次将10只 P14
SD雄性大鼠放入盒中进行4h吸入麻醉，从一孔中通入异氟烷或七氟烷与空气的混合气体，另一孔与活性炭相连，用于吸收挥发性麻醉药废气，避免环境污染。同时再水浴箱中放一温度计，监测水温。用以上装置对P14 SD雄性大鼠进行吸入麻醉维持，在将10只大鼠放入暴露箱之前，用苦味酸将它们分别标记，然后放入暴露箱中，确定无漏水、漏气后盖上盖子，同时打开空气瓶（2L/min）和异氟烷挥发罐，并将浓度调至1.7%。观察大鼠诱导情况，在打开挥发罐10min左右，所有大鼠均诱导完成。从此刻计时，进行4h吸入麻醉维持，在麻醉过程中，每隔30min观察一次大鼠情况，有无缺氧表现（如唇色发绀）或死亡。如有，记录缺氧大鼠编号和死亡大鼠数量。
（ 2 ）血气分析：分别在麻醉1h、2h、3h和4h末取两只大鼠，先后在显微镜下，暴露心脏施行左心室抽血，进行血气分析。操作在1min之内完成。
（二）、将实验动物至于密闭箱子中用2.4%七氟烷暴露
（ 1 ）麻醉诱导与维持：图2是用一33cm×33cm×33cm密闭塑料盒对P14 SD雄性大鼠进行吸入麻醉药暴露的模型装置，在盒子两侧面分别开一孔，分别连接吸入麻醉药挥发罐和空气钢瓶、以及活性炭，连接处用凡士林密封，防止漏水、漏气。并在盒子底部铺满钠石灰，吸收麻醉过程中动物呼出的二氧化碳，之后将盒放入水浴箱中，温度调至36℃，待温度平稳，确保箱子不漏水漏气后，每次将10只 P14
SD雄性大鼠放入盒中进行4h吸入麻醉，从一孔中通入异氟烷或七氟烷与空气的混合气体，另一孔与活性炭相连，用于吸收挥发性麻醉药废气，避免环境污染。同时再水浴箱中放一温度计，监测水温。用以上装置对P14 SD雄性大鼠进行吸入麻醉维持，在将10只大鼠放入暴露箱之前，用苦味酸将它们分别标记，然后放入暴露箱中，确定无漏水、漏气后盖上盖子，同时打开空气瓶（2L/min）和七氟烷挥发罐，并将浓度调至2.4%。观察大鼠诱导情况，在打开挥发罐10min左右，所有大鼠均诱导完成。从此刻计时，进行4h吸入麻醉维持，在麻醉过程中，每隔30min观察一次大鼠情况，有无缺氧表现（如唇色发绀）或死亡。如有，记录缺氧大鼠编号和死亡大鼠数量。
（ 2 ）血气分析：分别在麻醉1h、2h、3h和4h末取两只大鼠，先后在显微镜下，暴露心脏施行左心室抽血，进行血气分析。操作在1min之内完成。
结果：20只大鼠中，3只大鼠死亡，剩余的17只大鼠中，4只曾唇色明显发绀。从麻醉维持过程中唇色正常的13只P14
SD大鼠中成功抽取11管左心室动脉血，同样在采血后于5min之内用Gem premier 3000血气分析仪进行血气分析，表2是血气分析数据汇总。
从表2中可见，将P14 SD大鼠至于密闭箱子中暴露后的动脉PH值波动于˂6.80-7.25，PaCO2波动于56-˃115mmHg，PaO2波动于90-225mmHg。如实施例17中所述，SD大鼠动脉血气值接近于人类，而表2中11例P14 SD大鼠血气数据已明显偏离正常，造成严重的酸中毒，所以我们认为这种用密闭箱子对P14
SD大鼠进行麻醉维持不能进行很好的气道管理和酸中毒等内环境紊乱因素的影响。
实施例53 将实验动物至于密闭箱子中暴露
（ 1 ）麻醉诱导与维持：与实施例52第一部分相同。
（ 2 ）结果：2只大鼠死亡，3只大鼠在麻醉药暴露过程中发生唇色明显发绀。
实施例54 将实验动物至于密闭箱子中暴露
（ 1 ）麻醉诱导与维持：与实施例52第二部分相同。
（ 2 ）结果：3只大鼠死亡，4只大鼠在麻醉药暴露过程中发生唇色明显发绀。
实施例55 将实验动物至于密闭箱子中暴露
（ 1 ）麻醉诱导与维持：与实施例52第一部分相同。
（ 2 ）结果：2只大鼠死亡，3只大鼠在麻醉药暴露过程中发生唇色明显发绀。
实施例56 将实验动物至于密闭箱子中暴露
（ 1 ）麻醉诱导与维持：与实施例52第二部分相同。
（ 2 ）结果：3只大鼠死亡，2只大鼠在麻醉药暴露过程中发生唇色明显发绀。
以上6例实施案例中，大鼠的死亡率为21.7%。
从以上所提供的实验数据中可见，用临床麻醉机对出生后不久的幼年动物进行长时间的吸入麻醉维持，可以保证实验动物在麻醉过程中内环境平稳，无缺氧、高碳酸血症和酸中毒的发生。此外，在用麻醉机进行呼吸道管理的麻醉过程中，我们在每小时对大鼠进行腹主动脉测压，结合恰当的诱导方式和呼吸道管理方式，不仅在麻醉维持过程中幼年大鼠生命体征平稳，还可以排除缺血等因素对实验结果的影响。从技术背景中已提到Greg Stratmann 和Changlian Zhu等学者的文献报道中所提供的PaCO2数据以及我们之前用“箱子模型”所做的血气分析数据对比可见，我们用临床麻醉机结合气管插管对P14天大鼠进行吸入麻醉不仅可以防止高碳酸血症的发生，同时还能维持实验对象生命体征平稳、内环境稳定，同时也排除缺血、高碳酸血症等因素，即使麻醉时间长达4h也不会造成任何影响。在《Isoflurane differently affects neurogenesis and
long-term neurocognitive function in 60-day-old and 7-day-old rats》中，Greg Stratmann等学者采用的是以纯氧为载气，而在我们用“箱子模型”暴露的实验中，采用的是以空气为载气，前者虽无缺氧报道，但发生严重高碳酸血症和酸中毒，并且死亡率高达21%！而在我们的用密闭的箱子对大鼠进行吸入麻醉药暴露实验中，大鼠也发生了严重高碳酸血症，但是个别案例曾发生PaO2低于正常值的情况，死亡率为21.7%！如上所述，到目前为止，我们已将16只P14天SD雄性大鼠分别在机械通气1、2、3、4小时末进行血气分析和腹主动脉测压，34只P14天SD雄性大鼠用此方式进行4h吸入麻醉维持，死亡率为0。这样，我们就可以在完全排除缺血、高碳酸血症、酸中毒以及创伤应激等因素，而准确地评估吸入麻醉药对幼年大鼠神经发育的影响。除此之外，在技术背景中所提到的几位将气管插管和切开技术进行对比性研究的学者所选用的SD大鼠均为成年大鼠，国内将幼年鼠，尤其是小于P14天的大鼠进行气管插管的研究还非常少见。我们在实验中也发现，在良好诱导情况下，气管插管技术能很好地帮助我们进行实验动物气道管理，并不造成强烈的创伤应激反应。
Claims (4)
1.一种实验用的动物呼吸管理方法，通过以下步骤实现：
（1）麻醉诱导：取出生14天的SD大鼠，体重在25g-40g之间，先用诱导箱内2%异氟烷或3%七氟烷吸入进行麻醉诱导，至动物经口插管无体动；
（2）插管：将大鼠腹部朝上地平置于泡沫板上，将大鼠上肢固定，并用小手电筒照于大鼠喉部，光线可透过大鼠喉部皮肤照亮声门，用镊子将舌头提起后，并将舌体向左嘴角方向移动，然后由右嘴角将静脉留置针插入口中，此时操作者视线与大鼠声门水平持平，暴露声门，在声门打开时，将留置针尖端通过声门插入气道内，然后迅速拔出管芯，并用洗耳球吹入适量气体，观察胸廓有无起伏，如胸廓随气体吹入对称起伏，则说明导管在气道内，插入深度以嘴角外保留约0.5cm管子；
（3）机械通气：导管位置判断完成后迅速连接带有三号气管导管接头的儿童用螺纹管，进行压力控制呼吸，参数设置：Pressure—23 cmH2O，R—35次/min，I：E—1:2，此时麻醉机已打开，向大鼠输送0.3:0.3空氧及吸入麻醉药混合气体，气体分别由空气压缩钢瓶和氧气压缩钢瓶输送，同时打开异氟烷挥发罐，调整浓度至1.7%，或打开七氟烷挥发罐，并调整浓度至2.4%，接着将留置针进行固定；
（4）麻醉维持：将大鼠放置于36℃保温毯中进行保温，密切关注大鼠唇色、体动情况和体温是否正常，确保麻醉维持过程平稳；
（5）动脉测压和血气分析：SD大鼠吸入麻醉维持4h，用于给予吸入麻醉的每只SD大鼠测压和采血一次，分别在1、2、3、4小时末进行腹主动脉测压并采血用于血气分析。
2.根据权利要求1所述的一种实验用的动物呼吸管理方法，其特征在于，步骤（1）麻醉诱导时间为5 min。
3.根据权利要求1所述的一种实验用的动物呼吸管理方法，其特征在于，步骤（2）插管用镊子尖端包有胶布。
4.根据权利要求1所述的一种实验用的动物呼吸管理方法，其特征在于，步骤（3）所用麻醉机选用欧美达麻醉机，OHMEDA 7900。
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