RU2565543C2 - Method of obtaining immunoenzymatic test system for determination of epitopes of envelope protein of puumala virus with protective orientation in vaccine preparations against haemorrhagic fever with renal syndrome - Google Patents
Method of obtaining immunoenzymatic test system for determination of epitopes of envelope protein of puumala virus with protective orientation in vaccine preparations against haemorrhagic fever with renal syndrome Download PDFInfo
- Publication number
- RU2565543C2 RU2565543C2 RU2013115993/10A RU2013115993A RU2565543C2 RU 2565543 C2 RU2565543 C2 RU 2565543C2 RU 2013115993/10 A RU2013115993/10 A RU 2013115993/10A RU 2013115993 A RU2013115993 A RU 2013115993A RU 2565543 C2 RU2565543 C2 RU 2565543C2
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- virus
- puumala virus
- puumala
- epitopes
- hfrs
- Prior art date
Links
Landscapes
- Peptides Or Proteins (AREA)
- Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
- Preparation Of Compounds By Using Micro-Organisms (AREA)
Abstract
Description
Изобретение относится к области биотехнологии, в частности к получению вакцины для профилактики геморрагической лихорадки с почечным синдромом (ГЛПС), а именно, к способу получения тест-систем, предназначенных для контроля содержания в вакцинном препарате специфических вирусных белков - индукторов иммунного ответа против хантавирусов - возбудителей ГЛПС.The invention relates to the field of biotechnology, in particular to obtaining a vaccine for the prevention of hemorrhagic fever with renal syndrome (HFRS), and in particular, to a method for producing test systems designed to control the content of specific viral proteins in the vaccine preparation - inducers of the immune response against hantaviruses - pathogens HFRS.
Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом - острое, вирусное заболевание зоонозной природы, характеризующееся системным поражением мелких кровеносных сосудов, геморрагическим диатезом и своеобразным поражением почек, высоким уровнем заболеваемости, тяжёлым течением (нередко с летальным исходом) и стойкой потерей трудоспособности. Отсутствие специфических средств лечения и профилактики обусловливают высокую социальную и медицинскую значимость ГЛПС как в России, так и во многих странах мира. Случаи заболевания ГЛПС выявлены в 57 административных регионах Российской Федерации и составляют ежегодно 8-10 тысяч больных, при этом 98% заболеваемости регистрируется в Европейской части России, из которых 98% случаев ассоциированы с вирусом Пуумала.Hemorrhagic fever with renal syndrome is an acute, viral disease of zoonotic nature, characterized by systemic lesions of small blood vessels, hemorrhagic diathesis and a peculiar kidney damage, high morbidity, severe course (often fatal) and persistent disability. The absence of specific treatment and prophylaxis agents determines the high social and medical significance of HFRS in Russia and in many countries of the world. Cases of HFRS disease were detected in 57 administrative regions of the Russian Federation and make up 8-10 thousand patients annually, with 98% of the incidence recorded in the European part of Russia, of which 98% are associated with the Puumala virus.
Наиболее эффективным методом борьбы с ГЛПС является вакцинопрофилактика, что было продемонстрировано в Китае и Южной Корее. В настоящее время коммерческие вакцины против ГЛПС производятся только в Китае, однако ни одна из этих вакцин не может применяться в европейских регионах России, так как не обеспечивает защиты от вируса Пуумала - возбудителя ГЛПС в этих регионах.The most effective method of fighting HFRS is vaccination, which has been demonstrated in China and South Korea. Currently, commercial HFRS vaccines are produced only in China, however, none of these vaccines can be used in the European regions of Russia, as it does not provide protection against the Puumala virus, the causative agent of HFRS in these regions.
Для изготовления и контроля вакцины против вируса Пуумала необходимо решить проблему разработки эффективных методов контроля содержания специфических антигенов - индукторов иммунного ответа в вакцинных препаратах, в том числе на технологических этапах их производства. Одним из способов иммунохимического определения вирусных белков - антигенов является метод иммуноферментного анализа.For the manufacture and control of the vaccine against the Puumala virus, it is necessary to solve the problem of developing effective methods for controlling the content of specific antigens - inducers of the immune response in vaccine preparations, including at the technological stages of their production. One of the methods for the immunochemical determination of viral proteins - antigens is an enzyme-linked immunosorbent assay.
В настоящее время ФГУП ПИПВЭ им. М.П.Чумакова выпускает иммуноферментную тест-систему "Хантагност", с помощью которой можно выявлять антитела к различным эпитопам нуклеокапсидного белка. Однако наибольшую значимость при конструировании вакцинного препарата имеют протективные белки, в данном случае поверхностный белок GN:GC, определенные эпитопы которого индуцируют выработку вирус-нейтрализующих антител.Currently, FSUE PIPVE named after MP Chumakova produces the Khantagnost immunoenzyme test system, with which it is possible to detect antibodies to various epitopes of the nucleocapsid protein. However, protective proteins are of greatest importance in the design of the vaccine preparation, in this case the surface protein G N : G C , certain epitopes of which induce the production of virus-neutralizing antibodies.
Целью предлагаемого изобретения является конструирование иммуноферментной тест-системы для определения оболочечного белка вируса Пуумала, являющихся индуктором гуморального иммунного ответа, ассоциированного с вирус-нейтрализующими свойствами антител.The aim of the invention is the construction of an enzyme-linked immunosorbent assay system for determining the enveloped protein of the Puumala virus, which is an inducer of the humoral immune response associated with the virus-neutralizing properties of antibodies.
В качестве основы такого метода были приготовлены мышиные моноклональные антитела, обладающие нейтрализующей активностью против вируса Пуумала.As the basis of this method, murine monoclonal antibodies having neutralizing activity against the Puumala virus were prepared.
Принцип действия предлагаемого изобретения основан на специфическом иммунохимическом взаимодействии моноклональных антител, обладающих нейтрализующей активностью, с соответствующими эпитопами оболочечного белка вируса Пуумала, полипротеина GN:GC. Визуализация антигена, связавшегося с моноклональными антителами, осуществляется с помощью меченных пероксидазой хрена высоко авидных IgG к вирусу Пуумала, выделенных из сыворотки крови реконвалесцента ГЛПС.The principle of action of the invention is based on the specific immunochemical interaction of monoclonal antibodies with neutralizing activity with the corresponding epitopes of the enveloped protein protein of Puumala virus, polyprotein G N : G C. Visualization of the antigen bound to monoclonal antibodies is carried out using horseradish peroxidase-labeled highly avid IgG to Puumala virus isolated from serum HFRS convalescence.
Коротко, процесс конструирования иммуноферментной тест-системы «ХАНТА-ПУУ» включает: получение очищенных моноклональных антител (мАТ) к хантавирусу Пуумала, отбор клонов антител, обладающих вирус-нейтрализующей активностью, наработка и очистка нейтрализующих мАТ, выделение IgG из сыворотки крови реконвалесцентов ГЛПС с высокими титрами специфических антител к вирусу ПУУ и приготовление конъюгата, с пероксидазой хрена (далее пероксидазный конъюгат); комплектация набора тест-системы.Briefly, the process of constructing the KHANTA-PUU immunoenzyme test system includes: obtaining purified monoclonal antibodies (mAbs) to the Puumala hantavirus, selection of antibody clones with virus-neutralizing activity, production and purification of neutralizing mAbs, isolation of IgG from serum HFRS convalescents with high titers of specific antibodies to the PUU virus and preparation of the conjugate with horseradish peroxidase (hereinafter referred to as peroxidase conjugate); complete set of test system.
Более подробно получение тест-системы осуществляют следующим образом.In more detail, obtaining a test system is as follows.
I. Получение моноклональных антител. Мышей линии BALB/c иммунизируют очищенным препаратом инактивированного вируса Пуумала (штамм К-27/Уфа-85) в дозе 100 мкг/мышь, иммунизацию проводят в подушечки задних лап дважды с двухнедельным интервалом. Клетки подколенных лимфоузлов иммунных мышей гибридизуют с клетками мышиной миеломы линии SP2/0 по стандартной методике, используя полиэтиленгликоль 4000. Гибридомные клетки, продуцирующие специфические антитела, подвергают 2-4-кратному клонированию методом предельных разведений. Клоны гибридомы с устойчивой продукцией антител нарабатывают в культуре в среде DMEM (HyClone) с добавлением 5% фетальной телячьей сыворотки. Для наработки антител гибридомные клетки вводят в перитонеальную полость мышей, через 7-14 дней регистрируют развитие асцитных опухолей.I. Obtaining monoclonal antibodies. BALB / c mice are immunized with a purified preparation of inactivated Puumala virus (strain K-27 / Ufa-85) at a dose of 100 μg / mouse, immunization is carried out in the pads of the hind legs twice with a two-week interval. Cells of the popliteal lymph nodes of immune mice are hybridized with murine myeloma cells of the SP2 / 0 line according to the standard procedure using polyethylene glycol 4000. Hybridoma cells producing specific antibodies are subjected to 2-4-fold cloning by the method of limiting dilutions. Clones of hybridomas with stable antibody production are produced in culture in DMEM (HyClone) supplemented with 5% fetal calf serum. To generate antibodies, hybridoma cells are injected into the peritoneal cavity of mice; after 7-14 days, the development of ascites tumors is recorded.
Асцитные жидкости проверяют на содержание специфических антител методом иммуноферментного анализа. Для этого образцы, содержащие очищенные антигены хантавирусов в концентрации 100 нг/мл в фосфатносолевом буфере (ФСБ), вносят в лунки иммунопанели (Costar, 3018), с последующей инкубацией при 6±2°C - 18 часов. Далее в лунки вносят 3% бычий сывороточный альбумин (БСА) (Sigma, 8159) и панели оставляют в течение 1 ч при комнатной температуре (22±3°C). После отмывания панели (здесь и далее: 5 раз по 5 мин раствором 0,01 М ФСБ + 0,05% Tween-20) в лунки вносят культуральную жидкость гибридомы. После 1 ч контакта при 37°C лунки отмывают и вносят меченные пероксидазой хрена IgG против иммуноглобулинов мыши (Sigma, A4416). В качестве индикаторной системы используют субстрат-индикаторную смесь (ТМБ, Sigma, Т8665). Антитела (IgG) выделяют из асцитных жидкостей аффинной хроматографией на колонке с HiTeap ProteinG (GE Healthcare, 17-0405-03). Очищенные моноклональные антитела стандартизуют по белку (до 1 мг/мл) и далее определяют их специфическую активность методом нейтрализации.Ascitic fluids are checked for the content of specific antibodies by enzyme-linked immunosorbent assay. For this, samples containing purified hantavirus antigens at a concentration of 100 ng / ml in phosphate-buffered saline (PBS) are added to the immunopanel wells (Costar, 3018), followed by incubation at 6 ± 2 ° C for 18 hours. Next, 3% bovine serum albumin (BSA) (Sigma, 8159) was added to the wells and the panels were left for 1 h at room temperature (22 ± 3 ° C). After washing the panel (hereinafter: 5 times for 5 minutes with a solution of 0.01 M PBS + 0.05% Tween-20), hybridoma culture fluid is added to the wells. After 1 h of contact at 37 ° C, the wells are washed and peroxidase-labeled with horseradish IgG against mouse immunoglobulins (Sigma, A4416). As an indicator system use a substrate-indicator mixture (TMB, Sigma, T8665). Antibodies (IgG) are isolated from ascites liquids by affinity chromatography on a HiTeap ProteinG column (GE Healthcare, 17-0405-03). Purified monoclonal antibodies are standardized for protein (up to 1 mg / ml) and then their specific activity is determined by neutralization.
II. Отбор клонов, вырабатывающих нейтрализующие вирус антитела, проводят методом реакции нейтрализации (РН). Образцы моноклональных антител, а также контрольных сывороток в 2-кратных разведениях смешивают в равных объемах с культуральной жидкостью, содержащей 50-100 ФОЕ вирусов Пуумала, Добрава, Хантаан и Сеул. После инкубирования при 6±2°C в течение 18-20 часов вирус-сывороточные смеси по 0,2 мл вносят на монослой клеток VERO-E6, выращенных в 24 луночных панелях (Costar, 3524), и оставляют на контакт при 37°С в течение 1 часа, после чего инокулят удаляют и вносят метилцеллюлозное покрытие. Выживший вирус определяют по методу индикации ФОЕ. Титр вирус-нейтрализующих антител в образце определяют как величину, обратную его разведению, подавляющему 80% ФОЕ. В результате проведенных исследований отобран клон ПУУ/G10, который характеризуется способностью нейтрализовать 50-80 ФОЕ вируса Пуумала в концентрации ≥1 мкг/мл при отсутствии нейтрализующей активности по отношению к другим хантавирусам в концентрации 1000 мкг/мл.II. The selection of clones that produce neutralizing antibodies to the virus is carried out by the method of neutralization reaction (PH). Samples of monoclonal antibodies, as well as control sera in 2-fold dilutions, are mixed in equal volumes with a culture liquid containing 50-100 IU of the viruses of Puumala, Dobrava, Hantaan and Seoul. After incubation at 6 ± 2 ° C for 18-20 hours, 0.2 ml virus-serum mixtures are added to a monolayer of VERO-E6 cells grown in 24 well panels (Costar, 3524) and left to contact at 37 ° C within 1 hour, after which the inoculum is removed and methylcellulose coating is applied. The surviving virus is determined by the method of indicating FOE. The titer of virus-neutralizing antibodies in the sample is determined as the reciprocal of its dilution, which suppresses 80% of the CFU. As a result of the studies, the PUU / G10 clone was selected, which is characterized by the ability to neutralize 50-80 IU of Puumala virus at a concentration of ≥1 μg / ml in the absence of neutralizing activity against other hantaviruses at a concentration of 1000 μg / ml.
III. Конъюгирование иммуноглобулинов из сыворотки крови реконвалесцента ГЛПС-ПУУ с пероксидазой хрена.III. Conjugation of immunoglobulins from serum of the convalescence of HFRS-PUU with horseradish peroxidase.
Растворяют 5 мг пероксидазы хрена с RZ 3,0 в 1 мл 0,3М бикарбонатного раствора и после полного растворения пероксидазы добавляют 0,025 мл 0,32% раствора формальдегида (1:100). Осторожно перемешивают на магнитной мешалке в течение 30 минут при температуре от 15 до 25°C, затем к смеси добавляют 1 мл 0,04 М раствора периодата натрия. По истечении 30 минут перемешивания цвет смеси (коричневый) приобретает зеленоватый оттенок. Добавляют 1 мл 0,16 М раствора этиленгликоля, перемешивают в течение 1 часа. Смесь диализуют против 1 л 0,01 М карбонатно-бикарбонатного буферного раствора (КББ) в течение 16-20 час при температуре (6±2)°C. Параллельно проводят диализ 1,5 мл IgG ПУУ в концентрации 10 мг/мл в тех же условиях. После диализа активированную пероксидазу переносят во флакон, добавляют 1 мл IgG ПУУ, диализованных против КББ, смесь осторожно перемешивают при температуре 18-25°C в течение 2 час. Добавляют 5 мг NaBH4 и оставляют на 2 часа при температуре (6±2)°C. Полученный конъюгат диализуют против 1 л 0,01М ФСБ в течение 16-20 час при температуре 18-25 °С. После диализа конъюгат извлекают из мешка и наносят на колонку (1,6×90 см) с сефадексом G-100, уравновешенную 1М ФСБ. Элюируют тем же буфером (скорость элюции свободная) при температуре (6±2)°C, собирая фракции по 3 мл. Окрашенные фракции фотометрируют при 280 нм и 403 нм. Определяют отношение оптической плотности (ОП) каждой фракции при 403 нм к 280 нм (показатель RZ - ОП 403/ОП280) и отбирают 1-2 пиковые фракции с RZ 0,45-0,6 (оптимум - 0,5). Конъюгат разводят 1:10 в 1%-ном растворе бычьего сывороточного альбумина на 0,1 М ФСБ. Для хранения в жидком виде разводят 1:2 в глицерине и разливают в инсулиновые флаконы.Dissolve 5 mg of horseradish peroxidase with RZ 3.0 in 1 ml of 0.3 M bicarbonate solution and after complete dissolution of peroxidase add 0.025 ml of 0.32% formaldehyde solution (1: 100). Gently stirred on a magnetic stirrer for 30 minutes at a temperature of 15 to 25 ° C, then 1 ml of a 0.04 M sodium periodate solution was added to the mixture. After 30 minutes of mixing, the color of the mixture (brown) takes on a greenish tint. Add 1 ml of 0.16 M ethylene glycol solution, mix for 1 hour. The mixture is dialyzed against 1 l of 0.01 M carbonate-bicarbonate buffer solution (KBB) for 16-20 hours at a temperature of (6 ± 2) ° C. In parallel, dialysis of 1.5 ml of IgG PUC at a concentration of 10 mg / ml under the same conditions. After dialysis, activated peroxidase is transferred into a vial, 1 ml of IgG PUC dialyzed against CBB is added, the mixture is gently stirred at a temperature of 18-25 ° C for 2 hours. Add 5 mg NaBH4 and leave for 2 hours at a temperature of (6 ± 2) ° C. The resulting conjugate is dialyzed against 1 l of 0.01 M FSB for 16-20 hours at a temperature of 18-25 ° C. After dialysis, the conjugate is removed from the bag and applied to a column (1.6 × 90 cm) with Sephadex G-100 balanced with 1M FSB. Elute with the same buffer (free elution rate) at a temperature of (6 ± 2) ° C, collecting 3 ml fractions. The colored fractions are photometri at 280 nm and 403 nm. The ratio of the optical density (OD) of each fraction at 403 nm to 280 nm is determined (RZ = OD 403 / OD280) and 1-2 peak fractions with RZ 0.45-0.6 (optimum 0.5) are selected. The conjugate is diluted 1:10 in a 1% solution of bovine serum albumin to 0.1 M FSB. For storage in liquid form, dilute 1: 2 in glycerol and pour into insulin vials.
Иммуноферментная тест-система «ХАНТА-ПУУ», сконструированная по предлагаемому способу, обладает следующими достоинствами:The enzyme immunoassay system "HANTA-PUU", designed according to the proposed method, has the following advantages:
1) видовой специфичностью, проявляющейся в том, что тест-система «ХАНТА-ПУУ» выявляет исключительно вирус Пуумала;1) species specificity, manifested in the fact that the “HANTA-PUU” test system exclusively detects the Puumala virus;
2) антигенной специфичностью, проявляющейся в том, что тест-система «ХАНТА-ПУУ» выявляет исключительно эпитопы белка, обладающего протективной активностью, в частности, способностью активизировать гуморальное звено иммунитета, индуцируя выработку нейтрализующих антител;2) antigenic specificity, manifested in the fact that the HANTA-PUU test system exclusively identifies epitopes of a protein with protective activity, in particular, the ability to activate the humoral immunity, inducing the production of neutralizing antibodies;
3) с одинаковой чувствительностью выявляются антигены как живого, так и инактивированного формалином вируса.3) antigens of both live and formalin inactivated virus are detected with equal sensitivity.
Принципиальное отличие предлагаемой тест-системы «ХАНТА-ПУУ» от иммуноферментной тест-системы "Хантагност", выпускаемой ФГУП ПИПВЭ им. М.П.Чумакова согласно ТУ 9388-016-01895045-2010, является способность выявлять исключительно эпитопы поверхностного белка вируса Пуумала, являющиеся индуктором нейтрализующих антител. Определяющим технологическим решением поставленной задачи является получение специфических вирус-нейтрализующих мАТ. Дополнительным контролем специфичности выявления антигенов вируса Пуумала, является использование в качестве вторичных (выявляющих) антител к этому вирусу иммуноглобулинов из сывороток крови реконвалесцентов ГЛПС-ПУУ. Тест-система «ХАНТА-ПУУ» позволяет с одинаковой чувствительностью выявлять антигены как живого, так и инактивированного формалином вируса, что важно с точки зрения оценки специфической активности инактивированных вакцинных препаратов на технологических этапах их производства.The fundamental difference between the proposed test system "HANTA-PUU" from the enzyme immunoassay system "Khantagnost" produced by FSUE PIPVE named after MP Chumakova according to TU 9388-016-01895045-2010, is the ability to detect exclusively epitopes of the surface protein of the Puumala virus, which are an inducer of neutralizing antibodies. The determining technological solution to the problem is to obtain specific virus-neutralizing mAbs. An additional control of the specificity of detecting Puumala virus antigens is the use of immunoglobulins from serum HFRS-PUU as blood serum (secondary) antibodies to this virus. The HANTA-PUU test system allows identifying antigens of both live and formalin inactivated viruses with the same sensitivity, which is important from the point of view of assessing the specific activity of inactivated vaccine preparations at the technological stages of their production.
Пример 1.Example 1
Для определения протективного белка вируса Пуумала в образцах вакцинного полуфабриката (концентрат вируссодержащей культуральной жидкости, очищенный концентрат, инактивированный формалином концентрат) применяют тест-систему «ХАНТА-ПУУ». В лунки иммунопанели вносят мАТ ПУУ/G10 в концентрации 1 мкг/мл в КББ. После контакта в течение 12-18 часов при температуре (6±2)°C в лунки вносят 3% БСА и панели оставляют в течение 1 ч при комнатной температуре. Во вспомогательной панели готовят двукратные разведения исследуемых образцов на ФСБ. После отмывания панели (как описано выше) в лунки вносят исследуемые образцы. После 2-х часового контакта при 37°C лунки отмывают, вносят пероксидазный конъюгат и инкубируют панели 1 ч при 37°C. После отмывки в лунки панели вносится ТМБ (Sigma, T8665) и через 20 мин проводят учет опыта, определяя оптическую плотность в лунках панели с помощью спектрофотометра при длине волны 450. За титр антигена принимают конечное разведение образца, для которого отношение оптической плотности в лунке со специфическим иммуноглобулином превышает показатель оптической плотности с нормальным иммуноглобулином в 2,1.To determine the protective protein of the Puumala virus in vaccine semi-finished samples (concentrate of virus-containing culture fluid, purified concentrate, formalin inactivated concentrate), the HANTA-PUU test system is used. Into the immunopanel wells, MAT PUU / G10 was added at a concentration of 1 μg / ml in KBB. After contact for 12-18 hours at a temperature of (6 ± 2) ° C, 3% BSA is added to the wells and the panels are left for 1 h at room temperature. In the auxiliary panel, double dilutions of the test samples on the FSB are prepared. After washing the panel (as described above), the test samples are introduced into the wells. After 2 hours of contact at 37 ° C, the wells are washed, the peroxidase conjugate is added and the panels are incubated for 1 hour at 37 ° C. After washing, TMB is introduced into the wells of the panel (Sigma, T8665) and after 20 min the experiment is measured by determining the optical density in the panel wells using a spectrophotometer at a wavelength of 450. The final dilution of the sample for which the optical density ratio in the well is specific immunoglobulin exceeds the optical density with a normal immunoglobulin of 2.1.
С целью определения чувствительности метода приводятся данные по содержанию живого вируса в образцах. Для контроля специфичности тест-системы «ХАНТА-ПУУ» использован концентрат культуральной жидкости клеток VeroE6, являющихся субстратом для размножения вируса, а также пиковые по целевому белку фракции очищенных концентратов вирусов ДОБ, СЕУ, ХТН. Результаты, приведенные в таблице 1, свидетельствуют:In order to determine the sensitivity of the method, data on the content of live virus in the samples are presented. To control the specificity of the KHANTA-PUU test system, we used a VeroE6 cell culture fluid concentrate, which is a substrate for virus propagation, as well as peak fractions of purified virus concentrates DOB, CEU, and CTN on the target protein. The results are shown in table 1, indicate:
1) иммуноферментная тест-система «ХАНТА-ПУУ» выявляет исключительно антигены вируса Пуумала в титрах, пропорциональных титру вируса, и не выявляет антигены вирусов Добрава, Хантаан и Сеул;1) the enzyme immunoassay system “HANTA-PUU” identifies exclusively the antigens of the Puumala virus in titers proportional to the titer of the virus and does not detect the antigens of the viruses Dobrava, Khantaan and Seoul;
2) инактивирование вируса формалином (0,25%) не влияет на чувствительность и специфичность определения антигенов оболочечного белка GN:GC вируса Пуумала.2) inactivation of the virus with formalin (0.25%) does not affect the sensitivity and specificity of the determination of antigens of enveloped protein G N : G C of the Puumala virus.
Ближайший аналогThe closest analogue
СОВMETHOD FOR OBTAINING DIAGNOSTIC MA HANTAVIR
OWL
Claims (1)
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
RU2013115993/10A RU2565543C2 (en) | 2013-04-10 | 2013-04-10 | Method of obtaining immunoenzymatic test system for determination of epitopes of envelope protein of puumala virus with protective orientation in vaccine preparations against haemorrhagic fever with renal syndrome |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
RU2013115993/10A RU2565543C2 (en) | 2013-04-10 | 2013-04-10 | Method of obtaining immunoenzymatic test system for determination of epitopes of envelope protein of puumala virus with protective orientation in vaccine preparations against haemorrhagic fever with renal syndrome |
Publications (2)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
RU2013115993A RU2013115993A (en) | 2014-10-20 |
RU2565543C2 true RU2565543C2 (en) | 2015-10-20 |
Family
ID=53380086
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
RU2013115993/10A RU2565543C2 (en) | 2013-04-10 | 2013-04-10 | Method of obtaining immunoenzymatic test system for determination of epitopes of envelope protein of puumala virus with protective orientation in vaccine preparations against haemorrhagic fever with renal syndrome |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
RU (1) | RU2565543C2 (en) |
Citations (3)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
US20040053216A1 (en) * | 1999-01-29 | 2004-03-18 | Hooper Jay W. | DNA vaccines against hantavirus infections |
US20080108051A1 (en) * | 2004-06-18 | 2008-05-08 | Nguyen Steve H | Methods and Reagents for Diagnosing Hantavirus Infection |
RU2008125435A (en) * | 2008-06-25 | 2009-12-27 | Общество с ограниченной ответственностью Научно-производственная компания "Патфайндер" (RU) | HIGH-SPECIFIC TEST SYSTEM FOR DETECTING CLASS "M" ANTIBODIES TO THE NUCLEOXAID ANTIGEN OF HANTAVIRUS SEROTYPE PUMUMAL, AN EXCEPTION OF HEMORRHAGIC FEVER, NECESSARY |
-
2013
- 2013-04-10 RU RU2013115993/10A patent/RU2565543C2/en active IP Right Revival
Patent Citations (3)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
US20040053216A1 (en) * | 1999-01-29 | 2004-03-18 | Hooper Jay W. | DNA vaccines against hantavirus infections |
US20080108051A1 (en) * | 2004-06-18 | 2008-05-08 | Nguyen Steve H | Methods and Reagents for Diagnosing Hantavirus Infection |
RU2008125435A (en) * | 2008-06-25 | 2009-12-27 | Общество с ограниченной ответственностью Научно-производственная компания "Патфайндер" (RU) | HIGH-SPECIFIC TEST SYSTEM FOR DETECTING CLASS "M" ANTIBODIES TO THE NUCLEOXAID ANTIGEN OF HANTAVIRUS SEROTYPE PUMUMAL, AN EXCEPTION OF HEMORRHAGIC FEVER, NECESSARY |
Non-Patent Citations (1)
Title |
---|
FREDRIK ELGH et al., Serological Diagnosis of Hantavirus Infections by an Enzyme-Linked Immunosorbent Assay Based on Detection of Immunoglobulin G and M Responses to Recombinant Nucleocapsid Proteins of Five Viral Serotypes, JOURNAL OF CLINICAL MICROBIOLOGY, May 1997, Vol. 35, No. 5, p. 1122–1130 * |
Also Published As
Publication number | Publication date |
---|---|
RU2013115993A (en) | 2014-10-20 |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
Rajendran et al. | Analysis of anti-influenza virus neuraminidase antibodies in children, adults, and the elderly by ELISA and enzyme inhibition: evidence for original antigenic sin | |
To et al. | High titer and avidity of nonneutralizing antibodies against influenza vaccine antigen are associated with severe influenza | |
Sangster et al. | B cell response and hemagglutinin stalk-reactive antibody production in different age cohorts following 2009 H1N1 influenza virus vaccination | |
Scharf et al. | Immunoglobulin G3 from polyclonal human immunodeficiency virus (HIV) immune globulin is more potent than other subclasses in neutralizing HIV type 1 | |
Tesini et al. | Broad hemagglutinin-specific memory B cell expansion by seasonal influenza virus infection reflects early-life imprinting and adaptation to the infecting virus | |
Yamanaka et al. | Infection-enhancing and-neutralizing activities of mouse monoclonal antibodies against dengue type 2 and 4 viruses are controlled by complement levels | |
JP3514729B2 (en) | Method for measuring hepatitis C virus | |
Huang et al. | Structure–function analysis of neutralizing antibodies to H7N9 influenza from naturally infected humans | |
JP2021177184A (en) | Method and kit for immunologically detecting mycoplasma pneumoniae | |
Abreu et al. | IgA responses following recurrent influenza virus vaccination | |
Li et al. | Development of a colloidal gold-based immunochromatographic strip for rapid detection of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 spike protein | |
Kurup et al. | Rabies virus-based COVID-19 vaccine CORAVAX™ induces high levels of neutralizing antibodies against SARS-CoV-2 | |
CN111925436B (en) | Monoclonal antibody of African swine fever virus P30 protein and application thereof | |
Whitbeck et al. | Repertoire of epitopes recognized by serum IgG from humans vaccinated with herpes simplex virus 2 glycoprotein D | |
Vanhove et al. | High neutralizing potency of swine glyco‐humanized polyclonal antibodies against SARS‐CoV‐2 | |
Wang et al. | A neutralizing monoclonal antibody-based competitive ELISA for classical swine fever C-strain post–vaccination monitoring | |
Thornlow et al. | Altering the immunogenicity of hemagglutinin immunogens by hyperglycosylation and disulfide stabilization | |
CN106771181A (en) | A kind of bird flu H7N9 hemagglutinin HA antigens detect ELISA kits and detection method | |
Ryu et al. | Outbreaks of mumps: an observational study over two decades in a single hospital in Korea | |
Zimmerman et al. | mRNA vaccine boosting enhances antibody responses against SARS-CoV-2 Omicron variant in individuals with antibody deficiency syndromes | |
Damle et al. | Diagnostic potential of monoclonal antibodies against the capsid protein of chikungunya virus for detection of recent infection | |
CN112745387B (en) | Anti-porcine Seneca valley virus monoclonal antibody and application thereof | |
CN105542000B (en) | Monoclonal antibody and application thereof | |
Canelle et al. | Evaluation of potential immunogenicity differences between Pandemrix™ and Arepanrix™ | |
CN115947835B (en) | Antibody targeting influenza B virus nucleoprotein and application thereof |
Legal Events
Date | Code | Title | Description |
---|---|---|---|
HZ9A | Changing address for correspondence with an applicant | ||
PC43 | Official registration of the transfer of the exclusive right without contract for inventions |
Effective date: 20190301 |
|
MM4A | The patent is invalid due to non-payment of fees |
Effective date: 20190411 |
|
NF4A | Reinstatement of patent |
Effective date: 20210601 |
|
PD4A | Correction of name of patent owner |