EP2237885A1 - Verfahren und vorrichtung zur automatisierten prozessierung einer probe - Google Patents

Verfahren und vorrichtung zur automatisierten prozessierung einer probe

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EP2237885A1
EP2237885A1 EP09707162A EP09707162A EP2237885A1 EP 2237885 A1 EP2237885 A1 EP 2237885A1 EP 09707162 A EP09707162 A EP 09707162A EP 09707162 A EP09707162 A EP 09707162A EP 2237885 A1 EP2237885 A1 EP 2237885A1
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EP
European Patent Office
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vessel
filter
chamber
microfluidic system
pumped
Prior art date
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Withdrawn
Application number
EP09707162A
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English (en)
French (fr)
Inventor
Thomas Rothmann
Ralf Himmelreich
Thomas Laue
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Qiagen GmbH
Original Assignee
Qiagen GmbH
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Publication date
Application filed by Qiagen GmbH filed Critical Qiagen GmbH
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Publication of EP2237885A1 publication Critical patent/EP2237885A1/de
Withdrawn legal-status Critical Current

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    • B01L7/00—Heating or cooling apparatus; Heat insulating devices
    • B01L7/52—Heating or cooling apparatus; Heat insulating devices with provision for submitting samples to a predetermined sequence of different temperatures, e.g. for treating nucleic acid samples

Definitions

  • the invention relates to a method and a device for processing a biological sample. Processing for the purposes of the present invention includes the binding, washing and elution of biomolecules of the biological sample.
  • the processing of biological materials is z.
  • biomolecules such as nucleic acids or proteins.
  • a widely known method of purifying the biomolecules is based on the steps of making the contents of a biological sample ("lysis") available, selectively binding the components of the contents of the biological sample to or on a solid support or carrier material ("binding"). removing undesired constituents from the solid support or support material (“washing”) and dissolving the desired constituent (“elution").
  • filter elements which are formed, for example, of silica gel, and which on the one hand are porous or matrix-like, in order to allow a liquid to pass through the filter element, and on the other hand, have a surface to which the biomolecules bind in a specific or nonspecific process.
  • biomolecules on filter elements are simply retained by the effect of size exclusion. If a fluid containing a biomolecule such as. B. contains a nucleic acid, passes through the filter element, remain in any case, the Biomokeküle or a part thereof in the filter element, while the rest passes through the filter element.
  • an elution liquid eg, nuclease-free water
  • a vessel which is either arranged in individual vessels having an inlet opening and an outlet opening, or which are arranged in multiwell plates.
  • the filter elements are processed either with centrifuges ("spin format") or with devices based on vacuum technology.
  • Individual vessels having an entrance opening and an exit opening, which have a membrane and which can be used in a centrifuge are also known as columns, centrifuge columns, filter vessels, chromatography columns, columns, spin columns or single spin columns " known.
  • the advantages of the centrifuge method over the vacuum based methods are a higher degree of purity, a higher concentration and a lower risk of cross-contamination.
  • the best results for the purification of the biomolecules can be achieved in terms of quality and concentration with the single spin columns, which are processed under a high gravitational field (> 10,000 xg), as there is minimal cross-contamination and maximum Recovery of the desired substance in Elutionsflüssikeit from the membrane is possible.
  • a disadvantage is the labor-intensive manual handling of the centrifuge columns, which increases the risk of error and the time for processing, especially if different samples are to be treated or processed simultaneously.
  • a higher level of standardization and automation as well as higher throughput can be achieved by using multiwell plate formats.
  • the biological sample is added to the top of the vessel. Subsequently, the respectively provided solution is added, so z. B. first a lysis buffer to unlock the sample. If the sample has been digested, the lysis buffer is sucked down out of the vessel. The lysate contains chemical / physical conditions that cause binding of the nucleic acid to the support material. The digested sample (lysate) is then washed and eluted.
  • wash buffers are added from above into the vessel and aspirated down out of the vessel or centrifuged.
  • the wash buffer maintains this binding while at the same time washing unwanted cell constituents out of the membrane.
  • Wash buffers usually contain ethanol.
  • Ethanol causes a binding of nucleic acid to a membrane acting as a filter element.
  • a membrane serving as a filter has a certain dead volume of, for example, 40 ⁇ l. It can not be prevented that always a corresponding amount of Ethano! remains in the filter.
  • ethanol contributes undesirably to binding.
  • ethanol can also falsify the result of a later analysis.
  • ethanol is first removed, for example, by centrifuging the vessel. The ethanol escapes from the membrane and can be removed downwards. Following this, the membrane is sufficient free from ethanol.
  • ethanol can be removed from the membrane by means of vacuum and heat.
  • nucleic acid To resuspend the nucleic acid from the membrane is eluted. This is done regularly with water or a weakly saline aqueous pH-stabilized solution, following the elution, the nucleic acid can be removed through the membrane from the vessel downwards.
  • a problem with this prior art is that the vessel or a device with this vessel must be opened again and again, such as the publication "QIAamp® DNA Mini and Blood Mini Handbook, Second Edition, November 2007 (see http: // www. qiage ⁇ .com / HB / QIAampDNAMiniAndDNABIoodMiniKit_EN). It can thus escape sample to the outside. It threatens an undesirable contamination.
  • the digestion of a biological sample is carried out in a second, more suitable vessel, so as to unlock particularly effective. If the biological sample has been digested in a second vessel, it is subsequently filled into the vessel with the filter element, ie into a column, and processed. Transferring further increases the risk of contamination.
  • US 6,060,022 discloses an automated sample processing system incorporating an automated centrifuge apparatus.
  • US 5,166,889 describes a blood collection system in which a plurality of direct access jerry cans are positioned in a carrier wheel.
  • US 2004/0002415 describes an automated centrifuge system for automatically centrifuging liquids containing biological material, such as nucleic acids, in a general centrifuge.
  • WO 2005/01 9836 describes an apparatus for processing liquid samples.
  • WO 001 38046 describes an automated device for Loading a centrifuge, in which columns of the centrifuge are presented via an automated routing system.
  • EP 1 22772 describes a chemical manipulator for use with reaction vessels.
  • GB 2 235 639 describes a centrifuge with a surrounding the surrounding vessel Schutzmante!.
  • WO 2006/042838 A1 a single-use cartridge with a system of microchannels and microcavities for a given process sequence after sample taking is proposed.
  • An apparatus for processing biological material is known from DE 10 2006 027 680 A1.
  • DE 102005053463 A1 discloses a reaction unit comprising a lower and an upper part for pipetting liquids, wherein the lower part consists of a reaction cavity with a permeable filter grid insert and the upper part represents a reaction cavity, which can be fixed to the lower part and a recess or includes a sleeve for receiving a magnet. Nucleic acids are bound to magnetic particles.
  • Microfluidic systems are advantageous for the integration of complex processes in closed systems (lysis, sample preparation, amplification, detection). This need for closed systems arises in the diagnostic environment where cross-contamination must be avoided. Cross-contamination can be particularly severe when using very sensitive detection methods (eg PCR - polymerase chain reaction, ie a method that can be duplicated in a chain reaction smallest amounts of a DNA section.) Furthermore, the integration of the procedures operator errors are avoided.
  • the document US 2004/0229349 discloses a microfluidic system for the handling and / or detection of particles such as cells or glass beads. According to the fifth example disclosed in this document, a microfluidic system includes a supply channel and a channel. for waste, which are connected to each other via filter channels.
  • Particles enter the filter channels via the feed channel.
  • the particles such as red blood cells, are retained by filters located in the filter channels. Liquid, however, can still pass from the Zu Installationskanai on the filter channels in the waste channel.
  • the particles are finally transported out of the filter channels into an accession area. It is not known from document US 2004/0229349 to introduce buffers used for the processing by an inflow or outflow through a filter of a vessel into the vessel with a biological sample located therein.
  • EP 1 382 075 A1 discloses an extraction device with a filter unit for automatically carrying out the processing (binding-washing-eluting) of nucleic acids. The user then applies a previously lysed sample to the filter unit. The passage of the sample over the Filtermembr ⁇ n can be done by vacuum. Subsequent washing solutions are automatically dispensed and vacuumed across the membrane. The elution step is carried out after addition of an elution buffer in the same form. For reasons mentioned below, this device is not suitable for connection to a microfluidic system if the vessel volume is to be large.
  • a closable or closed container which is provided with a filter.
  • the filter can consist of a silica gel.
  • a biological sample is placed in the container and the container is preferably closed.
  • the biological sample may already be digested.
  • the sample placed in the container can only be digested in the container when carrying out the processing.
  • Below the filter is an inflow or outflow for Liquid provided.
  • liquids located in the container are not only sucked out through the filter and passed on via the inflow and outflow, but liquids required for processing are also pumped through the filter into the container. Since only one line is needed for automated processing, the container can be relatively easily connected to a microfluidic system.
  • a microfluidic system is a closed system with which a biological sample can be automated or semiautomatically prepared and / or analyzed.
  • a microfluidic system according to the invention consists essentially of a flat substrate which is provided with channels, chambers and valves.
  • the substrate is preferably only a few cm wide and long, for example, at most 1 0 cm wide and long and has, for example, the base of a bank card.
  • the substrate may already comprise miniaturized pumps.
  • the vessel volume is in particular at least 150 .mu.l, preferably at least 0.5 ml, more preferably at least 1 ml. Preferably, the vessel volume is at most 3 ml.
  • a biological sample in the container with a lysis buffer, as well as a solution.
  • the lysis buffer is then also fed via the inflow or outflow through the filter through the vessel so as to be able to automatically perform the digestion of the cells.
  • the lysis buffer is aspirated through the filter through the inlet or outlet. This leaves an open-celled sample in the vessel, ie nucleic acid, which usually adheres to the filter.
  • the biological sample is digested in the vessel in which it is subsequently processed, a transfer of the biological sample from one vessel to a second one can be avoided. The risk of contamination is reduced accordingly.
  • ethanol is subsequently introduced into the vessel, preferably via the inlet or outlet. It is at this time lysis buffer and sample in the vessel. Ethanol also contributes to the digestion. Crucially, however, the ethanol causes the nucleic acid to bind more strongly to the filter. If lysis buffer, together with ethanol, is completely pumped out via the filter as well as the inflow and outflow, the nucleic acid of the digested sample remains behind.
  • Both the vessel, the filter element or the Füter, as well as the leads are then as far as possible free of lysis buffer and Eth ⁇ ol. following this, one or more wash buffers are pumped into the vessel from below.
  • the filter together with the digested biological sample is washed in this way, and in turn preferably by repeated feeding and aspiration of washing buffer, so that turbulences are generated in the vessel.
  • the digested sample or nucleic acid is thereby purified and indeed particularly reliable when turbulences are generated in the aforementioned manner. Fats, lipids and proteins are removed by washing.
  • wash buffer or the last used wash buffer are again completely sucked out of the vessel and the inflow and outflow.
  • ethanol is first removed.
  • ethanol is removed by applying heat as well as by creating a vacuum in the vessel to avoid mechanical movements that could damage a connected microfluidic system.
  • elution liquid that is, for example, water or slightly saline water is pumped from below through the filter into the vessel, preferably sucked back and pumped through again so as not only to bring elution into the vessel, but also to create turbulence.
  • swirling increases the efficiency of desorption of the nucleic acids. It is thus possible to increase the yield compared to the prior art, in which the various liquids or solutions are filled in the context of the processing from above into a vessel with filter element and sucked down.
  • FIG. 1 shows a first example of a device according to the invention, namely a section through a vessel 1, which is connected to a microfluidic system 2 via an inlet or outlet 3.
  • the inflow and outflow is formed by a hollow needle 3 with a filter 1 0 therein.
  • Channels 4 of the microfluidic system and the hollow needle 3 have a Diameter of not more than 1 mm.
  • the microfluidic system also includes valves 5 and ⁇ and / or pumps to meter liquid metered into the vessel 1 or to be able to aspirate liquid from the vessel.
  • the base of the vessel is formed by a rubber membrane 7. With the hollow needle 3, the membrane 7 is pierced and thus the microfluidic system connected to the vessel 1.
  • the hollow needle 3 has a filter membrane 10 in the interior. Liquid that passes from the vessel 1 in the microfluidic system 2 or vice versa, passes through the filter 1 0 mandatory.
  • the vessel 1 comprises a cover 8 with pressure equalization, with which the vessel can be closed at the top.
  • the pressure compensation is ensured by a semi-permeable, hydrophobic membrane.
  • PTFE membranes also known as GoreTex membrane
  • GoreTex membrane from Gore can be used for this purpose. Due to the pressure compensation, a (too high) underpressure or overpressure in the vessel is avoided.
  • the vessel tapers in a funnel shape toward the membrane 7 in order to be able to aspirate liquid as completely as possible from the vessel downwards.
  • Heating elements 9 are on the outside of the vessel 1.
  • the upper diameter of the vessel may be a few centimeters, for example 2 cm.
  • the vessel may be a few centimeters high, for example 2.5 cm.
  • the vessel volume can be a few ml, for example 800 ⁇ l to 5 ml.
  • a spin Colurmn such as the company Qiagen from Hilden, Germany, are used.
  • a glass fiber fabric can be used with a Pore ⁇ lect of for example 0.7 .mu.m to 4 .mu.m.
  • the vessel may consist of a plastic.
  • a sample is filled from above into the vessel 1. This can be done with the aid of a pipette with the lid open or with an adapter in the lid, for example a Luer adapter. But the lid 8 can also be pierced with a needle, so as a biological sample in the To bring vessel.
  • the lid may contain a rubber septum which is pierced.
  • the commercially available QIAGEN lysis buffer AL is expediently pumped into the vessel 1 via a first feeding channel and via the inflow or outflow or hollow needle 3, for example and intensively mixed with the sample by pumping and suctioning the liquid level in the vessel 1 is raised and lowered. This creates due to the membrane 6 strong turbulence in the vessel.
  • the second, then temporarily open valve 6 is sucked through and pumped in alternation with it through the first, open at a given time valve 5 through liquid into the vessel.
  • ethanol as a binding mediator is pumped through the valve 5 into the vessel 1.
  • the lysate is thus mixed with the ethanol (EtOH).
  • the valve 5 After mixing the lysate with the ethanol, the valve 5 is closed, the valve 6 is opened and generates a negative pressure in the channel with the valve 6. This pulls the lysate over the filter 1 0. The liquid is thus sucked out of the vessel 1. Nucleic acids are bound to the filter 10.
  • the valve 6 is closed and the valve 1 is opened.
  • AW2 can be pumped into the vessel.
  • the valve 5 is closed, the valve ⁇ open and the suction of the wash buffer from the vessel 1 over it.
  • the washing buffer AW1 is pumped into the vessel in the same way and sucked off again.
  • the order of the washing buffers used can be changed.
  • After complete pumping out of the wash buffer through the Ventii ⁇ through the vessel 1 is heated by means of the heating elements 9 and the heated air is pumped through the open valve 6 therethrough. Ethanol is thus almost completely removed from the filter. Heating to 60 a C is sufficient. If the vessel volume is 1 ml, 500 ⁇ l of buffer are generally sufficient to carry out the method.
  • the elution buffer can advantageously be pumped into a PCR chamber 1 1 of the microfluidic system in order to dissolve dried PCR reagents contained therein so as to quickly and easily carry out a PCR.
  • the volume of the PCR is typically 50-100 ⁇ l and is thus substantially smaller than the volume of the vessel 1.
  • a lid 8 does not necessarily have to be provided. Instead, the membrane closure 7 can close an opening through which the vessel 1 is filled with a biological sample.
  • a means for bringing about pressure equalization can also be provided laterally instead of in the area of the lid 8, for example.
  • a means for the creation of a pressure equalization in the vessel 1 is not absolutely necessary, and especially not if the vessel is always only partially filled with liquid.
  • the membrane After removal of the washing buffer, the membrane is dried under vacuum from below (4 min at -800 mbar).
  • the DNA is now eluted with 50 ⁇ l buffer AE.
  • the volume is supplied with a 1 ml syringe, and by moving the syringe plunger back and forth for 30 sec, the DNA is eluted from the membrane.
  • the whole egguat is sucked back into the syringe and transferred to a 1.5 ml microtube reaction tube in order to carry out manual quantitative and qualitative analyzes.
  • nucleic acids were electrophoresed on an agarose gel. After separation, the nucleic acid fragments were stained in an ethidium bromide-containing water bath, illuminated on a UV light panel and scanned by a Fofo documentation system. The genomic DNA can be seen as a bright band in the upper third of FIG. 2a.
  • Figures 2 and 3a and 3b show the analysis data of the experiments described.
  • Figure 2 relates to agarose gel.
  • the intensity in other words the luminous intensity (number and width of white pixels) of a band in FIG. 2, is a measure of the quantity.
  • the location and characteristics of the gangs is a measure of quality.
  • the gel confirms that comparable concentrations are obtained regardless of whether according to the The prior art manual or according to the claimed method is used.
  • Figures 3a and 3b relate to agarose gel after PCR.
  • the bands in the column "Ref.” Refer to the comparisons carried out according to the prior art
  • the bands in the spaite "A" relate to the experiments carried out according to the invention.
  • Different volumes of eluate of the samples in a PCR were used, namely I ul eluate ( Figure 3a) and 1 ⁇ l eluate ( Figure 3b) and then separated on an agarose gel, the bands in the center (vertically) show the amplified nucleic acid.
  • the success of 10 ⁇ l eluate output shows that the quality of the nucleic acid does not inhibit the PCR.
  • the PCR does not work with 10 ⁇ l of the egguate squared volume because inhibitory molecules are present as an impurity in the eluate and cause drastic effects if the eluate output volume in the PCR is increased.
  • Figure 4 shows an alternative Austechnologieu ⁇ gsform with an inlet 3a and a drain 3b, which are each designed as a hollow needle. Inflow and outflow are close together. Therefore, in this embodiment, it is also very easily possible to connect the relatively large vessel (1) with a microfluidic system, so a large vessel volume provide.
  • the vessel volume is relatively large, in particular, if it is at least twice as large, preferably at least three times as large as the volume of the largest chamber, which is integrated into the microfluidic system. So then, for example, the volume of the vessel 1 is at least twice, preferably at least three times as large as the volume of the PCR camera 1 1 shown.
  • FIG. 5 shows a further example of a device for carrying out the method according to the invention.
  • a chamber I a is firmly connected.
  • the chamber I a is preferably relatively small to an associated vessel 1.
  • the volume of the vessel 1 is at least twice as large as the volume of the chamber I a.
  • a filter 10 In the chamber I a there is a filter 10. Below the filter 10, there is an inflow or outflow 1 3, can be passed through the liquid from the microfiuidischen system 2 in the chamber I a and vice versa.
  • the chamber I a a hollow needle 1 2, with a Gummiseptum or a membrane 7 of the vessel 1 can be pierced so as to connect between the chamber I a and the vessel 1 to create.
  • This embodiment has the advantage over the embodiment shown in FIG. 1 that the filter element 110 can easily have a relatively large surface since the filter element is not located in a thin hollow needle but in a much wider vessel.
  • the larger Fiiterober Design has a favorable effect on the implementation of
  • the embodiment shown in FIG. 5 has the advantage over an embodiment shown in the following FIG. 6 that a vessel or chamber firmly mounted on the microfluidic system can be relatively small. The good handling of the microfluidic system is less affected by the applied vessel or the applied chamber. Otherwise, the embodiment shown in FIG. 5 functions in the same way as the embodiment shown in FIG.
  • FIG. 1 shows the case that the vessel 1 is firmly connected to the microfluidic system 2 via an inflow or outflow 1 3.
  • a relatively large-area filter element 10th is located near the inflow or Abfiuss 13, a relatively large-area filter element 10th
  • the method according to the invention can also be applied to proteins.

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Abstract

Die Erfindung betrifft ein Verfahren und eine Vorrichtung zur Prozessierung einer biologischen Probe. Prozessierung im Sinne der vorliegenden Erfindung umfasst das Binden, das Waschen sowie die Elution von Biom olekülen der biologischen Probe. Es ist Aufgabe der Erfindung, ein Verfahren und eine Vorrichtung für die automatische Prozessierung biologischer Proben bereitzustellen, die ein relativ großes Volumen haben können und die von einem mikrof luidischen System weiter verarbeitet werden. Zur Lösung der Aufgabe wird ein verschließbarer oder verschlossener Behälter (1) verwendet, der mit einem Filter (10) versehen ist. Eine biologische Probe wird in den Behälter gebracht. Unterhalb des Filters ist ein Zu - bzw. Abfluss (4) für Flüssigkeit vorgesehen. Für die Durchführung der Prozessierung werden im Behälter befindliche Flüssigkeiten nicht nur durch den Filter hindurch abgesaugt und über den Zu - bzw. Abfluss weitergeleitet, sondern hierüber werden für die Prozessierung benötige Flüssigkeiten auch durch den Filter hindurch in den Behälter gepumpt. Da nur eine Leitung für eine automatisierte Prozessierung benötigt wird, kann der Behälter relativ einfach mit einem mikrof luidischen System verbunden werden.

Description

Verfahren und Vorrichtung zur automatisierten Prozessierung einer Probe
Die Erfindung betrifft ein Verfahren und eine Vorrichtung zur Prozessierung einer biologischen Probe. Prozessierung im Sinne der vorliegenden Erfindung umfasst das Binden, das Waschen sowie die Elution von Biomoleküien der biologischen Probe.
Das Verarbeiten von biologischen Materialien wird z. B. auf dem Gebiet des Extrahierens und/oder des Reinigens von Biomolekülen wie Nukleinsäuren oder Proteinen angewendet. Beispielsweise basiert eine weit bekannte Methode des Reinigens der Biomoleküle auf den Schritten des Zugänglichmachens des Inhalts einer biologischen Probe ("Lyse"), des selektiven Bindens der Bestandteile des Inhalts der biologischen Probe an oder auf einem festen Stütz- oder Trägermaterial ("Binden"), des Beseitigens unerwünschter Bestandteile vom festen Stütz- oder Trägermaterial ("Waschen"), und des Lösens des gewünschten Bestandteils ("Elution").
Um ein gewünschtes Absorbieren und Desorbieren während der Aufreinigung der Biomoleküle zuzulassen, sind spezielle Filterelemente entwickelt worden, die z.B. aus Silica-Gel gebildet sind, und die einerseits porös oder Matrix- artig sind, um eine Flüssigkeif durch das Filterelement hindurch gelangen zu lassen, und die andererseits eine Oberfläche haben, an die die Biomoleküle in einem spezifischen oder unspezifischen Prozess binden. In anderen Reinigungsverfahren werden Biomoleküle auf Filterelementen einfach durch den Effekt des Größenausschlusses zurückgehalten. Wenn eine Flüssigkeit, die ein Biomoiekül wie z. B. eine Nukleinsäure enthält, durch das Filterelement hindurch tritt, bleiben in jedem Fall die Biomokeküle oder ein Teil davon in dem Filterelement, während der Rest durch das Filterelement hindurch gelangt. Des Weiteren wird, um das Biomolekül aus dem Filterelement zu gewinnen, eine Eiutionsflüssigkeit, z.B. Nuklease-freies Wasser, zum Desorbieren des Biomoleküls auf das Filterelement geführt. Auf diese Weise wird das gewünschte Biomolekül von dem Filferelement gelöst (eluiert), und in einem Gefäß aufgefangen. Solche Filterelemente werden häufig als Membranen ausgelegt, die entweder in einzelnen Gefäßen angeordnet sind, die eine Eingangsöffnung und eine Ausgangsöffnung haben, oder die in Multiwell-Platten angeordnet sind. Die Filterelemente werden entweder mit Zentrifugen ("spin format"), oder mit auf Vakuum- Technologie basierenden Apparaten prozessiert. Einzelne Gefäße mit einer Eingangsöffπung und einer Ausgangsöffnung, die eine Membran haben und die in einer Zentrifuge benutzt werden können, sind auch als Säulen, Zentifugensäul(ch)en, Filtergefäße, Chromatographiesäulen, „columns", „spin columns" oder „Single spin columns" bekannt.
Im Allgemeinen sind die Vorteile des Zentrifugenverfahrens gegenüber den Vakuum basierten Methoden ein höherer Reinheitsgrad, eine höhere Konzentration und ein niedrigeres Risiko der Kreuzkontamiπierung. Im Allgemeinen können die besten Resultate für die Reinigung der Biomoleküle hinsichtlich der Qualität und der Konzentration mit den Zentrifugensä ulen (Single spin columns) erzielt werden, die unter einem hohen Schwerefeld prozessiert werden (> 10,000 x g), da somit eine minimale Kreuzkontaminierung und eine maximale Rückgewinnung der gewünschten Substanz in Elutionsflüssikeit von der Membran möglich ist. Ein Nachteil ist jedoch die arbeitsintensive manuelle Behandlung der Zentrifugensäulen, welche das Fehlerrisiko und die Zeit für die Prozessierung erhöht, insbesondere wenn unterschiedliche Proben gleichzeitig behandelt oder verarbeitet werden sollen. Ein höherer Grad an Standardisierung und Automatisierung sowie ein höherer Durchsatz kann erzielt werden, indem man Multiwellplattenformate verwendet.
Die Firma QIAGEN GmbH aus Hilden, Deutschland, bietet ein breites Spektrum an Reinigungsprotokollen und an dafür benötigten Produkten für unterschiedliche Biomoieküle aus einer Vielzahl biologischer Proben an, die auf dem Grundprinzip des "Bind-Wash-E!ute"-Protokolls basieren. Im Handel ist beispielweise das Produkt "QIAGEN QIAprep Spin Miniprep Kit" erhältlich. Zu diesem Zweck werden unterschiedliche Filtermaterialien und Vorrichtungen verwendet, wie beispielsweise beschrieben in WO 03/040364 oder US 6,277,648. Bekannt ist also zur Prozessierung einer Probe ein Gefäß zu verwenden, welches oben offen und verschließbar ist. Am Grund des Gefäßes befindet sich eine Membran als Füterelement. Unterhalb der Membran befindet sich eine Öffnung in Form eines Stutzens, die mit beispielsweise einem Schlauch verbunden ist. Über diesen Schlauch kann Flüssigkeit aus dem Gefäß abgesaugt werden.
Zur Prozessierung wird die biologische Probe oben in das Gefäß hineingegeben. Anschließend wird die jeweils vorgesehen Lösung hineingegeben, also z. B. zunächst ein Lysepuffer, um die Probe aufzuschließen. Ist die Probe aufgeschlossen worden, so wird der Lysepuffer nach unten aus dem Gefäß herausgesaugt. Das Lysat enthält chemisch/physikalische Bedingungen, die eine Bindung der Nukleinsäure an das Trägermaterial bewirken. Die aufgeschlossene Probe (Lysat) wird anschließend gewaschen und eluiert.
Nachdem die Nukleinsäure der aufgeschlossenen Probe an die Membran gebunden oder adsorbiert wurde, werden Waschpuffer von oben in das Gefäß gegeben und nach unten aus dem Gefäß abgesaugt oder zentrifugiert. Der Waschpuffer erhält diese Bindung aufrecht, während er gleichzeitig ungewünschte Zellbestandteile aus der Membran wäscht.
Waschpuffer enthalten in der Regel Ethanol. Ethanol bewirkt eine Bindung von Nukleinsäure an eine als Filterelement wirkende Membran. Eine als Filter dienende Membran weist ein gewisses Todvolumen von beispielsweise 40μl auf. Es kann daher nicht verhindert werden, dass stets eine entsprechende Menge an Ethano! im Filter verbleibt. Ethanol trägt einerseits unerwünscht zur Bindung bei. Andererseits kann Ethanol aber auch das Ergebnis einer späteren Analyse verfälschen. Um die Nukleinsäure aus dem Gefäß nach unten entnehmen zu können und fehlerhafte Analyseergebnisse zu vermeiden, wird zunächst Ethanol entfernt, beispielsweise, indem das Gefäß zentrifugiert wird. Das Ethanol entweicht so aus der Membran und kann nach unten entnommen werden. Im Anschluss daran ist die Membran hinreichend frei von Ethαnol. Mittels Vakuum und Wärmezufuhr kann Ethanol aus der Membran alternativ entfernt werden.
Um die Nukleinsäure wieder von der Membran zu Sösen, wird eluiert. Dies geschieht regelmäßig mit Wasser oder einer schwach salzhaltigen wässrigen pH-stabilisierten Losung, im Anschluss an die Elution kann die Nukleinsäure durch die Membran hindurch aus dem Gefäß nach unten hin entnommen werden.
Problematisch bei diesem Stand der Technik ist, dass das Gefäß oder eine Vorrichtung mit diesem Gefäß immer wieder geöffnet werden muss, wie der Druckschrift „QIAamp® DNA Mini and Blood Mini Handbook, Second Edition, November 2007 (siehe http: //www 1 .qiageπ.com/HB/QIAampDNAMiniAndDNABIoodMiniKit_EN) zu entnehmen ist. Es kann so Probe nach außen entweichen. Es droht eine unerwünschte Kontaminierung.
Regelmäßig wird aber der Aufschluss einer biologischen Probe in einem zweiten, besser dafür geeignetem Gefäß durchgeführt, um so besonders effektiv aufschließen zu können. Ist die biologische Probe in einem zweiten Gefäß aufgeschlossen worden, so wird diese im Anschluss daran in das Gefäß mit dem Filterelement, also in eine Säule gefüllt und prozessiert. Durch das Umfüllen wird die Gefahr einer Kontamination weiter vergrößert.
Es gibt einige Publikationen zum Thema der Verarbeitung von biologischen Materialien. Beispielsweise offenbart US 6,060,022 ein automatisiertes System zur Probenverarbeitung, das einen automatisierten Zentrifugenapparat enthält. US 5, 166,889 beschreibt ein Sammelsystem für Blut, in dem eine Mehrzahl von Sammeigefäßen für direkten Zugriff in einem Trägerrad positioniert sind. US 2004/0002415 beschreibt ein automatisiertes Zentrifugensystem zum automatischen Zentrifugieren von Flüssigkeiten, die biologisches Material wie z.B. Nukleinsäuren enthalten, in einer allgemeinen Zentrifuge. WO 2005/01 9836 beschreibt einen Apparat zum Prozessieren von Flüssigkeitsproben. WO 001 38046 beschreibt ein automatisiertes Gerat zum Beladen einer Zentrifuge, bei dem Säulen der Zentrifuge überein automatisiertes Routing-System vorgestellt werden. EP 1 22772 beschreibt einen chemischen Manipulator zur Verwendung mit Reaktionsgefäßen. GB 2 235 639 beschreibt eine Zentrifuge mit einem den umlaufenden Kessel umgebenden Schutzmante!. Gemäß der WO 2006/042838 Al wird eine einmal verwendbare Cartridge mit einem System aus Mikrokanälen und Mikrokavitäten für einen vorgegebenen Prozessablauf nach der Probenaufnahme vorgeschlagen. Ein Apparat zum Prozessieren von biologischem Material ist aus der DE 10 2006 027 680 Al bekannt. Die DE 1 02005053463 Al offenbart eine Reaktionseinheit, umfassend ein Unter- und ein Oberteil zum Pipettieren von Flüssigkeiten, wobei das Unterteil aus einer Reaktionskavität mit einem durchlässigen Filtergittereinsatz besteht und das Oberteil eine Reaktionskavität darstellt, die mit dem Unterteil fixiert werden kann und eine Aussparung oder eine Hülse zur Aufnahme eines Magneten enthält. Nukleinsäure werden an magnetische Partikel gebunden. Aus dem Stand der Technik bekannte Vorrichtung zur automatisierten Durchführung einer Prozesεierung weisen vielfach den Nachteil auf, dass eine technisch aufwendige Apparatur eingesetzt werden muss. Ein Beispiel für eine technisch aufwendige Apparatur stellt beispielsweise die aus der US 2006/0281094 bekannte Vorrichtung dar. Solche Vorrichtungen sind relativ teuer und erfordern relativ viel Platz. Es ist nicht möglich, eine derart aufwendige und große Apparatur in mikrofluidische, beispielsweise aus der WO 2006/042838 Al bekannte Systeme zu integrieren.
Mikrofluidische Systeme sind vorteilhaft für die Integration von komplexen Abläufen in geschlossenen Systemen (Lyse, Sample Präparation, Amplifikation, Detektion). Dieser Bedarf für geschlossene Systeme ergibt sich im diagnostischen Umfeld, bei dem Kreuzkontaminationen vermieden werden müssen. Kreuzkontaminationen können besonders schwerwiegend beim Einsatz von sehr sensitiven Detektionsmethoden (z.B. PCR - Polymerase Chain Reaktion, also ein Verfahren, mit dem in einer Kettenreaktion kleinste Mengen eines DNA-Abschnitts vervielfältigt werden können.) sein, Desweiteren werden durch die Integration der Prozeduren Bedienungsfehler vermieden. Aus der Druckschrift US 2004/0229349 ist ein mikrofluidisches System für die Handhabung und/ oder Detektion von Partikeln wie Zellen oder Glasperlen bekannt. Gemäß dem in dieser Druckschrift offenbarten fünften Beispiel umfasst ein mikrofluidisches System einen Zuführungskanal und einen Kana! für Abfall, die über Filterkanäle miteinander verbunden sind. Teilchen gelangen über den Zuführungskanal in die Filterkanäle hinein. Die Partikel, so zum Beispiel rote Blutkörperchen werden von in den Filterkanälen befindlichen Filtern zurückgehalten. Flüssigkeit kann jedoch nach wie vor von dem Zuführungskanai über die Filterkanäle in den Abfallkanal gelangen. Durch Umkehr der Fließrichtung von Flüssigkeit durch die Filterkanäle hindurch sowie nach geeignetem Schalten von Ventilen werden die Partikel schließlich aus den Filterkanäten heraus in einen Aπaiysebereich transportiert. Aus der Druckschrift US 2004/0229349 ist nicht bekannt, für die Prozessierung verwendete Puffer durch einen Zu- bzw. Abfluss durch einen Filter eines Gefäßes hindurch in das Gefäß mit einer darin befindlichen biologischen Probe einzuleiten.
Um alternativ oder ergänzend zur PCR die Sensitivität zu steigern, können große Probenvoiumina aufgearbeitet werden. Die Aufarbeitung großer Volumen steht jedoch im Widerspruch zum Bedarf für mikrofluidische Systeme für die automatische Lyse, Prozessierung und/ oder Analyse von biologischen Proben. Es besteht daher Bedarf für Lösungen, die es erlauben, ein großes Probenvolumen über z.B. Filtration aufzuarbeiten und die isolierten Nukleinsäuren in einem kleinen Volumen über eine mikrofiuidische Schnittstelle einem mikrofluidischen System zur Verfügung zu stellen. Eine derartige mikrofluidische Schnittstelle für membranbasierende Präparationsmethoden ist nicht bekannt. In der Regel wird dieses Problem in integrierten Mikrosystemen über Bead basierende Aufreinigungsverfahren gelöst.
Aus der EP 1 382075 Al ist ein Extraktionsgerät mit einer Filtereinheit für die automatische Durchführung der Prozessierung (Binden-Waschen-Eluieren) von Nukleinsäuren bekannt. Dabei wird vom Anwender eine zuvor lysierte Probe auf die Filtereinheit gegeben. Der Durchlauf der Probe über die Filtermembrαn kann über Vakuum erfolgen. Nachfolgende Waschlösungen werden automatisiert zudispensiert und über die Membran gesaugt. Der Elutionsschritt erfolgt nach Zugabe eines Elutionspuffers in derselben Form. Diese Vorrichtung eignet sich aus nachfolgend genannten Gründen nicht für einen Anschluss an ein mikrofluidisches System, wenn das Gefäßvolumen groß sein soll.
Für die Probenaufbereitung mit filterbasierenden Spinsäulen wird stets der „Bind-Wash-Eiute" Prozess gefahren. Hier werden die Flüssigkeiten ausschließlich von oben auf die Membran gegeben - so zum Beispiel auch bei der aus der EP 1 382675 Al bekannten Vorrichtung - und unten am Auslass abgeführt (durch Zentrifugation oder Vakuum). Ist das Gefäß- bzw. Säulenvolumen groß, um große Flüssigkeitsmengen aufnehmen zu können, so ist diese zweckmäßig so beschaffen, dass leicht große Volumen von oben zugeführt werden können. Für die Elution in kleinen Volumen muss die Flüssigkeit jedoch exakt mittig auf die Membran pipettiert werden, um eine effiziente Elution zu erreichen . Damit ist das Zuführen von kleinen Flüssigkeitsmengen von oben für eine Anbindung an mikrofluidische Systeme nicht oder nur schwer umzusetzen und in jedem Falle nicht vorteilhaft.
Es ist Aufgabe der Erfindung, ein Verfahren und eine Vorrichtung für die automatische Prozessierung biologischer Proben bereitzustellen, die ein relativ großes Volumen haben können und die von einem mikrofluidischen System weiter verarbeitet werden.
Zur Lösung der Aufgabe wird ein verschließbarer oder verschlossener Behalter verwendet, der mit einem Filter versehen ist. Der Filter kann aus einem Silica-Gel bestehen. Eine biologische Probe wird in den Behälter gebracht und der Behälter wird vorzugsweise verschlossen, Die biologische Probe kann bereits aufgeschlossen sein. Die in den Behälter gebrachte Probe kann aber auch erst im Behalter bei Durchführung der Prozessierung aufgeschlossen werden. Unterhalb des Filters ist ein Zu- bzw. Abfluss für Flüssigkeit vorgesehen. Für die Durchführung der Prozessierung werden im Behälter befindliche Flüssigkeiten nicht nur durch den Filter hindurch abgesaugt und über den Zu- bzw, Abfluss weitergeleitet, sondern hierüber werden für die Prozessierung benötige Flüssigkeiten auch durch den Filter hindurch in den Behälter gepumpt. Da nur eine Leitung für eine automatisierte Prozessierung benötigt wird, kann der Behälter relativ einfach mit einem mikrofluidischen System verbunden werden. Es können aber auch zwei Leitungen durch den Gefäßgrund hindurchgeführt sein, wobei eine Leitung bevorzugt dem Zufluss und eine andere Leitung bevorzugt dem Abfluss dient. Allerdings hat sich eine Leitung als völlig ausreichend herausgestellt. Während der Prozessierung kann das Gefäß verschlossen bleiben. Kontaminationen, die andernfalls leicht auftreten können, werden so vermieden. Da der Behälter leicht mit einem mikrofluidischen System verbunden werden kann, kann der Behälter relativ groß sein und erst mit dem mikrofluidischen System verbunden werden, wenn dies für die Durchführung einer automatisierten Prozessierung erforderlich ist. Der Behälter kann allerdings auch fest mit einem Zu- bzw. Abfluss eines mikrofluidischen Systems verbunden sein. Ein mikrofluidisches System ist dabei ein geschlossenes System, mit dem eine biologische Probe automatisiert oder halbautomatisch präpariert und/ oder analysiert wird. Die Durchmesser der Kanäle des mikrofluidischen Systems sind relativ klein und insbesondere nicht größer als 1 mm. Ein mikrofluidisches System im Sinne der Erfindung besteht im wesentiichen aus einem flachen Substrat, welches mit Kanälen, Kammern und Ventilen versehen ist. Das Substrat ist vorzugsweise nur wenige cm breit und lang beispielsweise maximal 1 0 cm breit und lang und weist beispielsweise die Grundfläche einer Scheckkarte auf. Das Substrat kann bereits miniaturisierte Pumpen umfassen.
Um ein großes Volumen im Sinne der Erfindung prozessieren zu können, beträgt das Gefäßvolumen insbesondere wenigstens 150 μ\, vorzugsweise wenigstens 0,5 ml, besonders bevorzugt wenigstens 1 ml. Vorzugsweise beträgt das Gefäßvolumen maximal 3 ml. in vielen Folien ist es möglich, eine biologische Probe im Behälter mit einem Lysepuffer, aSso einer Lösung aufzuschließen. Vorteilhaft wird dann der Lysepuffer ebenfalls über den Zu- bzw. Abfluss durch den Filter hindurch dem Gefäß zugeführt, um so automatisiert auch den Aufschluss der Zellen durchführen zu können. Ist der Aufschluss abgeschlossen, so wird der Lysepuffer durch den Filter hindurch über den Zu- bzw. Abfiuss abgesaugt. Es verbleibt dann eine im Gefäß befindliche aufgeschlossene Probe, also Nukleinsäure, die in der Regel an dem Filter haftet.
Um eine im Gefäß befindliche biologische Probe aufschließen zu können, muss diese regelmäßig mit einem Lysepuffer hinreichend intensiv vermischt werden. Andernfalls ist ein effektives Aufschließen einer biologischen Probe nicht möglich. Versuche haben gezeigt, dass das erforderliche Mischen durch wiederholtes teilweises Absaugen von Lysepuffer und zurückpumpen in das Gefäß hinein durch den Zu- bzw. Abfluss gelingt. Als besonders wichtig hat sich dabei herausgestellt, dass der Lysepuffer dabei durch den Filter gepumpt wird. Hierdurch ergeben sich im Gefäß starke Verwirbelungen, die sich als wichtig für ein effektives Vermischen herausgestellt haben.
Wird die biologische Probe in dem Gefäß aufgeschlossen, in dem im Anschluss daran prozessiert wird, so kann ein Umfüllen der biologischen Probe von einem Gefäß in ein zweites vermieden werden. Die Gefahr einer Kontamination wird entsprechend herabgesetzt.
Im Anschluss an ein Aufschließen mit Lysepuffer wird in einer Ausführungsforrn der Erfindung anschließend Ethanol in das Gefäß gebracht und zwar vorzugsweise über den Zu- bzw. Abfluss. Es befindet sich zu diesem Zeitpunkt Lysepuffer und Probe im Gefäß. Ethanol trägt zwar auch ergä nzend zum Aufschluss bei. Entscheidend ist allerdings, das Ethanol bewirkt, dass die Nukleinsäure verstärkt an den Filter bindet. Wird nun Lysepuffer nebst Ethanol im über den Filter sowie Zu- bzw. Abfluss vollständig abgepumpt, so bleibt die Nukleinsäure der aufgeschlossenen Probe zurück.
Sowohl das Gefäß, das Filterelement bzw. der Füter, als auch die Zuleitungen sind dann im Rahmen des Möglichen frei von Lysepuffer und Ethαπol. im Anschluss daran werden ein oder mehrere Waschpuffer in das Gefäß von unten hinein gepumpt. Der Filter nebst der aufgeschlossenen biologischen Probe wird so gewaschen und zwar wiederum vorzugsweise durch mehrfaches Zuführen und Absaugen von Waschpuffer, so dass Verwirbelungen im Gefäß erzeugt werden. Die aufgeschlossene Probe bzw. Nukleinsäure wird dadurch gereinigt und zwar besonders zuverlässig, wenn in vorgenannter Weise Verwirbelungen dabei erzeugt werden. Fette, Lipide und Proteine werden durch das Waschen entfernt.
Im Anschluss daran werden die Waschpuffer bzw. der zuletzt verwendete Waschpuffer wieder vollständig aus dem Gefäß und dem Zu- bzw. Abfluss abgesaugt.
Befindet sich im Anschluss daran Ethanol im Filter, so wird Ethanol zunächst entfernt. Vorzugsweise wird Ethanol durch Wärmzufuhr sowie durch Erzeugen eines Vakuums im Gefäß entfernt, um mechanische Bewegungen, die ein angeschlossenes mikrofluides System beschädigen könnten, zu vermeiden.
Im Anschluss daran wird Elutionsflüssigkeit, also beispielsweise Wasser oder schwach salzhaltiges Wasser von unten durch den Filter hindurch in das Gefäß gepumpt, vorzugsweise wieder zurückgesaugt und wieder hindurch gepumpt, um so nicht nur Elutionsflüssigkeit in das Gefäß zu bringen, sondern darüber hinaus Verwirbelungen zu erzeugen. Wiederum wird durch das Verwirbeln die Effizienz der Desorption der Nukleinsäuren gesteigert. Es gelingt so, die Ausbeute im Vergleich zum Stand der Technik, bei dem die diversen Flüssigkeiten bzw. Lösungen im Rahmen der Prozessieruπg von oben in ein Gefäß mit Filterelement eingefüllt und nach unten abgesaugt werden, zu erhöhen.
Figur 1 zeigt ein erstes Beispiel einer anspruchsgemäßen Vorrichtung und zwar einen Schnitt durch ein Gefäß 1 , welches mit einem mikrofluidischen System 2 über einen Zu- bzw. Abfluss 3 verbunden ist. Der Zu- und Abfluss wird durch eine Hohlnadel 3 mit einem darin befindlichen Filter 1 0 gebildet. Kanäle 4 des mikrofluidischen Systems sowie die Hohlnadel 3 weisen einen Durchmesser von nicht mehr als 1 mm auf. Das mikrofluidische System umfasst darüber hinaus Ventile 5 und ό und/ oder Pumpen, um Flüssigkeit dosiert in das Gefäß 1 pumpen oder Flüssigkeit aus dem Gefäß absaugen zu können. Der Grund des Gefäßes wird durch eine Gummimembran gebildet 7. Mit der Hohlnadel 3 wird die Membran 7 durchstochen und so das mikrofluide System mit dem Gefäß 1 verbunden. Die Hohlnadel 3 weist im Inneren eine Filtermembran 10 auf. Flüssigkeit, die aus dem Gefäß 1 in das mikrofluide System 2 gelangt oder umgekehrt, passiert zwingend den Filter 1 0 .
Das Gefäß 1 umfasst einen Deckel 8 mit Druckausgleich, mit dem das Gefäß oben verschlossen werden kann. Der Druckausgleich ist durch eine semipermeablen, hydrophoben Membran gewährleistet. Hierfür können PTFE Membranen (auch bekannt als GoreTex Membran) der Firma Gore benutzt werden. Durch den Druckausgleich wird ein (zu großer) Unter- oder Überdruck im Gefäß vermieden. Im unteren Bereich verjüngt sich das Gefäß trichterförmig zur Membran 7 hin, um Flüssigkeit möglichst vollständig aus dem Gefäß nach unten hin absaugen zu können. Heizelemente 9 liegen außen an dem Gefäß 1 an.
Der obere Durchmesser des Gefäßes kann einige Zentimeter, so zum Beispiel 2 cm betragen. Das Gefäß kann einige Zentimeter hoch sein, so zum Beispiel 2,5 cm. Das Gefäßvolumen kann einige ml betragen, so zum Beispiel 800 μl bis 5 ml . Als Gefäß kann eine Spin Colurmn, so zum Beispiel der Firma Qiagen aus Hilden, Deutschland, eingesetzt werden. Als Filter kann ein Glasfasergewebe mit einer Poreπgröße von beispielsweise 0,7 μm bis 4 μm eingesetzt werden. Das Gefäß kann aus einem Kunststoff bestehen.
Zur Durchführung des erfindungsgemäßen Verfahrens wird zunächst eine Probe von oben in das Gefäß 1 gefüllt. Dies kann mit Hilfe einer Pipette bei geöffnetem Deckel oder über einen im Deckel vorhandenen Adapter, zum Beispiel einem Luer-Adapter geschehen. Der Deckel 8 kann aber auch mit einer Nadel durchstochen werden, um so eine biologische Probe in das Gefäß zu bringen. Zu diesem Zweck kann der Deckel ein Gummiseptum enthalten, das durchstochen wird.
Bei einem entsprechend geöffnetem ersten Ventil 5 eines angeschlossenen mikrofluidischen Systems wird bei dem in Figur 1 gezeigten Beispiel zweckmäßig über einen ersten zuführenden Kanal und über den Zu- bzw. Abfluss bzw, Hohlnadel 3 zum Beispiel der kommerziell erhältliche QIAGEN Lysepuffer AL in das Gefäß 1 gepumpt und mit der Probe intensiv vermischt, indem über Pumpen und Saugen der Flüssigkeitsstand im Gefäß 1 gehoben und abgesenkt wird. Dabei entstehen aufgrund der Membran 6 starke Turbulenzen im Gefäß. Durch das zweite, dann vorübergehend geöffnete Ventil 6 hindurch wird abgesaugt und im Wechsel damit durch das erste, zu gegebener Zeit geöffnete Ventil 5 hindurch Flüssigkeit in das Gefäß gepumpt.
Im Anschluss daran wird zum Beispiel Ethanol ais Bindungmediator durch das Ventil 5 hindurch in das Gefäß 1 gepumpt. Das Lysat wird so mit dem Ethanol (EtOH) vermischt.
Nach dem Vermischen des Lysats mit dem Ethanol wird das Ventil 5 geschlossen, das Ventil 6 geöffnet und im Kanal mit dem Ventil 6 ein Unterdruck erzeugt. Dadurch wird das Lysat über den Filter 1 0 gezogen. Die Flüssigkeit wird so aus dem Gefäß 1 herausgesaugt. Nukleinsäuren werden dabei an den Filter 10 gebunden.
Im Anschluss daran wird zum Beispiel mit den kommerziell erhältlichen Waschpuffern AWl und AW2 gewaschen. Und zwar wird das Ventil 6 geschlossen und das Ventil 1 geöffnet. Zuerst kann AW2 in das Gefäß gepumpt werden. Dann wird das Ventil 5 verschlossen, das Ventil ό geöffnet und hierüber der Waschpuffer wieder aus dem Gefäß 1 abgesaugt. Im Anschluss daran wird in gleicher Weise der Waschpuffer AWl in das Gefäß gepumpt und wieder abgesaugt, Die Reihenfolge der verwendeten Waschpuffer kann geändert werden. Nach dem vollständigen Abpumpen der Waschpuffer durch das Ventii ό hindurch wird das Gefäß 1 mit Hilfe der Heizelemente 9 beheizt und die erhitze Luft durch das geöffnete Ventil 6 hindurch abgepumpt. Ethanol wird so vor allem auch aus dem Filter praktisch vollständig entfernt. Ein Aufheizen auf 60aC genügt. Beträgt das Gefäßvolumen 1 ml, so genügen in der Regel jeweils 500 μl Puffer zur Durchführung des Verfahrens.
Nach Schließen des Ventils 6 und Öffnen des Ventils 5 wird zum Beispiel 50 μl des kommerziell erhältlichen Elutionspuffers AVE durch das geöffnete Ventil 5 in das Gefäß 1 hindurch gepumpt. Durch Schalten der Ventile 5 und 6 sowie durch entsprechendes Pumpen und Absaugen wird Elutionspuffer mehrfach an dem Filter 10 vorbeigeführt.
Der Elutionspuffer kann in einer Ausführungsform der Erfindung vorteilhaft in eine PCR-Kammer 1 1 des mikrofiuidischen Systems gepumpt werden, um darin befindliche getrocknete PCR-Reagenzien zu lösen, um so schnell und einfach eine PCR durchzuführen. Das Volumen der PCR-beträgt typischerweise 50 - 100 μl und ist damit wesentlich kleiner als das Volumen des Gefäßes 1 .
Bei der in Figur 1 gezeigten Ausführungsform ist es vorteilhaft möglich, das Gefäß 1 vom mikrofluiden System getrennt zu fertigen und aufzubewahren und erst zeitlich unmittelbar vor Durchführung der Präparation einer biologischen Probe miteinander zu verbinden. Bei dieser Ausführungsform muss nicht zwingend ein Deckel 8 vorgesehen sein. Statt dessen kann der Membranverschluss 7 eine Öffnung verschließen, über die das Gefäß 1 mit einer biologischen Probe gefüllt wird. Ein Mittel zur Herbeiführung eines Druckausgleichs kann statt im Bereich des Deckels 8 auch beispielsweise seitlich vorgesehen sein. Ein Mittel für die Schaffung eines Druckausgleichs im Gefäß 1 ist aber nicht zwingend erforderlich und zwar vor allem dann nicht, wenn das Gefäß stets nur teilweise mit Flüssigkeit gefüllt wird.
Es ist aber auch möglich, eine feste Verbindung, zum Beispiel eine Schraubverbindung zwischen dem Gefäß 1 und dem mikrofiuidischen System 2 vorzusehen . Dann ist eine Ausgestaltung des Zu - bzw. Abflusses als vorstehende Hohlnadel überflüssig, Es genügt ein normales Röhrchen bzw. Kanal .
Zum Nachweis der Machbarkeit wurde genomische DNA aus 200 μ\ CPDA- Blut (Blutbeutel) mit denn kommerziell erhältlichen QIAamp Mirco Kit der Firma QIAGEN aus Hilden, Deutschland, präpariert. Das erfindungsgemäße Verfahren wurde folgendermaßen durchgeführt.
• Die QSAamp MinElute Spin Column wurde auf einen Luer Drei -Wege
Hahn gesteckt und diente als Gefäß im Sinne der vorliegenden Erfindung .
• 20 μl Proteinase K und 200 μ\ Blut wurden von „oben" in die Säule gefüllt. • Durch einen Kanal des Luer Hahns wurde von „unten" der Säule 200μl
Puffer AL zugeführt.
• Durch Vor- und Zurückbewegen des Spritzenkolbens einer angeschlossenen 1 ml Spritze wurden die Flüssigkeiten innerhalb der Säule und in der Spritze vermischt. • Der Säuleninhalt wurde nun in ein Eppendorf-Tube überführt und 1 5 min bei 5ό°C inkubiert. Dieser Inkubationsschritt kann auch alternativ in der Säule durchgeführt werden, in dem die Säule mit einem weiblichen Luer-Stopfeπ verschlossen wird und in einem Eppendorf Thermomixer (gehalten von dem „Collection Micro-Tube; im Kit enthalten) inkubiert wird. Hierbei muss der Wärmeeintrag wegen der doppelten Wandung optimiert werden. Prinzipiell wurde gezeigt, dass auch diese Variante des Protokolls funktioniert.
• Nach Inkubation und Rückführung des Lysats in die Spin-Column wurde über den Luer Hahn 200 μl Ethanol von unten der Säule zugeführt. • Durch Vor- und Zurückbewegen des Spritzenkolbens wurden die
Flüssigkeiten innerhalb der Säule vermischt.
• Der Säuleninhalt wurde nun durch eine großvolumige Spritze abgesaugt. Hierbei wird die DNA an die Silikamembran gebunden • Nun werden 500 μ\ Wαschpuffer AWl mit einer Spritze von unten in die Säule hinein zugeführt, und durch Vor- und Rückbewegen des Spritzenkolbens wird die Membran gewaschen. Der Säuleninhalt wurde nun durch eine großvolumige Spritze abgesaugt, • Der vorangegangene Schritt wird mit dem Waschpuffer AW2 wiederholt.
• Nach Entfernung des Waschpuffers wird die Membran unter Vakuum von unten getrocknet (4 min bei -800 mbar).
• Die DNA wird nun mit 50 μl Puffer AE eluiert. Hierzu wird das Volumen mit einer I mI Spritze zugeführt, und durch Vor- und Zurückbewegen des Spritzenkolbens für 30 sec wird die DNA aus der Membran eluiert. Das gesamte Eiuat wird wieder in die Spritze zurückgesaugt und in ein 1 ,5 ml Reaktionsgefäß Microtube überführt, um manuell quantitative und qualitative Analysen durchführen zu können.
Bei Referenzproben wurde das Protokoll gemäß den im QIAamp Blood Mini Kit Handbuch der Firma Qiagen aus Hilden, Deutschland, beschriebenen Vorgaben durchgeführt.
Nach der Präparation wurden die Nukleinsäuren auf einem Agarosegei elektrophoretisch aufgetrennt. Nach der Auftrennung wurden die Nukleinsäurefragmente in einem Ethidiumbromid-haltiges Wasserbad eingefärbt, auf einer UV-Leuchtplatte zum Leuchten gebracht und durch ein Fofodokumentationssystem abgelichtet. Die genomische DNA ist als helle Bande im oberen Drittel der Figur 2a zu sehen.
Die Figuren 2 und 3a und 3b zeigen die Analysedaten der beschriebenen Versuche. Figur 2 bezieht sich auf Agarose Gel. Die Stärke, mit anderen Worten die Leuchtintensität (Anzahl und Fiäche weisser Pixel) einer Bande in der Figur 2 ist ein Maß für die Quantität. Die Lage und die Ausprägung der Banden ist ein Maß für die Qualität. Das Gel bestätigt, dass vergleichbare Konzentrationen unabhängig davon erhalten werden, ob gemäß dem aus dem Stand der Technik bekannten Handbuch oder gemäß dem anspruchsgemäßen Verfahren vorgegangen wird.
Die Figuren 3a und 3b beziehen sich auf Agarose Gel nach PCR. Die Banden in der Spalte „Ref." beziehen sich auf die nach dem Stand der Technik durchgeführten Vergieichsversuche. Die Banden in der Spaite „A" beziehen sich auf die erfindungsgemäß durchgeführten Versuche. Es wurden unterschiedliche Volumina an Eluat der Proben in eine PCR eingesetzt, nämlich I μl Eluat (Figur 3a) und l Oμl Eluat (Figur 3b) und danach auf einem Agarosegel aufgetrennt, Die Banden in der Bildmitte (vertikal gesehen) zeigen die amplifizierte Nukleinsäure. Es wurden praktisch keine Unterschiede zwischen einer Bande, die aus einem Vergleichsversuch erhalten wurde, und einer Bande, die erfindungsgemσß erhalten wurde, festgestellt. Hieraus folgt erstens, dass die gewonnene Nukleinsäure erfolgreich für PCR Reaktion benutzt werden können. Zweitens zeigt der Erfolg bei 10 μl Eluatinputvolumen, dass die Qualität der Nukleinsäure nicht inhibierend auf die PCR wirkt. Je nach Präparationsmethode kann es vorkommen, das bei 10 μl Eiuatinputvolumen die PCR nicht funktioniert, weil inhibitorische Moleküle ais Verunreinigung im Eluat vorliegen und bei erhöhtem Eluatinputvolumen in die PCR drastische Auswirkungen hervorrufen.
Die durchgeführten Versuche zeigen also, dass eine erfindungsgemäß im Vergleich zum Stand der Technik veränderte Führung der Flüssigkeiten bei Spin-Columns möglich ist, ohne Nachteile in Bezug auf die erhaltenen Ergebnisse in Kauf nehmen zu müssen. Die veränderte Führung der Flüssigkeiten bei Spin-Coiumns eröffnet neue Möglichkeiten in der Umsetzung von Membrantechnologie zur Nukieinsäurereinigung im mikrofluidischen Umfeld.
Figur 4 zeigt eine alternative Ausführuπgsform mit einem Zufluss 3a und einem Abfluss 3b, die jeweils als Hohlnadel ausgestaltet sind. Zufluss und Abfluss liegen nahe beieinander. Daher ist es bei dieser Ausgestaltung ebenfalls sehr leicht möglich, das relativ große Gefäß ( 1 ) mit einem mikrofluidischen System zu verbinden, um so ein großes Gefäßvolumen bereitzustellen. Das Gefäßvolumen ist insbesondere dann relativ groß, wenn es wenigstens doppelt so groß, vorzugsweise wenigstens dreimal so groß wie das Volumen der größten Kammer ist, die in das mikrofluidische System integriert ist. Also ist dann beispieisweise das Volumen des Gefäßes 1 wenigstens doppelt, vorzugsweise wenigstens dreimal so groß wie das Volumen der gezeigten PCR-Karnmer 1 1 .
Aus Figur 4 wird deutlich, dass nicht zwingend derselbe Filter für den Zu- und Abfluss eingesetzt werden muss. Der Zufluss muss noch nicht einmal zwingend einen Filter umfassen, um das relativ große Gefäß ( 1 ) geeignet mit einem mikrofiuidischen System verbinden zu können. Allerdings handelt es sich dann um eine verschlechterte Ausführungsform der Erfindung, da die Erzeugung von erwünschten Turbulenzen schwieriger ist.
Anstelle von Gummimembraneπ können auch andere aus elastischem Material bestehende Membranen eingesetzt sein. Von besonderer Bedeutung ist dabei lediglich, dass eine solche Membran von einer Nadel durchstoßen werden kann und im Anschluss daran die Nadel außen flüssigkeitsdicht mit der Membran verbunden ist. Kann eine Membran elastisch ausgedehnt werden, so kann diese für einen Druckausgleich sorgen. Insbesondere ist diese für eine relativ großflächige Membran von Bedeutung, die das Gefäß nach oben hin begrenzt.
Figur 5 zeigt ein weiteres Beispiel einer Vorrichtung zur Du rchführung des erfindungsgemäßen Verfahrens. Mit einem mikrofiuidischen System 2 ist eine Kammer I a fest verbunden. Die Kammer I a ist vorzugsweise relativ klein zu einem zugehörigen Gefäß 1 . Insbesondere ist das Volumen des Gefäßes 1 wenigstens doppelt so groß wie das Volumen der Kammer I a. In der Kammer I a befindet sich ein Filter 10. Unterhalb des Filters 10 gibt es einen Zufluss bzw. Abfluss 1 3, über die Flüssigkeit aus dem mikrofiuidischen System 2 in die Kammer I a geleitet werden kann und umgekehrt. Oberhalb des Filters 10 weist die Kammer I a eine Hohlnadel 1 2 auf, mit der ein Gummiseptum oder eine Membran 7 des Gefäßes 1 durchstochen werden kann, um so eine Verbindung zwischen der Kammer I a und dem Gefäß 1 zu schaffen. Diese Ausführungsform weist gegenüber der in Figur 1 gezeigten Ausführungsform den Vorteil auf, dass das Fiiterelement 1 0 leicht eine relativ große Oberfläche aufweisen kann, da sich das Filterelement nicht in einer dünnen Hohlnadel befindet, sondern in einem sehr viel breiteren Gefäß. Die größere Fiiteroberfläche wirkt sich günstig auf die Durchführung des
Verfahrens aus. So steht mehr Fläche zur Verfügung, um Turbulenzen und damit eine gute Durchmischung zu erzeugen. Die in Figur 5 gezeigte Ausführungsform weist gegenüber einer in der nachfolgenden Figur 6 gezeigten Ausführungsform den Vorteil auf, dass ein auf dem mikrofluidischen System fest aufgebrachtes Gefäß bzw. Kammer relativ klein sein kann. Die gute Handhabbarkeit des mikrofluidischen System wird so durch das aufgebrachte Gefäß bzw. die aufgebrachte Kammer weniger beeinträchtigt. Im übrigen funktioniert die in Figur 5 gezeigte Ausführungsform in gleicher Weise wie die in Figur 1 gezeigte Ausführungsform.
Figur ό zeigt den Fall, dass das Gefäß 1 fest mit dem mikrofluidischen System 2 über einen Zufluss bzw. Abfiuss 1 3 verbunden ist. Im Gefäß 1 befindet sich nahe bei dem Zu- bzw. Abfiuss 13 ein relativ großflächiges Filterelement 10.
Das aπspruchsgemäße Verfahren kann auch auf Proteine übertragen werden.

Claims

Ansprüche
1 . Verfahren f ür die Prozessierung einer biologischen Probe in einem
Gefäß (1 ) mif einem Filferelement (1 0) und einer im Gefäß oder Kammer (1 , I a) befindlichen biologischen Probe, dadurch gekennzeichnet, dass für die Prozessierung verwendete Puffer durch einen Zu- bzw. Abfluss (3, 1 3) sowie durch den Fiiter (1 0) hindurch in das Gefäß und/ oder Kammer (1 , I a) geleitet werden.
2. Verfahren nach Anspruch 1 , bei dem die Puffer über ein mikrofluidisches System (2) in das Gefäß ( 1 ) gepumpt werden sowie über das mikrofluidisches System (2) aus dem Gefäß und/ oder Kammer (1 , I a) abgesaugt werden,
3. Verfahren nach dem vorhergehenden Anspruch, bei dem die
Durchmesser der Kanäle des mikrofluidischen Systems nicht größer als 1 mm sind.
4. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem das Füllvolumen des Gefäßes (1 ) wenigstens 1 50 μl, vorzugsweise 1 ml beträgt.
5. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem ein Lysepuffer für das Aufschließen der im Gefäß und/ oder Kammer ( 1 , I a) befindlichen biologischen Probe durch den Fiiter ( 1 0) hindurch in das Gefäß und/ oder die Kammer (1 , 1 a) gepumpt wird.
ό. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem der
Flüssigkeitspegel eines im Gefäß und/ oder in der Kammer (1 , I a) befindlichen Puffers mehrmals gehoben und gesenkt wird, indem der
Puffer teilweise durch den Filter (1 0) hindurch in das Gefäß und/ oder in die Kammer ( 1 , I a) gepumpt und teilweise hierüber herausgesaugt wird.
7. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem Ethanol durch den Filter ( 1 0) hindurch in das Gefäß und/ oder Kammer (1 , I a) mit einer darin befindlichen, aufgeschlossenen Probe gepumpt und anschließend über den Filter aus dem Gefäß ( 1 ) und/ oder aus der Kammer (1 , 1 a) herausgesaugt wird.
8. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem ein Waschpuffer durch den Filter ( 1 0) hindurch in das Gefäß und/ oder Kammer (1 , I a) mit einer darin befindlichen, aufgeschlossenen Probe gepumpt und anschließend über den Filter aus dem Gefäß und/ oder
Kammer (1 , 1 a) herausgesaugt wird,
9. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem Ethanol durch Erhitzen des Gefäßes und/ oder Kammer (1 , I a) und/ oder Absaugen aus dem Gefäß entfernt wird.
1 0. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem eine Elutionsflüssigkeit durch den Filter ( 1 0) hindurch in das Gefäß ( 1 ) mit einer darin befindlichen, aufgeschlossenen Probe gepumpt und/ oder Kammer (I a) und anschließend über den Filter aus dem Gefäß und/ oder Kammer ( 1 , 1 a) herausgesaugt wird.
1 1 . Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem das Gefäß ( 1 ) über eine Hohlnadel (3, 3a, 3b) mit einem mikrofluidischen System (2) verbunden wird.
1 2. Vorrichtung zur Durchführung eines Verfahrens nach einem der vorhergehenden Ansprüche mit einem mikrofluidischem System (2) u nd einem damit über einen Filter ( 1 0) flüssigkeitsleitend verbundenem Gefäß (1 ), wobei das Voiumen des Gefäßes größer, vorzugsweise sehr viel größer im Vergleich zu Volumen von Kammern ( I a, 1 1 ) ist, die Teil des mikrofluidischen Systems sind.
1 3. Vorrichtung nach dem vorhergehenden Anspruch, bei der die
Durchmesser der Kanäle des imikrofiuidischerm System (2) nicht größer als 1 mm sind.
1 4. Vorrichtung nach einem der beiden vorhergehenden Ansprüche, bei der das Θefäßvolumen des Gefäßes ( 1 ) wenigstens 1 50 μl, vorzugsweise wenigstens 1 ml beträgt.
1 5. Vorrichtung nach einem der drei vorhergehenden Ansprüche, bei der das Gefäß (1 ) auf das Substrat eines mikrofluidischeπ Systems (2) aufgesetzt ist.
1 6. Mikrofiuidisches System für eine Vorrichtung nach einem der vorhergehenden Ansprüche mit einem Substrat und darin befindlichen und/ oder darauf aufgebrachten Kanälen (4), Ventilen (5, 6), Kammern
( I a, 1 1 ) und/ oder Pumpen, gekennzeichnet durch eine mit wenigstens einem Kanal (4) verbundene Hohlnadel (3, 3a, 3b) für das Durchstoßen des Grundes (7) eines Gefäßes (1 ).
1 7. Mikrofiuidisches System nach dem vorhergehenden Anspruch mit einem Filter (1 0) in einer Hohlnadel (3, 3a, 3b).
1 8. Mikrofiuidisches System nach einem der beiden vorhergehenden Ansprüche, wobei die Durchmesser der Kanäle des Systems nicht größer als 1 mm sind .
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